Souris
Evaluation de nouvelles cibles thérapeutiques dans des modèles d’inflammation cutanée
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Troubles sensoriels
6025 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré pour 5950 d'entre elles, toutes tuées à l'issue pour prélever tissus, sang et organes. Elles sont épilées à la crème dépilatoire puis rasées chaque semaine, reçoivent des composés quotidiennement, subissent jusqu'à trois prises de sang en sept jours, des mesures d'inflammation répétées, des prises de température par voie rectale et jusqu'à quatre imageries sous anesthésie gazeuse en une semaine. Le porteur décrit des rougeurs, des gonflements, une desquamation, des démangeaisons et un comportement de grattage, et pour les modèles humanisés une réaction du greffon contre l'hôte avec diarrhées, alopécie et perte de poids. Les traitements espérés visent les 20 à 30 % de patients atteints de dermatite atopique ou de psoriasis qui ne répondent pas aux thérapies existantes, et le porteur conclut que les tests in vitro et in silico ne reproduisent pas la complexité d'un "organisme entier".
Objectifs
Les maladies inflammatoires cutanées telles que la dermatite atopique et le psoriasis touchent environ de 4% de la population mondiale. Ces pathologies inflammatoires chroniques de la peau se manifestent par des plaques rouges, et des démangeaisons. Il s'agit le plus souvent d'une maladie bénigne, mais il existe des formes sévères. L’approche envisagée n’est pas spécifique d’une pathologie donnée mais plutôt des voies mécanistiques conduisant à des pathologies liées à l’exacerbation de l’immunité locale chez le patient. Le projet vise à caractériser les modifications de la réponse immunitaire et à identifier les voies de signalisation cellulaire impliquées dans ces pathologies. Ce projet a également pour but d’évaluer l'efficacité et la sécurité de nouvelles molécules thérapeutiques sur les facteurs et voies contribuant aux symptômes des maladies inflammatoires de la peau (évaluation de l’impact de ces molécules sur la modulation des réponses immunitaires, détermination des doses optimales et des profils de sécurité). Environ 20 à 30 % des patients ne répondent pas aux thérapeutiques existants ou n’entrent pas en rémission totale. Il est donc nécessaire de développer des nouvelles thérapies pour ces patients et d’améliorer les modalités vers des traitements par voie orale.
Bénéfices attendus
Le projet vise à développer des modèles de souris pour mieux comprendre les inflammations de la peau, comme celles qu’on retrouve dans l’eczéma, la dermatite atopique ou le psoriasis. Ces modèles permettront aux chercheurs d’étudier en détail comment le système immunitaire réagit, comment les cellules interagissent entre elles, et de tester de nouvelles pistes de traitement. À court terme, cela aidera à identifier des molécules capables de calmer les inflammations, qu’elles soient soudaines ou chroniques. L’objectif est de trouver des traitements efficaces, sûrs et adaptés à plusieurs maladies de peau. L’approche choisie ne se limite pas à une seule maladie, mais s’intéresse aux mécanismes communs à plusieurs troubles liés à une réaction excessive du système immunitaire. Nous utiliserons aussi des techniques d’imagerie avancées pour suivre, sans intervention invasive, comment les traitements se diffusent dans le corps et sont éliminés. Cela permettra de mieux comprendre leur fonctionnement et leur efficacité. À plus long terme, les résultats de ce projet enrichiront les connaissances scientifiques sur les maladies inflammatoires et immunitaires. Ces données seront partagées avec la communauté scientifique et pourront servir à faire avancer les essais cliniques et à obtenir les autorisations nécessaires pour mettre de nouveaux médicaments sur le marché. L’imagerie pourrait même, à terme, aider au diagnostic ou au suivi de ces maladies chez les patients.
Procédures
Les animaux seront soumis à plusieurs types d’interventions : -Une épilation à la crème dépilatoire et entretien par rasage : intervention optionnelle (seulement en cas d’application de composé sur la peau du dos) : 5 minutes maximum, 1 fois et entretien 1 fois par semaine (Imagerie). -Des administrations de composés: 1 minute maximum, quotidiennement ou de manière plus espacée dans le temps. -L’administrations de cellules immunitaires recombinantes ou non pour un traceur d’imagerie (pour le suivi en imagerie en particulier): intervention optionnelle, 1 minute maximum, 1 seule fois. -Des prises de sang : environ 15 secondes, au plus 3 fois sur une durée de 7 jours. -Des mesures de l’inflammation : environ 15 secondes, quotidiennement ou de manière plus espacée dans le temps. -Des analyses par imagerie : 5-25 minutes maximum sous anesthésie gazeuse, au plus 4 fois sur une durée de 7 jours puis deux fois par semaine. L’ensemble des interventions serons réalisées préférentiellement les unes à la suite des autres (réduction du nombre de contention) et pendant les anesthésies gazeuses (imagerie) pour réduire le plus possible la douleur et/ou le stress qui pourraient être engendrés chez les souris.
Impact sur les animaux
Réactions inflammatoires (rougeurs, gonflements, desquamation) et systémiques (perte de poids, allopecie, léthargie). Démangeaisons et comportement de grattage suite à la réponse immunitaire allergique induite par une sensibilisation de la peau . Réponse de greffe contre l’hôte dans le cas des modèles humanisés et qui se traduit perte de poids, baisse activité, diarrhées, alopécie. Les prises de températures (par voie rectale) peuvent engendrer un inconfort de courte durée.
Devenir
L’ensemble des animaux ayant participé à l’étude sera mis à mort à la fin de celle-ci car des prélèvements post-mortem de tissus, de sang et d’organes seront nécessaires à l’études des mécanismes immunitaires impliqués dans les pathologies inflammatoires cutanées.
Remplacement
L'utilisation de modèle d’inflammation cutanée est cruciale pour le développement et l'évaluation de nouvelles thérapies pour les maladies d’hypersensibilité cutanée complexes. Ces modèles permettent d'étudier les réponses cellulaires de l’immunité dans un environnement contrôlé, offrant ainsi une approche unique pour comprendre les interactions cellulaires responsables des symptômes et des mécanismes physiopathologiques spécifiques de chaque maladie. Ils surmontent les limitations des systèmes in vitro et in silico, qui ne peuvent pas reproduire la complexité d'un organisme entier. Les tests in vitro, bien qu'utiles pour étudier les réponses cellulaires, ne peuvent pas reproduire les interactions dynamiques dans les organes lymphoïdes secondaires ou entre le système immunitaire et d'autres systèmes. Les modèles in silico, limités par la complexité biologique et la qualité des données, ne peuvent pas remplacer complètement les études in vivo. Par conséquent, les modèles animaux restent nécessaires pour obtenir des données pertinentes et transposables à l'humain. En intégrant des phases aigues et chroniques de chaque hypersensibilité cutanée, ces modèles offrent une vue d'ensemble des réponses immunitaires et des effets des traitements dans un contexte physiologique complet, essentiel pour développer des thérapies efficaces et sûres. Actuellement, l’utilisation d’animaux vivants reste le moyen incontournable de montrer les relations pharmacocinétique-pharmacodynamie, le devenir (bio distribution), la tolérance et l’efficacité du candidat médicament dans un organisme complexe car, aucune méthode substitutive fiable d’évaluation in vitro ou in silico d’une molécule ne permet de répondre à toutes les interactions in vivo.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé est préalablement basé sur les publications scientifiques. Ensuite, sur la base des données expérimentales, un biostatisticien est consulté pour optimiser le nombre d’animaux à utiliser en fonction de l’objectif et du design de l’étude (nombre de groupes d’animaux, type de comparaisons et répétition des mesures dans le temps), du nombre et de la variabilité des paramètres mesurés en fonction de la méthode d’imagerie employée et de l’importance des effets mis en évidence. Les méthodologies statistiques sont appliquées pour proposer une analyse des données appropriée afin de mener les études pour répondre à l’objectif fixé en réduisant au maximum les biais expérimentaux avec un minimum d’animaux. De manière générale, seules les molécules thérapeutiques ayant préalablement démontré une activité inhibitrice/modulatrice de la réponse inflammatoire in vitro dans des essais fonctionnels pourront faire l’objet d’une évaluation in vivo dans nos modèles. Enfin, ces modèles permettent de maximiser les données obtenues à partir d’un nombre minimal d’animaux en utilisant des techniques de mesure précises et des protocoles optimisés. Par exemple, l’utilisation de techniques avancées permet de recueillir des données détaillées sur les réponses immunitaires humorales et cellulaires à partir de petits échantillons. Le recours aux méthodes de suivi des études par imagerie non invasive, longitudinales permettent de limiter le nombre d’animaux en autorisant un suivi dynamique et multi-paramètrique de la réponse d’un même animal à un traitement, l’imagerie permet de recueillir des données détaillées sur les réponses immunitaires humorales et cellulaires à partir de petits échantillons. Les paramètres de distribution du composé ou de l’évolution de la réponse inflammatoire au traitement sont mesurés pour chaque souris de façon non invasive en fonction du temps pour le même animal. Et plusieurs paramètres sont suivis en simultané à chaque session d’imagerie permettant ainsi de réduire le nombre d’animaux utilisés dans l’étude.
Raffinement
Les souris seront hébergées dans des conditions garantissant l’absence de contamination. Nous utiliserons également une litière adaptée (douce, non-poussiéreuse et un enrichissement qui favorise l’expression des comportements normaux de la souris (abri, enfouissement, nidification…). Un apport nutritif (gel hydrique, gel boost…) pourra être mis en place dans la cage, jusqu’à la fin de l’étude, pour y faciliter l’accès des animaux. Les techniques de manipulation douce comme la préhension dans le creux des mains, sont mises en œuvre pour réduire le stress et l’inconfort des animaux. Les animaux pourront être hébergés dans des cages spéciales permettent de détecter 24h/24 toute anomalie dans l’activité des animaux et permettant de mettre en place rapidement les actions pour la prise en charge vétérinaire. Une grille de score a été mise en place afin de permettre la définition et l’application de points limites pour chaque procédure, une fréquence accrue des observations et ainsi intervenir de manière anticipée pour éviter toute douleur ou dommages pour les animaux au-delà de la classe de gravité définie pour la procédure. Dans certains cas comme l’injection intradermique ou intramusculaires, les animaux seront anesthésiés afin de limiter le stress ou la douleur. Les prises d’images sont réalisées sous anesthésie gazeuse permettant une réduction des temps d’anesthésie et une meilleure récupération qu’avec une anesthésie par voie injectable. Les appareils d’imagerie sont thermostatés à environ 37°C. Après chaque anesthésie, les souris sont suivies jusqu’au réveil en armoire ventilée chauffante ou chauffées à 23°C. De plus les études d’imagerie permettent de documenter le devenir du composé testé dans le corps d’un animal vivant et de valider les propriétés thérapeutiques des composés à l’échelle du corps entier, pour préparer le protocole d’évaluation des composés sélectionnés dans les phases cliniques en vue de l’obtention de l’autorisation de mise sur le marché d’un nouveau traitement chez l’homme. Le recours aux techniques d’imagerie non invasive permet d’envisager dans certain cas de transposer la méthode au diagnostic de la pathologie ou au suivi de l’activité thérapeutique chez le patient.
Choix des espèces
La souris est un modèle privilégié en pharmacologie grâce à son génome similaire à celui des humains, permettant de modéliser les maladies humaines et d'étudier les effets des médicaments. La facilité d’utilisation (petite taille, cycle de reproduction), la compatibilité avec les méthodes d’imagerie non invasives, la disponibilité des modèles et la faible variabilité de réponse permettent de tester plus de traitements et de sélectionner ceux qui génèrent des effets robustes et reproductibles. Les souris adultes sont utilisées dans ce projet pour mimer la pathologie chez les patients adultes car l’immunité varie fortement en fonction de l’âge. Les souris seront utilisées à partir de 8 semaines d’âge, pour leur poids relativement stable en fin de croissance et un système immunitaire mature.
Étude des interactions des circuits corticaux et de la prise de décision chez le rongeur par imagerie et électrophysiologie.
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 424
1248 souris et 424 rats vont être utilisés dans ce projet, 237 opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil, les 1435 autres soumis à des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal peut passer jusqu'à 180 jours en cage individuelle, la tête fixée pendant une à deux séances quotidiennes de tâches de décision, avec un accès à l'eau restreint jusqu'à 120 jours consécutifs et une seule journée d'eau à volonté par semaine. La chirurgie de pose du dispositif d'enregistrement dure une à deux heures, six à sept en cas d'injections bilatérales. Le porteur plafonne la perte de poids à 18 % chez la souris et 9 % chez le rat, et rattache ces expériences fondamentales à des perspectives d'optimisation des neuroprothèses sensorielles ou motrices, sans échéance.
Objectifs
Notre objectif est d’élucider comment certaines voies de communication s’organisent pour transformer des événements en décision. Les informations sensorielles, le contexte interne et la valeur des actions convergent au sein d’un maillage; les chronologies, les relais anatomiques et les mécanismes de coordination assurant une intégration rapide demeurent obscurs. Pour explorer cette dynamique, nous avons élaboré un projet utilisant des souris et des rats où les règles de choix varient entre séances : un même stimulus peut conduire, selon le contexte, à une action distincte. Durant l’apprentissage puis la performance stable, nous enregistrerons l’activité neuronale par différentes imageries en perturbant sélectivement des processus naux pour tester leur rôle causal. Nous irons au-delà de la simple cartographie des réponses. Ces expériences fourniront une vue causale et multi-échelle de la façon dont une zone du cerveau bâtit, adapte et exploite ses réseaux de communication pour convertir l’information en choix, ouvrant des perspectives fondamentales et cliniques.
Bénéfices attendus
Le bénéfice principal attendu de ces expériences est la possibilité de comprendre les bases neuronales de la prise de décision. En particulier, nous prévoyons de décrire précisément plusieurs aspects des communications entre neurones et entre réseaux de neurones. Ces différents aspects du code neuronal pourront être mis en relation avec la perception et la décision des animaux, nous permettant ainsi de répondre aux questions précédemment posées. Les retombées attendues dépassent cependant la simple connaissance fondamentale. Une meilleure compréhension des schémas de communication intra-corticaux est cruciale pour optimiser les neuroprothèses sensorielles ou motrices : toute stimulation artificielle, pour être perçue comme naturelle, doit s’insérer en suivant une circuiterie et une signalétique préexistante. Enfin, plusieurs troubles psychiatriques, dont la schizophrénie, sont associés à une dys-connexion fonctionnelle entre aires frontales et sensorielles ; en identifiant les circuits qui normalisent la circulation d’information inter-aires ou inter-hémisphères, notre travail pourra orienter de futures stratégies thérapeutiques.
Procédures
Dans cette étude, souris et rats subiront quelques procédures mineures puis une chirurgie unique sous anesthésie générale. Identification et génotypage À ≥ 3 semaines, un micro-poinçon de l’oreille unique servira à marquer chaque animal et fournira le tissu pour le génotypage. (1-2 minutes) Chirurgie Sous anesthésie (1-2 h ; 6-7 h si injections bilatérales), un dispositif d’enregistrement/stimulation sera fixé au crâne. Habituation Après ≥ 1 semaine de récupération, les animaux seront progressivement habitués à la contention tête-fixe (quelques minutes par jour pendant ~7 jours). Entraînement comportemental Les animaux suivront ensuite 1-2 séances quotidiennes de tests comportementaux (20 min-1 h) sur une période pouvant atteindre 180 jours. En dehors des séances, l’accès à l’eau sera restreint (période maximum de 120 jours consécutifs. Pauses avec accès à l’eau ad-libitum durant 1 jour, chaque semaine durant cette période de 120 jours.). Hébergement Individuel Les individus seront hébergés individuellement durant l’entrainement comportemental, et après la pose du dispositif d’enregistrement/stimulation. (max période de 180 jours). Fin d’expérience À la fin du protocole, les animaux seront profondément anesthésiés puis euthanasiés.
Impact sur les animaux
Les procédures expérimentales prévues peuvent induire plusieurs effets indésirables sur les animaux. Une douleur et un inconfort modéré peut survenir suite à la chirurgie d'implantation et de pose de fenêtre crânienne, pouvant durer jusqu'à quelques jours après l'intervention. Les animaux pourraient manifester par ailleurs des signes de détresse, d'inactivité, de mobilité réduite, de posture anormale, de défaut de toilettage ou d'altération du comportement exploratoire, dans les quelques jours (0 à 4 jours, le plus fréquemment 1 jour) suivant la chirurgie. Durant la période de restriction hydrique, les animaux pourront présenter une perte de poids contrôlée induisant potentiellement une sensation de soif, de faim ou de malnutrition modérée. Cette restriction peut également engendrer un stress physiologique et comportemental. Enfin, les effets de l’hébergement individuel des animaux pourraient augmenter leur état d’activité motrice durant les phases normalement associées au repos, dérégler leur apport en nourriture, augmenter leur anxiété et leur mémoire. Ces effets sont cependants mitigés en dessous de 4 semaines.
Devenir
Certains animaux ne pourront pas être réutilisés entre plusieurs projets, car les modifications neuronales spécifiques mises en place pour répondre à une question scientifique précise ne permettent pas de répondre à une autre question scientifique. De plus, ilIl est sera nécessaire pour chaque animal, de combiner les résultats obtenus sur à travers l'activité de sess neurones avec une analyse anatomique détaillée de la connectivité et la localisation de ces mêmes neurones. Cette analyse anatomique de leurs cerveaux dernière étape nécessite obligatoirement la mise à mort des animaux afin de prélever leurss tissus nerveux pour analyse. Ainsi, tous les animaux participant aux expériences de physiologie, qu'ils soient réutilisés ou non sur un ou plusieurs projets, devront être mis à mort à l'issue des expériences afin de réaliser cette étude histologique indispensable.
Remplacement
L'étude approfondie des interactions neuronales complexes au sein du système nerveux et de leur rôle dans les processus décisionnels en contexte comportemental nécessite impérativement l'utilisation d'animaux vivants capables d'interagir activement avec leur environnement. Actuellement, les alternatives non animales disponibles dans ce domaine incluent principalement les cultures cellulaires et les organoïdes cérébraux. Cependant, ces modèles présentent des limites importantes qui les rendent inadaptés à l’étude des processus décisionnels. En effet, les organoïdes cérébraux ne permettent pas d'étudier l'activité neuronale au sein de leurs circuits de manière réaliste. En l’absence d’une boucle sensori-motrice fonctionnelle, il ne peut y avoir de mise en place de circuit décisionnel, associant une entrée à une sortie en se basant sur l’expérience passée, autrement dit, une perception à une d’une décision d’action.
Réduction
Nous adoptons des taux d'erreur usuels pour ce type d’étude statistique. Les tailles d'effets sont estimées à partir d’études précédentes de l’équipe, ou d’études pilotes dans les cas où aucune donnée existante n'est publiée. Nous choisissons de comparer les stimulations qui produisent un effet comportemental observable tout en garantissant une utilisation minimale des animaux. Les propriétés statistiques des réponses neuronales et comportementales impliquent l’utilisation de tests spécifiques sur deux groupes indépendants. De manière générale, les mêmes animaux seront utilisés pour plusieurs mesures simultanées ou séquentielles, afin de réduire le nombre d’animaux au minimum.
Raffinement
Pour minimiser les nuisances sur le bien-être animal, plusieurs mesures seront appliquées tout au long du projet. Après la chirurgie, une surveillance renforcée sera maintenue pendant au moins cinq jours puis durant toute la phase expérimentale afin de détecter précocement toute infection, douleur ou détresse. Un stress hypothermique postopératoire étant possible, l’état thermique sera suivi ; la température des cages individuelles sera ajustée de 23-25 °C jusqu’à 30 °C durant la récupération. Si la détresse persiste, l’animal sera euthanasié. Des soins postopératoires adaptés seront systématiquement administrés : analgésiques et anti-inflammatoires oraux, renouvelés en cas de signes douloureux (absence de toilettage, posture anormale, perte de poids > 10 %), et antibiotiques en cas d’infection. Pendant la restriction hydrique nécessaire à la motivation, les animaux seront pesés quotidiennement. La perte de poids ne devra pas excéder 18 % (rats : 9 %) du poids de référence. Toute réduction > 18 % entraînera une double ration d’eau ou une hydratation sous-cutanée et, si le poids n’est pas rapidement rétabli, la sortie du protocole. Toute perte > 20 % conduira à l’euthanasie. Les animaux disposeront régulièrement d’un accès ad libitum à l’eau durant 24 h pour limiter l’inconfort. Pour compenser l’hébergement individuel requis par l’implantation, l’environnement sera enrichi (roue, objets à ronger, matériel de nidification, abris) et les animaux seront manipulés par les expérimentateurs plusieurs fois par jour. Lorsque seule une observation passive est nécessaire, les sessions seront regroupées sur une période maximale de quatre semaines, durée pour laquelle l’impact de l’isolement reste minime. Enfin, une veille scientifique permanente permettra d’intégrer toute nouvelle technique de raffinement validée afin d’améliorer continuellement les conditions expérimentales et le bien-être animal.
Choix des espèces
Les interventions chirurgicales de ce projet dans le cerveau de souris sont très utilisées / contrôlées, et bien décrites dans la littérature. Le grand avantage de la souris est la possibilité d'utiliser des animaux transgéniques pour étudier différents sous-types de neurones génétiquement marqués, et identifiable en microscopie. Celui du rat est sa plus grande capacité d’apprentissage et de décisions complexes lors de tâches de discrimination sensorielle. Ces considérations se traduisent par l'utilisation de souris pour certaines expériences, combinées avec celle de souris et de rats, pour d’autres. L’objectif scientifique étant d’étudier le fonctionnement neuronal normal et l’apprentissage chez l’adulte, nous utilisons des animaux mâles adultes (âge > 42 jours). Il est également important que les animaux soient adultes lorsque les implants chroniques sont placés de façon à ce qu'il n'y ait pas de tissu cicatriciel et de changements dans l'emplacement des électrodes.
Echographies et Dopplers de rongeurs sur une plateforme de recherche pré-clinique
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Rats : 500
Anesthésiés au gaz le temps d'une échographie, parfois injectés de microbulles pour visualiser la circulation du sang, 2000 souris et 500 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Ils repartent ensuite vers leur animalerie d'origine pour la poursuite des expérimentations auxquelles ils sont destinés. Ce projet couvre l'activité d'une plateforme d'imagerie qui réalise ces examens pour des établissements extérieurs, et qui déclare ne pas disposer des protocoles expérimentaux dans lesquels ces animaux sont engagés. Le porteur en tire que la stratégie de réduction figure dans les dossiers des demandeurs, ce qui laisse ce projet sans justification propre de ses 2500 animaux.
Objectifs
Notre plateforme d’échodoppler propose un service d’imagerie cardiovasculaire, tumorale et anatomique non invasive pour les rongeurs de laboratoire. Ce service inclut la mise à disposition des équipements pour les utilisateurs autorisés, ou la réalisation par le personnel de la plateforme d’examens échographiques selon les besoins spécifiques du demandeur. La plateforme peut accueillir temporairement des animaux provenant d’établissements extérieurs à celui dont elle dépend. Ces animaux sont inclus dans des demandes d’autorisation de projet liées aux établissements d’expérimentation du concepteur du projet et demandeur de la prestation. Cette demande d’autorisation de projet concerne uniquement les protocoles d’échographie réalisés par la plateforme pour des utilisateurs extérieurs. La plateforme s’engage à effectuer les examens uniquement si les animaux sont inclus dans une demande d’autorisation ayant reçu un avis favorable du Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche.
Bénéfices attendus
Les chercheurs utilisent l’échodoppler pour étudier les effets cardiovasculaires, tumoraux et anatomiques, en analysant les structures et la fonction cardiaque, la vascularisation tumorale, ainsi que l’anatomie des organes dans leurs différentes pathologies étudiées ; ce projet plateforme permettra de répondre à leurs questionnements.
Procédures
Pour tous les animaux, les échographies sont non invasives et effectuées sous anesthésie par voie gazeuse. Pour les expériences avec les injections des microbubbles (non douloureuses et sans effets délétères), elles seront réalisées sur les animaux à des fins de visualisation d’éventuelles ischémies par rapport à l’échographie cardiaque classique.
Impact sur les animaux
Pas d’effets indésirables prévus sur les animaux pour l’imagerie en elle-même car c’est un examen non invasif. L’anesthésie peut provoquer un léger inconfort au début. Lorsqu’un produit est injecté pour mieux voir la circulation du sang, l’animal peut ressentir une petite douleur passagère au moment de la piqûre. Aucun effet secondaire n’est attendu après l’injection.
Devenir
Tous les animaux imagés retournent dans leur animalerie d’origine après la réalisation de l’imagerie pour poursuite des expérimentations
Remplacement
Les études in vitro présentent des limites pour l’évaluation des mécanismes au niveau cellulaire. De plus il est impossible d’étudier des paramètres fonctionnels et ne permettent pas d’identifier des processus physiologique et/ou physiopathologique comme la régulation de la pression artérielle ou l’évaluation de la fonction cardiaque qui ne peuvent être évaluées qu'in vivo, c'est pourquoi ce projet nécessite des modèles murins.
Réduction
La plateforme d’échodoppler ne possède pas les procédures expérimentales des utilisateurs extérieurs qui font appel à ses services. Ces procédures sont détaillées dans chaque demande d’autorisation de projet, en incluant les aspects sur la stratégie de réduction. De plus par expérience nous savons que le suivi longitudinal des animaux par échographie doppler permet de réduire leur nombre dans les groupes.
Raffinement
Les examens réalisés sur la plateforme d’échodoppler sont courts, non invasifs et sans contrainte majeure pour les animaux. Lors de l’examen, les animaux sont anesthésiés pour faciliter la réalisation des examens. Pendant l’échographie, ils sont placés sur une table chauffante, puis placés dans une cage chauffée après l’examen, avant d’être remis dans leur cage de transport. Enfin, les volumes de microbilles injectés sont strictement limités et adaptés au poids de chaque animal, afin de minimiser l’impact sur leur organisme. Pour éviter tout risque de contamination entre animaux provenant de lieux différents, les transferts se font dans des cages de transport filtrés. Ils sont généralement en groupe dans les cages, ce qui réduit leur stress.
Choix des espèces
Le système d’échodoppler est un appareil d’imagerie spécialement conçu pour observer de manière non invasive le cœur et les vaisseaux et les organes chez les souris et les rats. Ces animaux sont très utilisés en recherche biomédicale, car leur organisme ressemble beaucoup à celui de l’être humain sur le plan anatomique, physiologique et génétique. Leur petite taille, leur coût raisonnable et leur reproduction rapide en font des modèles particulièrement adaptés à la recherche. L’échodoppler est utilisé pour étudier le fonctionnement du cœur, la structure des vaisseaux et anatomie des organes tels que le cœur, le rein, le foie, l’aorte etc… ou pour suivre l’apparition et la croissance de tumeurs.
Formation pratique à la manipulation et à l’utilisation du modèle souris
- Formation professionnelle
Pour former les utilisateurs d'une animalerie aux gestes techniques, 400 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes. Chacune subit jusqu'à trois préhensions et contentions, puis deux à trois injections ou prises de sang espacées de trois jours, sur deux semaines au plus. Le porteur qualifie chaque acte de léger et de très courte durée, et attribue le niveau modéré à leur effet cumulatif sur un même animal. Il indique par ailleurs que les utilisateurs sont d'abord formés sur un modèle de souris en silicone, sans dire ce que le passage sur 400 animaux vivants ajoute à cette étape.
Objectifs
Ce projet a pour but de former tous les utilisateurs de notre structure à la bonne maîtrise des gestes techniques et ainsi réduire le stress et/ou la douleur des animaux utilisés dans les projets de recherche futurs. Avec les formations réglementaires obligatoires, les utilisateurs ont une bonne connaissance des animaux utilisés à des fins scientifiques et cette formation permettra de leur montrer les conditions de réalisations spécifiques et ciblées à leur projet de recherche.
Bénéfices attendus
Ces formations pratiques permettent à l’utilisateur de maîtriser les gestes techniques, d’apprendre les bonnes pratiques pour ainsi réduire le stress et/ou la douleur des animaux utilisés dans leurs projets de recherche. Un animal qui n’est pas stressé et qui est en bonne santé permet d’avoir des résultats scientifiques fiables et de respecter les 3R en montrant les bonnes pratiques. D’où la mise en place de ce type de formation.
Procédures
Chaque souris subira au maximum trois préhensions et contentions (environ 1 minute) et 2 à 3 injections ou prélèvement de sang (durée maximum 1 minute) avec un intervalle de 3 jours minimum, et ce, sur une période de 2 semaines maximum
Impact sur les animaux
Un stress léger pourra être engendré par la préhension et contention (environ 1 minute) afin de procéder aux diverses injections. Une douleur d’intensité légère et de très courte durée peut être ressentie lors des diverses injections (durée maximum 1 minute) ou prélèvement de sang (durée maximum 1 minute). L'effet cumulatif de ces actes sur un même animal entraine des nuisances modérées.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure afin de prélever les organes
Remplacement
L’utilisation du modèle animal est incontournable dans certains projets des équipes du laboratoire. Il n’existe à l’heure actuelle aucun modèle cellulaire permettant de reproduire au niveau immunologique ou physiopathologique bon nombre des observations faites chez l’humain.
Réduction
Aucune approche statistique n’est prévue pour ce projet qui a pour but la formation des utilisateurs dans la structure. Par contre, afin de réduire le nombre d’animaux, des animaux issus des élevages de notre propre zootechnie seront utilisés. De plus, les animaux sont gardés en vie pendant toute la durée de l’entrainement pour en limiter le nombre et limitation du nombre d’animaux par utilisateur
Raffinement
Toutes les mesures sont prises pour réduire au minimum les nuisances. Tout d’abord, les utilisateurs seront formés au préalable sur un modèle souris en silicone. L’utilisation d’anesthésique et analgésique est priviligié lorsque le type de manipulation le permet. Limitation au minimum des temps de contention lors des injections, surveillance accrue après chaque geste et mise en place de points limites précoces afin de prévenir la souffrance animale. Toutefois si les animaux présentent des signes de souffrance irréversibles, la mise à mort constitue alors la seule solution éthique
Choix des espèces
Le modèle souris constitue le modèle choix pour les thématiques étudiées au laboratoire en raison i) de sa génétique bien connue ce qui permet une certaine souplesse dans le choix du fond génétique appropriée aux questions posées, ii) du fort degré de convergence avec les paramètres de l’immunité protectrice chez l’humain Des souris adultes, âgées de plus de 6 semaines seront utilisés. C’est en effet l’âge minimum utilisé dans les projets de recherche
Etude des altérations du réseau de neurones hypothalamiques à 26RFa/orexines et de son fonctionnement dans la régulation centrale du métabolisme énergétique et de l’homéostasie glucidique, chez des souris obèses/diabétiques.
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système nerveux
Pour savoir si un réseau de neurones de l'hypothalamus peut devenir une cible de traitement contre l'obésité et le diabète de type 2, 733 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes. Le protocole alimentaire provoque un surpoids et une hyperglycémie chronique. Jusqu'à six fois, à une semaine d'intervalle, chaque souris peut être mise à jeun de 6 à 16 heures, puis subir une incision au bout de la queue et une prise de sang toutes les 15 minutes pendant deux heures. Le porteur annonce un isolement en cage d'enregistrement pour le suivi métabolique "avant d'être réunis avec leurs congénères préalablement connus", puis écrit que cet hébergement individuel est "minoré par un temps de test le plus court possible et une mise à mort qui suit immédiatement le test".
Objectifs
Depuis plus de vingt ans, il est clairement établi que des systèmes de régulation situés dans l’hypothalamus jouent un rôle central dans le contrôle de l’équilibre énergétique et glycémique de l’organisme. Un dysfonctionnement de l’un de ces systèmes pourrait ainsi contribuer au développement de maladies métaboliques telles que l’obésité et le diabète de type 2. Ces pathologies sont étroitement liées, donnant naissance au terme « diabésité ». Aujourd’hui elles touchent des centaines de millions de personnes dans le monde et constituent un enjeu majeur de santé publique. Ainsi, mieux comprendre les mécanismes à l’origine de ces maladies permettra de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques et de nouveaux traitements pour leur prévention et leur prise en charge. Néanmoins, notre connaissance des réseaux de neurones et systèmes moléculaires impliqués dans ces processus de régulation reste encore très limitée. Ce projet s’intéresse plus particulièrement à une population de neurones hypothalamiques impliqués dans la régulation de la balance énergétique et glucidique. Ces observations nous ont conduits à proposer le présent projet. Celui-ci vise à étudier chez des souris rendues obèses et diabétiques les altérations de ce réseau de neurones, ainsi que son fonctionnement. L’objectif est donc de déterminer si ce circuit neuronal peut représenter une cible thérapeutique pertinente pour améliorer le contrôle de la balance énergétique et glycémique dans un contexte d’obésité et de diabète de type 2.
Bénéfices attendus
De récentes études ont permis d’élucider le rôle et le fonctionnement d’une population neuronale dans la régulation de la balance énergétique et glucidique en condition physiologique. L’objectif de cette présente étude est donc d’étudier les potentielles altérations fonctionnelles et anatomiques de cette population de neurones en condition pathologique d’obésité/diabète. Ces recherches apparaissent cruciales non seulement pour la recherche fondamentale mais aussi dans la lutte contre la pandémie de « diabésité », afin de proposer des solutions innovantes dans la prévention, la prise en charge et le traitement de ces maladies.
Procédures
- Pour établir le profil glycémique des souris, leur glycémie sera suivie par un prélèvement sanguin à l’extrémité de la queue, pendant moins de 10 secondes toutes les 15 minutes, au cours de sessions expérimentales de deux heures. Chaque animal sera soumis à 6 expérimentations au maximum, chacune espacée d’une semaine de repos. - Pour le suivi métabolique, les animaux seront hébergés individuellement dans des cages d’enregistrement, permettant d'évaluer les paramètres métaboliques, avant d’être réunis avec leurs congénères préalablement connus.
Impact sur les animaux
Le protocole de nutrition qui sera utilisé entraine un surpoids et une hyperglycémie chronique chez la souris constituant un modèle d'obésité et de diabète de type 2 chez l'animal. Ce modèle est très largement utilisé dans la littérature scientifique. - Afin de suivre la glycémie, les animaux subiront une mise à jeun de 6 à 16 heures avant chaque test physiologique. Nuisances prévues : perte de poids consécutive à la mise à jeun dont le retour à la normale sera surveillé après chaque test. Une semaine de repos minimum leur sera donnée entre chaque expérimentation. - Toujours pour suivre la glycémie, les animaux subiront une incision à l’extrémité de la queue. Nuisance prévue : douleur à l’incision couverte par l’application locale d’analgésique et potentielle infection prévenue par la désinfection systématique des plaies. - Pour le suivi métabolique, les animaux seront hébergés dans des cages d’enregistrement permettant d'évaluer les paramètres métaboliques. Nuisance prévue : hébergement individuel inhérent à ce suivi, minoré par un temps de test le plus court possible et une mise à mort qui suit immédiatement le test.
Devenir
A l'issue de chaque procédure, les animaux sont mis à mort pour prélèver les organes.
Remplacement
Afin de mieux comprendre la physiopathologie de l’obésité/diabète, de caractériser les altérations neuroanatomiques ainsi que du fonctionnement des réseaux de neurones hypothalamiques à 26RFa/orexines dans leur rôle de régulateur de la glycémie et du métabolisme, l’utilisation d’un modèle in vivo intégré est obligatoire. Il est nécessaire de pouvoir étudier la communication qu’il existe entre le système nerveux et les systèmes périphériques de l’organisme afin de comprendre l’influence du premier sur le second ; dans notre cas l’influence du réseau de neurones à 26RFa/orexines sur la régulation de la glycémie et du métabolisme énergétique (tel le comportement alimentaire ou l’activité physique). La physiologie de la souris étant proche de celle de l’Homme, utiliser cet animal nous permet de pouvoir imaginer une recherche translationnelle, les innovations thérapeutiques proposées seront donc potentiellement applicables à l’Homme dans le futur. Il n’existe alors à ce jour pas d’alternative non-animale.
Réduction
Dans un objectif de réduction du nombre d’animaux utilisés dans ce projet, une planification expérimentale a été réalisée en amont. De plus, pour chaque expérience, le nombre d’animaux nécessaire par groupe a été estimé afin d’obtenir des résultats fiables tout en réduisant au mieux le nombre d’animaux utilisés. Anticiper ainsi les effectifs adaptés permet de réduire le nombre d’animaux utilisés, de diminuer le risque de devoir répliquer une expérience avec de plus gros effectifs ainsi que le double emploi. Ces estimations ont été réalisées avec un site en ligne qui calcule le nombre d’animaux requis en fonctions de plusieurs paramètres : la force de l’effet attendu, la variabilité entre individus, et les paramètres statistiques souhaités.
Raffinement
Les conditions d’élevage et de manipulation des animaux seront raffinées pour réduire au maximum la douleur, la souffrance et l’angoisse des animaux. Ils seront maintenus à un minimum de trois par cage pour éviter l’isolement social et leur hébergement sera pourvu de matériel pour la nidification et d'un tube de plastique rouge leur fournissant un abri. La taille des cages est réglementaire. L’état général des animaux sera quotidiennement évalué et les signes de mal-être seront surveillés attentivement. L’établissement de points limites nous permettra de veiller au bon suivi des animaux et de leur apporter au besoin les soins adéquats. Si les points limites sont dépassés, il sera considéré qu’un niveau de souffrance intolérable est atteint et l’animal sera en fonction des cas, écarté des expérimentations ou mis à mort.
Choix des espèces
Seul un modèle mammifère intégré, donc in vivo chez l’animal entier, peut nous permettre d’étudier la physiopathologie de l’obésité/diabète. Nous pourrons ainsi explorer dans un contexte d’obésité/diabète, les altérations des réseaux de neurones hypothalamiques, des systèmes moléculaires d’intérêts, et de leurs répercussions sur leur rôle de régulateur de la glycémie et du métabolisme. La physiologie de la souris étant proche de celle de l’Homme, utiliser cet animal nous permet de pouvoir imaginer une recherche translationnelle, les innovations thérapeutiques proposées seront donc potentiellement applicables à l’Homme dans le futur. La souris est un modèle animal largement utilisé pour les études physiopathologiques permettant une comparaison de nos données avec celles d’autres équipes. De plus, la souris permet des approches génétiques complexes n’existant pas chez d’autres modèles mammifères. Au cours de cette étude la physiologie chez l’adulte sera étudiée. Les souris seront donc âgées d’au moins 8 semaines lors des expérimentations.
Utilisation d’agents d’imagerie TEP (radiotraceurs) dans le diagnostic et le suivi de traitements.
- Recherche appliquée
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système nerveux
- Système respiratoire
Rats : 1100
Sous anesthésie, des souris et des rats reçoivent dans une veine une molécule radioactive puis passent sous une caméra TEP couplée à un scanner, une seule fois pendant une à deux heures pour un premier groupe, trois à quatre fois en six semaines au plus pour un second. 2 200 rongeurs, soit 1 100 souris et 1 100 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, et tous sont tués à la fin pour mesurer la radioactivité dans leurs tissus. Le projet doit valider de nouveaux traceurs pour l'imagerie de recherche et le diagnostic des cancers. Le porteur affirme qu'aucune toxicité tardive ne peut se développer, puisque la mise à mort intervient moins de 45 jours après l'injection. Il prévoit aussi de suivre "l'évolution des pathologies", avec ou sans traitement, sans préciser de quelles maladies ces rongeurs sont atteints ni comment elles leur sont provoquées.
Objectifs
L’imagerie TEP (tomographie par émission de positons) est une technique non invasive permettant la visualisation d’une molécule dans un organisme en temps réel. Son principe consiste au marquage d’une molécule d’intérêt à un élément radioactif. Après injection de la molécule marquée, appelé aussi radiotraceur, l’agent va se fixer sur sa cible. Grâce à l’élément radioactif, son emplacement pourra être estimé afin d’obtenir une image 3D de la distribution de la molécule. La TEP est couplée à de l’imagerie de tomodensitométrie ou scanner (TDM), permettant l’acquisition d’information anatomique. Ainsi cela permet d’avoir une cartographie complète de la molécule dans l’organisme. De plus, l’imagerie TEP permet le suivi d’un même animal dans le temps. L’utilisation de cette technique va permettre : • De révéler des mécanismes biologiques, comme le métabolisme glucidique ou lipidique ou encore la prolifération cellulaire. • De révéler et de suivre la réponse aux traitements (chimiothérapie, radiothérapie, hormonothérapie) dans des pathologies, comme des cancers ou encore de la neurodégénérescence. • Etudier la biodistribution (c’est-à-dire la répartition de la molécule dans les différents organes) de médicaments. Cette technique est un réel atout pour la compréhension des mécanismes biologiques. Elle est déjà utilisée en routine clinique pour le diagnostic de certains cancers. Cependant les radiotraceurs disponibles sont limités, il est donc nécessaire d’en développer pour une meilleure prise en charge des patients atteints de cancers et d’autres pathologies.
Bénéfices attendus
Cette technique va permettre de valider des radiotraceurs pour leur utilisation à la fois dans les projets scientifiques précliniques et cliniques. Plus précisément, elle va participer à l’amélioration de l’exploration physiologique et fonctionnelle en recherche, à la détection de tumeur et à la visualisation des réponses tumorales suite aux traitements. Cela va permettre des avancées majeures dans la compréhension du vivant. Le développement de nouveaux radiotraceurs plus spécifiques que ceux déjà disponibles va permettre une meilleure prise en charge des patients. Il est également essentiel pour améliorer le diagnostic et le traitement des cancers mais également pour améliorer la compréhension des mécanismes moléculaires impliqués dans diverses pathologies (cardiovasculaires, neurologiques…).
Procédures
Dans un premier lot d’animaux, un radiotraceur est injecté en intra-veineux aux animaux anesthésiés (1 fois par animal). Après injection du radiotraceur, l’animal est positionné sous la TEP/TDM (TDM, tomodensitomètre : scanner). Des images dynamiques (plusieurs acquisitions pouvant aller de 1h à 2h, réalisés une seule fois par animal) sont réalisées permettant d’évaluer et quantifier la distribution de la molécule marquée dans les organes au cours du temps (2h max) Dans un deuxième lot d’animaux, un radiotraceur est injecté en intra-veineux aux animaux anesthésiés, puis l’animal est réveillé. Après un intervalle de temps adéquat (défini grâce au premier lot d’animaux), l’animal est de nouveau anesthésié puis positionné sous la caméra pour un scanner, suivi de l’acquisition TEP (max 20min). Cette manipulation pourra être répétée 3 à 4 fois sur une période de 6 semaines maximum (avec administration de traitements ou non en parallèle), afin de suivre l’évolution des pathologies chez les animaux.
Impact sur les animaux
L’injection du radiotraceur par voie intraveineuse n’est pas douloureuse pour l’animal. Une gêne de courte durée liée à la piqûre elle-même est attendue. Cette technique est dite « non invasive », l’injection du radiotraceur est uniquement sous forme de « trace ». Les doses de radiotraceurs injectés n’induiront pas d’effets néfastes sur les animaux car la quantité de molécule est trop faible (inférieure au µmol) pour induire une modification conséquente des mécanismes biologiques. Etant donné les doses de radioactivité injectées, ils ne souffriront pas de toxicité aigüe. De plus, étant donné le court intervalle de temps (inférieur à 45 jours) entre l’injection du radiotraceur et la mise à mort de l’animal, aucune toxicité tardive ne peut se développer.
Devenir
Les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem.
Remplacement
L’utilisation de radiotraceur passe toujours par une première phase in vitro pour confirmer que la fonctionnalité de la molécule marquée n’a pas été altérée. Des tests sur animaux sont nécessaires afin de caractériser la biodistribution de la molécule, son activité en lien avec le métabolisme de l’organisme et sa quantification dans les tissus cibles. Il n’y a pas d’approche qui puisse se substituer à ce type d'imagerie.
Réduction
L’objet de la demande vise à valider l’utilisation de radiotraceurs pour de l’imagerie TEP préclinique et à aider à caractériser des modèles tumoraux de façon non invasive. Ce type d’imagerie permet la réduction d’animaux puisqu’elle permet un suivi longitudinal du même animal au cours du temps Pour réduire le nombre d’animaux utilisés tout en s’assurant de résultats fiables et statistiquement significatifs, nous avons déterminé le nombre d’animaux à inclure dans chaque groupe expérimental grâce à des approches statstiques robustes. A la fin de toutes les expériences, les tissus d’intérêt sont prélevés. Le maximum d’informations est récolté afin de répondre aux mieux aux questions scientifiques posées.
Raffinement
Pour limiter le stress des animaux, un délai d’une semaine est respecté entre la réception des animaux et la mise en place des procédures expérimentales pour leur permettre de s’adapter à leur nouvel environnement. Les animaux seront suivis 3 fois par semaine afin d'assurer leur bien-être et mettre en place des soins si besoin. Les expérimentations seront arrêtées dès l’atteinte d’un point limite tel que décrit dans la grille de score. Lors de l’injection des radiotraceurs, les animaux sont maintenus sous anesthésie générale. Un tapis et un lit chauffant permettent un maintien continu de leur température corporelle, leur évitant ainsi une hypothermie. De plus, des électrodes directement intégrées au µTEP/TDM permettent la mesure des constantes vitales des animaux, facilitant le monitoring durant les phases d’acquisition des images (scanner et TEP). A la fin de toutes les procédures, les animaux sont mis à mort et les tissus cibles sont prélevés pour quantification des radiotraceurs aux seins des tissus et analyse histologique. Le maximum d’informations est récolté afin de répondre aux mieux aux questions scientifiques posées.
Choix des espèces
Les rongeurs (rats et souris) sont particulièrement utilisés en cancérologie : les souches sont génétiquement caractérisées et la parenté biologique avec l’Homme va nous permettre d’obtenir des informations extrapolables à la pratique clinique humaine. Les études sont réalisées sur des animaux adultes afin de favoriser la reproductibilité des résultats (métabolisme différent à différents stades de développement, …)
Gestion de la production d’animaux qui développent spontanément une inflammation articulaire
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système musculosquelettique
Privées du récepteur qui freine l'interleukine 1, ces souris développent d'elles-mêmes une arthrite à partir de huit à dix semaines, avec des articulations gonflées et une mobilité parfois atteinte. 2000 d'entre elles vont être utilisées dans ce projet d'élevage, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, le seul acte prévu étant un poinçon à l'oreille une fois par an. Le porteur écrit que les moyens de soulager leur douleur restent limités, les médicaments modifiant la perméabilité intestinale et donc l'arthrite elle-même, et ajoute que ses souris ne développent que très peu de signes généraux. Une partie entre dans des protocoles expérimentaux dès quatre semaines, avant l'apparition de la maladie, une autre reste en vie pour les accouplements, et le reste est tué dès l'apparition de signes de souffrance ou au plus tard à vingt-quatre semaines.
Objectifs
Ce projet vise à décrire la prise en charge des animaux d’une lignée de souris développant progressivement une arthrite inflammatoire. Ces souris sont un modèle d’inflammation articulaire qui est causée par un mélange de facteurs génétiques, environnementaux et liés aux microbes présents dans l’intestin. Normalement, le corps produit une molécule inhibant l’interleukine 1 qui va limiter l’inflammation. Mais chez ces souris, cette molécule est absente, ce qui entraîne une inflammation excessive qui va notamment toucher les articulations. De plus, des éléments comme certains additifs alimentaires ou les antibiotiques ou les bactéries situées dans l’intestin que l’on appelle microbiote intestinal peuvent aggraver cette inflammation. L’objectif de ce projet est de mieux comprendre comment élever et prendre en charge ces souris tout en minimisant leur possible souffrance, afin de mieux étudier l’arthrite inflammatoire et, à terme, aider à la recherche sur cette maladie chez l’homme qui représente 1 million de patients en France.
Bénéfices attendus
Ce projet va permettre à notre équipe et à nos partenaires d’avoir les souris nécessaires pour mener nos recherches sur l’arthrite inflammatoire. À long terme, ces souris aideront les chercheurs à mieux comprendre l’arthrite. Grâce à elles, on pourra trouver de nouvelles façons de traiter cette maladie et identifier des marqueurs pour mieux les diagnostiquer. Ces souris permettront aussi de tester de nouveaux médicaments anti-inflammatoires et d’évaluer leur efficacité par rapport aux traitements déjà disponibles pour les patients atteints d’arthrite.
Procédures
Ce projet vise à gérer la production d’une lignée de souris qui peuvent développer des problèmes de santé à partir de 8 semaines. En particulier, ces souris pourront développer des signes d’inflammation des articulations (enflement des articulations, sensibilité articulaire comme les patients atteints d’arthrite). Ils ne subiront aucune intervention ni prélèvement pendant toute la durée de l’élevage, en dehors des poinçons à l’oreille une fois par an pour s’assurer de leurs capacités intrinsèques à générer de l’inflammation. Le prélèvement à l'oreille incluant la contention douce sera d'une durée environ de 10-15 secondes sur animaux vigiles.
Impact sur les animaux
Les souris qui n’expriment pas le récepteur inhibant la molécule de l’inflammation interleukine 1 peuvent, pour certaines, développer spontanément une inflammation articulaire à partir de l'âge de 8-10 semaines. Il s’agit de symptômes comme une rougeur ou un gonflement des articulations. Lorsque l’atteinte est sévère, elle peut se manifester par un gonflement des pattes qui peut affecter la mobilité de la souris. Les procédures et les traitements sont bien connus et le nombre d’animaux a été restreint. Les points limites ont bien été définis. Néanmoins, selon nos observations antérieures, nos souris ne développent que très peu de signes généraux et leur mobilité est peu affectée.
Devenir
Les souris générées dans ce projet seront soit intégrées dans un protocole expérimental dès l’âge de 4 semaines, soit gardées en vie pour la gestion des accouplements, soit euthanasiées lorsqu'elles présenteront des signes de souffrance ou lorsqu'elles n'auront plus donné de portées depuis 2 mois ou seront âgées de 24 semaines (souris trop âgées pour être utilisées en accouplement ou incluses dans un protocole de recherche).
Remplacement
L'utilisation d'animaux de laboratoire entiers est nécessaire car le projet étudie l’arthrite, qui est une maladie complexe multifactorielle faisant intervenir différents facteurs (le système immunitaire, les bactéries situées dans l’intestin que l’on appelle microbiote intestinal, le patrimoine génétique et l’environnement), différents organes et la présence d’une inflammation à la fois chronique locale (articulation) et systémique. Afin d'étudier l'intéraction entre l’environnement, le microbiote intestinal et le génome de l’hôte, l'utilisation de souris de laboratoire est appropriée. Enfin, actuellement, il est impossible de mimer ce dialogue complexe entre les différents compartiments et organes par l'utilisation de méthodes alternatives (modèles cellulaires).
Réduction
Nous adapterons nos élevages aux besoins de recherche de notre équipe. Nous connaissons bien cette lignée (comportement reproducteur, nombre et taille des portées), ce qui permet de gérer les élevages de façon raisonnée. Au total nous avons besoin d’environ 400 animaux par an. Etant donné que l’index de reproduction de cette lignée dans notre animalerie est de 4.9, cela représente 80 accouplements par an. En pratique, nous maintenons deux accouplements d’entretien tout au long du projet, ce qui permet de générer des animaux reproducteurs pour les besoins spécifiques des expériences. Nous amplifions alors notre lignée au besoin d’expériences particulières planifiées à l’avance et décrites dans une demande d’autorisation de projet distincte.
Raffinement
Les souris seront surveillées quotidiennement pendant cette phase d’élevage par du personnel compétent. L’apparition des signes d’arthrite sera évaluée 1 fois par semaine avec un suivi plus rapproché lors de la deuxième phase de l’arthrite. L’arthrite apparait vers l’âge de 8 semaines et sa durée est limitée dans le temps. L’évaluation des souris sera faite à l’aide d’un score composite, c’est-à-dire comprenant un score d’arthrite et un score de retentissement sur le comportement de la souris. Les mesures nécessaires à la prise en charge des souris avec arthrite seront adaptées en fonction de l’état des animaux (suivi des signes de mieux/mal être, mesures adaptées, euthanasie si le point limite est atteint). Les moyens de soulager la douleur seront limités à cause de l'impact des médicaments sur la perméabilité intestinale et l'arthrite. Cependant, un système d'évaluation clinique donnant lieu à des mesures adaptées comme la disponibilité de la nourriture directement dans la cage, la mise à disposition d’une solution de réhydratation gélifiée et une surveillance rapprochée a été mis en place. Si les points limites sont atteints, c’est-à-dire déshydratation, un score d’arthrite très important causant une immobilisation persistante de la souris, alors cela entraînera une euthanasie précoce. Ainsi, le protocole expérimental pourra être atténué voire suspendu en cas de souffrance des animaux. L’environnement des animaux sera enrichi afin de leur permettre d’avoir un comportement le plus naturel possible (cotons, maisons, cycle jour/nuit).
Choix des espèces
Les souris sont souvent utilisées pour étudier l’arthrite, car elles permettent de mieux comprendre les liens entre l’alimentation, l’environnement, les microbes intestinaux et l’articulation elle même. Dans ce projet, nous utilisons une lignée de souris qui ne produit pas une protéine clé entrainant ainsi une inflammation articulaire ressemblant à une arthrite chez l’humain. Ce modèle génétique de la maladie n’existe que chez la souris. Les animaux seront mis en accouplement possiblement à partir de 5 semaines soit l’âge de maturité sexuelle. Les animaux générés rentreront ensuite dans les projets de recherche juste après le sevrage soit vers l’âge de 4 semaines, juste avant le développement spontané de l’arthrite.
Caractérisation d’une nanoplateforme inorganique radiomarquée pour le ciblage de tumeurs par effet EPR. (2/2)
- Recherche appliquée
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Recherche fondamentale
- Oncologie
106 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées puis disséquées pour analyser leurs organes. Une partie reçoit une greffe de cellules cancéreuses sous la peau, toutes passent cinq séances d'imagerie nucléaire sous anesthésie et une injection dans la veine de la queue, avec un transport de deux heures trente à trois heures entre deux établissements. Le projet teste trois revêtements polymères censés rendre des nanoparticules d'imagerie invisibles aux défenses de l'organisme, pour qu'elles atteignent la tumeur avant d'être captées par le foie. Le porteur décrit ces séances d'imagerie comme non invasives et ne causant "ni douleur ni traumatisme", et affirme dans le même texte que des tests sur de petits animaux sont "indispensables" pour savoir où les nanoparticules se répartissent.
Objectifs
L'Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) est une technique d'imagerie médicale qui permet d'obtenir des vues en deux ou trois dimensions de l'intérieur du corps avec une très grande précision anatomique. Elle n'utilise pas de rayons X, mais un champ magnétique puissant et des ondes radio pour créer des images détaillées des organes et des tissus mous. Ce projet se déroule entre deux EU différentes. Après avoir mené une première étude en laboratoire sur des cellules, ce projet a pour but de tester, sur des animaux vivants, de nouvelles substances issues des nanotechnologies. Ces substances pourraient améliorer les images médicales utilisées pour détecter et suivre l’efficacité du traitment du cancer. Elles combinent les avantages de deux techniques d'imagerie : la précision de l’IRM et la sensibilité de l’imagerie nucléaire. Cependant, un gros obstacle est que notre corps élimine ces substances très rapidement, en quelques minutes seulement. Le foie et le système immunitaire les repèrent et les capturent avant qu’elles n’aient le temps d’atteindre la tumeur. Pour éviter cela, on modifie leur surface avec des polymères (une sorte de revêtement spécial) pour qu’elles deviennent invisibles aux défenses du corps. Cela leur permet de rester plus longtemps dans le sang et d’avoir plus de chances d’atteindre la tumeur. Dans ce projet, nous allons d'abord tester trois types de ces revêtements et choisir ceux qui rendent les substances les plus « invisibles » pour le corps. Le but est qu’elles restent plusieurs heures dans le sang. Ensuite, sur des souris porteuses de tumeurs, nous testerons les deux meilleures versions. L’imagerie se fera avec un appareil spécialement conçu pour les petits animaux, sous anesthésie, afin d’éviter qu’ils ne bougent pendant la prise des images.
Bénéfices attendus
Ces nouvelles substances sont conçues pour que l’on puisse injecter des doses plus faibles et obtenir de meilleures images médicales. En effet, une seule méthode d’imagerie ne suffit pas toujours pour poser un diagnostic précis. C’est pourquoi il devient important de créer des produits capables de combiner deux techniques d’imagerie différentes et de viser précisément la zone malade. Ces produits "bimodaux" permettraient d’obtenir plus rapidement un diagnostic fiable et de choisir un traitement mieux adapté. Cela réduirait les effets secondaires, améliorerait la qualité des soins pour les patients et ferait aussi baisser les coûts pour le système de santé. Des études montrent que les professionnels de santé sont particulièrement intéressés par des substances qui combinent la précision des images IRM avec la sensibilité de l’imagerie nucléaire, car ces deux méthodes se complètent bien. Il existe d’ailleurs déjà des machines capables de faire ces deux types d’images en même temps. Pourtant, même si plusieurs études ont proposé des solutions, aucun produit de ce type n’est encore disponible pour un usage médical. Les nanomatériaux représentent de bons candidats pour développer ces outils, car ils peuvent être facilement modifiés pour mieux cibler les zones malades et combiner plusieurs fonctions.
Procédures
Suivant les procédures les animaux serons soumis à : Une Injection de cellules cancéreuses sous la peau (réalisé dans un EU) : Cette étape dure environ 20 secondes. Elle est réalisée pendant que l’animal est endormi (sous anesthésie) afin de garantir un geste précis et sans douleur. Cinq séances d’imagerie nucléaire (réalisé dans le second EU) : Ces examens permettent d’observer ce qui se passe à l’intérieur du corps sans chirurgie. Ils sont réalisés sur des animaux anesthésiés pour qu’ils restent immobiles. Chaque séance dure environ 10 minutes et ne cause ni douleur ni traumatisme. Une injection intraveineuse sous anesthésie : L’injection se fait dans la veine de la queue de l’animal, sous anesthésie. Elle permet d’administrer le produit radioactif nécessaire à l’imagerie. La procédure complète, incluant la préparation, dure environ 10 minutes.
Impact sur les animaux
L’imagerie nucléaire utilisée est non invasive et ne provoque que très peu de gêne pour les animaux. Le modèle de cancer, de sévérité modérée, ne sera utilisé qu’après une première phase de sélection des nanoparticules les plus prometteuses, afin de réduire le nombre d’animaux nécessaires. Des antidouleurs seront administrés après la chirurgie si besoin.
Devenir
Tous les animaux sont sacrifiés en fin de procédures expérimentales. Les animaux ayant reçu injection des nano-sondes seront disséqués post-mortem pour analyse de leurs organes.
Remplacement
Certaines étapes, comme la vérification de la stabilité et de la toxicité des nanoparticules, seront réalisées entièrement en laboratoire, sans animaux. En revanche, pour comprendre comment ces nanoparticules se répartissent dans le corps, sont éliminées (par les urines ou le foie) et ciblent les tumeurs, des tests sur de petits animaux sont indispensables. Ces études commenceront chez l’animal sain, pour évaluer leur comportement, avant de les tester sur un modèle tumoral afin de mesurer leur capacité à atteindre la tumeur.
Réduction
Pour limiter le nombre d’animaux utilisés, une méthode d’imagerie sera utilisée pour suivre les mêmes souris à différents moments (4h et 24h après l’injection). Cela réduit la variabilité entre les animaux et permet d’en limiter le nombre pour des temps différents. L’imagerie permettra de mesurer la répartition de nos nanoparticules dans les organes. Les analyses sur organes après mise à mort ne seront réalisées que pour les deux nanoparticules les plus prometteuses et aux moments les plus pertinents, identifiés grâce aux images, ce qui permet de réduire significativement le nombre total d’animaux.
Raffinement
La première phase de tests sera réalisée sur des souris saines afin de limiter l’utilisation d’animaux porteurs de tumeurs. Tous les animaux seront hébergés selon la réglementation en vigueur. Ceux montrant des signes de souffrance (perte de poids importante, léthargie, tumeur trop grosse) seront retirés de l’étude et mis à mort. Un enrichissement adapté sera prévu dans chaque cage (igloo, tunnel, etc.). Pour les souris recevant une greffe de cellules tumorales, un antidouleur sera injecté avant l’intervention. Les animaux seront gardés au chaud et surveillés jusqu’à leur réveil. Si des signes de douleur apparaissent une nouvelle dose d’antidouleur sera administrée chaque jour jusqu’à amélioration. Un transport des animaux entre 2 EU sera fait par un transporteur agréé pour une durée de 2h30-3h.
Choix des espèces
Le modèle de souris est bien adapté pour évaluer les agents de contraste en imagerie. Comme chez l’humain, la souris possède une vésicule biliaire, ce qui permet d’observer une possible élimination par le foie. Le modèle de tumeur sous la peau est bien maîtrisé. Les souris utilisées seront jeunes adultes (entre 7 et 16 semaines), ayant atteint leur maturité. Pour étudier un effet spécifique tumoral des souris plus jeunes (6 semaines) recevront une greffe de cellules cancéreuses, et seront ensuite examinées par imagerie entre 7 et 10 semaines.
Contrôle de l’inactivation de la Toxine Dermonécrotique dans un produit pharmaceutique vétérinaire.
- Tests réglementaires
- Contrôles de qualité
Une nécrose de la peau entre trois et vingt-quatre heures, puis une ataxie et des vocalises à la manipulation : ces signes déclencheraient le point limite et la mise à mort chez des souris de dix-huit jours, non sevrées. 30 d'entre elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère pour 21 et léger pour 9, toutes tuées à l'issue, le sevrage tombant le lendemain de la fin de l'essai. Chacune reçoit quatre injections sous anesthésie, séparée de la femelle adulte qui l'allaite et qui est elle aussi anesthésiée. L'essai vérifie l'inactivation d'une toxine dans trois lots d'un vaccin vétérinaire, une exigence de la Pharmacopée européenne pour obtenir l'autorisation de mise sur le marché, que le porteur annonce ne pas reconduire en routine ensuite.
Objectifs
L’objectif du projet est le contrôle de l’inactivation d’un agent toxique dans le cadre du développement d’un produit immunologique à usage vétérinaire destiné à une espèce de mammifère domestique. Aucun modèle in vitro ne peut permettre de garantir l’inactivation de la toxine contenue dans notre produit. En effet, d’autres composés présents sont susceptibles de provoquer les effets décrits in vitro ce qui rend aspécifique un tel modèle. L’utilisation d’un modèle in vivo réglementaire décrit dans la Pharmacopée Européenne est demandé pour l’enregistrement du futur produit. Ces essais sont nécessaires en plus des contrôles in vitro réalisés sur le vaccin. Le test in vivo ne sera pas utilisé en routine mais sur des lots réglementaires représentatifs du procédé de fabrication reproductible et robuste, avec une étape de détoxification conforme (risques d’activité toxique presque nuls). Le dit agent toxique provoque des signes cliniques identifiables et spécifiques dans un temps court après administration à des souris jeunes. Nous vérifierons l’absence de signes cliniques dans trois lots de vaccins représentatifs du procédé final de fabrication afin de garantir aux autorités l’inactivation de la toxine dans la demande d’autorisation de mise sur le marché.
Bénéfices attendus
Ce projet contribue à la mise à disposition de produits immunologiques pour une maladie respiratoire qui touche l’espèce de destination, auprès des vétérinaires et des propriétaires d’animaux de compagnie en accord avec les requis pour la mise sur le marché de ces produits. La réalisation de ces essais permettra de garantir que les vaccins sont fabriqués avec un procédé robuste et qu’il ne sera pas nécessaire de faire le test d’inactivation de la toxine in vivo en routine.
Procédures
Les animaux seront soumis à une vaccination en 4 injections pour respecter la dose vaccinale à tester et le volume maximal injectable de 50µL. Le groupe contrôle négatif recevra le tampon de formulation du vaccin (sans principe actif) à l’identique. Chaque animal recevra donc 4 injections de 50µL une fois le jour de l’administration. Durée d’une injection sous cutanée/intradermique par animal: environ 1 minute (y compris le positionnement de l’aiguille et de l’animal)
Impact sur les animaux
Stress lors de la contention puisque les animaux sont jeunes, non sevrés, et habitués à rester auprès de la femelle adulte. La période de sommeil induite par l’anesthésie peut représenter un risque de difficultés respiratoires. Inconfort au réveil de l’anesthésie possible avec recouvrement de motricité retardé. L’apparition d’une nécrose dermique sur le site de l’administration représenterait le signe clinique d’une toxicité évoluant entre 3h et 24h. Les animaux souffriraient à 24h d'ataxie, des vocalises à la manipulation démontreraient une douleur. Dès l’apparition de signes cliniques le point limite spécifique sera mis en application de façon à ne pas laisser les symptômes se développer.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés: les souris non sevrées arrivent au sevrage à 21 jours soit un jour après la fin de la procédure, ils ne seront pas réutilisés.
Remplacement
Il n’existe à ce jour aucun modèle in vitro qui permettrait de contrôler la détoxification de la toxine bactérienne. Selon des études in vitro, la toxine dermonécrotique pure provoque des modifications cytoplasmiques des cellules cibles en culture (Modèle in vitro décrit par Horiguchi et al,1995, 1997, 2002, 2010). Les techniques de microscopie utilisées sont représentatives d’une partie de la population cellulaire mais ne montrent pas la totalité des cellules soumises à l’action de la toxine. Dans notre produit, d'autres protéines peuvent avoir un effet sur l’architecture cellulaire. Ceci rend non spécifique une étude in vitro. La toxine dermonécrotique en faible quantité est toxique in vivo et est le seul agent potentiellement présent dans notre produit à engendrer des signes cliniques identifiables et spécifiques. Pour garantir réglementairement son inactivation dans notre vaccin vétérinaire nous utiliserons un modèle in vivo décrit dans la littérature (Weiss and al, 1994, 1998) et la Pharmacopée Européenne humaine.
Réduction
Le nombre d’animaux envisagés dans cette procédure à été défini à son minimum tel que décrit dans le texte de la Pharmacopée Européenne soit 3 animaux par groupe correspondant à un produit testé. Seuls les trois lots réglementaires utilisés pour la constitution du dossier d’autorisation de mise sur le marché seront vérifiés, ce test ne sera pas utilisé en routine par la suite pour contrôler de futurs lots. Aucun groupe positif ne sera utilisé puisque 100 % des animaux réagissent spécifiquement en présence de toxine active.
Raffinement
Les mesures de raffinement utilisées sont : Conditions d’hébergement : les souris non sevrées seront hébergées dans la même cage que la femelle adulte, sauf pendant l’anesthésie, de manière à réduire leur stress. Une période d’acclimatation de 5 jours leur permettra de s’adapter à leur nouvel environnement, elles seront observées une fois par jour puis surveillées pendant l’expérimentation. Le matériel de nidification non souillé (feuilles de cellulose) présent dans les boîtes de transport sera transféré dans les cages afin de conserver une continuité olfactive (diminution du stress dû au changement d’environnement) et contribuer à la thermorégulation nécessaire aux souris non sevrées. Utilisation d’ un analgésique/anesthésique pour l’administration. Une surveillance mise en place jusqu’au réveil complet de l’animal et remise dans leur environnement. Les animaux seront réchauffés pendant la phase d’anesthésie par des tapis chauffants. Les femelles adultes seront anesthésiées pendant la réalisation de la procédure pour diminuer leur stress dû à la séparation de la portée. Observation quotidienne des animaux et examen/suivi clinique effectué aussi souvent que cela sera jugé nécessaire avec une fréquence qui pourra être augmentée en cas de besoin (en particulier si apparition de signes cliniques) Mise en place de points limites adaptés et spécifiques prédictifs dès 6 heures.
Choix des espèces
Test décrit dans la pharmacopée européenne sur souris non sevrées. Jeunes non sevrés (avant 21 jours) comme demandé par le texte de la Pharmacopée Européenne. Les animaux auront 18 jours au début de l’essai. Ils seront accompagnés d’une femelle adulte (utilisation de portée reconstituée). .
Évaluations précliniques de nouvelles stratégies thérapeutiques contre les infections multirésistantes bactériennes, fongiques ou virales
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Rats : 1500
Infectés une fois sous anesthésie gazeuse par des virus, des bactéries ou des champignons, des souris et des rats reçoivent des composés testés jusqu'à quatre fois par jour pendant dix jours au plus, et les symptômes attendus de l'infection sont la fièvre, la perte de poids, la détresse respiratoire et une mobilité réduite. 6 750 rongeurs, soit 5 250 souris et 1 500 rats, vont être utilisés au fil de 90 études prévues sur cinq ans, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à sévère. Selon les protocoles s'ajoutent jusqu'à une prise de sang par semaine, la pose d'un cathéter dans l'urètre pour les infections urinaires ou des lésions de la peau provoquées pour étudier la cicatrisation. Le porteur chiffre la douleur de chaque geste, deux secondes de douleur légère pour une piqûre, dix de douleur modérée pour une administration par le nez, deux minutes de "douleur importante" pour une lésion de la peau, et ne donne aucune durée aux symptômes de l'infection. À la fin de chaque procédure, tous sont mis à mort pour mesurer la charge microbienne et l'inflammation dans leurs organes et leur sang.
Objectifs
Le projet propose l’évaluation préclinique de composés anti-infectieux pour déterminer leur efficacité contre des agents pathogènes, incluant des virus, des bactéries et des champignons. L’objectif principal est d’explorer le potentiel thérapeutique de ces traitements pour la diminution de la résistance aux antibiotiques et la découverte de traitement contre les infections virales et fongiques dans les secteurs de la santé humaine et animale. Le nombre d'étude envisagées sur 5 ans est 90. L'efficacité des traitements sera mesurée à travers des tests biologiques et cliniques sur les modèles animaux, en évaluant leur capacité à éliminer ou inhiber la prolifération des agents infectieux, tout en favorisant une réponse immunitaire appropriée. Ce projet s’inscrit dans une démarche de développement de nouvelles solutions thérapeutiques, dans une perspective de prévention et de traitement des infections.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus du projet sont multiples avec un impact significatif sur la santé humaine et animales. En développant des composés anti-infectieux, le projet vise à répondre à des besoins non satisfaits dans la lutte contre les infections virales, bactériennes et fongiques, en particulier face à la résistance antimicrobienne et aux effets secondaires des traitements existants. Le projet permettra de concevoir de nouveaux traitements ciblant plus efficacement les infections, en particulier dans les contextes où les thérapies actuelles échouent. Cette innovation pourrait améliorer la gestion des infections résistantes et des maladies difficiles à traiter. Les résultats du projet auront un impact direct sur la santé humaine et animale, en réduisant la prévalence des infections et la résistance aux traitements, contribuant ainsi à améliorer la santé publique. A court terme, ce projet permettra l'identification rapide de composés prometteurs ayant une activité anti-infectieuse spécifique et une compréhension fine de la physiopathologie infectieuse, en particulier les interactions hôte-pathogène et les réponses immunitaires induites. A long terme, ces recherches autoriseront le développement de nouvelles approches thérapeutiques pour des infections graves ou résistantes alternatives aux antibiotiques. La réduction de la mortalité et de la morbidité associées aux infections bactériennes, fongiques ou virales, en particulier dans les populations à risque (immunodéprimés, enfants, patients hospitalisés), favorisera l'amélioration de la préparation face aux pandémies par la mise au point de traitements adaptables à différents pathogènes et des avancées scientifiques transversales profitant à d’autres domaines (cancérologie, immunologie, microbiome, médecine personnalisée).
Procédures
Le projet implique une seule administration des virus, bactéries ou champignons pour l'ensemble des protocoles. Cette procédure n'excède pas 15 secondes pour chaque animal et est réalisée sous anesthésie gazeuse. Les traitements avec les composés testés sont de 1 à 4 fois par jour pendant 10 jours maximum. Ce geste n'excède pas 10 secondes par animal. Pour l'ensemble des protocoles, des pesées journalières sont réalisées ; pour chaque souris, une contention de 20 secondes maximum est nécessaire pour cette mesure. Enfin, des prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse (pendant 1 minute) sont pratiqués pour la mesure des paramètres inflammatoires. En prenant en compte le temps de récupération des souris, le nombre maximum de prélèvement est de 1 fois par semaine pour l'ensemble des procédures. 30 minutes avant le prélèvement, un traitement avec un analgésique est pratiqué pour réduire la douleur ; ce traitement est également réalisé pour les installations de cathéters et la génération de lésions cutanées.
Impact sur les animaux
Les nuisances principales concernent la douleur et l'inconfort induits par les injections, les inflammations et l'infection. Des efforts sont faits pour limiter ces impacts en suivant des protocoles de réduction de la douleur et du stress. L'anesthésie avec l'isoflurane induit un stress de courte durée (15 secondes). Les piqûres d’aiguille pour infecter ou traiter les animaux entraînent une douleur légère de courte durée (2 secondes). Lors d'infection urinaire l'installation d’un cathéter intraurétral peut induire une inflammation locale de la vessie, causant un léger inconfort temporaire (1 minute). L'administration par voie intranasale de molécules peut entraîner une inflammation : douleur modérée (10 secondes). La génération de lésion cutanée (modèle cicatrisation) induit une douleur importante de 2minutes ; cet effet indésirable majeur sera contrôlé par analgésique et anesthésie. L'infection par des agents pathogènes induit la pathologie avec des symptômes attendus comme la fièvre, la perte de poids, la diminution de la prise alimentaire et hydrique, détresse respiratoire et une mobilité réduite. Ces symptômes sont causés par la maladie elle-même, ce qui constitue une altération de l'état général de l'animal. La préhension répétée, bien que de courte durée (20 secondes), peut être perturbant pour les animaux et induit un stress, mais il est géré en limitant la fréquence et la durée de ces manipulations. Ceci peut affecter le bien-être psychologique des animaux pendant la durée de la manipulation.
Devenir
A la fin de chaque procédure tous les animaux sont mis à mort et des prélèvements d'organes et de sang sont réalisés pour des mesures de charge microbienne, de paramètres inflammatoires et des études d'histologie.
Remplacement
Préalablement à toute utilisation d'animal, nous intègrons dans nos projets des modèles in vitro, tissulaires et des organoïdes, afin de réduire le nombre d'animaux utilisés et d’optimiser les essais précliniques. Il existe plusieurs alternatives non animales dans la recherche sur les maladies infectieuses et inflammatoires, mais elles ne peuvent pas remplacer totalement les tests sur les animaux utilisés dans ce projet. 1. Modèles in vitro : Les cultures cellulaires humaines ou animales permettent d’étudier des interactions cellulaires et les réponses inflammatoires. Cependant, elles ne peuvent pas reproduire la complexité d'un organisme entier, notamment les interactions multicellulaires complexes et la réponse immunitaire systémique. 2. Modèles ex vivo : Les tissus humains ou animaux (biopsies, organes) permettent d’étudier des processus biologiques en conditions plus réalistes, mais il manque des interactions entre plusieurs systèmes organiques, essentiels pour comprendre les maladies infectieuses et inflammatoires. 3. Modèles organoïdes et organes sur puce : Ces systèmes imitent des organes comme les poumons ou les reins pour étudier les réponses biologiques. Cependant, ils ne peuvent pas reproduire la réponse systémique d'un organisme complet. 4. Modélisation informatique : Les simulations informatiques peuvent modéliser certaines interactions pathogènes et immunitaires, mais elles ne peuvent pas simuler toutes les réactions biologiques complexes d'un organisme vivant. Ces alternatives ne peuvent pas complètement remplacer les animaux, pour les raisons suivantes : • Complexité biologique : Les modèles non animaux ne peuvent pas reproduire la complexité d’un organisme vivant complet, limitant leur capacité à simuler des réponses biologiques globales. • Interactions systémiques : Les maladies infectieuses et inflammatoires nécessitent l'étude des interactions complexes entre les systèmes biologiques, ce qui ne peut être simulé sans un modèle vivant.
Réduction
Nous intègrons dans notre projet des modèles in vitro, tissulaires et des organoïdes, afin de réduire le nombre d'animaux utilisés et d’optimiser les essais précliniques. Les modèles in vitro et tissulaires permettent de tester les composés anti-infectieux et immunomodulateurs sur des cultures cellulaires et tissulaires, évaluant leur efficacité, leur innocuité et leurs mécanismes d’action avant tout essai in vivo. Les organoïdes reproduisent des structures d’organes spécifiques, comme les poumons, la vessie et les reins, permettant d’étudier la réponse des tissus aux infections et traitements dans un environnement plus réaliste. En combinant ces approches, nous contribuons à la réduction des expérimentations animales, tout en garantissant la précision des résultats. Cette approche permet d'identifier les composés les plus prometteurs et de maximiser l'efficacité des traitements contre les infections virales, bactériennes et fongiques. De façon systématique des analyses statistiques sont effectuées pour déterminer le nombre d’animaux optimal afin de produire des résultats robustes pour chaque end point: généralement la charge virale, bactérienne ou fongique dans les organes ciblés, analyse de la survie, mesure de biomarqueurs (exemple: biomarqeur hépatique) et évaluation de l'inflammation.
Raffinement
Dans les expérimentations pour les maladies infectieuses et inflammatoires, la fréquence de surveillance des animaux est essentielle pour garantir leur bien-être. Les signes de détérioration de l’état de santé, sont particulièrement surveillés par l'observation de points limites en raison des effets des infections et inflammations. Après l'infection ou l'administration de traitements, une surveillance plus rapprochée (toutes les 2 à 4 heures) est mise en place dans les premières 12 heures, pour détecter rapidement des signes de détresse. Des critères d'arrêt stricts sont définis pour éviter la souffrance excessive des animaux. L’objectif est de garantir que l’état de l’animal est constamment suivi et que des soins vétérinaires sont fournis dès que nécessaire. La prévention du stress est intégrée au protocole expérimental par l'utilisation d'une anesthésie gazeuse et administration d'analgésique au préalable des gestes douloureux (injection par piqure...).
Choix des espèces
En infectiologie, les souris sont le modèle le plus documenté pour les infections bactériennes, fongiques et virales. Leur système immunitaire, bien caractérisé et très proche de celui de l’humain, permet l’analyse fine de la réponse hôte. Il y a une grande disponibilité de lignées transgéniques, utiles pour étudier des voies spécifiques des défenses immunitaires. Les rats ont une taille corporelle supérieure à celle de la souris, permettant des prélèvements répétés de sang en quantité suffisante pour des dosages biochimiques, hématologiques ou pharmacocinétiques. Ils présentent une meilleure tolérance aux manipulations, ce qui les rend adaptés aux études de suivi prolongé, à administration chronique. Les modèles infectieux bien établis pour certaines pathologies spécifiques, comme les infections pulmonaires et urinaires, sont parfois plus représentatifs chez le rat que chez la souris. Les animaux utilisés dans le cadre des modèles de pathologies infectieuses sont des jeunes adultes, âgées de minimum de 6 à 10 semaines. Ce stade de développement correspond à une maturité immunologique, métabolique et physiologique optimale, ce qui en fait un modèle préclinique pertinent et standardisé pour l’étude des maladies infectieuses et inflammatoires humaines. A partir de la 6e semaine, les animaux présentent un système immunitaire complet (réponses innée et adaptative), permettant une réponse fiable aux agents pathogènes étudiés (bactéries, virus, champignons). Les animaux sont sevrés, stabilisés, et moins sujets aux fluctuations hormonales ou de croissance rapides, ce qui renforce la reproductibilité expérimentale. La morphologie permet des manipulations techniques précises (voies d’infection, prélèvements sanguins, administration de traitements). La majorité des publications scientifiques et des recommandations réglementaires utilisent ce stade pour modéliser des infections systémiques, respiratoires, digestives ou cutanées.
Evaluation de la pharmacocinétique et de la pharmacodynamique de produits injectés par voie intravasculaire ou extravasculaire chez la souris.
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
Jusqu'à dix examens d'imagerie sous anesthésie générale le premier jour, trois par jour les trois jours suivants, puis un par jour jusqu'au dixième jour et deux par semaine jusqu'à la fin de l'étude : 900 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Elles reçoivent le produit testé en une ou plusieurs injections, le porteur annonçant "un effort" pour ne pas en dépasser cinq, parfois dans le coussinet d'une patte, ce qui peut gêner la marche, ou dans l'œil, avec un risque de glaucome ou de perte de vision. Le seul bénéfice annoncé est de contribuer "à la mise sur le marché de nouveaux produits". La souris est retenue pour sa petite taille, qui permet l'imagerie du corps entier. Les souris dont les organes sont prélevés sont tuées, et les autres pourront être gardées en vie pour la formation du personnel, 30 étant déclarées réutilisées.
Objectifs
L’autorisation de mise sur le marché d’un produit ou d'un médicament nécessite au préalable de caractériser notamment sa pharmacocinétique et sa pharmacodynamique. La pharmacocinétique permet d'améliorer les dosages et la posologie du produit ou du médicament. Elle permet également de déterminer les voies d'administrations optimales. La pharmacodynamique consiste quant à elle à évaluer les effets du produit sur l’organisme. Ce projet a pour objectif de caractériser la pharmacocinétique et la pharmacodynamique après administration de produits chez la souris. Le recours à l’imagerie médicale (imagerie à rayons X ou imagerie optique) dans ce projet permettra de suivre au cours du temps la distribution de produits radio-opaques, rendus fluorescents ou bioluminescents.. Cette méthode d’analyse présente l’avantage d’être non-invasive, nécessitant seulement une anesthésie générale. Elle permet également de suivre un même animal au cours du temps et de réduire le nombre d’animaux nécessaire. Il n’existe pas de méthode alternative à l’heure actuelle permettant de déterminer les dosages, la posologie, la voie d'administration et les effets sur l'organisme d'un produit ou d'un médicament sans un organisme vivantLe recours à lexpérimentation animale est donc nécessaire à l’objectif de ce projet.
Bénéfices attendus
Ce projet contribuera à la mise sur le marché de nouveaux produits.
Procédures
Les animaux recevront une injection le produit testé en dose unique ou répétée en respectant les volumes d’injections recommandés. Lors d’injections répétées, un effort sera fait pour ne pas excéder 5 injections maximum par animal. Sur animaux vigiles, les injections seront réalisées en quelques secondes (temps inférieur à 1 minute), soit environ 5 minutes avec l’anesthésie. Des examens d'imagerie pourront également être réalisés, avec parfois injection d’un produit de révélation, sous anesthésie générale pendant une durée de 5 à 20 minutes. la fréquence des examens sera au maximum de 10 acquisitions par jour le premier jour puis, de 3 acquisitions par jour pour les 3 jours suivants, 1 acquisition par jour jusqu’au 10ème jour et de 2 acquisitions par semaine jusqu’à la fin de l’étude. Des prélèvements sanguins pourront être réalisés sur animaux anesthésiés au maximum 3 fois par semaine la première semaine puis 1 fois par semaine. Un prélèvement s’effectue en moyenne en 1 à 2 minutes.
Impact sur les animaux
Les animaux pourront présenter des réactions différentes selon les produits testés et selon les voies d’administration, pouvant entrainer l’apparition de signes cliniques (risque de déshydratation et pertes de poids liées aux éventuelles anesthésies répétées, inflammation des sites d’injection). Certaines voies d’administration sont plus inconfortables que d’autres et nécessitent une prise en charge analgésique pré et post injection : sous-cutanée dans le coussinet du pied qui peut gêner la locomotion de l’animal et donc l’accès à l’eau et la nourriture et les injections intravitréennes pouvant altérer la vision (glaucome ou perte de vision de l’œil injecté). Dans tous les cas, des mesures adaptées sont mises en place.
Devenir
Les animaux dont un prélèvement d’organe est nécessaire seront euthanasiés. Il sera possible de réaliser une quantification des produits ex-vivo par organe grâce à de l’imagerie optique ex-vivo ou par d’autres techniques in-vitro. Les souris dont les organes ne doivent pas être prélevés pourront soit être gardés en vie et réutilisés pour la formation du personnel.
Remplacement
Le recours à l’expérimentation animale est nécessaire afin de pouvoir caractériser la pharmacocinétique et notamment la biodistribution d’un produit dans un organisme entier vivant (modélisation d’une situation clinique). Actuellement, il n’existe pas de méthode alternative permettant de modéliser de manière fiable la biodistribution d’un produit dans un organisme vivant.
Réduction
L’avantage de l’imagerie médicale est de suivre les mêmes animaux au cours du temps et donc de diminuer le nombre d’animaux utiles au projet. Afin d’obtenir des résultats statistiquement exploitables permettant d’étudier la biodistribution du produit testé, des groupes d’au moins 6 animaux seront constitués. Si nécessaire, des études pilotes seront réalisées sur un nombre limité d’animaux (3 par groupe minimum) afin de confirmer la visualisation d’un produit marqué en in-vivo par exemple.
Raffinement
Une période d’acclimatation de 5 minimum sera respectée (7 jours minimum en cas de transport par avion). Les animaux seront tous hébergés collectivement en cage sauf en cas particuliers scientifiquement justifiés (comme par exemple l'animal contrôle pourrait être isolé pour ne pas être contaminé par ses congénères). En cas d’hébergement individuel, les cages seront organisées de manière à permettre un contact visuel et olfactif avec les animaux adjacents et un enrichissement supplémentaire sera apporté à l’animal isolé. Au cours de l’étude, les animaux seront observés quotidiennement afin de détecter tout signe clinique anormal et ainsi prendre, le plus rapidement possible, les mesures nécessaires soit de traitement (désinfection de plaies, isolement, réchauffement, etc…) ou la mise à mort des animaux dont l’état clinique serait jugé irréversible. Le poids des animaux sera mesuré tout au long des études et pourra être complété par un score clinique basé sur l’état général de l’animal (comportement de l’animal, la réponse à la stimulation, l’état de son pelage (soyeux ou non), la présence d’écoulement nasaux et oculaires, des difficultés respiratoires) et en lien avec l’injections du produit testé (inflammation, lésion, nécrose, difficulté dans la locomotion et le déplacement pour atteindre l’eau et la nourriture, œil-mi-clos, fermé ou glaucome). Des examens cliniques plus approfondis pourront également être réalisés. Toute anomalie clinique sera rapportée au vétérinaire responsable du suivi. Les signes cliniques observés seront pris en charge (mise en place de traitements, injection de solutions réhydratantes, etc…) à condition qu’ils n’interfèrent pas avec les produits test injectés.
Choix des espèces
Le modèle souris a été choisi : - Pour sa taille réduite et parce qu’il permet l’utilisation de technique d’imagerie du corps entier, - Car il s’agit d’une espèce couramment utilisée pour étudier la pharmacocinétique et pharmacodynamique en expérimentation animale et permettant de travailler sur des lots homogènes (âge et sexe fixés). Des souris de plus de 6 semaines seront utilisées au cours de ce projet (stade jeune adulte) afin de s’affranchir de la période de forte croissance de l’animal et d’avoir des animaux présentant un poids d’environ 20g.
Treg AVC Comportement fUS 1/2
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Une injection de thrombine dans le cerveau provoque un infarctus chez 80 souris, dont la patte avant gauche reste affaiblie la semaine suivante. Elles passent ensuite une IRM, une imagerie fonctionnelle par ultrasons, un test de tapis roulant de deux heures et un test de préférence au saccharose de vingt-quatre heures, censés mesurer la fatigue et la dépression qui suivent un accident vasculaire cérébral. Le niveau de souffrance déclaré est sévère pour la totalité des animaux, alors que le porteur ne décrit que des signes de douleur dans les premières heures, un stress lié au bruit de l'IRM et une perte de poids après les anesthésies. Toutes sont tuées à l'issue, alors que des échantillons ne sont prélevés que sur la moitié d'entre elles.
Objectifs
L'accident vasculaire cérébral (AVC) est l'une des principales causes d'invalidité et de décès dans le monde. L’AVC ischémique (AI) représente environ 85% des AVC, il est majoritairement causé par une thrombose ou une embolie entrainant une diminution de l’afflux sanguin vers le cerveau. Peu après l'apparition de l'AI, des phénomènes d’hypoxie et inflammatoires entrainent une dégénérescence neuronale responsable de déficits à long terme. La majorité des études précliniques sur l’AI se sont concentrées sur des temps précoces et sur la mesure du volume de la lésion, définitif 24 à 48 heures après le début de l'AVC, comme critère d'évaluation principal. Cependant, l'AI peut être considéré comme une maladie chronique. En effet, les patients peuvent souffrir de séquelles des mois, voire des années après la phase aigüe. Ainsi, au moins 1/3 des patients développent une dépression et une fatigue en post-AVC. L'origine de ces symptômes n'est pas claire et peut être difficile à traiter, ce qui en fait une priorité de la recherche sur l'AVC. Malgré cela, nos connaissances sur les phases subaiguës et chroniques de l'AI sont très limitées à ce jour. Il a été suggéré que la mise en place de la dépression et de la fatigue post-AVC pourrait être liée à la dérégulation de la réponse immunitaire. Des données récentes indiquent que les populations lymphocytaires T jouent un rôle dans la réparation et la régénération du tissu cérébral dans les semaines et les mois qui suivent l'AI. Dans ce projet, nous nous intéresserons à une sous population lymphocytaire, les lymphocytes T régulateurs, qui ont la capacité d'interagir avec des cellules résidentes du cerveau pour promouvoir la réparation tissulaire post-AVC. Nous souhaitons identifier de nouvelles stratégies d'imunomodulations impliquant les lymphocytes T régulateurs et déterminer leur implication dans la récupération foncitonnelle à long terme post AVC. Le projet se déroulera dans deux établissements utilisateurs distincts.
Bénéfices attendus
La mise en évidence de l'implication des lymphocytes T régulateurs dans la récupération fonctionnelle post-AVC pourrait permettre d'identifier de nouvelles stratégies d'immunomodulation permettant de lutter contre les séquelles à long terme.
Procédures
Le modèle d’ischémie thromboembolique cérébrale focale par injection de thrombine sera réalisé sur tous les animaux (n= 80, durée de la procédure : 1.5 heures) et les lésions cérébrales seront évaluées par Imagerie par Résonnance Magnétique (IRM) (n=80, durée de la procédure : 15 minutes - site n°1). Une partie des animaux recevra une injection de lymphocytes T régulateurs en post-AVC (n=30, durée de la procédure : 15min - site n°1) et les séquelles comportementales seront évaluées par des tests comportementaux évaluant la fatigue et la dépression (n=80, durée de la procédure : 2h pour le test du tapis roulant et 24h pour le test de préférence au saccharose - site n°2) et par imagerie fonctionnelle par ultrason (n=80, durée de la procédure : 1h - site n°1). La totalité des animaux (n=80) sera mis à mort selon les préconisations réglementaires, des échantillons biologiques seront prélevés post-mortem pour analyse ultérieure sur la moitié d'entre-eux.
Impact sur les animaux
Chirurgie : Certains animaux peuvent montrer des signes de douleur dans les premières heures après la chirurgie. Un affaiblissement transitoire de la patte avant gauche (correspondant à la zone cérébrale lésée par l'AVC) qui disparaît dans la première semaine après l'AVC. Imagerie : Certains animaux peuvent montrer des signes de stress lié à la nuisance sonore produite par l’IRM ou l'imagerie fonctionnelle par ultrason, une perte de masse corporelle après les anesthésies. Comportement : Certains animaux peuvent ressentir un stress durant la période d’habituation à la salle de comportement.
Devenir
A l'issue de toutes les procédures, les animaux seront mis à mort pour récupération de leur cerveau pour analyses ultérieures.
Remplacement
Les procédures expérimentales ne peuvent pas être remplacées par d'autres méthodes expérimentales n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants car des techniques de remplacement ne sont pas susceptibles d'apporter le même niveau d'information. Nous avons sélectionné le modèle présentant le meilleur compromis entre pertinence scientifique et sensibilité de l’espèce. La souris est l’espèce animale la plus étudiée dans l'étude de la réponse immunitaire en post-AVC au niveau du cerveau. La physiopathologie est donc globalement établie, ce qui nous permettra d’interpréter nos résultats de manière fiable. L’ensemble des acquis et des connaissances dont nous disposons rend cette espèce particulièrement intéressante dans le cadre de notre étude
Réduction
Nous utiliserons le nombre minimal d’animaux afin de souscrire au principe de réduction. Le nombre d’animaux utilisé est déterminé en fonction de la spécificité/sensibilité des méthodes utilisées, de nos travaux précédemment publiés, de la littérature et de tests statistiques. Afin d'avoir une idée de la numérotation des groupes, un test de numérotation a été effectué. En fonction de l'expérimentateur (habileté, expérience, prédisposition pour ce type de gestes), le nombre d'animaux pourra être revu à la baisse en fonction de l'aisance des expérimentateurs. Un nombre moyen pour chaque groupe, comprenant un pourcentage d'entrainement et de perte dans ce nombre (15%) a donc été défini. De plus, l'utilisation de techniques d'imagerie non invasives permet de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Raffinement
Afin de souscrire au principe de raffinement, les animaux seront anesthésiés et analgésiés durant chaque procédure. Les expériences seront réalisées en respectant les règles de bonnes pratiques de laboratoire pour le respect des animaux. Le transfert des animaux entre les deux sites d'experimentation sera réalisé sur un chariot à roulette, les deux sites étant séparés par un couloir intérieur. Nous avons indiqué pour chaque procédure expérimentale les points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces pour permettre de limiter la douleur à son minimum. Le bien-être des animaux sera suivi quotidiennement par du personnel qualifié 7/7, cela pendant toute la durée du projet. Les animaux seront hébergés dans des cages standards répondant aux normes européennes actuelles (Directive 2010/63/UE). Pour éviter de stresser les animaux, les cages seront isolées de tout bruit extérieur et l'accès à l'eau et à la nourriture sera ad libitum. Des dômes de cellulose et des carrés de cotons seront placés dans chaque cage. Enfin, une importance particulière sera apportée au bien-être des animaux. Tout sera mis en œuvre pour réduire l'angoisse, la souffrance et la douleur de chaque animal, pouvant être occasionnées pendant le projet. Les principes éthiques et les standards de raffinement seront utilisés jusqu'à la mise à mort de l'animal.
Choix des espèces
La souris (Mus musculus) est l’espèce animale qui a été la plus étudiée dans le domaine des neurosciences vasculaires et en immunologie. L’anatomie et la physiologie de la circulation cérébrale sanguine de la souris sont bien connues et sont semblables par leurs grands traits à celles de l’homme. Les propriétés tissulaires des artères cérébrales sont identiques chez l’homme et la souris. Le sysème immunitaire L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons au laboratoire et dans la littérature rend cette espèce particulièrement intéressante pour étudier le rôle des lymphocytes T régulateurs dans les AVC ischémiques. Les animaux (souris C57Bl/6 / SWISS) utilisés seront âgés de 8 à 12 semaines et auront un poids d'environ 20 g. Nous réaliserons nos modèles sur des adultes afin de pouvoir pratiquer sur des animaux du même stade de développement que ceux utilisés en majorité dans les modèles d’AVC.