Souris
Étude de la plasticité cérébrale pendant la gestation et impact sur le compoprtement maternel chez la souris
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système nerveux
Pendant la gestation, une partie des souris reçoit deux injections à trois jours d'intervalle, d'autres subissent une chirurgie sous anesthésie générale de 30 à 45 minutes. 245 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Après la mise bas, certaines sont séparées de leurs petits dès la naissance et isolées sept jours, un retrait dont le porteur écrit qu'il "peut induire un stress non négligeable", d'autres reçoivent un produit par gavage ou par injection chaque jour pendant cinq jours. La plupart passent trois tests de comportement à 24 heures d'intervalle, deux de cinq minutes et un de 35 minutes, dont le résumé donne le but, mesurer la reconnaissance des petits par leur mère, sans en décrire le déroulement. Juste avant leur mise à mort, toutes reçoivent sous anesthésie générale une injection d'un produit dans le cœur, puis leur cerveau est prélevé pour suivre les neurones apparus pendant la gestation.
Objectifs
Chez les vertébrés, de nouveaux neurones peuvent être produits dans le cerveau adulte et s'intégrer dans des circuits complexes préexistants. L’ajout de jeunes neurones constitue un levier important de plasticité cérébrale, renforçant la capacité d’adaptation du cerveau adulte à diverses expériences de vie. Durant la gestation chez la souris, on observe ainsi l’apparition de neurones particuliers, qui sont importants pour la reconnaissance des petits par leur mère. De façon surprenante, ces neurones nouvellement créés durant la gestation sont transitoires : ils sont fonctionnels durant la première semaine de lactation, puis disparaissent progressivement des circuits neuronaux de la mère au fur et à mesure que les petits acquièrent leur indépendance alimentaire. La raison pour laquelle ces neurones sont transitoires et les mécanismes régulant leur disparition sont encore totalement inconnus. Le projet proposé ici vise à étudier le processus par lequel les neurones liés à la gestation sont éliminés du bulbe olfactif de la mère. Nous allons pour cela utiliser différents groupes de souris (avec ou sans petits, suite à un protocole d’adoption, après exposition à différentes odeurs dans la cage) pour étudier cette plasticité cérébrale.
Bénéfices attendus
Le bénéfice principal de ce projet est de comprendre comment le sens de l’olfaction s’adapte pour une bonne reconnaissance de l’odeur des petits pendant la période de lactation. Cette plasticité semble être préparée en amont de la naissance, lors de la gestation, avec la génération, puis la disparition, de neurones spécifiques. À plus long terme, ces recherches auront un impact sur notre compréhension de la plasticité cérébrale et la modulation transitoire du sens de l’olfaction décrits chez la femme enceinte, mais dont les impacts fonctionnels sur l’attachement mère-enfant ainsi que sur la qualité de lactation sont encore très peu compris. Enfin, une meilleure compréhension des mécanismes de plasticité du cerveau adulte chez les mammifères pourrait mener à de nouvelles pistes thérapeuthiques dans différentes situations pathologiques où le fonctionnement du cerveau est altéré, notamment les fonctions olfactives et de mémoire (accidents vasculaires cérébraux ou maladies neurodégénératives).
Procédures
Injection de produits chez des souris gestantes vigiles (2 injections par souris, espacées de 3 jours, 20 secondes par injection). Certaines de ces souris seront séparées de leurs petits tout de suite après la naissance et isolées pendant 7 jours. D'autres recevront un produit par gavage dans les jours qui suivent la mise bas : 1 administration quotidienne pendant 5 jours sur souris vigiles, 20 secondes par administration. D'autres souris gestantes subiront une chirurgie sous anesthésie générale (1 opération par souris, durée : 30-45 minutes par souris). Chez ces mêmes souris : injection d’un produit dans les jours qui suivent la mise bas : 1 administration quotidienne pendant 5 jours, 20 secondes par administration. La majorité des souris de ce projet subira 3 tests de comportement chacune, espacés de 24h : deux tests de 5 minutes chacun et un test de 35 minutes (souris vigiles). Ces tests, qui visent à évaluer la capacité de la mère à reconnaître ses petits, seront réalisés soit 4-6 jours après la mise-bas, soit 17-19 jours après la mise-bas. Juste avant la mise à mort de toutes les souris du projet : injection d’un produit dans le cœur, par chirurgie sous anesthésie générale (1 injection par souris, durée 10 minutes).
Impact sur les animaux
Les injections de produits induisent une douleur temporaire au point d’injection. Le retrait des petits aux mères allaitantes peut induire un stress non négligeable pour les femelles. Plusieurs nuisances peuvent potentiellement être induites par le gavage : stress, inconfort pendant le gavage, irritation de l’œsophage. Les nuisances de la chirurgie sont liées aux effets secondaires de l’anesthésie, et la douleur post-opératoire.
Devenir
Il est nécessaire de mettre à mort toutes les souris utilisées dans ce projet, afin de pouvoir prélever leur cerveau et étudier le devenir des nouveaux neurones générés pendant la gestation.
Remplacement
Il est actuellement impossible de reproduire in vitro le milieu hormonal accompagnant l’expérience physiologique de la gestation et de la maternité ainsi que le comportement maternel. De plus, l’objectif de cette étude étant de comprendre les mécanismes de plasticité cérébrale liées à la gestation et au comportement maternel, elle ne peut pas être réalisée autrement que sur des animaux vivants, car on ne dispose pas actuellement de modèle in vitro reproduisant la complexité du fonctionnement du cerveau.
Réduction
Le nombre d'animaux a été déterminé en fonction de notre connaissance des lignées de souris utilisées (plus ou moins maternelles et portées plus ou moins nombreuses selon les lignées), ainsi que de la variabilité observée précédemment pour l’étude des neurones générés pendant la gestation et pour les données comportementales. Les mêmes souris seront utilisées de façon longitudinale pour différentes observations comportementales afin de minimiser les cohortes produites. Le nombre total de souris prévu inclut des souris supplémentaires afin de pallier, si besoin, à l’exclusion potentielle d’animaux après la chirurgie (difficulté de récupération). Des analyses statistiques adaptées aux différents types de données (étude des neurones ou étude du comportement maternel) sont prévues.
Raffinement
Les souris seront pesées une fois par semaine pendant toute la durée des expériences. Des points limites spécifiques adaptés aux différentes procédures ont été établis. En cas d'approche d'un point limite par l'un des animaux, la surveillance sera réalisée quotidiennement. Les mères gestantes seront hébergées par paires pour limiter le stress d’isolement. Pour les tests de comportement, les souris seront habituées à la pièce de test au moins 30 min par jour pendant deux jours avant le premier test, afin de réduire le stress induit par le changement d’environnement. Dans le cas d’administration de produit par gavage, les souris seront observées avec attention dans les minutes qui suivent, pour détecter toute anomalie. La chirurgie sera réalisée sous anesthésie générale, avec prise en charge antalgique avant, pendant et après l’opération. Une fois la chirurgie terminée, la souris sera surveillée et isolée jusqu’à son réveil puis remis en cage avec sa congénère.
Choix des espèces
La souris est un excellent modèle expérimental qui reproduit bien le remodelage significatif du cerveau récemment décrit chez la femme lors des périodes de grossesse et de maternité. De plus, l’utilisation de souris génétiquement modifiées nous permet d’étudier in vivo et de façon très fine des mécanismes précis. Chez les vertébrés, ce type d’approche n’est actuellement envisageable que chez la souris. L’intérêt de l’étude est d’analyser le cerveau ainsi que le comportement maternel de femelles allaitantes. Toutes les souris de l’étude seront donc utilisées au stade adulte.
Dimorphisme sexuel des fonctions du cortex insulaire antérieur et postérieur dans la consommation d’alcool chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Une chirurgie à la tête d'une heure trente au plus, avec injection et implantation d'une fibre, et huit semaines dans une cage partagée par des séparateurs transparents : 104 souris mâles et femelles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour l'analyse de leur cerveau. Elles sont exposées deux heures par jour à de l'alcool dilué dans l'eau, puis à de l'alcool additionné d'une substance amère, pendant quatre jours suivis de trois jours de pause, pour comparer la consommation des mâles et des femelles et l'activité des neurones de l'insula. Le porteur signale une intoxication qui "disparaît 30 minutes après la fin de la prise" et un hébergement qui "peut engendrer du stress". Il justifie le choix de la souris par la comparaison avec les travaux existants : "la majorité des études se font sur ce modèle".
Objectifs
L’objectif du projet est de 1) étudier les différences de consommation d’alcool chez les souris mâles et femelles et 2) d’étudier l’activité des neurones du cortex insulaire (insula) antérieur et postérieur dans ces différences.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’étudier le rôle des neurones du cortex insulaire antérieur et postérieur dans les différences mâles/femelles sur la consommation d’alcool chez la souris. A long terme, ce projet permettra d’ouvrir la voie vers la compréhension des régions cérébrales impliquées dans les différences sexuelles dans l’addiction à l’alcool, et de mettre en place de nouvelles prises en charges personnalisées chez l’humain, en prenant en compte le sexe.
Procédures
Les souris seront opérées à l’âge adulte (semaine 10) avec une durée maximale de chirurgie de 1h30, suivie d’une période de récupération de 4 jours. Les animaux seront exposés à de l’alcool dilué dans de l’eau, puis de l’alcool supplémenté d’une substance amère, durant 2h/j pendant 4 jours suivi de 3 jours de pause sans mesure de la consommation. Les animaux seront hébergés dans une même cage, séparés par des séparateurs perforés et transparents pour qu’ils puissent se voir et se toucher. Cet hébergement durera 8 semaines.
Impact sur les animaux
La chirurgie peut engendrer des douleurs post-opératoires au niveau des sites d’incision, l’injection, ou d’implantation de fibre. La prise d’alcool peut engendrer une intoxication qui disparaît 30 minutes après la fin de la prise. L’accès à l’alcool étant limité à 2h/jours, les animaux ne développent pas de syndrome de sevrage. L’hébergement avec des séparateurs peut engendrer du stress.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure afin de procéder à des analyses sur les tissus cérébraux.
Remplacement
Le projet porte sur une analyse de l’activité des neurones au cours de la consommation d’éthanol. Par conséquent, cette procédure doit être effectuée chez des animaux vivants. Des méthodes telles que la culture de cellules ne permettent pas la quantification des connexions neuronales ou de la mesure de l’activité en réponse à une simulation sensorielle in vivo.
Réduction
Nous avons réduit au strict nécessaire le nombre d’animaux afin d’obtenir une analyse fiable (le nombre d’animaux estimé permet d’effectuer des tests statistiques) et complète de l’analyse comportementale et de l’activité de notre région cérébrale d’intérêt. Nous avons utilisé un logiciel pour calculer le nombre d’animaux nécessaires pour chaque procédure en prenant en compte la quantité de conditions expérimentales pour chacune d’elle. Nous nous sommes également appuyés sur la bibliographie.
Raffinement
Pour réduire la souffrance imposée par le protocole et améliorer le bien-être des animaux, les mesures suivantes seront appliquées : 1. Les cages seront enrichies avec un nid cotonné pour améliorer leur confort. 2. Une surveillance quotidienne des animaux sera effectuée par le personnel animalier, y compris les week-ends et jours fériés. Avant le début de l’expérience, une surveillance hebdomadaire sera réalisée par l’expérimentateur, qui passera ensuite à une surveillance quotidienne pendant toute la durée de l’expérience. Les observations incluront la vérification de la capacité de l’animal à s’alimenter, son poids, son comportement, sa vivacité et l’état de son pelage. 3. Pour prévenir la douleur pré-opératoire, un analgésique sera administré. 4. Les chirurgies seront réalisées sous anesthésie générale. La température corporelle de l’animal sera maintenue grâce à un tapis chauffant. Un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux pour prévenir la déshydratation oculaire. 5. Après la chirurgie, un sérum physiologique stérile sera administré pour éviter la déshydratation, et de la nourriture humidifiée sera mise à disposition au sol de la cage. 6. Le poids, l’état de l’animal, et la bonne cicatrisation de l’incision dans la peau de la tête seront contrôlés quotidiennement pendant 4 jours suivant la chirurgie. Des points limite adaptés ont été mis en place pour toute la durée du protocole.
Choix des espèces
Les souris sont un modèle largement utilisé pour l’étude des régions cérébrales impliquées dans l’addiction aux drogues incluant l’alcool, puisque la majorité des études se font sur ce modèle. Il est donc nécessaire de travailler sur la souris, pour pouvoir comparer nos résultats avec les études précédentes et actuelles. De plus, notre région cérébrale d’intérêt (l’insula) possède la même structure chez la souris que chez l’humain. Les animaux seront utilisés au stade adulte, afin de travailler sur des neurones matures. Les procédures chirurgicales seront réalisées chez des souris âgées de 10 semaines.
Evaluation d’un modèle de rejet de greffe de rein chez la souris, la greffe sous capsulaire, pour l’étude du rejet avec un traitement immunosuppresseur (le CTLA4-Ig)
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Un fragment de rein prélevé sur une souris est greffé sous la capsule rénale d'une autre, au cours d'une opération d'environ une heure sous anesthésie. 68 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélever les reins, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. 36 d'entre elles reçoivent en plus six à quinze injections dans l'abdomen, dont le porteur indique qu'elles peuvent devenir gênantes à force d'être répétées au même endroit, la douleur de l'opération durant deux à quatre jours. Jusqu'à 32 souris sont opérées sans qu'aucune question scientifique leur soit rattachée, uniquement pour que l'équipe apprenne le geste chirurgical, avec une première évaluation du niveau atteint après seize greffes.
Objectifs
Ce projet a pour but de mettre au point un modèle de greffe qui se rapproche davantage des greffes d’organes chez l’humain, de voir s’il est possible de suivre le rejet sans intervention lourde, et d’utiliser ce modèle à l’avenir pour tester des traitements. La greffe de peau est le plus souvent utilisée pour étudier le rejet de greffe car elle est facile à réaliser, fonctionne bien dans la majorité des cas et permet de voir le rejet sans autres interventions. Cependant, la greffe de peau ne reflète pas totalement ce qui se passe lors d’une greffe d’organe. En effet, les cellules immunitaires et l'irrigation par les vaisseaux sanguins sont différents. Ainsi, les réactions du corps face à ces greffes ne sont pas identiques. Des études montrent que le rejet n’évolue pas de la même manière selon qu’il s’agisse d’une greffe de peau ou d’un organe comme le rein ou le cœur. Mais les modèles de greffes d’organes ont leurs limites, car les chirurgies sont complexes et le rejet difficile à estimer. Notre projet propose une alternative qui est la greffe sous-capsulaire rénale. Cette méthode consiste à greffer un petit morceau de tissu de rein sous l'enveloppe du rein du receveur. Elle est rapide à réaliser, il n'y a pas besoin de raccorder les vaisseaux et une l'incision sur le côté de l'animal est petite. Cette technique commence à être explorée comme modèle de greffe rénale. Pour améliorer le suivi de rejet de greffe, nous testerons une méthode pour observer le rejet sans procédure chirurgicale, l’imagerie in vivo. Cela permettrait d’observer directement le rejet sur un même animal à différents moments. En résumé, ce projet développera un modèle de greffe plus pertinent et pour lequel le rejet est plus facile à suivre. Cela afin de mieux étudier le rejet des greffes d’organes.
Bénéfices attendus
Apprendre à réaliser la greffe sous-capsulaire nous permettra de mieux comprendre les mécanismes du rejet et de tester nos hypothèses. Ce modèle se rapproche davantage de la greffe de rein chez l’humain. Pour en tirer le meilleur parti, nous devons développer une méthode permettant de suivre l’évolution de la greffe à différents moments. Cela nous aidera non seulement à obtenir des résultats plus précis, mais aussi à réduire le nombre d’animaux utilisés dans nos prochaines expériences.
Procédures
Nous allons réaliser une greffe de tissu rénal sur 68 souris. Ce tissu sera placé sous la fine membrane qui entoure le rein. L’opération, pratiquée sous anesthésie, durera environ une heure par animal. Parmi ces 68 souris, 36 recevront ensuite un traitement sous forme d’injections dans le ventre. Ces injections seront données tous les deux jours pendant une semaine, puis deux fois par semaine. Chaque injection durera environ 3 minutes. Les souris seront réparties en plusieurs groupes : •32 souris recevront uniquement la greffe, sans traitement. •12 souris recevront la greffe et 6 injections. •12 souris recevront la greffe et 10 injections. •12 souris recevront la greffe et 15 injections
Impact sur les animaux
Dans ce projet, une opération sera réalisée sur des souris : un morceau de rein d’une souris sera greffé sous la fine couche qui entoure le rein d’une autre souris. L’ouverture nécessaire est de petite taille. Comme pour toute opération, cela peut provoquer une douleur pendant quelques jours (2 à 4 jours). Les animaux seront anesthésiés pendant l’intervention, c’est-à-dire endormis, ce qui peut aussi être un peu stressant pour eux au réveil. Après l’opération, certaines souris recevront un traitement pour empêcher leur corps de rejeter la greffe. Ce médicament sera injecté dans le ventre plusieurs fois par semaine. Ces piqûres ne sont pas très douloureuses, mais comme elles sont répétées au même endroit, elles peuvent devenir gênantes pour l’animal. La dose de traitement utilisée est la même que celle utilisée pour les patients humains, et ce traitement ne provoque pas d’effets secondaires connus à cette dose. Si le corps de la souris rejette la greffe, cela peut aussi causer de la douleur, qui sera surveillée et soulagée.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort en fin d'expérience afin de réaliser les prélèvements terminaux. Le prélèvement des reins est nécessaire pour répondre à notre question scientifique.
Remplacement
Jusqu’à maintenant, nos recherches sur le traitement du rejet de greffe ont été menées en analysant des échantillons prélevés chez des patients greffés et à l’aide d’expériences en laboratoire sur des cellules humaines. Ces approches nous ont permis d’identifier certains mécanismes du rejet, mais elles ne reflètent pas toute la complexité du corps humain. En laboratoire, il est très difficile de reproduire le comportement des cellules dans un organisme vivant : on ne peut pas observer comment elles se déplacent, interagissent entre elles, ou passent par les ganglions lymphatiques, qui jouent un rôle essentiel dans la réponse immunitaire. Les modèles informatiques, quant à eux, ne peuvent pas encore simuler de manière fiable ces phénomènes très complexes. C’est pourquoi nous avons besoin d’un modèle vivant. Nous proposons d’utiliser un modèle de greffe de'un morceau de rein d’une souris dans le rein d'une autre souris. Cela est déjà décrit dans la littérature scientifique, et permet de mieux reproduire ce qui se passe dans une greffe d’organe chez l’humain. Ce projet a pour but de mettre au point ce modèle afin qu’il puisse ensuite servir à tester l’efficacité de nouveaux traitements contre le rejet de greffe.
Réduction
Nous avons fait en sorte de réduire au maximum le nombre de souris utilisées dans ce projet. Pour cela, nous nous sommes appuyés sur les résultats d’autres équipes, afin d’estimer le nombre d’animaux nécessaires pour apprendre correctement la chirurgie. Nous avons mis en place des points de contrôle réguliers pour évaluer les progrès et arrêter l’apprentissage dès que le niveau requis est atteint. Une première évaluation aura lieu après 16 greffes. Si 7 greffes sur les 8 dernières sont réussies, cela confirmera que l’apprentissage est suffisant. Si ce n’est pas le cas, l’apprentissage pourra se poursuivre jusqu’à un maximum de 32 animaux, avec des évaluations toutes les 4 greffes. Pour la suite du projet, le nombre d’animaux par groupe a été déterminé à partir de données publiées dans la littérature scientifique. Le calcul a été réalisé selon une méthode reconnue qui permet de s'assurer que les résultats obtenus seront fiables tout en utilisant le moins d'animaux possible. Ce calcul a conduit à des groupes de 6 souris, ce qui permet d’avoir des résultats significatifs sans surutiliser d’animaux.
Raffinement
Les greffes seront réalisées sous anesthésie générale, ce qui signifie que les souris seront complètement endormies pendant l’opération et ne ressentiront aucune douleur. Pour leur confort, elles seront placées sur un tapis chauffant pendant toute la durée de l’intervention et jusqu’à leur réveil, afin de maintenir leur température corporelle. Un traitement contre la douleur sera donné avant et après l'opération. Les souris recevront également une nourriture adaptée, posée au sol, surtout si elles ont du mal à se déplacer. Le bien-être des animaux sera contrôlé tous les jours pendant la première semaine, puis au moins trois fois par semaine par la suite. Une grille d’évaluation spécifique sera utilisée pour repérer les signes de douleur ou d’inconfort. En fonction du score obtenu, des soins ou un traitement contre la douleur seront apportés.
Choix des espèces
Ce projet a pour but de mieux comprendre pourquoi, malgré un traitement spécifique, certaines greffes de rein sont rejetées par le système immunitaire. Pour cela, nous utilisons un modèle chez la souris, car c’est l’un des seuls moyens de recréer les conditions complexes d’une greffe dans un organisme vivant. Les expériences en laboratoire, sur des cellules isolées, ne suffisent pas : elles ne permettent pas de reproduire les déplacements des cellules ni l’environnement complet du tissu greffé. De plus, les animaux non mammifères n’ont pas un système immunitaire assez proche de celui de l’humain. Le modèle souris nous permet de contrôler précisément les différences entre donneur de greffe et receveur de cette greffe, et il existe déjà des méthodes bien établies pour ce type de greffe. C’est donc le modèle le plus adapté pour cette première phase de recherche Les souris utilisées dans ce projet auront entre 2 et 3 mois (jeunes adultes), car des études ont montré que le traitement testé fonctionne mieux à cet âge. Chez des souris plus âgées, ce traitement est moins efficace.
2/2 – Identification des réseaux cérébraux impliqués dans le développement de la dépression majeure suite à un stress chronique environnemental chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Isolées en cage individuelle, 180 souris subissent un stress imprévisible une heure par jour pendant vingt et un jours, jusqu'à développer l'état dépressif recherché. Toutes sont tuées à l'issue pour prélever leur cerveau, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Le porteur décrit l'hébergement individuel comme une condition "indispensable" au développement de la dépression et l'apparition de cet état comme "inévitable", puisque c'est l'objet même de l'étude, et attend de l'imagerie cérébrale des marqueurs utilisables à "moyen et long terme". Cinq tests comportementaux sont annoncés, dont un jeûne et un isolement de vingt-quatre heures, et seul le dernier est nommé, l'évaluation de la construction du nid.
Objectifs
La dépression majeure chronique est une maladie mentale touchant 5 à 10 % de la population mondiale. Elle constitue la cause d’invalidité la plus fréquente, avec un fardeau social et économique estimé à plus de 170 milliards d’euros par an en Europe. Malgré les efforts déployés pour mieux comprendre et prendre en charge cette pathologie, aucun biomarqueur n’a encore pu être identifié, laissant le diagnostic de la maladie reposer uniquement sur une évaluation clinique des patients. Une meilleure compréhension des mécanismes physiopathologiques sous-tendant la dépression majeure chronique est donc nécessaire pour l’identification de biomarqueurs utilisables comme outil diagnostique, cibles thérapeutiques ou marqueurs prédictifs de la réponse thérapeutique. Il a également été démontré que le stress était une des comorbidités associées à la dépression majeure chronique ainsi qu’un facteur précipitant le développement de la maladie. Les patients dépressifs présentent par ailleurs des altérations structurelles et fonctionnelles de leur réseaux cérébraux, visibles par imagerie par résonance magnétique (IRM). Ces altérations de la connectivité cérébrale pourraient ainsi constituer les biomarqueurs nécessaires à une meilleure prise en charge des patients. Ce projet a donc pour objectif d’identifier les réseaux cérébraux impliqués dans le développement et la chronicisation de la dépression induite par un stress variable chronique chez le modèle animal souris. L’identification des changements de connectivité cérébrale et la mise en évidence de l’implication de zones spécifiques au niveau du cerveau pourraient aider la recherche préclinique et clinique, et accélérer les stratégies thérapeutiques. Ce projet se déroule dans 2 Etablissements Utilisateur: EU1 et EU2.
Bénéfices attendus
Le but de cette étude est de mieux comprendre l’effet du stress environnemental sur la connectivité cérébrale et le développement d’un état de dépression chez la souris afin de pouvoir proposer des solutions thérapeutiques à moyen et long terme.
Procédures
Les animaux seront soumis à 1/ un stress variable chronique pendant 21 jours constitué de 3 types de stress - exposition d’1h à 1 stress par jour - avec développement de troubles dépressifs (objet de l’étude) (EU1), 2/ Une évaluation comportementale de la dépression composée de 5 tests d’une durée de 5 min, 5 min, 6 min, 5 min et 24 h (évaluation de la construction du nid). Chaque test sera réalisé une seule fois par animal avec un délai minimal de 48 h entre chaque test (EU1), 3/ un examen IRM sous anesthésie incluant: une séquence d'IRM fonctionnelle de 16 min, une séquence d'IRM anatomique de 10 min, et une séquence d'IRM de diffusion de 60 min (TOTAL=2 heures) (EU2) .
Impact sur les animaux
Les souris devront être hébergées individuellement dans les cages, une condition indispensable pour le développement de la dépression. L’apparition de cet état de dépression chez le modèle animal suite à un stress chronique de 21 jours est inévitable car c'est l'objet de l'étude. Dans le cadre de 2 des tests comportementaux, le jeûne (l’eau reste à disposition) ou l'isolement de 24h serait un facteur de stress inévitable pour pouvoir évaluer l'état de dépression chez l'animal. Ces tests seront réalisés une seule fois pour chaque animal. Le transport et l’environnement inconnu de la nouvelle animalerie peuvent également entrainer un stress chez les animaux au moment du changement d’EU.
Devenir
Les animaux seront mis à mort afin d'effectuer des prélèvements d'organes d'intérêt.
Remplacement
Au vu de notre thématique d’étude, il nous est malheureusement impossible de remplacer notre modèle in vivo par un modèle in vitro ou in sillico. En effet, cette étude sur le stress chronique et le développement de l‘état de dépression nécessite une observation comportementale ainsi qu’une évaluation de l’état et de la connectivité cérébrale, uniquement possible chez un animal vivant et vigile.
Réduction
Les expériences seront réalisées avec la volonté de réduire autant que possible le nombre d’animaux par condition expérimentale, mais toujours dans l’optique d’assurer des résultats statistiquement fiables. Le nombre d'animaux a été déterminé par une analyse de puissance statistique et sur la base de nos études antérieures et de la variabilité phénotypique interindividuelle ainsi que des données de la littérature. 30 souris seront ainsi nécessaires par groupe pour effectuer nos analyses conduisant à un total de 180 animaux.
Raffinement
Avant le début de la procédure, les souris bénéficieront d’une phase d’acclimatation à leur nouvelle animalerie de 2 semaines et d’habituation à la manipulation pendant une semaine. Les animaux sont hébergés dans des cages enrichies avec des carrés de coton et des frisures de papier pour favoriser la nidation, des barreaux de bois à ronger pour que les souris usent leurs dents, un tunnel pour fournir un abri. A l’issue de certains tests comportementaux, les animaux seront séchés puis réchauffés à l’aide d’une lampe chauffante ou immédiatement réalimentés (l’eau reste à disposition) et remis dans leur cage. Un suivi du poids corporel est effectué pendant 48-72h suivant le test pour s’assurer que les animaux ont repris le poids initial. Le transport entre les 2 EU se fera dans des cages sécurisées avec nourriture et eau gélifiée par un transporteur spécialisé et une période de minimum 30 minutes sera respectée avant le début de l’examen IRM. Durant celui-ci, une anesthésie sera utilisée afin de réduire au maximum le stress de l'animal. Les yeux des animaux seront protégés du dessèchement grâce à l’application d’un gel de protection. Un tapis chauffant permettra le maintien des animaux à une température physiologique. La température et la respiration des animaux seront en permanence surveillées par un système de monitorage. En cas de chute de la température et/ou d’une respiration altérée, l'acquisition en cours sera immédiatement interrompue et l'animal sorti de l'IRM et pris en charge. Il sera placé dans une enceinte chauffante jusqu'à son réveil, sous surveillance. Des points limites ont été établis afin de soustraire les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Ce projet sera réalisé chez la souris adulte. Il nous est indispensable de travailler sur un modèle animal social, entier et complexe afin d’être dans les conditions les plus proches de la complexité humaine. Le modèle murin adulte présente une forte homologie structurale du cerveau avec l’Homme, le rendant incontournable dans la recherche en neurosciences et en particulier dans les troubles anxio-dépressifs. Cette étude s’inscrit dans la continuité de nos études précédentes au cours desquelles nous avions déjà utilisé le modèle souris. Étant donné que les études comportementales et neuroanatomiques nécessitent des systèmes neurobiologiques totalement matures, des animaux adultes mâles et femelles seront utilisés dans ce projet: début des procédures à l'âge de 8 semaines, poids supérieur à 20g. Cela permettra également une meilleure reproductibilité des résultats puisqu’à cet âge, les souris ont atteint leur taille et leur poids adulte.
Analyse du métabolisme dans des modèles précliniques murins
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
780 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, chacune passant quatorze jours consécutifs seule en cage calorimétrique. Elles subissent des jeûnes de quatre à quinze heures, deux tests métaboliques comportant jusqu'à six prélèvements sanguins chacun, et deux passages de trois minutes dans un tube de contention. Une partie porte un phénotype dommageable, diabète ou obésité, et le porteur indique que le régime gras peut réduire leur mobilité, les procédures relevant d'un niveau de souffrance léger pour 60 d'entre elles et modéré pour 720. Le projet ne teste aucun traitement, il met un équipement de phénotypage métabolique et un savoir-faire à disposition d'autres équipes de recherche.
Objectifs
Les maladies inflammatoires métaboliques comme le diabète de type 2 et l'obésité sont souvent associées à des changements dans l’équilibre énergétique de l’organisme. Ce changement consiste en un déséquilibre entre la consommation et la dépense calorique. L’ensemble de ces pathologies sont en progression dans la population, avec pour exemple la prévalence de l’obésité et du diabète de type 2, qui atteindra plus d’1.5 milliard de personnes en 2025. Dans ce contexte, il est nécessaire de développer des modèles précliniques mimant ces maladies humaines afin d’accélérer la recherche autour de la compréhension des mécanismes biologiques induisant ces pathologies et l’identification du potentiel thérapeutique de candidats médicaments. Dans ce cadre, nous disposons d’un équipement automatisé non invasif qui réalise différentes mesures de calorimétrie (consommation hydrique, prise alimentaire, consommation d’oxygène qui permet d’évaluer la dépense énergétique à l’aide de calculs, déplacements). Ce dispositif permet également de modifier les paramètres environnementaux tels que le cycle jour nuit et la température ambiante et il peut être couplé à différents tests métaboliques pour affiner les résultats. L’objectif de ce projet est de mettre à disposition des différentes équipes de recherche, l’équipement et le savoir-faire pour le phénotypage métabolique de ces modèles précliniques, afin d’évaluer le potentiel intérêt de modèles précliniques murins pour l’étude des maladies métaboliques.
Bénéfices attendus
Le savoir-faire technique et scientifique apporté par la plateforme permettra aux équipes de recherche d’analyser le phénotype métabolique de leurs modèles murins d’études précliniques mimant les maladies métaboliques humaines. Ce phénotypage permettra de définir la pertinence des modèles pour l’étude des maladies métaboliques et sera ainsi capitale pour l’obtention de modèles valides. Cette analyse est également une première étape essentielle pour la compréhension des mécanismes biologiques induisant les pathologies et l’identification du potentiel thérapeutique de candidats médicaments.
Procédures
Les animaux seront mis à jeun pour une durée de 4h à 15h en fonction du test effectué. Deux tests métaboliques à 1 semaine d’intervalle seront réalisés incluant une administration de solution suivie de plusieurs prélèvements sanguins de faible volume sur une période de 2h au total pour chaque test (6 prélèvements maximum par test, animal vigile, quelques seconde par acte). Les animaux seront en hébergement individuel (animal vigile, 14 jours consécutifs) afin d'évaluer l'énergie dépensée par les animaux. Les animaux seront placés dans un tube de contention (vigile) lui-même inséré dans une machine durant 3 minutes afin de mesurer la composition corporelle de l’animal (pourcentage de gras, de muscules et d'eau) (2 fois).
Impact sur les animaux
Les animaux utilisés peuvent présenter un phénotype dommageable : ces phénotypes peuvent être associés à un diabète ou une obésite. Les régimes alimentaires spéciaux pourront entraîner une prise de poids pouvant modifier la mobilité et le comportement des animaux. Les challenges métaboliques induisent un stress et une douleur de courte durée en raison des administrations et des quelques prélèvements d’une goutte de sang ainsi que des effets physiologiques tels qu’une hypo- ou une hyperglycémie durant quelques heures. Les challenges métaboliques peuvent également provoquer une sensation de faim suite à la mise à jeun de quelques heures. Les prélèvements sanguins pourront induire une douleur de courte durée aux animaux ainsi qu’un risque d’hématome ou d’hémorragie. La contention pour les mesures de la composition corporelle ainsi que l'hébergement individuel en cage calorimétrique pourront engendrer un stress.
Devenir
A l’issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire pour prélèvements d'organes afin de réaliser des analyses nécessaires pour répondre aux objectifs scientifiques.
Remplacement
La complexité des mécanismes pathophysiologiques impliqués dans les maladies métaboliques ne permet pas leur étude in vitro dans des cultures cellulaires ou organotypiques. La réalisation du projet ne peut donc s’envisager qu’à l’échelle de l’organisme entier afin d’avoir une approche globale et intégrée des mécanismes impliqués.
Réduction
780 animaux pourront être utilisés dans ce projet. Les animaux, étudiés dans ce projet, seront soumis à plusieurs actes techniques afin de réduire le nombre d’individus utilisés. Le nombre total d’animaux a été calculé de telle façon à réduire au maximum le nombre d’animaux nécessaires tout en obtenant des résultats exploitables. A cause des variabilités inter-animales et intergroupes, un nombre trop restreint d’animaux engendrerait des résultats trop variables et non valides. Compte tenu des données de la littérature (variabilité attendue) et des effets espérés, un test de puissance statistique a été utilisé pour déterminer le nombre minimum d’animaux nécessaire pour cette étude. Nous adapterons chaque test statistique en fonction du type de résultats et d’analyse à effectuer. Aussi, les animaux qui permettront de s’assurer du bon fonctionnement de l’armoire métabolique lors de la maintenance annuelle seront des animaux provenant des élevages dans nos animaleries qui ne peuvent pas être utilisés dans un autre projet de recherche.
Raffinement
En condition d'hébergement standard, les paramètres environnementaux sont conformes à la réglementation et les animaux sont hébergés autant que possible avec leurs congénères en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal, en limitant la douleur et le stress en apportant des soins adaptés. Tout sera mis en oeuvre pour limiter au maximum les nuisances. Les animaux sont manipulés par du personnel formé et compétent dans des pièces dédiées à chaque type d'intervention. Des mesures seront mises en place pour assurer le confort des animaux avec un phénotype dommageable. Pour favoriser le rongement, un bâton sera mis dans les cages standards des animaux sous régime spécial. Au cours du projet et pour limiter leur stress, les animaux seront habitués à l'hébergement individuel ainsi qu'à l'hébergement en cage calorimétrique. Dans tous les cas, le fond des cages sera rigide et pas sur grille, les animaux auront toujours de la litière dans leur cage. La surveillance attentive quotidienne sera accompagnée de points limites définis.
Choix des espèces
La souris est un modèle animal couramment utilisé pour l’étude des pathologies métaboliques. Elle est également un modèle de choix pour la manipulation génétique, ce qui a permis de développer de nombreuses lignées pour répondre aux besoins des chercheurs. La physiologie murine est proche de celle de l’homme, justifiant ainsi l’utilisation de cette espèce à des fins de recherche thérapeutique en médecine humaine. Les animaux de ce projet seront étudiés à l’âge adultes entre 8 semaines et 32 semaines. En effet le métabolisme des souris est stabilisé à cet âge et permet d'obtenir des données fiables et représentatives sans les variations associées à la croissance juvénile ou au vieillissement.
Evaluation de la réponse à un traitement associant antibiotique et molécule antimicrobienne contre les infections urinaires causées par la bactérie Escherichia coli
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système urogénital
Un cathéter est passé dans l'urètre de chaque souris sous anesthésie pour y injecter des bactéries qui gagnent la vessie puis remontent aux reins, après quatorze heures de privation d'eau. 3 052 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dont 60 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, avec jusqu'à six injections et six prélèvements d'urine par animal sur dix jours. Le porteur indique que les souris ne montrent pas de signes visibles d'inconfort liés à l'infection urinaire. Il précise par ailleurs qu'aucun anti-douleur ne sera administré, l'analgésie risquant d'augmenter le risque infectieux et d'interférer avec les résultats, et que les souris très voûtées, immobiles ou au poil hérissé sont mises à mort avant les autres.
Objectifs
Les infections urinaires figurent parmi les infections bactériennes les plus courantes chez l’être humain. Chaque année, environ 150 millions de cas sont recensés dans le monde. Ces infections représentent un enjeu majeur de santé publique, notamment en raison de l’importante consommation d’antibiotiques qu’elles impliquent. Cela contribue au développement de l’antibiorésistance, un phénomène préoccupant à l’échelle mondiale, reconnu comme une priorité par l’Organisation Mondiale de la Santé. La bactérie Escherichia coli, est la principale responsable des infections urinaires (dans environ 80 % des cas). En effet, si la majorité des souches sont inoffensives, certaines peuvent devenir virulentes et provoquer des infections urinaires, qu’elles soient basses (comme la cystite) ou hautes (comme la pyélonéphrite). La récidive de ces infections est fréquente et pose un véritable problème, à la fois pour la qualité de vie des personnes touchées et pour la santé publique, du fait des traitements répétés et de la consommation accrue d’antibiotiques qu’elle entraîne. L’objectif de notre projet est d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements, en testant l’association d’un antimicrobien avec différents antibiotiques, dans le but de mieux soigner ces infections tout en limitant l’émergence de résistances et les récidives d’infection.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à déterminer l’efficacité et le devenir dans l’organisme, de nouvelles associations d’antibiotiques avec un antimicrobien, dans le traitement des infections urinaires causées par la bactérie Escherichia coli. Ces infections peuvent toucher différentes parties du tractus urinaire, c’est-à-dire les organes impliqués dans la production et l’évacuation de l’urine : les reins, les uretères, la vessie et l’urètre. Nous pensons que l’analyse directe de ce phénomène chez l’animal nous permettra d’améliorer le traitement en l’adaptant au mieux au comportement de la bactérie dans le site infecté. Les résultats de ce projet contribueront à l’élargissement des options thérapeutiques disponibles, en particulier contre les bactéries multirésistantes ou capables de persister dans l’organisme malgré les traitements actuels.
Procédures
-L’infection est réalisée en plaçant un cathéter (une petite sonde) au niveau de l’orifice par lequel s’écoulent les urines (urètre) de la souris et jusque dans la vessie et en injectant doucement 50 microlitres de bactéries qui vont infecter la vessie et remonter jusque dans les reins. Ce geste est réalisé sous anesthésie générale. Cette étape d'infection dure environ 3 minutes par animal. -Le traitement antibiotique est réalisé par des injections sous cutanées d’antibiotiques sur un animal vigile (durée du geste d'environ 15 secondes). La fréquence dépend de l’antibiotique ainsi que la durée du traitement (24 à 48 heures). - Les prélèvements sanguins sont réalisés sur animaux anesthésiés et sous analgésique. -Les urines sont recueillies au cours d’une miction spontanée ou par pression abdominale douce. -La durée de l'infection est variable de 60 heures à 10 jours. - Chaque souris fait l’objet d’au maximum : une injection pour l’infection, de 3 à 6 injections supplémentaires (ou davantage si le traitement nécessite des réinjections), de 1 à 6 prélèvements d’urine (selon la durée de l’infection : 1 prélèvement pour 60 heures, ou 6 prélèvements sur 10 jours, à raison d'un toutes les 48h), et un prélèvement sanguin.
Impact sur les animaux
Le passage du cathéter dans l’urètre peut entraîner une légère irritation locale, mais aucune difficulté à uriner n’a été observée chez les souris infectées. Les souris ne montrent pas de signes visibles d’inconfort liés à l’infection urinaire elle-même. Les injections répétées nécessaires à l’infection puis au traitement (sous cutanées ou intra-péritonéales) peuvent générer un stress dû à la manipulation et, parfois, une irritation locale. De plus, les souris sont privées d’eau durant les 14 heures qui précèdent l’infection urinaire. Cependant, sur cette courte période, aucun signe de déshydratation n’a été observé. Ce modèle expérimental ne provoque pas de passage de la bactérie dans le sang, ce qui évite les complications liées à une infection grave dans la grande majorité des cas. Dans de rares cas (moins de 5 %), certaines souches bactériennes peuvent entraîner chez les souris des signes d’infection plus marqués, tels qu’une fatigue importante, une perte de poids ou une baisse d’activité. La mortalité reste toutefois inférieure à 3 % et survient généralement dans les 48 heures suivant l’inoculation.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure afin de prélever stérilement leurs organes (vessie, reins) après la mort pour analyser les bactéries qui s'y trouvent.
Remplacement
L’accès direct aux organes touchés par l’infection urinaire, comme les reins et la vessie, est très limité chez l’être humain, en dehors de ce qui peut être analysé dans les urines. Il est donc impossible d'étudier directement dans le corps humain la manière dont les traitements agissent localement, ni de mesurer leur concentration dans les tissus infectés, sans utiliser de modèle animal. À ce jour, il n’existe pas de modèle en laboratoire suffisamment complexe pour reproduire la diversité des mécanismes en jeu lors d’une infection urinaire. De même, les modèles numériques ou informatiques (modèles réalisés par simulation sur ordinateur) ne permettent pas encore de remplacer les études réalisées chez l’animal.
Réduction
Avant de mener des expérimentations sur l’animal, de nombreuses analyses en laboratoire seront réalisées afin de sélectionner les meilleures souches bactériennes et les associations les plus prometteuses entre les antibiotiques et la molécule antimicrobienne. Ces tests préliminaires permettront également de limiter le nombre de doses à tester et de vérifier que les deux traitements agissent bien ensemble de façon complémentaire. L’objectif est de réduire au maximum les conditions expérimentales et donc le nombre d’animaux nécessaires. Nous nous appuierons également sur des outils d’analyse issus de nos travaux précédents, ainsi que sur des approches basées sur des calculs à partir des données obtenues, pour limiter encore davantage les essais à mener. L’organisation des groupes expérimentaux est pensée pour obtenir des résultats fiables tout en évitant des expérimentations inutiles. Lorsque l’on utilise les mêmes conditions expérimentales pour plusieurs essais, les résultats des groupes témoins (non traités) peuvent être regroupés, ce qui réduit le nombre d’animaux utilisés. Enfin, les organes prélevés (comme les reins ou la vessie) sont conservés à très basse température (-80°C) afin de pouvoir réaliser, si besoin, des analyses complémentaires ultérieures sans avoir à répéter les expériences.
Raffinement
En ce qui concerne le raffinement, il est obtenu grâce au respect d’une acclimatation de 7 jours entre l’arrivée des souris au laboratoire et le début de l’expérimentation animale. Les conditions optimales d’hébergement des souris sont respectées : 5 souris par cage maximum. Les souris sont également hébergées en milieu enrichi avec des cotons et un tunnel pour que les animaux puissent se faire un nid, s'abriter ou se cacher. Les souris seront hébergées tout au long de la procédure en portoir ventilé avec accès à la nourriture et à l’eau. Elles seront observées au moins une fois par jour et avant chaque nouvelle injection d'antibiotique. Une grille de suivi des différents paramètres (apparence de la souris, niveau d’activité, comportement) sera remplie au fur et à mesure de l’étude. En cas d'atteinte d'un paramètre terminal (souris très voutée, immobile ou avec le poil très hérissé) l’animal est euthanasié (l’administration d’un anti-douleur pourrait augmenter le risque infectieux et interférer dans les résultats). Une courte anesthésie générale est utilisée pour permettre l’infection des souris par la vessie sans douleur. De plus, une analgésie puis une anesthésie sont administrées avant la réalisation du prélèvement sanguin.
Choix des espèces
Les souris sont des animaux vertébrés dont l’anatomie et le fonctionnement des reins et de la vessie sont assez proches de ceux de l’être humain. Cela permet d’étudier de manière pertinente les mécanismes impliqués dans les infections urinaires. La souris est d’ailleurs l’espèce la plus utilisée dans ce domaine par la communauté scientifique internationale. Une étude récente a montré que les bactéries responsables des infections urinaires se comportent de façon très similaire chez l’homme et chez la souris, en activant les mêmes types de gènes lorsqu’elles sont présentes dans l’urine. Les souris utilisées dans ce projet sont adultes (8 semaines, environ 20 à 25 grammes), ce qui permet de comparer nos résultats à ceux déjà publiés dans la littérature scientifique.
Elevage de rongeurs immunodéprimés modèle d’humanisation du foie associé à une caractérisation génétique par prélèvement (Projet multisites : 1/2)
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
Les souris élevées ici sont immunodéprimées et portent une altération du foie qui les tue peu après la naissance, à moins qu'elles ne reçoivent en continu un médicament spécifique. 6 100 souris sont concernées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, chacune subissant une biopsie sur animal éveillé pour son génotypage. L'élevage fournit des souris dont le foie peut être humanisé, livrées à des clients académiques et industriels pour leurs essais précliniques. Celles qui portent le génotype attendu partent vers le laboratoire demandeur, les autres sont tuées, faute d'autre usage.
Objectifs
Les souris immunodéficientes sont depuis plusieurs décennies des modèles de choix pour la transplantation de cellules humaines afin d’obtenir des souris humanisées car elles sont particulièrement tolérantes à l’implantation de cellules ou tissus. Les souris sont dites « humanisées » lorsqu’elles sont greffées avec des cellules humaines. Il existe plusieurs types de souris humanisées en fonction des cellules humaines qui sont utilisées et des pathologies étudiées, par exemple, l’utilisation de cellules humaines de foie (hépatocytes humains) permet de générer des souris dont le foie est humanisé, l’utilisation de cellules immunitaires humaines permet de générer des souris dont le système immunitaire est humanisé. Le développement et la production de souris humanisées permet de proposer des modèles expérimentaux pertinents et adaptées en recherche biomédicale aux utilisateurs finaux (académiques et industriels). Ce projet et la procédure qu'il comporte seront mis en œuvre sur notre Etablissement utilisateur 1 et sur notre Etablissement utilisateur 2.
Bénéfices attendus
L’identification des mutations spontanées et l’amélioration des outils permettant les manipulations génétiques ont permis de créer et/ou d’identifier des modèles animaux de diverses maladies humaines provoquées par l'expression qualitativement ou quantitativement anormale d'un gène, modèles dont l'intérêt pour la compréhension de la pathologie humaine comme pour la mise au point d'éventuelles thérapeutiques est évident. Ces modèles de souris dont le foie est humanisable sont pertinents, robustes et fiables. Ils permettent d’effectuer les tests précliniques de composés candidats médicaments pour le traitement de pathologies hépatiques mais également d’étudier la toxicologie de composés candidats médicaments pour d’autres pathologies.
Procédures
Les souris au foie humanisable sont immunodéficientes donc sans certaines cellules de l’immunité impliquées dans la défense de l’organisme contre les microorganismes extérieurs (pathogènes, opportunistes). Ces animaux sont maintenus dans des structures avec un niveau sanitaire élevé qui sont exempts de microrganismes pathogènes ou opportunistes listés dans un référentiel afin de ne pas développer de phénotype dommageable. Certaines souris au foie humanisable peuvent aussi un phénotype dommageable de trouble hépatique, inhibé par l’apport de médicament spécifique. Une biopsie est réalisée sur animal vigile pour son génotypage. Ce projet et la procédure qu'il comporte seront mis en œuvre sur notre EU1 (prestation de Sciences de la Reproduction : réception d’animaux, prélèvement gamètes…) et sur notre EU2 (Elevage).
Impact sur les animaux
Sans l’apport d’un médicament spécifique, les animaux ayant un foie défaillant dû à une modification génétique meurent très rapidement après leur naissance de lésions hépatiques majeures. Les animaux immunodéficients sont particulièrement sensibles aux organismes extérieurs (microorganismes pathogènes, opportunistes) pouvant amener des infections et une dégradation de leur état. Par ailleurs, une douleur légère ainsi qu’un léger stress peuvent être induits lors du prélèvement de biopsies en vue du génotypage.
Devenir
Les animaux sont soit expédiés pour une utilisation continue vers le laboratoire demandeur, soit mis à mort pour la gestion de l'élevage (avant l'atteinte des points limites du phénotype dommageable, prélèvement de gamètes). Les animaux ne présentant pas de génotype d’intérêt pour la poursuite du projet seront mis à mort (pas d’autre utilisation possible).
Remplacement
Les projets expérimentaux comportent classiquement une phase d'étude initiale in vitro qui permet une sélection des propriétés pharmacologiques et qui permet de valider certaines hypothèses et d’obtenir de données préliminaires et complémentaires. Ce type de modèle n’est pas remplaçable car il s’agit d’un modèle complexe permettant de mimer le foie humain. Il permet de réaliser des études précliniques in vivo de toxicité avant de réaliser des tests chez l’Homme. Les souris humanisées permettent d’approcher la situation physiologique humaine en limitant le recours aux modèles de primates non-humains.
Réduction
Les protocoles sont réalisés en fonction des besoins expérimentaux liés à l'utilisation de ces animaux après expédition. Le nombre d’animaux est calculé de manière à utiliser le minimum d’animaux par groupe permettant l’obtention de résultats homogènes. Par ailleurs, notre savoir-faire et nos données historiques permettent d’utiliser le minimum d’animaux avec une optimisation de rendement pour des résultats robustes et reproductibles. Aucune approche statistique n’a été réalisée.
Raffinement
Ces animaux au foie humanisable étant immunodéficients (système immunitaire affaibli ou rendu non fonctionnel via différentes modifications génétiques), un hébergement standard (litière, enrichissement et congénères) dans un milieu biologiquement sécurisé pour les protéger de la survenue d’infections est réalisé. Le maintien de conditions d’hygiènes strictes exemptes de pathogènes et d’opportunistes étant la clé pour éviter l’expression du phénotype dommageable des animaux immunodéficients et limiter les nuisances associées. Ces animaux seront surveillés quotidiennement. Toutes les observations feront l'objet d'une documentation adaptée. Les souris au foie humanisable présentant une invalidation génétique particulière ont un foie dysfonctionnel. Cette modification génétique est léthal. Un médicament spécifique permettant le maintien d’un fonctionnement normal de leur foie leur sera administré afin d’assurer leur survie y compris pendant le transport. Les animaux aptes au transport seront livrés d’un établissement à l’autre via un transporteur agréé et en respectant le bien-être des animaux. Une période d’acclimatation sera appliquée après réception des animaux. Le médicament spécifique permettant de contrecarrer le phénotype des animaux au foie humanisable leur sera fourni tout au long du transport soit dans l’aliment soit dans le gel servant d’eau de boisson.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce est conditionné par les besoins scientifiques des projets. Les souris sont des modèles animaux simples à élever, à reproduire et à entretenir en grand nombre ainsi qu’à manipuler et modifier génétiquement comparativement à d’autres espèces. Elles constituent un modèle de choix pour les études précliniques en raison de leur petite taille, de leur courte gestation, de leur durée de vie et de la disponibilité en réactifs expérimentaux. Le génome des souris est bien caractérisé et très comparable au génome humain. Enfin, la proximité clinique entre les modèles de rongeurs génétiquement modifiés et les maladies humaines fait de ceux-ci des modèles de choix relativement robustes pour extrapoler les résultats et en tirer des informations pertinentes pour la pathologie humaine. L’âge des animaux est conditionné par les objectifs scientifiques du projet. Les animaux seront hébergés dans nos locaux dès leur naissance et jusqu’à leur envoi ou leur mise à mort. Pour l’élevage, les accouplements seront réalisés à maturité sexuelle. Au moment de l’expédition, l’âge varie en fonction des besoins de nos clients. Les animaux pourront être envoyés à nos partenaires dès le sevrage ou avec leur mère si les animaux ne sont pas encore sevrés. Des femelles gestantes pourraient également être expédiées avant le dernier tiers de leur gestation.
Développement de modèles de Médulloblastome et étude de l’impact de nouvelles stratégies thérapeutiques pour lutter contre ce cancer
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système nerveux
5 758 souris vont être utilisées, toutes tuées, dont 3 446 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Chacune peut recevoir deux injections par jour ou un gavage une à deux fois par jour pendant un à deux mois, après qu'on lui a injecté des cellules de médulloblastome dans le cervelet ou greffé un fragment de tumeur sous la peau. Des souriceaux subissent la même injection intracérébrale, ce cancer touchant des enfants et le porteur cherchant à en reproduire l'environnement. La tumeur cérébrale provoque perte de poids, tête penchée et troubles de la locomotion, et le porteur conclut qu'après les travaux en culture le passage par un "organisme entier" devient "indispensable".
Objectifs
Le cancer est une maladie qui touche l’ensemble de la population et qui est, encore aujourd’hui, un véritable fléau pour la société. Nous nous intéressons plus particulièrement à un cancer touchant les enfants, le Médulloblastome. Le Médulloblastome est la tumeur cérébrale maligne la plus commune en pédiatrie. Ce cancer touche entre 100 et 200 enfants chaque année en France. Actuellement, le taux de survie à 5 ans est inférieur à 80%. Les traitements existants sont la chirurgie, la radiothérapie et la chimiothérapie mais ils laissent malheureusement d’importantes séquelles. A ce jour, il n’existe aucune thérapie ciblée qui permettrait d’agir sur des marqueurs spécifiques des cellules tumorales de Médulloblastome et ainsi réduire les effets secondaires pouvant être causés par des thérapies conventionnelles avec un champs d’action plus large touchant à la fois les cellules tumorales mais aussi les cellules saines. Ainsi, une meilleure compréhension de la maladie permettrait le développement de nouvelles approches thérapeutiques. Notre travail consiste tout d’abord à comprendre les mécanismes conduisant à l’apparition de ce cancer afin d’établir de nouvelles stratégies thérapeutiques. Dans le but d’étudier ces mécanismes, nous utilisons des modèles mimant ces tumeurs. Ces modèles peuvent s’étendre de la cellule tumorale en culture jusqu’à l’utilisation de modèles animaux. Nos dernières études nous ont permis d’identifier 5 stratégies thérapeutiques prometteuses pour le traitement du Médulloblastome. Tout d’abord, nous avons montré, par des études bioinformatiques, l’importance de différents gènes dans le développement de ces tumeurs cérébrales. De plus, nous avons mis en évidence, dans des systèmes de culture de cellules tumorales in vitro, que ces 5 stratégies thérapeutiques, basées sur l’utilisation de nouvelles molécules, induisent la mort des cellules tumorales. Il nous est maintenant nécessaire de pouvoir étudier l’efficacité de ces approches in vivo en utilisant pour modèle, la souris. Ainsi, dans le cadre de ces projets, nous étudierons, chez la souris, l’effet de différents traitements sur le développement et la croissance tumorale de différents modèles de Médulloblastome. En conclusion, notre travail pourrait apporter une avancée conséquente dans le domaine du cancer du cerveau chez l’enfant.
Bénéfices attendus
Ce projet contribuera à améliorer notre connaissance des mécanismes impliqués dans le développement tumoral des différents sous-groupes de Médulloblastome. Et il permettra également de valider l’efficacité de nos approches thérapeutiques in vivo, avec pour finalité une éventuelle transposition à l’Homme si les résultats s’avèrent satisfaisants
Procédures
- Un premier lot de souris sera injecté avec des cellules tumorales sous la peau (durée de l’anesthésie 2min). Dans un 2ème lot, des cellules seront injectées dans le cervelet de souris adultes anesthésiées (15min). Un troisième lot de souris sera constitué de souris génétiquement modifiées. Toutes ces souris seront ensuite traitées soit par 1) injection 3 fois/semaine (1min), 2) injection 2 fois/jour (30sec), 3) gavage (30sec) 1 à 2 fois/jour, 4) injection 3 fois/semaine + gavage 1 fois/jour, 5) injection 2 fois/jour + gavage 1 fois/jour, pendant 1 à 2 mois selon la croissance tumorale. - Dans un 4ème lot, des cellules tumorales génétiquement modifiées ou non seront injectées dans le cervelet de souris adultes sous anesthésie gazeuse (15min) puis le développement tumoral sera suivi au cours du temps. - Dans un 5ème lot, des cellules tumorales seront injectées dans le cervelet de souriceaux sous anesthésie (10min). Puis, ces dernières seront traitées à raison de soit 2 injections par jour (30sec) soit 3 injections par semaine, pendant 1 à 2 mois selon la croissance tumorale. - Dans un 6ème lot, des souris anesthésiées seront greffées avec des fragments de tumeurs sous la peau (durée de l’anesthésie : 15min) - Dans un 7ème lot, des cellules tumorales seront injectées dans le cervelet de souris adultes sous anesthésie (15min). Puis, ces souris recevront un régime alimentaire modifié en acide gras ou non et un traitement par injection 1 fois/semaine, pendant 1 à 2 mois selon la croissance tumorale. Un prélèvement de sang sous anesthésie (< 1min) sera réalisé au moment de la mise à mort. Une partie des animaux des lots 2, 3, 4, 5 et 7 seront opérés sous anesthésie générale profonde juste avant leur mise à mort pour remplacer le sang par une solution de fixation (durée de l’anesthésie : 15 min). Les animaux ne reprendront pas conscience après cette anesthésie.
Impact sur les animaux
Les animaux pourront ressentir un stress modéré de courte durée lors de la contention et de l’initiation de l’anesthésie. Les procédures d’injection de traitements sont susceptibles d’entraîner également un stress et une douleur légère de courte durée chez l’animal. Il est possible que certains traitements entraînent à certaines doses une éventuelle toxicité pouvant causer une perte de poids de l’animal. L’acte chirurgical permettant la greffe tumorale pourra entraîner un stress et une douleur modérée dû à l’incision du plan cutané. De plus, l’injection de cellules tumorales chez l’animal est susceptible d’entraîner un léger stress et une légère douleur de courte durée due à la piqure. Ces animaux transplantés ou greffés développeront par la suite des tumeurs, qui à partir d’un certain volume, pourront entraîner une certaine gêne, tension au niveau de la peau, démangeaisons et irritations. La greffe des cellules tumorales dans le cervelet des souris pourra entraîner un stress ainsi que des douleurs post-opératoire chez l’animal durant les 3-4 premiers jours. Suite à cette greffe, le développement de la tumeur dans le cervelet des souris entraînera lui aussi des effets indésirables, tels que la perte de poids, une tête penchée et des problèmes de locomotion.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort et des prélèvements seront réalisés pour des analyses.
Remplacement
Dans un premier temps, des méthodes alternatives telles que des analyses de données de patients nous ont permises d’établir des hypothèses de travail pertinentes en identifiant plusieurs cibles impliquées dans la tumorigenèse des Médulloblastomes. Nous avons préalablement validé ces hypothèses par des études in vitro afin de remplacer en partie l’expérimentation in vivo autant que possible, mais à ce stade du projet, l’utilisation de modèles animaux appropriés devient indispensable pour examiner l’aspect translationnel de nos travaux. La souris représente un modèle biologique « intégré », permettant d’évaluer une cible dans un système physiologique dans son ensemble et non pas dans un contexte restreint (in vitro). Seule l’utilisation de ce modèle permet donc d’étudier l’efficacité d’une thérapie de manière compréhensive au niveau d’un organisme entier et est donc nécessaire pour les présents projets. De plus, des coupes de cerveau obtenues à partir d’animaux sains seront mises en culture afin d’étudier ex vivo certaines questions scientifiques et ainsi limiter le nombre d’animaux utilisés en procédure.
Réduction
Afin de réduire le nombre d’animaux utilisés, dès que cela est possible, des expériences préliminaires réalisées sur un nombre restreint de souris permettront de déterminer la fréquence et les concentrations appropriées à utiliser pour les expérimentations de plus grande envergure. De plus, des coupes de cerveau obtenues à partir d’animaux sains seront mises en culture afin d’étudier ex vivo certaines questions scientifiques et ainsi limiter le nombre d’animaux utilisés. Le nombre de souris a été choisi de façon à limiter le nombre d’animaux utilisés tout en permettant une analyse statistique adéquate et ainsi une robustesse des résultats obtenus
Raffinement
Les procédures ont été réfléchies de façon à réduire au maximum le stress et les souffrances des animaux soumis aux expérimentations. En effet, lors d’interventions chirurgicales, les souris seront anesthésiées et des analgésiants locaux et généraux leur seront administrées pré- et post-opératoire. Durant l’opération, afin d’éviter une hypothermie des animaux, ces derniers seront placés sur un tapis chauffant. De plus, un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux des souris afin d’éviter un assèchement de leur cornée qui peut être causée par l’anesthésie gazeuse. A la fin de la procédure, les souris seront transférées dans une cage propre sous une lampe chauffante jusqu’à leur réveil, puis un gel hydratant et nutritif leur sera fourni afin de faciliter leur récupération post-opératoire. La croissance des tumeurs induites par injection sous-cutanée sera suivie par mesure régulière du volume à l’aide d’un pied à coulisse. Concernant les tumeurs intracrâniennes, la souffrance des animaux pourra, selon les modèles injectés, être anticipée par l’utilisation hebdomadaire de techniques, non invasives, d’imagerie du petit animal, qui permettront d’évaluer leur croissance au cours du temps et ainsi permettre une mise à mort précoce des animaux si cela est nécessaire. Les souris seront surveillées quotidiennement si besoin pour détecter le plus précocement possible la douleur chez ces dernières et y remédier. En cas d’apparition de signes de souffrance (perte de poids importante, prostration…), les animaux seront mis à mort. Une grille de score a notamment été définie afin de détecter la souffrance des souris et mettre en place des soins support destinés à la minimiser, ou d’arrêter l’expérience. En cas d’inconfort visible de l’animal, un gel hydratant et nutritif sera déposé dans la cage et une prise en charge analgésique sera effectuée.
Choix des espèces
La souris est un modèle particulièrement adapté pour les expériences menées en oncologie pour valider des cibles thérapeutiques. De plus, à ce jour, uniquement les modèles transgéniques de souris ont pu récapituler les caractéristiques du Médulloblastome. Leur physiologie est proche de l’Homme et la pharmacologie pertinente pour des applications cliniques. L’utilisation de ces modèles permet également de reconstituer un environnement tumoral complexe qui peut jouer un rôle déterminant dans l’efficacité d’une thérapie. D’autre part, l’utilisation de souris immunodéficientes permet de conserver la signature de la tumeur humaine d’origine tout en l’amplifiant et de minimiser les risques de rejet. Nous utiliserons des souris adultes et des souriceaux selon l’objectif scientifique étudié. Le Médulloblastome étant un cancer pédiatrique, les souriceaux permettront de mimer le plus fidèlement possible l’environnement de ce cancer. Cependant, de par leur petite taille, les voies possibles d’administration des médicaments sont plus limitées chez les souriceaux que chez une souris adulte, empêchant ainsi l’utilisation de certaines molécules nécessaires à ce projet. De plus, l’utilisation de souriceaux implique d’utiliser des souris immunocompétentes car les souriceaux immunodéficients, étant par conséquent plus fragiles, ces derniers ne survivent pas suite à une chirurgie. Ce dernier point nous empêche alors d’étudier des tumeurs humaines qui présentent un risque élevé de rejet dans ces souris. Ainsi, certaines études seront conduites sur des souris adultes dont le système immunitaire est déficient afin de permettre une conservation de la signature de la tumeur humaine d’origine et de minimiser les risques de rejets. Nous utiliserons aussi des souris adultes immunocompétentes lors d’études réalisées sur des souris transgéniques.
Formation aux approches expérimentales de chirurgie sur rongeurs
- Formation professionnelle
Rats : 360
Vasectomies, ovariectomies et injections dans les ventricules cérébraux sont pratiquées par des stagiaires sur des souris et des rats anesthésiés. 1 440 souris et 360 rats sont utilisés, 720 opérés sans jamais se réveiller et 1 080 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Aucune connaissance n'est attendue de ces opérations, elles servent à remplir l'obligation réglementaire de formation des personnels qui interviendront ensuite sur des animaux, à raison de six sessions de douze participants par an pendant cinq ans. Le compte des animaux opérés sans réveil varie selon les rubriques, 20 % dans la description des procédures, 50 % dans celle du raffinement, quand les chiffres déclarés en donnent 720 sur 1 800.
Objectifs
La mise en œuvre des réglementations portant sur l’expérimentation animale inscrites dans le droit français depuis février 2013 précise les obligations réglementaires de formations pour les chercheurs qui souhaitent utiliser des approches chirurgicales sur des rongeurs. Dans ce contexte, une formation à la chirurgie sur rongeurs (rats, souris) a été mise en place. Cette formation est réservée aux titulaires d’une formation initiale en expérimentation animale de niveau concepteur ou applicateur (doctorants, chercheurs, ingénieurs, techniciens) afin que les participants puissent satisfaire aux obligations légales dans le cadre de projets de recherche.La maitrise des gestes de base (préhension, contention, injections intrapéritonéales et sous-cutanées) attesté dans le livret de compétences est un pré-requis à la participation à cette formation. La formation combine des approches théoriques (travaux dirigés incluant des photos, films, images, modèles plastiques etc..) et la mise en pratique sur l’animal. Cette approche pratique, sur des actes courants est indispensable pour acquérir les gestes de base nécessaires à la réalisation d'actes chirurgicaux dans les conditions optimales, en veillant à la bonne utilisation des médicaments anesthésiques et analgésiques et au respect des règles d’asepsies, ainsi qu’au suivi post-opératoire des animaux. Un encadrement soigné et vigilant est assuré pour accompagner au mieux les participants afin d’assurer le bien-être des animaux durant les chirurgies et lors du suivi post-opératoire. Cette formation ouvre de deux à six sessions par an et accueille au maximum 12 participants par session.
Bénéfices attendus
La formation pratique à la chirurgie des participants garantie une acquisition des gestes de base nécessaires à la réalisation d'actes chirurgicaux dans les conditions optimales, en veillant à la bonne utilisation des médicaments anesthésiques et analgésiques et au respect des règles d’asepsies. Nous avons mis en évidence que la mise en pratique est primordiale pour la compréhension du rôle, de l’intérêt et des conséquences de chaque geste. Elle assure la transmission des bonnes pratiques au sein de leurs divers établissements d’accueil. Leur vigilance sur l’état de l’art est alors un levier important pour une évolution positive des pratiques dans les établissements utilisateurs.
Procédures
Les animaux seront soumis à des injections pour l'administration d’anesthésiques, d’analgésiques, et de colorant vital. Un prélèvement de sang terminal sera effectué sur 20 des animaux. 60% des animaux seront soumis à une vasectomie, une ovariectomie ou une injection ICV et un suivi post-opératoire durant 48H maximum et 20% seront soumis à une ovariectomie sans réveil.
Impact sur les animaux
La manipulation et la contention des animaux entrainent un stress léger et de courte durée. Les injections entraînent une douleur légère de courte durée. L’anesthésie entraine une désorientation temporaire des animaux durant les premières heures suivant le réveil. Les chirurgies (ovariectomie et vasectomie) entrainent une douleur modérée sur le site d’incision qui peut conduire les animaux à se gratter ou à lécher les points de sutures. Cependant, une couverture analgésique est mise en place pour prévenir ces douleurs potentielles.
Devenir
Les animaux ayant été utilisés dans le cadre d'une formation à la chirurgie, ils sont tous mis à mort à l'issue des procédures, ceux-ci ne pouvant pas être réutilisés dans une autre procédure.
Remplacement
La partie théorique qui précède la partie pratique utilise différents supports et méthodes alternatives à notre disposition (vidéos, modèles plastiques, sutures sur ailes de poulet) afin que les stagiaires appréhendent et visualisent au mieux les manipulations et étapes d’une opération avant de débuter la pratique sur l’animal. La mise en œuvre de ces manipulations en situation réelle est nécessaire à la formation et les méthodes alternatives ne peuvent remplacer totalement la mise en œuvre pratique. En effet, ces méthodes sont utiles pour acquérir l’enchainement des étapes, les recommandations, les limites et anticiper l’approche pratique (gestes) mais elles ne permettent pas de mettre l’expérimentateur en condition réelle pour faire face à la pression implicite de réussir à effectuer l’opération sur un animal vivant sans lui occasionner une quelconque souffrance. Ces modèles ne peuvent retranscrire toute la finesse des signes physiologiques et comportementaux à repérer par la vision et le toucher pour identifier les signes de confort opératoire satisfaisant ou les prémisses d’éveil, voire de mal être, chez l’animal. Aucun modèle n’est suffisamment intégré et complexe pour reproduire les textures, la fragilité des tissues, les variations anatomiques et l’ensemble des fonctions biologiques (circulation sanguine, respiration, fonction rénale, système nerveux et immunitaire…) qui réagissent et interagissent lors d’une procédure opératoire. Il est indispensable aux participants de les visualiser, de les appréhender et de les surveiller pour intégrer les conséquences de leurs actions et leurs choix sur la réussite de la procédure opératoire et la récupération rapide et entière de l’animal. Ces apprentissages dans un cadre propice, dirigé et à la veille des évolutions et raffinement techniques assurent une formation initiale de qualité indispensable pour stimuler leur esprit critique et s’assurer que l’acquisition, dans leurs structures, de leurs futures compétences techniques soit l’occasion d’identifier les pratiques inadaptées et de les améliorer.
Réduction
Le nombre d’animaux est réduit au maximum grâce à la partie théorique de la formation qui précède la partie pratique utilise différents supports et méthodes alternatives pour permettre aux stagiaires d’appréhender au mieux les manipulations avant de débuter la partie pratique et ce afin de limiter au maximum le nombre d’animaux nécessaires à la formation. Lors de cette formation, le nombre d'animaux (rat/souris) sera réduit au maximum (un animal par atelier et par participant ou par binôme). S’agissant d’une formation à des techniques chirurgicales, aucune statistique ne sera réalisée. En revanche, l’expérience de l’équipe de formation établit la nécessité d’avoir recours à 5 souris et 1 ratte pour une acquisition complète des techniques (prise en charge pré- et post anesthésique, laparotomie, ablations, sutures) et du suivi des animaux. D’après notre expérience antérieure et l’évolution des pratiques, nous estimons qu’un maximum de 6 sessions de formations impliquant 12 participants seront réalisées chaque année sur une période de 5 ans. De plus, il est important de préciser que la totalité des animaux utilisés lors de ces formations sont des animaux de réforme destinés à être mis à mort.
Raffinement
Les procédures expérimentales sont conçues pour garantir le bien-être de l’animal et réduire au maximum l’inconfort, le stress et la souffrance. La souris et le rat étant des animaux sociaux, ils seront maintenus en groupes sociaux, dans des cages enrichies d’un tube de change, de matériaux de « nidification » et de bâtonnets à ronger. Une période d'acclimatation et d'habituation de 2 semaines sera respectée mais pourra exceptionnellement être ramenée à une semaine en cas de contraintes temporelles (délai de livraison, occupation de l’animalerie…). Le bien-être des animaux sera pris en compte tout au long de la formation, avec un suivi journalier des animaux qui permettra de détecter rapidement tout changement de comportement associé ou non aux procédures. Les souris seront anesthésiées et recevront une administration d’anti-inflammatoire, d’anesthésique local et seront placées sur un tapis chauffant afin de prévenir une hypothermie durant l’anesthésie puis le réveil. Trois des 6 procédures sont effectuées sans réveil (50% des animaux). La douleur liée aux injections est une douleur ponctuelle réversible qui fera l’objet d’une surveillance de l’animal. Les animaux seront particulièrement surveillés après leur réveil, pour mettre en évidence tous signes de douleur qui nécessiterait la mise à mort de l’animal. Aucun animal ne sera maintenu en vie s’il présente des signes de douleur ou d’inconfort.
Choix des espèces
La souris et le rat sont les 2 espèces les plus présentes au sein des établissements utilisateurs des participants. Leur choix est donc dicté par la nécessité de former les manipulateurs pour ces espèces pour les études menées dans leur établissement. Pour ce projet de formation, les rats et les souris seront utilisés à un stade adulte afin de faciliter l’apprentissage des gestes techniques (organogenèse terminée, taille adulte) et de pouvoir utiliser des animaux de réforme initialement destinés à être mis à mort chez l’éleveur.
Potentiel thérapeutique de l’aérosolisation des nanoparticules d’apolipoprotéine A1 enrichies en alpha-1-antitrypsine chez la souris (1/2)
- Recherche appliquée
- Troubles respiratoires
La procédure s'arrête si le seuil de douleur mécanique d'une souris descend sous 0,3 gramme, mesuré au filament de von Frey. 246 souris sont utilisées, dont 156 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées pour prélèvement d'organes. Un emphysème pulmonaire leur est installé sur quatorze jours, elles subissent une biopsie de la queue à six jours de vie, puis des aérosolisations pendant lesquelles elles sont suspendues par les incisives à un panneau incliné à 45 degrés. Le bénéfice avancé, une thérapie inhalée qui remplacerait les perfusions hebdomadaires des personnes déficientes en alpha-1-antitrypsine, reste au stade de la preuve de concept.
Objectifs
Le projet se déroule dans 2 établissements utilisateurs : EU1 et EU2. Le déficit en alpha-1-antitrypsine (AAT) est une maladie génétique rare causée par une mutation du gène SERPINA1, responsable de la production de la protéine AAT. L'AAT est principalement synthétisée dans le foie et sécrétée dans la circulation, où son rôle principal est de protéger le tissu pulmonaire contre l'action de différentes enzymes. Ce déficit en AAT est un facteur de risque au développement d'un emphysème pulmonaire, caractérisé par une dégradation progressive et irréversible du tissu alvéolaire, entraînant une diminution de la fonction respiratoire et un risque accru de mortalité. Chez les patients souffrant de cette maladie, l'administration intraveineuse d'AAT réduit la perte annuelle du tissu pulmonaire et ralentit le déclin de la fonction respiratoire. Cela étant, ce traitement n'a aucun effet sur des épisodes d'aggravations des symptôles et donc l'état de santé. Ce projet vise à évaluer un nouveau traitement reposant sur l'aérosolisation de l'AAT, vectorisée dans des nanoparticules lipidiques. Ces nanoparticules ont des propriétés protectrices (anti-inflammatoire, anti-oxydante et anti-infectieuse). Ces effets protecteurs, combinés avec ceux de l'AAT, constituent une thérapie prometteuse pour laquelle l'inhalation permettra une action directe sur les poumons. Ainsi, ce projet qui se déroulera dans deux établissements utilisateurs, a le potentiel de fournir une preuve de concept pour le développement d'une thérapie innovante pour les patients déficients en AAT.
Bénéfices attendus
Recherche médicale : il existe un besoin d'améliorer les normes de soins pour les maladies pulmonaires liées à la déficience en alpha-1-antitrypsine (AATD). L'injection intraveineuse d'AAT a montré une efficacité limitée et les injections hebdomadaires constituent une contrainte sur la qualité de vie des patients. La voie inhalée est une stratégie thérapeutique prometteuse qui améliorera l'observance et l'autonomie des patients. Des études précliniques et cliniques de ces dernières années ont démontré la capacité des nanoparticules lipidiques inhalées à délivrer localement divers médicaments dans les poumons, pour le traitement de maladies pulmonaires telles que les cancers pulmonaires, les maladies pulmonaires obstructives et les infections respiratoires. Les nanoparticules lipidiques ont permis d’atteindre cet objectif tout en améliorant la stabilité des médicaments, en réduisant la toxicité systémique et en permettant une concentration locale plus élevée du médicament dans les poumons. Ici, nos particules ont aussi un intérêt thérapeutique, en potentialisant les effets bénéfiques des nanoparticules à celle de l’AAT. Coûts des soins de santé : des traitements efficaces contre l'emphysème pulmonaire lié à l'AATD et la bronchopneumopathie chronique obstructive (BPCO ; 3ème cause de décès dans le monde) pourraient réduire les coûts des soins de santé associés aux hospitalisations et à la gestion à long terme de ces maladies chroniques. Les perspectives du projet sont de mener un essai clinique multicentrique avec des médecins du réseau RespiFIL (Filière Maladies Respiratoires Rares) pour évaluer si l'aérosolisation des nanoparticules enrichits en AAT peut améliorer la santé des patients.
Procédures
Dans l'EU1/2 : Les animaux auront une biopsie de queue à 6 jours et seront soumis à des aérosolisations à l'âge adulte. Parmi les animaux exposés, certains recevront des nanoparticules et ou du LPS et certains auront des mesures de leur fonction respiratoire. Les procédures d’aérosolisations et d’injections intraveineuses dure environ 1 minute et la procédure de mesure de fonction respiratoire dure environ 10 minutes. Ces procédures sont réalisées sous anesthésie générale. Dans l'EU2/2 : Les animaux seront soumis à des aérosolisations de nanoparticules radiomarquées. La procédure d’aérosolisation dure environ 1 minute puis la mesure de la scintigraphie se déroule à 6h, 24h et 48h. Des prélèvements sanguins (caudales) sont aussi réalisés à ces temps. Ces procédures sont réalisées sous anesthésie générale.
Impact sur les animaux
- Nuisance modérée pour la biopsie de queue (douleur légère de courte durée). - Nuisance modérée pour l'instillation intratrachéale. Les souris anesthésiées sont retirées de la chambre d’induction et suspendus par leurs incisives sur un panneau en plexiglas en position couchée, avec une inclinaison d’environ 45 degrés. La durée totale de la procédure d’aérosolisation est d'environ 1 minute. - Nuisance sévère pour la mise en place de l'emphysème pulmonaire. Nous évaluerons le seuil à la douleur dans l’étude pilote en utilisant le test de Von Frey (stimuli mécaniques). Ce test mesure la réponse de retrait à des filaments appliquant une pression mécanique. Chez des souris avec emphysème, on pourrait s'attendre à une hypersensibilité mécanique (réduction du seuil). Une évaluation comportementale sera faite en complément. Si le seuil de douleur est très faible (allodynie mécanique
Devenir
Mise à mort pour prélèvements d’organes
Remplacement
La complexité des processus physiologiques se déroulant lors de l’emphysème pulmonaire ne sont pas modélisables par des techniques in vitro. Les processus de dégradation et de fibrose du tissu pulmonaire impliquent plusieurs types cellulaires : neutrophiles, macrophages, cellules endothéliales, fibroblastes, pneumocyte de type 1 et 2 entres autres. De plus, plusieurs processus physiologiques se mettent en place lors de l’emphysème tel que l’inflammation et le stress oxydatif. A l'heure actuelle, nous ne pouvons réaliser des procédures in vitro permettant d'intégrer l'ensemble de ces acteurs cellulaires et de signalisation.
Réduction
Le nombre d’animaux de cette étude se base sur des publications scientifiques ayant décrit des résultats significatifs avec des approches similaires. Chaque expérimentation sera scindée en trois expériences indépendantes. Cela permettra de ne pas utiliser l'ensemble des animaux si nous observons que les résultats obtenus sont significatifs avec les deux premières expériences (n=8 au lieu de 12 dans l’objectif 2.2 par exemple ; analyses statistiques : two-tailed unpaired t test ou two-way ANOVA). En effet, les résultats, s’ils sont homogènes, peuvent être significatifs avec 8 souris. De plus, si jamais une souffrance ou une mortalité inattendue venait à apparaitre, cela éviterait de relancer une expérimentation avec le groupe d'animaux suivant.
Raffinement
Pour garantir un environnement optimal, les animaux seront logés dans des cages offrant un espace suffisant, avec un maximum de 5 animaux par cage. Cet aménagement limitera au maximum les contraintes subies et permettra un comportement normal. De plus, l’environnement sera enrichi avec des matériaux pour se nicher et jouer, contribuant ainsi à leur bien-être. Les animaux seront observés de façon continue pendant les 30 premières minutes après l’aérosolisation, puis 3 à 6 fois par jour afin de nous assurer de leur bien-être et de ne pas laisser un animal en souffrance. Tout signe de souffrance ou de comportement anormal sera rapporté immédiatement au vétérinaire référent afin de prendre les mesures adéquates. Les procédures invasives seront réalisées sous anesthésie générale par une personne qualifiée, conformément aux protocoles en vigueur pour minimiser la douleur et le stress des animaux. Nous observerons et analyserons divers points limites spécifiques pour évaluer leur bien-être, tels que : 1. Altération du comportement : signes d'apathie, d'agressivité, d'isolement, ou réduction drastique de l'activité normale. 2. Nutrition anormale : incapacité à se nourrir ou à boire normalement. 3. Perte de poids : surveillance régulière du poids pour détecter toute perte significative. 4. Aspect physique : poil ébouriffé, yeux fermés, respiration laborieuse, posture courbée. Si l'un de ces paramètres ou points limites est atteint, cela sera signalé immédiatement au vétérinaire référent. Celui-ci évaluera la situation et pourra décider de l'arrêt de l'expérimentation et de l'euthanasie de l'animal pour limiter ses souffrances, conformément aux règles éthiques en vigueur. Pour compléter le raffinement des procédures, une injection d’analgésique sera réalisée avant chaque intervention et chaque fois que la souris démontrera des signes de douleurs. La mise en place d’une étude pilote permettra aussi d’améliorer les manipulations de l’expérimentateur. Concernant le transport des souris de l’EU1/2 vers l’EU2/2, le transporteur agréé s'engage à réunir toutes les conditions pour assurer la sécurité des animaux et leur bien-être (véhicule climatisée avec des cages de transports agrées sous condition d'autorisation pour le statut sanitaire, ajout de croquettes humidifiées et paille). Le choix d'un transport dédié uniquement à nos souris permet aussi d'assurer un trajet rapide d'environ 1 heure (80km).
Choix des espèces
La structure et la fonction du système respiratoire des souris présentent des similitudes avec celles des humains, bien que les différences existent en termes de taille et de complexité. Les souris possèdent des bronchioles, des alvéoles, et des cellules immunitaires pulmonaires similaires à celles des humains, ce qui permet d'étudier les effets des traitements inhalés. Les souris montrent des réponses inflammatoires et immunitaires comparables à celles des humains lorsqu'elles sont exposées à des agents pathogènes ou à des stimuli nocifs, permettant ainsi d'évaluer les réponses thérapeutiques des nanoparticules. Les modèles murins d'emphysème sont bien établis et peuvent être induits par diverses méthodes telles que l'exposition à la fumée de cigarette, l'administration d'élastase ou d'autres agents chimiques. Ici, les souris AAT KO reproduisent les caractéristiques clés de l'emphysème humain, telles que la destruction des alvéoles et la perte d'élasticité pulmonaire. Animaux adultes entre 8 et 10 semaines. À l'âge de 8 à 10 semaines, les souris ont atteint une maturité physiologique qui leur permet de mieux refléter les caractéristiques pulmonaires des adultes humains. Les structures alvéolaires et les voies respiratoires sont pleinement développées, ce qui est crucial pour étudier les changements pathologiques induits par l'emphysème. Les souris de cet âge possèdent un système immunitaire mature mais encore flexible, permettant une réponse inflammatoire et immunitaire comparable à celle observée chez les adultes humains. Cela est important pour étudier les mécanismes inflammatoires et immunopathologiques de l'emphysème. Enfin, à cet âge, les souris ont un niveau d'activité physique, de métabolisme et de croissance relativement stable, ce qui minimise les facteurs confondants qui pourraient influencer les résultats expérimentaux.
Rôle du calcium dans le contrôle astroglial des fonctions hypothalamiques
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système nerveux
6 354 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Les unes reçoivent une perfusion de fixateur dans le cœur sous anesthésie, les autres subissent une heure de chirurgie cérébrale pour l'implantation d'un détecteur d'activité neuronale, une ponction cardiaque ou des privations de boisson. L'objet du travail est le rôle d'une protéine des astrocytes dans la libération de l'ocytocine et de la vasopressine. Le porteur écrit que les tests comportementaux n'induisent pas de nuisance tout en comptant parmi eux la privation d'eau, et justifie l'effectif de 6 354 animaux par sa seule expérience du domaine.
Objectifs
Les interactions entre neurones et astrocytes sont essentielles aux activités cérébrales, en particulier dans les régions telles que l’hypothalamus, fortement liées au flux sanguin et régulant des fonctions physiologiques vitales. Les astrocytes contactent à la fois les vaisseaux et les neurones, pour détecter et intégrer les changements sanguins et des activités neuronales. En réponse, les astrocytes modulent les neurones adjacents. Cependant, les bases moléculaires qui sous-tendent cette régulation restent obscures. Une protéine fortement exprimée dans les astrocytes est peu explorée et nous émettons l'hypothèse que cette protéine participe à la régulation qui contrôlent l'activité des neurones secrétant l'ocytocine et la vasopressine. Ces dernières sont notamment essentielles à la régulation de fonctions vitales telles que le contrôle de la balance hydrique et la lactation. Nous proposons donc d'étudier si les mécanismes moléculaires qui participent au contrôle ces fonctions. Dans ce projet, nous analyserons les conséquences de la délétion de cette protéine sur : (1) La morphologie des astrocytes, l'activité des astrocytes et l'impact sur l'activité des neurones à ocytocine et à vasopressine. (2) La sécrétion d'ocytocine et de vasopressine au niveau de l'hypothalamus. (3) Le comportement maternel et le contrôle de la balance hydrominérale.
Bénéfices attendus
Le projet permettra de comprendre par quels mécanismes l'ocytocine et la vasopressine sont libérées par l'hypothalamus et l'hypophyse. Comprendre comment ces hormones sont sécrétées permettra de développer de de nouvelles approches pour stimuler la sécrétion endogène de ces hormones dont nous savons qu'elles sont altérées dans certaines pathologies neurodévelopementales.
Procédures
Une perfusion intracardiaque sous anesthésie sera réalisée sur les animaux pour un prélèvement du cerveau afin de réaliser une étude d'immunomarquage sur le cerveau ainsi fixé. La durée de cette procédure est de 30 minutes. Des souris seront sujettes à une intervention chirurgicale sous anesthésie pour analyser les variations cérébrales d'ocytocine et de vasopressine. La durée de cette procédure est d'une heure. Des souris seront également sujettes à une intervention chirurgicale d'une durée d'une heure visant à l'implantation d'un détecteur d'activité neuronale. Finalement, des animaux subiront une ponction cardiaque sous anesthésie afin de pouvoir mesurer l'ocytocine et la vasopressine plasmatique. Certain animaux subiront des tests comportementaux de modulation de la prise de boisson par courte privation et des tests d'évaluation du comportement maternel.
Impact sur les animaux
La contention ainsi que l’injection d’analgésique et d’anesthésique peuvent engendrer un stress chez l’animal. Certains animaux seront soumis à une chirurgie sous-anesthésie avec réveil qui peut engendrer une douleur post-opératoire modérée de quelques heures. Les animaux impliqués dans les tests d'évaluations comportementales (prise de boisson, comportement maternel) sont dans des situations soit non anxiogènes ou très peu, n’impliquant pas de stress ou inconfort majeur, cependant, les animaux seront surveillés quotidiennement. Les animaux subiront des test comportementaux qui n'induisent pas de nuisance pour l'animal. La perfusion et la ponction cardiaque sont effectués sous anesthésie profonde et terminale de l'animal, sans réveil.
Devenir
A l'issue de chaque procédure les animaux sont mis à mort pour l'analyses de paramètres physiologiques ex vivo.
Remplacement
Le but du projet est de comprendre le rôle d'une protéine exprimée dans les astrocytes. Cette protéine interviendrait dans les interactions entre les neurones et les astrocytes pour la régulation de la sécrétion de l'ocytocine et de la vasopressine qui regissent de nombreuses fonctions physiologiques et comportementales. Dans ce contexte il est necessaire d'utiliser des animaux et un tissu nerveux intact afin de comprendre les mécanismes qui régulent les fonctions physiologiques et comportementales liés à ces neuropeptides hypothalamiques. Effectuer cette étude sur un système in vitro aboutirait à une étude de processus non-physiologiques et ne serait donc pas pertinent
Réduction
Pour réduire autant que possible le nombre d'animaux nécessaires, nous utilisons le nombre de souris total strictement nécessaire pour chacune des stratégies. Ceci correspond à notre expérience dans le domaine pour assurer la validité statistique des résultats.
Raffinement
Pour toute chirurgie, les animaux recevront les doses nécessaires d’anesthésiques, analgésiques et antalgiques en pré- et postopératoire. Les jours suivant l'opération chirurgicale, les animaux seront surveillés et pesés tous les jours par l'expérimentateur et/ou les animaliers (avec une fiche post-opératoire pour chaque animal), et recevront si besoin un analgésique par voie orale ou en injection sous-cutanée. Une grille de score pour évaluer le bien être des souris sera utilisée. Pendant la période de repos, aucune manipulation expérimentale n’est entreprise.
Choix des espèces
La souris est un petit mammifère dont le système nerveux central présente de nombreuses analogies avec les mammifères supérieur (dont l'humain). La grande maitrise des méthodes d'élevages, des conditions de bien-être animal et la haute standadisation des lignées en fait un organisme de choix pour une étude physiologique des interactions neurogliales. De plus, la modification génétique indispensable à la réalisation de ce projet est seulement disponible chez la souris (délétion des protéines lysosomales). Les souris seront utilisées à l'âge adulte à partir de 2 mois. A ce stade les animaux ont un cerveau qui a fini son développement et les animaux présentent un comportement d’adulte. D’autre part utiliser des souris à partir de cet âge de 2 mois, permet également de pouvoir comparer nos résultats avec la tranche d'âge pour laquelle la plupart des expériences précédentes ont été conduites.
Evaluation de la toxicité de composés à visée thérapeutique et de solutions de resuspension chez la souris immunodéprimée ou immunocompétente porteuse ou non de tumeur (Modification)
- Recherche appliquée
- Cancers
Ce que subit chaque souris dépend du composé testé, de sa voie d'administration et de la durée du traitement, avec jusqu'à quatre administrations par jour pendant huit semaines et deux micro-prélèvements sanguins quotidiens. 6 915 souris sont utilisées, dont 5 425 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, immunodéprimées ou immunocompétentes, porteuses ou non d'une tumeur greffée. La tumeur peut s'ulcérer ou se nécroser, et une injection de cellules tumorales par voie intraveineuse peut provoquer une paralysie. 725 souris sont réutilisées dans d'autres procédures et les autres tuées, au fil d'un maximum de 80 études sur cinq ans destinées à trier des composés avant des essais d'efficacité menés ailleurs.
Objectifs
Chaque année, le cancer affecte des millions de personnes et représente la deuxième cause de décès dans le monde. Les modèles murins jouent un rôle essentiel dans le domaine de l'oncologie, notamment, dans la compréhension de la physiopathologie du cancer, l’identification de nouvelles cibles et de nouveaux candidats médicaments ainsi que dans la compréhension des mécanismes de résistance. L’objectif de ce projet consiste à évaluer/détecter une éventuelle toxicité de composés à visée thérapeutique et de solutions de resuspension chez la souris immunodéprimée ou immunocompétente porteuse ou non de tumeur. Il pourra également permettre d’identifier les cellules immunitaires ou les facteurs solubles impliqués dans celle-ci. Remarque : Des modifications de la durée des traitements, des voies d’administration et du type de molécules administrées nécessitent une modification du projet initial sans ajout d’animaux (diminution du nombre estimé d’animaux). Un maximum de 80 études sera mené sur 5 ans.
Bénéfices attendus
Le cancer est l’une des principales causes de mortalité dans le monde, avec 10 millions de décès en 2022. Malgré de nombreuses avancées dans les traitements proposés, le besoin médical en thérapies innovantes et efficaces est donc considérable. L’immunothérapie est aujourd’hui une nouvelle approche thérapeutique qui a permis une avancée majeure dans le traitement du cancer. Ce projet permettra de caractériser des composés thérapeutiques agissant sur la cible d'intérêt, et ainsi sélectionner ceux qui feront ensuite l'objet d'études d'efficacité dans le cadre d'autres projets.
Procédures
• Sur animal vigile : Greffe de cellules tumorales (1 injection, 15 s) ; Administration de composé thérapeutique (jusqu’à 4 administrations maximum 1 fois /jour pendant 8 semaines maximum, 15 s) ; Administration de molécule déplétante, activatrice/stimulatrice, neutralisante (jusqu’à 4 administrations maximum 1 fois/jour pendant 8 semaines maximum, 15 s) ; Microprélèvement de sang (maximum 2 fois/jour, 15 s) ; Administration de la solution de resuspension du composé thérapeutique (maximum 1 fois/jour pendant 8 semaines, 15 s). • Sur animal anesthésié (anesthésie gazeuse) : Prélèvement de sang (maximum 4 fois, 30 s) ; Administration de composé thérapeutique (maximum 2 fois /semaine pendant 8 semaines maximum, 15s) ; Administration de molécule déplétante, activatrice/stimulatrice, neutralisante (maximum 1 fois /jour pendant 8 semaines maximum, 15s) ; Prélèvement de sang terminal (1 fois, 5 min).
Impact sur les animaux
Stress et douleur légère lors de l’injection des cellules tumorales. Stress et douleur légère lors de l’administration du(des) composé(s) thérapeutique(s), de(s) la molécule(s) déplétante, activatrice/stimulatrice et/ou neutralisante ou de la solution de resuspension du composé. Stress et douleur légère lors des micro-prélèvements sanguins. Possibilité d’effets indésirables liés à la greffe tumorale : Perte de poids, modification du comportement, nécrose, ulcération et/ou inflammation de la tumeur (tumeur en sous-cutanée), paralysie (tumeur en intraveineux). Possibilité d’effets indésirables liés aux composé thérapeutique, molécule ou à la solution de resuspension : Perte de poids transitoire, modification temporaire du comportement.
Devenir
A l’exception des animaux pouvant être réutilisés l’ensemble des animaux sont mis à mort lorsque l’une des conditions ci-après est remplie : Prélèvement d’organe ou de tumeur au cours de l’étude ; Prélèvement sanguin terminal ; Atteinte d’un point limite justifiant la mise à mort ; Fin de l’étude.
Remplacement
Evaluer les effets pharmacologiques d’un composé thérapeutique visant à réactiver le système immunitaire implique d’être dans un système biologique complexe. En effet, son efficacité dépend de son métabolisme et de sa distribution dans l'organisme ainsi que des caractéristiques de son environnement (et de la tumeur), ce qui n’est, actuellement pas possible de reproduire in vitro. Il est donc nécessaire d'utiliser des animaux dans le cadre de ce projet.
Réduction
Afin de limiter le recours aux animaux, les molécules sont préalablement testées in vitro et sélectionnées sur la base des résultats obtenus dans les modèles cellulaires. Seules celles présentant la meilleure activité sont choisies pour être évaluées chez l’animal. Les conditions et le taux de croissance tumorale pour chaque lignée à tester sont également déterminés dans un projet dédié et permettent de sélectionner les conditions optimales de greffe et le nombre d’animaux nécessaires dans les procédures impliquant une greffe tumorale. En se basant sur les données de la littérature et notre expérience, 10 souris maximum par groupe sont nécessaires pour obtenir une évaluation, statistiquement interprétable, de l’éventuelle toxicité d’un composé thérapeutique et 5 souris maximum par groupe pour celle d’une solution de resuspension, en tenant compte de la variabilité inter-individuelle, de celle du succès de l’induction et de la croissance tumorale et des signes cliniques observés. Ces études sont menées à l’aide de différents modèles statistiques. Les volumes de prélèvements de sang sont limités pour obtenir la quantité minimale strictement nécessaire pour la réalisation des analyses. Ceci permet de prélever plusieurs fois un même animal, dans la limite des règles d’éthique et limiter ainsi le nombre d’animaux par étude. Un maximum de 80 études sera mené sur 5 ans. Au cours de l’étude, les organes et/ou tumeurs peuvent être prélevés pour mutualiser l’utilisation des animaux dans le but d’étudier différentes questions et paramètres au sein de la même étude et ainsi limiter le nombre d’animaux utilisés en évitant la multiplication des expériences.
Raffinement
Les souris seront hébergées en groupes sociaux, avec un minimum de 2 enrichissements de milieu. Dans le cas où une souris doit être maintenue seule (agressivité, mise à mort de ses congénères) un enrichissement supplémentaire sera ajouté dans la cage. Les souris seront hébergées dans des « zones protégées » dont les conditions d’environnement et d’hygiène sont contrôlées (barrière aseptique) pour éviter toute contamination et assurer ainsi le maintien de leur statut sanitaire. Le volume et la fréquence des prélèvements de sang suivront strictement les recommandations émises par la Structure chargée du Bien Être des Animaux (SBEA). En fonction du site de prélèvement, ils seront réalisés sous anesthésie gazeuse associée à un analgésique local. Le prélèvement terminal sera réalisé sous anesthésie gazeuse en combinaison avec un analgésique opioïde. Certaines injections pourront être réalisées sous anesthésie gazeuse et la taille des aiguilles utilisées sera la plus petite possible afin de limiter la douleur. L’apparence/comportement de l’animal, l’aspect et le volume de la tumeur ainsi que la perte de poids seront suivis et évalués de manière précise, tout au long de l’étude, grâce à un tableau de scoring. Ils pourront justifier la mise en place d’enrichissement supplémentaire, d’une surveillance accrue ou la mise à mort de l’animal. Le poids des animaux sera suivi au minimum 1 fois/semaine. Le composé, la molécule (déplétante, activatrice/stimulatrice, neutralisante) et/ou les cellules tumorales greffées pourront induire une perte de poids des animaux plusieurs jours post-injection. Dans ce cas, la fréquence des pesées sera augmentée et de la nourriture humidifiée ou gélifiée pourra être ajoutée au fond de la cage, afin de faciliter son accessibilité. Cette surveillance renforcée sera maintenue jusqu'à ce que leur poids ne diminue plus sur 2 pesées successives. Le volume des tumeurs sera suivi au minimum 1 fois/semaine. L’aspect général de l’animal (apparence, comportement, aspect des tumeurs) sera suivi lors des mesures de poids ou du volume tumoral (minimum 1 fois/semaine). Si un animal présente une lésion cutanée mineure, une pulvérisation de spray cicatrisant et antiseptique (jusqu'à 2 fois/jour jusqu’à guérison complète) pourra être réalisée.
Choix des espèces
Le choix de la souris comme modèle in vivo est guidé par le haut niveau de similarité de sa biologie par rapport à l’homme, les outils et les structures disponibles pour sa manipulation et des temps de gestation et de sevrage courts. De plus, l’analogie fonctionnelle des systèmes immunitaires murin et humain et l’existence de lignées immunodéprimées et/ou génétiquement altérées font de la souris un modèle pertinent pour analyser l’efficacité de nouvelles thérapies et la réponse immunitaire associée. Les souris utilisées auront un âge compris entre 7 et 30 semaines lors de leur entrée dans l’étude, âge auquel le système immunitaire de l’animal est décrit comme mature.