Souris

960 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La moitié subit une ischémie oculaire chirurgicale de 90 minutes par augmentation de la pression, avec injections virales intravitréennes, tests visuels et électrorétinogrammes, pour étudier le rôle d'un récepteur des cannabinoïdes dans la protection des neurones de la rétine. Le porteur indique que la manipulation de l'œil peut provoquer douleurs, cataractes et baisse de l'acuité visuelle. Il affirme qu'une caractérisation in vitro a été menée mais que le mécanisme ne peut être étudié que sur un modèle de lésion in vivo, les yeux étant prélevés après la mise à mort.

Objectifs

La rétine, située dans l'œil, transforme la lumière en signaux électriques pour nous permettre de voir. Bien qu'elle se trouve en périphérie, la rétine fait partie du système nerveux central, composé de neurones et de cellules gliales, qui soutiennent les neurones. La perte de ces neurones peut entraîner une cécité irréversible. Le glaucome et la rétinopathie diabétique, qui sont les principales causes de cécité dans le monde, surviennent lorsque les neurones meurent à la suite d'une augmentation de la pression ou de l'obstruction d'un vaisseau. Les traitements actuels atténuent les symptômes sans se concentrer sur la protection des neurones. Des études montrent que certains composés dérivés du cannabis peuvent contribuer à sauver ces cellules en agissant sur des récepteurs spécifiques de l'organisme. Ce projet vise à comprendre comment cela fonctionne, offrant ainsi un espoir pour le traitement des maladies oculaires.

Bénéfices attendus

L'ischémie oculaire, présente dans des maladies rétiniennes telles que le glaucome et le diabète rétinopathique, provoque la mort des cellules responsables de la transmission visuelle au cerveau, entraînant une cécité incurable. Actuellement, le glaucome est la principale cause de cécité irréversible, touchant 3,5% des personnes de 40 à 80 ans. Un défi majeur est que la perte de vision commence en périphérie du champ visuel, souvent imperceptible, d'où son surnom de "maladie silencieuse". Lorsqu'elle est détectée, environ la moitié des neurones sont déjà perdus, irrécupérables comme dans la maladie d'Alzheimer. Les cellules de Müller, abondantes dans la rétine, jouent un rôle clé. Normalement, elles sécrètent des facteurs protégeant les neurones rétiniens, mais en cas de dommages, ces facteurs altérés déclenchent la mort des cellules ganglionnaires de la rétine, induisant la cécité glaucomateuse. Ce projet vise à élucider le rôle neuroprotecteur des cannabinoïdes dans la rétine pour développer des traitements sauvant les cellules ganglionnaires de la rétine de la mort en cas de dommages rétiniens, notamment l'ischémie oculaire. Avec de nombreux patients affectés, des traitements efficaces auront un impact social et économique majeur, améliorant la qualité de vie et économisant des ressources. À court terme, le projet permettra d'explorer le système endocannabinoïde rétinien. Le récepteur cannabinoïde, crucial dans divers processus physiologiques et pathologiques, reste peu étudié dans l'organe visuel. Bien que la fonction neuroprotectrice des cannabinoïdes dans la rétine soit établie, le mécanisme précis reste inconnu. Comprendre cette neuroprotection permettrait le développement de traitements spécifiques pour les maladies cellules ganglionnaires de la rétine-induites, offrant un espoir crucial pour ceux confrontés à une cécité irréversible.

Procédures

Ischémie oculaire (90min). Tous les animaux seront soumis à une intervention chirurgicale visant à provoquer une ischémie oculaire. La moitié d'entre eux appartiendra au groupe sham (seul l'œil sera canulé mais la pression ne sera pas augmentée) et l'autre moitié appartiendra au groupe ischémie oculaire (la pression sera augmentée). Cette procédure ne sera réalisée qu'une seule fois sur chaque animal et l'opération durera 90 minutes. Injection virale intravitréenne. A réaliser sur certains génotype d´animaux. Elle sera réalisée une seule fois et la procédure durera moins de 15 minutes. Test comportemental visuel (40min) et électrorétinogramme (25min). À effectuer sur tous les animaux à deux reprises : en préopératoire et en postopératoire. Traitement local aux cannabinoïdes (7jours) . À effectuer sur tous les animaux une fois par jour pendant 7 jours après l'opération. Traitement pharmacologique (8jours). À administrer à certains animaux, une fois par jour pendant 8 jours.

Impact sur les animaux

Les procédures expérimentales prévues sont généralement douces, à l'exception de l'ischémie oculaire, et ne devraient pas causer d'inconfort ou d'effets indésirables significatifs. Les procédures peuvent être regroupées en fonction de la similitude des effets indésirables. L'ischémie oculaire aiguë et l'injection intravitréenne sont des procédures chirurgicales au cours desquelles la chambre antérieure et la chambre postérieure de l'œil seront manipulées, respectivement. Les deux procédures ainsi que l'électrorétinogramme seront effectués sous anesthésie, ce qui pourrait entraîner une hypothermie. En outre, la manipulation de l'œil peut provoquer des douleurs, des cataractes et une baisse de l'acuité visuelle. Le traitement intrapéritonéal peut provoquer un stress aigu chez les animaux injectés. Enfin, les tests comportementaux visuels peuvent être stressants pour les animaux, même s'ils ont été habitués à ces tests. Afin de minimiser les effets négatifs des tests effectués, toutes les précautions possibles doivent être prises pour assurer le bien-être des animaux tout au long de l'expérience.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort et les yeux seront récupérés.

Remplacement

D'un point de vue méthodologique, nous nous sommes engagés à respecter les règles de remplacement, de réduction et de raffinement. Par conséquent, nous avons effectué une première caractérisation du système in vitro, où l'expression du récepteur CB1 dans les cellules d'intérêt : les cellules de Müller et les cellules ganglionnaires de la rétine a été testée. En outre, la littérature et l'expérience antérieure des deux groupes démontrent le rôle neuroprotecteur des cannabinoïdes dans un modèle de lésions. Cependant, le mécanisme détaillé par lequel les cannabinoïdes sauvent les cellules ganglionnaires de la rétine de la mort n'a jamais été étudié. Malheureusement, cette question ne peut être résolue qu'avec un modèle de dommage in vivo, car il n'est pas possible de reproduire in vitro la complexité des interactions rétiniennes d'une part et, d'autre part, l'ischémie oculaire due à l'augmentation de la pression intraoculaire.

Réduction

Afin de respecter le principe de réduction, nous nous engageons à utiliser le nombre minimum d'animaux strictement nécessaire pour tirer une conclusion statistiquement valable de cette population. Le laboratoire collabore avec des experts des pathologies oculaires et en particulier des maladies de la rétine, et possède donc une grande expérience dans leur étude et dans la création de modèles animaux de pathologies oculaires telles que l'ischémie. Lors d'une expérience pilote réalisée dans son laboratoire, le protocole d'ischémie oculaire a été affiné, ce qui permet de réduire le nombre d'animaux à utiliser. Les groupes expérimentaux ne doivent pas dépasser 12 animaux. Ce nombre de souris est le minimum requis pour obtenir une signification statistique et est cohérent avec les études précédentes utilisant des méthodologies similaires. Toutefois, si nos premières expériences démontrent qu'il est possible de réduire le nombre de souris, ce nombre sera réduit en conséquence. Ce nombre d'animaux/groupe a été fixé (i) par des calculs de puissance qui nous permettraient d'obtenir une différence significative pour les différentes variables d'intérêt à évaluer dans l'étude et de rejeter une hypothèse nulle, et (ii) en se référant à des publications dans le domaine (iii) en tenant compte de la variabilité que nous trouvons habituellement dans le comportement d'intérêt. En outre, nous essaierons de minimiser le nombre d'animaux en étudiant le comportement visuel avant et après le dommage et après le traitement. Le traitement statistique des données suit les conventions traditionnelles dans ce domaine. Les méthodes d'analyse statistique sont choisies de manière à minimiser le nombre d'animaux par groupe.

Raffinement

Les animaux de cette étude bénéficient d'une surveillance constante par un personnel qualifié et l'expérimentateur. Hébergées dans des cages collectives, elles ont accès à la nourriture et à l'eau, assurant leur bien-être physique. À leur arrivée à l'animalerie, elles ont une semaine pour s'acclimater au cycle jour/nuit.Tous les animaux seront opérés soit dans le groupe sham, soit dans le groupe ischémie oculaire. À cette fin, une anesthésie générale est appliquée. La température corporelle est surveillée, évitant l'hypothermie avec une couverture thermique. Avant l'opération, de l´analgésique est injectée aux animaux pour atténuer la douleur causée par l'opération. Pendant la chirurgie, l'œil opéré est maintenu humide avec du sérum physiologique. Après, une anesthésie locale est appliquée et elles sont logées dans des cages collectives enrichies. Une injection intrapéritonéale de médicament anti-inflammatoire est administrée pour prévenir la douleur et répétée pendant deux jours. Le suivi quotidien rigoureux par du personnel qualifié et l'expérimentateur permet de détecter toute douleur ou détresse. Le poids est enregistré à l'arrivée et une fois par semaine, avec des mesures quotidiennes les trois jours suivant l'opération. Une perte de poids excessive sur deux jours ou des signes graves déclenchent des mesures appropriées. Les animaux sont habitués aux procédures pour minimiser la souffrance. Des précautions sont prises pour assurer le respect maximal des procédures, garantissant le bien-être et la santé des animaux tout au long de l'expérimentation. Pour toutes les procédures, des seuils ont été fixés pour arrêter la procédure si le bien-être de l'animal ne peut être assuré.

Choix des espèces

La souris est le modèle animal privilégié en raison de ses nombreux avantages. Les circuits neuronaux de la rétine sont conservés entre les rongeurs et les humains, assurant la pertinence des résultats obtenus. De plus, le système visuel est bien caractérisé fonctionnellement et histologiquement, facilitant l'affinement des procédures et la comparaison des résultats avec la littérature existante. La disponibilité de souris transgéniques CB1 permettra d'explorer en détail le mécanisme d'action des cannabinoïdes dans la neuroprotection rétinienne, en identifiant les cellules cruciales pour cette protection. Enfin, les installations sont équipées pour l'étude systématique des souris, garantissant leur bien-être conforme aux normes requises. Les souris utilisées seront des souris adultes âgées de 7 à 16 semaines. Le modèle d'ischémie et son traitement seront réalisés sur des animaux adultes car l'organe visuel est entièrement développé pour l'étude.

615 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles sont infectées par différentes souches de trypanosomes puis suivies par des prises de sang quotidiennes, pour comparer le pouvoir pathogène du parasite responsable de la trypanosomose animale africaine. Le porteur indique que l'infection peut provoquer perte de poids, poil hirsute, prostration et parfois la mort de l'animal. Il affirme que la culture in vitro ne permet pas d'étudier le comportement du parasite dans le sang circulant et que le passage par la souris est donc "indispensable".

Objectifs

L’élimination de la trypanosomose animale africaine (TAA) reste encore aujourd’hui un challenge, et ce à plusieurs titres. Effectivement, ces maladies parasitaires représentent un véritable fléau en termes de santé pour le bétail et constituent une forte contrainte au développement de l’élevage et de l’agriculture en Afrique. Dans le but d’enrayer l’infection due aux trypanosomes, nos recherches visent à étudier le pouvoir pathogène du parasite en identifiant quels sont les gènes responsables de la mise en place et du développement de la maladie chez son hôte. Ces découvertes pourraient permettre d’améliorer le diagnostic, de développer de nouveaux traitements et d’envisager une stratégie vaccinale. L’objectif de ce projet est d’étudier la fonction des gènes identifiés en comparant le comportement de plusieurs souches de trypanosomes chez la souris.

Bénéfices attendus

Dans un contexte d’amélioration des outils de diagnostic actuels et l’identification de molécules à visée thérapeutique et vaccinale, une meilleure connaissance de la biologie du parasite est nécessaire et passe par l’étude de gènes impliqués dans le processus d’infection chez son hôte. L’étude de ces gènes nous renseigne sur leur rôle dans les mécanismes de l’infection ainsi que sur leur implication dans les phénomènes mis en place par le trypanosome pour échapper au système de défense de l’hôte. Le suivi des infections sur souris nous permettra d’étudier le rôle que peuvent avoir ces gènes cibles dans le pouvoir pathogène du parasite et orientera nos recherches vers l’étude de nouvelles cibles diagnostiques, thérapeutiques et vaccinales.

Procédures

Les animaux seront soumis à des injections de parasites une fois en début d’expérimentation (1 min/ injection). Chaque jour pendant la durée de l’essai, une prise de sang d’un volume de maximum de 5 µl sera réalisée (30 sec /prélèvement) pour déterminer la parasitémie. De la même façon, un volume de sang de 70 µL sera prélevé avant infection et deux fois au cours de l’expérimentation (3 min / prélèvement) pour mesurer l’hématocrite. Les animaux seront également pesés quotidiennement avant chaque prélèvement de sang (1 min / pesée). En fin d’expérimentation, les animaux seront anesthésiés pour pouvoir prélever un plus grand volume de sang (~ 1,5 mL) (7 min / prélevement).

Impact sur les animaux

Les infections par les trypanosomes animaux peuvent induire chez la souris des effets indésirables de part le développement des parasites dans le sang. Ces effets sont variables d’une souche de trypanosomes à l’autre. Cela peut être par exemple une perte de poids, un poil hirsute, une prostration ou une légère perte de mobilité. Ils ne sont pas systématiques mais peuvent parfois entrainer la mort de l’animal.

Devenir

Les animaux ne pouvant pas être réutilisés pour d’autres projets ou procédures, ils seront euthanasiés sous anesthésie gazeuse à la fin de chaque procédure.

Remplacement

Pour avoir une vue d’ensemble des mécanismes mis en place par le parasite lors d’une infection et afin de tester son pouvoir pathogène, le remplacement des animaux est impossible. Même si la culture in vitro de trypanosomes existe, elle ne nous permet pas d’étudier le comportement d’un tel parasite dans le sang circulant. Le passage sur la souris est donc indispensable pour réaliser ces études.

Réduction

Le modèle souris/trypanosomes est déjà utilisé dans de nombreuses études avec un niveau de reproductibilité suffisant pour réduire le nombre d’animaux tout en permettant l’exploitation statistique des données générées.

Raffinement

Les animaux feront l’objet d’une observation quotidienne afin d’évaluer un changement de comportement anormal. Ils seront maintenus en groupe d’au moins 2 individus et des mesures d’enrichissement du milieu telles que l’utilisation de tunnels et/ou carrés de cellulose destinées à améliorer les conditions de vie et à réduire le stress des souris seront mises en place. De plus, un tapis chauffant sera utilisé lors des anesthésies afin de compenser la chute de température interne des animaux

Choix des espèces

La souris est une espèce classiquement utilisée pour la multiplication des souches de trypanosomes. Elles développent une infection comprise entre 3 et 10 jours post-infection en moyenne en fonction de la souche parasitaire utilisée. Les souris en expérimentation sont des souris adultes âgées de 8 à 12 semaines pour permettre une récolte suffisante de parasites à partir de prélèvements sanguins.

13 530 animaux non-humains vont être utilisés, en très grande majorité tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré : 6 400 souris, 4 800 rats, 1 250 macaques à longue queue, 540 chiens et 540 cochons. Ils reçoivent des administrations répétées de candidats médicaments, des prélèvements de sang, de moelle osseuse ou de liquide cérébrospinal et, pour les non-rongeurs, la pose chirurgicale d'implants de télémétrie, dans des études de toxicité réglementaire. Le porteur indique qu'une analyse terminale des organes est le plus souvent nécessaire, seuls 10 à 15 % des non-rongeurs pouvant être réutilisés et certains proposés à l'adoption. Il justifie l'emploi de deux espèces, dont un non-rongeur, par les lignes directrices internationales et l'extrapolation à l'humain, aucune méthode ne remplaçant selon lui l'"organisme entier".

Objectifs

Un médicament n’est mis sur le marché pour les patients qu’après plusieurs années de Recherche et Développement. Les études précliniques, en amont des essais chez l’Homme, sont indispensables à l’évaluation de l’innocuité et de l’efficacité d’un candidat médicament. Celles visant à qualifier la sécurité du candidat médicament sont réalisées en accord avec la réglementation qui impose cette évaluation sur deux espèces mammifères, un rongeur (rats ou souris) et un non rongeur (chiens, mini-porcs ou primates non humains) (sauf cas particulier, par exemple pour les anticorps si une seule espèce est pertinente). L’objectif de ce projet est de réaliser des études de sécurité préclinique afin d’évaluer les potentiels effets indésirables des candidats médicaments. Pour cela, les procédures mises en œuvre concernent le suivi clinique et biologique des animaux suite à l’administration unique ou répétée du candidat testé, par des voies, la plupart du temps, identiques à celles prévues chez l’Homme, avec des prélèvements de fluides biologiques (par exemple : sang, urines) permettant de mieux caractériser les effets observés. Cela permettra d’avoir des informations essentielles (choix de dose et index thérapeutique) avant la première administration chez l’Homme ou bien de stopper le développement d’un candidat ayant un profil non satisfaisant en termes de sécurité. Ce projet fait partie des prérequis indispensables à la mise sur le marché de nouveaux médicaments et de nouvelles stratégies thérapeutiques pour l’Homme, efficaces, plus sûrs et mieux tolérés et participe aux progrès scientifiques et biomédicaux.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif d’apporter les éléments d’information nécessaires aux prérequis toxicologiques en évaluant la sécurité et les effets indésirables des candidats médicaments chez l’animal vivant. Les avantages attendus sont la protection de l’Homme, d’une part en stoppant le développement de composés pour lesquels la toxicité est rédhibitoire et/ou innocuité insuffisante et d’autre part en fournissant les informations essentielles avant les administrations en clinique (par exemple calcul des index thérapeutiques, caractérisations des effets secondaires attendus, biomarqueurs).

Procédures

Les animaux vigiles seront concernés par l’administration unique ou répétée (quotidienne ou hebdomadaire) du candidat médicament, possibles par différentes voies (le plus souvent intra-veineuse ou orale), au cours de l’étude sur une durée maximale de 2 mois. Des prélèvements de sang ou autres fluides biologiques, associés à une contrainte légère de quelques minutes, seront nécessaires pour évaluer différents paramètres (par exemple hématologie, biochimie, immunologie) ; leur fréquence et leur volume sont conformes aux recommandations éthiques en vigueur et sont réalisés sous anesthésie/analgésie (entre 15 et 30 minutes) quand ils sont invasifs (par exemple moëlle osseuse, liquide cérébrospinal). Des mesures comme par exemple, la température corporelle (avec puce électronique), le poids (2 fois par semaine) sont réalisées en fonction de l’objectif de l’étude. Plus rarement, une procédure chirurgicale pourra être pratiquée chez les non-rongeurs afin de mettre en place un implant vasculaire ou de télémétrie pour mesurer par exemple les ECG et la pression artérielle (durée d’intervention sous anesthésie générale-analgésie d’environ 2 heures).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables seront limités à une contrainte modérée. L’administration du composé lui-même peut provoquer une baisse d’activité, une perte de poids, des modifications de la température corporelle par exemple. Les nuisances liées à la procédure (contention, administration, prélèvements de fluides ou tissus biologiques, etc.) se traduisent par un stress, une douleur de courte durée. La mise en place d’implants vasculaires par chirurgie provoquera une contrainte de courte durée (douleur légère, baisse d’appétit par exemple).

Devenir

Ce type d’étude nécessite le plus souvent une analyse anatomo-pathologique terminale pour évaluer les atteintes sur les organes et tissus. C’est seulement lorsque les objectifs de l’étude ne nécessitent pas cette analyse que certains animaux non-rongeurs pourront être ré-utilisés après approbation du vétérinaire. L’estimation de ce nombre d’animaux est d’environ 10-15%. Certains de ces animaux pourront être proposés à l’adoption via des associations et des structures d’accueil spécifiques et en accord avec les autorités compétentes.

Remplacement

Le projet est réalisé sur animal vivant car il n’existe aujourd’hui aucun modèle in vitro mimant la complexité des interactions d’un organisme entier et les effets possibles d’un candidat médicament sur celui-ci. Il n’existe pas de méthode substitutive pour remplacer l’ensemble des études menées pour l’évaluation des risques en sécurité préclinique. Cependant, l’utilisation de méthodes in silico (modélisation informatique) et in vitro (par exemple organ-on-chip) mimant la structure et la fonction d’un organe (par exemple : foie, cœur, rein) permet un premier criblage des futurs candidats ou de mieux caractériser l’atteinte de telle ou telle fonction.

Réduction

Le nombre d'animaux par groupe et le nombre de groupes sont définis sur des bases scientifiques (données bibliographiques et historiques, lignes directrices internationales et internes), et/ou avec l’apport des biostatistiques afin d'avoir un effectif minimum mais statistiquement exploitable pour pouvoir interpréter les éventuels effets adverses. Les tests statistiques utilisables sont dépendants des paramètres étudiés, et peuvent être par exemple, une analyse de variance, un test de tendance. La mise en place d’études combinant l’acquisition et l’analyse de paramètres de sécurité, pharmacodynamie et pharmacocinétique permet de réduire le nombre d’animaux utilisés. De plus, l’utilisation d’animaux contrôles n’est pas systématique et est soumis à réflexion en fonction des objectifs de l’étude. Enfin, lorsque les objectifs d’étude le permettent et en accord avec le Vétérinaire clinicien, certains animaux peuvent être réutilisés, ce qui participe à diminuer le nombre total d’animaux utilisés.

Raffinement

Ce projet fait l’objet d’une démarche qualité rigoureuse avec la réalisation des études par du personnel formé et compétent, le respect des impératifs éthiques tels que les modalités d’administration et de prélèvements réalisés sous anesthésie-analgésie pour les plus invasifs, l’hébergement et l’enrichissement du milieu spécifique pour chaque espèce étudiée. Pour certains gestes techniques, une phase de désensibilisation/habituation est faite en amont de l’étude pour diminuer le stress de l’animal. L’administration est associée à une récompense physique (caresses, félicitations avec la voix) et/ou alimentaire. Les interventions chirurgicales sont réalisées en condition maximale d’asepsie et avec l’utilisation d’une analgésie multimodale. Le suivi clinique, au moins quotidien des animaux, permet la détection précoce de toute douleur, inconfort ou détresse et la mise en application de critères d’arrêt anticipés supervisée par le Directeur d’étude, le Vétérinaire clinicien et la Structure en charge du Bien-Etre Animal, afin que les animaux ne subissent pas plus qu’une contrainte modérée.

Choix des espèces

Le choix de l’espèce est défini par : -les lignes directrices internationales (ICH) définissant que les études de Toxicologie Générale doivent être conduites à la fois chez le rongeur (rat, souris, génétiquement modifiés ou non) et chez le non rongeur (chien, mini-porc ou primate non humain) -les données scientifiques telles que la cible thérapeutique visée, le véhicule envisagé et les données disponibles (pharmacocinétique, métabolisme et de toxicologie). L’espèce utilisée doit être pertinente et est essentiellement fonction de la similitude du profil métabolique et des effets biologiques attendus chez l’Homme, afin de permettre l’extrapolation des données acquises à l’espèce humaine. Le choix de l’espèce non rongeur peut dépendre également de la modalité thérapeutique (par exemple, les primates non humains pour les biologiques). Les animaux utilisés sont des animaux sevrés, juvéniles ou adultes, pour répondre aux exigences de la réglementation internationale et aux spécificités découlant des différents programmes de recherche.

108 souris génétiquement modifiées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles portent une mutation qui reproduit le syndrome de Stormorken et subissent des sections répétées du bout de la queue pour mesurer le temps de saignement, ainsi que des prélèvements sanguins à la veine cave, pour comprendre le phénotype hémorragique de la maladie. Le porteur précise que la lignée développe un déficit musculaire et hématologique mortel vers 32 semaines, mais fixe les procédures avant 20 semaines. Il qualifie le modèle murin d'"irremplaçable" au motif que l'hémostase ne serait pas modélisable in vitro.

Objectifs

Les plaquettes sont des acteurs essentiels du maintien de l’intégrité vasculaire. Elles sont les premiers éléments cellulaires à intervenir dans l’arrêt du saignement lors d’une blessure vasculaire en participant à la formation d’un thrombus, ceci constituant l’hémostase physiologique dite primaire. Des problèmes de saignements plus ou moins graves peuvent être dus à des défauts de production et de fonctions plaquettaire. La mutation gain de fonction de la protéine STIM1 R304W/+est associée à une anomalie de l'homeostasie calcique intra-cellulaire dont les conséquences sont une modification de la production et de la fonctionalité des plaquettes. Notre étude vise à décrypter les mécanismes moléculaires et cellulaires permettant de comprendre le phénotype hémorragique dû à cette mutation de STIM1.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d'un point de vue fondamental de caractériser les mécanismes moléculaires et cellulaires du role de STIM1 dans la production et la fonction plaquettaire. D'un point de vue clinique, ce projet permettra de comprendre l'évolution de la maladie hémorragique chez l'homme.

Procédures

Une coupure (de 3 secondes) de 3 mm du bout de la queue de la souris anesthésiée par injection IP (intra-péritonéale) est réalisée. Le temps d'arrêt de saignement (évalué à 50μl maximum de sang avant l’arrêt du saignement) sera évalué jusqu’à 20 minutes maximum. 10 jours après, un prélèvement sanguin est réalisé au niveau de la veine cave inférieure après anesthésie par injection IP . La prise de sang dure 1-2 minutes et un volume de sang de 800 à 1000 μl est prélevé. La souris est anesthésiée par anesthésie gazeuse et injectée en IP avec un anti-douleur pour un prélèvement sanguin à la queue (environ 30μl, durée de 1 minute) suite à une coupure de 1 mm (de 3 secondes). Nous réalisons ensuite une injection IP du composé d’intérêt inoffensif et non irritant. Six prélèvements sanguins à la queue (environ 30μl, durée de 1 minute), suite à une coupure de 1 mm (durée de 3 secondes) est réalisé après anesthésie gazeuse et injection d’un anti-douleur sur une durée de 280h. 10 jours après, un prélèvement sanguin est réalisé comme décrit plus haut. Une injection d’un composé inoffensif et non-irritant est réalisée en intra-veineux pendant 10 secondes sur souris anesthésiée par anesthésie gazeuse. 1 heure après l’injection, puis toutes les 24 heures pendant 4 jours, un prélèvement sanguin à la queue (environ 30μl, durée de 1 minute) par coupure de 1 mm (durée de 3 secondes), est réalisé sur l’animal sous anesthésie gazeuse et injecté en intra-péritonéal avec un anti-douleur. 10 jours après, un prélèvement sanguin est réalisé comme décrit plus haut.

Impact sur les animaux

Le modèle murin génétiquement modifié STIM1 R304W/+ qui mime la pathologie humaine présente un déficit musculaire et hématologique qui entraine la mort à partir de 32 semaines de vie. Cependant toutes les procédures expérimentales seront réalisées avant 20 semaines. Pour les procédures expérimentales sur animaux vivants, les composés injectés ne sont pas irritables ou/et délétères (anesthésiques, anti-douleurs et anticorps). Les produits injectés ont déjà été utilisés par différents laboratoires, dont le nôtre, et n'ont montré aucun effet indésirable. Ces injections n'induisent qu'une légère douleur au moment de la piqûre et un stress qui ne durent que 5 à 10 secondes.

Devenir

A la fin de chaque procédure, les animaux sont mis à mort car toutes les procédures nécessitent des prélèvements de sang et/ou d'organes.

Remplacement

Le recours au modèle murin est irremplaçable pour le déroulement de ce projet pour deux raisons majeures : (i) la complexicité des mécanismes mis en jeu dans un contexte physiopathologique intégré d’hémostase et thrombose non modélisable par des approches in vitro et (ii) l'utilisation de modèles murins génétiquement modifiés.

Réduction

Le nombre d’animaux sera réduit au maximum : en suivant des protocoles expérimentaux déjà établis dans le laboratoire, en tenant compte d’expériences déjà réalisées dans l’équipe qui nous ont montré que nous pouvons obtenir des résultats statistiquement corrects en faisant des groupes de 12 souris pour chaque procédure réalisée. Nous nous limiterons aux seules expériences considérées comme absolument indispensables en évitant la répétition d’études antérieures déjà réalisées et/ou publiées et en fonction des résultats obtenus au cours des différentes procédures expérimentales. Nous obtiendrons dans un premier temps des résultats préliminaires sur 1 lot de 4 animaux nous permettant de définir s'il peut exister des différences statistiquement quantifiables entre les différents groupes, qui si elles existent, seront statistiquement affinées avec des groupes de 12 souris par procédure. L'approche statistique permettra d'analyser les différences obtenues entre groupes.

Raffinement

Les souris ont un accès illimité à la nourriture et boisson avec du papier sopalin, du carton et/ou des cubes de bois dans la cage. Une observation quotidienne des souris est réalisée par les zootechniciens ou les responsables du projet en terme de comportement général (prostration, activité anormale, isolement) et d'apparence (poils hérissés, plaies/blessures, amaigrissement anormal). Toutes les personnes impliquées dans ce projet (zootechniciens et les responsables de projet) sont formées et qualifiées au respect des conditions du bien-etre animal et diplômées en expérimentation animale. Toutes les procédures expérimentales se font sur souris anesthésiées et analgésiées sauf pour les injections intrapéritonéales qui sont des gestes rapides de moins de 10 secondes sur animaux vigiles. Un contrôle permanent de l'état d'anesthésie des souris sera réalisé par les expérimentateurs tout au long de la procédure. Tout au long des procédures, les animaux seront surveillés par les zootechniciens et les expérimentateurs. En cas de blessure, l'animal sera isolé et la blessure sera nettoyée 2 fois par jour pour favoriser une cicatrisation propre. Une mise à mort rapide de la naissance à la mort ou lors d'une procédure expérimentale sera effectuée conformément à une grille de score définie.

Choix des espèces

Nous utilisons des souris car les mécanismes d’hémostase et thrombose sont transposables à l'homme mais aussi car nous disposons de modèles murins génétiquement modifiés invalidés pour nos protéines d'intérêt car il n'existe pas à ce jour d'inhibiteurs pharmacologiques. Stade adulte de 8 à 20 semaines car de part et d'autre de cette fourchette d'âge les réponses fonctionelles en hémostase et thrombose peuvent être modifiées.

270 souris, 270 rats et 270 cochons d'Inde vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Cette société de prestations teste pour ses clients des molécules dont elle indique ignorer la nature et les effets, administrées par des voies multiples, avec des prélèvements sanguins par ponction rétro-orbitale, sublinguale ou intracardiaque et des séjours de 24 heures en cage à métabolisme qui isolent chaque animal. Le porteur reconnaît qu'il lui est difficile d'anticiper les nuisances puisqu'il ne connaît pas les composés testés. Il conclut que l'absence de modèle in vitro rend le recours à l'animal "incontournable" et fixe six animaux par groupe d'après quinze ans d'expérience, sans test statistique.

Objectifs

Ce projet approuvé par la direction de la société permettra d’évaluer l’absorption, la distribution et le métabolisme de candidats médicaments dans l’organisme après administration afin d’obtenir des données de pharmacocinétiques et pharmacodynamie. Etant une société de prestations de service, nous testons les molécules de nos clients dont nous n’avons aucune connaissance sur le type/famille de molécule. Cependant, ces molécules seront testées dans le cadre de la recherche de pathologies rénales, urologiques, oncologiques, gastro-entérologiques…nos principales thématiques de recherche.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de récolter du matériel biologique (sang, organes, urines, fecès, salive….) afin d’avoir des données pharmacocinétiques et pharmacodynamiques de candidats médicaments. Ces différentes données, obtenues au tout début des études pré-cliniques, permettront par la suite d’adapter les doses et la fréquence d’administration des composés dans des études plus complexes (pouvant mimer une pathologie).

Procédures

Les animaux seront traités par des molécules par différentes voies possible (per os, intrapéritonéale, intra-veineuse, sous-cutanée, intradermique, intra-vésicale…). Ces gestes sont en général rapides et durent moins d’une minute/animal. Les animaux pourront être anesthésiés pour certains gestes ou prélèvements (gazeuse : isoflurane ou fixe : xylazine/kétamine). Ces anesthésies devraient être rapides et ne pas durer plus de 1 heure (pour les administrations intra-vésicales). Des prélèvements sanguins sur animal vigil ou anesthésié au niveau des veines caudales, saphènes, de la veine abdominale, en sublinguale, submandibulaire, rétro-orbital ou intracardiaque pourront être réalisés. Ces gestes sont rapides et durent moins de 5 min. Les animaux pourront être mis dans les cages à métabolisme et seront donc isolés de leurs congénères quelque temps (24H maximum).

Impact sur les animaux

Nous testons des molécules clients dont nous ne connaissons ni la nature ni les effets secondaires possibles, il nous est, pour cette raison, difficile d’anticiper les nuisances pour les animaux. Cependant, les animaux vont être manipulés et vont recevoir des administrations de produits, pouvant engendrer un stress et une légère douleur. Les animaux pourront être mis dans des cages à métabolisme, et donc être isolés temporairement de leurs congénères (24 heures maximum), avoir des prélèvements sanguins, être anesthésiés…tout cela peut provoquer une nuisance.

Devenir

A l’issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés car des prélèvements de sang et d’organes seront réalisés.

Remplacement

Actuellement, aucun modèle in silico, in vitro ou ex vivo ne peuvent fournir du matériel biologique afin de réaliser différents tests de pharmacocinétique ou pharmacodynamie. Ces limitations rendent incontournables le recours à l’expérimentation animale pour tester l’efficacité de nouveaux candidats médicaments.

Réduction

Nous avons établi une stratégie d’expérimentation nous permettant dans la mesure du possible, de mesurer la valeur basale de chaque animal (l’animal est son propre contrôle). Cette stratégie permet donc de réduire sensiblement le nombre d’animaux par groupe. En général, ces études préliminaires de pharmacocinétique et pharmacodynamie ne sont pas réalisées sur un grand nombre d’animaux car ce sont des études préliminaires aux tests pré-cliniques. Aucun test statistique n’est utilisé pour déterminer le nombre d’animaux par groupe. Cependant, de par notre expérience de plus de 15 ans, nous savons qu’un nombre de 6 animaux par groupe est suffisant pour avoir des données fiables et statistiquement significatives. Dans une même étude, il sera rare que différentes espèces soient utilisées. Nous prévoyons de réaliser 3 études par an par espèce avec 18 animaux par étude.

Raffinement

Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et auront une phase d’acclimatation de 3-4 jours minimum avant d’être manipulés. Différents types d’enrichissement seront ajoutés aux animaux (coton, aspen brick (bout de bois), igloo en polycarbonate, tunnel, carré de coton…). Les procédures nécessitant une anesthésie seront réalisées avec des plaques chauffantes thermorégulées afin d'éviter une hypothermie à l'animal. Les méthodes utilisées pour récolter tout ce matériel biologique (par exemple les cages métaboliques avec une phase d’acclimatation pour réduire le stress) sont peu invasives et ne devraient pas provoquer chez l’animal un grand stress, ni de souffrance particulière et ne nécessitent donc pas l’utilisation d’antalgique. Tous les gestes techniques seront réalisés par du personnel compétent et qualifié diminuant ainsi les temps de contention et la souffrance ou le stress possible. Le personnel, sensibilisé au raffinement et à l’éthique animal, pourra modifier quelques protocoles, enrichissement des cages…. en fonction des nouvelles techniques mises au point et nouvelles obligations dans le but d’améliorer les conditions des animaux de laboratoire. L’état des animaux sera suivi quotidiennement par du personnel compétent afin de s’assurer de leur bien-être et de l’absence de point limite à savoir prostration, perte de poids supérieure à 20%, difficulté à se mouvoir, s’alimenter, boire, piloérection, présence de blessure, … . Si un animal présentait un signe de douleur, de mal-être, il serait isolé dans un premier temps, hydraté et mis en présence de nourriture dans la litière si besoin. Si son état ne s’améliorait pas dans les 72h, les expérimentateurs compétents excluraient l’animal de l’étude et l’euthanasieraient.

Choix des espèces

Dans notre laboratoire, nous utilisons ces 3 espèces (rat, souris et cobaye) selon les modèles et aires thérapeutiques employés. Ces trois espèces seront donc utilisées pour réaliser des études de pharmacocinétique et pharmacodynamie. Les animaux utilisés seront très dépendants des demandes de nos clients et de la thématique étudiée. Nous essayerons le plus possible d’utiliser des animaux âgés de 7 à 8 semaines afin d’avoir des animaux sexuellement matures permettant de mimer au mieux les conditions cliniques humaines. Cependant, l’utilisation d’animaux plus jeunes ou plus âgés sera possible.

1 320 souris génétiquement modifiées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections d'adjuvant dans les coussinets plantaires, à la base de la queue et dans les flancs, injection qui peut provoquer une douleur modérée à la marche, ainsi que des injections de toxine pertussis, des gavages et des injections intrapéritonéales, pour tester la stimulation de lymphocytes T régulateurs contre les myosites auto-immunes. Le porteur euthanasie les souris pour prélever muscles et rate. Le projet, entièrement financé par une entreprise pharmaceutique, renvoie ses retombées pour les patients au conditionnel et au futur, et le porteur affirme qu'il faut recourir à la souris parce que seule l'expérimentation animale permettrait une approche intégrée.

Objectifs

Les myosites auto-immunes sont responsables d’inflammations musculaires chroniques conduisant à une altération dégénérative des muscles. Ces maladies fortement invalidantes se caractérisent par une faiblesse musculaire symétrique, des douleurs occasionnelles pouvant entrainer de la fibrose et une atrophie des muscles des membres. Leur diagnostic repose sur la clinique et des examens complémentaires. Les traitements actuels visent à induire une rémission de la maladie en utilisant de fortes doses de corticoïdes puis à maintenir cette rémission par de faibles doses de corticoïdes en combinaison avec des immunosuppresseurs. Le but étant de restaurer une masse musculaire et des fonctions motrices normales. Malheureusement ces traitements sont souvent peu efficaces et exposent les patients à des effets indésirables fréquents et parfois graves. Il est donc nécessaire de trouver de nouveaux traitements. La stimulation d’une population cellulaire du système immunitaire, appelée lymphocytes T régulateurs représente une approche thérapeutique intéressante que nous allons tester dans ce projet. Les lymphocytes T régulateurs ont un rôle bénéfique dans les myosites en inhibant les réponses immunes et inflammatoires. L'objectif de ce projet est de proposer une nouvelle approche thérapeutique dans ces maladies consistant à stimuler spécifiquement ces cellules. Nous utiliserons des souris génétiquement modifiées pour tester l’efficacité de ce traitement. L’objectif de ce projet est donc de pouvoir proposer une nouvelle approche thérapeutique des myosites réfractaires aux traitements classiques. Du fait de la complexité des mécanismes physiopathologiques impliqués dans les myosites auto-immunes, nous devons avoir recours à l'animal pour tester de nouvelles approches thérapeutiques. Il est important de rappeler ici que la plupart des avancées récentes en immunothérapie proviennent directement de données obtenues d'abord chez la souris. On voit donc l'intérêt de pouvoir tester ces approches chez la souris avant de pouvoir les appliquer à l'homme.

Bénéfices attendus

Grâce à ce travail, nous espérons avoir une meilleure connaissance du rôle des lymphocytes T régulateurs dans le contrôle des myosites auto-immunes et nous allons tester un nouveau traitement de ces maladies en stimulant ces cellules. Ce projet, entièrement financé par une entreprise pharmaceutique, pourrait se traduire par de nouvelles approches thérapeutiques chez l’homme dans le futur.

Procédures

On effectuera des immunisations des souris par voie sous-cutanée qui dureront moins de 30 secondes et des injections par voie intraveineuse de toxine pertussis qui dureront moins de 60 secondes. Dans les 2 cas, les animaux seront anesthésiés. On fera également des gavages et des injections par voie intrapéritonéale qui dureront moins de 30 secondes chacun par souris dont on fera une contention par le cou. On effectuera un suivi au moins 4 fois par semaine des souris pour mesurer le bienêtre animal et le poids des animaux. Le tout prendra moins de 30 secondes par souris. Enfin, ces souris, seront euthanasiés quand 3 à 4 semaines après le début de la procédure (compter 5 à 10 secondes par souris).

Impact sur les animaux

Aucun phénotype dommageable n'a été rapporté ou observé au laboratoire chez les souris génétiquement modifiées qui seront utilisées dans ce projet. Les différents traitements réalisés dans ce projet n’entraineront pas d’effet indésirable en soi. Il pourrait y avoir un stress bref lors de la contention des souris par la peau du cou et lors du gavage. Pour les injections par voie intraveineuse, les animaux seront anesthésiés. Les effets indésirables attendus dérivent surtout de l’injection par voie sous-cutanée d’un adjuvant dans les coussinets plantaires, à la base de la queue et dans les flancs. L’injection de cet adjuvant peut entrainer une gêne qui sera plus ou moins forte en fonction du lieu d’injection. A la base de la queue et dans les flancs, son injection génère une induration localisée pouvant entrainer une gêne pendant quelques jours sans provoquer de douleur. Injecté dans les coussinets plantaires, l’adjuvant peut entrainer une gêne à la marche et une douleur modérée au moment où la souris pose le pied au sol. Pour limiter ce problème, l’injection ne sera effectuée que dans un seul membre postérieur. La myosite ne devrait pas entrainer d’effet indésirable notable. En effet, dans ce modèle il est décrit que les muscles ne sont que faiblement enflammés, n’entrainant pas de paralysie ou de faiblesses musculaires majeurs. Les symptômes cliniques sont absents ou très difficiles à détecter.

Devenir

Les souris seront euthanasiées pour pouvoir prélevez de nombreux tissus biologiques (muscle, rate) sur lesquels on effectuera des analyses cellulaires et immunologiques multiples.

Remplacement

Etant donnée la complexité du développement des myosites auto-immunes, seule l'expérimentation animale permettra une approche intégrée de la compréhension des mécanismes impliqués. Nous utiliserons la souris dans la mesure où c’est un modèle de référence d’étude des myosites auto-immunes et que nous avons développé au laboratoire des modèles de souris génétiquement modifiées uniques qui permettent de répondre aux questions soulevées par ce projet. Dès que possible, on effectuera un remplacement partiel de la souris par des expériences de culture cellulaire et par des analyses bio-informatiques.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés dans le projet est réduit à son minimum sans compromettre les objectifs du projet. Du fait de la variabilité de maladie interindividuelle entre souris, nous utiliserons des lots de 15 souris par groupe. Les expériences seront répétées 2 à 3 fois en fonction du type de question. Le nombre de souris par expérience et le nombre d’expériences ont été établis en tenant compte de l’expertise que nous avons développée depuis plus de 20 ans. Nous procéderons à des tests statistiques pour une interprétation fiable des résultats. Pour objectiver au maximum l’interprétation des résultats, les expériences seront faites en aveugle, c’est-à-dire que la personne qui induira la maladie ne sera pas la même que celle qui fera l’évaluation des scores de la maladie. Ainsi, les scores seront évalués à l’aveugle, sans savoir à quel groupe la souris analysée appartient. Pour réduire le nombre d’animaux utilisés, nous prélèverons les différents muscles enflammés et la rate de chaque animal afin de collecter le plus de données possibles.

Raffinement

Les conditions d’élevage, d’hébergement et de soins sont optimisées pour réduire douleur, souffrance ou stress. Les souris seront hébergées selon les conditions de la règlementation européenne avec accès ad libitum à la nourriture et à la boisson. Le change de la litière sera réalisé 1 fois toutes les 2 semaines et les biberons chaque semaine. Les souris resteront toujours en groupes sociaux (de 2 à 5 souris) en milieu enrichi. Les animaux sont vérifiés tous les jours par le personnel du service de zootechnie. L’état général des animaux (apparence physique, changement de comportement) sera suivi quotidiennement par le personnel qualifié de l'animalerie. Tout état anormal sera communiqué au responsable de projet et les mesures pour remédier à la souffrance seront mis en œuvre (euthanasie ou arrêt du protocole). Toute observation de souffrance animale (blessure, prostration, poil hérissé, modification majeure du comportement, expression faciale particulière indiquant des signes de souffrance) fera l’objet d’un avis au responsable de l'animalerie et sera suivi de l’application de ses conseils en tant qu’expert. En pratique si on trouvait un animal qui présente des signes de souffrance, nous l’euthanasierons. La dentition de chaque souris sera vérifiée régulièrement.

Choix des espèces

La souris (Mus musculus) a été choisie car c’est un excellent modèle pour étudier les maladies inflammatoires chroniques de l’Homme et les lymphocytes T régulateurs en particulier. De nombreuses voies de régulation sont conservées entre souris et Homme, permettant une extrapolation des résultats obtenus. L’utilisation de souris génétiquement modifiées nous permet de répondre aux questions posées dans ce projet. Ces modèles expérimentaux sont également des outils précieux pour étudier les mécanismes d'action d'agents pharmacologiques in vivo et pour envisager leur validation dans des études précliniques chez l'Homme. Enfin, la disponibilité de données bibliographiques importantes sur la physiopathologie de la souris est un atout important dans l'analyse et l'interprétation de nos travaux de recherche. Pour l’ensemble des expériences, celles-ci seront initiées chez des jeunes adultes de 8 à 10 semaines d’âge, à un moment où le système immunitaire est mature.

410 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour mettre au point un modèle de lésion rénale aiguë. Chaque animal subit une microchirurgie d'environ quarante-cinq minutes avec ablation d'un rein et interruption de la circulation de l'autre pendant trente minutes, suivie de prélèvements sanguins quotidiens et de traitements pendant sept jours. Le porteur liste parmi les effets attendus des lésions rénales, des douleurs et une anesthésie profonde pouvant entraîner la mort des animaux âgés. Il justifie ce modèle par le taux d'échec des essais cliniques, qu'il attribue à une "faible pertinence" des modèles existants, et affirme que les modèles in vitro ne peuvent "substituer" les tests sur animaux.

Objectifs

10% de la population mondiale est atteinte de maladie rénale chronique (CKD). Cette condition pathologique caractérisée par de nombreuses atteintes tissulaires au niveau rénale conduisent à la perte de fonction de l’organe et des décès prématurés due à des problèmes cardiovasculaires. Cependant, les mécanismes et facteurs impliqués dans l’accélération de la maladie sont encore mal identifiés. A ce jour, il n’existe encore aucune thérapie permettant de soigner ou de limiter l’avancement des maladies rénales chroniques. Malgré une intensification des efforts de recherche dans le développement de nouveaux médicaments, les industriels pharmaceutiques font face à un taux très important d’échec dans les phases de tests cliniques sur l’Homme. Une raison avancée à ces taux d’échec clinique élevés est une faible pertinence des modèles expérimentaux utilisés lors des phases précliniques. En effet, les modèles utilisés couramment ne permettent pas de reproduire les conditions observées chez l’Homme et manque de pertinence physiologique. L'objectif de ce projet est de mettre en place un nouveau modèle expérimental de souris afin d'évaluer l'efficacité de médicaments ciblant les lésions rénales aïgues. Le modèle de souris développé dans ce projet permettra d'améliorer la prédiction d'efficacité de nouveaux candidats médicaments afin de limiter la progression des maladies rénales chez l'Homme.

Bénéfices attendus

La mise en place et le succès de ce projet permettra de proposer un nouveau modèle expérimental in vivo qui exprime une série de désordres physiologiques retrouvés chez l’Homme. Ainsi les tests précliniques d’efficacité de nouveaux candidats médicaments pour le traitement des maladies rénales, pourront être réalisés sur un modèle pertinent d’un point de vue physio-pathologique avec le but de réduire le taux d’échec d’efficacité des candidats médicaments pendant les phases cliniques.

Procédures

Chaque animal subira : - 1 seule procédure de microchirurgie d'une durée totale d'environ 45 min: Laparotomie, ablation du rein droit, puis clampage de l'artère et de la veine rénale du rein gauche pendant 30 minutes (ischémie). Déclampage puis suture de l'abdomen (muscle et peau). - prélèvements sanguin quotidien (sur 7 jours) de 20 à 100 ul de sang par légère incision au niveau de la queue ou via une ponction de la veine faciale (durèe environ 1 min par animal). - traitements quotidien par les candidats médicaments pendant 7 jours consécutifs (durèe inférieure à 1 min par animal).

Impact sur les animaux

Les animaux qui interviendront dans ce projet subiront des effets indésirables liés à la procédure de microchirurgie. Ces effets indésirables ont été classés par ordre décroissant de gravité et de probabilité : - Lésions du rein ayant subit la procédure d’ischémie reperfusion. La conséquence est une réduction significative de la fonction de ce rein après quelques semaines. - Douleurs liées à la microchirurgie, notamment à l’incision cutanée et musculaire pour l’accès au rein à clamper - Anesthésie profonde pouvant entraîner la mort chez les animaux âgés - Perte de poids après chirurgie - Lésions vasculaires au niveau du clamp pouvant entraîner une mauvaise reperfusion de l’organe

Devenir

Tous les animaux inclus dans ce projet seront mis à mort et disséqués afin de collecter le rein pour des analyses histologiques.

Remplacement

En parallèle des modèles expérimentaux basés sur l'utilisation d'animaux (rongeurs), nous travaillons au développement de modèles in vitro basés sur la culture de cellules rénales humaines. Cependant, ces modèles in vitro ne peuvent pas substituer l'importance des observations réalisées par les tests sur animaux. En effet, la complexité physiologique et les réponses systémiques aux candidats médicaments ne peuvent pas être reproduites in vitro.

Réduction

Les procédures chirurgicales et expérimentales seront basées sur les protocoles détaillés dans la littérature. Sur la deuxième phase de test de produits pharmaceutiques, un nombre de 13 souris par groupe de composé testé sera utilisé. Ce nombre a été déterminé en fonction du risque de perte lors de la procédure chirurgicale, et de l'efficacité hétérogène des interventions chirurgicale. Celui-ci est estimé à 30% de perte ou absence de réponse. De ce fait, avec 13 souris par groupe au départ, nous pourrions envisager un nombre de 9 souris par groupe en fin de procédure de traitement. Ce nombre sera suffisant pour effectuer des observations scientifiquement et statistiquement pertinentes. Les effets des candidats médicaments seront évalués par comparaison avec les groupes traités par le solvant seul. Les données enregistrées seront analysées par des tests statistiques appropriés.

Raffinement

Afin de réduire au maximum les douleurs et l'inconfort aux animaux, un manipulateur expérimenté en microchirurgie sur rongeurs sera responsable de la procédure chirurgicale. De plus, les procédures de microchirurgies seront réalisées sous anesthésie générale. L’animal recevra aussi une injection sous-cutanée d’analgésique pour réduire les douleurs au réveil. Un control quotidien avant, pendant et jusqu'au terme de l'experimentation sera effectué par les expérimentateurs afin de garantir la propreté des cages, des quantités suffisantes d'eau et de nourriture ainsi qu'un enrichissement adéquat dans les cages d'hébergement (igloo polycarbonates autoclavables et réutilisables + carton) . Pendant les périodes de traitement par les candidats médicaments, les expérimentateurs conduiront un suivi quotidien du poids corporel, de la comsommation d'eau et de nourriture ainsi que de l'état général des animaux. Ces observations seront enregistrées et analysées. Les animaux qui auront perdu plus de 20% de leur poids initial ou dont l'état général est dégradé (isolement, baisse d'activité, entretien de la fourrure, perte de poils, respiration anormale) sur 2 jours consécutifs seront retirés de l'expérimentation et mis à mort. A noter que les candidats médicaments qui seront testés pour leur efficacité auront déjà été évalués pour leur toxicité au préalable (études in vivo de Tox. et PK/PD faites par les concépteurs des molécules), et que le risque d'effets secondaires liés au traitement est minime. De plus, l'étude sera conduite par des personnels qualifiés et formés au respect des conditions du bien-être des animaux.

Choix des espèces

La souris est largement utilisée par la communauté scientifique dans le cadre de l’étude de la fonction rénale après une ischémie-reperfusion. L’avantage de ce type d’animal est qu’il répond très bien à la procédure d’uninephrectomie + ischémie-reperfusion et constitue un excellent mime pathophysiologique des conditions retrouvées chez l’Homme. De plus, grâce à leur système immunitaire spécifique, les souris ne présentent pas de risque d’infection postopératoire. La procédure sera réalisée sur des animaux disponibles auprès d’élevages agrées (Charles River ou Janvier laboratory). Les animaux utilisés auront atteint l'age adulte, c'est à dire plus de 8 semaines. Le choix de cet âge est basé par la procédure décrite par des études scientifiques précedentes, qui ont identifié que 8 semaines représente l'âge optimal pour la réussite de cette procédure de microchirurgie.