Enseignement supérieur et formation professionnelle
Entrainement et mise au point de procédures expérimentales d’échographie (EU2/2)
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système cardiaque
Rats : 220
812 rongeurs, 592 souris et 220 rats, vont être utilisés dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance léger, les adultes tués à la fin de chaque mise au point et 212 animaux réutilisés. Des femelles gestantes subissent jusqu'à dix anesthésies gazeuses quotidiennes de trente minutes sur les vingt et un jours de gestation, et leurs nouveau-nés sont séparés d'elles jusqu'à quinze minutes pour être échographiés, au risque d'un rejet ou d'une agression au retour dans la cage. Le porteur présente l'échographie comme un raffinement qui remplacerait des dissections chez d'autres équipes, tout en visant un "catalogue de prestations techniques" et la formation d'utilisateurs. L'effectif, lui, n'est adossé à aucun calcul de puissance et correspond au "nombre moyen nécessaire et suffisant" pour évaluer la reproductibilité des mesures.
Objectifs
L’objectif de notre projet vise à prendre en charge la mise au point expérimentale de l’exploration de différents organes et phénomènes biologiques, physiologiques ou pathologiques, par échographie sur le rongeur. Une large partie de cette mise au point sera consacrée à l’exploration cardiaque où la reproductibilité des mesures est primordiale pour étudier les dysfonctions ou le vieillissement cardiaque. L’échographie sera également mise en œuvre pour la détection et le suivi du cancer (foie, pancréas, colon, sein, etc..), l’exploration du muscle (orientation, longueur de fibres, volume), l’étude de la perfusion cérébrale ou encore suivi du développement embryonnaire et du nouveau-né. Nous souhaitons également mettre au point des interventions guidées par échographie (administration et/ou prélèvement de substances dans des organes profonds) susceptibles de remplacer certaines interventions chirurgicales. La mise au point pourra aussi porter sur l’utilisation d’agents de contraste pour l’échographie (microbulles) pour mieux visualiser certaines structures ou étudier la perfusion sanguine dans de nombreuses situations. L’un des systèmes dont nous disposons permet de mesurer des différences de dureté tissulaire à l’intérieur d’un même organe et ainsi mettre en évidence de façon ultra précoce l’apparition de certaines lésions. Si cette application a été bien prise en main par les spécialistes du cancer du pancréas utilisant quotidiennement l’échographie dans le cadre de leurs recherches, nous devons la déployer sur d’autres thématiques pour la rendre accessible à des équipes non spécialistes en échographie. Notre ambition est de mettre en place un catalogue de prestations techniques aussi complet que possible et évolutif pour, in fine, pouvoir former les utilisateurs ou prendre en charge leur projet en tant qu’experts. Nous nous attacherons également à diffuser les méthodologies validées pour en faire un référentiel pour la recherche préclinique. Le projet sera mené sur deux établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Cette mise au point de procédures expérimentales robustes et reproductibles d’imagerie non invasive par échographie ou échocardiographie à destination de la communauté scientifique vise à faciliter l’accès au plus grand nombre à une modalité d’imagerie non invasive, peu stressante, ne nécessitant pas d’intervention lourde sur l’animal et permettant leur suivi longitudinal. Nous espérons que cette expertise apportée aux chercheurs permettra d’augmenter le recours à l’échographie en remplacement de méthodes invasives ou terminales (dissections). Ceci aura donc un impact positif sur deux critères de la règle de 3R : 1. Réduction : Suivi d’une même cohorte au cours du temps, détection plus précise (chaque animal étant son propre contrôle) afin de réduire la taille des lots d’animaux 2. Raffinement : Modalité atraumatique, générant un stress limité puisque l’animal est sous anesthésie, détection plus précoce des pathologies pour réduire la dégradation du bien être dans le cadre de modèle chronique. Raffinement de certaines procédures précédemment réalisées par chirurgie (injection de cellules tumorales dans des organes profonds comme le pancréas).
Procédures
Pour la mise au point d’exploration échographie non invasive, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse de 20 minutes maximum et cette anesthésie pourra être répétée 3 fois à 24h d’intervalle minimum. Pour la mise au point de procédures d’échographie avec injection d’agents de contraste, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum avec pose de cathéter veineux (5 minutes) avant début des acquisitions échographiques. Pour la mise au point d’interventions sous contrôle échographique, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum et, durant cette anesthésie, des injections ou des prélèvements seront réalisés (30 minutes). Pour l’optimisation du suivi du développement embryonnaire par échographie, les souris femelles non anesthésiées subiront deux injections d'hormones. Après fécondation, elles subiront une anesthésie générale gazeuse quotidienne de 30 minutes maximum, soit 10 anesthésies maximum sur les 21 jours de gestation. Toutes ces interventions pourront être réalisées alternativement ou successivement (à minimum 24h d'intervalle) dans les établissements utilisateurs (EU) 1 et 2. Les femelles gestantes pourront être transférées d'une EU à l'autre, par voie routière, sauf durant le dernier tiers de la gestation (à partir de 14 jours). Une échographie pourra être réalisée sans anesthésie sur les nouveaux nés (souris et rats) durant leurs premières heures de vie (moins de 48h) mais les nouveaux nés ne seront pas séparés de leur mère plus de 15 minutes. Le suivi pourra se poursuivre jusqu’au sevrage à raison d’une échographie par semaine maximum (soit 2 à 3 échographies par animal de 48 h à 21 jours de vie). Les explorations pourront se faire dans l'EU1 ou l'EU 2 mais aucun transfert ne sera autorisé avant sevrage.
Impact sur les animaux
L’exploration échographique du rongeur dans le cadre de mises au point techniques nécessite une anesthésie générale d’une durée relativement longue (20 minutes à 1h selon la procédure). La phase d’induction s’accompagne d’une phase d’excitation qui est un stress de faible niveau. La phase de réveil est également un moment critique. Selon la durée de l’anesthésie, l’animal peut voir sa température corporelle chuter. Il peut se déshydrater et perdre un peu de poids. Selon les modèles qui seront mis en œuvre, nous serons amenés à travailler sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) susceptibles d’entrainer stress, gêne respiratoire, difficulté de locomotion et / ou douleur. Les injections intraveineuses d’agents de contraste échographique (microbulles) pourront induire douleur locale et inflammation au niveau du site d’injection. Dans le cadre de suivis gestationnels, l’administration d’hormones (synchronisation de l’œstrus, facilitation de la mise bas) pourra se faire sur animal non anesthésié, sous contention, susceptible d’induire un stress. L’échographie néonatale, impose de séparer le nouveau-né de sa mère et du reste de la portée pour la durée de l’exploration échographique ce qui peut induire des comportements de rejet et / ou d’agressivité de la part de la mère à la réintroduction du nouveau-né dans la cage. L’anesthésie néonatale peut entrainer une dégradation des fonctions respiratoires et cardiaques, de l'hypothermie et une hypoglycémie.
Devenir
Tous les animaux adultes impliqués dans ce projet seront mis à mort à la fin de chaque projet de mise au point expérimentale échographique. Les animaux nés au cours des projets de suivi du développement embryonnaire et/ou mise au point d'injections et/ou prélèvements sous controle échographique et dont l'état général (santé et bien-être) le permettra seront proposés pour réutilisation aux chercheurs propriétaires des lignées en question et titulaires d'une autorisation de projet en cours de validité.
Remplacement
Pour certaines applications, mesure de dureté des tissus en particulier, nous pourrions avoir recours, pour les mises au point très préliminaires, à des objets mimant les tissus vivants (fantômes d’agarose) mais l’échographie est une modalité d’imagerie clinique et préclinique reposant sur les différences d’échogénicités entre les différents organes, fluides et tissus, in vivo, le recours aux animaux reste indispensable y compris dans notre démarche de mise au point expérimentale.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre moyen nécessaire et suffisant pour être en mesure d’évaluer la reproductibilité de nos mesures. Ce nombre sera ré-évalué pour chaque nouvelle fonction étudiée, en fonction des spécificités de chaque projet et sur la base de recherches bibliographiques. Afin de réduire le nombre global d’animaux mis en œuvre, les animaux dont l’état de santé et de bien-être général le permet seront, autant que possible, réutilisés lorsque la procédure pratiquée ne remet pas en cause le bien-être et / ou la survie des animaux. Ce sont par ailleurs les mêmes animaux qui seront suivis au cours du temps pour mise au point d’un protocole expérimental donné. Tous les résultats obtenus seront mis à disposition des équipes de recherche pour servir d’études pilotes aux projets de recherches qui s’appuiront sur ces nouvelles méthodes. Ils leur permettront de déterminer la taille de leurs lots d’essais par une approche statistique.
Raffinement
L'imagerie échographique permet d’explorer et mesurer les organes, la circulation et la perfusion sanguine sans douleur avec un stress minimal lié à l’induction de l’anesthésie (isolement et perte de connaissance). Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux (à l'aide de grilles d’évaluation et de points limites adaptés à chaque modèle) sera strictement respecté et effectué quotidiennement en concertation avec les équipes de zootechnie. Pour ceux qui devront être transférés d’un établissement utilisateur à un autre, le transfert se fera par voie routière (15 à 30 minutes) dans le respect de la charte de transport établie par notre structure. Pour limiter le stress dû au transport les animaux seront transportés dans leur cage d’origine afin qu’ils conservent leurs repères olfactifs. Lors des explorations échographiques, les animaux seront maintenus sur un support d’imagerie chauffant pendant toute la durée de l’anesthésie générale. Dans le cas des nouveaux-nés, une attention particulière sera portée au maintien de l’environnement olfactif : 1/ pendant la procédure pour réduire le stress du nouveau-né et 2/ pendant la phase de réveil pour qu’il ne soit pas rejeté par sa mère après réintroduction dans la cage. Nous travaillerons sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) mais dans le cadre de ce projet la phase la plus critique des mises au point expérimentales se situera dans les phases les plus précoces et ne devrait donc pas induire de nuisance particulière pour les animaux autres que celles en lien direct avec la méthode expérimentale. Si malgré tout nous devions voir apparaitre des signes de souffrances non soulagés par des traitements vétérinaires classiques (réhydratation parentérale, administration d’antidouleur de type morphiniques ou anti-inflammatoires non stéroïdiens), les animaux seraient mis à mort rapidement. Nous veillerons à limiter autant que possible le stress subi par les animaux en employant des méthodes de manipulation les plus adaptées (préhension sans contention, maintien de l'environnement olfactif pour les nouveaux nés). Tout stress causé aux animaux serait par ailleurs rédhibitoire pour prétendre mesurer des paramètres physiologiques tels que ceux caractérisant la fonction cardiaque. Certaines injections pourront se faire sur animal non anesthésié (injection d'hormones) mais la plupart seront faites sous anesthésie générale, durant la procédure d'échographie.
Choix des espèces
L'objectif de ce projet est de mettre au point et standardiser différentes procédures expérimentales d’échographie, d’échocardiographie et d’écho-élastographie ce qui ne peut se faire que chez l’animal vivant en l’absence de modèles in vitro appropriés. L'utilisation de rongeurs tels que la souris et le rat permet de reproduire les pathologies humaines telles que les maladies cardiovasculaires, les cancers ou les maladies métaboliques ou encore le suivi du vieillissement. Le rat est plus particulièrement utilisé dans des applications de neurobiologie ou l’étude de la nécrose osseuse induite lors de radiothérapie du cerveau en particulier. Les rongeurs (souris et rats), grâce à leur courte durée de gestation (21 jours) sont également des modèles particulièrement adaptés pour mener des études de suivi de développement embryonnaire. L’échographie permet de détecter l’apparition de malformations éventuellement associées à certains génotypes et/ou observer le phénomène de résorption embryonnaire pouvant expliquer l’absence de certains génotypes à la mise bas (mortalité embryonnaire). Les animaux adultes seront âgés de 7 semaines minimum à réception dans nos zootechnies. Ils ne seront utilisés qu’après 5 à 7 jours de quarantaine. Les expériences seront majoritairement conduites chez de jeunes adultes de 8 à 12 semaines mais cet âge pourra varier en fonction de l’objet de l’étude (a minima après sevrage et jusqu’à 1 an). Une des procédures, qui nécessite la mise en œuvre de femelles gestantes. Ces femelles (souris et rates) seront mises en accouplement à partir de l’âge de 8 semaines. Les embryons pourront être objets de prélèvements et / ou injections guidées par échographie à tous les stades de développement donc y compris durant le dernier tiers de gestation. Les souriceaux et ratons issus de ces gestations pourront être imagés par échographie avant sevrage (de 1 à 21 jours).
Formation des vétérinaires à la chirurgie
- Formation professionnelle
400 cochons juvéniles de 20 à 50 kilos vont être opérés sous anesthésie générale et tués avant tout réveil, sans qu'aucune connaissance en sorte. Chaque animal supporte jusqu'à huit heures d'intervention sous les mains de deux à trois chirurgiens successifs, sur des gestes d'ovario-hystérectomie, d'anastomose intestinale ou de cœlioscopie, après seize heures de jeûne la veille. Les risques décrits vont de l'hyperthermie maligne liée aux anesthésiques à l'hémorragie sévère non traitable et à la défaillance cardiorespiratoire. Ces formations sont vendues à des vétérinaires en exercice par un "leader mondial des technologies, solutions et matériels médicaux", et le porteur affirme qu'après plusieurs interventions les animaux ne peuvent pas être gardés en vie "de manière éthique".
Objectifs
Ce projet vise à former les vétérinaires aux techniques chirurgicales avancées en mettant l’accent sur la chirurgie mini-invasive, digestive, urologique et thoracique. Les formations encadrées par des experts, permettent aux praticiens d’acquérir et de maîtriser des gestes opératoires essentiels, afin qu’ils puissent les reproduire en toute sécurité dans leur pratique quotidienne. Ces formations sont proposées par un leader mondial des technologies, solutions et matériels médicaux, qui accompagne les professionnels de la santé en proposant des formations adaptées à leurs besoins spécifiques qui intègrent une variété d'apprentissages, dont certains destinés aux vétérinaires. Les vétérinaires intéressés sont majoritairement ceux exerçant sur les carnivores domestiques et en médecine équine. L’approche pédagogique repose sur une progression graduelle, avec 60% du temps consacré à des modèles alternatifs (simulateurs, tissus non vivants) avant d’appliquer les techniques sur des modèles in vivo lorsque cela est nécessaire. Chaque formation est conçue pour optimiser l’apprentissage des vétérinaires tout en garantissant le respect des principes éthiques et scientifiques en expérimentation animale. Pour opérer les animaux, les vétérinaires utilisent les mêmes instruments que ceux utilisés en chirurgie humaine, et qui sont donc proposés pendant le cours.
Bénéfices attendus
Ce projet de formation vétérinaire apporte des bénéfices significatifs à court et à long terme, tant pour les vétérinaires que pour les animaux opérés en pratique vétérinaire libérale. Pendant la durée du projet, il permet une amélioration immédiate des compétences chirurgicales des praticiens grâce à une approche pédagogique combinant théorie, entraînement sur modèles alternatifs et interventions sur modèles vivants sous anesthésie. De plus la formation permet une meilleure gestion des complications peropératoires et améliore la qualité de soins vétérinaires, réduisant ainsi les risques de complications et de mortalité post-opératoire. A long terme, l’impact sera durable puisque les vétérinaires formés appliqueront ces techniques dans leur pratique quotidienne, diffusant ces nouvelles compétences auprès de leurs confrères et contribuant à une standardisation des pratiques chirurgicales. Ce projet favorise également l’innovation scientifique en permettant l’optimisation et l’adoption de techniques chirurgicales avancées adaptées à la médecine vétérinaire. Enfin, en promouvant une approche plus éthique de la formation et en intégrant largement l’usage de modèles alternatifs, il participe activement à la réduction de l’utilisation des animaux dans les apprentissages tout en garantissant un haut niveau d’expertise pour les vétérinaires.
Procédures
La plupart des actes se dérouleront sous anesthésie générale. Ainsi, les cochons vont recevoir un sédatif (durée dinjectin d'une minute environ). Ensuite, pour l’intervention sous anesthésie générale, sous sédation, un cathéter sera posé, l’animal étant profondément sédaté, il n’y a que peu de réaction à cet acte qui dure environ une minute. La suite de l’intervention se déroule sous anesthésie générale maintenue par un respirateur permettant de nous assurer de l’absence de toute réaction ou souffrance pendant la durée de l'intervention pouvant aller jusqu'à 8h maximum. Ponctuellement, des prélèvements de sang à but éducatif ou de recherche pourront être réalisés sous anesthésie générale dans la limite des valeurs physiologiques recommandées.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pour les animaux sont liés aux actes suivants : - Anesthésie : injection d'un sédatif (douleur transitoire au site d'injection), pose de cathéter (douleur locale au site d'insertion du cathéter, risque d'hématome), risque d’hyperthermie maligne liée aux anesthésiques, risque de défaillance cardiorespiratoire - Chirurgie : inflammation au site chirurgical, risque d’hémorragie sévère non traitable chirurgicalement. - mise à jeun la veille de l'anesthésie de 16h pourvant entrainer des sensations de faim.
Devenir
L’ensemble des animaux sera mis à mort en fin de formation car les chirurgiens auront été formés à plusieurs interventions chirurgicales ne permettant pas de garder en vie des animaux de manière éthique
Remplacement
L'utilisation d'animaux est indispensable car l'utilisation de pièces anatomiques d'origine animale ou de vidéos ne permettent pas d’offrir un degré de formation suffisamment poussé : la plupart des vétérinaires effectuant les cours de bases vont dès leur sortie de formation reproduire ces enseignements seuls dans leur clinique : ils ont donc besoin de pouvoir pratiquer une chirurgie en condition réelle. Cependant, d'autres modèles sont tout de même intégrés dans ces formations. En effet, 60% du temps est consacré à l’utilisation de modèles alternatifs, intégrant le remplacement par des tissus non vivants tels que des mannequins, des simulateurs et des prélèvements d’abattoir. Cette approche vise à réduire autant que possible le recours aux animaux vivants. Cependant, certaines parties pratiques ne disposent pas encore de méthodes de substitution capables de reproduire avec précision les réactions physiologiques des animaux opérés (respiration, paramètres cardio-vasculaires, réanimation, etc.) ou la manipulation des tissus vivants (perfusion, ischémie, hémorragie…).
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ces formations a été réduit à son minimum sans compromettre les objectifs de formation. Un même animal est utilisé pour réaliser plusieurs procédures et former plusieurs vétérinaires (2 à 3 chirurgiens par animal selon les formations). Cela permet à chacun de pouvoir s’exercer à l’ensemble des techniques chirurgicales enseignées, tout en utilisant le moins d’animaux possible.
Raffinement
Avant l’expérimentation, les porcs sont maintenus en groupe social pendant une période d’acclimatation d’environ une semaine en environnement contrôlé. L’enrichissement apporté pour favoriser leurs comportements naturels comprend une stabulation en groupe social, la mise à disposition de jouets à mâchouiller, à manipuler (balles, jouets, chainettes...), l’accès à des zones de repos distinctes des zones de défécation. L’environnement sonore en animalerie est aussi apaisé par la diffusion de musique. Pendant la période d'acclimatation, les porcs font également l'objet d'une habituation au contact humain au travers des interactions avec les zootechniciens au quotidien. Toute altération de leur état général sera reportée au vétérinaire qui mettra en œuvre des traitements adaptés. Pour la procédure chirurgicale, ils sont prémédiqués à l’aide de sédatifs avant d’être transférés au bloc opératoire. Un cathéter est posé pour l’induction de l’anesthésie générale. Ils sont intubés et placés sous anesthésie gazeuse avec assistance respiratoire. Une analgésie adaptée est également mise en place. Des points limites éthiques sont prévus, les animaux seront mis à mort en cas de perte sanguine importante faisant suite à une hémorragie sévère non traitable chirurgicalement ou en cas de défaillance cardio-respiratoire majeure. La Structure de bien-être animal et le vétérinaire désigné accompagnent le responsable de la mise en œuvre du projet et proposeront la mise en place de mesures correctives en cas d’atteinte au bien-être animal. A l’issue de la chirurgie, les animaux sont mis à mort sous anesthésie générale profonde.
Choix des espèces
L’anatomie du modèle porcin convient parfaitement aux formations chirurgicales pour les petits animaux, car il s’agit essentiellement de travailler les procédures d’ovario-hystérectomies, les procédures digestives (anastomoses intestinales, gastropexies etc..). Pour ce qui est de la chirurgie équine, nous nous limitons aux bases de la chirurgie coelioscopique (insertion des trocarts, utilisation et maniement des instruments, procédures de base telles que l’ovario-hystérectomie, et par conséquent, selon l’avis des spécialistes du domaine, le modèle porcin convient très bien également. Enfin, la taille du cochon est adaptée aux instruments de chirurgie conçus pour l’homme et également utilisés par les vétérinaires. En effet, les instruments (dont matériel pédiatrique) utilisés par les vétérinaires sont les même que ceux utilisées en santé humaine. Seront utilisés des porcs charcutiers, juvéniles entre 20 et 50 Kg (2-4 mois). La taille des organes des porcs à ce stade de croissance permet de simuler certaines chirurgies sur auxquelles les vétérinaires sont confrontés dans leur pratique courante, ce modèle offre les repères anatomiques recherchés par le praticien et permet d’utiliser les équipements et matériels chirurgicaux disponibles sur le marché. Il s’agit surtout d’acquérir des techniques chirurgicales pouvant être ensuite adaptées à un modèle plus petit (chien ou petit chat) ou plus grand (chevaux). Pour des raisons pédagogiques et logistiques et de bien-être animal, il n’y a pas lieu d’utiliser des porcs plus âgés qui peuvent peser jusqu’à 120kg.
Formation aux gestes techniques spécifiques
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Aucune connaissance ne sort de ce projet : 600 souris sont utilisées pour entraîner du personnel aux gestes d'injection, de prélèvement sanguin et d'administration par voie orale, nasale ou trachéale. 450 d'entre elles subissent des procédures d'un niveau de souffrance léger et 150 un niveau modéré, chacune tuée dès le geste appris. Les prélèvements peuvent provoquer des hématomes, les injections une douleur locale que l'animal signale en se léchant ou en se mordant, et le porteur précise que les actes se font sous anesthésie générale sans analgésie prévue. Il affirme que les rongeurs en plastique existants ne suffisent pas, puisqu'il faut un animal vivant pour un prélèvement rétro-orbital et une souris qui respire pour qu'une instillation intra-nasale soit efficace.
Objectifs
L’objectif du projet est de former les personnes aux gestes techniques des différents types d’injections, de prélèvements et d’administration de substances par différentes voies afin d’assurer le bon déroulement des protocoles expérimentaux en termes scientifique et de bien-être animal. Il s’agit d’un renouvellement de projet. La formation sera dispensée par des personnels 'tuteurs' de l’unité bien formés à ces gestes et sensibilisés au bien-être animal.
Bénéfices attendus
La maîtrise des gestes est un prérequis pour le succès des futures procédures d’expérimentation animale du laboratoire, destinées à faire progresser les connaissances pour identifier des pistes thérapeutiques en santé humaine à moyen terme. La formation permettra aussi de faire en sorte que la manipulation des animaux soit effectuée selon les bonnes pratiques en termes de bien-être animal. Il s’agit du renouvellement d’un projet. Les bénéfices obtenus du précédent projet comprennent la formation de 3 nouveaux personnels sur contrat, 1 doctorant et de 2 personnels permanents.
Procédures
Il est prévu un prélèvement de sang (maximum 5 minutes/souris) ou une administration (maximum 5 minutes/souris) sur animaux anesthésiés ou vigiles selon le cas et les bonnes pratiques vétérinaires.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus concernent principalement les prélèvements sanguins pouvant générer des hématomes. Les injections peuvent occasionner une douleur localisée au point d’injection qui pourra être détectée si l'animal a tendance à se lécher ou se mordre au niveau de la zone douloureuse. Les administrations, intra-nasale ou intratrachéales, réalisées sous anesthésie, et le gavage ne devraient causer qu’une gêne passagère. Si l’animal est en souffrance au cours de la procédure, il sera mis à mort. Il s’agit d’un projet renouvelé, sans nuisances relevées lors du précédent projet, la majorité des actes étant réalisés sous anesthésie et de gravité légère.
Devenir
Dans cette DAP ‘Formation aux gestes techniques spécifiques’ nous limitons le nombre de geste par animal, l’animal est donc mis à mort une fois la formation au geste réalisée.
Remplacement
Ce projet est à visée de formation du personnel aux bons gestes techniques expérimentaux sur la souris afin de réaliser les protocoles de recherche avec compétence. Même si des rongeurs en plastique ont été développés pour permettre certains aspects de la formation à l’expérimentation animale, leur utilisation est limitée pour apprendre la maîtrise des gestes techniques de prélèvements sanguins, d’injections ou d’administration par voie orale, intra-nasale ou intra-trachéale. En effet, l’utilisation de rongeurs en plastique n’est pas possible puisqu’il est nécessaire d’avoir un animal vivant pour réaliser un prélèvement sanguin rétro-orbital ou sub-mandibulaire, il faut que la souris respire pour que l’instillation intra-nasale soit efficace, et il faut ouvrir la bouche de la souris pour effectuer l’administration par gavage ou intra-trachéale. De plus il n’est pas possible de vérifier que le volume injecté est allé directement dans les poumons par coloration avec le bleu Evans sur un rongeur en plastique.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au minimum nécessaire pour acquérir la maîtrise du geste. Ainsi il est estimé qu’une répétition, soit 2 fois 5 animaux par groupe, sera nécessaire. Les animaux utilisés seront issus de l’élevage ne pouvant pas être utilisés pour les projets de recherche.
Raffinement
Les animaux sont observés quotidiennement afin de respecter leur bien-être et suivis avant et pendant l’expérimentation afin d’éviter au maximum la douleur et le stress au moment de l’expérimentation. Les dommages attendus pour l’animal sont limités, les gestes se faisant sous anesthésie générale, sans analgésie prévue, et les animaux étant mis à mort juste après le geste technique ou dès l’atteinte des points limites stricts et spécifiques du projet.
Choix des espèces
La souris permettra l’apprentissage des gestes techniques - Les souris (consanguines ou génétiquement modifiées) âgées de 2 à 10 mois seront utilisées dans ces études. - L’établissement utilisateur où se situe notre laboratoire, utilise principalement des souris, ce qui nous donne de nombreux avantages en termes d’élevage, d’animaleries, d’expertise en techniques d’expérimentation animale ainsi que le suivi microbiologique et vétérinaire des animaux. - La souris est l’animal de laboratoire le plus couramment utilisé par la communauté scientifique internationale et pour les études précliniques, selon les références bibliographiques. La méthodologie envisagée est d’une mise en place relativement aisée sur ce type d’animal et nous avons acquis une pratique expérimentale sur cette espèce. Les animaux sont utilisés à l’âge adulte (entre 2 mois et 10 mois) qui correspond à l’âge des animaux étudiés dans les protocoles de recherche.
Travaux Pratiques de physiologie sur le contrôle du métabolisme par les glandes surrénales chez le rat.
- Enseignement supérieur
Gavés trois jours de suite, mis à jeun vingt-quatre heures pour certains, 140 rats ont ensuite la paroi abdominale ouverte sous anesthésie pour un prélèvement de sang artériel terminal, puis un prélèvement de foie. Les procédures impliquent un niveau de souffrance modéré et tous les rats sont tués, pour des dosages sanguins et des analyses de tissus. Elles servent des travaux pratiques où des étudiants vérifient si leurs résultats concordent avec ce qu'ils ont appris du métabolisme du glucose. Le porteur écrit mettre la glande surrénale "au repos par voie chimique", sans nommer la substance administrée ni sa dose.
Objectifs
Ce projet à vocation pédagogique s'inscrit dans le cadre de travaux pratiques. Il s'agit de mettre en évidence le rôle joué par les glandes surrénales (qui sécrètent notamment plusieurs hormones nécessaires au bon fonctionnement de l'organisme) dansl’équilibre hydrominéral, c'est-à-dire l’état d’hydratation de l’organisme et la teneur en sels minéraux (sodium et potassium), et également dans le contrôle du métabolisme du glucose à l’état nourri et à l’état à jeun. En effet le jeûne est un stress métabolique qui entraîne une adaptation de plusieurs organes afin de converger vers le maintien du taux de glucose sanguin, le glucose étant crucial pour le fonctionnement des neurones, et toute baisse de la glycémie au délà de la moitié de la valeur normale pouvant conduire à la perte de conscience, au coma puis à la mort.
Bénéfices attendus
Les étudiants pourront donc apprécier l’effet métabolique du jeûne, de la mise au repos de la glande surrénale par voie chimique, et de l’association de ces deux paramètres, et analyser si leurs résultats sont cohérents avec leurs connaissances sur le métabolisme glucidique et les hormones sécrétées par les glandes surrénales (aldostérone, corticostérone, catécholamines…).
Procédures
Les animaux seront soumis à 3 gavages (1 par jour) pour une durée d'environ 1 minute. Certains seront mis à jeun pendant 24h. Le jour du TP, sous anesthésie gazeuse et analgésie, ils subiront un prélèvement d'une goutte de sang à la queue ( 5 secondes) puis ils auront leur paroi abdominale ouverte de façon à permettre un prélèvement de sang artériel (procédure terminale) qui dure environ 1 à 2 minutes, puis un prélèvement de foie en peri-mortem (20 secondes).
Impact sur les animaux
Les gavages répétés pendant trois jours (un gavage par jour) pourraient occasionner un stress et une irritatation de l'oesophage. La mise à jeûn pour une durée de 24h occasionnera un stress métabolique léger et une sensation de faim. La mise au repos de la glande surrénale pourrait dans certains cas provoquer un risque de déshydration, par précaution les animaux auront une supplémentation en NaCl dans leur eau de boisson (0.9%).
Devenir
les animaux seront mis à mort pour dosages sanguins et analyses de tissus.
Remplacement
l’objectif du TP est d'étudier une grande fonction physiologique de l'organisme : l'adaptation à un jeûne de 24H, et de confronter les étudiants à la manipulation d’animal vigile, puis anesthésié. On ne peut par conséquent pas le remplacer par des méthodes alternatives.
Réduction
Pour chaque binôme il y aura 1 rat expérimental + 1 rat temoin partagé pour deux binômes, afin de réduire le nombre d'animaux (étant donné que l'on ne s'attend pas à avoir une grande variabilité chez les contrôles). Les résultats obtenus dans les 2 salles seront mis en commun pour permettre de faire l'analyse sur un "n" plus grand.
Raffinement
Peu de manipulation seront réalisées sur les animaux. Seuls les gavages peuvent induire du stress lors de la contention. Il est donc nécessaire que ce geste soit réalisé par un manipulateur expérimenté. Le jour du TP, les animaux seront anesthésies par voie gazeuse et recevront une analgésie, ce qui permettra aux étudiants de réaliser les gestes techniques sans risque de reveil ou de mouvements des animaux. Des points limites adaptés sont mis en place dès le début de la procédure et poursuivis le jour du TP.
Choix des espèces
Le rat a été choisi car il est un bon modèle de la représentation de la physiologie en ce qui concerne le métabolisme glucidique dont les résultats obtenus sont très proche de l'homme. Nous utilisons des rats wistar de 200g adulte de 6-8 semaines. Les animaux au stade "jeune adulte" sont plus facile à manipuler que des anaimux plus jeunes donc plus petits, et inversement des animaux plus âgés présenteraient des variations trop importantes de leur équilibre glycémique.
Entrainement et mise au point de procédures expérimentales d’échographie (EU1/2)
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système cardiaque
Rats : 220
592 souris et 220 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, 212 d'entre eux réutilisés ensuite, les autres tués. Les anesthésies gazeuses se répètent jusqu'à trois fois à un jour d'intervalle, durent jusqu'à une heure quand un cathéter veineux est posé, et atteignent dix séances quotidiennes de trente minutes chez les femelles gestantes suivies pendant les vingt et un jours de gestation. Les nouveau-nés sont séparés de leur mère jusqu'à quinze minutes, ce qui peut provoquer son rejet ou son agressivité à la réintroduction dans la cage. Le porteur annonce un "catalogue de prestations techniques" destiné à former d'autres équipes, et conclut que malgré des fantômes d'agarose utilisables pour les mises au point préliminaires, le recours aux animaux reste "indispensable".
Objectifs
L’objectif de notre projet vise à prendre en charge la mise au point expérimentale de l’exploration de différents organes et phénomènes biologiques, physiologiques ou pathologiques, par échographie sur le rongeur. Une large partie de cette mise au point sera consacrée à l’exploration cardiaque où la reproductibilité des mesures est primordiale pour étudier les dysfonctions ou le vieillissement cardiaque. L’échographie sera également mise en œuvre pour la détection et le suivi du cancer (foie, pancréas, colon, sein, etc..), l’exploration du muscle (orientation, longueur de fibres, volume), l’étude de la perfusion cérébrale ou encore suivi du développement embryonnaire et du nouveau-né. Nous souhaitons également mettre au point des interventions guidées par échographie (administration et/ou prélèvement de substances dans des organes profonds) susceptibles de remplacer certaines interventions chirurgicales. La mise au point pourra aussi porter sur l’utilisation d’agents de contraste pour l’échographie (microbulles) pour mieux visualiser certaines structures ou étudier la perfusion sanguine dans de nombreuses situations. L’un des systèmes dont nous disposons permet de mesurer des différences de dureté tissulaire à l’intérieur d’un même organe et ainsi mettre en évidence de façon ultra précoce l’apparition de certaines lésions. Si cette application a été bien prise en main par les spécialistes du cancer du pancréas utilisant quotidiennement l’échographie dans le cadre de leurs recherches, nous devons la déployer sur d’autres thématiques pour la rendre accessible à des équipes non spécialistes en échographie. Notre ambition est de mettre en place un catalogue de prestations techniques aussi complet que possible et évolutif pour, in fine, pouvoir former les utilisateurs ou prendre en charge leur projet en tant qu’experts. Nous nous attacherons également à diffuser les méthodologies validées pour en faire un référentiel pour la recherche préclinique. Le projet sera mené sur deux établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Cette mise au point de procédures expérimentales robustes et reproductibles d’imagerie non invasive par échographie ou échocardiographie à destination de la communauté scientifique vise à faciliter l’accès au plus grand nombre à une modalité d’imagerie non invasive, peu stressante, ne nécessitant pas d’intervention lourde sur l’animal et permettant leur suivi longitudinal. Nous espérons que cette expertise apportée aux chercheurs permettra d’augmenter le recours à l’échographie en remplacement de méthodes invasives ou terminales (dissections). Ceci aura donc un impact positif sur deux critères de la règle de 3R : 1. Réduction : Suivi d’une même cohorte au cours du temps, détection plus précise (chaque animal étant son propre contrôle) afin de réduire la taille des lots d’animaux 2. Raffinement : Modalité atraumatique, générant un stress limité puisque l’animal est sous anesthésie, détection plus précoce des pathologies pour réduire la dégradation du bien être dans le cadre de modèle chronique. Raffinement de certaines procédures précédemment réalisées par chirurgie (injection de cellules tumorales dans des organes profonds comme le pancréas).
Procédures
Pour la mise au point d’exploration échographie non invasive, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse de 20 minutes maximum et cette anesthésie pourra être répétée 3 fois à 24h d’intervalle minimum. Pour la mise au point de procédures d’échographie avec injection d’agents de contraste, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum avec pose de cathéter veineux (5 minutes) avant début des acquisitions échographiques. Pour la mise au point d’interventions sous contrôle échographique, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum et, durant cette anesthésie, des injections ou des prélèvements seront réalisés (30 minutes). Pour l’optimisation du suivi du développement embryonnaire par échographie, les souris femelles non anesthésiées subiront deux injections d'hormones. Après fécondation, elles subiront une anesthésie générale gazeuse quotidienne de 30 minutes maximum, soit 10 anesthésies maximum sur les 21 jours de gestation. Toutes ces interventions pourront être réalisées alternativement ou successivement (à minimum 24h d'intervalle) dans les établissements utilisateurs (EU) 1 et 2. Les femelles gestantes pourront être transférées d'une EU à l'autre, par voie routière, sauf durant le dernier tiers de la gestation (à partir de 14 jours). Une échographie pourra être réalisée sans anesthésie sur les nouveaux nés (souris et rats) durant leurs premières heures de vie (moins de 48h) mais les nouveaux nés ne seront pas séparés de leur mère plus de 15 minutes. Le suivi pourra se poursuivre jusqu’au sevrage à raison d’une échographie par semaine maximum (soit 2 à 3 échographies par animal de 48 h à 21 jours de vie). Les explorations pourront se faire dans l'EU1 ou l'EU 2 mais aucun transfert ne sera autorisé avant sevrage.
Impact sur les animaux
L’exploration échographique du rongeur dans le cadre de mises au point techniques nécessite une anesthésie générale d’une durée relativement longue (20 minutes à 1h selon la procédure). La phase d’induction s’accompagne d’une phase d’excitation qui est un stress de faible niveau. La phase de réveil est également un moment critique. Selon la durée de l’anesthésie, l’animal peut voir sa température corporelle chuter. Il peut se déshydrater et perdre un peu de poids. Selon les modèles qui seront mis en œuvre, nous serons amenés à travailler sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) susceptibles d’entrainer stress, gêne respiratoire, difficulté de locomotion et / ou douleur. Les injections intraveineuses d’agents de contraste échographique (microbulles) pourront induire douleur locale et inflammation au niveau du site d’injection. Dans le cadre de suivis gestationnels, l’administration d’hormones (synchronisation de l’œstrus, facilitation de la mise bas) pourra se faire sur animal non anesthésié, sous contention, susceptible d’induire un stress. L’échographie néonatale, impose de séparer le nouveau-né de sa mère et du reste de la portée pour la durée de l’exploration échographique ce qui peut induire des comportements de rejet et / ou d’agressivité de la part de la mère à la réintroduction du nouveau-né dans la cage. L’anesthésie néonatale peut entrainer une dégradation des fonctions respiratoires et cardiaques, de l'hypothermie et une hypoglycémie.
Devenir
Tous les animaux adultes impliqués dans ce projet seront mis à mort à la fin de chaque projet de mise au point expérimentale échographique. Les animaux nés au cours des projets de suivi du développement embryonnaire et/ou mise au point d'injections et/ou prélèvements sous controle échographique et dont l'état général (santé et bien-être) le permettra seront proposés pour réutilisation aux chercheurs propriétaires des lignées en question et titulaires d'une autorisation de projet en cours de validité.
Remplacement
Pour certaines applications, mesure de dureté des tissus en particulier, nous pourrions avoir recours, pour les mises au point très préliminaires, à des objets mimant les tissus vivants (fantômes d’agarose) mais l’échographie est une modalité d’imagerie clinique et préclinique reposant sur les différences d’échogénicités entre les différents organes, fluides et tissus, in vivo, le recours aux animaux reste indispensable y compris dans notre démarche de mise au point expérimentale.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre moyen nécessaire et suffisant pour être en mesure d’évaluer la reproductibilité de nos mesures. Ce nombre sera ré-évalué pour chaque nouvelle fonction étudiée, en fonction des spécificités de chaque projet et sur la base de recherches bibliographiques. Afin de réduire le nombre global d’animaux mis en œuvre, les animaux dont l’état de santé et de bien-être général le permet seront, autant que possible, réutilisés lorsque la procédure pratiquée ne remet pas en cause le bien-être et / ou la survie des animaux. Ce sont par ailleurs les mêmes animaux qui seront suivis au cours du temps pour mise au point d’un protocole expérimental donné. Tous les résultats obtenus seront mis à disposition des équipes de recherche pour servir d’études pilotes aux projets de recherches qui s’appuiront sur ces nouvelles méthodes. Ils leur permettront de déterminer la taille de leurs lots d’essais par une approche statistique.
Raffinement
L'imagerie échographique permet d’explorer et mesurer les organes, la circulation et la perfusion sanguine sans douleur avec un stress minimal lié à l’induction de l’anesthésie (isolement et perte de connaissance). Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux (à l'aide de grilles d’évaluation et de points limites adaptés à chaque modèle) sera strictement respecté et effectué quotidiennement en concertation avec les équipes de zootechnie. Pour ceux qui devront être transférés d’un établissement utilisateur à un autre, le transfert se fera par voie routière (15 à 30 minutes) dans le respect de la charte de transport établie par notre structure. Pour limiter le stress dû au transport les animaux seront transportés dans leur cage d’origine afin qu’ils conservent leurs repères olfactifs. Lors des explorations échographiques, les animaux seront maintenus sur un support d’imagerie chauffant pendant toute la durée de l’anesthésie générale. Dans le cas des nouveaux-nés, une attention particulière sera portée au maintien de l’environnement olfactif : 1/ pendant la procédure pour réduire le stress du nouveau-né et 2/ pendant la phase de réveil pour qu’il ne soit pas rejeté par sa mère après réintroduction dans la cage. Nous travaillerons sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) mais dans le cadre de ce projet la phase la plus critique des mises au point expérimentales se situera dans les phases les plus précoces et ne devrait donc pas induire de nuisance particulière pour les animaux autres que celles en lien direct avec la méthode expérimentale. Si malgré tout nous devions voir apparaitre des signes de souffrances non soulagés par des traitements vétérinaires classiques (réhydratation parentérale, administration d’antidouleur de type morphiniques ou anti-inflammatoires non stéroïdiens), les animaux seraient mis à mort rapidement. Nous veillerons à limiter autant que possible le stress subi par les animaux en employant des méthodes de manipulation les plus adaptées (préhension sans contention, maintien de l'environnement olfactif pour les nouveaux nés). Tout stress causé aux animaux serait par ailleurs rédhibitoire pour prétendre mesurer des paramètres physiologiques tels que ceux caractérisant la fonction cardiaque. Certaines injections pourront se faire sur animal non anesthésié (injection d'hormones) mais la plupart seront faites sous anesthésie générale, durant la procédure d'échographie.
Choix des espèces
L'objectif de ce projet est de mettre au point et standardiser différentes procédures expérimentales d’échographie, d’échocardiographie et d’écho-élastographie ce qui ne peut se faire que chez l’animal vivant en l’absence de modèles in vitro appropriés. L'utilisation de rongeurs tels que la souris et le rat permet de reproduire les pathologies humaines telles que les maladies cardiovasculaires, les cancers ou les maladies métaboliques ou encore le suivi du vieillissement. Le rat est plus particulièrement utilisé dans des applications de neurobiologie ou l’étude de la nécrose osseuse induite lors de radiothérapie du cerveau en particulier. Les rongeurs (souris et rats), grâce à leur courte durée de gestation (21 jours) sont également des modèles particulièrement adaptés pour mener des études de suivi de développement embryonnaire. L’échographie permet de détecter l’apparition de malformations éventuellement associées à certains génotypes et/ou observer le phénomène de résorption embryonnaire pouvant expliquer l’absence de certains génotypes à la mise bas (mortalité embryonnaire). Les animaux adultes seront âgés de 7 semaines minimum à réception dans nos zootechnies. Ils ne seront utilisés qu’après 5 à 7 jours de quarantaine. Les expériences seront majoritairement conduites chez de jeunes adultes de 8 à 12 semaines mais cet âge pourra varier en fonction de l’objet de l’étude (a minima après sevrage et jusqu’à 1 an). Une des procédures, qui nécessite la mise en œuvre de femelles gestantes. Ces femelles (souris et rates) seront mises en accouplement à partir de l’âge de 8 semaines. Les embryons pourront être objets de prélèvements et / ou injections guidées par échographie à tous les stades de développement donc y compris durant le dernier tiers de gestation. Les souriceaux et ratons issus de ces gestations pourront être imagés par échographie avant sevrage (de 1 à 21 jours).
Test de substances pharmacologiques sur rongeur à des fins d’enseignement
- Enseignement supérieur
Des souris reçoivent du xylène sur les oreilles, de la carraghénine ou de la levure de boulanger dans la patte, puis passent sur plaque chauffante pour un test de seuil de douleur. 300 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, réutilisées d'un travail pratique à l'autre, puis proposées à d'autres projets ou tuées en fin d'année. Chaque animal enchaîne jusqu'à deux sections de l'extrémité de la queue avec sept prélèvements de sang par séance, cinq injections de diazépam ou de flumazénil et vingt tests de comportement, sous la main d'étudiants qui apprennent le geste. Le porteur reconnaît que ce sont ces manipulations par des débutants qui ont fait classer toutes les procédures en gravité modérée, et juge ce "minimum de notions d'expérimentation animale" "tout à fait essentiel" à la formation des pharmaciens, après entraînement préalable sur souris en caoutchouc.
Objectifs
Dans le cadre des études de pharmacie, nous organisons plusieurs séances de travaux pratiques (TP) sur souris permettant la validation pharmacologique de substances d’intérêt médicamenteux. Ces séances ont plusieurs objectifs : 1) Montrer aux étudiants la diversité des approches pharmacologiques possibles, en fonction de l’effet biologique de la molécule à tester. 2) Prévoir et réaliser les expériences en pratique, en tenant compte des contraintes pratiques, organisationnelles et éthiques : prévoir le nombre d’animaux nécessaire et suffisant, les doses de médicaments à tester, les protocoles expérimentaux, et l’analyse statistique des résultats. 3) Acquérir des bases en matière d’expérimentation animale : règles d’hébergement et de manipulation des animaux, règles éthiques. Ces enseignements permettent donc aux étudiants d’appréhender concrètement les tests pharmacologiques réalisables in vivo, tout en leur apportant les bases de l’éthique et de règles de manipulation des animaux. Ce minimum de notions d’expérimentation animale est tout à fait essentiel dans la formation de futurs pharmaciens, qui doivent être sensibilisés aux enjeux des étapes pré-cliniques de la conception des médicaments. L'ensemble de ces compétences permet de les préparer à leur futur métier de pharmacien. L'apprentissage des règles de bonne pratique en expérimentation animale, notamment la manipulation concrète des animaux est un des objectifs du TP, qui ne peut être acquis en travaillant en travaux dirigés (TD) ou en regardant des vidéos.
Bénéfices attendus
Les bénéfices pour les étudiants sont à la fois disciplinaires et transversaux. D'un point de vue disciplinaire, les étudiants mobilisent et concrétisent les notions vues en enseignement théorique sur les effets des médicaments ou la régulation de la glycémie in vivo, ce qui leur permet d'approfondir leurs connaissances. D'un point de vue transversal, ils acquièrent des compétences en gestion de projet scientifique, ils se préparent à maitriser toutes les étapes de la création d'un nouveau médicament, incluant notamment les étapes de recherche préclinique, aujourd'hui indispensables à la validation de médicaments et préalables aux essais cliniques. Ils se familarisent avec la notion de variabilité individuelle, au calcul d'effectif, à l'analyse statistique des résultats, à l'élaboration d'un design expérimental, et acquièrent des bases en matière d’expérimentation animale. Ces compétences sont essentielles pour former les futurs professionnels pharmaciens, en particulier pour tous ceux qui exerceront dans le domaine de l'industrie pharmaceutique ou dans la recherche clinique et préclinique.
Procédures
Les animaux subiront tous 1 à 2 fois la procédure 1, 5 fois la procédure 2, puis pour la plupart 1 fois une des procédures 3 à 6. Le transport des animaux de la zone d’hébergement aux salles de TP, qui sont dans le même bâtiment, dure moins de 5 minutes. Pour la procédure 1, et par séance de TP, l’animal vigile recevra une injection de substance (ce qui dure quelques minutes), et une goutte de sang sera prélevée à 7 temps successifs après avoir sectionné l’extrémité de la queue (1-2mm) pour le premier prélèvement : ceci afin de mesurer dans le temps l'évolution du taux de sucre dans le sang. Chaque prélèvement de sang dure 1 à 2 minutes. Au maximum il y aura 2 séances de TP par animal, soit 2 injections et 2 sections de la queue sur 1 semaine. Cette procédure concerne 30 animaux. La procédure 2 concerne les 30 animaux de la procédure 1, plus 30 nouveaux animaux, soit 60 animaux. Par séance de TP, il y a 1 injection sur animal vigile (quelques minutes) et 4 tests de comportement (5 minutes chacun). Il y a au maximum 5 séances de TP sur 4 semaines, soit 5 injections et 5x4 tests de comportement. Ensuite, les animaux seront soumis, à l’une des procédures expérimentales 3 à 6. Dans la procédure 3, chaque animal vigile subira 1 injection ou 1 gavage (quelques minutes) et 2 tests de comportement (moins de 2 minutes chacun). Dans la procédure 4, chaque animal recevra une anesthésie gazeuse légère puis 1 injection dans la patte (moins de 10 minutes) + 1 injection ou 1 gavage (quelques minutes). Pour la procédure 5, chaque animal vigile aura une application de xylène sur les oreilles (quelques minutes)+ 1 injection ou 1 gavage (quelques minutes). Pour la procédure 6, chaque animal recevra 2 injections (quelques minutes), et sera anesthésié légèrement pour prendre sa température (moins de 10 minutes, répété 4 fois).
Impact sur les animaux
Les animaux seront tous manipulés par un grand nombre d’étudiants, dans des salles de TP auxquelles ils ne sont pas habitués, ce qui induira un stress pendant la durée des TP (quelques heures avant d’être remis dans la zone d’hébergement). De plus, ils recevront tous au moins trois injections : de glucose et/ou d'insuline (maximum deux injections) dans la procédure 1, de diazépam et/ou de flumazénil (maximum 5 injections) dans la procédure 2, d'ibuprofène ou de paracétamol (maximum 1 injection) dans les procédures 3 à 6. Ces injections induisent un stress lié à la contention et à l'introduction d'une aiguille par les étudiants (ou à défaut par l’enseignant). Dans les procédures 3 à 6, certains animaux pourront être gavés (ibuprofène ou paracétamol), avoir une injection de carraghénine ou de levure de boulangerie, ou être irrités à l’oreille avec du xylène (une fois par animal). Ils seront de plus soumis à des prises de sang à la queue dans la procédure 1 (au maximum deux séances de 7 prélèvements (7x1 goutte de sang par animal), à des tests de comportement non douloureux dans la procédure 2 qui correspondent à un stress léger. Dans les procédures 3 à 6, les animaux seront soumis à des tests d'évaluation de la douleur, type plaque chauffante ou réflexe de retrait de la queue lors d'une augmentation de température. L’effet des molécules dure en général quelques heures, le temps que ces dernières soient éliminées, et les effets des tests eux mêmes sont modérés et ne perdurent pas au delà de quelques heures après la séance de TP. Bien que les gestes effectués sur les animaux soient de gravité légère, en particulier pour les procédures 1 et 2 (injection IP, prise de sang à la queue), le contexte lié à la présence de nombreux étudiants peu habitués à manipuler les animaux, représentant une source de stress pour les animaux, a conduit à classer toutes les procédures en gravité modérée.
Devenir
A l'issue de la procédure 1, tous les animaux sont utilisés pour la procédure 2. A l'issue de la procédure 2, ils sont tous utilisés pour l'une des procédures 3 à 6. A l'issue de ce projet (mois de mai), tous les animaux sont proposés à la réutilisation dans d’autres projets ou mis à mort.
Remplacement
Des méthodes de remplacement sont prévues et inclues dans les séquences d'enseignement. Tout d’abord, les étudiants peuvent s’entraîner à la contention et aux injections sur modèle inerte (souris en caoutchouc). Puis certaines expériences sont réalisées sur modèles cellulaires (exemple : impact d'un médicament donné sur la sécrétion de molécules inflammatoires), ou ex vivo (exemple : contrôle qualité pour vérifier la présence de contaminants). Nous utilisons également, lorsque c'est possible, un organe isolé tel que de la peau de souris (exemple : vérification de la pénétration dans la peau d'un médicament). Notre demande d'autorisation ne conserve donc que les étapes non remplaçables, à réaliser sur animaux vivants, et ce afin d'intégrer des processus physiologiques (régulation du taux de sucre dans le sang nécessitant l'intégration de plusieurs organes, comportement animal).
Réduction
Les mêmes animaux sont utilisés pour les TP 1, 2 puis pour le TP3 correspondant à une des procédures 3 à 6. Ceux ci sont échelonnés dans le temps de façon à permettre l'utilisation continue des animaux : le TP1 a lieu en février, le TP2 en mars-avril et le TP3 en mai. De plus, pour un seul TP il y a plusieurs séances (les étudiants, au nombre d'une centaine par promotion, sont répartis en 6 à 10 groupes) : là aussi nous utilisons les animaux pour plusieurs séances de TP, tout en veillant à ce qu'ils disposent d'un délai suffisant (de 2 jours minimum) entre deux séances de façon à minimiser le stress et à leur permettre de retrouver pleinement leur état de bien-être, et d'éliminer totalement les substances injectées, dont la demi vie est courte. Ainsi, un seul lot de 60 souris nous permet de réaliser les 3 TPs, concernant près de 240 étudiants au total chaque année. Les doses à injecter sont affinées en amont par une étude bibliographique, de façon à éviter des études de dose-réponse qui ne seraient pas nécessaires et donc à réduire le nombre d’animaux. Enfin, pour certains TP les étudiants travaillent en équipe et chaque équipe ne dispose pas d'un lot complet d'animaux permettant de réaliser une vraie étude statistique, mais les résultats obtenus par chaque équipe sur un petit lot d'animaux (2 à 3 souris) sont mis en commun de façon à ce qu'ils obtiennent collectivement des résultats robustes et qu'ils puissent interpréter statistiquement. Ceci permet de réaliser l'analyse des résultats, tout en réduisant le nombre d'animaux.
Raffinement
Après livraison, les souris auront une période d’acclimatation d’au moins 7 jours avant le début des enseignements. Le personnel responsable du bien-être animal veillera à leurs conditions d’hébergement avec enrichissement, à leur adaptation à leur environnement et à la mise à disposition à volonté en nourriture et eau. Tout comportement anormal ou souffrance sera signalé au vétérinaire responsable des animaux pour mettre en place des soins adaptés. Les animaux seront pesés au début de chaque TP, ce qui permettra de détecter une éventuelle perte de poids. Les procédures 1 et 2 ne nécessitent pas d'analgésie et encore moins d'anesthésie. Les procédures 3 à 6 visent à déterminer l'effet analgésique ou anti-inflammatoire d'un médicament (paracétamol ou ibuprofène), le raffinement est donc intégré au design de l'expérience elle-même. Au cours des TP, nous veillerons à sensibiliser les étudiants aux effets du stress chez les animaux et à imposer l’ambiance de travail la plus calme possible. Nous surveillerons régulièrement les animaux dans les cages afin de détecter d’éventuels signes de stress (perte de poils, perte de poids, bagarres et blessures…). Les animaux seront marqués individuellement, et nous veillerons à perturber le moins possible les groupes qui sont constitués dans les cages, ainsi nous reconstituerons à la fin du TP les groupes d'animaux initiaux dans les cages. Les étudiants pourront d’abord s’entrainer à la contention et à l’injection sur souris en caoutchouc pour réduire leur stress et donc celui des animaux, et le risque de mauvaise manipulation. Les étudiants seront ensuite appelés à manipuler les animaux, et à leur faire réaliser les tests de comportement. Ils pourront également, mais seulement s’ils le souhaitent, réaliser les injections et les gavages. Dans tous les cas, les gestes seront d’abord montrés par les enseignants qui encadrent le TP, puis l’étudiant les réalisera sous supervision étroite d’un enseignant qui contrôlera chaque étape. En cas d’échec, d’hésitation ou de stress trop important de l’étudiant, l’enseignant reprendra l’animal et réalisera lui-même le geste, pour ne pas stresser trop l’animal et/ou de risquer de le blesser. Tous les enseignants ont le niveau concepteur, sont à jour de leur livret de compétences, et sont attachés à respecter la recommandation du CNEA du mai 2019.
Choix des espèces
La validation de substances d’intérêt médicamenteux passe nécessairement par des tests sur au moins une espèce de rongeurs, avant de pouvoir envisager des tests cliniques. L’utilisation de modèles cellulaires ne permet pas d’obtenir des données physiologiques reflétant les effets comportementaux des médicaments. Par ailleurs, la formation de futurs pharmaciens qu’ils soient à l’officine, en industrie ou en recherche académique, ne peut s’abstenir d’une découverte concrète de l’expérimentation animale utilisant l' espèce la plus fréquemment utilisée dans ce domaine d’activité. Nous utiliserons des souris jeunes adultes (8 semaines) pour le TP1. Puis nous les conservons jusqu'au mois de mai pour le TP3, les souris seront alors âgées d'environ 6 mois soit des souris adultes. Par homogénéité nous commençons dès le TP1 avec des souris adultes.
Formation en échographie abdominale du rongeur
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Rats : 40
Jusqu'à huit anesthésies gazeuses d'une heure et demie par animal, des injections de cellules tumorales et une chirurgie : 920 souris et 40 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour 580 d'entre eux et modéré pour 50, les 330 restants étant tués sans réveil. Rien de tout cela ne produit de connaissance, il s'agit d'apprendre à des personnels de recherche à manier l'échographe. Le porteur présente l'imagerie comme un moyen de réduire à terme le nombre d'animaux utilisés, et indique récupérer en priorité des souris d'élevage "de réforme" qui auraient été tuées de toute façon. La chirurgie infligée n'est décrite nulle part, ni sa nature ni son objet, et le résumé ne dit pas davantage ce qui est injecté lors des cinq injections annoncées.
Objectifs
L’imagerie est une méthode non douloureuse qui permet de détecter et caractériser les pahtologies. Elle permet de réduire le nombre d’animaux utilisés pour la recherche car elle permet un suivi non invasif de chaque animal en évitant les mises à mort à différents temps. C’est également une méthode qui parfois peut remplacer des méthodes invasives et douloureuses. L’échographie est une méthode d’imagerie in vivo non invasive et non irradiante qui nécessite une formation pratique pour pouvoir réaliser des acquisition et interpréter les images. Ce projet vise à former les personnels de recherche à l’utilisation de l’échographie du petit animal de manière autonome. Ceci permet d’augmenter le nombre de personnes capables de réaliser ces examens non-invasifs et de réduire à teme le nombre d'animaux utilisés dans les projets de recherche et de réduire la douleur pour certains actes.
Bénéfices attendus
Les personnes qui suivent cette formation sauront utiliser en pratique des échographes pour les projets de recherche utilisant les souris et les rats et les utiliser au mieux. A l'issue de la formation, elles auront appris à réaliser les gestes, prêter attention aux conditions expérimentales et exploiter au maximum les images acquises pour leurs projets de recherche. Ceci permet de contribuer à Réduire le nombre d’animaux grâce à l’imagerie dans les futurs projets et à améliorer les conditions d’expérimentation en évitant certains gestes invasifs grace à l'échographie.
Procédures
- les animaux pourront subir jusqu'à 8 anesthésie gazeuse d'une heure et demie. réparties sur 4 sessions. - pour la procédure 2, elles pourront subir en outre jusqu'à 5 injections de moins de 30 secondes, réparties sur 2 à 3 sessions. - pour la procédure 3, elles, pourront subir jusqu'à 3 injections de moins de 30 secondes et une chirurgie de moins de 40 minutes. 1 fois.
Impact sur les animaux
Tous les animaux subiront un stress léger de 10 minutes lié aux anesthésies gazeuses. Les animaux subiront un stress léger de 2 minutes lié à l’injection d’agent d’imagerie ou de médicament. Certains animaux subiront une douleur légère et de 2 minutes liée l’injection de cellules tumorales. Enfin des animaux subiront une douleur modérée de 30 minutes durant la chirurgie prévue.
Devenir
les animaux utilisés ne pourront pas être réhabilités et seront mis à mort.
Remplacement
La compréhension des images et l’explication du positionnement des objets dans l’image se fera d’abord sur des objets placés dans du gel échographique, avant de passer à l’animal. Il n’existe pas de fantôme de souris pour l’échographie, reproduisant les contrastes les textures, les mouvements (respiratoires et cardiaques) ou les flux permettant de se passer des animaux.
Réduction
Nous utilisons autant que possible les mêmes animaux plusieurs fois lors d'une session de formation Nous utiliserons autant que possible, des souris se portant bien mais qui auraient dû être mises à mort car issues d'élevage et non utilisées ou arrivées en fin de projet (souris témoins par exemple). Des souris seront commandées chez l'éleveur que s'il n'y a pas du tout ou pas suffisamment de souris de réforme.
Raffinement
Les échographies seront réalisées sous anesthésie gazeuse, les animaux placés sur une platine chauffante. Un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux des souris pendant l'anesthésie pour éviter toute lésion liée à un potentiel dessèchement de la cornée. La fréquence cardiaque et respiratoire et la température corporelle seront mesurées en permanence sur l’échographe. Un réchauffage additionnel est prévu par lampe infrarouge en cas de besoin. A la fin de l’examen, les animaux sont replacés dans leur cage d’origine elle-même placée sur un tapis chauffant. Pour les procédures douloureuses une analgésie adaptée sera employée. Une grille de score adaptée est utilisée et une analgésie est prévue en cas de douleurs modérées non-persistantes. En cas de douleurs persistantes l’animal sera mis à mort. Les animaux seront hébergés en groupe sociaux et disposeront d’un enrichissement adapté.
Choix des espèces
Cette formation est destinée aux personnes réalisant des examens sur les petits animaux, les deux modèles les plus répandus en échographie pré-clinique sont la souris et le Rat. Nous utiliserons des souris adultes de plus de 8 semaines, représentatives de l’anatomie des souris adultes observées en échographie Nous étudierons également des souris gestantes pour à des stades compris précoces (auxquels les embryons sont détectables sans ambiguïté) et tardifs (auxquels l’imagerie et la micro-injection guidées restent possibles). Nous utiliserons des Rats Adultes (12 semaines)
Évaluation de la sécurité préclinique des candidats médicaments chez les rongeurs et les non rongeurs
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
Rats : 3600
Chiens : 400
Cochons : 320
Macaques à longue queue : 960
4 320 souris, 3 600 rats, 960 macaques à longue queue, 400 chiens et 320 cochons vont être utilisés dans des études de toxicité de candidats médicaments, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. 9 240 d'entre eux sont tués pour l'examen anatomo-pathologique de leurs organes, environ 300 non-rongeurs réutilisés après avis vétérinaire et 60 proposés à l'adoption. Chaque animal reçoit le composé une fois ou de façon répétée pendant deux mois au plus, avec par exemple quinze prélèvements sanguins en un mois, des ponctions de moelle osseuse ou de liquide cérébrospinal sous anesthésie, et parfois la pose chirurgicale d'un implant vasculaire ou de télémétrie sous deux heures d'anesthésie générale. Le porteur écrit réaliser une cinquantaine d'études par an pour identifier tôt les candidats les plus prometteurs et concentrer les investissements, et affirme que les études sur animal vivant demeurent "indispensables" car aucun modèle alternatif ne reproduit la complexité d'un "organisme entier".
Objectifs
Objectifs du projet Le développement d'un médicament nécessite plusieurs années de Recherche et Développement avant sa mise sur le marché. Les études précliniques de sécurité, réalisées en amont des essais cliniques, sont indispensables pour évaluer l'innocuité des candidats médicaments conformément à la réglementation exigeant une évaluation sur deux espèces mammifères : un rongeur et un non-rongeur (hormis cas particulier où une seule espèce est pertinente, par exemple pour certains anticorps). GLOBALEMENT, TOUTES ESPECES CONFONDUES, UN TOTAL D'ENVIRON 50 ETUDES EST REALISE CHAQUE ANNEE. Objectif principal : Réaliser des études de sécurité préclinique exploratoires pour évaluer les potentiels effets indésirables des candidats médicaments en amont des études réglementaires. Finalités : -Définir les effets toxiques potentiels des candidats médicaments -Identifier précocement les candidat médicament les plus prometteurs -Caractériser la toxicocinétique du candidat médicament -Soutenir la prise de décision en optimisant le design des études réglementaires (ex : choix d'espèces, doses, organes cibles, profil de risque) Méthodologie : Suivi clinique et biologique des animaux après administration unique ou répétée du candidat par voies d'administration cliniquement pertinentes, incluant : -des prélèvements de fluides biologiques (par exemple, sang, urines, liquide cérébro-spinal), -des évaluations fonctionnelles optionnelles (par exemple, cardiovasculaire, neurologique, immunitaire), -une approche intégrée permettant la réduction du nombre d'études.
Bénéfices attendus
L'un des bénéfices de ce projet est d'améliorer la protection des volontaires sains et patients et d'optimiser le développement pharmaceutique grâce à l'identification précoce des risques et la compréhension du profil toxicologique avant les études réglementaires et essais cliniques. Cette approche permet de concentrer les investissements sur les candidats les plus prometteurs, conduisant à une réduction significative des échecs dans les phases ultérieures de développement et une amélioration globale de l'efficacité du processus. Le second bénéfice est de fournir des informations critiques pour optimiser le protocole, la qualité et la pertinence des études réglementaires, permettant une sélection éclairée des espèces, des doses et des paramètres à surveiller. Cela se traduit par une estimation préliminaire des marges de sécurité, offrant une première évaluation du rapport entre doses efficaces et doses toxiques. L'identification précoce des organes cibles permet la détection des systèmes biologiques potentiellement sensibles, tandis que la définition de biomarqueurs permet d'identifier des indicateurs biologiques clés pour le suivi ultérieur. Ce projet apporte une valeur ajoutée scientifique et stratégique en permettant l'exploration des mécanismes de toxicité et la compréhension précoce des effets indésirables. Il facilite la prise de décision grâce à des données préliminaires qui orientent les choix de développement. L'approche éthique est renforcée par l'optimisation du nombre d'animaux utilisés dans les phases ultérieures. La flexibilité inhérente au projet permet d'ajuster rapidement les stratégies de développement, améliorant l'efficacité globale du processus et la réactivité face aux nouvelles données. Le projet intègre systématiquement plusieurs méthodes alternatives en amont dans notre stratégie d'évaluation, comme la modélisation informatique et les cultures cellulaires, permettant l'élaboration de protocoles complets pour déterminer le mode d'action des candidats médicaments, tout en réduisant le nombre d'animaux utilisés. Le développement de nouvelles technologies comme l'analyse vidéo automatique et l'utilisation d'implants pour un monitoring continu ouvre de nouvelles perspectives (exemple : enregistrement et analyse en continu de paramètres cardiologiques sur animal vigile). Ces innovations permettront l'acquisition de nouveaux paramètres dans les études, alimentant des bases de données de référence comme celle des groupes contrôles.
Procédures
Les animaux vigiles seront concernés par l’administration unique ou répétée (quotidienne ou hebdomadaire) du candidat médicament, possibles par différentes voies (le plus souvent intra-veineuse ou orale), au cours de l’étude sur une durée maximale de 2 mois. Dans la majorité des études, les prélèvements réalisées sont des prélèvements de sang (ex : 15 prélèvements sur une durée d’un mois). Ils peuvent être complétés par des prélèvements d’autres fluides biologiques, associés à une contrainte légère de quelques minutes, qui seront nécessaires pour évaluer différents paramètres en début et fin d’étude ; leur fréquence et leur volume sont conformes aux recommandations éthiques en vigueur et sont réalisés sous anesthésie/analgésie (entre 15 et 30 minutes) quand ils sont invasifs (par exemple moëlle osseuse, liquide cérébrospinal). Des mesures comme par exemple, la température corporelle (avec puce électronique), le poids (2 fois par semaine) sont réalisées en fonction de l’objectif de l’étude. Plus rarement, une procédure chirurgicale pourra être pratiquée chez les non-rongeurs afin de mettre en place un implant vasculaire ou de télémétrie pour mesurer par exemple les ECG et la pression artérielle (durée d’intervention sous anesthésie générale-analgésie d’environ 2 heures).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables seront limités à une contrainte modérée. L’administration du composé lui-même peut provoquer une altération de l’état général se traduisant par exemple par une baisse d’activité, une perte de poids, des modifications de la température corporelle et du comportement. Les nuisances liées à la procédure (contention, administration, prélèvements de fluides ou tissus biologiques, etc.) se traduisent par un stress, une douleur de courte durée. Dans les rares cas où une chirurgie sera pratiquée, elle est susceptible d’entrainer dans les 48 heures post-opératoires une douleur légère, une baisse d’appétit et une légère baisse d’activité.
Devenir
Ce type d’étude nécessite le plus souvent une analyse anatomo-pathologique terminale pour évaluer les atteintes sur les organes et tissus, la quantification de l’exposition tissulaire du candidat médicament et/ou l’analyse de l’impact sur la cible. C’est seulement lorsque les objectifs de l’étude ne nécessitent pas cette analyse que certains animaux non-rongeurs pourront être ré-utilisés après approbation du vétérinaire. L’estimation de ce nombre d’animaux est d’environ 10-15%. Certains de ces animaux pourront être proposés à l’adoption via des associations et des structures d’accueil spécifiques et en accord avec les autorités compétentes.
Remplacement
Les études sur animal vivant demeurent indispensables car aucun modèle alternatif ne reproduit actuellement la complexité d'un organisme entier. Seul l'animal permet d'observer les interactions entre systèmes physiologiques (cardiovasculaire, nerveux, immunitaire, etc.) et les effets systémiques des candidats médicaments. Cette approche est essentielle pour détecter des toxicités résultant d'interactions complexes entre organes, de métabolisations successives ou d'effets cumulatifs impossibles à modéliser intégralement in vitro. Plusieurs méthodes alternatives sont systématiquement intégrées en amont dans notre stratégie d'évaluation : Modélisation in silico : algorithmes prédictifs anticipant les propriétés toxicologiques des molécules basées sur leur structure chimique et caractéristiques physico-chimiques. Cultures cellulaires avancées : cultures primaires ou lignées cellulaires spécifiques pour évaluer la cytotoxicité et les mécanismes d'action moléculaires. Organes sur puce (organ-on-chip) : dispositifs microfluidiques reproduisant partiellement la structure et fonction d'organes spécifiques (foie, cœur, rein, barrière hémato-encéphalique) pour étudier les effets organotypiques. Organoïdes : cultures tridimensionnelles mimant l'architecture tissulaire et certaines fonctions d'organes pour évaluer des toxicités spécifiques. Modèles ex vivo : tissus isolés pour étudier des effets localisés. Pour les produits biologiques (anticorps monoclonaux, protéines thérapeutiques, thérapies cellulaires et géniques), des défis supplémentaires existent : Spécificité d'espèce : nombreux produits biologiques présentant une spécificité d'espèce limitant le choix des modèles animaux pertinents. Tests de réactivité croisée : évaluation in vitro de la liaison croisée sur tissus humains et animaux pour sélectionner les espèces appropriées. Immunogénicité : réponses immunitaires indésirables difficilement modélisables in vitro. Modèles humanisés : animaux génétiquement modifiés exprimant les cibles humaines pour améliorer la prédictivité. Les approches alternatives sont systématiquement utilisées en amont pour : réaliser un premier criblage des candidats médicaments, éliminer précocement les composés présentant des signaux de toxicité évidents, orienter la conception des études in vivo en identifiant les organes potentiellement cibles, caractériser plus finement les mécanismes de toxicité observés in vivo.
Réduction
Le nombre d'animaux par groupe et le nombre de groupes sont définis sur des bases scientifiques (données bibliographiques et historiques, lignes directrices internationales et internes), et/ou avec l’apport des biostatistiques afin d'avoir un effectif minimum mais statistiquement exploitable pour pouvoir interpréter les éventuels effets adverses. Les tests statistiques utilisables sont dépendants des paramètres étudiés, et peuvent être par exemple, une analyse de variance ou un test de tendance. La mise en place d’études combinant l’acquisition et l’analyse de paramètres de sécurité, pharmacodynamie et pharmacocinétique permet de réduire le nombre d’animaux utilisés. De plus, l'utilisation d'animaux témoins n'est pas systématique et fait l'objet d'une réflexion approfondie en fonction des objectifs spécifiques de chaque étude. Par ailleurs, le recours à des bases de données contenant des données historiques d'animaux témoins se développe de plus en plus. Ces données constituent ce que l'on appelle des "groupes témoins virtuels" et permettent des comparaisons pertinentes sans nécessiter de nouveaux animaux témoins. Enfin, lorsque les objectifs d’étude le permettent et en accord avec le Vétérinaire clinicien, certains animaux peuvent être réutilisés, ce qui participe à diminuer le nombre total d’animaux utilisés. La réduction est aussi renforcée par l’absence d’utilisation d’animaux contrôle, palliée avec les données virtuelles de groupe contrôle.
Raffinement
Pour certains gestes techniques ou l'utilisation de dispositifs de contention, une phase de désensibilisation/d'habituation est systématiquement mise en place en amont de l'étude. Cette approche vise à réduire significativement le stress de l'animal. Chaque manipulation est associée à un renforcement positif sous forme de récompenses physiques (caresses, encouragements vocaux) et/ou alimentaires, en fonction de la compatibilité avec le protocole d'étude. Les interventions chirurgicales sont réalisées en condition maximale d’asepsie avec la mise en place d'une analgésie multimodale pour assurer le confort de l'animal. Un suivi clinique quotidien permet une détection précoce de tout signe de douleur, d'inconfort ou de détresse. Des critères d'arrêt anticipés, su pervisés conjointement par le Directeur d'étude et le Vétérinaire clinicien, sont établis pour garantir que les animaux ne subissent pas de contrainte supérieure à un niveau modéré. Pour l’ensemble des espèces, l'environnement des animaux est enrichi par la diffusion d'un fond sonore adapté dans les zones d'hébergement et les aires de jeux (si applicable). Pour améliorer la surveillance, des systèmes de vidéosurveillance dédiés sont utilisés pour les chiens, les miniporcs ou les rongeurs (cages digitales). En complément de leur alimentation quotidienne, les primates non humains reçoivent des enrichissements alimentaires distribués individuellement à la main, dès leur arrivée afin de favoriser l'établissement d'une relation de confiance entre l'animal et l'expérimentateur. Pour certaines études, la surveillance des rongeurs est renforcée par l’utilisation de cages équipées de caméras. Afin de minimiser le stress lors des manipulations et à améliorer leur bien-être, les souris sont délicatement prises en coupe dans les mains. Pour les rats en particulier, des séances de « chatouilles » mimant le jeu social naturel des rongeurs sont régulièrement pratiquées avant et pendant l'étude.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce est défini par : -Les lignes directrices internationales définissant que les études de Toxicologie Générale doivent être conduites à la fois chez le rongeur (rat, souris, génétiquement modifiés ou non) et chez le non rongeur (chien, mini-porc ou primate non humain) -Les données scientifiques telles que la cible thérapeutique visée, le véhicule envisagé et les données disponibles (pharmacocinétique, métabolisme et de toxicologie). L’espèce utilisée doit être pertinente et est essentiellement fonction de la similitude du profil métabolique et des effets biologiques attendus chez l’Homme, afin de permettre l’extrapolation des données acquises à l’espèce humaine. Le choix de l’espèce non rongeur peut dépendre également de la modalité thérapeutique. Dans certain cas particulier (par exemple pour les anticorps), une seule espèce peut être pertinente. Les animaux utilisés sont des animaux sevrés, juvéniles ou adultes, pour répondre aux exigences de la réglementation internationale et aux spécificités découlant des différents programmes de recherche.
Collecte de sang et les prélèvements tissulaires sur différentes espèces dans le but d’améliorer des méthodes analytiques et / ou pédagogique (MODIFICATION)
- Enseignement supérieur
- Production de routine
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Tests réglementaires
Rats : 100
Cochons d'Inde : 100
Hamsters dorés : 100
Lapins : 100
Chats : 50
Chiens : 50
Furets : 25
Cochons : 100
Prélevés de leur sang et de leurs tissus pour alimenter des travaux pratiques, la mise au point de méthodes analytiques et le développement de méthodes substitutives, 775 individus de neuf espèces vont être utilisés. Ils comptent 150 souris, 100 rats, 100 cochons d'Inde, 100 hamsters dorés, 100 lapins, 100 cochons, 50 chiens, 50 chats et 25 furets, 500 dans des procédures menées sous anesthésie sans réveil, 205 à un niveau de souffrance léger et 70 à un niveau modéré. Les prises de sang durent moins de deux minutes, sur animal vigile ou sous anesthésie brève, et les biopsies de peau moins de dix minutes, le porteur précisant que les rongeurs sont tués pour obtenir un volume de sang plus important. 275 individus, lapins, chats, chiens et cochons, sont réutilisés après un temps de repos, les autres sont tués puis servent à former des étudiants aux autopsies et aux gestes invasifs sur cadavres, et le résumé évoque un programme d'adoption sans en chiffrer les bénéficiaires.
Objectifs
Le but de ce projet est de pouvoir fournir des échantillons biologiques provenant d’animaux afin de permettre : 1) La réalisation de travaux pratiques (immunologie, histologie, etc.) 2) Le développement, l'amélioration ou le fonctionnement de méthodes analytiques 3) Le développement de méthodes substitutives à l'expérimentation animale (in vitro, in silico). Ces échantillons sont utilisés en tant que tels, ou utilisés comme pool de référence pour comparaison avec des échantillons issus d'études pré-cliniques. Pour certaines études cliniques, il est nécessaire de réaliser des prélèvements sur animaux sains. Notre établissement peut fournir ces échantillons pour éviter le prélèvement sur animaux de propriétaires si cela est pertinent.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus du projet sont multiples, notamment de permettre la réalisation de travaux pratiques, dans le domaine de l'immunologie ou l'histologie. Ce projet permettra également de développer, d'améliorer et de participer au fonctionnement de méthodes analytiques. Pour terminer, ce projet permettra le développement de méthodes substitutives à l'expérimentation animale (in vitro, in silico).
Procédures
Dans ce projet, il s’agit principalement de permettre la collecte de sang ou le prélèvement de tissus (biopsie de peau, d'organes). Les prélèvements sanguins seront réalisés sur animal vigile, ou sous anesthésie brève en fonction de l'espèce animale. Cet acte technique est très rapide (moins de 2 minutes) et le nombre de prélèvement dépendra des demandes, mais un temps de repos suffisant sera mis en place en fonction du volume de sang prélevé si l'animal doit etre reutilisé. Concernant les biopsies cutanées, cet acte sera très bref (moins de 10 minutes en fonction du nombre de biopsies par animal). En fonction de l'acte technique à réaliser et en fonction de l'espèce animale, les animaux pouront être anesthésiés. Cela nécessitera une injection pour induire l'anesthésie (acte d'une durée de quelques secondes) et l'animal sera anesthésié pour une durée de 15 minutes maximum ou euthanasié si besoin.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sont celles associées aux prélèvements biologiques : stress de la contention et de l’anesthésie (si applicable), hématome, douleur possible.
Devenir
Dans ce projet, la grande majorité des actes techniques à mettre en place sont peu invasifs. Ainsi, la plupart des animaux seront gardés en vie à l'issue de leur procédure, afin de pouvoir être réutilisés, après avis du vétérinaire sanitaire et de la structure chargée du bien-être animal, prenant en compte un temps de repos suffisant en fonction de la procédure qui a été effectuée sur l'animal, ainsi que leur état de santé et des possibilités de réutilisation. Les animaux qui devront être euthanasiés à l'issue de leur procédure (par exemple pour un prélèvement sanguin de volume important sous anesthésie et sans réveil) seront valorisés pour la formation initiale et continue : formation d'étudiants aux autopsies et à l'anatomie, formation de personnel technique ou d'étudiants vétérinaires à des gestes invasifs sur cadavres/pièces anatomiques. Ces animaux pourront également permettre l'obtention de prélèvements ou données nécessaires à des équipes de recherche. Le nombre d'animaux concernés dépendra des demandes et ce nombre ne peut pas être anticipé pour le moment. Enfin, certains animaux pourront entrer dans un programme d'adoption, en tenant compte de leur utilisation, de leur état de santé et de leur comportement. Il n'est pour le moment pas possible d'anticiper le nombre d'animaux qui seront adoptés.
Remplacement
La récupération de la matière biologique ne peut pas être remplacée par des méthodes alternatives n’impliquant pas l’utilisation d’animaux.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet est basé sur la base de l'expérience de 5 ans précédents et sur les contraintes scientifiques (nombre suffisant d’animaux permettant le nombre de prélèvements nécessaire pour assurer la validation des méthodes analytiques). Les animaux pourront faire l'objet d'une réutilisation, dès lors que les prélèvements effectués n'impactent ni leur santé, ni leur bien-être (les prélèvements envisagés sont dans leur majorité peu invasifs). Cette réutilisation permet la réduction du nombre d'animaux utilisés. Par ailleurs, la réalisation de ces prélèvements peut permettre la réduction du nombre d'animaux utilisés dans d'autres projets, ou permettre le développement de méthodes de substitution à l'expérimentation animale.
Raffinement
Période d’acclimatation systématique (durée selon l'espèce animale, mais toujours minimum 1 semaine). Animaux hébergés en groupe. Paramètres d’ambiance des salles surveillés avec possibilité de modifier la température, afin d’optimiser le bien-être des animaux. Les animaux ont accès à un enrichissement spécifique à leur espèce. Des points limites, suffisamment prédictifs, permettront de sortir un animal de l’étude afin de limiter la douleur à son minimum. Prélèvements biologiques réalisés dans un contexte de renforcement positif par personnel maitrisant ces actes techniques. Si des prélèvements avec volumes sanguins importants sont à réaliser, alors nous prendrons systématiquement en compte le poids des animaux, afin de respecter un certain volume sanguin total à prélever, prenant en compte le volume sanguin total circulant chez l’animal, et prenant en compte un temps de repos nécessaire ensuite. Pour la collecte de sang chez les rongeurs, afin d'avoir un volume plus important, les animaux seront euthanasiés à la fin de la procedure. Les biopsies cutanées sont sous anesthésie locale. Chaque animal bénéficie d’une attention et de soins de qualité pendant les interventions mais aussi en dehors de celles-ci afin d’assurer un bien-être optimal tout au long de la procédure (observation quotidienne et suivi clinique avec pesée minimum une fois par semaine. Quelles que soient les procédures, la douleur est, si nécessaire, rigoureusement contrôlée grâce aux moyens pharmacologiques appropriés (anesthésie/analgésie).
Choix des espèces
L'espèce choisie correspondra à la demande de tissu / fluide, en fonction des analyses à réaliser. Le choix d'espèce a été basé sur l'historique de notre établissement. Par exemple pour le réglage d'une méthode analytique destinée au chien, un pool de sang de chiens sains sera fourni. Le stade de développement sera choisi en fonction des besoins analytiques ou de formation : la plupart du temps des animaux adultes seront utilisés (valeurs physiologiques normales et stables, tissus pleinement développés), mais des animaux plus jeunes pourront être utilisés pour des besoins particuliers (investigations sur des paramètres d'animaux immatures par exemple).
Étude de l’effet de psychotropes chez la souris dans le cadre de l’enseignement pratique de pharmacologie.
- Enseignement supérieur
Des souris rendues agressives par les amphétamines peuvent se mutiler entre elles, et celles que les substances endorment risquent l'hypothermie. 840 souris vont être utilisées dans ces travaux pratiques de pharmacologie, 480 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger et 360 un niveau modéré, avec des administrations orales sous contention et des injections dans l'abdomen ou sous la peau. Le porteur annonce des tests comportementaux sans les nommer, et range l'apprentissage du bien-être des animaux non-humains parmi les compétences acquises par les étudiants. Toutes les souris sont tuées à l'issue, 72 d'entre elles étant d'abord réutilisées une semaine plus tard dans une quatrième procédure, ce que le porteur compte comme une réduction de 30 % du nombre d'animaux.
Objectifs
Le but du projet est d’étudier les effets de diverses substances médicamenteuses agissant sur le fonctionnement du cerveau, l’humeur et le comportement. Les effets pharmacologiques de ces molécules seront évalués chez la souris vigile à l’aide de tests comportementaux réalisés lors de travaux pratiques. Ce projet permettra de former l’étudiant à la mise en œuvre d’une procédure expérimentale chez un animal vivant dans le strict respect de la réglementation relative à l’expérimentation animale. Enfin, l’étudiant sera formé à l’exploitation et interprétation des résultats obtenus.
Bénéfices attendus
Le projet se déroule dans un contexte pédagogique. Il prépare les étudiants au métier de technicien dans les laboratoires de recherches dans des secteurs dans lesquels l’animal est utilisé à des fins expérimentales. Les objectifs sont d’acquérir des bases théoriques et pratiques en pharmacologie (science du médicament) et d’apprendre les bonnes pratiques en expérimentation animale dans le respect de la réglementation. La maîtrise de l’approche expérimentale sur l’animal vivant permet de répondre aux attentes du milieu professionnel et facilite l’insertion de nos diplômés. Voici les compétences en lien avec l’expérimentation animale qui seront acquises par les étudiants à l’issue de ce projet : •Contention de la souris (tenir l’animal correctement sans douleur et stress) •Préparation des solutions de médicaments •Administrations de traitements par différentes voies (sous la peau, dans la cavité abdominale, orale) •Mise en pratique des notions vues en cours sur les interactions entre médicaments, les substances agissant sur le cerveau, l’humeur et le comportement et les tests comportementaux associés.
Procédures
24 souris : 1 administration par voie orale par animal avec contention, durée 15 sec 24 souris : 1 injection intrapéritonéale par animal, durée 15 sec 24 souris : 2 administrations par voie orale par animal avec contention, durée 15 24 souris : 1 administration par voie orale par animal avec contention, durée 15 sec + 1 administration par voie orale par animal à l’aide d’une micropipette sans contention (administration volontaire) durée 30 sec 12 souris : 1 injection intrapéritonéale par animal, durée 15 sec + 1 administration par voie orale par animal avec contention, durée 15 sec 12 souris : 1 injection intrapéritonéale par animal, durée 15 sec + 1 administration par voie orale par animal à l’aide d’une micropipette sans contention (administration volontaire) durée 30 sec 48 souris : 1 injection intrapéritonéale par animal, durée 15 sec + 1 injection sous cutanée par animal, durée 15 sec
Impact sur les animaux
Les souris traitées aux amphétamines, peuvent parfois être agressives entre elles et conduire à des mutilations. Les souris en sédation ou sommeil à la suite de l’administration des substances pharmacologiques étudiées peuvent présenter des signes d’hypothermie.
Devenir
A l’issue du projet, toutes les souris sont mises à mort. Certaines d’entre elles sont toutefois réutilisées dans la dernière procédure du projet avant d’être mises à mort.
Remplacement
L'utilisation d'animaux à des fins expérimentales demeure indispensable dans le cadre du BUT Génie Biologique conformément aux exigences définies dans le programme pédagogique national. En effet, les futurs diplômés doivent être en capacité de « participer à des activités mettant en œuvre de l’expérimentation sur animaux de laboratoire ». Cette compétence est essentielle car les diplômés travailleront souvent dans des secteurs comme la pharmacologie, la physiologie pharmaceutique ou la toxicologie où l’expérimentation animale est courante. Savoir utiliser cette méthode in vivo est donc indispensable pour répondre aux attentes du monde professionnel. De plus, l’étude des substances psychotropes et de leurs effets associés ne peuvent être réalisées que chez l’animal.
Réduction
Afin de réduire le nombre d'animaux utilisé dans ce projet, 72 souris sur les 168 requises pour la réalisation des procédures 1, 2 et 3 sont gardées pour la procédure 4. Cette réduction (30%) est possible grâce à des conditions d’hébergement à la fin de chaque procédure qui respectent les traitements administrés (autant de cages que de conditions expérimentales) et le délai d’une semaine entre les deux séances de TP.
Raffinement
Pour raffiner la réalisation des procédures décrite dans ce projet plusieurs mesures sont mises en place. Un enseignement spécifique consacré au bien-être animal, au respect des règles d’éthique et à la réglementation relative à l’expérimentation animale est dispensé aux étudiants depuis la 1° année de leur formation. Deux séances de travaux dirigés de 2h précèdent chaque TP pour permettre le bon déroulement des procédures expérimentales (traitements et tests comportementaux) et assurer la bonne prise en charge de l’animal (réduction de l’inconfort) au cours des procédures (Raffinement). Chaque souris est placée en cage individuelle pendant toute la durée de chaque procédure afin d’éviter le mélange de souris sous l'effet de substances aux actions opposées (sédation / excitation). Les souris en sédation ou sommeil sont placées sur des tapis chauffants pour éviter l'hypothermie. Pour minimiser le stress des animaux, les tests comportementaux sont réalisés dans des pièces distinctes de celle utilisée pour les traitements, à l’abri de tous types de nuisances. Des séances d’apprentissage à la réalisation de certains tests comportementaux ont été réalisées. La mise en place de la technique d'administration guidée par micropipette a été précédée d'une phase d’apprentissage préalable au cours de laquelle les souris reçoivent du lait concentré pour faciliter l’administration des substances par cette méthode. A la fin des procédures expérimentales, les souris testées sont contrôlées puis regroupées dans des cages en fonction des traitements reçus. Une attention toute particulière est portée aux souris recevant les amphétamines, parfois agressives entre elles. Des points limites stricts et spécifiques à chacune des procédures ont été également clairement identifiés et appliqués.
Choix des espèces
La souris est l’une des espèces les plus couramment utilisées dans les laboratoires de recherche, secteurs dans lesquels nos étudiants sont amenés à exercer en tant que techniciens. De plus, le criblage des psychotropes est majoritairement réalisé chez la souris, notamment à l’aide de tests comportementaux. Les souris adultes ont une taille qui rend leur manipulation possible par les étudiants.
Travaux pratiques de M1 BIP et L2 Sciences biomédicales : Etude de la myogenèse chez Xenopus Laevis
- Enseignement supérieur
Une injection d'hormone d'une trentaine de secondes, puis un massage du ventre le lendemain pour provoquer la ponte : dix femelles xénopes subissent ce protocole chaque année, et les 1 200 embryons ainsi obtenus servent aux travaux pratiques. Un mâle est anesthésié et tué chaque année juste avant le prélèvement de ses testicules, utilisables une quinzaine de jours. Les procédures impliquent un niveau de souffrance léger, la contention imitant la prise du mâle pendant l'accouplement, les yeux de la femelle recouverts pour réduire le stress. Les dix femelles sont réutilisées après six mois de récupération, celles qui ne pondent pas deux fois de suite étant mises à mort, et les étudiants n'interviennent qu'ensuite, sur des embryons déjà fixés.
Objectifs
Il s'agit de former les étudiants aux techniques courament utilisées en biologie du développement et de développer leur sens de l'observation afin de leur permettre de distinguer différents stades de développement durant l'embryogenèse chez l'amphibien Xénope, ou d'interpréter l'expression de différents gènes. Le nombre d'étudiants participant aux TP de M1 est au maximum de 20. Les TP de L2 regroupent 160 étudiants en plusieurs groupes. Ces TP nécessitent l'obtention d'environ 1200 embryons par année obtenus par stimulation hormonale de la ponte de femelles adultes suivie d'une fécondation in vitro. Il est a noté que les étudiants ne participent pas à la première phase du projet impliquant des animaux adultes. Les étudiants vont utiliser les embryons fixés obtenus durant cette phase préparatoire.
Bénéfices attendus
Acquisition par les étudiants de connaissances pratiques et du sens de l'observation dans le cadre d'un enseignement en biologie du développement.
Procédures
Il s'agit de stimuler la ponte d'ovocytes par les femelles de xénope afin de réaliser une fécondation in vitro. La durée de la stimulation hormonale est brève, environ 30 secondes. Le lendemain ces femelles sont massées une à deux fois pour induire la ponte des oeufs. Un male est anesthésié et les testicules sont prélevés. Le mâle est mis à mort juste avant l'opération. Compte tenu de l'efficacité relative de la stimulation hormonale et de la fécondation in vitro, une dizaine de femelles semble nécéssaire pour obtenir 1200 embryons par an, à raison d'une seule stimulation hormonale par femelle et par an. Un seul mâle sera euthanasié par an afin d'obtenir des testicules utilisables pendant 15 jours.
Impact sur les animaux
Stress induit par l'injection d'hCG pour les xénopes femelles. Stress induit par l'anesthésie pour le xénope mâle. Le jour de la fécondation in vitro, le ventre de la femelle est massé pour provoquer la ponte, par pression légère afin de mimer la pression naturelle apliquée sur l'abdomen par le mâle.
Devenir
A la suite de la stimulation hormonale, les femelles sont transférées dans un bac de réserve pour ne pas les mélanger avec les femelles qui n'ont pas encore été injectées et un délai de 6 mois de récupération est respecté avant une nouvelle injection. Les femelles qui ne pondent pas deux fois de suite sont mises à mort. Les autres femelles sont maintenues en vie tout au long du projet. Dans le cas d'animaux malades, des points limites ont été établis pour limiter la souffrance et permettre leur prise en charge adaptée.
Remplacement
La fécondation in vitro constitue la seule méthode permettant d'obtenir des embryons qui se développent de manière synchrone. Aucune méthode alternative n'a pour l'instant été mise au point permettant d'obtenir des embryons de xénope à différents stades du développement. Dans la mesure où il s'agit de travaux pratiques portant sur l'étude du développement , il est nécessaire pour les étudiants d'acquérir des compétences pratiques en effectuant les expériences d'hybridation in situ sur différents stades du développement.
Réduction
Les femelles xénopes pondent plusieurs centaines d'oeufs à chaque fécondation in vitro permettant de limiter le nombre d'animaux utilisés et de préparer les embryons pour deux travaux pratiques. Les embryons qui se développent, sont systématiquement fixés et peuvent être conservés plusieurs années dans de l'éthanol à -20°C pour de simples observations morphologiques. Pour les expériences d'hybridation in situ, le temps de conservation est moins long. Nous allons conserver certains embryons expérimentaux d'une année sur l'autre et tester l'efficacité de l'hybridation in situ. Si l'hybridation in situ reste aussi efficace, nous pourrions prévoir une période de microinjection de 15 jours pour deux années de TP. Par ailleurs, les expériences sont effectuées sur une période de 15 jours permettant l'utilisation d'un seul xénope mâle pour le prélèvement des testicules.
Raffinement
la durée de l'injection est minimisée afin de limiter le stress. La contention de l'animal est réalisée en mimant la prise du mâle lors de l'accouplement et en cachant les yeux de la femelle pour réduire le stress. A la suite de la ponte les femelles sont laissées à l'isolement pendant 24 heures pour faciliter la récupération. L’observation des animaux permet de mettre en place des critères observables définissant des points limites afin d’évaluer la douleur de l’animal et d’entamer des procédures de soins ou d’euthanasier les animaux. L’euthanasie s’effectue par dose léthale d’anesthésiant évitant toutes douleurs à l’animal.
Choix des espèces
Le xénope est un modèle standard de l'étude de l'embryogenèse. La femelle pond des centaines d'ovocytes, permettant de réaliser une fécondation in vitro à l'aide d'un broyat de fragment de testicule. Le développement est externe et peut s'effectuer dans de simples bacs ou aquariums. La fécondation in vitro permet un développement synchrone des embryons. De plus, les oeufs de l'espèce utilisée, le Xenopus Laevis font 1.2 mm de diamètre. Les changements de morphologie sont facilement observables à l'aide d'une simple loupe binoculaire. La réalisarion d'expériences de gain ou de perte de fonction se fait à l'aide d'un sytème standard de microinjection dès le début du développement. Les embryons fournis aux étudiants sont fixés et sortent du cadre des dispositions d'expérimentation animale à des fins scientifiques. Notre projet s'appuie donc exclusivement sur le suivi et la prise en charges de xénopes adultes nécessaires pour la stimulation hormonale de la ponte d'ovocytes et la fécondation in vitro.
Formation niveau personnels assurant les soins aux animaux
- Formation professionnelle
Rats : 100
Réformés parce que trop âgés et déjà destinés à la mise à mort, 100 souris et 100 rats vont être utilisés pour apprendre à des stagiaires les gestes de contention, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chaque animal est saisi par des opérateurs en apprentissage, une à deux minutes par geste, cinq fois au maximum. Le porteur affirme qu'aucun modèle inerte ne reproduit l'apprentissage de la contention sur animal vigile, et qu'il utilise en amont des vidéos pédagogiques pour remplacer une partie des manipulations. Les mêmes individus sont ensuite tués et disséqués pour les travaux pratiques d'anatomie, une double utilisation que le porteur compte au titre de la réduction du nombre d'animaux.
Objectifs
L’objectif du projet est de permettre l’acquisition des compétences pratiques nécessaires au personnel travaillant avec des animaux de laboratoire, conformément aux exigences réglementaires en matière de bien-être animal et de formation des personnels. Le projet vise à former les personnes à la manipulation des rongeurs de laboratoire dans des conditions garantissant la sécurité et le respect du bien-être animal, et leur permettra de maîtriser des gestes techniques de base. De plus, les stagiaires développeront des compétences en anatomie des rongeurs des laboratoires, leur permettant d’adopter des gestes sûrs sur l'animal.
Bénéfices attendus
Les apprenants pourront reconnaître les signes comportementaux de stress et assurer une contention efficace sans induire de douleur ni de peur pour l'animal. Ceci permettra de réduire les incidents lors des manipulations, et assurera une meilleure conformité aux exigences réglementaires et éthiques relatives à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques. La dissection réalisée permettra aux stagiaires de développer une vision globale de l’animal en tant qu’être vivant, et d'avoir des repères anatomiques claires lors des contentions, ce qui renforce la sensibilité au bien-être animal.
Procédures
Les animaux ne subiront qu'une contention légère. Le geste de contention par animal sera de 1 à 2 minutes. L'animal ne subira pas plus de 5 contentions.
Impact sur les animaux
Les nuisances consistent en un stress léger et transitoire lié à la contention et à la manipulation par des opérateurs en apprentissage.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort après les manipulations de contention, parce que ces mêmes animaux serviront pour les travaux pratiques d'anatomie.
Remplacement
Aucun modèle inerte ne permet à ce jour de reproduire de manière réaliste l'apprentissage de la contention sur animal vigile ainsi que de l'anatomie. Des supports alternatifs (vidéos pédagogiques, démonstrations filmées) sont toutefois utilisés en amont pour familiariser les stagiaires avec les gestes et remplacer ainsi certaines manipulations sur animaux vivants. Le recours à l’animal n’intervient qu’en dernière étape du cursus, lorsque la maîtrise théorique et la préparation technique sont acquises.
Réduction
Le nombre d’animaux est minimisé en travaillant par binôme et en permettant à chaque animal d’être manipulé par plusieurs stagiaires. Par an, 8 lots de 5 animaux (1 lot par formation de 10 personnes). Au total, sur 5 ans, 200 animaux seront utilisés : 50 rats femelles, 50 rats mâles, 50 souris femelles et 50 souris mâles. De plus, les animaux seront des animaux de réforme, ce qui évite l’élevage spécifique d’animaux à des fins de formation. Enfin, ce sont les mêmes animaux qui sont utilisés dans l'apprentissage des gestes de contention qui seront utilisés pour les travaux pratiques d'anatomie.
Raffinement
Les stagiaires sont encadrés en permanence par des formateurs expérimentés, ce qui garantit la qualité et la douceur des gestes de contention. Les animaux sont manipulés dans un environnement calme, et ceci afin de réduire les réactions de stress. Chaque contention sera de courte durée (1 à 2 minutes), La méthode de contention sera modulée selon la réactivité et le niveau de docilité de l’animal. Des périodes de repos de 15 à 20 minutes seront respectées entre deux manipulations d'un même animal.
Choix des espèces
Les espèces choisies correspondent aux espèces manipulées et utilisées dans l'établissement. Les animaux utilisés sont des adultes destinés à la mise à mort due à leur âge.