Enseignement supérieur et formation professionnelle

Élevées vingt-huit jours dans une eau dont la teneur en oxygène est abaissée à 60 % de la normale, des truites arc-en-ciel de 30 grammes sont pêchées par lots à six, douze, vingt-quatre, quarante-huit et soixante-douze heures, puis à quatorze et vingt-huit jours, anesthésiées et tuées pour prélever branchies, cerveau, foie, intestin et muscles. 270 poissons vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Le porteur attend une léthargie passagère et affirme que le taux d'oxygène restera dans des normes comparables à celles d'un élevage de production à forte densité. Les 174 truites qui ne sont pas prélevées retournent dans le circuit d'élevage traditionnel, donc vers la filière alimentaire.

Objectifs

La croissance démographique mondiale, qui devrait porter la population à 9,7 milliards d’habitants d’ici 2050, pose un défi majeur pour garantir un approvisionnement alimentaire durable. L'aquaculture, qui fournit déjà 56% des poissons consommés dans le monde, jouera très certainement un rôle clé dans la réponse à ce défi. Cependant, le changement climatique menace la durabilité de ce secteur, confronté à des phénomènes tels que la hausse des températures, l’acidification et la baisse d’oxygène (appelée hypoxie) des milieux d’élevage. Dans ce contexte, il s'avère essentiel de mieux comprendre comment les poissons réagissent à ces situations de stress. Notre projet s’intéresse à un mécanisme naturel que possèdent les cellules des poissons pour faire face à des conditions défavorables, notamment quand il y a peu d’oxygène dans l’eau. Ce mécanisme, appelé « autophagie médiée par les chaperonnes », aide les cellules à se protéger et à fonctionner correctement. En étudiant ce processus chez la truite arc-en-ciel (le poisson le plus élevé en France), nous espérons mieux comprendre comment elle réagit au manque d’oxygène, quels organes sont les plus sensibles, et si ce mécanisme peut être renforcé. Ces connaissances pourraient ensuite aider à adapter les pratiques d’élevage (alimentation, sélection des poissons, gestion des bassins) pour rendre les poissons plus résistants aux variations de leur environnement. En résumé, ce projet vise à améliorer la santé et la robustesse des poissons d’élevage pour assurer une production durable, dans un monde où le climat change rapidement.

Bénéfices attendus

Les baisses brusques et temporaires du niveau d’oxygène dans l’eau sont difficiles à éviter et peuvent entraîner des épisodes de mortalité massive dans les élevages, un phénomène qui risque de s’intensifier avec la hausse des températures extrêmes induites par le changement climatique. Contraints par leur environnement d’élevage, les poissons n’ont aucune possibilité d’échapper à ces conditions défavorables, ce qui compromet à la fois leur bien-être et leur croissance. Dans ce contexte, il s'avère essentiel de mieux comprendre comment les poissons réagissent à ces situations de stress, afin de développer de nouvelles stratégies d’élevage permettant d’accroitre la robustesse des animaux et garantir une production stable et plus prévisible. Notre projet s’intéresse à un mécanisme naturel que possèdent les cellules des poissons pour faire face à des conditions défavorables, notamment quand il y a peu d’oxygène dans l’eau. Ce mécanisme, appelé « autophagie médiée par les chaperonnes », aide les cellules à se protéger et à fonctionner correctement. En étudiant ce processus chez la truite arc-en-ciel (le poisson le plus élevé en France), nous espérons mieux comprendre comment elle réagit au manque d’oxygène, quels organes sont les plus sensibles, et si ce mécanisme peut être renforcé. Ces connaissances pourraient ensuite aider à adapter les pratiques d’élevage (alimentation, sélection des poissons, gestion des bassins) pour rendre les poissons plus résistants aux variations de leur environnement. En comprenant mieux les capacités naturelles d’adaptation des poissons, ce projet pourrait ouvrir la voie à des méthodes d’élevage plus efficaces et durables, mieux adaptées aux défis climatiques de demain.

Procédures

Les truites de 30 g seront soumises à deux conditions expérimentales distinctes : (i) Une condition standard avec un niveau d’oxygène dissous couvrant les besoins physiologiques des truites et (ii) une condition test dans laquelle la teneur en oxygène sera réduite à 60 % de la condition standard. L’expérimentation se déroulera en deux phases : Lors de la première expérience, les poissons seront élevés pendant 28 jours dans l’une des deux conditions mentionnées. Chaque condition sera testée dans trois bassins indépendants, contenant chacun 60 truites, soit un total de 360 poissons. Les paramètres de survie et de croissance seront suivis tout au long de l’expérience. Pour évaluer la réponse à court et long terme à l’hypoxie, des échantillonnages seront réalisés à différents temps (6, 12, 24, 48 et 72 heures après le début de l’expérience, ainsi que 14 et 28 jours après le début de l’expérience). Lors de chaque prélèvement, 4 poissons par bac seront euthanasiés (soit 12 poissons par condition et par temps de prélèvement), puis des prélèvements seront réalisés sur les branchies, cerveau, foie, intestin et muscles. Lors de la seconde expérience, les truites seront élevées dans les mêmes conditions expérimentales que précédemment. Chaque condition sera testée dans trois bassins indépendants, contenant 30 truites par bassin, soit un total de 180 poissons. À un temps de prélèvement défini sur la base des résultats de la première expérience, 12 poissons par condition (4 par bac) seront euthanasiés afin de procéder au prélèvement du ou des tissus le(s) plus pertinent(s).

Impact sur les animaux

La baisse d’oxygène est susceptible d’induire un stress modéré. Ce stress pourrait entraîner une légère léthargie au début, le temps que les poissons s'habituent, mais cette gêne sera temporaire. Toutefois, le taux d'oxygénation en condition hypoxique sera maintenu dans des normes acceptables et similaires à celles pouvant exister en élevage de production à forte densité.

Devenir

Première expérience : Un total de 12 poissons par condition et par temps de prélèvement seront prélevés et euthanasiés afin de procéder aux analyses prévues sur les différents tissus et atteindre l’objectif de l’expérience. En fin d’expérimentation, les poissons restants seront remis dans le circuit d’élevage traditionnel. Seconde expérience : Un nombre réduit de poissons sera prélevé pour des analyses ciblées (douze poissons par condition, soit quatre par bac), afin de procéder aux analyses prévues sur les différents tissus et atteindre l’objectif de cette seconde expérience Comme pour la première expérience, les poissons non utilisés seront remis dans le circuit d’élevage traditionnel.

Remplacement

La finalité de cette étude est la production de connaissances concernant l'amélioration des conditions d’élevage des poissons dans un contexte de changement climatique. Elle ne peut donc pas être étudiée avec des cellules ou des modèles mathématiques.

Réduction

La réduction est un objectif réel, le nombre de poissons par bassin est calculé à minima, compte-tenu de la variabilité individuelle observée dans les expériences antérieures, tout en maintenant des conditions d’élevage optimales pour les poissons avec une densité adaptée tout au long de l’essai. En effet, nous devons respecter un nombre minimal de poissons pour assurer le bien-être des animaux et éviter les comportements agressifs qui peuvent survenir avec un petit groupe de poissons (relation dominant/dominé). Compte-tenu de ces éléments, le nombre de poissons par bassin pour l’expérience 1 est de 60. Ce nombre tient compte des prélèvements successifs nécessaires tout au long de l’expérimentation et du risque, possible bien que non attendu ou prévisible, que certains poissons présentant un comportement ou un état jugé anormal soient exclus de l’analyse au cours de l’expérience. Pour l’expérience 2, le nombre de poissons par bassin (n=30/bassin) est inférieur à celui de la première expérimentation car un seul prélèvement sera réalisé. Toutefois, afin de garantir une densité d’élevage optimale et d’éviter tout impact sur le bien-être et les performances des poissons, ce nombre a été évalué au minimum requis.

Raffinement

Des conditions d’élevage classiques et optimisées seront utilisées : photopériode naturelle, température stable à 17°C, qualité d'eau optimale avec dégazage (afin d’éliminer l’azote dissous) et, pour la situation contrôle, niveau d’oxygène couvrant les besoins physiologiques des truites. La taille et le type de bassins seront adaptées à la taille des poissons. La densité des truites sera optimale et un nettoyage des bassins sera effectué régulièrement lors de chaque pesée toutes les 2 semaines. Les animaux seront nourris manuellement à satiété visuelle deux fois par jour. Un suivi quotidien du bien-être animal sera évalué à l’aide d’une fiche d’évaluation quantitative du point limite. Au-delà d’un seuil critique déterminé dans la grille d’évaluation, l’animal sera euthanasié via les procédures réglementaires. Pour les échantillonnages, les poissons seront pêchés dans chaque bassin par du personnel habilité et expérimenté, puis anesthésiés, et mis à mort avant la pesée et le prélèvement des tissus. Lors du stress hypoxique, le comportement des poissons sera étroitement surveillé et des points-limites définis pour éviter toute souffrance grave et stopper le test le cas échéant. Aucun signe de stress grave ne devrait être observé à 5 ppm, considéré comme un stress modéré.

Choix des espèces

La truite arc-en-ciel est la première espèce piscicole produite en France et a donc un poids agronomique et commercial important, ce qui en fait un choix privilégié pour cet essai, en plus de son intérêt scientifique pour l’étude des mécanismes de réponse au stress cellulaire. Animaux au stade juvénile. Le but est de se placer dans des conditions de croissance optimales mais aussi de pouvoir récupérer différents tissus en quantité suffisante pour les analyses, ce qui justifie cette période et le poids moyen initial de 30 grammes permettant d'atteindre un poids moyen final d'environ 100 grammes au bout de 4 semaines d’élevage.

Pour former les utilisateurs d'une animalerie aux gestes techniques, 400 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes. Chacune subit jusqu'à trois préhensions et contentions, puis deux à trois injections ou prises de sang espacées de trois jours, sur deux semaines au plus. Le porteur qualifie chaque acte de léger et de très courte durée, et attribue le niveau modéré à leur effet cumulatif sur un même animal. Il indique par ailleurs que les utilisateurs sont d'abord formés sur un modèle de souris en silicone, sans dire ce que le passage sur 400 animaux vivants ajoute à cette étape.

Objectifs

Ce projet a pour but de former tous les utilisateurs de notre structure à la bonne maîtrise des gestes techniques et ainsi réduire le stress et/ou la douleur des animaux utilisés dans les projets de recherche futurs. Avec les formations réglementaires obligatoires, les utilisateurs ont une bonne connaissance des animaux utilisés à des fins scientifiques et cette formation permettra de leur montrer les conditions de réalisations spécifiques et ciblées à leur projet de recherche.

Bénéfices attendus

Ces formations pratiques permettent à l’utilisateur de maîtriser les gestes techniques, d’apprendre les bonnes pratiques pour ainsi réduire le stress et/ou la douleur des animaux utilisés dans leurs projets de recherche. Un animal qui n’est pas stressé et qui est en bonne santé permet d’avoir des résultats scientifiques fiables et de respecter les 3R en montrant les bonnes pratiques. D’où la mise en place de ce type de formation.

Procédures

Chaque souris subira au maximum trois préhensions et contentions (environ 1 minute) et 2 à 3 injections ou prélèvement de sang (durée maximum 1 minute) avec un intervalle de 3 jours minimum, et ce, sur une période de 2 semaines maximum

Impact sur les animaux

Un stress léger pourra être engendré par la préhension et contention (environ 1 minute) afin de procéder aux diverses injections. Une douleur d’intensité légère et de très courte durée peut être ressentie lors des diverses injections (durée maximum 1 minute) ou prélèvement de sang (durée maximum 1 minute). L'effet cumulatif de ces actes sur un même animal entraine des nuisances modérées.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure afin de prélever les organes

Remplacement

L’utilisation du modèle animal est incontournable dans certains projets des équipes du laboratoire. Il n’existe à l’heure actuelle aucun modèle cellulaire permettant de reproduire au niveau immunologique ou physiopathologique bon nombre des observations faites chez l’humain.

Réduction

Aucune approche statistique n’est prévue pour ce projet qui a pour but la formation des utilisateurs dans la structure. Par contre, afin de réduire le nombre d’animaux, des animaux issus des élevages de notre propre zootechnie seront utilisés. De plus, les animaux sont gardés en vie pendant toute la durée de l’entrainement pour en limiter le nombre et limitation du nombre d’animaux par utilisateur

Raffinement

Toutes les mesures sont prises pour réduire au minimum les nuisances. Tout d’abord, les utilisateurs seront formés au préalable sur un modèle souris en silicone. L’utilisation d’anesthésique et analgésique est priviligié lorsque le type de manipulation le permet. Limitation au minimum des temps de contention lors des injections, surveillance accrue après chaque geste et mise en place de points limites précoces afin de prévenir la souffrance animale. Toutefois si les animaux présentent des signes de souffrance irréversibles, la mise à mort constitue alors la seule solution éthique

Choix des espèces

Le modèle souris constitue le modèle choix pour les thématiques étudiées au laboratoire en raison i) de sa génétique bien connue ce qui permet une certaine souplesse dans le choix du fond génétique appropriée aux questions posées, ii) du fort degré de convergence avec les paramètres de l’immunité protectrice chez l’humain Des souris adultes, âgées de plus de 6 semaines seront utilisés. C’est en effet l’âge minimum utilisé dans les projets de recherche

Six gestes d'administration répétés chaque jour pendant deux semaines sur des animaux vigiles maintenus en contention, et trois gestes de prélèvement sanguin : 300 souris et 300 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour prélever leur cerveau. Ces gestes ne répondent à aucune question scientifique, ils entraînent des expérimentateurs à les maîtriser et à valider leur habilitation. Le porteur affirme que cet apprentissage sur des animaux vivants est "indispensable" et ne peut être remplacé, les simulateurs et mannequins ne reproduisant pas selon lui les conditions réelles. Les neuf gestes concernés ne sont jamais nommés, et rien n'explique pourquoi un projet de formation se conclut par le prélèvement de 600 cerveaux.

Objectifs

Pour assurer le bien-être des animaux, la réussite des projets et la qualité des résultats scientifiques, il est crucial que les expérimentateurs soient compétents dans l’exécution des gestes techniques. Cela signifie qu'ils doivent être formés et maintenir leurs compétences au fil du temps, que ce soit pour les employés actuels ou les nouveaux arrivants. Un bon encadrement par un personnel qualifié permet de former les expérimentateurs et d'améliorer le bien-être des animaux en réduisant les erreurs et en augmentant la rapidité des gestes, ce qui limite le stress et la douleur des animaux. Cela garantit également des études fiables et solides, avec suffisamment de données pour les analyses, réduisant ainsi les risques de remettre en question les résultats et d'avoir à faire des études complémentaires, ce qui diminue le nombre d'animaux utilisés.

Bénéfices attendus

L’habilitation des expérimentateurs aux gestes techniques améliorera la qualité et la fiabilité des procédures expérimentales et des résultats, tout en réduisant le nombre d'animaux nécessaires pour les études. Cela permettra d'avoir suffisamment de données pour les analyses, réduisant ainsi les risques de remettre en question les résultats et d'avoir à faire des études complémentaires.

Procédures

Durant ce projet, 6 gestes techniques d’administration et 3 gestes techniques de prélèvement sanguin seront effectués. Les gestes techniques d’administration effectués quotidiennement pendant 2 semaines se feront sur animaux vigiles, les animaux étant si nécessaire maintenus en contention par du personnel qualifié pour limiter les mouvements lors de l’exécution des gestes. Certains gestes techniques d’administration et de prélèvement sanguin seront effectués 1 seule fois sous anesthésie gazeuse. Le temps passé à effectuer un geste technique d’administration ou de prélèvement sur un animal sera de 1 minute maximum.

Impact sur les animaux

Les nuisances subies par les animaux seront temporaires et principalement dues aux administrations répétées et aux prélèvements sanguins effectués. Les animaux ressentiront une légère gêne, ainsi qu'une douleur similaire à une piqûre d'aiguille lors de certains gestes techniques d’administration et de prélèvement. Les animaux vigiles maintenus immobiles pour la réalisation de ces gestes pourront également ressentir un stress léger mais temporaire.

Devenir

A la fin du projet, tous les animaux seront donc mis à mort permettant le prélèvement du cerveau post fixation pour analyse.

Remplacement

L’utilisation d'animaux pour l’acquisition et la maîtrise des gestes techniques par les expérimentateurs est indispensable et ne peut être remplacée par d’autres méthodes. Les simulateurs ou mannequin peuvent compléter la formation de base, mais ne reproduisent pas les conditions réelles nécessaires à l’acquisition des gestes techniques sur des animaux vivants. De tels gestes nécessitent une pratique directe pour observer et appréhender le comportement spécifique à chaque espèce, afin d’assurer la précision de leur réalisation. Selon la réglementation, l’habilitation implique d’acquérir et de valider les compétences sur des animaux, garantissant la qualité des procédures et l’amélioration du bien-être animal. Utiliser des animaux dans un cadre contrôlé minimise les risques de souffrance tout en assurant la maîtrise des gestes techniques avant de les appliquer en recherche.

Réduction

Des animaux utilisés dans des études précédentes seront réutilisés autant que possible, afin de réduire le nombre d’animaux commandés spécifiquement pour la réalisation de ce projet de tutorat et d’habilitation. Cela permettra d’utiliser au maximum les animaux disponibles. Pour ce projet, le nombre minimum de souris et de rats a été choisi pour que les expérimentateurs à habiliter puissent se former, un animal étant utilisé pour la réalisation de plusieurs gestes techniques.

Raffinement

Chaque expérimentateur sera supervisé par un personnel qualifié (tuteur) maîtrisant parfaitement les gestes techniques auxquels les expérimentateurs devront être habilités. L’objectif est de garantir une exécution correcte des procédures expérimentales, minimisant ainsi le stress et les erreurs potentielles d’exécution des gestes sur les animaux. Les animaux seront observés 2 fois par jour en semaine par du personnel qualifié, avant et après l’exécution d’un geste technique, et 1 fois par jour le week-end et jours fériés inclus. Pour gérer la douleur de certains gestes techniques, une anesthésie gazeuse sera utilisée. De plus, un suivi de poids avec au moins 2 pesées par semaine sera réalisé au cours du projet. Si l’atteinte d’un point limite est constatée, l’animal sera euthanasié dans des conditions éthiques.

Choix des espèces

Le rat et la souris étant les deux espèces utilisées dans notre établissement, il est donc primordial que le personnel soit habilité à effectuer les gestes techniques sur ces deux espèces. Nous allons réutiliser autant que possible les animaux d’études précédentes menées dans notre établissement. Les animaux réutilisés seront âgés d’au moins 10 semaines.

Les femelles sont tuées pour qu'on récupère leurs embryons, et les embryons pour qu'on prélève leur cerveau. 964 souris vont être utilisées ainsi, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. 164 femelles gestantes subissent une ouverture de l'abdomen sous anesthésie, jusqu'à quarante-cinq minutes, puis vivent seules en cage de une heure à une semaine, et 800 embryons reçoivent dans le cerveau, à travers un capillaire de verre, une injection que le porteur qualifie lui-même de douleur aiguë et modérée. Sur ce total, 20 femelles et 160 embryons servent à former de nouveaux intervenants aux gestes.

Objectifs

Notre recherche est orientée vers l’étude des maladies du développement du cerveau d’origine génétique. En particulier, l’objectif principal de notre travail est de mieux comprendre, au cours de ce processus complexe de développement, les mécanismes nécessaires à la maturation des cellules souches neuronales en neurones. Ici nous souhaitons comprendre comment le contrôle de la synthèse protéique participe au développement du cerveau. Nous avons récemment mis en évidence un rôle clé des acides ribonucléiques de transfert qui sont des petites molécules adaptatrices de la traduction protéique. Cependant, il reste à étudier comment les voies moléculaires liées à ces molécules adaptatrices contribuent à la génération des neurones. Nous souhaitons donc étudier la teneur en molécules adaptatrices dans les cellules souches neuronales et les neurones à différents stades du développement du cerveau in vivo chez la souris. Pour isoler les différentes populations cellulaires présentes à des stades clés, nous nous appuyons sur une technologie dite FlashTag qui consiste en l’injection, dans les cerveaux d’embryon de souris, d’une molécule fluorescente. En mettant à mort les animaux à des temps variés après injection nous pouvons marquer différentes populations cellulaires dont la date de naissance correspond au stade auquel l’injection a eu lieu. En combinant FlashTag et le tri de cellules basé sur la fluorescence (FACS) , nous souhaitons isoler des populations pures de cellules à différents stades du développement sur lesquelles nous réaliserons un séquençage des acides nucléiques de transfert. Nous avons 3 objectifs : 1. déterminer si, au sein des cellules proneuronales, les quantités d’acides ribonucléiques de transfert varient au cours du développement 2. déterminer si, au cours de la spécialisation de la cellule en neurone, les quantités d’acides nucléiques de transfert sont différentes. 3. déterminer si, au cours de la maturation du neurone, les quantités d’acides nucléiques de transfert varient Au total, un nombre de 144 souris gestantes, soit environ 640 embryons (+512 embryons de stade inférieur aux 2/3 de gestation) seront utilisés dans cette étude. Nous ajouterons 20 femelles et 160 embryons pour la formation de nouveaux intervenants

Bénéfices attendus

Notre étude permettra de comprendre la fonction du contrôle de la synthèse protéique dans le développement du cerveau.

Procédures

164 femelles gestantes vont subir une chirurgie abdominale (laparotomie) unique, réalisée sous anesthésie générale et analgésie. La durée totale de la chirurgie n'excèdera pas 45 minutes. La cicatrisation peut induire une douleur modérée et une plus grande sensibilité aux éventuelles infections. Elles seront par la suite placées dans des cages individuelles, mais auront toujours un contact visuel et auditif avec leurs congénères pour des durées variant entre 1 h et 1 semaine selon l’objectif visé. Les souriceaux (n=640) vont subir une injection dans le cerveau avec un capillaire en verre très fin au stade embryonnaire (entre 1 et 5 secondes) entrainant une douleur aigue et modérée.

Impact sur les animaux

La barrière cutanée des femelles gestantes sera rompue en plusieurs endroits, il en résulte une douleur modérée lors de la cicatrisation et une plus grande sensibilité aux éventuelles infections. Elles seront par la suite placées dans des cages individuelles et de ce fait privées de congénère pendant quelques jours de convalescence, en gardant un contact visuel et auditif, induisant un stress léger. Les souriceaux vont subir une injection dans le cerveau avec un capillaire en verre très fin aux stades embryonnaires (E12, E13, E14, E15, E16 et E17), entrainant une douleur aigue et modérée.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort à la fin du projet. Les femelles sont mises à mort pour collecter les embryons ou après la collecte des nouveaux nés. Les embryons ou nouveaux nés sont mis à mort pour prélever les cerveaux.

Remplacement

L’utilisation de l’expérimentation animale pour nos travaux est rendue nécessaire par la complexité de l’environnement du cortex cérébral qui ne peut pas être recréé par des approches in vitro. Le développement du cerveau est très bien caractérisé chez la souris, ce qui nous permet de déterminer les stades du développement auxquels nous intervenons.

Réduction

Nous garderons à l’esprit notre responsabilité de diminuer au maximum le nombre d’animaux expérimentés tout en atteignant la significativité statistique avec le test adéquat. De plus, certaines expériences seront utilisées dans 2 objectifs : nous pourrons utiliser les données de l’objectif 1 dans l’objectif 2.

Raffinement

Nous prendrons en compte avec la plus grande attention le bien être de nos animaux. L’élevage et la reproduction de nos animaux se font dans un environnement contrôlé permettant une réduction du stress pour l’animal, notamment avec l’ajout de nid et de tunnel dans les cages d’hébergement. L’intervention chirurgicale sera effectuée sous anesthésie générale avec prise en charge de la douleur. Nous vérifions que les animaux mangent, s’abreuvent et se toilettent normalement. La cicatrice au niveau du ventre de la mère et le site d’injection sont surveillés et en cas d’infections importantes à ce niveau, ou de douleur manifeste, les animaux sont euthanasiés immédiatement. Des points limites ont été déterminés et seront appliqués.

Choix des espèces

Nous avons choisi la souris pour comprendre la fonction du contrôle de la synthèse des protéines dans le développement du cerveau. Les étapes du développement du cerveau sont très bien caractérisées chez la souris ce qui nous permet de déterminer les stades auxquels nous intervenons. La chirurgie pratiquée dans ce projet est réalisée en routine au laboratoire sur cet animal. Les femelles gestantes seront utilisées à maturité sexuelle car elles doivent être gravides. Les embryons seront injectés à différents stades du développement du cerveau avec une molécule fluorescente. Ils seront mis à mort à des stades précis, et les cellules fluorescentes triées pour répondre aux questions des différents objectifs : 1. déterminer si, au sein des cellules proneuronales, les quantités d’acides ribonucléiques de transfert varient au cours du développement 2. déterminer si, au cours de la spécialisation de la cellule en neurone, les quantités d’acides nucléiques de transfert sont différentes. 3. déterminer si, au cours de la maturation du neurone, les quantités d’acides nucléiques de transfert varient

Jusqu'à huit instillations oculaires par jour et des injections dans l'œil une à deux fois par semaine sous microscope chirurgical : 740 souris et 740 rats rendus diabétiques vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Au bout d'un mois de diabète, les rats malades ne pèsent plus que 50 à 60 % du poids des rats témoins du même âge, boivent et urinent davantage, perdent leur tonus et se voûtent. Presque tous sont tués à l'issue pour les analyses histologiques, 80 animaux écartés avant l'étude pour un défaut de l'œil pouvant être réutilisés ailleurs. Le porteur retient le rat et la souris pour la rapidité d'apparition des signes de rétinopathie, et annonce un modèle destiné à tester des traitements, dont la mise au point occupera la première des cinq années du projet.

Objectifs

L’objectif du projet est d’utiliser un modèle de rétinopathie chez le rat et la souris diabétique afin de tester l'efficacité de traitements potentiels. La rétinopathie diabétique est une complication du diabète qui atteint l'œil au niveau de la rétine et serait la première cause de cécité avant 65 ans. Le taux élevé de sucre dans le sang entraine une cascade d’évènements qui conduisent à la dégradation des cellules neuronales et des petits vaisseaux sanguins de la rétine. Ces vaisseaux deviennent poreux, ils perdent leur étanchéité ce qui conduit à des hémorragies et des exsudats qui lèsent la rétine. La maladie peut évoluer vers une rétinopathie proliférative avec une production anormale de nouveaux vaisseaux peu fonctionnels, des décollements de la rétine et des saignements dans le vitré. Un œdème au niveau de la macula, zone de la rétine responsable de la bonne acuité visuelle, peut survenir à tout moment et entrainer la perte de la vision. Le diabète a également des conséquences sur la cornée et le cristallin, structures dont la transparence est nécessaire pour la vision. Le projet s'étale sur 5 ans, après une période de mise en place des modèles dans notre établissement pendant la première année, nous estimons que pourront se dérouler des études de test d'efficacité de traitement. Ces études comporteront au maximum 5 groupes de 10 animaux, pour comparer l'efficacité de plusieurs concentrations d'une molécule ou plusieurs molécules entre elles par rapport à un traitement placebo. Nous estimons pouvoir réaliser 2 études par an, pendant 4 ans.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu est de proposer un modèle expérimental pour évaluer l'efficacité de nouveaux traitements des complications du diabète au niveau de la rétine qui sont invalidantes pour les patients et peuvent aboutir à la cécité. La recherche de traitement est en constante évolution, pour intervenir à différents stades de la maladie et préserver au mieux la visions des patients.

Procédures

L’induction du diabète chez les rats et les souris se fait par injection d’un produit qui agit sur le pancréas. Le taux de glycémie sera contrôlé sur bandelette une à deux fois dans l'étude par le prélèvement d'une goutte de sang à la queue de l'animal. Les examens ophtalmologiques qui nécessitent l’immobilisation complète de l'animal seront pratiqués sous anesthésie, ce type d'examen ne dure que quelques minutes. Les administrations de produits se feront soit par instillations (gouttes oculaires), soit par injections. Ces instillations ou injections nécessitent le maintien de l’animal afin de l’immobiliser. Ces procédures sont extrêmement rapides et ne prendront pas plus d’1 ou 2 minutes. Les gouttes oculaires peuvent être administrées plusieurs fois avec généralement une moyenne de 3 administrations et un maximum de 6 à 8 administrations par jour. Les administrations de produit par injection au niveau de l'œil se feront sous anesthésie locale et générale si besoin, leurs fréquences sont plus limitées, une à deux fois par semaine. Ces procédures sont aussi un peu plus longues et nécessitent de placer l’animal sous un microscope chirurgical. Il faudra compter quelques minutes (en général 5 minutes par animal) pour réaliser de telles administrations. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours des procédures expérimentales afin de doser le principe actif du traitement administré ou tout autre marqueur d'intérêt. Ces prélèvements se feront sur animal vigile et le temps nécessaire aux prélèvements ne dépassera pas les 5 minutes par animal.

Impact sur les animaux

Les animaux sont rendus diabétiques, leur glycémie augmente. L’hyperglycémie altère les vaisseaux sanguins et les nerfs avec une répercussion sur différents organes, ce qui peut entrainer notamment des troubles cardiovasculaires, au niveau des reins, et au niveau de l’œil. Les animaux diabétiques ont un besoin de boire et des urines accrus, et perdent du poids. Ils perdent du tonus et prennent un aspect vouté au cours du temps. Les animaux n’ont plus ou peu de gain de poids malgré une consommation d’eau et de nourriture accrue. Au bout d’un mois de diabète, le poids des rats malades représente 50 à 60 % du poids des rats contrôles du même âge, la différence semble moins importante chez la souris qui serait plutôt autour de 80% du poids des souris contrôles non induites au bout d'un mois de diabète. Les examens qui seront pratiqués pour la réalisation du projet ou les administrations de produit par instillations (gouttes oculaires), ou par injections seront rapides (quelques minutes) et ne devraient pas porter atteinte au bien-être de l'animal, elles impliquent le maintien de l'animal manuellement afin de l'immobiliser, cette manipulation est transitoire et sans impact sur sa locomotion future. Certains examens ou administration de produits, notamment au niveau de l'œil, nécessitent l’immobilisation complète pendant plusieurs minutes de l'animal, seront pratiqués sous anesthésie légère. L’animal est replacé rapidement dans son environnement habituel, sans conséquences majeures sur son état, si ce n’est la gêne transitoire due à l’injection de produits. Des prélèvements pourront être réalisés sur animal vigile et la durée de l'action ne dépassera pas les 5 min, le volume sera adapté au minimum pour ne pas nuire à l’animal. Le stress dû au maintien de l'animal, à la piqûre de l'aiguille, une rougeur peut apparaitre au site de prélèvement, ne doit pas impacter le mode vie de l'animal une fois l'action finie.

Devenir

A l'issue de chaque procédure, tous les animaux qui auront suivi la totalité de la procédure expérimentale seront mis à mort pour permettre de réaliser les évaluations ex vivo (évaluations histologiques, dosage de produit...). Pour les études d’efficacité de traitement, les animaux n’ayant pas suivi la totalité de la procédure (estimé à environ 10%, hormis ceux exclus pour cause de points limites) pourront être réutilisés dans d’autres procédures expérimentales compatibles avec l’avis du vétérinaire. Ces animaux sont des animaux qui sont exclus de l'étude en raison d'un défaut anatomique ou physiologique détecté aux examens de baseline au niveau de l'œil avant le début de l’étude. Ces animaux n'auront pas reçu d'induction de la pathologie, ni d'administration de traitement, seulement des examens qui ne sont pas invalidants mais qui potentiellement nécessitent une anesthésie.

Remplacement

Compte tenu des particularités physiologiques et anatomiques de l’organe concerné et l’absence pour l’instant de modèle alternatif pour ce type de projet, nous aurons recours à des animaux. Les lignées cellulaires ou les systèmes alternatifs comme les organoïdes ne permettent d’étudier qu’une partie des mécanismes. L’œil est un organe complexe soumis à de nombreuses interactions. En effet, l’œil est composé de différents tissus (vasculaires, rétinien neuronal, vitréen, cornéen) de physiologie différente soumis aux variations environnementales, aux interactions des tissus et organes voisins. Les souris permettent d’étudier les effets systémiques de la maladie sur les structures de l’œil. Les études in vivo permettent d’observer les réponses physiologiques d’un traitement dans un organisme vivant en tenant compte des pharmaco cinétiques, des métabolites générés. Les souris et les rats permettent de suivre l’évolution de la maladie au cours du temps.

Réduction

Le nombre maximum d’animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction de la distribution théorique rencontrée dans les données bibliographiques et tient compte des variations du métabolisme, de la robustesse des mesures et de notre expérience. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l’efficacité ou non d’un traitement. L'effet d'un traitement sera évalué à l'aide des tests statistiques paramétriques ou non paramétriques suivant la distribution des données, chaque groupe traité sera comparé à celui du groupe témoin. Un calcul de l’effectif sera réalisé avant chaque étape afin d’ajuster et de revoir à la baisse si possible le nombre d’animaux à inclure dans les procédures.

Raffinement

Un suivi quotidien des animaux sera effectué afin de minimiser au maximum l’impact des procédures sur leur bien-être. Les animaux seront hébergés en groupe avec de l’enrichissement adapté à l'espèce. En raison de la polydipsie et de la polyurie des animaux diabétiques, une couche plus épaisse de litière sera déposée dans la cage et elle sera changée plus fréquemment, un biberon supplémentaire sera ajouté ; Les examens non invasifs pour évaluer la pathologie sont semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet ophtalmologique ou en cabinet vétérinaire. Les examens de l'œil qui requièrent un immobilisme de l'animal pourront être réalisés sous anesthésie pour son confort. Afin de réduire le stress de l'animal lors d'examens nécessitant l'immobilisation de l'animal, une administration d'anesthésique sera réalisée. Lors des anesthésies des substituts de larmes sont régulièrement instillés sur les cornées pour éviter le dessèchement, un dispositif est prévu pour éviter l’hypothermie (enceinte chauffante, coussin, ou lampe). Des points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces permettent de limiter une éventuelle douleur à son minimum.

Choix des espèces

L’apparition des signes cliniques recherchés de la rétinopathie est rapide selon les articles de la bibliographie. L’extrapolation à l’homme des effets sur l’œil en est d’autant plus facilitée. Dans la littérature, les rats et les souris ont une sensibilité durable dans le temps à la perméabilisation vasculaire rétinienne en réponse au diabète. Les animaux, rats et souris, seront de jeunes adultes à leur arrivée dans notre animalerie, âgés de 6 semaines minimum à l'induction du diabète conformément aux publications de référence qui servent de base à ce modèle. Ils entrent en étude après une période d’acclimatation d'un minimum de 5 jours.