Procédures modérées

Sept minutes au maximum entre l'anesthésie, l'ouverture de l'abdomen pour y glisser un émetteur, le prélèvement d'un fragment de nageoire et la remise à l'eau : 490 poissons, dont 30 loups de mer, sont capturés à l'hameçon puis opérés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous relâchés là où ils ont été pris. Le suivi de leurs déplacements doit servir à harmoniser la gestion des aires marines protégées entre la France et l'Espagne. Les espèces retenues le sont pour le volume et la valeur commerciale de leur exploitation, et aucune n'est ciblée précisément, la liste couvrant jusqu'à 28 espèces possibles. Le chiffre de 490 marques ne repose sur aucun calcul, le porteur indiquant qu'aucune approche statistique n'a été réalisée et retenant 20 individus par espèce d'après la littérature.

Objectifs

Le littoral pyrénéen abrite une grande diversité d’espèces et d’habitats à forte valeur économique et patrimoniale. Pour préserver cette biodiversité et ses services écosystémiques (pêche, tourisme, loisirs), des réserves marines et des réglementations ont été mises en place. Cependant, ces mesures restent insuffisantes, car elles ne considèrent pas la région comme une unité écologique, ce qui entraîne la surexploitation de certaines espèces. Grâce à la télémétrie acoustique (technologie composée d’émetteurs acoustiques implantés dans le ventre des poissons après un acte chirurgical sous anesthésie, et d’un réseau de récepteurs acoustiques permettant de suivre le déplacement de ces poissons), le projet vise à améliorer la conservation en intégrant les habitats essentiels et en suivant les déplacements des poissons. L’étude inclura de nouveaux habitats (canyons sous-marins, estuaires, récifs artificiels) et le suivi d’espèces emblématiques comme les requins et les raies. Un diagnostic de l’état de conservation des espèces commerciales sera établi, avec une attention particulière aux stades critiques de leur cycle de vie (reproduction, juvéniles). Les poissons marqués et relâchés au plus vite après l’implantation de l’émetteur acoustique permettront d’identifier leurs déplacements et les corridors écologiques qu’ils empruntent. Ces données seront essentielles pour adapter les réglementations et les mesures de gestion à l’échelle régionale et transfrontalière.

Bénéfices attendus

Le but de ce projet est d’améliorer les connaissances sur le déplacement, la biologie et le comportement des populations de poissons. A terme, les résultats de ce projet permettront de comprendre plus précisément l’écologie du mouvement des espèces suivies et de mettre en place une conservation et une gestion harmonisée entre les Aires Marines Protégées de deux pays frontaliers.

Procédures

Chaque animal sera soumis à : 1) une capture par des pêcheurs professionnels affrétés pour cette opération (capture à la palangre dérivante de surface, capture à la canne et au leurre artificiel) avec utilisation d'hameçons sans ardillon pour limiter au maximum tout stress et/ou traumatisme (durée de capture et blessure), 2) un acte chirurgical sous anesthésie pour insérer un émetteur dans la cavité abdominale ou sur le dos du poisson, et 3) un prélèvement d'un petit fragment de nageoire caudale ou pectorale. L'implantation de la marque et le prélèvement du petit fragment de nageoire ne se fait qu'une seule fois par animal ; le temps maximum pour l'anesthésie, l'acte chirurgical, le prélèvement de nageoire, le réveil et le relâcher est estimé à 7 mn maximum.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables attendus concernent : 1) un stress dû à la capture, minimisé au maximum par l'utilisation d'hameçon sans ardillon, 2) une douleur modérée due à l’implantation d'une marque (acte chirurgical sous anesthésie) dans la cavité abdominale du poisson (à son réveil) ainsi que le prélèvement d'un petit fragment de nageoire caudale qui peut générer une très légère nuisance supplémentaire pour le poisson mais n’impacte en rien ses capacités natatoires.

Devenir

Les individus prélevés sont relâchés à l’endroit où ils ont été capturés afin de limiter les perturbations comportementales. Tous les individus seront relâchés directement après l’acte chirurgical une fois correctement réveillés.

Remplacement

Dans le cadre d’une étude destinée à caractériser les mouvements individuels en milieu naturel, il n’est pas possible de faire appel à des méthodes de remplacement. L’apport de la télémétrie acoustique (détection de la présence de poissons marqués à proximité d’un récepteur) devrait permettre l’amélioration des connaissances sur les habitats occupés par les espèces et leurs mouvements, ce qui permettra à terme d’adapter leur gestion de manière cohérente entre la France et l’Espagne.

Réduction

Le nombre d’individus a été réduit au minimum et défini au seuil de la pertinence scientifique et statistique. En l’absence de connaissance sur le niveau de fréquentation spécifique du site ciblé par cette étude, le nombre de 20 individus par espèce a été choisi afin de capturer la majorité des comportements spatiaux à l’échelle d’une zone spécifique. Aucune approche statistique n’a été réalisée afin de définir le nombre d’individus marqués en raison de l’étendue de la zone d’étude (réseau régional à l’échelle de la façade Méditerranéenne France-Espagne) et de la forte mobilité spatiale des espèces concernées en zone hauturière. Mais, en se basant sur la biomasse de ces espèces pêchées en Méditerranée (plusieurs dizaines à centaines de tonnes débarquées par an), l’impact de ce projet sur les populations paraît extrêmement limité. Enfin, en prenant en compte les contraintes de la télémétrie acoustique (ex : probabilité de détection) et la littérature existante, un nombre minimum de 20 individus par espèce est conseillé afin d’intégrer une variabilité naturelle représentative et ainsi garantir la robustesse des analyses statistiques associées aux populations concernées.

Raffinement

Dans le cadre des procédures, plusieurs mesures ont été mises en place afin de limiter la souffrance et le stress des individus lors du marquage, incluant la capture (utilisation d’un engin sélectif en direct, l’hameçon sans ardillon, pour limiter au maximum toute blessure et le temps où l’animal est en phase « capture »), ainsi que des procédures d’anesthésie optimales quand c’est possible (sinon utilisation de l’immobilité tonique et anesthésiant local – voir plus bas) durant les phases pré-opératoire, opératoire et post opératoire. Les individus seront surveillés en permanence de manière régulière avec une attention particulière à la respiration branchiale afin de s’assurer de la bonne oxygénation des animaux. Les individus seront retirés de la procédure dès que les points limites seront atteints. Les points limites sont identifiables à travers le comportement des poissons (activité de nage anormale) ou des signes extérieurs de stress (e.g. couleur de peau, plaies).

Choix des espèces

Le nombre d’espèces capturables sur la zone d’étude étant extrêmement varié, il est proposé dans cette étude de ne pas cibler d’espèces particulières, mais de (1) fournir une liste d’espèces potentielles, (2) limiter le nombre d’individus rentrant dans une procédure à N= 20 et (3) de limiter le nombre de marques déployées à N= 490, soit un équivalent de 28 espèces à N=20 ou N=10 individus par espèce si celle-ci est étudiée dans d’autres projets de télémétrie acoustique dans le Golfe du Lion. Les espèces de cette liste sont des espèces de premier plan en Méditerranée française, tant pour l'importance de leur exploitation (volume) que pour leur valeur commerciale (€). De nombreux aspects du cycle de vie de ces espèces restent inconnus, limitant la capacité des scientifiques à fournir un appui aux gestionnaires pour leur gestion. Pour la majorité de ces espèces, l’acquisition de connaissances sur leur dynamique spatiale est une première étape primordiale pour améliorer leur gestion. La maturité des poissons et des Élasmobranches marins (requins et raies) est très variable d’une espèce à l’autre et est déterminée généralement à partir de la taille. Afin de limiter l’impact sur la population et le choix du stade de développement (mature ou immature) de l’individu susceptible d’être choisi (nécessitant donc la capture, la mesure puis soit le relâcher, soit l’inclusion dans une procédure), des individus matures et immatures seront utilisés dans cette expérimentation. La taille de l’hameçon utilisé permettra juste de limiter la capture d’individus trop petits ou trop gros.

Tester les molécules de clients industriels sur des reins malades occupe 2520 rats et 1620 souris, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les animaux développent une néphropathie spontanément, par diabète ou par lupus, ou bien par induction chimique, puis reçoivent les composés à évaluer au fil de 55 études étalées sur cinq ans. Chaque semaine, ils passent jusqu'à vingt-quatre heures isolés en cage à métabolisme pour la collecte d'urine, subissent une vidange manuelle de la vessie, deux heures d'anesthésie gazeuse pour la mesure de la filtration rénale, des prises de sang et parfois l'implantation d'une pompe osmotique. Le porteur écrit ne connaître "ni la nature ni les effets secondaires possibles" des molécules testées, et retient un modèle de lupus dont la littérature annonce 50 % de mortalité à six mois, en gardant les animaux en vie jusqu'à sept mois.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer l’effet de nouveaux candidats médicaments dans des modèles de néphropathie. Nous pensons réaliser 55 études dans ce projet sur 5 ans.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de tester de nouveaux candidats médicaments pour trouver de nouvelles molécules plus efficaces que les molécules utilisées actuellement pour traiter les patients atteints de néphropathie.

Procédures

Les animaux vont développer naturellement une néphropathie (animaux diabétiques ou ayant le lupus) ou celle-ci sera induite chimiquement. Les animaux vont recevoir des administrations de composés chimiques (inducteur de pathologie ou de candidats médicaments à tester). Ces gestes seront très rapides (moins d’1 minute) et seront réalisés par du personnel compétent pour diminuer tout stress. Les animaux seront mis dans des cages à métabolisme et isolés temporairement de leurs congénères (24H maximum 1 fois par semaine) afin de récolter de l’urine. Une vidange manuelle de la vessie pourra aussi être réalisée (environ 30 secondes pour ce geste sans douleur). Les animaux auront une anesthésie gazeuse afin de pouvoir leur « scotcher » un capteur afin d’évaluer la filtration glomérulaire pendant 2 heures et seront remis avec leurs congénères ensuite. Des prélèvements sanguins pourront être réalisés au cours de l’expérimentation ainsi que des dosages de glycémie à l’aide d’un glucomètre (nécessité d’avoir 1 goutte de sang, geste durant 30 secondes). Les animaux auront une procédure chirurgicale rapide (10 minutes) que s’il y a implantation de pompes osmotiques.

Impact sur les animaux

Nous testons des molécules clients dont nous ne connaissons ni la nature ni les effets secondaires possibles, il nous est, pour cette raison, difficile d’anticiper les nuisances pour les animaux dues aux candidats médicaments. Toutefois, des manipulations, administrations répétées, prélèvements de sang peuvent provoquer du stress, une légère douleur (douleur de l’aiguille). Nous utiliserons des animaux génétiquement modifiés développant spontanément des néphropathies selon le modèle étudié ou nous induirons chimiquement cette pathologie rénale. Les animaux vont donc ressentir les symptômes de cette pathologie à savoir des troubles rénaux (douleur possible) et par conséquent des troubles urinaires.

Devenir

Tous les animaux de l’expérience seront mis à mort et des prélèvements d’organes seront réalisés.

Remplacement

Aujourd’hui il n’existe pas de thérapie pharmacologique efficace pour le traitement des néphropathies. Actuellement, aucun modèle in silico, in vitro ou ex vivo ne peuvent mimer la pathologie dans son ensemble et dans sa complexité. Ces limitations rendent incontournables le recours à l’expérimentation animale pour tester l’efficacité de nouveaux candidats médicaments.

Réduction

Nous avons établi une stratégie d’expérimentation nous permettant dans la mesure du possible, de mesurer la valeur basale de chaque animal (l’animal est son propre contrôle) pour certains paramètres (récolte d’urines via des cages métaboliques, mesure de la filtration glomérulaire qui sont des méthodes non invasives). Cette stratégie permet donc de réduire sensiblement le nombre d’animaux par groupe. Aucun test statistique sera utilisé pour calculer le nombre d’animaux par groupe mais de par notre forte expérience en expérimentation animale et pour ces différents modèles, les publications scientifiques publiées, un nombre minimum de 10-15 animaux par groupe sera utilisé pour avoir des résultats statistiquement différents et fiables selon les modèles. Des tests statistiques seront réalisés pour évaluer la différence entre les groupes

Raffinement

Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et auront une phase d’acclimatation de 3-4 jours minimum avant d’être manipulés. Un enrichissement (type tunnel, igloo, aspen brick, carré de coton…) sera introduit dans l’hébergement des animaux. L’état des animaux (aspect général de l’animal, pâleur, poils hérissés, sales ou toilettage, prostration ou non, difficulté à se mouvoir, plaie…) sera suivi quotidiennement par du personnel compétent afin de s’assurer de leur bien-être et de l’absence de point limite à savoir prostration, perte de poids, difficulté à se mouvoir, s’alimenter, boire, piloérection, présence de blessure, … Les procédures sous anesthésie seront réalisées sur plaque chauffante thermorégulée afin d’éviter toute hypothermie de l’animal. Des analgésiques seront administrés selon les protocoles expérimentaux. Si un animal présentait un point limite, il serait isolé dans un premier temps, soigné, hydraté et mis en présence de nourriture dans la litière si besoin. Si son état ne s’améliorait pas dans les 72h, les expérimentateurs compétents excluraient l’animal de l’étude et réaliseraient une mise à mort.

Choix des espèces

Tous les modèles sont bien décrits dans la littérature chez le rat ou la souris. Certains modèles nécessitent l’utilisation d’animaux particuliers : Modèle de néphopathie lupique : Le modèle choisi pour cette étude est un modèle murin génétiquement modifié. Elles vont développer de manière spontanée une néphropathie cliniquement similaire à ce qui est observé dans la pathologie humaine. Dans la littérature, il est précisé qu’il y a un taux de mortalité de 50 % chez des animaux âgés de 6 mois. A moins que les animaux présentent des signes cliniques nécessitant leur mise à mort, nous les garderons en vie maximum jusqu’à l’âge de 7 mois. Modèle de néphropathie diabétique : Il existe plusieurs modèles diabétiques développant une néphropathie chez le rongeur : certains chez le rat, d’autres chez la souris. Les modèles de néphropathie diabétique chez les souris génétiquement modifiées que nous avons choisis sont largement décrits dans la littérature et leurs caractéristiques sont très proches de la pathologie humaine du diabète de type II. En accord avec ces données et avec l’objectif de notre étude, nous avons choisi ces modèles pour évaluer l’effet de candidats médicaments sur la fonction et les dommages rénaux induits par cette pathologie. Toutefois, la réalisation de ce projet avec des rats rendus diabétiques chimiquement est tout à fait envisageable et dépendra des demandes des clients et de leur préférence. Selon les modèles, différents animaux seront utilisés : - animaux âgés de 7-8 semaines afin d’avoir des animaux sexuellement matures permettant de mimer au mieux les conditions cliniques humaines (lupus) - des rats de 100 -125 g ou 5 semaines au début de l’expérimentation seront utilisés pour un modèle induit chimiquement en accord avec la littérature et notre expérience. - des rats de 90-100 g ou 4 semaines au début de l’expérimentation seront utilisés pour un autre modèle induit chimiquement en accord avec la littérature et notre expérience. - des animaux d’au moins 6 semaines, stade auquel les animaux ont initié un diabète de type II avec une hyperglycémie ainsi qu’une albuminurie, principales caractéristiques de la néphropathie diabétique. Cependant, selon les demandes du sponsor, l’âge des animaux pourra être différent.

768 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, chacune passant par une chirurgie du cerveau de quarante-cinq minutes puis par une quarantaine de séances comportementales, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Après l'injection de vecteurs viraux dans le cerveau, elles enchaînent trente séances d'accès à une solution sucrée, six tests de motivation de quatre-vingt-sept minutes et trois séances où la boisson est rendue amère par la quinine. Les souris de huit cohortes sur douze reçoivent en plus une injection sous-cutanée dix minutes avant chacune de ces trente séances. Le porteur justifie le choix de la souris comme un "compromis phylogénétique", assez proche de l'humain pour valoir modèle et assez éloignée d'espèces qu'il qualifie de "plus sensibles éthiquement", au premier rang desquelles les primates non-humains.

Objectifs

La surconsommation de sucre est à l’origine de nombreuses maladies chroniques et est un enjeu de santé publique. Des travaux ont montré que le sucre exerce ses effets récompensants non seulement par l'intermédiaire des voies gustatives, mais également via des voies post-ingestives (i.e., la signalisation inconsciente provenant de l'intestin et de la veine porte hépatique). Les voies gustatives et post-ingestives induisent la libération de dopamine via le circuit neuronal « noyau caudal du tractus solitaire /aire tegmentale ventrale /striatum ventral », tandis que la voie purement post-ingestive déclenche la libération de dopamine via le circuit « noyau caudal du tractus solitaire /noyau parabrachial dorsolatéral /Substantia nigra pars compacta /striatum dorsal ». Récemment, il a été proposé que la motivation inconsciente induite par les sucres, et détectée par la voie intestin-cerveau, constituerait la principale cause de surconsommation de sucre. Compte tenu des spécificités des différents circuits neuronaux, nous postulons qu'ils ont une contribution différentielle dans le développement de la surconsommation de sucre. Notre hypothèse principale est donc que les deux circuits neuronaux de la voie post-ingestive favorisent la motivation accrue pour le sucre et sa surconsommation compulsive. Notre projet a pour but d’évaluer le rôle de cette voie post-ingestive dans le développement d’une consommation compulsive de sucre. Tout d’abord, nous évaluerons l’impact de la surconsommation de sucrose sur la motivation à consommer le sucre et sur le recrutement de ces circuits neuronaux chez des souris C57BL/6J de type sauvage. Nous testerons ensuite de manière causale les rôles respectifs de ces circuits dans le développement de l’addiction au sucre en combinant des approches d’activation ou d’inhibition sélective des circuits neuronaux et des approches comportementales chez des souris transgéniques. Nous évaluerons l'impact de l’activation et de l’inhibition de chaque circuit sur la consommation de sucre et la motivation. Nos recherches devraient fournir des informations inédites sur le rôle de l’axe intestin-cerveau dans le développement d’une consommation compulsive de sucre.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus du projet sont essentiellement d’ordre scientifique. Le premier bénéfice sera de fournir des informations inédites sur le rôle de l’axe intestin-cerveau dans le développement d’une consommation compulsive de sucre et dans la motivation accrue pour consommer le sucre. Le second bénéfice sera de préciser les différents mécanismes neurobiologiques en jeu. Plus généralement, notre projet pourrait avoir des implications importantes pour les stratégies d'intervention en santé publique. En effet, si notre hypothèse est confirmée, les interventions ciblant la voie post-ingestive implicite devraient être plus efficaces que les interventions standards ciblant des choix conscients pour limiter la consommation de sucre.

Procédures

Toutes les souris seront soumises à une chirurgie stéréotaxique (45 min en moyenne) pour l’injection intracérébrale de vecteurs viraux. Cette chirurgie est effectuée sur couverture chauffante en conditions aseptiques alors que les animaux sont sous anesthésie gazeuse et sous analgésie. L’ensemble des souris seront soumises à différents tests comportementaux : accès différentiel à l’auto-administration orale de sucre (30 séances de 20 min ou de 3h), établissement d’une courbe concentration-réponse (2 séances de 20 min ou 3h), test de motivation (6 séances de 87 min) et test de dévaluation de la boisson sucrée par la quinine (3 séances de 20 min). Enfin, une injection sous-cutanée sera effectuée 10 min avant chacune des 30 séances d’accès différentiel à la solution sucrée et avant le test final de 80 min (Jour 85) pour 8 des 12 Cohortes de souris.

Impact sur les animaux

Les animaux seront testés dans différentes procédures successives dont le degré de gravité principal est léger et qui ne dépassera pas le degré modéré. Bien que toutes les précautions soient prises afin de prévenir ou de minimiser les nuisances au maximum (anesthésie, analgésie anti-inflammatoire, conditions aseptiques, suivi postopératoire…), des nuisances ou effets indésirables peuvent éventuellement survenir suite à la chirurgie stéréotaxique. Les nuisances attendues après la chirurgie comprennent : un possible risque d'inflammation ou d'infection, une apparition de plaies dues à un toilettage excessif de la zone opérée, une perte des points de suture avant cicatrisation complète. Nous n’anticipons pas de nuisances particulières pendant l’ensemble des tests comportementaux qui suivent. Les souris des cohortes 5 à 12 seront soumis à des injections sous-cutanées de façon quotidienne pendant la phase d’accès différentiel et pendant le test final. Les animaux seront sous surveillance quotidienne pour repérer et prévenir tout problème éventuel.

Devenir

A la fin de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés et leurs cerveaux seront prélevés postmortem pour effectuer des mesures d’expression protéiques cérébrales par analyse immunohistochimique.

Remplacement

Ce projet recourt exclusivement à l’utilisation de la souris de laboratoire (Mus Musculus, jeunes adultes, mâles et femelles), sauvages ou transgéniques, vivant en groupe dans un environnement enrichi. Ce recours à l’animal se justifie pour les raisons éthiques suivantes : 1) l’éthique humaine actuelle interdit l’utilisation d’interventions invasives chez l’homme, compliquant ainsi l’étude directe des relations causales entre activité de certains circuits neuronaux et surconsommation de sucre ; 2) il n’existe pas encore de modèles mathématique ou in silico valides et réalistes permettant d’étudier ces relations causales et 3) la consommation compulsive de sucre malgré les conséquences négatives associées est un désordre comportemental complexe qui ne peut pas être récapitulée sur des lignées cellulaires (humaine ou animale) ou tout autre modèle in vitro cellulaire ou subcellulaire.

Réduction

Le nombre d'animaux nécessaire au projet est réduit au minimum. Un effectif final de 10 souris par sous-groupes est un compromis rationnel, compte tenu de l’exigence éthique de réduction du nombre d’animaux et des contraintes expérimentales propres au projet scientifique proposé. Nous devons en effet avoir un nombre suffisant d’animaux en fin d’expérience pour que nos expériences soient concluantes au plan statistique et que la puissance de nos tests soit satisfaisante. Le pourcentage d’attrition moyen est estimé à 15 % en fin d’expérience, l’effectif initial par groupe devra donc être de 12 souris (12-(12x15/100) = 10 souris). Donc le nombre total d’animaux utilisés pour tester les variables du projet sera égal à 768 souris (384 souris mâles et 384 souris femelles). Les résultats seront analysés grâce à des tests statistiques paramétriques. Le seuil de significativité statistique sera fixé à p< 0.05.

Raffinement

Toutes les chirurgies stéréotaxiques (45 min-1h en moyenne par animal) seront réalisées sous analgésie, sous anesthésie gazeuse et en conditions aseptiques sur couverture chauffante. Un anesthésique local sera infiltré sous la peau du crâne au niveau du site d’incision pour prévenir toute douleur locale additionnelle. En fin de chirurgie, l’animal recevra une injection sous-cutanée de sérum physiologique pour favoriser la réhydratation. L’animal sera ensuite placé dans une cage de réveil sur une couverture chauffante jusqu’au réveil avec libre accès à l'eau et à la nourriture. Après le réveil complet, l'animal sera relogé dans sa cage de stabulation avec ses congénères. Les animaux seront sous surveillance quotidienne afin de pouvoir détecter d’éventuels signes d'inconfort, de stress ou de douleur et y remédier rapidement. Nos méthodes d’interventions pour réduire ou supprimer l’inconfort ou la douleur seront gradées. Quand nous constaterons les premiers signes d'inconfort chez un animal, nous mettrons en place des mesures de nursing avec un accès facilité à l’aliment (nourriture posée sur le sol de la cage). Si cela ne suffit pas, l’animal recevra plusieurs doses d’analgésique. L'animal sera aussi réhydraté par injection sous-cutanée de sérum physiologique . Enfin, si cela ne suffit pas au rétablissement de l'animal, celui-ci sera mis à mort sans souffrance. Avant le début des expériences, les souris connaissent une période d’acclimatation de 7 jours, durant laquelle elles sont délicatement manipulés de façon quotidienne. Cette approche permet de limiter le stress des animaux lors du démarrage des procédures en les habituant à la préhension et à la contention. Elles sont également habituées aux cages expérimentales (pendant 2 jours consécutifs, 2h/jour) afin de limiter le stress et l’anxiété.

Choix des espèces

Le choix de la souris de laboratoire constitue une sorte de compromis phylogénétique. Cette espèce est suffisamment proche de l’homme d’un point de vue phylogénétique pour servir de modèle animal valide des phénomènes « d’addiction au sucre » par rapport à d’autres espèces moins sensibles éthiquement (e.g., invertébrés) et en même temps suffisamment éloignée par rapport à d’autres espèces plus sensibles (e.g., primates non-humains). Les espèces invertébrées peuvent être utilisées pour élucider les mécanismes neuronaux ou génétiques de certains comportements alimentaires mais l’organisation nerveuse et comportementale de ces espèces est beaucoup trop éloignée de celle de l’homme pour constituer des modèles animaux valides dans le domaine « des addictions alimentaires ». De plus, la souris transgénique, est un modèle animal unique, nous permettant d’étudier le rôle spécifique de certains neurones dans la surconsommation de sucre, ce qui est irréalisable avec les autres modèles animaux. Les animaux utilisés seront tous de jeunes adultes au début des expériences (plus vieux que 6 semaines). Ce stade du développement correspond à une maturation complète du cerveau et à une stabilisation de la fonction des systèmes neurobiologiques d'intérêt.

Des souris saines sont irradiées pendant dix minutes, sans anesthésie, pour détruire leurs propres cellules souches du sang avant de recevoir celles de souris porteuses de mutations de l'anémie de Fanconi. 540 souris vont ainsi être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent ensuite jusqu'à cinq prises de sang dans la veine de la joue, également sans anesthésie, et le porteur signale perte de poids, diarrhée, mobilité réduite, toilettage négligé et sensibilité aux infections, en particulier si une leucémie se déclare. Toutes sont tuées au plus tard vingt semaines après la greffe pour prélever rate et moelle osseuse, sans que le RNT indique la dose d'irradiation reçue ni la part des animaux qui développeront la leucémie recherchée.

Objectifs

L’anémie de Fanconi est une maladie héréditaire rare, caractérisée par des malformations dès la naissance, et un défaut de la production de cellules sanguines par la moelle osseuse, menant à une quantité réduite de globules rouges, globules blancs et plaquettes dans le sang. Par ailleurs tous les patients ont une tendance très importante à développer des cancers du sang (leucémie) et des cancers solides tels que ceux de la tête et du cou. Cette maladie est causée notamment par des mutations des gènes FANC, qui participent à la réparation de l’ADN. A ce jour, les mécanismes d’évolution de la maladie jusqu’à la leucémie chez les patients atteints d’anémie de Fanconi sont encore incomplètement compris. Nous disposons de plusieurs modèles de souris génétiquement modifiées présentant des mutations des gènes FANC ainsi que d’autres gènes associés à la maladie de Fanconi. L’objectif de notre projet est de développer de nouveaux modèles d’étude et ainsi démontrer que l’association de plusieurs anomalies génétiques liées à la maladie de Fanconi favoriserait une évolution en leucémie en donnant aux cellules Fanconi un risque accru à devenir des cellules cancéreuses.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra d’améliorer les modèles d’étude de la maladie de Fanconi chez la souris, les rendant encore plus proche de ce qui est observé chez l’Homme. Ces nouveaux modèles serviront à mieux comprendre les évènements responsables de l’apparition de cancer du sang chez les patients atteints de la maladie de Fanconi. A plus long terme, ils pourront également être utilisés pour tester des modalités de traitement à la fois de la maladie de Fanconi et de la leucémie qui apparaît chez les patients au cours de leur vie.

Procédures

La mise en place de nos nouveaux modèles d’étude consiste à réaliser des greffes de cellules souches hématopoïétiques (cellules qui lorsqu’elles se développent dans un organisme permettent de produire toutes les cellules sanguines) dans des souris saines. Pour cela, les souris saines seront irradiées (durée 10 min, sans anesthésie) afin d’éliminer toutes leurs cellules souches hématopoïétiques qui seront remplacées par celles issues de souris génétiquement modifiées (ayant des modifications au niveau de gènes impliqués dans l’anémie de Fanconi). Ces cellules souches hématopoïétiques de souris transgéniques seront injectées, quelques heures après l’irradiation, dans la veine de la queue, aucune anesthésie ou analgésie ne sera nécessaire (durée de l’injection : 30 s). Afin de suivre leur expansion et leur différenciation (production de toutes les cellules du sang à partir des cellules souches hématopoïétiques), nous réaliserons des prélèvements de sang au niveau de la veine de la joue une fois par mois (durée : 30s ; sans anesthésie). Sur la durée de l’expérience, chaque souris sera soumise à 5 prélèvements de sang au maximum.

Impact sur les animaux

L’irradiation des animaux, conduisant à l’ablation des cellules immunitaires, peut rendre les animaux plus susceptibles aux infections. Une perte de poids ainsi qu’une diarrhée au cours des 2 premières semaines peuvent être observées. Une perte de poids, une réduction de la mobilité et une négligence du toilettage peuvent être observés chez les animaux suite à la greffe des cellules souches hématopoïétiques issues de souris transgéniques Fanconi, en particulier si une leucémie se développe. Une douleur brève liée au prélèvement de sang réalisé au niveau de la veine de la joue peut être constatée lors des prélèvements mensuels, ainsi qu’un stress lié à la contention de la souris.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés au plus tard 20 semaines après la greffe. Les différents organes (rate, moelle osseuse notamment) seront prélevés afin de réaliser une analyse précise des cellules qui y sont présents.

Remplacement

Notre projet a pour but de développer un modèle murin de maladie de Fanconi, qui vienne reproduire les anomalies du sang (baisse de production, développement de leucémie) observé chez les patients de façon spontanée. D’une part, il n’existe pas aujourd’hui de modèle animal Fanconi reproduisant ces anomalies de façon spontanée. D’autre part, les études in vitro ne permettent pas de reproduire parfaitement les anomalies observées chez les patients. Les capacités très particulières des cellules souches produisant les cellules du sang, notamment leur capacité de divisions vers des cellules spécifiques de lignées (globules rouges, globules blancs ou plaquettes) ou à évoluer vers des cellules cancéreuses, dépendent notamment de leur interaction avec l’environnement où elles se développent. Il est donc indispensable d’utiliser un modèle animal vivant afin de reproduire ces conditions.

Réduction

Nous prévoyons d’utiliser le nombre minimal d’animaux nécessaire pour documenter les variations des paramètres sanguins étudiés. Ce nombre a été déterminé grâce à des analyses statistiques afin d’obtenir des résultats statistiquement significatifs. De plus, nous optimisons au maximum nos expériences pour réaliser le plus d'analyses possibles sur les cellules obtenues à partir d'un même animal (récupération dans une seule expérience d’un grand nombre d’organes du système immunitaire afin de réaliser le maximum d’analyse et de conserver des prélèvements pour des études ultérieures).

Raffinement

Afin de réduire au minimum la douleur et la souffrance qui pourraient être ressenties par les souris, nous prévoyons la mise en place de différentes actions. Tout d'abord, un suivi visuel quotidien (par les animaliers et/ou les expérimentateurs) des animaux sera réalisé, afin de s’assurer du bien-être des animaux, et du bon état de leur environnement de vie (propreté des cages, disponibilité d’eau et de nourriture, enrichissements avec papier kraft, tunnel, buchette de bois). De plus, un suivi clinique des souris sera également réalisé une fois par semaine pour détecter toutes modifications comportementales (interactions sociales, posture, mobilité, respiration) et de l’apparence (poids, pelage, présence de masse tumorale) et éviter les souffrances, douleurs et angoisses. Cela sera réalisé en s'aidant d'une grille d'évaluation du score clinique et des actions seront mises en place de manière graduée en fonction de l'apparition de signes de souffrance. L'administration d'un antalgique sera réalisée en cas de signes de douleur avant l'euthanasie de l'animal si son état se dégrade soudainement.

Choix des espèces

La souris est un mammifère de petite taille dont la génétique et le comportement sont parfaitement connus. Cela permet de mesurer très facilement le bien-être, la souffrance et l'angoisse des animaux et de pouvoir y remédier le cas échéant. De plus, il existe des souris génétiquement modifiées présentant les modifications au niveau de gènes connus pour être altérés chez les patients atteints de la maladie de Fanconi ; ce qui en fait un très bon modèle pour atteindre les objectifs scientifiques du projet proposé. Les souris seront des souris adultes afin de maximiser la prise de greffe comme cela a été décrit auparavant dans la littérature scientifique.

Abrasion de la cornée, instillation d'endotoxines, ablation des glandes lacrymales et instillations d'un conservateur de collyre deux fois par jour pendant une semaine : 168 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur attend les mêmes symptômes que chez les patients humains, picotements, brûlures, larmoiements, sensation de corps étranger et sensibilité accrue à la lumière. L'analgésie s'arrête vingt-quatre heures après la chirurgie, parce qu'au-delà, écrit-il, elle "inhiberait l'évolution du modèle expérimental". La douleur oculaire que le projet veut comprendre est donc aussi celle qu'il faut laisser s'installer chez les souris pour que l'expérience fonctionne.

Objectifs

La douleur oculaire est un symptôme d'alerte en réaction à une inflammation ou un traumatisme, affectant particulièrement la cornée, la sclérotique et la conjonctive. La douleur oculaire est remarquable par la variabilité de l'intensité qu'elle peut générer, allant d'une simple gêne oculaire à une douleur intense, voire insupportable. Les douleurs chroniques de la surface oculaire entraînent, au-delà de la souffrance exprimée par les patients, une réelle altération de leur qualité de vie puisqu'on estime que près de 60 pourcents des patients sont gênés dans leurs activités quotidiennes. Diverses maladies inflammatoires ou infectieuses, des troubles neurologiques et des interventions chirurgicales oculaires peuvent être la cause sous-jacente de douleur cornéenne chronique. Dans les cas pathologiques graves, les lésions des nerfs cornéens peuvent entraîner une sensibilité accrue à la lumière et/ou des douleurs, une altération des fonctions physiques et sociales, une privation de sommeil, une anxiété et une dépression. Le poids des maladies de la surface oculaire, associant des symptômes douloureux intenses, des comorbidités émotionnelles et des altérations psychosociales, nous a conduit à en étudier les mécanismes sous- jacents. Une meilleure compréhension de ces mécanismes est un des enjeux cruciaux pour le développement de stratégies de prise en charge et de thérapeutiques efficaces pour soulager la douleur oculaire chronique.

Bénéfices attendus

L’objectif est de définir, le rôle fonctionnel de ces chimiokines dans les interactions entre les cellules immunitaires et les neurones sensoriels et leurs implications spécifiques dans les mécanismes d'initiation et de maintien des syndromes douloureux au cours de la douleur oculaire. Globalement, ce projet apportera le rationnel pour l'utilisation des antagonistes des récepteurs de chimiokines comme traitement contre la douleur oculaire chronique. Ainsi, nous faisons l'hypothèse que ces chimiokines après une atteinte cornéenne pourraient induire, le recrutement et l'activation de cellules immunitaires localement au niveau de la lésion cornéenne et dans le système trigéminal, et ainsi participer aux mécanismes conduisant à la centralisation et à la chronicité de la douleur oculaire.

Procédures

Trois modèles seront mis en œuvre dans le cadre de ce projet. Le modèle douleur inflammatoire est obtenu par des instillations 2 fois par jour pendant 7 jours d’un conservateur de collyre ; il nécessite la contention pendant quelques secondes de l’animal. Le modèle de douleur lié à une infection est induit par l’abrasion de la cornée effectuée sous anesthésie et analgésie (1 fois, 10 minutes) associé à l’instillation d’endotoxines le jour de l’abrasion lors de la même anesthésie (quelques secondes) et une seconde fois 3 jours après sur animal vigile par simple contention (quelques secondes). Le modèle de sécheresse oculaire est induit par exérèse des glandes lacrymales. Cette chirurgie est effectuée sous anesthésie et analgésie et dure au maximum 15 minutes. Ces modèles reproduisant le contexte de la maladie étudiée sont réalisés sous anesthésie et analgésie dans le respect des normes et recommandations concernant le bien-être animal et l’éthique en vigueur

Impact sur les animaux

Modèles : les nuisances attendues dans les 3 modèles sont celles observées chez l’Homme à savoir, des picotements, des démangeaisons, des sensations de brulure, des larmoiements, la sensation de corps étranger dans l’œil, une sensibilité accrue à la lumière. Ces manifestations sont imputables à la composante inflammatoire de la maladie. Le modèle d’instillation répétée d'un conservateur correspond classiquement aux traitements (collyres) donnés aux patients en clinique humaine. Son application topique sur le long terme est connue en clinique humaine pour être toxique pour la surface oculaire et engendrer des gènes ou des irritation ou brûlure, d’œil sec voir une inflammation d’intensité variable. Dans le second modèle, l’abrasion de la cornée entrainera une douleur post-opératoire. L’instillation de toxine entrainera une inflammation de la cornée et une rougeur de la conjonctive. Chirurgie : la chirurgie qui permet de mettre en place le modèle de sècheresse oculaire entrainera une douleur post opératoire. L'anesthésie durant la chirurgie peut entrainer une détresse respiratoire ou cardiaque, une hypothermie. Les nuisances attendues seront celles observées dans la sécheresse oculaire en clinique à savoir des picotements, des démangeaisons, des sensations de brûlure, de corps étrangers dans l’œil, une sensibilité accrue à la lumière.

Devenir

Tous les animaux sont euthanasiés à l'issue de chaque procédure car les prélèvements d'organes pour analyse post mortem par imagerie sont nécessaires.

Remplacement

À l’heure actuelle, ce projet nécessite l’utilisation d’animaux car aucune alternative in vitro permet : 1) mimer la pathologie de sécheresse et douleur oculaire qui lui sont liées. 2) la complexité et l’interaction des circuits neuronaux mis en jeu (connectant la cornée, ganglions trigéminés et cerveau) ainsi que l’interaction avec l’activité du système immunitaire inné, ne peuvent également être étudier et remplacer par un modèle d’étude vitro. Bien que les questions soulevées par ce projet visent à mieux comprendre les mécanismes physiopathologiques mis en jeu au cours de cette pathologie chez l’Homme, il est d’abord nécessaire d’élucider ces points clés à travers l’utilisation d’un modèle rongeur. De plus, une veille bibliographique réalisée confirme qu’à l’heure actuelle, aucun model in silico n’existe pour répondre à ces questions.

Réduction

Nous utiliserons au maximum 168 souris dans ce projet d’une durée de 5 ans. Afin de respecter la règle de réduction, notre étude portera sur plusieurs structures (cornée, ganglion trigéminal, cerveaux) de chaque animal. Nous utiliserons un nombre limité de souris et de groupes tout en gardant la significativité des résultats via une analyse statistique adaptée. Le choix de faire 4 animaux par groupe, repose essentiellement sur un choix volontaire de « réduction » tout en satisfaisant le critère de reproductibilité. Cette étude présente en grande partie un aspect descriptif de la distribution et de la forme des cellules n'impliquant pas necessairement de test statistique. Dans cette approche nous considérons chaque animal de manière pairée avec son control, mais aussi au sein même d’un animal (œil control vs œil lésé). Néanmoins des tests statisitiques pourront être réalisés sur certaines quantifications à l’échelle de la cellule unique. Le nombre d’image peut être plus ou moins augmenté par animal, ainsi le nombre de point comparés étant très grand nous atteignons largement les effectifs minimaux requis par les tests de calcul de puissance. Cependant nous satisfaisons aux critères de reproductibilité de la manip en faisant 4 fois cette quantification (2 males et 2 femelles traités vs 4 contrôles). D’expérience si aucune différence n’est observée sur ce nombre d’animaux il ne sert à rien d’accumuler des tests. Cette étude par microscopie et cette approche statistique nous permet donc de travailler avec un nombre réduit d’animaux.

Raffinement

Dans le cadre d’une démarche de raffinement nous devons chercher à préserver l’animal de la douleur. Pour cela, les procédures de chirurgie se feront sous anesthésie générale associée à un protocole analgésique en pré-, per- et post-opératoire sur 24h. Au delà de 24h cela inhiberait l’évolution du modèle expérimental et interférerait avec les résultats attendus pour ce projet. Aucun acte ne sera entrepris avant que l’animal ne soit stabilisé pour ses différentes constantes. Si un animal anesthésié lors de l'induction du modèle présentait une détresse respiratoire ou cardiaque ou s’il se trouve en hypothermie, nous procéderons à un arrêt immédiat du protocole en cours. Au delà des 24h post-op, le bien être animal sera évalué à l’aide de points limites établis. Toute observation anormale sera notée dans un tableau des points limites et nous suivrons l’échelle décisionnelle que nous avons définie afin de limiter au maximum la souffrance prolongée. Afin de réduire le stress et l’anxiété, les animaux seront reçus une semaine avant le début des expérimentations. Chaque cage contient au moins un élément d'enrichissement, bâton à ronger ou tunnel en carton. Les enrichissements de nidification (craft, ouate) sont exclus pour réduire les risque de poussière dans les yeux, la litière utilisée a été validée par la structure pour son faible taux de poussière. Les animaux sont hébergés dans les conditions de notre établissement avec température et hygrométrie contrôlée, cycle jour/nuit 12/12, avec au maximum 5 animaux par cages. La surveillance quotidienne du bien-être animal est prise en charge par un personnel dédié au soin et à l’expérimentation. La nourriture et l’eau de boisson sont fournies à volonté.

Choix des espèces

Le développement de modèles précliniques chez la souris est hautement reconnu et utilisé en routine pour la recherche portant sur la douleur oculaire. La souris de laboratoire est l'animal de choix car elle possède les structures oculaires et cérébrales adéquates, et que nous avons accès à tous les outils génétiques requis. Les animaux arriveront à l’animalerie à l’âge de 7-8 semaines et entreront en procédure entre 10 et 12 semaines. Cela permettra de travailler sur des souris adultes tout en évitant des biais liés au changement physiologique de l’animal vieillissant. En effet l’ensemble des procédures de ce projet durant entre 4 à 11 semaines maximum. Les souris auront donc au maximum 23 semaines en sortie de procédure.

L'occlusion d'une artère cérébrale provoque chez chaque souris un infarctus dont elle ne se remettra pas. 696 souris vont être utilisées sur ce site dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, avec des injections en bolus ou en perfusion de trente minutes, une chirurgie pouvant atteindre deux heures et une perfusion intracardiaque finale. Toutes sont mises à mort et leurs tissus prélevés, le porteur indiquant que l'AVC exclut de les garder en vie. Il énumère par ailleurs saignements, œdème cérébral, prostration, paupières closes et troubles de la motricité, puis conclut que les premiers essais "semblent indiquer que les signes cliniques sont modérés".

Objectifs

Les plaquettes sanguines jouent un rôle central dans l’arrêt du saignement en s’accumulant au niveau d’une lésion du vaisseau. Un processus similaire intervient dans la thrombose artérielle dans un vaisseau malade présentant une plaque d’athérosclérose. Suite à la rupture de la plaque, les plaquettes s’accumulent et forment un caillot qui bloque la circulation du sang pouvant entraîner des accidents vasculaires cérébraux (AVC). A l’heure actuelle, il n’y a qu’un seul traitement de l’AVC qui permet de détruire le caillot, combiné ou non à une approche de retrait mécanique du caillot. Ces deux approches doivent être utilisées rapidement après l’apparition des 1er symptômes chez le patient (4h30 pour le traitement et 6h pour le retrait mécanique), ce qui limite fortement le nombre de patients traités. Les antiplaquettaires ne sont pas utilisés dans le traitement de l’AVC car ils augmentent fortement le risque de saignement. Ce projet comprend trois axes d’étude - Axe 1 : caractériser deux modèles d’AVC et confirmer que les plaquettes sont bien impliquées dans le mécanisme de l’AVC. L’ajout de 2 nouvelles lignées de souris, modifiant ainsi le nombre d’animaux, nécessite une modification du projet initial. - Axe 2 : étudier le rôle d’un 1er récepteur plaquettaire dans la restauration du flux sanguin après un AVC. Nous utiliserons des souris génétiquement modifiées qui ne présentent pas ce récepteur pour voir l’impact sur la restauration du flux sanguin. Nous utiliserons également des souris qui présentent ce récepteur dans sa forme humaine pour étudier l’effet d’un traitement ciblant ce récepteur sur la restauration du flux sanguin. Nous utiliserons des souris déficientes pour deux protéines se fixant au récepteur : la fibrine et le fibrinogène ; et nous allons générer des souris avec ce récepteur humain et déficientes pour la fibrine ou le fibrinogène afin d’évaluer s’il y a un impact de l’interaction protéine – récepteur sur la restauration du flux sanguin. - Axe 3 : étudier le rôle d’un 2e récepteur plaquettaire dans la restauration du flux sanguin dans l’AVC. Nous utiliserons 2 agents ciblant la forme humaine de ce récepteur. Pour cela, nous utiliserons des souris présentant la forme humaine du récepteur car nous disposons d’anticorps anti-humaine. Le projet se déroule sur 2 établissements utilisateurs différents (EU1 et EU2).

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet portent sur l’accident vasculaire cérébral (AVC). On pourrait mettre en évidence une réduction des séquelles lors de l’absence du récepteur ou lors d’un traitement ciblant l’un des 2 récepteurs étudiés, sans trop augmenter le saignement. Ce qui ouvrira des perspectives pour de nouvelles indications et de nouveaux essais cliniques. L’obtention de tels résultats pourrait déboucher à long terme sur une amélioration de la prise en charge des patients présentant un AVC et, de ce fait, à une réduction des séquelles à long terme de cette pathologie.

Procédures

Les animaux seront soumis à des injections en bolus ou en perfusion de 30 min (animal anesthésié) (EU1). Les modèles nécessitent des procédures chirurgicales (EU1), celles-ci seront de maximum 120 min et réalisées sous anesthésie générale. Des IRM (EU2) de 30 min à 1h seront réalisés 24 et 72h après avoir induit l’AVC. Une seule chirurgie et une seule IRM seront effectuées sur les animaux. Une laparotomie et une perfusion intra-cardiaque (animal anesthésié) seront réalisées pour permettre une analyse histologie de l’AVC. Ces gestes seront réalisés sur une durée de 20 min (EU1).

Impact sur les animaux

Pour toutes les procédures, une des complications attendues est un impact de l’anesthésie sur le rythme respiratoire (irrégulier ou apnée) ainsi que le risque de saignement au site d’incision ou au site chirurgical. Des saignements ainsi qu’un œdème pourraient être observé suite à la craniotomie. De manière plus spécifique, les souris peuvent avoir des signes cliniques neurologiques pendant les 72h qui suivent l’intervention chirurgicale : modification du comportement (activité réduite, voire prostration), de l’apparence physique (apparence des poils, paupières fermées), de la prise alimentaire et de la motricité (rotation), même si les premiers tests sur ces modèles semblent indiquer que les signes cliniques sont modérés. Des signes de douleur peuvent également apparaitre après l’intervention chirurgicale. Les traitements antiplaquettaires pourraient conduire à des saignements au niveau des plaies chirurgicales. Durant l’imagerie IRM, l’anesthésie pourrait avoir un impact sur le rythme respiratoire (irrégulier ou apnée).

Devenir

A la fin des procédures, tous les animaux sont mis à mort car le développement d’un AVC n’est pas compatible avec un maintien en vie de la souris. Des tissus seront prélevés pour des analyses ultérieures.

Remplacement

L’AVC impliquant un processus particulièrement complexe faisant intervenir plusieurs types cellulaires ainsi que les conditions de circulation du sang (vaisseau, pression artérielle, flux sanguin), il est impossible de substituer la souris par des modèles in vitro. Cependant, tous les traitements utilisés dans cette étude sont soit déjà utilisé en clinique, en essai clinique ou ont été préalablement testés dans des modèles in vitro afin de valider leur effet antithrombotique.

Réduction

Le projet se fera par étapes, comme indiqué dans le déroulé du projet. Le nombre d’animaux utilisés lors de cette étude est réduit au minimum, ce nombre étant fixé à 12 souris/groupe pour l’obtention de résultats statistiquement significatifs.

Raffinement

Une période d’acclimatation de 2 semaines entre l’arrivée des souris à l’animalerie et leur utilisation sera respectée. Aucun geste n’est réalisé sur animal vigile, nous n’avons donc pas prévu d’habituation. Le stress et la douleur de tous les animaux utilisés dans ce projet seront diminués au minimum: • Par l’hébergement dans des cages en fonction des groupes expérimentaux au moins 7 jours avant l’expérimentation. Ces cages seront munies de particules de bois et enrichies avec des carrés de cellulose, bâtonnets de coton, frisure de papier, ce qui leur permet d’organiser leur environnement selon leurs besoins. • Par une habituation au gel nutritif avant l’opération • Par une anesthésie de l’animal avant et pendant la durée de l’opération • Par l’installation de l’animal sur une plaque chauffante afin de lutter contre l’hypothermie pendant la chirurgie. • Par l’injection d’analgésique avant chaque procédure • Par application de gel protecteur sur les yeux lors de l’anesthésie et par injection de sérum physiologique avant la procédure chirurgicale pour assurer l’hydratation de l’animal. • Pendant toutes les expérimentations, les animaux sont surveillés par du personnel entrainé pour vérifier l’absence de signe de douleur grâce à des points limites spécifiques établis pour chaque procédure. Ces points limites permettront de soustraire l’animal aux procédures expérimentales et ainsi limiter sa souffrance et son inconfort. • L’animal est acheminé par nos soins dans une boîte de transport équipée de litière et d’aliment hydraté dans le laboratoire où se trouve l’IRM afin d’y effectuer un examen IRM. Du coton et de la frisure seront rajoutés dans la cage de transport.

Choix des espèces

Chez la souris, les modèles in vivo sont largement répandus et maitrisés, notamment les modèles d’accident vasculaire cérébral (AVC). De plus, les techniques de modifications génétiques ont permis d’obtenir des souris déficientes pour un récepteur plaquettaire, sans fibrinogène ou incapable de former de la fibrine, tout comme des souris exprimant 2 récepteurs humains distincts. Ces souris nous permettent donc d’évaluer le rôle de ces récepteurs/protéines dans la restauration du flux sanguin dans l’AVC afin de mieux comprendre les mécanismes, mais aussi de tester de nouveaux traitements ciblant ces récepteurs humains. Les souris seront utilisées au stade adulte entre 2 et 6 mois. Cet âge correspond à la période utilisant des souris pubères et ne présentant pas encore de vieillissement. Il n’y aura pas d’effet lié à l’âge.

Jusqu'à trente jours de séances quotidiennes la tête fixée, sous une restriction alimentaire qui leur fait perdre 10 à 15 % de leur poids : 764 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles subissent d'abord une chirurgie de trente minutes pour la pose d'un dispositif de maintien de la tête, ou d'une heure et demie pour l'injection d'un vecteur viral et l'implantation d'une fibre ou d'une lentille optique dans le cerveau. Le RNT annonce cette seconde chirurgie "sans effets adverses" tout en décrivant plus loin une douleur post-opératoire modérée et une possible perte de poids. Tout cela vise à comprendre comment une action réfléchie devient une habitude, le porteur affirmant qu'un modèle mammifère s'impose faute de structures équivalentes chez les autres vertébrés.

Objectifs

Le projet vise à comprendre en profondeur le processus d'apprentissage procédural, qui repose sur l'automatisation et l'exécution de séquences cognitivo-motrices complexes, telles que la conduite automobile ou la réalisation de gestes comme attacher ses lacets. Ce processus d'apprentissage se développe à travers de multiples répétitions réussies, progressant ainsi des comportements dirigés vers un but vers l'établissement d'habitudes. Le striatum, une région du cerveau, joue un rôle clé dans cet apprentissage, avec la région dorsomédiane (DMS) associée à l'acquisition des actions orientées vers un but, et la région dorsolatérale (DLS) impliquée dans l'acquisition des habitudes. Les recherches précédentes ont montré que différentes parties du striatum sont impliquées à différentes étapes de l'apprentissage, mais il reste à comprendre comment la mémoire procédurale est transférée entre ces régions lorsque les comportements évoluent vers des habitudes. Pour cela, une exploration longitudinale de la plasticité du réseau striatal est nécessaire, en suivant l'activité électrophysiologique ou en imagerie in vivo des différentes composantes du réseau dans le DMS et le DLS pendant tout le processus d'apprentissage procédural.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à découvrir comment nous apprenons des actions de manière automatique. En utilisant des techniques d'imagerie et d'électrophysiologie, nous allons suivre comment la plasticité synaptique change pendant que nous apprenons. Cela nous aidera à comprendre comment des actions initialement réfléchies et flexibles deviennent des habitudes automatiques, inconscientes. Le projet contribuera à la compréhension de la formation de la mémoire implicite lors d’un apprentissage procédural, ce qui aidera à éclaircir les mécanismes impliqués dans l'automatisation et l'exécution de séquences cognitivo-motrices complexes.

Procédures

Les souris, selon les groupes expérimentaux, subiront ou une chirurgie de courte durée (environ 30 minutes) sous-anesthésie générale pour la pose du dispositif de maintien de la tête, ou une chirurgie d’environ une heure et demi sous anesthésie générale, prévoyant l’injection du vecteur et l’implant de fibre ou lentille optique, sans effets adverses. Toutes les souris vont réaliser une tache comportementale, envisageant un apprentissage procédural (une session par jour pendant 3, 8, 21 ou 30 jours selon les besoins expérimentaux).

Impact sur les animaux

Après intervention chirurgicale, les animaux peuvent éprouver une douleur post-opératoire modérée, pouvant conduire à une éventuelle perte de poids. De plus, la restriction alimentaire entraînant une diminution de poids (entre 10 et 15%), la configuration tête-fixée, les manipulations liées aux enregistrements électrophysiologiques, comme le branchement et le débranchement des équipements, peuvent engendrer un stress chez l’animal.

Devenir

Il est nécessaire de mettre à mort les animaux dans toutes les procédures pour pouvoir effectuer une vérification histologique des aires corticales ciblées

Remplacement

Aucun modèle mathématique ou in vitro n'existe actuellement pour décrire les dynamiques des réseaux de neurones impliqués dans l’apprentissage procédural. Ainsi, l'utilisation d'animaux éveillés s'avère indispensable pour comprendre les mécanismes par lesquels le cerveau sélectionne une stratégie motrice ainsi que pour étudier les plasticités mise en place, au fur et à mesure de l’apprentissage. Pour ce faire, l'emploi d'un modèle animal mammifère est essentiel afin d'obtenir des résultats pouvant être extrapolés à la compréhension du processus d’apprentissage humain.

Réduction

En suivant la même souris à travers plusieurs sessions comportementales, nous parvenons à réduire le nombre d'animaux requis pour obtenir des résultats fiables, tout en atténuant la variabilité inter-individuelle. La méthode d'imagerie 2-photons employée offre la possibilité d'observer simultanément de multiples neurones.

Raffinement

Des éléments d'enrichissement supplémentaires, tels que la présence de sizzled pad et des petites bûches en bois, sont introduits dans la cage d’hébergement des souris. Les conditions chirurgicales (anesthésie, analgésie, asepsie) et les soins post-opératoires appliqués garantissent une prise en charge appropriée pour diminuer toute souffrance de l’animal après chirurgie. La restriction alimentaire est légère, et nous avons élaboré un protocole qui ne requiert pas l'isolement des animaux en restriction, favorisant ainsi leur bien-être social. Pour réduire le stress des animaux lié au dispositif expérimental, nous avons mis en place un protocole d'habituation progressive. De plus, afin d'associer positivement les souris au dispositif expérimental, elles reçoivent des récompenses pendant la phase d'habituation (et également pendant le protocole). L'appareil expérimental employé permet aux souris de se déplacer et de réaliser des tâches de manière active, même lorsqu'elles sont maintenues par la tête, réduisant ainsi le stress lié à cette contrainte. Les lignées transgéniques utilisées présentent un phénotype non-dommageable. Les vecteurs viraux et les protéines exprimées sont utilisés à des fins techniques uniquement (telles que l'imagerie et l'optogénétique) et ne semblent pas avoir d'effets néfastes sur les souris. Par ailleurs, les implants utilisés sont miniaturisés et légers (< 2g avec ciment inclus), et n'interfèrent donc pas avec le comportement normal des animaux. Enfin, une évaluation rigoureuse de l’état de santé et du bien-être des animaux est assurée pendant la durée du protocole experimental, grâce à des points limites pré-établis, qui permettent de définir des actions à prendre, qu’il s’agisse de soins de soutien, du retrait de l’animal du protocole expérimental ou, en cas de souffrance importante non réversible, d'une euthanasie éthique. Les critères d’arrêt associés à ces points limites garantissent une prise en charge rapide et adaptée, dans le respect de la réglementation et des principes de bien-être animal.

Choix des espèces

Il est nécessaire d'utiliser un modèle animal mammifère pour obtenir des résultats potentiellement transposables à l'Homme, car les structures des ganglions de la base ne sont pas présentes, ou sont organisées différemment chez les autres vertébrés (et absentes chez les invertébrés). Parmi les modèles animaux mammifères, l'utilisation du modèle souris permet l'accès aux nombreuses lignées transgéniques indispensables pour notre projet. Les animaux en comportement seront utilisés au premier stade adulte (à partir de 50 jours), ce qui permet d'avoir des taux d'apprentissage élevés, tout en étudiant l'activité des réseaux neuronaux dont le développement post-natal est fini.