Procédures modérées

Dépourvues de système immunitaire pour que les greffons humains ne soient pas rejetés, 600 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un carré de peau de 20 mm de côté leur est retiré sur toute l'épaisseur au milieu du dos, un substitut cutané est suturé dans la plaie, et les pansements sont changés deux fois par semaine sous anesthésie générale. Le porteur attribue un stress à l'isolement en cage individuelle pendant trois à quatre semaines, isolement qu'il impose pour éviter que les souris ne s'arrachent entre elles les greffons. Elles sont tuées par groupes de six, quinze, trente, soixante, quatre-vingt-dix et cent vingt jours après la greffe, pour prélever la peau autour de la zone greffée.

Objectifs

L’objectif de notre projet est d’évaluer la fonctionnalité de différents substituts cutanés afin de sélectionner les formulations qui permettront de favoriser la régénération du tissu cutané, la revascularisation et la repigmentation au cours du temps après réalisation d’une greffe cutanée. Ce projet est la suite de projets précédemment autorisés au cours desquels nous avons évalué les premiers substituts cutanés sur 3 modèles de plaie cutanée différents. Les substituts cutanés sont obtenus à l’aide de la première machine automatisée au monde à produire des greffes de tissu cutané personnalisées pour les adultes et les enfants présentant des lésions cutanées graves, telles que des brûlures profondes. Ce processus innovant implique la croissance d’une nouvelle peau en utilisant les propres tissus de l’organisme comme modèle. Ces substituts cutanés, produits à partir de prélèvements de peau de différents donneurs (enfant, adulte, homme, femme, peau claire, peau sombre), et sélectionnés sur la base de résultats d’analyses préalables, seront greffés sur des souris immunodéficientes afin d’éviter le rejet des greffes, après induction d’une plaie cutanée sur toute l’épaisseur de la peau. Les nouveaux substituts cutanés seront préparés à partir de cellules de peau jeunes, moyennement âgées et très âgées, avec une seule ou plusieurs couches de cellules, et comprenant ou non des cellules pigmentées. Des prélèvements seront effectués à différents temps après réalisation des greffes de substituts cutanés afin d’étudier la fonctionnalité des différents substituts cutanés greffés, les interactions se mettant progressivement en place entre les substituts cutanés et l’environnement de l’hôte, le développement d’un réseau vasculaire, la régénération du tissu cutané à partir du greffon lors de la cicatrisation, et la repigmentation du tissu cutané régénéré. Un ensemble d’analyses seront effectués sur les prélèvements cutanés collectés et permettront de caractériser au cours du temps la fonctionnalité des substituts cutanés, d’appréhender les interactions se mettant progressivement en place au cours du temps entre les substituts cutanés et l’hôte, et de suivre l’évolution des substituts cutanés au cours du temps. Les résultats obtenus permettront de déterminer les paramètres optimaux pour obtenir le substitut cutané idéal en fonction de chaque donneur.

Bénéfices attendus

Les substituts cutanés sont des biomatériaux capables de remplacer une partie de la peau et constituent une alternative précieuse pour la gestion des plaies lorsque les thérapies standards sont un échec. Cependant, sélectionner le bon substitut n’est pas une décision thérapeutique aisée. Aujourd'hui, si les auto-transplantations (donneur et receveur sont la même personne) sont les greffes de première intention pour la couverture des plaies, elles se heurtent à l’écueil d’une disponibilité limité de peau, en particulier dans la prise en charge des grandes brûlures et les procédures restent invasives et douloureuses. Des greffes de tissu "étranger" peuvent pourvoir au remplacement temporaire de la peau, avant de laisser la place à une auto-transplantation. Subsiste évidemment les risques de rejet, douleurs et infection, et la formation de cicatrices. La technologie utilisée pour produire les substituts cutanés que nous allons évaluer va permettre de révolutionner les traitements actuellement disponibles pour les lésions cutanées les plus sévères et plus particulièrement les grandes brûlures. Il s’agit d’un processus innovant impliquant la croissance d’une nouvelle peau en utilisant les propres tissus de l’organisme comme modèle, évitant ainsi toute forme de rejet de cette auto-transplantation, et permettant de produire une surface de nouvelle peau très importante. Il est donc important de tester ces nouveaux substituts cutanés sur des modèles de plaies simples et chroniques représentatifs chez l’animal qui pourront être utilisés par la suite chez l’Homme et ainsi permettre d’améliorer la cicatrisation de grandes brûlures et de larges plaies cutanées.

Procédures

Les souris seront soumises à une procédure chirurgicale pour l’induction de la plaie cutanée et la réalisation d’une greffe de substitut cutané. Sous anesthésie générale, un prélèvement de peau carré de 20 mm de côté sur toute l’épaisseur de la peau sera effectué au milieu du dos et en arrière des omoplates sur l’ensemble des souris. Un substitut cutané sera placé dans le lit de la plaie cutanée et suturé en plusieurs points indépendants. Un traitement analgésique des souris sera administré avant la chirurgie puis après la fin de celle-ci. La chirurgie sera réalisée en 25 minutes environ et ne sera effectuée qu’une seule fois. Les greffes de substitut cutané seront protégées par des compresse et pansement changés 2 fois par semaine, sous anesthésie générale pendant 10 minutes environ, permettant d’effectuer des observations et de scorer différents paramètres au niveau des greffes cutanés. Un suivi quotidien de l’ensemble des souris sera réalisé pendant toute la durée des expérimentations, week-ends et jours fériés inclus. Un maintien des souris greffées en cage individuelle sera nécessaire pendant 3 à 4 semaines maximum après réalisation des greffes cutanées pour éviter qu’elles ne s’arrachent entre elles les compresse et pansement et surtout le greffon cutané. Après régénération tissulaire et cicatrisation complètes, 3 à 4 semaines maximum après réalisation des greffes cutanées, les souris seront replacées à 2 par cage jusqu’à la fin des expérimentations.

Impact sur les animaux

L’induction d’une plaie cutanée pour la réalisation de la greffe cutanée va engendrer une douleur modérée transitoire pendant quelques heures. L’hébergement en cage individuelle des souris greffées, nécessaire tout au long du processus cicatriciel et de régénération tissulaire, soit pendant 3 à 4 semaines maximum, pour éviter qu’elles ne s’arrachent entre elles le greffon cutané, et l’ensemble compresse, pansement et bandes de sparadrap, peut conduire à un stress par la limitation des interactions sociales directes.

Devenir

Procédure expérimentale 1 (seule procédure expérimentale) : les 600 souris seront euthanasiées à différents temps après réalisation de la greffe cutanée, 15, 30, 60, 90 et 120 jours après, avec 6 souris, 3 souris mâles et 3 souris femelles, par temps de prélèvement. Un prélèvement cutané sera réalisé au large de la région greffée pour réaliser un ensemble d’analyses permettant de caractériser sur des temps précoces et prolongés la fonctionnalité et l’évolution de substituts cutanés greffés, processus dépendants de mécanismes complexes (influence du microenvironnement cutané, processus inflammatoire et immunitaire, mise en place de la vascularisation…).

Remplacement

Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet. Il n’est en effet pas possible d’utiliser des modèles in vitro ou ex vivo permettant de caractériser sur un temps prolongé la fonctionnalité et l’évolution de substituts cutanés greffés, processus dépendants de mécanismes complexes (influence du microenvironnement cutané, processus inflammatoire et immunitaire, mise en place de la vascularisation …). L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.

Réduction

Nous ne grefferons que des substituts cutanés sélectionnés sur la base de résultats d’analyses préalables. Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux nécessaire à la réalisation de ce projet mais permettant d’obtenir des résultats prédictifs et représentatifs. Ainsi, 6 souris par temps de prélèvements, 3 souris mâles et 3 souris femelles, seront suffisants. Ce nombre a été déterminé sur la base des résultats des études précédentes obtenus sur différents modèles de greffe cutanée et suivant les mêmes conditions expérimentales. La réalisation de l’ensemble des analyses envisagées sur un même prélèvement cutané permettra également de limiter le nombre d’échantillons et donc d’animaux nécessaires.

Raffinement

Une attention toute particulière sera portée aux animaux lors de la réalisation de la greffe cutanée (traitement pour supprimer la douleur avant la chirurgie, maintien de la température corporelle) puis après réalisation de celle-ci (traitement pour supprimer la douleur après la chirurgie et observations régulières). Les animaux seront observés quotidiennement tout au long de l’expérimentation, leur poids sera mesuré deux fois par semaine à chaque renouvellement de pansement, et si une perte de poids trop importante par rapport au poids maximal est observée ou si des signes d’infection de la plaie greffée ou des modifications du comportement des animaux sont observés, ceux-ci seront euthanasiés dans des conditions éthiques. Les animaux seront placés dans des conditions permettant d’observer leur comportement pendant leur phase d’activité et ainsi respecter leur horloge biologique (chronobiologie). Des bâtonnets de coton seront placés dans chaque cage comme dispositif d’enrichissement pour assurer leur bien-être, et seront remplacés lors de chaque change de litière.

Choix des espèces

La souris est l’espèce animale la plus adaptée pour réaliser ce projet en raison de sa taille et de sa facilité de manipulation permettant d’induire une plaie représentative des plaies à traiter chez l’Homme, et la souche de souris utilisée est dépourvue de système immunitaire, permettant d’éviter les risques de rejet suite à une greffe de peau d’un organisme étranger. Son utilisation est largement décrite dans la littérature scientifique pour les études sur les greffes cutanées et pour le développement de substituts cutanés. Les animaux seront des souris âgées de 6-7 semaines à l’arrivée au laboratoire et de 7-8 semaines pour le démarrage des expérimentations. Cela correspond à l’âge de souris décrit dans la littérature scientifique pour la réalisation d’études sur des greffes cutanées (généralement 6 à 8 semaines).

960 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, chacune recevant une greffe de cellules tumorales puis jusqu'à seize injections de traitement en deux mois. Elles sont anesthésiées pour être placées dans le dispositif qui irradie la tumeur, et toutes sont tuées pour que tumeurs et tissus soient analysés. L'objectif immédiat est de trouver la dose d'un antiviral, le brincidofovir, qui ralentit la tumeur sans l'éliminer, une dose pleinement efficace empêchant de mesurer l'effet de l'association avec la radiothérapie. Le porteur annonce un "changement radical" dans l'administration des radiosensibilisants. La baisse d'appétit, la réduction d'activité et les modifications du comportement social, elles, sont attendues dès la croissance des tumeurs.

Objectifs

Nous prévoyons d'étudier un agent antiviral, pour lequel des études précliniques ont montré qu'il possède des propriétés anti-tumorales et radio-sensibilisantes. L'immunothérapie est devenue un pilier du traitement du cancer, mais son utilisation en association avec la radiothérapie reste limitée. Le projet actuel vise à explorer la synergie potentielle entre ce médicament anti-viral et l'immuno-radiothérapie. Cela pourrait ouvrir la voie à de nouvelles combinaisons thérapeutiques et conduire à un changement radical dans l’administration concomitante de radio-sensibilisants, qui sont restés depuis des décennies bloqués sur des agents relativement anciens et parfois toxiques tels que les dérivés du platine, générant un gain thérapeutique relativement faible (gains de survie souvent de l’ordre de 5 à 10 % par rapport à la radiothérapie seule). Les objectifs de ce projet consistent à : 1-determiner dans un premier temps la dose de médicament permettant d’obtenir un ralentissement de la croissance tumorale sans toutefois induire une élimination totale de la tumeur. Il est à noter qu’il n’y a aucun intérêt à combiner une dose élevée et très efficace de médicament (permettant une élimination totale de la tumeur) avec la radiothérapie, car ceci empêcherait de voir l’effet de la combinaison. De plus, utiliser une très forte dose de médicament pourrait induire des effets secondaires, 2-ensuite, combiner le médicament avec la radiothérapie et l’immunothérapie afin d’évaluer l’effet anti-tumoral de la combinaison, 3-Enfin, comprendre les mécanismes biologiques impliqués en collectant les tumeurs pour réaliser des analyses de cytométrie de flux.

Bénéfices attendus

A travers ce projet, nous visons à minimiser les limitations des thérapies utlisées seules, à améliorer les résultats thérapeutiques et à augmenter la réponse globale des tumeurs en modulant les réactions immunitaires dans le microenvironnement tumoral. Cette stratégie de traitement à multiples facettes non seulement promet d'améliorer les résultats thérapeutiques actuels mais pourrait également nous conduire à développer de nouvelles stratégies de traitement antitumoral plus efficaces. Avec une conception expérimentale et une analyse des données approfondies, ce projet espère fournir une base solide et de nouvelles perspectives pour optimiser les traitements cliniques futurs tout en réduisant les effets secondaires des thérapies en question.

Procédures

Les animaux seront soumis à des injections de cellules tumorales (n=1, 25 secondes) et à des injections de traitements (au maximum 16 injections sur deux mois, durée 25 secondes), sous anesthésie locale. Les animaux vont recevoir une anesthésie générale afin de les placer dans les dispositifs qui permettent la réalisation des irradiations localisées au niveau des tumeurs (n=1, durée 12 minutes en tout).

Impact sur les animaux

Les animaux peuvent subir un stress léger en raison de leur manipulation par l'expérimentateur, lors des procédures expérimentales (telles que les injections, etc.). Les animaux peuvent également ressentir douleur et inconfort légers à modérés lors des injections sous-cutanées pour l'implantation des tumeurs, les traitements de radiothérapie ou les traitements pharmacologiques. En raison de la croissance des tumeurs ou des effets secondaires des traitements, les animaux peuvent présenter des changements de comportement modérés, tels qu'une diminution de l'appétit, une réduction de l'activité ou des modifications du comportement social.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés pour études sur les tumeurs et tissus post-mortem.

Remplacement

Ce projet a pour but d’évaluer l'effet thérapeutique d'un agent antiviral, le brincidofovir, combinés à la radiothérapie et à des immuno-modulateurs sur la réponse tumorale. Ceci exige donc un système immunitaire dynamique complet (composé de toutes les cellules immunitaires) en interaction direct avec le stroma tumoral. L’étude du recrutement et de la réponse des cellules immunitaires dans la tumeur ainsi que leur interaction complexe nécessite le recours à un modèle animal vivant entier et ne peut pas être réalisé in vitro ni in silico.

Réduction

Afin de pouvoir observer des différences qui soient statistiquement interprétables entre les différents groupes de traitements, nous avons besoin d’utiliser des tests statistiques solides et adéquats. Ces tests exigent l’utilisation d’un nombre minimum d’animaux par groupe. Afin de réduire au minimum le nombre d’animaux à utiliser nous permettant d’atteindre les objectifs du projet, nous avons réalisé une analyse statistique a priori, afin de calculer le nombre d’animaux nécessaires pour détecter des différences significatives pour chaque procédure expérimentale. De plus, notre expertise dans le domaine de la radiobiologie ainsi que les données de la littérature nous permettent de réduire les conditions expérimentales et donc réduire le nombre d’animaux. Le critère de jugement principal pour le calcul de puissance est la taille tumorale . Ce critère est aussi utilisé pour la randomisation des animaux. La randomisation est réalisée de façon à avoir la même moyenne taille tumorale dans chaque groupe de traitement. Ce plan d'étude et cette méthodologie stricts vont nous permettre d'avoir des résultats fiables et valides sur le nombre minimum d'animaux nécessaires.

Raffinement

Toutes les manipulations expérimentales seront menées en veillant à adhérer aux normes les plus élevées pour minimiser la douleur et le stress chez les animaux. Une anesthésie adéquate sera utilisée pendant les expériences. Les conditions d'hébergement des animaux seront optimisées, en fournissant l'environnement et la nourriture nécessaire. Leur environnement sera enrichi avec du coton ou des maisons en carton afin de diminuer leur angoisse. Le comportement et l'état de santé des animaux seront surveillés quotidiennement, pour identifier et traiter toute anomalie. Les souris seront élevées en groupe pour minimiser le stress de l'isolement. Une pesée sera effectuée régulièrement. Les points limite précoces définis seront strictement appliqués.

Choix des espèces

La souris est l’espèce animale de référence pour les études de radiobiologie et des réponses immunitaires pendant le développement tumoral. La physiologie et la génétique de la souris sont de mieux en mieux connues et de nombreuses études ont déjà validé des découvertes faites chez la souris en les appliquant pendant des essais cliniques, ce qui facilite le transfert des résultats obtenus chez la souris en clinique. Les souris seront utilisées à un âge de 8 ou 9 semaines, âge auquel les souris sont suffisamment matures.

Pour comparer la durée de la gestation entre deux lignées génétiquement modifiées, 128 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Les femelles gestantes passent deux échographies sous anesthésie gazeuse, restent isolées quatorze jours sous surveillance vidéo, puis reçoivent une injection intrapéritonéale d'anesthésique avant une ponction sanguine sous la mâchoire et l'ouverture de l'abdomen pour prélever les embryons et le liquide amniotique, juste avant leur mise à mort. Le porteur range parmi les effets attendus le stress lié à la manipulation et à l'isolement, ainsi qu'une douleur légère due aux anesthésies. Il affirme qu'aucun modèle alternatif ne permet d'étudier la durée de la gestation et ses déterminants génétiques.

Objectifs

Les anomalies de la durée de la gestation compliquent plus d’un quart des grossesses dans l’espèce humaine. La prématurité est la première cause d'évènements indésirables et de mortalité périnatales dans les premières années de vie, et de handicaps dans la petite enfance. Le dépassement du terme est associé à une incidence accrue de morts-nés et de fragilité fœtale, ainsi qu’à un taux accru d’accouchements par césarienne qui sont associés à un risque plus élevé de complications médicales chez la mère. Chez la souris, les lignées de laboratoires présentent des différences de durée de gestation qui sont génétiquement fixées. Nous utiliserons deux lignées de souris génétiquement modifiées pour étudier les différences de durée de gestation entre plusieurs lignées de souris. Ces études permettront de mieux comprendre le rôle de certains gènes dans la durée de la gestation, dans la prématurité et le dépassement de terme.

Bénéfices attendus

L’étude d’un contrôle génétique de la durée de la gestation chez la souris nous permettra de mieux connaitre les mécanismes de l'accouchement. Une meilleure connaissance de ces mécanismes pourrait permettre d’identifier des déterminants du déclenchement du travail dans l’espèce humaine, de mieux comprendre la physiologie de l’accouchement à terme et la physiologie de l’accouchement prématuré. , et éventuellement d'ouvrir de nouvelles pistes thérapeutiques pour ces pathologies de la grossesse humaine.

Procédures

Echographie sous anesthésie générale gazeuse, d'une durée de 5 mn (2 échographies pendant la gestation/ animal) Anesthésie générale par injection intrapéritonéale d'anesthésique (15 sec/souris), puis prélèvement sanguin par ponction sous-mandibulaire (

Impact sur les animaux

Stress du à la manipulation et à l’isolement. Douleur légère et stress dus à l'anesthésie gazeuse lors des échographies et aux injections intrapéritonéales d'anesthésiques.

Devenir

Mise à mort des animaux pour prélèvement d'organes et de sang

Remplacement

Il n’existe pas de modèle alternatif pour étudier la durée de la gestation et ses déterminants génétiques.

Réduction

L'utilisation de lignées modifiées génétiquement permet de beaucoup réduire le nombre d'animaux utilisés, par rapport à une approche par croisements entre lignées. De plus, tous les animaux des lignées seront utilisables. L'échographie permet de détecter précocément la gestation et de réduire le nombre d'animaux à utiliser. Les données de la littérature permettent de réduire le nombre d’animaux pour la comparaison des durées de gestation. Des tests statistiques seront réalisés pour analyser les données. L'étude sera réalisée en deux phases afin de valider dans un premier temps notre hypothèse sur le rôle d’une séquence d’ADN sur la durée de la gestation. La 2ème phase, qui nous permettra d’explorer en profondeur les mécanismes impliqués dans la mise-bas, ne sera nécessaire que si l'hypothèse est validée dans la première phase de l'étude.

Raffinement

Les animaux disposeront d'enrichissement. Les durées d'isolement des animaux seront réduites au maximum. L'échographie et les procédures sous anesthésie générale permettront de limiter la souffrance et le stress des animaux. La vidéo infrarouge en continu permettra également un suivi sans perturber les animaux. Des points limites ont été définis entrainant une mise à mort anticipée si nécessaire.

Choix des espèces

La souris est déjà utilisée comme modèle de la gestation humaine dans plusieurs articles, notamment au moment de la parturition et pour les questions relative à l'immunologie de la gestation . Les modèles murins sont très activement utilisés par la communauté scientifique internationale pour l'étude de la prématurité ainsi qu'attesté par de nombreuses revues récentes dans la littérature. Les souris âgées de 8 semaines seront utilisées pour les croisements : souris jeunes, sexuellement matures, n'ayant encore jamais développé de gestation.

Soumises à une chirurgie d'une heure au maximum pour déclencher la formation d'un caillot dans une artère, 200 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles reçoivent jusqu'à six injections sous la peau et une injection derrière l'œil sous anesthésie, le porteur indiquant que des saignements oculaires peuvent apparaître après l'administration des antiplaquettaires et que le caillot peut migrer et provoquer un accident vasculaire cérébral chez la souris. L'objet du projet est de suivre l'évolution d'un caillot occlusif sur un jour puis sur une semaine et de tester des molécules ciblant les plaquettes. Les retombées annoncées pour les patients sont renvoyées au long terme, quand la carotide et le cerveau de chaque souris sont prélevés après sa mise à mort.

Objectifs

L’hémostase est le processus biologique assurant l’arrêt des saignements. Elle implique notamment les plaquettes sanguines, qui, suite à une lésion du vaisseau, vont former un agrégat, appelé clou plaquettaire, qui limite le saignement. Un processus similaire intervient lors de la thrombose artérielle qui survient dans une artère malade présentant une plaque d’athérosclérose. Suite à la rupture de cette plaque, les plaquettes forment un agrégat pouvant entrainer des pathologies graves comme un accident vasculaire cérébral (AVC). Dans certains cas, l’agrégat peut boucher le vaisseau ce qui stoppe totalement la circulation sanguine. Le but de ce projet est de mieux comprendre l’évolution d’un agrégat occlusif au cours du temps, sa sensibilité à des traitements contre les plaquettes ainsi que sa potentielle évolution vers un AVC.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet sont de mieux comprendre l’évolution d’une thrombose occlusive ainsi que d’étudier l’impact du ciblage de différents récepteurs plaquettaires sur celle-ci. A long terme, cela nous permettra d’améliorer la prise en charge des patients présentant une thrombose artérielle occlusive et de réduire les séquelles à long terme de cette pathologie, comme l’AVC ischémique.

Procédures

Le modèle nécessite une procédure chirurgicale pour induire la thrombose, celle-ci sera de maximum 60 min. Les animaux seront soumis à des injections sous-cutanées (maximum 6) et rétro-orbitales (maximum 1) (animal anesthésié).

Impact sur les animaux

Une des complications attendues est un impact de l’anesthésie sur le rythme respiratoire (irrégulier ou apnée). Des saignements pourraient apparaitre au site d’incision ou site chirurgical. Des signes de douleur peuvent également apparaitre après l’intervention chirurgicale, notamment au niveau du site chirurgical. On pourrait observer des saignements au niveau de l’œil suite à l’administration des traitements antiplaquettaires. De plus, le thrombus pourrait emboliser et entraîner un accident vasculaire cérébral (AVC) chez la souris.

Devenir

Les souris sont mises à mort à la fin de la procédure afin de récupérer la carotide et le cerveau pour réaliser des analyses histologiques.

Remplacement

L’objectif de ce projet est d’étudier l’évolution d’une thrombose occlusive au cours du temps ainsi que le rôle de différents récepteurs plaquettaires. La pathologie étudiée, la thrombose artérielle, étant un processus particulièrement complexe faisant intervenir plusieurs types cellulaires (plaquettes, globules rouges, globules blancs) ainsi que les conditions hémodynamiques (vaisseau, pression artérielle, flux sanguin), les modèles in vitro ne sont pas assez sophistiqués pour reproduire toute la complexité de ce processus. De plus, nous ne disposons pas à l’heure actuelle de modèle de thrombose occlusive in vitro. Nous souhaitons également évaluer l’évolution du thrombus sur de longue période (1j et 1 semaine), ce qui est impossible in vitro du fait que le sang doit être utilisé dans les 4h suivant son prélèvement.

Réduction

Le projet se fera par étapes, comme indiqué dans le déroulé du projet. Le nombre d’animaux utilisés lors de cette étude est réduit au minimum, ce nombre étant fixé à 10 souris/groupe pour l’obtention de résultats statistiquement significatifs. Les effectifs sont calculés par des tests statistiques adaptés, le critère recherché est la comparaison de moyennes.

Raffinement

Une période d’acclimatation de 2 semaines entre l’arrivée des souris à l’animalerie et leur utilisation sera respectée. Aucun geste n’est réalisé sur animal vigile, nous n’avons donc pas prévu d’habituation. Le stress et la douleur de tous les animaux utilisés dans ce projet seront diminués au minimum: • Par l’hébergement dans des cages en fonction des groupes expérimentaux 3 jours avant l’expérimentation. Ces cages seront munies de particules de bois et enrichies avec des carrés de cellulose, bâtonnets de coton, frisure de papier, ce qui leur permet d’organiser leur environnement selon leurs besoins. Les animaux sont entre 2 et 5 par cage afin d’éviter le stress causé par l’isolement. • Par une habituation au gel nutritif 3 jours avant l’opération • Par une anesthésie de l’animal avant et pendant la durée de l’opération • Par l’installation de l’animal sur une plaque chauffée à 38°C afin de lutter contre l’hypothermie pendant la chirurgie ainsi que son réveil en boite thermostatée à 37°C • Par l’injection d’analgésique et d’anesthésique local avant chaque procédure en sous-cutanée et également appliqué sur l’œil après injection intraveineuse. • Par application de gel ophtalmique sur les yeux lors de l’anesthésie afin de les protéger, et par injection d’1 mL de sérum physiologique à la fin de la procédure chirurgicale pour assurer l’hydratation de l’animal en plusieurs points d’injection (au moins 2). Pendant toutes les expérimentations, les animaux sont surveillés par du personnel entrainé pour vérifier l’absence de signe de douleur grâce à des points limites spécifiques établis pour chaque procédure. Ces points limites permettront de soustraire l’animal aux procédures expérimentales et ainsi limiter sa souffrance et son inconfort.

Choix des espèces

La souris est un animal pour lequel les modèles d’études in vivo sont largement maitrisés et caractérisés, notamment les modèles de thrombose artérielle. De plus, les techniques de mutation ont permis de générer des souris exprimant certains récepteurs plaquettaires humains, permettant ainsi de tester de nouveaux traitements de la thrombose artérielle. Les souris seront utilisées au stade adulte entre 2 et 6 mois. Cet âge correspond à la période utilisant des souris pubères et ne présentant pas encore de vieillissement. Une exception sera faite pour un type de souris car leur carotide est plus grosse à âge égal, elles seront utilisé à 1 mois afin de générer une thrombose suffisante.

Le choix de l'espèce et du modèle dépend des demandes des clients : 3 151 souris et 3 151 rats, soit 6 302 animaux non-humains, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour prélèvement des ovaires, du cerveau, du tissu adipeux et de l'utérus. Le syndrome des ovaires polykystiques est induit par létrozole ou par exposition hormonale avant la naissance, avec régime gras jusqu'à dix semaines, ovariectomie de trente minutes, frottis vaginaux quotidiens et administrations deux fois par jour. Les nouveau-nés mâles, écartés du protocole, sont réorientés vers l'apprentissage de gestes techniques. Le porteur écrit qu'aucun test statistique n'a servi à dimensionner les groupes, fixés à huit animaux par comparaison avec des publications.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer les effets de candidats médicaments dans un modèle mimant le syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) chez le rongeur.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de tester de nouveaux candidats médicaments pour trouver de nouvelles molécules plus efficaces et avec moins d’effets secondaires que les molécules utilisées actuellement pour traiter les patients atteints du syndrome des ovaires polykystiques. En effet, actuellement, les traitements utilisés sont uniquement symptomatiques et l’évaluation de candidats médicaments traitant la pathologie dans son ensemble (origine du dysfonctionnement hormonal) serait bénéfique.

Procédures

Les animaux pourront recevoir des traitements de candidats médicaments et de létrozole par différentes voies d’administration pendant maximum 10 semaines de façon biquotidienne pour les voies per os, sous-cutanée et intrapéritonéale et de façon quotidienne pour les voies intraveineuse et intramusculaire. Pour le modèle hormonale, les femelles gestantes recevront des traitements hormonaux pendant 3-5 jours par voie sous-cutanée ou intrapéritonéale. Les administrations étant réalisées par du personnel expert, ces gestes dureront de 30 sec à 1 min environ. Les nouveau-nés ne seront manipuler qu’au moment du sevrage pour pouvoir différencier les mâles des femelles. Les animaux seront pesés régulièrement et pourront être mis sous régime gras type « high fat » pendant maximum 10 semaines, subir une ovariectomie selon le protocole expérimental (environ 30 minutes de chirurgie). Des frottis vaginaux seront réalisés afin de connaître le cycle oestral des animaux, au maximum un frottis quotidien. Il faut environ 30 sec pour faire un frottis par animal. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours de l’étude avec de petits volumes (1 goutte pour le glucomètre pour les analyses de tolérance au glucose ou à l’insuline prélevée à la queue de l’animal) ou des volumes un peu plus importants pour les études de pharmacocinétique (queue ou rétro-orbital ou submandibulaire…). Un prélèvement sanguin de petit volume durera environ 30 sec 1 minute. La fréquence et le volume dépendront des demandes. Cependant, les prélèvements seront effectués en concertation avec le responsable éthique de l’entreprise et en total respect de la réglementation internationale et européenne. Un prélèvement sanguin terminal plus important sera réalisé sous anesthésie ou sédation (environ 1 min pour prélever le volume terminal). Des tissus (ovaires, cerveau, tissu adipeux, utérus...) seront prélevés à la fin de l’expérimentation.

Impact sur les animaux

Les contentions et administrations de substances répétées pourront générer du stress chez les animaux. De plus, certaines étapes du protocole pourront entraîner une douleur légère ou modérée (au point d’injection de l’aiguille, lors des chirurgies d’implantation de pellets ou d’ovariectomie). Nous testons des molécules clients dont nous ne connaissons ni la nature ni les effets secondaires possibles, il nous est, pour cette raison, difficile d’anticiper les nuisances pour les animaux dues aux candidats médicaments.

Devenir

A l’issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés car des prélèvements tissulaires post-mortem seront réalisés.

Remplacement

Aujourd’hui il n’existe pas de thérapie pharmacologique efficace pour le traitement du syndrome des ovaires polykystiques. Actuellement, aucun modèle in silico, in vitro ou ex vivo ne peuvent mimer la pathologie dans son ensemble et dans sa complexité. En effet, aucun de ces modèles ne peuvent mimer le dysfonctionnement hormonal de cette pathologie en tenant compte des différents organes intervenants et des multiples hormones, sachant que le paramètre hormonal est primordial pour cette pathologie. Ces limitations rendent incontournables le recours à l’expérimentation animale pour tester l’efficacité de nouveaux candidats médicaments.

Réduction

Nous avons établi une stratégie d’expérimentation nous permettant, dans la mesure du possible, de mesurer la valeur basale de chaque animal pour les paramètres sanguins (l’animal est son propre contrôle). Cette stratégie permet donc de réduire sensiblement le nombre d’animaux par groupe. Ce modèle étant nouveau pour nous, une ou deux études pilotes pour mettre au point le modèle seront nécessaires dans un premier temps (test sur un nombre restreint d’animaux). Aucun test statistique pour déterminer la taille des lots n’a été fait mais en considérant la variabilité interindividuelle des animaux (et en accord avec ce qui a déjà été publié par des équipes scientifiques et leurs résultats obtenus) nous conduit à dimensionner les groupes de traitement avec des effectifs de 8 animaux par groupe afin d’envisager des différences statistiquement significatives entre les groupes de traitement. Ce projet nécessite l’utilisation de femelles gestantes et seuls les nouveau-nés femelles seront gardés pour la suite des procédures expérimentales. Les nouveau-nés mâles pourront être utilisés pour d’autres dap (formation aux gestes techniques par exemple), permettant ainsi de diminuer l’utilisation du nombre d’animaux. Ce projet étant nouveau, il nous semble que 3 études par an soit une estimation raisonnable par rapport à nos autres modèles et aux demandes de nos clients.

Raffinement

En accord avec la règle de raffinement, les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie générale avec maintien de la température corporelle via l’utilisation de plaque chauffante thermo-régulée. Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et un enrichissement sera introduit dans l’hébergement des animaux. L’état des animaux sera suivi quotidiennement par du personnel compétent afin de s’assurer de leur bien-être et de l’absence de point limite à savoir prostration, perte de poids, difficulté à se mouvoir, s’alimenter, boire, piloérection, présence de blessure, … Pour chaque intervention chirurgicale, les animaux sédatés seront placés sur des plaques chauffantes thermorégulées afin d’éviter toute hypothermie et recevront un analgésique (type buprénorphine) afin de limiter la douleur post-opératoire et un gel ophtalmique sera utilisé. Après chaque intervention chirurgicale, une attention particulière sera apportée sur le réveil des animaux et l’absence d’agressivité vis-à-vis de leurs congénères. Nous avons établi des points d’intervention afin de limiter la douleur à son minimum : • Addition d’Aspen brick, de carré de coton, de tunnels et d’igloos en cas de bagarres entre animaux et séparation du dominant pendant quelques jours si nécessaire, • Mesure du poids des animaux régulièrement, • Arrêt des traitements en cas de perte de poids ≥ 20% du poids initial. Nous avons établi des critères qui mettront fin à l'expérimentation si nécessaire : • Altérations des fonctions normales (impossibilité d’uriner, de se nourrir, de s’alimenter, se mouvoir…), • Présence d’une souffrance/douleur (vocalisation, perte d’appétit, piloérection, prostration…), • Perte de poids ≥ 20% du poids initial sur 72h, Si l’état général de l’animal ne s’améliore pas et qu’aucune solution ne peut être apportée, ce dernier serait euthanasié.

Choix des espèces

Selon le mécanisme d’action et la cible du candidat médicament, le rat et/ou la souris pourront être utilisés. Le choix du modèle utilisé sera dépendant des demandes clients car les modèles SOPK induits par le létrozole ou par exposition hormonale prénatale sont bien décrits dans la littérature chez les deux espèces. Le SOPK débutant à l’adolescence lors de la puberté, ce modèle pourra être induit sur des animaux adultes ou prépubères (3 semaines) pour le modèle létrozole. De ce fait, nous utiliserons des animaux âgés d’au moins 3 semaines (animaux livrés avec leur mère car le sevrage ne sera pas terminé). Pour le modèle d’exposition prénatale aux hormones, nous utiliserons des femelles gestantes de 2-3 mois et les nouveau-nés femelles âgés de 21 jours minimum.

Jusqu'à sept prélèvements de sang sous anesthésie générale dans la même journée, puis un tous les deux jours pendant deux semaines : 45 macaques à longue queue âgés de deux à trois ans vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque séance impose une mise à jeun la veille, et la tête est fixée par les oreilles dans un cadre stéréotaxique pour l'injection entre les vertèbres. Tous sont tués par thoracotomie et perfusion intracardiaque, pour cartographier la distribution du traitement dans le système nerveux et les organes. Le porteur justifie le passage au macaque en indiquant que les résultats obtenus chez la souris ne prédisent pas la dose efficace chez l'être humain, et retient des animaux jeunes parce que les maladies visées touchent enfants et adolescents.

Objectifs

L’amyotrophie spinale avec épilepsie myoclonique progressive (SMA-PME) et la maladie de Farber sont des maladies ultra-rares liées à des mutations héréditaires qui affectent le fonctionnement d’une enzyme, la céramidase. Le dysfonctionnement de cette enzyme entraine l’accumulation d’un lipide, la céramide dans les cellules de plusieurs organes, provoquant des retards dans le développement psychomoteur, des problèmes de déglutition, une inflammation des articulations, et des problèmes de foie, cœur et reins. L'espérance de vie des patients SMA-PME ne dépasse pas l’adolescence. La maladie de Farber peut soit avoir une progression rapide jusqu’au décès du patient dans les premières années de vie, ou bien, plus rarement, avoir une progression lente jusqu’à l'âge adulte. À ce jour, il n’existe aucun traitement curatif pour les patients atteints de ces maladies. Ce projet propose de tester chez le modèle animal primate deux approches thérapeutiques pour corriger le dysfonctionnement de l’enzyme : une thérapie génique ou une pharmacothérapie. Des résultats préliminaires ont validé l’innocuité et efficacité du traitement chez des souris transgéniques déficientes pour cette enzyme. Il s’agit maintenant d’évaluer la tolérance et la faisabilité de cette approche chez un modèle animal dont l’anatomie et le système immunitaire se rapprochent au maximum de ceux des patients. Ainsi, nous pourrons déterminer les paramètres d’administration optimales, à savoir la voie d’administration, le volume d’injection et la dose efficace d’agent thérapeutique. La biodistribution de l’agent thérapeutique sera évaluée et quantifiée dans les différents organes affectés. De plus, la comparaison des deux approches vise à déterminer si une seule administration serait suffisante (thérapie génique) ou si au contraire il faut envisager un traitement chronique (pharmacothérapie).

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de s’assurer de l’innocuité des agents thérapeutiques dans un modèle plus proche de l’Homme à l’aide de paramètres biochimiques et immunologiques dans le sang et une observation comportementale rapprochée. La comparaison sur ce modèle des traitements et de ses paramètres d’administration permettra de choisir le plus efficace et le moins invasif pour l’homme. Ces données constituent une preuve de concept incontournable avant de démarrer un essai clinique qui est essentiel car aucun traitement est disponible pour les patients atteints de ces maladies à ce jour.

Procédures

Les administrations et prélèvements se font sous anesthésie générale. Si la durée de l’anesthésie est de plus de 30min, les animaux sont intubés pour permettre un accès aux voies aériennes en cas de besoin. En fonction du groupe expérimentale, les animaux recevront une seule administration de thérapie génique ou un maximum de 4 administrations du traitement pharmacologique espacés de 1 semaine au minimum. Des prélèvements de sang sous anesthésie générale seront effectués régulièrement et au maximum 7 fois le jour de l’injection, soit sous anesthésie continue d’une heure, soit ponctuellement et espacés dans la journée (anesthésie 10min) puis une fois tous les deux jours les deux semaines suivantes (anesthésie 10min). Un prélèvement de liquide céphalo rachidien (LCR) sera effectué sous anesthésie générale (10min) avant injection puis avant euthanasie. Ces prélèvements répétés permettront de déterminer la réponse humorale et immunitaire aux traitements, ainsi que la concentration de l’agent thérapeutique dans le sang entre traitements pharmacologiques. Ces données sont essentielles pour interpréter la biodistribution des traitements dans les organes du macaque et leur efficacité thérapeutique. Lors de d’euthanasie les animaux subiront une thoracotomie pour permettre une perfusion intracardiaque et fixation des tissus.

Impact sur les animaux

L’administration de produit thérapeutique et anesthésique nécessite l’utilisation d’une aiguille, ce qui entraine une douleur locale, légère et de courte durée. Le caractère répétitif de l’anesthésie et la mise à jeun la veille de chaque séance de traitement ou prélèvement de sang entrainent un stress physique pour l’animal modéré jusqu’au réveil, nourrissage et remise en groupe social (moins de 24h). La durée des examens sous anesthésie est limitée à 1h max pour minimiser le jeûne et une potentielle perte de poids ou déshydratation. Malgré sa courte durée, il y a un risque de stress thermique (hypothermie) sous anesthésie générale jusqu’au réveil. L’irritation locale au niveau des oreilles pour fixation de la tête dans le cadre stéréotaxique (utilisé dans une voie d’administration uniquement pour fixer la tête dans une position précise qui donne accès à l’espace entre les vertèbres où l’injection a lieu) et de la gorge suite à l’intubation sont locales, légères et de courte durée (

Devenir

Il est nécessaire d’analyser les tissus des modèles animaux utilisés après euthanasie pour obtenir des mesures concrètes et reproductibles. En effet, pour transposer une thérapie en clinique chez l’humain, le cadre règlementaire impose une vérification directe de la distribution de l’agent thérapeutique dans l’organisme, de l’évaluation de son efficacité (correction de l’activité enzymatique) et de l’absence de réponse immunitaire au traitement. Ces données sont inaccessibles chez le patient et le recours à l’animal reste nécessaire pour prédire l’efficacité du traitement. Ainsi, la présence du vecteur viral et de la protéine surexprimée, la céramidase, seront mesurées et cartographiées dans le système nerveux central et les organes périphériques à l’aide de techniques biochimiques (sur tissu frais) ou histopathologiques (sur tissu fixé).

Remplacement

Pour ce projet, le recours à l’animal est nécessaire car aucun milieu de culture, organoïde ou système synthétique, ne permet aujourd’hui de reproduire la complexité architecturale et fonctionnelle du système nerveux central et périphérique au point de prédire la biodistribution d’un agent thérapeutique délivré par surexpression virale. Le modèle rongeur, aux vues de sa petite taille et de son anatomie, n’est pas en mesure d’informer correctement le design clinique de l’administration de cette approche, c’est-à-dire, le titre et la voie d’administration. La taille et la structure du système nerveux central et périphérique du modèle primate permettent des analyses anatomiques et fonctionnelles strictement comparables à celles réalisées chez les patients. Par ailleurs, la réaction du système immunitaire suite à la surexpression d’une céramidase exogène doit aussi être évaluée dans un modèle animal proche de l’Homme pour augmenter sa valeur prédictive. Il est possible de dépister ces effets uniquement in vivo (présence d’anticorps neutralisants dans le sérum) et post-mortem (par analyse immunohistochimique avec des marqueurs d’inflammation).

Réduction

Le nombre d’animaux par groupe a été déterminé par retour d’expérience de plusieurs projets portant sur ce même type d’étude qui ont été concluants sur l’innocuité et efficacité thérapeutique et donné lieu à des essais cliniques. Le suivi longitudinal/répété chez le même individu pour monitorer la réponse immunitaire, permet de réduire le nombre d’animaux nécessaire pour observer un effet significatif dans le temps entre les groupes. Le nombre d’animaux par groupe a ainsi été réduit au minimum (n=3) afin de pouvoir exploiter correctement les résultats d’un point de vue statistique. Une veille de la littérature a été faite pour éviter de répéter des expériences.

Raffinement

Afin de minimiser le stress et l’angoisse des animaux d’élevage importés pour des utilisations scientifiques, les primates seront acclimatés pendant au moins un mois en dehors de la quarantaine et avant la date de début du protocole. Le protocole d’anesthésie pour la réalisation des études comporte des analgésiques pour minimiser l’inconfort. La surveillance rapprochée suite à l’administration des produits ou à l’anesthésie, l’évaluation du comportement à l’aide d’une grille tout le long de l’expérience, un suivi du poids hebdomadaire, l’interaction avec la Structure chargée du Bien Etre des Animaux (SBEA) et la mise en place de points limites permettent de limiter les nuisances liées aux interventions. De plus, le nombre et le volume des prélèvements ainsi que la durée de l’anesthésie sont réduits au maximum. Les primates non-humains seront hébergés en groupes sociaux dans des cages équipées spécifiques de l’espèce. On limitera la durée de l’hébergement individuel lors des mises à jeun pour les prélèvements et l’administration des traitements, tout en gardant un contact visuel, sonore et olfactif avec les autres primates hébergés dans la même pièce. Des enrichissements adaptés seront mis en place : structurel (balançoire et visuelle, miroir); alimentaire (fruits, graines dans le fourrage); manipulable (jouets); auditif (musique). L’interaction positive au quotidien avec les personnels impliqués dans l’étude constitue aussi une forme d’enrichissement.

Choix des espèces

Le modèle primate se justifie par la nécessité de reproduire des résultats obtenus chez des espèces murines mais qui ne sont pas totalement prédictives de la dose à injecter pour obtenir un effet chez l’Homme (en termes de mise à l’échelle de la dose par rapport à la surface à transduire) et sans « réveiller » le système immunitaire. D’ailleurs, le suivi comportemental chez le macaque reste le plus comparable à celui fait chez le patient en clinique. L’étude chez le modèle animal primate permettra d’évaluer la faisabilité et l’efficacité potentielle des différents sérotypes de vecteur viral, paramètres d’administration (voie, volume, titre) et tolérance dans un cerveau animal de taille moyenne avec des connections anatomiques et fonctionnelles se rapprochant au maximum de celles des patients. Nous utiliserons des animaux jeunes (entre 2 et 3 ans) car les maladies étudiées touchent les jeunes enfants/adolescents.

Du sang est injecté sous les méninges de rats anesthésiés pour reproduire une hémorragie cérébrale, avec pose d'une mini-pompe sous la peau du dos et d'une canule dans le ventricule cérébral droit, trente-cinq à quarante-cinq minutes de chirurgie. 112 rats vont être utilisés dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance modéré. Le porteur annonce des céphalées, des douleurs faciales et oculaires et des troubles de la vision, qui "peuvent se compliquer et mener à une perte de conscience de l'animal voire à un coma". Au quatorzième jour, tous les rats sont tués pour prélèvement du sang et du cerveau après fixation des tissus.

Objectifs

Le but de l'expérience est de déterminer si la molécule à tester peut réduire l'inflammation et la cicatrisation à l'intérieur et autour du cerveau après une hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) afin (1) d'améliorer le drainage glymphatique (système d'évacuation des fluides dans le cerveau) et (2) de réduire le développement de l'hydrocéphalie (augmentation de la pression cérébrale et élargissement des ventricules cérébraux) chez le rat Sprague Dawley.

Bénéfices attendus

L'hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) est un type d'accident vasculaire cérébral causé par un saignement dans l'espace sous-arachnoïdien situé entre le cerveau et les méninges. Les lésions cérébrales précoces consécutives à une HSA sont responsables d'une grande partie des handicaps à long terme chez les patients atteints d'HSA. En outre, ils sont plus susceptibles de souffrir de troubles neurodégénératifs et cérébrovasculaires plus tard dans leur vie. Les mécanismes des lésions cérébrales précoces comprennent l'inflammation, la mort cellulaire, l'accumulation de liquide cérébral et la rupture de la barrière hémato-encéphalique. Les traitements actuels sont chirurgicaux et empêchent les saignements ou réduisent la pression cérébrale (insertion d'une dérivation pour drainer le liquide du cerveau), il est donc nécessaire de développer des thérapeutiques alternatifs pour cibler les mécanismes de lésions cérébrales précoces de l'HSA. Cette étude pourrait mettre en évidence un effet via un thérapeutique sur la réduction de l'inflammation et la cicatrisation à l'intérieur et autour du cerveau après une hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) afin (1) d'améliorer le drainage glymphatique (système d'évacuation des fluides dans le cerveau) et (2) de réduire le développement de l'hydrocéphalie (augmentation de la pression cérébrale et élargissement des ventricules cérébraux). Cela permettrait ainsi de développer une stratégie thérapeutique moins lourde des hémorragies sous-arachnoïdiennes car sans intervention chirurgicale ni dispositif implanté à subir par le patient.

Procédures

Les animaux réaliseront un test comportemental (répété à J-1, J+1, J+7 et J+14 post chirurgie) visant à quantifier et à observer des différences (et donc d’observer une récupération fonctionnelle ou pas) entre les différents groupes sur des déficits sensoti-moteurs induits par le modèle de chirurgie d’hémorragie sous-arachnoïdienne. Un prélèvement de sang au niveau de la queue sera réalisé ces mêmes jours. A J0, ils seront soumis à une chirurgie au niveau de la tête afin de pouvoir injecter du sang sous les méninges, simulant ainsi une hémorragie sous arachnoïdienne. Une pose de cathéter dans la veine caudale sera nécessaire pour récupérer le sang à injecter. Cette chirurgie sera suivie de la pose d’une mini-pompe osmotique en sous-cutané dans le dos ainsi que de la pose d’une canule par stéréotaxie dans le ventricule cérébral droit. Une injection sous-cutanée de sérum physiologique sera réalisée pour contrer la déshydratation subie suite à l’anesthésie et à l’acte chirurgical. Cette phase de chirurgie prendra entre 35 et 45 minutes. A J1 et J14, les animaux anesthésiés seront placés au sein d’un IRM pour imagerie. Cette phase d’imagerie sera réalisée en 10 minutes. A J1, une analgésie complémentaire sera réalisée après le 1er test comportemental et en fin de journée. A J14, Une injection d’un traceur fluorescent sous les méninges sera réalisée. Pour se faire le même protocole que pour l’injection de sang sera réalisé (aucune pose de cathéter ne sera nécessaire pendant cette étape). Enfin, à la fin du projet a J14, les animaux seront mis à mort. Un prélèvement de sang sera réalisé avant fixation des tissus puis prélèvement.

Impact sur les animaux

Suite au modèle d’hémorragie méningée, les rats pourront présenter des déficits neurologiques (moteurs et cognitifs) susceptibles d'induire des céphalées, des douleurs faciales et occulaires ainsi que potentiellement des troubles de la vision, accompagnées donc d’un stress de l’animal. Ces symptômes peuvent se compliquer et mener à une perte de conscience de l’animal voire à un coma. À cette fin, une surveillance sera mise en place pour contrôler la douleur et le stress afin d'adapter la couverture analgésique. Une coupelle de granulés humidifiés pour offrir une meilleure transition vers l’alimentation solide sera disposée dans la cage suite à la chirurgie.

Devenir

A la fin du projet, tous les animaux seront donc mis à mort permettant le prélèvement de sang et du cerveau post fixation pour analyse.

Remplacement

Les alternatives n’utilisant pas d’animaux ne peuvent être utilisées en raison de la complexité clinique de l'HSA et des interactions des systèmes du corps intervenant, y compris les systèmes immunitaire et nerveux, qui ne peuvent pas tous être modélisés actuellement dans des modèles de culture cellulaire ou informatiques. La voie des fluides cérébraux, en particulier, est étroitement régulée pour maintenir la pression cérébrale, les fluides étant produits par les plexus choroïdes et évacués par le système glymphatique dans une autre partie du cerveau, c'est pourquoi la structure entière du cerveau dans une cavité fermée (crâne) est nécessaire pour évaluer la dynamique des fluides et le système glymphatique.

Réduction

Les données de la littérature ainsi qu’une étude de puissance statistique en amont permettent de nous assurer que nous utiliserons le nombre minimal d'animaux pour pouvoir conclure d’un effet ou non de nos stratégies thérapeutiques. D’un point de vue statistique, nous avons déterminé que le nombre idéal d’animaux par groupe est de 12. En effet, ce nombre est reconnu pour réduire au maximum le nombre d’individus, tout en conservant la pertinence scientifique et la significativité statistique.

Raffinement

Les rats seront 2 par cage, isolés de tous bruits extérieurs, avec plusieurs enrichissements (sizzle-dri kraft, alpha-dri et bûchette de peuplier), auront de la nourriture et de l’eau ad libitum pendant toute la durée du projet. Leur bien-être sera suivi bi-quotidiennement par du personnel qualifié 5j/7 et quotidiennement pendant les week-ends et jours fériés. Pendant les phases chirurgicales, chaque animal sera anesthésié et aura une couverture analgésique. L’anesthésie générale sera maintenue jusqu’au réveil. La température corporelle de l’animal est maintenue grâce à un système de couverture chauffante rétrocontrôlée. Une injection sous-cutanée de sérum physiologie sera réalisée après la chirurgie. La surveillance des animaux sera accrue pendant les premières heures de réveil. A J1, un analgésique sera administré en début et fin de journée. Les critères d’arrêt de la douleur, de la souffrance et de l’angoisse seront pris en compte. Si en période postopératoire, nous constaterons un dépassement des points limites précédemment fixés, l’animal sera soit soigné jusqu’à amélioration ou mis à mort. Une surveillance stricte des rats sera réalisée pendant les jours suivant l’opération : pesée des animaux et contrôle des points limites (2 fois par jour). Avant la mise à mort, les animaux seront mis sous anesthésie générale.

Choix des espèces

L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons dans la littérature font que le rat (Rattus norvegicus) est un modèle préférentiel pour mener à bien ce projet. En effet, le rat est une des espèces animales la plus étudiée dans le domaine de l’AVC ce qui permettra une analyse comparative et critique des résultats obtenus. De plus, les procédures expérimentales ne peuvent pas être remplacées par d'autres méthodes alternatives pertinentes n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants et susceptibles d'apporter le même niveau d'information. Les animaux utilisés seront âgés de 3 mois soit un poids d’environ 500g pour les mâles et 300g pour les femelles. Nous effectuerons notre modèle sur des adultes afin de pouvoir comparer les données de cette étude avec la majorité des données déjà disponibles sur les modèles d’HSA.