Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 2024-11-20 00:00:00
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-712732)
Jusqu’à sept prélèvements de sang sous anesthésie générale dans la même journée, puis un tous les deux jours pendant deux semaines : 45 macaques à longue queue âgés de deux à trois ans vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque séance impose une mise à jeun la veille, et la tête est fixée par les oreilles dans un cadre stéréotaxique pour l’injection entre les vertèbres. Tous sont tués par thoracotomie et perfusion intracardiaque, pour cartographier la distribution du traitement dans le système nerveux et les organes. Le porteur justifie le passage au macaque en indiquant que les résultats obtenus chez la souris ne prédisent pas la dose efficace chez l’être humain, et retient des animaux jeunes parce que les maladies visées touchent enfants et adolescents.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
L’amyotrophie spinale avec épilepsie myoclonique progressive (SMA-PME) et la maladie de Farber sont des maladies ultra-rares liées à des mutations héréditaires qui affectent le fonctionnement d’une enzyme, la céramidase. Le dysfonctionnement de cette enzyme entraine l’accumulation d’un lipide, la céramide dans les cellules de plusieurs organes, provoquant des retards dans le développement psychomoteur, des problèmes de déglutition, une inflammation des articulations, et des problèmes de foie, cœur et reins. L’espérance de vie des patients SMA-PME ne dépasse pas l’adolescence. La maladie de Farber peut soit avoir une progression rapide jusqu’au décès du patient dans les premières années de vie, ou bien, plus rarement, avoir une progression lente jusqu’à l’âge adulte. À ce jour, il n’existe aucun traitement curatif pour les patients atteints de ces maladies. Ce projet propose de tester chez le modèle animal primate deux approches thérapeutiques pour corriger le dysfonctionnement de l’enzyme : une thérapie génique ou une pharmacothérapie. Des résultats préliminaires ont validé l’innocuité et efficacité du traitement chez des souris transgéniques déficientes pour cette enzyme. Il s’agit maintenant d’évaluer la tolérance et la faisabilité de cette approche chez un modèle animal dont l’anatomie et le système immunitaire se rapprochent au maximum de ceux des patients. Ainsi, nous pourrons déterminer les paramètres d’administration optimales, à savoir la voie d’administration, le volume d’injection et la dose efficace d’agent thérapeutique. La biodistribution de l’agent thérapeutique sera évaluée et quantifiée dans les différents organes affectés. De plus, la comparaison des deux approches vise à déterminer si une seule administration serait suffisante (thérapie génique) ou si au contraire il faut envisager un traitement chronique (pharmacothérapie).
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet permettra de s’assurer de l’innocuité des agents thérapeutiques dans un modèle plus proche de l’Homme à l’aide de paramètres biochimiques et immunologiques dans le sang et une observation comportementale rapprochée. La comparaison sur ce modèle des traitements et de ses paramètres d’administration permettra de choisir le plus efficace et le moins invasif pour l’homme. Ces données constituent une preuve de concept incontournable avant de démarrer un essai clinique qui est essentiel car aucun traitement est disponible pour les patients atteints de ces maladies à ce jour.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Les administrations et prélèvements se font sous anesthésie générale. Si la durée de l’anesthésie est de plus de 30min, les animaux sont intubés pour permettre un accès aux voies aériennes en cas de besoin. En fonction du groupe expérimentale, les animaux recevront une seule administration de thérapie génique ou un maximum de 4 administrations du traitement pharmacologique espacés de 1 semaine au minimum. Des prélèvements de sang sous anesthésie générale seront effectués régulièrement et au maximum 7 fois le jour de l’injection, soit sous anesthésie continue d’une heure, soit ponctuellement et espacés dans la journée (anesthésie 10min) puis une fois tous les deux jours les deux semaines suivantes (anesthésie 10min). Un prélèvement de liquide céphalo rachidien (LCR) sera effectué sous anesthésie générale (10min) avant injection puis avant euthanasie. Ces prélèvements répétés permettront de déterminer la réponse humorale et immunitaire aux traitements, ainsi que la concentration de l’agent thérapeutique dans le sang entre traitements pharmacologiques. Ces données sont essentielles pour interpréter la biodistribution des traitements dans les organes du macaque et leur efficacité thérapeutique. Lors de d’euthanasie les animaux subiront une thoracotomie pour permettre une perfusion intracardiaque et fixation des tissus.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
L’administration de produit thérapeutique et anesthésique nécessite l’utilisation d’une aiguille, ce qui entraine une douleur locale, légère et de courte durée. Le caractère répétitif de l’anesthésie et la mise à jeun la veille de chaque séance de traitement ou prélèvement de sang entrainent un stress physique pour l’animal modéré jusqu’au réveil, nourrissage et remise en groupe social (moins de 24h). La durée des examens sous anesthésie est limitée à 1h max pour minimiser le jeûne et une potentielle perte de poids ou déshydratation. Malgré sa courte durée, il y a un risque de stress thermique (hypothermie) sous anesthésie générale jusqu’au réveil. L’irritation locale au niveau des oreilles pour fixation de la tête dans le cadre stéréotaxique (utilisé dans une voie d’administration uniquement pour fixer la tête dans une position précise qui donne accès à l’espace entre les vertèbres où l’injection a lieu) et de la gorge suite à l’intubation sont locales, légères et de courte durée (
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Il est nécessaire d’analyser les tissus des modèles animaux utilisés après euthanasie pour obtenir des mesures concrètes et reproductibles. En effet, pour transposer une thérapie en clinique chez l’humain, le cadre règlementaire impose une vérification directe de la distribution de l’agent thérapeutique dans l’organisme, de l’évaluation de son efficacité (correction de l’activité enzymatique) et de l’absence de réponse immunitaire au traitement. Ces données sont inaccessibles chez le patient et le recours à l’animal reste nécessaire pour prédire l’efficacité du traitement. Ainsi, la présence du vecteur viral et de la protéine surexprimée, la céramidase, seront mesurées et cartographiées dans le système nerveux central et les organes périphériques à l’aide de techniques biochimiques (sur tissu frais) ou histopathologiques (sur tissu fixé).
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Pour ce projet, le recours à l’animal est nécessaire car aucun milieu de culture, organoïde ou système synthétique, ne permet aujourd’hui de reproduire la complexité architecturale et fonctionnelle du système nerveux central et périphérique au point de prédire la biodistribution d’un agent thérapeutique délivré par surexpression virale. Le modèle rongeur, aux vues de sa petite taille et de son anatomie, n’est pas en mesure d’informer correctement le design clinique de l’administration de cette approche, c’est-à-dire, le titre et la voie d’administration. La taille et la structure du système nerveux central et périphérique du modèle primate permettent des analyses anatomiques et fonctionnelles strictement comparables à celles réalisées chez les patients. Par ailleurs, la réaction du système immunitaire suite à la surexpression d’une céramidase exogène doit aussi être évaluée dans un modèle animal proche de l’Homme pour augmenter sa valeur prédictive. Il est possible de dépister ces effets uniquement in vivo (présence d’anticorps neutralisants dans le sérum) et post-mortem (par analyse immunohistochimique avec des marqueurs d’inflammation).
2. Réduction
Le nombre d’animaux par groupe a été déterminé par retour d’expérience de plusieurs projets portant sur ce même type d’étude qui ont été concluants sur l’innocuité et efficacité thérapeutique et donné lieu à des essais cliniques. Le suivi longitudinal/répété chez le même individu pour monitorer la réponse immunitaire, permet de réduire le nombre d’animaux nécessaire pour observer un effet significatif dans le temps entre les groupes. Le nombre d’animaux par groupe a ainsi été réduit au minimum (n=3) afin de pouvoir exploiter correctement les résultats d’un point de vue statistique. Une veille de la littérature a été faite pour éviter de répéter des expériences.
3. Raffinement
Afin de minimiser le stress et l’angoisse des animaux d’élevage importés pour des utilisations scientifiques, les primates seront acclimatés pendant au moins un mois en dehors de la quarantaine et avant la date de début du protocole. Le protocole d’anesthésie pour la réalisation des études comporte des analgésiques pour minimiser l’inconfort. La surveillance rapprochée suite à l’administration des produits ou à l’anesthésie, l’évaluation du comportement à l’aide d’une grille tout le long de l’expérience, un suivi du poids hebdomadaire, l’interaction avec la Structure chargée du Bien Etre des Animaux (SBEA) et la mise en place de points limites permettent de limiter les nuisances liées aux interventions. De plus, le nombre et le volume des prélèvements ainsi que la durée de l’anesthésie sont réduits au maximum. Les primates non-humains seront hébergés en groupes sociaux dans des cages équipées spécifiques de l’espèce. On limitera la durée de l’hébergement individuel lors des mises à jeun pour les prélèvements et l’administration des traitements, tout en gardant un contact visuel, sonore et olfactif avec les autres primates hébergés dans la même pièce. Des enrichissements adaptés seront mis en place : structurel (balançoire et visuelle, miroir); alimentaire (fruits, graines dans le fourrage); manipulable (jouets); auditif (musique). L’interaction positive au quotidien avec les personnels impliqués dans l’étude constitue aussi une forme d’enrichissement.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Le modèle primate se justifie par la nécessité de reproduire des résultats obtenus chez des espèces murines mais qui ne sont pas totalement prédictives de la dose à injecter pour obtenir un effet chez l’Homme (en termes de mise à l’échelle de la dose par rapport à la surface à transduire) et sans « réveiller » le système immunitaire. D’ailleurs, le suivi comportemental chez le macaque reste le plus comparable à celui fait chez le patient en clinique. L’étude chez le modèle animal primate permettra d’évaluer la faisabilité et l’efficacité potentielle des différents sérotypes de vecteur viral, paramètres d’administration (voie, volume, titre) et tolérance dans un cerveau animal de taille moyenne avec des connections anatomiques et fonctionnelles se rapprochant au maximum de celles des patients. Nous utiliserons des animaux jeunes (entre 2 et 3 ans) car les maladies étudiées touchent les jeunes enfants/adolescents.