Procédures modérées

Huit injections d'anticorps en quatre semaines sur animal vigile, après une greffe de cellules de mélanome sous la peau : 352 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour collecter les tissus. La tumeur qui pousse sous la peau peut s'ulcérer, et les injections répétées dans l'abdomen provoquer douleur ou ulcération au point de piqûre. L'objectif est de vérifier chez des souris au système immunitaire intact un anticorps déjà testé chez des souris dépourvues d'immunité, où il n'inhibait que partiellement la tumeur. Le porteur indique que cet anticorps a passé les tests de toxicité et est entré en essai clinique chez l'être humain pour d'autres pathologies.

Objectifs

Le mélanome cutané est un cancer de la peau agressif et malgré le développement de thérapies ciblées et d'immunothérapies. Le traitement de référence des formes graves fait appel à des anticorps ciblant le système immunitaire, mais seul un faible pourcentage de patients répond à ces traitements. Il y a donc urgence à améliorer les thérapies actuelles. Depuis une dizaine d’années nous avons développé un anticorps reconnaissant spécifiquement une protéine localisée sur la membrane des cellules et connue pour participer au développement de différents cancers, notamment celui du mélanome. Nous avons montré que notre anticorps conduisait à une inhibition partielle de la croissance du cancer du mélanome dans un modèle de souris ne présentant pas de système immunitaire. Nous avons également montré que le traitement de cellules issues de patients par notre anticorps permet d’activer les cellules immunitaires. Ceci suggère que notre anticorps pourrait améliorer l’efficacité des thérapies existantes ciblant le système immunitaire pour le traitement du cancer de la peau. L’objectif de notre projet est tout d’abord de valider nos résultats précédents en confirmant la capacité de notre anticorps à inhiber la progression tumorale dans des souris présentant un système immunitaire fonctionnel, mais également d’évaluer l’efficacité de notre anticorps en combinaison avec des anticorps ciblant le système immunitaire.

Bénéfices attendus

Le cancer de la peau de type mélanome est un cancer pour lequel le nombre de cas est en augmentation constante partout dans le monde, et les traitements actuels ne permettent de soigner qu’un faible pourcentage de malades. Notre projet est une étape vers la mise en place de nouveaux traitements. Nous pensons que notre anticorps peut améliorer l’efficacité des thérapies actuelles qui ciblent le système immunitaire et ainsi la prise en charge des malades dans le futur. Cet anticorps a d’ailleurs déjà passé les tests de toxicité avec succès et est récemment entré en essai clinique pour le traitement d’autres pathologies.

Procédures

Une partie des animaux de ce projet seront soumis à une injection unique sous la peau de cellules cancéreuses de mélanomes. Cette injection prend environ une minute à être réalisée sur animaux anesthésiés. Certains animaux recevront un traitement par anticorps 2 fois par semaine pendant 4 semaines par injection réalisée sur animaux vigiles qui prend moins d’une minute à être réalisée. Les animaux subiront un prélèvement de sang terminal. Cette procédure est réalisée sur animaux anesthésiés et est réalisé en environ 1 minute.

Impact sur les animaux

Pour les souris injectées sous la peau, la croissance de la tumeur peut entrainer l’apparition d’une ulcération cutanée. De même, les injections répétées intrapéritonéales peuvent parfois engendrer une douleur ou très rarement une ulcération au niveau des sites d’injection.

Devenir

Tous les animaux de ce projet seront mis à mort afin de collecter les tissues qui seront utilisées pour des analyses ultérieures.

Remplacement

Afin de remplacer les études in vivo, nous avons procédé à des études in vitro sur lignées cellulaires afin de démontrer la validité de l’approche. Celle-ci nécessite maintenant une validation dans un modèle physiologique complet sur animal entier avant transposition clinique chez l’humain.

Réduction

Afin de réduire la quantité de groupes d’étude, nous prévoyons d’adopter une démarche pas-à-pas, en améliorant au fur et à mesure les conditions d’étude de notre anticorps. Les tailles d’effectifs ont été déterminées à priori grâce à un logiciel dédié afin d’obtenir des résultats statistiquement fiables et robustes. Les données obtenues grâce aux animaux de ce projet seront analysées avec des tests statistiques classiques.

Raffinement

Afin de raffiner au mieux notre méthodologie, le protocole expérimental est planifié en amont. L’environnement des animaux est enrichi avec des tubes de coton pour la nidification et des briques de tremble à ronger. Les animaux seront maintenus en groupe. Des points limites précoces ont été établis afin d’interrompre si nécessaire les procédures permettant de soustraire les animaux à toute douleur ou souffrance. Les procédures invasives ou stressantes sont réalisées sous anesthésie générale et analgésie. Avant les procédures le nécessitant, au cours de la période d’acclimation de 7 jours, les souris seront laissées 2-3 jours sans manipulation puis habituées à la contention afin de diminuer le stress lié aux injections répétées.

Choix des espèces

Les souris sont de petits mammifères très proches de l’homme notamment du point de vue immunologique. Le modèle proposé dans cette étude a contribué dans le passé à établir le potentiel curatif des approches thérapeutiques ciblant le système immunitaire actuellement prescrites chez l’homme. Les animaux seront utilisés à un âge adulte de 8-10 semaines afin qu’ils présentent un système immunitaire mature. De plus il est préférable de greffer les cellules sur des animaux adultes afin que les tumeurs grandissantes entravent le moins possible leur capacité de mouvement

810 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une injection anesthésiante dans l'abdomen précède l'instillation d'un liquide directement dans les poumons, geste répété une seconde fois pour une partie d'entre elles, avec un risque de blessure de la trachée. Certaines reçoivent ensuite une goutte de liquide par le nez six fois en deux semaines, et la croissance des tumeurs pulmonaires peut s'accompagner de difficultés respiratoires. La mise à mort sert à prélever les organes pour analyser le système immunitaire, et le porteur conclut qu'il n'existe "pas d'autre possibilité" que l'animal pour reproduire la réponse immunitaire.

Objectifs

L'élastine est une molécule donnant leur élasticité aux organes. Les poumons, de part leur besoin d'élasticité sont riche en élastine. Quand elle se dégrade des molécules appelées peptides d'élastine se forment et peuvent influencer les cellules du système immunitaire. Au cour de la croissance des tumeurs dans les poumons, beaucoup de peptides d'élastine sont produits. De plus ces peptides peuvent provenir d'un emphysème, c'est-à-dire de la destruction des poumons, qui est présent chez 50 à 60% des patients atteints de cancer des poumons. L'objectif de ce projet est de déterminer comment les peptides d'élastine influencent les cellules du système immunitaires pour les empêcher de combattre les cellules tumorales.

Bénéfices attendus

A court terme, ce projet permettra d'acquérir des connaissances supplémentaires sur la façon dont les peptides d'élastine influence le système immunitaire dans le cancer. A plus long terme, ce projet nous permettra de proposer de nouvelles thérapies ciblant les peptides d'élastines.

Procédures

Les souris subiront: Procédure 1 et 3: Une injection dans l'abdomen de produit anesthésiant et une injection d'un petit volume de liquide directement dans les poumons. Procédure 2: Deux injections dans l'abdomen de produit anesthésiant et deux injections d'un petit volume de liquide directement dans les poumons à quelques jours d'écart. Procédure 4: Une injection dans l'abdomen de produit anesthésiant et une injection d'un petit volume de liquide directement dans les poumons. Une semaine après les souris devront absorber une petite goutte de liquide par le nez 3 fois par semaine pendant 2 semaines soit 6 fois.

Impact sur les animaux

L'injection dans l'abdomen peut causer une douleur légère de courte durée. L'injection dans les poumons peut provoquer un inconfort. Dans de rares cas, il peut y avoir une blessure de la trachée qui conduira à l'euthanasie de la souris. La croissance des tumeurs dans les poumons pourrait s’accompagner de difficultés respiratoires. L'administration par le nez peut provoquer un inconfort.

Devenir

Toutes les souris seront mises à mort à l'issue de la procédure. En effet, l'analyse du système immunitaire nécessite la mise à mort pour le prélèvement et l'analyse des organes.

Remplacement

Les résultats précédemment publié par la communauté scientifique nous a confirmé qu'il n’existe pas d'autre possibilités que l'animal nous permettant de reproduire les mécanismes biologiques complexes à l’œuvre dans la réponse immunitaire. Notre projet nécessite donc l’utilisation d’un modèle animal.

Réduction

Pour nos expérimentations, nous avons calculé le nombre d'animaux nécessaire au plus juste afin de limiter le nombre de souris.

Raffinement

Les techniques utilisées ont été optimisée dans le laboratoire afin de limiter l'utilisation des animaux. Les souris feront l’objet d’une surveillance rapprochée afin de détecter tout stress et souffrance et d'y pallier. De la naissance à la mort, les animaux seront hébergés dans des conditions optimales incluant un enrichissement.

Choix des espèces

Il n’existe aucun modèle n'utilisant pas les animaux capable de reproduire la complexité de la réponse immunitaire, le recours à l’animal est donc nécessaire. La souris est couramment considérée comme proche de l'humain pour l’étude du système immunitaire. L'utilisation de souris jeunes adulte est indispensable puisque la dégradation des poumons est un processus normal du vieillissement qui pourrait changer nos résultats mais le cancer du poumon que nous étudions est une maladie de l'adulte.

Tester si un probiotique améliore l'absorption intestinale chez l'adulte dénutri suppose de créer la dénutrition. 120 souris mâles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. 110 d'entre elles subissent une restriction alimentaire de quatorze à trente jours, avec la sensation de faim que le porteur reconnaît. Chacune vit seule en cage pendant vingt-huit à soixante-dix jours, témoins compris pour éviter un biais expérimental, et subit deux à cinq prélèvements de sang à la veine submandibulaire sous anesthésie. Au titre de la réduction, le porteur annonce le prélèvement de tous les organes qui pourraient l'intéresser, congelés en vue d'analyses qu'il n'a pas encore prévues.

Objectifs

La dénutrition du sujet adulte est un phénomène retrouvé dans diverses pathologies humaines telles que la sarcopénie (perte musculaire liée à l'âge) ou suite à des chirurgies onco-intestinale par exemple. Nous souhaitons développer un protocole expérimental chez la souris permettant de tester l'hypothèse selon laquelle un probiotique ou ses derivés peuvent améliorer l'absorption intestinale chez le sujet adulte physiologiquement dénutri et ainsi lutter contre le phénomène de dénutrition. Un probiotique se définit comme un micro-organisme vivant qui, lorsqu'il est ingéré en quantité suffisante, exerce des effets positifs sur la santé, au-delà des effets nutritionnels traditionnels. Nous espérons ainsi, dans ce modèle murin de dénutrition, améliorer la fonction intestinale par cet apport de probiotique. Dans un premier temps nous mettrons en place et caractériserons un modèle de dénutrition chez la souris en soumettant les animaux à une restriction calorique. Dans un second temps, nous étudierons comment un traitement par un probiotique ou ses derivés peuvent limiter les effets de cette dénutrition et/ou favoriser les effets d'une renutrition. A terme, cela pourrait permettre de mieux comprendre l'influence du microbiote sur les phénomènes de dénutrition chez l'adulte. Nous espèrons pouvoir ainsi améliorer l’absorption intestinale dans le cadre de la renutrition des patients adultes en post-chirurgie onco-intestinale ou souffrant de sarcopénie par exemple, ces patients présentant tous des altérations de l'absorption intestinale.

Bénéfices attendus

Ce projet devrait permettre de mieux comprendre les mécanismes physiologiques de la dénutrition et l'implication du microbiote dans ce phénomène. De plus, nous espérons à l’aide d’un probiotique ou de ses dérivés pouvoir, en ameliorant l’absorption intestinale, limiter l’effet de la dénutrition et améliorer l’effet d’une renutrition. Cela pourrait à terme, par exemple, permettre d’envisager un traitement probiotique des patients agés souffrant de sarcopénie mais également des patients ayant subit une intervention chirurgicale onco-intestinale qui souffrent également d’une altération de la fonction intestinale.

Procédures

- Individualisation des animaux : 70 souris pendant 28 à 42 jours, 50 souris pendant 56 à 70 jours - Restriction alimentaire : 110 souris pendant 14 à 30 jours - Contention de moins de 2 minutes pour une mesure de la composition corporelle : 2 fois pour 120 souris - Prélèvement de sang sous anesthésie gazeuse : 2 fois pour 20 souris, 3 fois pour 50 souris, 5 fois pour 50 souris. Le geste prend moins d’une minute. - Injection dans le ventre sur l'animal vigile : le geste prend moins d'une minute

Impact sur les animaux

Ce projet ne devrait entrainer que des nuisances modérées chez les animaux : - Sensation de faim associée à une restriction calorique de leur prise alimentaire moyenne pendant un temps limité à une diminution de leur poids (14 jours attendus, 28 jours au maximum). - Stress associé à l'individualisation des animaux pendant toute la durée de l'expérience, tout d'abord, pour calculer leur prise alimentaire puis pour assurer une restriction calorique précise et individuelle. Cette individualisation sera prolongée à la phase de renutrition ad libitum. En effet, après individualisation la remise en groupe des animaux pendant la période de renutrition risquerait de provoquer des combats pouvant induire des blessures graves voire la mort des animaux. Pour éviter un biais expérimental sur les conditions d'hébergement, nous devrons également individualiser les animaux contrôles non soumis à une restriction calorique. - Stress associé à la pesée des animaux qui ne prend que quelques secondes et ne necessite pas de contention de l’animal. - Stress associé aux prélèvements sanguins à la veine submandibulaire, l qui seront espacés d’au moins 7 jours . Ces prélèvements se feront sous anesthésie gazeuse à l’isoflurane. - Le stress lié aux 2 transports (allé /retour dans la journée) des animaux jusqu'à l'analyseur de masse corporelle reste limité (30 minutes de transport, en véhicule climatisé, dans les cages d'hébergement, dans des sacs opaques) - Le stress induit par la contention pour l'analyse de la masse corporelle des animaux est au maximum de 2 minutes. - Le stress associé au traitement par un probiotique ou un post-biotique qui se fera par voie orale à la pipette en déposant délicatement dans le coin de la joue 100µl de solution qui seront alors volontairement déglutis par l'animal. Ce traitement qui se fera après avoir contentionné la souris dure moins d'une minute. le stress induit par une injection dans le ventre et la contention associée de moins d'une minute

Devenir

Les animaux seront mis à mort afin de collecter différents organes en vue d'analyses ultérieures

Remplacement

Cette étude implique une réponse intégrée de l'organisme et de son microbiote à une restriction calorique, ce qui nécessite une étude chez l’animal. Aucun modèle in vitro ne permet de reproduire la complexité d'un organisme dans son entier et des interactions avec sa flore dans ce contexte de restriction. C'est pourquoi cette étude nécessite d’expérimenter sur l’animal. Des études précédentes, laissent supposer un effet potentiel des probiotiques utilisés dans le contexte de dénutrition étudié.

Réduction

Le nombre d’animaux a été réduit au maximum pour permettre une analyse statistique pertinente des résultats obtenus. Dans une optique de réduction, nous allons prélever en fin de procédure l’ensemble des organes qui pourraient nous intéresser mais sur lesquels nous n’avons pas forcemment prévu de travailler pour le moment et les conserver au congélateur pour d’éventuelles analyses ultérieures

Raffinement

Afin de limiter les nuisances sur le bien-être des animaux au cours de ce projet expérimental tout animal de moins de 20g au debut du projet sera exclu. Les animaux seront pesés à minima tous les 3 jours afin d’identifier tout signe de souffrance que les animaux pourraient développer en cours d’expérimentation. La prise alimentaire sera également mesurée pour vérifier que les animaux s’alimentent correctement. Les prélèvements sanguins se feront, sous anesthésie, puis un point de compression sera réalisé jusqu'à arrêt complet du saignement. Les animaux seront individualisés dans des cages transparentes pour maintenir un contact visuel avec leurs congénères. Ils auront un environnement enrichi afin de pouvoir exprimer au mieux leur répertoire comportemental (abri, morceau de bois, matériel de nidification en quantité importante). Le traitement se fera en deposant 100µl dans le creux de la joue à l'aide d'une pipette. Le transport jusqu'à l'analyseur de masse corporelle par RMN se fera dans les cages d'hébergement mises dans des sacs opaques, dans un véhicule climatisé et le temps de trajet est limité (30 minutes). Les animaux seront habitués au préalable au tube de contention dans les jours précédent la premiere analyse de masse corporelle.

Choix des espèces

La souris, qui est un animal omnivore, est un modèle classique en nutrition humaine. En raison de la connaissance de son microbiote, et des modèles disponibles, il s'agit d'un modèle préclinique de choix pour étudier la flore dans une étude nutritionnelle. Afin de pouvoir modéliser la dénutrition chez l'adulte, il est nécessaire d’utiliser des animaux adultes. Nous utiliserons donc des souris mâles de 12 semaines au début de l'expérience (10 semaines à l'arrivée dans l'établissement).

1 536 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles sont bloquées jusqu'à cinq minutes dans un tube en plastique pour mesurer leur composition corporelle, jusqu'à quatre fois chacune, 384 d'entre elles subissant en plus une neurochirurgie sous anesthésie générale et 128 une seconde opération pour remplacer un implant. 496 souris passent deux semaines seules en cage de calorimétrie et 752 un test de tolérance au glucose après cinq heures de jeûne, le régime hypercalorique pouvant faire augmenter leur poids de 200 %. Le porteur espère que ces données serviront à moduler les cellules microgliales pour contrer les troubles métaboliques, "dans le cas où nos résultats supporteraient cette hypothèse".

Objectifs

Afin d’envisager de nouvelles thérapies pour lutter contre l’obésité et ses comorbidités, il est nécessaire de mieux connaître les phénomènes biologiques qui régulent la prise alimentaire et le poids corporel. Une région du cerveau appelé hypothalamus regroupe des neurones sensibles aux signaux des autres organes du corps, les renseignant sur l’état énergétique de l’organisme. La consommation d’un régime hypercalorique riche en graisses (High fat diet, HFD) entraîne une inflammation de l’hypothalamus. On sait que les microglies, qui sont les cellules immunitaires du cerveau (qui protègent le cerveau des attaques extérieures), sont aussi impliquées dans la régulation du poids corporel. En effet, elles participent à l’inflammation hypothalamique suite à la consommation d’un régime HFD. Leur activation est variable en fonction de la période d’exposition au régime HFD (entre les premiers jours et plusieurs semaines). On sait que limiter l’activation des microglies en réponse au HFD limite l’inflammation. Cependant, les mécanismes moléculaires impliqués dans ces cellules restent mal connus. Nous faisons l’hypothèse que certaines molécules microgliales, qui sont impliquée dans les fonctions inflammatoires, participent aussi à la régulation de la prise de poids. Dans ce projet, nous souhaitons présicer le rôle des microglies dans le développement de l’inflammation hypothalamique en réponse à un régime hypercalorique afin de mieux les contenir et ainsi de prévenir la prise de poids. Notre ambition à terme est de permettre l’ouverture de nouvelles pistes thérapeutiques pour les patients atteints d’obésité. Pour cette étude, nous allons utiliser des approches pharmacologiques et génétiques (utilisation d’animaux transgéniques). Nous utiliserons un modèle animal d’obésité, c’est-à-dire des animaux nourris avec une alimentation hypercalorique obésogène. Nous réaliserons un suivi métabolique chronique des animaux (prise alimentaire, tests métaboliques), ainsi que de nombreuses études moléculaires à partir des cellules cérébrales isolées. Ce projet comprend six procédures.

Bénéfices attendus

Les informations tirées de la réalisation de ce projet permettront de mieux comprendre le rôle de la microglie dans le développement de l'obésité et les dérèglements métaboliques en réponse à un régime riche en calories, ainsi que les changements inflammatoires sous-jacents dans le cerveau. Dans une perspective thérapeutique à plus long terme, ces données seront utiles pour des tentatives de modulation de la microglie afin de contrer les troubles métaboliques, dans le cas où nos résultats supporteraient cette hypothèse.

Procédures

Voici la liste des principaux gestes techniques réalisés sur les animaux. 1) Analyse de la composition corporelle : cette analyse nécessite que la souris vigile soit maintenue en contention, pour une durée maximale de 5 minutes, sans anesthésie. Les souris subiront 1 à 4 analyses de ce type au cours de ce projet, espacées au minimum de 3 semaines (1536 animaux). 2) Neuro-chirurgie : cette technique permettra soit de mettre en place un implant permettant d’injecter des traitements pharmacologiques, soit un virus qui permettra un changement génétique des microglies. Elle est réalisée sous anesthésie générale. Une seule neuro-chirurgie sera effectuée dans la vie de l’animal (384 animaux). Une partie des 384 animaux subiront une seconde chirurgie de courte durée (10 minutes, 128 animaux) pour le remplacement d’un implant sous-cutané. 3) Test de tolérance au glucose : ce test nécessite de réaliser, après un jeûne de 5 heures, une injection de gluocose dans l’abdomen des souris, puis de mesurer leur glycémie à différents temps post-injection. Les 5 mesures de glycémie sont espacées d’au moins 15 minutes chacune. Ce test est réalisé sur souris vigiles. Un seul test sera réalisé durant toute l’étude (752 animaux). 4) Tests de calorimétrie indirecte (496 animaux concernés au maximum) : ces cages spéciales permettent d’enregistrer en temps réel la consommation de nourriture, d’eau, d’oxygène et la dépense énergétique. Elles nécessitent d’isoler l’animal en cage individuelle (pendant deux semaines), qui sont enrichies avec un nid de coton et un bâtonnet de bois à ronger.

Impact sur les animaux

Dans notre étude, les animaux seront parfois isolés à l’âge adulte (suite à une chirurgie ou lors des sessions de cages métaboliques). Cet isolement est nécessaire pour quantifier la consommation de nourriture de chaque animal ou limiter la dégradation des implants. Au-delà du stress d’isolement social, ces animaux subiront un stress de contention lors de l’analyse de composition corporelle, qui se déroule dans un tube en plastique au fond duquel les souris sont bloquées. Ce stress est cependant d’une durée limitée, l’analyse ne prenant que 5 minutes au maximum. Les souris seront aussi maintenues en contention dans leur tunnel en carton carton avec la queue qui dépasse, pendant 5 secondes, pour réaliser des prélèvements sanguins au bout de la queue (zone peu innervée). Le poids des animaux pourra varier en fonction du régime alimentaire donné (+200% sur le long terme en réponse à un régime hypercalorique) ou des restrictions alimentaires (-10% maximum du poids du jour précédent lors d’une mise à jeun). Les nuisances les plus importantes sont attendues lors de la neuro-chirurgie. L’incision de la peau du crâne, l’hypoxie relative et la déshydration induite par l’anesthésie peuvent provoquer des douleurs post-opératoires.

Devenir

À l’issue de toutes les procédures, tous les animaux seront mis à mort pour récupérer des tissus, afin de réaliser des analyses in vitro supplémentaires, qui nous apporteront des informations cruciales sur les conqéquences des changements moléculaires microgliaux.

Remplacement

Le but de ce projet est de comprendre le rôle de la microglie hypothalamique sur un ensemble de variables métaboliques intégrées, telles que le poids, la composition corporelle et la régulation de la glycémie. Dans ce contexte, la région cérébrale que nous étudions n’est pas isolée, et interagit avec d’autres structures du cerveau mais également avec des organes périphériques (foie, pancréas, tissu adipeux…). Les effets que nous étudions sont donc la résultante de cette communication entre divers réseaux de neurones et la périphérie. Des interactions aussi complexes ne peuvent être modélisées in vitro, et certains des effets étudiés comme le comportement alimentaire nécessitent un animal vivant. De même, il n’existe aucun modèle informatique qui pourrait remplacer l’animal dans le cadre de cette étude. A noter, ce projet a d’abord fait l’objet d’études réalisées in vitro (cultures cellulaires) afin de mieux cibler les voies de signalisation impliquées dans notre hypothèse. De plus, les modèles génétiques nécessaires pour répondre à notre question scientifique ont été développés chez la souris.

Réduction

Nous avons utilisé un test de puissance statistique pour déterminer le nombre minimum d’animaux nécessaire pour obtenir des résultats exploitables statistiquement. Afin de réduire le nombre d’animaux utilisés, nous avons regroupé dans la mesure du possible nos différents tests métaboliques sur les mêmes animaux, de manière à obtenir un maximum d’information à partir des mêmes animaux. En particulier, l’analyse de la composition corporelle (masse grasse vs masse maigre) est réalisée dans un appareil spécifique qui ne nécessite pas la mise à mort des animaux. Cela nous permet ainsi de réaliser plusieurs mesures à des temps différents sur les mêmes animaux, au lieu d’avoir recours à des lots différents.

Raffinement

Nous avons défini différents points de raffinement tout au long de l’étude : 1) Les animaux arriveront dans la pièce d’hébergement à l’âge de 3 ou 7 semaines et seront habitués pendant 1 semaine. Cette période d’habituation permettra de diminuer le stress des animaux en réponse à l’expérimentateur. Toutes les expériences seront réalisées par du personnel formé et entraîné. 2) L’évaluation de la prise alimentaire nécessite parfois la répartition des animaux en cages individuelles. Pour compenser le manque d’interactions sociales, les cages, transparentes et enrichies, seront rapprochées au maximum les unes des autres. 3) L’enrichissement des cages se compose de carrés de cellulose pour nidifier, un tunnel en carton pour se cacher et de bâtonnets en bois pour ronger. 4) Environnement sonore : Une radio est installée dans la pièce d’hébergement afin d’atténuer l'impact des bruits extérieurs qui pourraient se produire accidentellement. 5) Notre étude nécessite une chirurgie stéréotaxique, qui sera réalisée sous anesthésie générale. La prise en charge de la douleur est assurée par un protocole associant morphinique, anesthésique local et traitement anti-inflammatoire. Durant la chirurgie, dès l’induction, les souris seront maintenues sur tapis chauffant et leur réveil s’effectuera en couveuse, pour prévenir le risque d’hypothermie. Leurs yeux seront également protégés de la sécheresse oculaire par application d’un gel ophtalmique. Enfin, le traitement anti-inflammatoire se poursuivra dans les 2 jours suivant la chirurgie, avec un suivi renforcé des souris durant cette période pour s’assurer de leur récupération. 6) Des points limites précoces et terminaux appropriés ont été définis : ces critères prennent en compte l'apparence, l'évolution du poids, le comportement, les signes cliniques (température et respiration) et l'aspect de la plaie (le cas échant). Des mesures conservatoires sont prévues pour chaque critère, afin de prendre en charge promptement toute modification de l’état de l’animal. Lorsqu’un point limite précoce est atteint, nous demanderons un avis vétérinaire afin d’envisager la mise en place de soins personnalisés compatibles avec le maintien de l’animal dans l’étude. En cas d’échec ou si un point limite terminal est atteint, l’animal sera retiré de l’étude et mis à mort, pour lui éviter toute souffrance que nous ne pourrions soulager.

Choix des espèces

La régulation du poids corporel, le comportement alimentaire et le métabolisme glucidique sont depuis longtemps étudiés chez la souris, qui représente donc une espèce adaptée à ce type d’études. De très nombreux modèles d’obésités ont été développés chez la souris. De nombreux modèles génétiquement modifiés existent et permettent l’étude de mécanismes moléculaires précis. De plus, la souris est une espèce de prédilection pour la création d’animaux transgéniques, d’autant que son cycle de reproduction court permet d’avoir un nombre suffisant d’animaux rapidement. Enfin, la forte proximité biologique entre l’homme et la souris en ce qui concerne le contrôle de la prise alimentaire fait de la souris un bon modèle prédictif. En particulier, dans le cadre de cette étude, l'inflammation hypothalamique et la réactivité microgliale induite par un régime obésogène est retrouvé à la fois chez la souris et chez l’Homme. Toutes les souris de cette étude seront adultes, elles arriveront entre 3 et 7 semaines d’âge dans notre animalerie, mais nous ne commencerons les expériences qu’à partir de l’âge de 8 semaines. Cet âge est celui auquel on estime que le crâne a fini sa croissance, ce qui nous permet d’utiliser des atlas de référence pour la réalisation de la neuro-chirurgie.

Injectées avec un agent neurotoxique de la famille des organophosphorés, rasées et épilées à la crème sur le crâne, 480 souris Swiss subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées par perfusion terminale. 192 d'entre elles reçoivent des ultrasons focalisés destinés à ouvrir leur barrière hémato-encéphalique, geste qui peut provoquer un œdème cérébral local ou une pétéchie hémorragique en cas de surdose. Les séances d'imagerie durent jusqu'à deux heures sous anesthésie gazeuse, précédées d'un jeûne de six heures. Le porteur annonce deux à quatre tests comportementaux par animal, variables selon les temps de l'étude, sans préciser lesquels.

Objectifs

Les composés organophosphorés (OP) tels que les agents neurotoxiques de guerre (NOP) comme le sarin, ou certains produits phytosanitaires (pesticides) (OPP), constituent une menace actuelle pour les populations militaire et civile. Si des intoxications à fortes doses constituent toujours une menace (attaque terroriste), l’exposition de manière unique ou répétée à un agent neurotoxique à des doses asymptomatiques (terrains de guerre, épandage de pesticides…) est une réalité permanente. Les effets des doses plus faibles, peu symptomatiques voire asymptomatiques, sont peu étudiées. Pourtant, des troubles comportementaux persistants à très long-terme sont observés après une exposition unique à une dose asymptomatique d’OP chez l’animal. Mais des déficits cognitifs et neuropathiques ont également été observés chez des victimes humaines exposées à de faibles doses. En conséquence, il existe un besoin de biomarqueurs d'exposition permettant i) un diagnostic précoce présymptomatique et ii) l'évaluation et/ou le traitement des intoxications par des agents neurotoxiques sur une longue période. La barrière hémato-encéphalique (BHE) représente la principale surface d’échange entre la circulation sanguine et le tissu cérébral. L’atteinte de la BHE et son rôle sur la neurotoxicité suite à une intoxication aux OP reste mal connue. Des perturbations cérébrales suite à une exposition aux OP sont connus et peuvent avoir des effets importants sur la BHE. Il est donc très probable que son intégrité, sa capacité à transporter des molécules entre le sang et le tissu cérébral et son activation soient impactées. La BHE constitue une cible diagnostique intéressante et restaurer ses fonctions une stratégie thérapeutique potentielle originale. L’objectif du projet est d’étudier les propriétés d’intégrité, de transport et d’activation de BHE suite à une exposition aux agents neurotoxique et de les évaluer comme biomarqueur pour la détection et la prédiction des atteintes cérébrales. Cela permettra d’évaluer des stratégies thérapeutiques originales visant à tirer parti de l’atteinte de la BHE, i) soit en restaurant les propriétés physiologiques de la BHE en injectant différents médicaments, ii) soit en permettant le passage cérébral d’un antidote, grâce à la technologie des ultrasons focalisés (FUS). Cette technologie consiste à injecter dans le sang des microbulles gazeuses qui sous l’action locale et brève d’ultrasons focalisés rendent la BHE transitoirement perméable.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’évaluer chez l’animal i) des biomarqueurs d’imagerie potentiels pour un diagnostic précoce pré-symptomatique et ii) un suivi thérapeutique ultérieur des intoxications par les agents neurotoxiques et les composés apparentés avec un potentiel de transférer ces biomarqueurs chez l’homme.

Procédures

Les interventions prévues sur les animaux sont listées ci-dessous : • Intoxication à un agent neurotoxique (ou solution contrôle) par injection (temps d’injection 10 secondes) suivi par une étude comportementale d’observation (durée 1 heure) pour déterminer les signes d’intoxication. L’injection et l’étude comportementale d’observation ne seront réalisées qu’une seule fois (tous les animaux). • Mise à jeun max 6h avant l’imagerie (seulement les animaux dont les radiotraceurs le demandent ) • Réalisation des tests comportementaux, les tests varient selon les points temporels de l’étude (durée 10 minutes maximum ; 2 à 4 tests max par animal) et des sessions d’imagerie à baseline puis différents temps post-intoxication (injection d’un radiotraceur durée 10 secondes) sous anesthésie gazeuse (durée 120 minutes au maximum ; tous les animaux) • Thérapie par injection de médicament (1 injection du médicament durée 10 secondes) sous anesthésie gazeuse (durée 5 minutes ; ) • Thérapie par ultrasons (ouverture de la BHE plus 1 injection de médicament) sous anesthésie gazeuse, durée 10 minutes ; 192 animaux). Perfusion terminale sous analgésie et anesthésie profonde.

Impact sur les animaux

Les nuisances et effets indésirables Lors des expériences d’intoxication : • Les animaux peuvent être stressés lors des injections. De plus, l’injection de l’agent neurotoxique ou du traitement par le médicament antidotique peut induire une douleur (moins de 5 minutes). • Les animaux seront exposés à une dose sous-létale asymptomatique du de l’agent neurotoxique qui entraine une intoxication de faible sévérité. Ces effets apparaissent dans la première heure post-intoxication. Une surveillance jusqu’à 6 heures post-intoxication est mise en place pour assurer le bien-être des animaux intoxiqués. Lors des expériences d’imagerie : • Les animaux seront endormis lors des sessions d’imagerie (2h maximum) par voie gazeuse. Lors du réveil, les animaux peuvent être désorientées et stressées. • Une mise à jeun des animaux 6h avant l’imagerie TEP peut entrainer une perte de poids < à 5%. Lors des expériences ultrasonore (US) : • Une surdose ultrasonore peut entraîner un risque d’œdème cérébral local ou de pétéchie hémorragique. La technique des ultrasons focalisés est bien maitrisée au sein du laboratoire, le risque de surdose ultrasonore est donc très faible. • L’injection des microbulles et médicaments en intraveineux peut induire une courte douleur (moins de 5 min). • Les animaux seront rasés et épilés (par application d’une crème dépilatoire) sur la tête pour permettre la transmission des ultrasons. Cet acte peut causer une légère irritation cutanée, résultat d’une réaction inflammatoire limité à la zone de contact.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure afin de prélever certains organes et d’étudier ex vivo certains paramètres et de les confronter aux données en imagerie.

Remplacement

Il n'existe actuellement aucune méthode alternative permettant d'étudier de manière intégrée la réponse du système nerveux central et périphérique à un agent neurotoxique. Par conséquent, l'étude des propriétés d'intégrité, de transport et d'activation de la barrière hémato-encéphalique (BHE) après une intoxication au NOP ne peut être réalisée qu'in vivo. En ce qui concerne l’ouverture de le BHE des études in vitro (sur fantôme et culture cellulaire) ont été réalisées pour affiner les paramètres ultrasonores, caractériser les agents ultrasonores utilisés pour ouvrir la BHE et limiter le nombre d’expériences in vivo en amont de ce projet. Cependant, l’ouverture de la BHE en tant qu’approche thérapeutique après intoxication d’un agent neurotoxique nécessite l’utilisation d’animaux vivants.

Réduction

L’utilisation de l’imagerie en longitudinal permettra de réduire le nombre d’animaux. Un même animal passera plusieurs examens d’imagerie en absence ou présence d’un traitement ce qui réduit le nombre d’animaux. L’approche statistique envisagée devrait permettre la comparaison de quatre conditions expérimentales entre elles avec suffisamment de puissance pour mettre en évidence un phénomène pharmacocinétique notable localisé et dépendant du temps. L'expérience a montré que les tests comportementaux sont les données qui présentent la plus grande variance. Par conséquent, le calcul de puissance est effectué pour les tests de comportementaux. Nous souhaitons être capables de discriminer une taille d'effet de l'ordre de 25% alors même que l'écart-type attendu est lui aussi de l'ordre de 25%. Nos calculs nous amènent à considérer qu’un nombre de 480 animaux répartis en groupes de 24 est nécessaire pour obtenir des résultats statistiquement significatifs.

Raffinement

Une semaine d’acclimatation est prévue après accueil des animaux dans l’animalerie. Les animaux seront hébergés en groupe dans une cage avec accès sans restriction à la nourriture et à la boisson. Ils bénéficieront d’un milieu enrichi (matériel de nidification, tunnel, batônnets de bois). L’hébergement individuel des animaux sera limité au maximum afin de minimiser leur angoisse. Les animaux seront hebergés en individuel pendant la 1ère heure suivant l’intoxication afin de suivre l’évaluation de l’intensité de l’intoxication, puis remis en cage avec leurs congénères. Une surveillance journalière des souris pendant une semaine sera réalisée à la suite de l’intoxication notamment en se basant sur une grille d’évaluation préalablement établie Des points limites ont été déterminés en s’appuyant sur les scores de la grille d’évaluation. Tous les examens d’imagerie ou traitements thérapeutiques (ouverture BHE, injections de microbulles et/ou de médicaments) seront réalisés sous anesthésie générale par voie gazeuse afin de minimiser le stress de l’animal. L’animal sera maintenu sous un dispositif chauffant (tapis, lumière ou flux d’air) pour assurer son bien-être lors des manipulations. Certains radiotraceurs ou médicaments pourront également être administrés par voie intrapéritonéale, ce qui permet une injection rapide chez l’animal éveillé et réduit ainsi la nécessité d’une anesthésie. Lors des examens d’imagerie des larmes artificielles seront appliquées pour éviter le dessèchement de la cornée. Afin de minimiser le stress, la phase de réveil sera réalisée dans la cage de l’animal. L’étude comportementale sera réalisée avec des animaux vigiles mais sera conduite de manière la plus brève possible afin d’éviter tout stress supplémentaire aux animaux. Un suivi quotidien par les zootechniciens et les expérimentateurs sera pratiqué. En cas de complications, le vétérinaire de l’installation sera alerté afin de mettre en œuvre des traitements appropriés.

Choix des espèces

Les expériences se feront sur la souris Swiss. Cette souche a permis la mise au point de récents modèles d’intoxication aux agents neurotoxiques. Les animaux utilisés sont des jeunes adultes âgés de 9 semaines au moment de l’intoxication, poids de 38-43g. Cet âge correspond aux précédents modèles développés et utilisés dans les laboratoires partenaires sur ce projet, mais il offre surtout la plus grande fenêtre de temps dans une population adulte pour mener des études sur les changements possibles (troubles cognitifs, caractéristiques de la BHE) à long terme et suite à un traitement. De plus, cette souche également utilisée dans notre laboratoire a permis la mise en évidence des désordres métaboliques sur le modèle d’exposition à un agent neurotoxique suivi par imagerie TEP. L’utilisation du même stade de développement nous permet ainsi de pouvoir comparer nos données et évaluer l’efficacité d’un nouveau traitement avec nos résultats précédents et ceux obtenus par les autres partenaires.

La perte de 20 % du poids maximal accompagne souvent une baisse de mobilité, une prostration et un retrait de l'animal dans sa cage, et le porteur prévoit de tuer les hamsters avant ce seuil. 22 hamsters dorés vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Ils reçoivent dans l'abdomen des parasites responsables de la leishmaniose viscérale, qui colonisent leur foie et leur rate au cours d'une phase silencieuse pouvant durer six mois, puis subissent jusqu'à trente-six séances d'imagerie sous anesthésie, chacune précédée d'une injection dans l'abdomen, et un à quatorze gavages. L'objet déclaré est de faire apparaître chez ces animaux des parasites résistants au principal traitement de la maladie, et leur mise à mort permet de prélever le foie et la rate qui en sont la source.

Objectifs

Le développement de parasites résistants à la molécule testée devient un problème de santé publique d’autant qu’il s’agit actuellement du principal traitement contre la leishmaniose viscérale. Les résultats des recherches conduites in vitro sur le développement de parasites résistants à cette drogue anti-parasitaire ne sont malheureusement pas transposables sur des parasites de terrain (isolés de malades ne répondant pas au traitement) suggérant qu’in vivo les mécanismes et les cibles conduisant à l’apparition du phénotype de résistance sont différents. Le principal objectif de ce projet est donc de nous donner les moyens de comprendre les mécanismes qui conduisent à l’apparition chez les mammifères de parasites résistants à la molécule testée.

Bénéfices attendus

Les mécanismes d’acquisition de résistance à la molécule testée in situ chez l’homme et l’animal sont encore très mal connus alors que des récidives à l’issu de ce traitement apparaissent. Les recherches réalisées à ce jour par des approches in vitro sont insuffisantes puisqu’elles ne nous permettent pas d’appréhender et de comprendre pourquoi les malades ne répondent pas au traitement. Par ce projet qui consiste à générer in vivo (chez les hamsters) des parasites résistants à la molécule testée et donc à se rapprocher des conditions de terrain, nous espérons être en mesure d’apporter des réponses à cette problématique de santé publique. En effet, les parasites résistants à la molécule testée ainsi générés seront analysés par séquençage de leur génome et de leur transcriptome. Cette approche duelle nous informera sur les signaux génétiques et les signatures transcriptomiques corrélant avec l’adaptation des parasites en réponse à la molécule testée et nous permettra d’identifier les réseaux d’interaction à l’origine de la réponse/résistance à la drogue. Au-delà de l’importance de ces résultats sur notre connaissance générale des mécanismes d’adaptation des Leishmania en réponse à un stress (molécule testée), si ces derniers sont validés avec des prélèvements provenant de patients/chiens en échec de traitement ils représenteront une avancée majeure dans la recherche sur les traitements anti-Leishmania.

Procédures

A compter de l’inoculation des parasites, les animaux seront soumis à 3 types d’interventions : - Imagerie intra-vitale non invasive sous anesthésie générale, impliquant une injection intrapéritonéale préalable (15 minutes). Ce suivi sera réalisé au maximum 36 fois, avec un délai entre chaque mesure de 2 semaines minimum. - Pesée une fois par semaine (20 secondes), pendant toute la durée de la procédure soit entre 20 et 50 fois selon les groupes d’individus. - Gavage (20 secondes),1 à 14 fois selon les groupes sur toute la durée de la procédure.

Impact sur les animaux

L’inoculation des parasites aux hamsters se fera en intrapéritonéale après anesthésie légère des animaux par exposition à l’isoflurane dans une chambre d’induction. En absence de traitement par les drogues anti-parasitaires, les espèces de Leishmania viscérales vont coloniser principalement le foie et la rate des hamsters. Dans ce cas la première phase de la maladie est silencieuse et peut durer jusqu’à 6 mois selon les individus. Au-delà, le premier signe clinique de l’évolution de la pathologie est une stabilisation de la prise de poids suivi d’une perte progressive de poids. Cette perte de poids lorsqu’elle atteint la limite de 20% du poids maximal de l’animal s’accompagne souvent d’une réduction de la mobilité voire de prostration et d’isolement dans la cage. Le traitement est délivré par administration intragastrique (gavage), pendant un maximum de 5 jours ce qui est source de douleur et inconfort de courte durée et de stress. Dans les cas de traitement de l’homme ou du chien pour lesquels l’administration de la drogue anti-parasitaire est répétée sur 28 jours des troubles digestifs ont pu être observés. Compte-tenu de nos connaissances sur le modèle hamster dans un contexte de traitement, la probabilité d’apparition de tels effets chez les hamsters est toutefois minime. Le suivi de la parasitémie par imagerie intra-vitale non invasive est réalisé sur des animaux anesthésiés par exposition continue à l’isoflurane. Toutefois, cette procédure nécessite une injection intrapéritonéale, source de douleur et inconfort légers de courte durée, lorsque les animaux sont endormis. La répétition de la mesure au cours du temps est potentiellement vectrice de stress chronique pour les animaux.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure. Ils ne peuvent en effet être ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés car la fin de la procédure implique la mise à mort des animaux pour réaliser le prélèvement des lésions ou organes internes sources de parasites nécessaire à nos analyses.

Remplacement

Les recherches réalisées à ce jour sur les mécanismes d’acquisition de résistance à la molécule testée par des approches in vitro sont réalisées majoritairement sur des parasites libres. Or les traitements anti-Leishmania administrés aux mammifères ciblent le stade de développement intra-cellulaire du parasite. Les lignées de cellules de type macrophage qu’elles soient d’origine humaine ou murine sont peu permissives au développement intracellulaire des parasites étudiés ce qui limite fortement leur utilisation. De plus, notamment dans le cas de traitement ou de résistance aux drogues anti-parasitaire il est primordial de pouvoir prendre en compte le tissu (organes cibles = rate et foie) et au-delà l’organisme entier. Le recours à des animaux vivants est de fait indispensable.

Réduction

Ce projet repose sur l’utilisation de 22 hamsters. Ce nombre nous permet d’avoir 4 à 6 individus par groupe pour chacune des analyses que nous avons prévues de réaliser. Le but final n’est pas de faire une étude comparative statistique entre les animaux traités et non traités mais d’observer les trajectoires individuelles sélectionnées après un traitement flash ou une augmentation croissante de la dose de molécule testée comparativement à l’inoculum initial. Pour réaliser ce projet et afin de diminuer le nombre d’animaux utilisés nous avons choisi d’utiliser le parasite transgénique qui nous permet de mesurer l’évolution de la charge parasitaire par imagerie intra-vitale non invasive sans avoir à mettre à mort les animaux. Ceci nous permet également d’adapter au mieux la mise en œuvre du traitement sur tous les animaux.

Raffinement

L’infection parasitaire étant silencieuse en terme de signes cliniques pendant les 8 premières semaines, les hamsters sont observés tous les jours par le personnel de l’animalerie au moment du changement des cages ou par l’expérimentateur. Afin d’adapter au mieux la mise en place des traitements par la molécule testée, en plus d’un suivi pondéral les animaux font l’objet d’un suivi de la charge parasitaire par imagerie intra-vitale non invasive. L’imagerie sera réalisée toutes les deux semaines entre la deuxième semaine suivant l’inoculation des parasites et la fin des cycles de traitement. L’augmentation de la charge parasitaire dans les organes cibles est corrélée à l’apparition des signes cliniques de la maladie, notamment la perte de poids. En fin de processus, les animaux sont mis à mort selon la procédure validée avant d’atteindre le point limite. L’injection des parasites est réalisée après anesthésie légère des animaux et l’imagerie intra-vitale non invasive est réalisée sous exposition continue d’isoflurane. Durant l’expérience, en cas de prostration ou difficulté locomotrice un gel d’hydratation pourra être placé dans la cage tout comme les granulés alimentaires. De même, une litière douce à base de cellulose pourra être substituée à la litière traditionnelle. Un triple enrichissement des conditions d’hébergement est mis en place (frisettes carton, coton, boule).

Choix des espèces

Deux raisons majeures quant au choix du hamster pour ce projet : - Le modèle murin est peu adapté pour les espèces de Leishmania viscérales,d’où le choix du hamster qui développe une pathologie proche de celle observée chez l’homme et rend possible la production en nombre des parasites à partir de la rate et du foie des animaux infectés. - Le traitement anti-Leishmania par la molécule testée est efficace avec une même posologie que celle de l’homme. C’est donc l’animal de choix pour toute recherche liée aux traitements anti-parasitaire. Les parasites seront inoculées aux hamsters entre la 5ème et la 6ème semaine soit avant la stabilisation de la prise de poids pour un animal non traité. En effet, l’un des premiers marqueurs révélateurs de l’initiation des dommages systémiques est la stabilisation dans la courbe d’évolution du poids, le second révélateur de la progression des dommages étant une perte pondérale. D’autre part, compte tenu de la durée de l’expérimentation il est important d’utiliser des animaux jeunes.

Injectés à trois mois d'âge par voie intraveineuse, mis à jeun douze heures avant chaque anesthésie, ponctionnés du liquide céphalo-rachidien six à neuf fois, passés quatre à cinq fois à l'IRM pendant une heure trente et sous immunosuppresseur oral pendant toute l'étude : quatorze chiens porteurs d'une mutation reproduisant la maladie de San Filippo A vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le traitement immunosuppresseur peut provoquer diarrhées, vomissements, atteintes cutanées et sanguines, prises en charge par un traitement symptomatique. Le porteur affirme qu'aucun effet indésirable n'est attendu des injections, des prises de sang ni des ponctions de liquide céphalo-rachidien. Trois ou neuf mois après l'injection, les quatorze chiens sont tués pour prélever leurs tissus.

Objectifs

La Mucopolysaccharidose de type IIIA (MPS3A), ou maladie de San Filippo A, est une maladie rare dite de surcharge, et qui affecte 0.7 à 1.8 nouveau-nés pour 100000 naissances en Europe. La maladie survient lorsque des enzymes nécessaires à la dégradation et au stockage de molécules de sucres complexes font défaut à l'organisme : ainsi ce déficit engendre une accumulation toxique de ces molécules dans de nombreux organes dont le foie, la rate et surtout le cerveau. La maladie de San Filippo A est caractérisée par une atteinte sévère du Système Nerveux Central qui débute le plus souvent entre 2 et 6 ans avec un retard du développement psychomoteur, des troubles du comportement, un défaut d'attention, une hyperactivité et une agressivité. La régression des acquisitions intellectuelles est rapide et sévère. Dans la phase finale les patients deviennent grabataires et développent une encéphalopathie profonde. Le décès survient généralement au décours d'une surinfection respiratoire avec une espérance de vie de l'ordre de 15 à 20 ans. Actuellement, aucun traitement approuvé ne peut aboutir à la guérison. Les seuls soins apportés visent à traiter les complications liées à la maladie et améliorer la qualité de vie des malades et de leur entourage. Le produit de thérapie génique que nous souhaitons tester vise à corriger le déficit de l'enzyme à l'origine de la maladie. L'objectif principal de ce projet est de réaliser une étude de biodistribution, d'efficacité et d'évaluation de la tolérance chez le modèle animal du chien MPS3A après administration par injection intraveineuse du produit de thérapie génique, sur un suivi de 3 mois et de 9 mois post-injection.

Bénéfices attendus

Le syndrome de San Filippo A, MPS3A, est la conséquence d'une accumulation de molécules du sucre, partiellement dégradées, dans les tissus de l'organisme. Ceci est le fait d'une mutation génétique qui affecte l'activité d'une enzyme nécessaire pour cette dégradation. Ces molécules mal dégradées, qui ne peuvent pas être éliminées, entravent le développement normal du cerveau puis détruisent les cellules du cerveau. Les premiers symptômes de la maladie associent un retard du développement cognitif associé à une hyperactivité, un comportement autistique et des troubles du sommeil. Chez l'Homme, ils apparaissent habituellement avant l'âge de 3 ans. Par la suite, l'atteinte neurologique entraîne une déficience intellectuelle et une réduction des capacités motrices qui aboutissent à la perte d'autonomie vers l'âge de 10 ans et un décès survenant le plus souvent entre 15 et 20 ans. Actuellement, cette pathologie est incurable, le traitement n'est que symptomatique. L'évaluation d'approches thérapeutiques reste donc essentielle pour évoluer vers la mise en place d'un réel traitement curatif pour ces patients. La thérapie génique est une des approches prometteuses qui permettrait de traiter la cause moléculaire de la maladie. Pour évaluer de telles approches thérapeutiques, avoir un modèle animal pertinent est nécessaire pour pouvoir réaliser des études précliniques nécessaires (preuves de concept de l'efficacité des produits thérapeutiques, études de dose...). Le présent projet vise à évaluer l'efficacité d'un traitement de thérapie génique sur des chiens atteints de la maladie. C'est une étape essentielle dans le développement préclinique qui permettra à terme de proposer un traitement curatif aux patients atteints. Elle permettra ainsi de générer toutes les données précliniques, mais aussi la tolérance globale de l'approche avec le suivi par imagerie par résonnance magnétique, et des bilans sanguins réguliers. Le but global de l'étude est de soutenir la demande d'un essai clinique de phase I/II chez des patients souffrant de la maladie de San Filippo.

Procédures

Chaque animal inclus dans cette étude sera soumis aux interventions suivantes : Procédure d'injection intraveineuse : Effectuée sur animal vigile ou sédaté (si besoin). Durée de l'intervention : environ 30 minutes. Prélèvements sanguins : Effectués soit vigiles sous légère contention (animaux sociabilisés et habitués aux manipulations), soit sous anesthésie (anesthésie destinée à une imagerie par résonance magnétique ou prise de sang). Total de 6 prélèvements sanguins pour les animaux suivis 3 mois, et 9 pour les animaux suivis 12 mois. Durée de l'acte : environ 5 minutes. Prélèvements de liquide céphalo-rachidien : Effectués par ponction, réalisés par des vétérinaires spécialistes sous anesthésie générale et analgésie. Total de 6 prélèvements pour les animaux suivis 3 mois, et 9 pour les animaux suivis 12 mois. Durée de l'acte : environ 10-15 minutes. Imagerie par résonance magnétique : Effectuée sous anesthésie générale et analgésie. Total de 4 examens pour les animaux suivis 3 mois, et 5 pour les animaux suivis 12 mois. Durée de l'acte : environ 1h30. Traitement immunosuppresseur : Administré par voie orale tout au long de l'étude. Durée de l’acte : environ 1 minute.

Impact sur les animaux

L'injection du vecteur thérapeutique par voie intraveineuse et les prélèvements sanguins sont des gestes peu invasifs pour lesquels aucun effet indésirable n'est attendu. Ces 2 actes seront réalisés sur animal vigile, sauf si une anesthésie est déjà prévue pour les autres gestes. Il est à noter qu’un jeûne d’une durée maximale de 12 heures sera mis en place avant leur anesthésie. Une nausée pourrait survenir dans les heures suivant l’anesthésie, cependant il est important de noter que les injections n’auront aucun impact sur leur consommation alimentaire ou hydrique. Avec ce protocole et par les expériences passées, il n'est pas attendu de réaction douloureuse. Les tests d’imagerie, examens non invasifs, seront réalisées sur les animaux anesthésiés. Les ponctions du liquide céphalo-rachidien seront réalisées par des vétérinaires spécialistes maitrisant ce geste technique sous anesthésie générale et analgésie adaptées. Il n'est pas attendu d'effet indésirable. Afin de limiter toute réaction inflammatoire au moment des injections du produit thérapeutique, un protocole d’immunosuppression sera mis en place tout au long de l'étude. Des effets secondaires d'ordre digestif tel que diarrhée et vomissements peuvent parfois être observés ainsi que des atteintes cutanées et hématologiques. Un traitement symptomatique pourra alors être mis en place avec un suivi rapproché des animaux concernés. Le phénotype ne devient dommageable qu'après 18 mois d’âge, voire après. L'évolution de la maladie est très lente. Si le phénotype se déclarait, il restera léger au vu de la période de suivi des animaux. De plus des examens cliniques et spécifiques sont prévus régulièrement et permettront d'adapter les soins.

Devenir

Les 14 animaux inclus dans ce projet seront suivis pendant une période de 3 ou 9 mois post-injection du produit thérapeutique, puis euthanasiés pour permettre le prélèvement de tissus post-mortem. La fin de protocole et euthanasie de tous les animaux est indispensable pour obtenir ces prélèvements, nécessaires à la réalisation des analyses moléculaires et histologiques prévues dans le cadre du projet. Ces analyses ne peuvent être effectuées sur des animaux vivants.

Remplacement

Toutes les études in vitro possibles ont été effectuées en amont de ce projet, en particulier la démonstration de la fonctionnalité des vecteurs. Nous arrivons ici aux dernières étapes précliniques nécessaires pour une demande d'essai clinique de phase I/Il pour lesquelles l'utilisation d'un modèle gros animal, permettant la mise en place d'approche chirurgicale similaire à celle effectuée sur les patients dans l'essai clinique est indispensable et nécessite donc l'utilisation de cette lignée de chiens MPS3A. Il n'existe pas aujourd'hui de méthode alternative pour tester l'effet d'un traitement de thérapie génique in vivo. Nous savons que l'efficacité du transfert du gène dans une lignée cellulaire in vitro n'est pas comparable à ce qui peut se passer in vivo dans un organisme entier. L'animal est le seul organisme vivant permettant d'étudier l'impact d'un transfert du gène dans différents types cellulaires (différents organes) et sur son phénotype, en lien avec le mode d'administration utilisé et la dose administrée. L'utilisation d'un modèle animal, d’autant plus un chien MPS3A, est donc essentielle pour l'évaluation préclinique de produits thérapeutiques pour le traitement de la Mucopolysaccharidose de type 3A.

Réduction

Un total maximum de 14 animaux sera utilisé comprenant : 3 animaux injectés avec du véhicule (2 euthanasiés 3 mois post injection et le troisième euthanasié 9 mois post injection), 9 animaux recevant l’administration du vecteur dont 6 euthanasiés à 3 mois post injection et 3 euthanasiés à 9 mois post injection, et 2 animaux non injectés (un suivi 3 mois et un suivi 9 mois). Ce nombre d'animaux par groupe a été évalué pour être un nombre minimal, sans qu'il soit excessif, permettant d'assurer la robustesse des résultats. Il est basé sur notre expérience de précédents projets et des données sur les autres modèles, lors desquels des résultats cohérents et reproductibles ont pu être obtenus dans des groupes de cette taille. Une analyse statistique sera réalisée pour les mesures où le nombre d'échantillons permettra d'avoir une puissance statistique suffisante.

Raffinement

Les procédures utilisées sont adaptées pour éviter tout inconfort de l'animal, et sont réalisées par du personnel formé et expérimenté. Le bien-être animal passera notamment par : 1. De bonnes conditions d'hébergement selon la réglementation en vigueur. Pour leur bien-être les animaux seront hébergés en groupe et recevront un enrichissement adapté (jeux divers disponibles dans les box, sociabilisation avec présence humaine, éducation, toilettage). Cet enrichissement serait renforcé si un animal se retrouvait en hébergement seul. 2. Un suivi régulier des animaux (observations biquotidiennes, pesées régulières, analyse du comportement). 3. Afin de suivre efficacement l'état de santé des animaux et mettre rapidement en place une action, une liste de points limites a été établie. Elle permet de définir une conduite à tenir afin d'arrêter, minimiser ou diminuer toute souffrance à l'aide de mesures comme un traitement adapté ou une mise à mort anticipée. 4. La mise en place de mesures adaptées en fonction des interventions éventuelles (anesthésie et analgésie si nécessaire, antibiothérapie, immunosuppressions, etc.). De plus, le nombre d'anesthésies sera minimisé en regroupant les procédures (prise de sang - volume adapté à la taille des animaux et validé par le vétérinaire, ponction du liquide céphalo-rachidien ) au sein d'une même anesthésie.

Choix des espèces

Le choix du chien comme modèle d'étude (mix beagle et Zealand Huntaway) est basé sur la prédisposition raciale à la même mutation génétique chez l'homme lors de la Mucopolysaccharidose de type III A. Chez le chien, une anomalie génétique conduit comme chez l'homme au développement anormal du cerveau et à des troubles moteurs. De plus la transmission génétique est la même que chez l'homme en étant autosomale récessive. Le choix de l'espèce est également basé sur son homologie avec l'homme, au niveau des plans anatomiques et fonctionnels du système nerveux central et du point de vue immunitaire (tolérance semblable). Dans l'étude clinique, les enfants seront traités entre 4 et 12 mois. Les animaux seront injectés à l'âge de 3 mois et 15 mois. C'est un âge auquel les animaux sont considérés comme "juvéniles" ou « jeunes adultes », et mimant donc le stade auquel des patients atteints du syndrome de San Filippo pourraient être injectés lors d'un futur essai clinique (enfants de moins de 5 ans).