Procédures modérées

Un lot de souris femelles est privé de ses ovaires par chirurgie et reçoit un implant hormonal, pour les rendre réceptives et servir de partenaires aux tests de comportement sexuel des mâles. 2 916 souris au total vont être utilisées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie subit une chirurgie du cerveau de trente à quarante-cinq minutes, les mâles sont hébergés seuls avant les tests d'accouplement qui durent neuf heures, et le porteur relève lui-même le stress lié à cet isolement. La majorité est tuée pour prélever le cerveau, une petite partie est tuée sans aucun prélèvement, parce que ces femelles ne servent plus une fois leur implant hormonal périmé.

Objectifs

L’infertilité est aujourd’hui un enjeu majeur de santé publique dont les causes et les mécanismes d’action demeurent mal compris. La fertilité repose sur une régulation adéquate par le cerveau des régions impliquées dans les fonctions de reproduction. L'organisation de ces structures cérébrales, en particulier dans l’hypothalamus, est contrôlée par les hormones stéroïdes sexuelles, testostérone et estradiol, pendant des périodes critiques de développement, de la naissance à la puberté. Le but de ce projet de recherche est de comprendre le rôle de l’œstradiol au cours du développement pubertaire dans les changements de plasticité de l’hypothalamus. Des souris seront utilisées afin d’investiguer les mécanismes d’action de l’œstradiol dans l’organisation pubertaire des réseaux neuraux sous-jacents la régulation des fonctions de reproduction. Les données issues de ce projet aideront à mieux comprendre les troubles pubertaires et contribueront à élucider les mécanismes d’actions impliquées dans le contrôle des fonctions de reproduction mâle et femelle. Cela pourrait ainsi conduire à développer des stratégies thérapeutiques spécifiques au sexe et à l’âge pour remédier aux troubles de la fertilité.

Bénéfices attendus

La puberté est une période critique de la vie qui permet d’atteindre la maturité sexuelle et ainsi permettre la reproduction. C’est une période cruciale de transition entre l’enfance et l’âge adulte qui, en plus de l’apparition des caractères sexuels secondaires, s’accompagne d’importants changements psychiques et comportementaux. Néanmoins de manière surprenante les mécanismes cérébraux sous-tendant ces changements sont aujourd’hui encore mal compris. Les données obtenues dans ce projet contribueront à déterminer les mécanismes d’action qui contrôlent l’organisation pubertaire du cerveau par les hormones stéroïdes sexuelles. Ceci est particulièrement pertinent si nous voulons développer de meilleurs traitements pour les troubles de la puberté mais également pour les troubles psychiatriques et comportementaux qui se manifestent souvent pendant cette période.

Procédures

Une partie des souris mâles et femelles subira une chirurgie au niveau du cerveau sous anesthésie générale et avec une analgésie pré et post-opératoire. La chirurgie durera entre 30 et 45 minutes maximum. Un lot de souris femelles subira un acte de chirurgie afin d’induire la réceptivité par retrait chirurgical des ovaires et pose d’un implant hormonal. La chirurgie durera maximum 10 minutes sur animaux anesthésiés et recevant une analgésie pré et post-opératoire. Ces femelles subiront également 2 injections d’hormones avant les tests de comportement sexuels. Le comportement des mâles et femelles sera analysé à l’âge adulte : - comportement spontané d’accouplement (2 tests séparés de 15 jours, d’une durée 9h pour les mâles ; 3 tests séparés de 10 jours d’un durée de 30 minutes pour les femelles, sur animaux vigiles). - test d’activité locomotrice spontanée (durée de 120 minutes sur animaux vigiles) et test d’anxiété spontanée (durée de 9 minutes sur animaux vigiles). Une partie des animaux subiront une chirurgie terminale sous anesthésie et analgésique d’une durée de 20 minutes maximum. Les animaux restants seront anesthésiés profondément et euthanasiés. A l’issue de cet acte terminal les prélèvements sont réalisés pour analyse.

Impact sur les animaux

Les chirurgies au niveau du cerveau des souris se feront sous anesthésie. Les éventuels nuisances et effets indésirables à court et à long terme liés à cette chirurgie sont une hypothermie, un arrêt cardio-respiratoire liée à l’anesthésie, une douleur post-opératoire se traduisant par une apparence, une position et des comportements anormaux ainsi qu’une perte de poids rapide. Les injections d’anesthésiques et d’antalgiques peuvent générer une douleur légère au point de piqure. Un léger inconfort peut être généré par la première introduction des souris dans les dispositifs liés aux tests comportementaux. Un stress peut être lié à l’hébergement individuel des mâles avant les tests de comportements. L’anesthésie effectuée pour les ovariectomies est également associée à certains risques (hypothermie, arrêt cardio-respiratoire…). De plus, un stress peut être lié à la chirurgie effectuée chez les femelles. Cette chirurgie peut également entrainer des douleurs.

Devenir

La majorité des animaux seront euthanasiées afin de prélever les cerveaux nécessaires à la réalisation des analyses histologiques et fonctionnelles. Une faible partie des animaux seront euthanasiés sans prélèvement à la fin des expériences de comportement car ces souris femelles ne peuvent être réutilisées au-delà de la période de validité des implants délivrant des hormones pour étudier le comportement sexuel des mâles.

Remplacement

L'étude du rôle de l’œstradiol dans la neuroplasticité de l’hypothalamus au cours du développement pubertaire nécessite des modèles animaux pour pouvoir étudier le réseau neuronal complexe au sein de l’organisme entier. Des animaux vivants seront donc nécessaires pour ce projet. Ce projet comporte des analyses neuroanatomiques et neuroendocrines. Il n'est donc pas possible de le développer par des méthodes alternatives et/ou substitutives.

Réduction

Le nombre total d'animaux utilisé est de 2916, ce qui permet une analyse combinée des mâles et des femelles et cela à différents stades du développement pubertaire. Des protocoles biologiques différents ne permettent pas d’effectuer toutes les analyses sur les mêmes échantillons. L’expertise scientifique de l’équipe dans l’étude neuroanatomique des fonctions de reproduction permet de connaitre le nombre d’animaux nécessaire par groupe afin d’obtenir des résultats fiables. Dans un souci de réduction du nombre d’animaux, nous déterminerons avec une première cohorte d’animaux les meilleures conditions d’injection des vecteurs viraux. Les effectifs utilisés ont été calculés au plus juste grâce à un calcul de puissance. Des analyses statistiques seront effectuées afin de réaliser une interprétation fiable des résultats. Afin de réduire le nombre d'animaux, les organes non utilisés dans ce projet (hypophyse, ovaire, dents, squelette...) seront proposés aux collaborateurs de l'équipe comme cela est fait habituellement. Par ailleurs, les résultats obtenus au fil de la réalisation de ce projet nous permettront d’affiner nos besoins et donc de réduire le nombre d’animaux nécessaires. En effet, nous envisageons de sélectionner les conditions induisant une perturbation du comportement sexuel à l’âge adulte, lors des premières expérimentations, afin de conserver uniquement celles-ci dans les expérimentations suivantes. Le nombre d’animaux indiqué dans cette demande correspond donc au nombre maximal d’animaux pouvant être utilisés dans cette étude.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans une animalerie, sous la supervision de soigneurs et d’un vétérinaire qualifié. L'hébergement des animaux sera réalisé conformément à la directive européenne 2010/63/UE en termes d'espace et d'environnement. Les souris seront soumises à un cycle lumière- obscurité de 12h dans un environnement à température contrôlée avec un accès ad libitum à la nourriture et à l'eau. Les cages complètes seront changées chaque semaine. Pour l'enrichissement, un nid sera placé dans la cage. Avant chaque procédure chirurgicale, une analgésie sera effectuée par l’injection d’un analgésique 20 minutes avant la procédure. Les souris seront surveillées et pesées quotidiennement en post-opératoire, puis hebdomadairement afin de s'assurer que toute souris présentant un ou plusieurs points limites sera euthanasiée. La douleur post-opératoire sera prise en charge par injection d’un analgésique durant les 3 jours suivant les chirurgies. Toutes les euthanasies des animaux seront effectuées sous anesthésie générale. L'anesthésie profonde de l'animal est vérifiée par le pincement de la patte arrière et l'absence du réflexe de clignement de paupière suite à une stimulation de l'œil. Une analgésie sera effectuée 20 minutes avant la chirurgie terminale.

Choix des espèces

La souris est l'un des modèles les mieux caractérisés pour ces études neuroendocrines et neuroanatomiques grâce à la disponibilité d'outils biotechniques (anticorps, lignées transgéniques...), et de données dans la littérature permettant d'une part de comparer les résultats obtenus avec ceux des autres laboratoires et d'autre part d'implémenter les connaissances sur cette thématique. Des souris mâles et femelles adultes seront utilisées. De plus, des souris mâles et femelles seront utilisées à différents âges prépubertaires et pubertaires. Ce projet vise à étudier la neuroplasticité de l’hypothalamus au cours du développement pubertaire, l’utilisation de ces différents âges permettra d’étudier le plus précisément possible les mécanismes d’action de l’estradiol lors du développement pubertaire.

Ce projet fonctionne comme un criblage in vivo de conjugués anticorps-médicament et de nanoparticules lipidiques censés contrer l'épuisement des lymphocytes CAR-T. 2 200 souris immunodéficientes y sont utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une greffe de tumeur, deux à six injections de cellules ou d'agents pharmacologiques, jusqu'à dix séances d'imagerie par bioluminescence et jusqu'à six prélèvements de sang. Le porteur décrit une leucémie disséminée, une anémie, un risque d'ulcération de la tumeur, une gêne respiratoire progressive et une maladie du greffon contre l'hôte, puis conclut que seul un criblage in vivo permet d'identifier des cibles de façon fiable.

Objectifs

Les thérapies cellulaires adoptives, notamment les lymphocytes T exprimant un récepteur antigénique chimérique (CAR-T), représentent une avancée thérapeutique majeure en oncologie. Leur efficacité reste cependant limitée, en particulier dans les tumeurs solides, principalement en raison du phénomène d'épuisement fonctionnel des lymphocytes T. Cet état se caractérise par une perte progressive des fonctions effectrices, une diminution de la capacité d'auto-renouvellement et une persistance réduite dans un microenvironnement tumoral immunosuppresseur, souvent associé à la surexpression de récepteurs inhibiteurs. Ce projet vise à évaluer des stratégies pharmacologiques innovantes et complémentaires pour contrer cet épuisement et potentialiser les thérapies cellulaires, en ciblant deux classes d'agents : des conjugués anticorps-médicament permettant de délivrer spécifiquement un agent cytotoxique ou immunomodulateur aux cellules T exprimant un récepteur de surface ; ou des • nanoparticules lipidiques ciblées pour l'inhibition in vivo de gènes clés de l'épuisement. Ce projet intègre également l'évaluation de lymphocytes T humains génétiquement modifiés par édition du génome. Ces stratégies visent à produire des cellules T dotées d'une résistance accrue à l'épuisement, à la suppression immunologique et au rejet allogénique.

Bénéfices attendus

Court terme : identification des stratégies pharmacologiques et des modifications génétiques les plus efficaces pour limiter ou reverser l'épuisement des CAR-T ; mise en évidence de combinaisons thérapeutiques plus efficaces contre des tumeurs hématologiques et solides réfractaires. Moyen terme : génération de données mécanistiques permettant de comprendre les bases biologiques des effets observés ; définition de fenêtres thérapeutiques sûres pour chaque agent ; validation de la stratégie d'édition génomique pour produire des cellules T améliorées. Long terme : développement d'essais cliniques combinant thérapies cellulaires génétiquement optimisées et modulateurs pharmacologiques ciblés, avec amélioration attendue du pronostic de patients pour lesquels les options thérapeutiques actuelles sont limitées.

Procédures

Une injection de greffe tumorale par animal. Durée : 5–10 minutes par intervention (incluant contention, anesthésie et réveil). Toujours réalisées sous anesthésie générale. • Injections de thérapies cellulaires et d’agents pharmacologiques 2 à 6 injections par animal au total (incluant les injections de cellules et des agents pharmacologiques, réparties sur la durée de l’étude). Durée : 5 minutes par séance d’injection (induction anesthésie + injection + réveil). Toutes les injections sont réalisées sous anesthésie générale . • Imagerie in vivo par bioluminescence pour suivi de la charge tumorale et de la persistance des cellules thérapeutiques. 3 à 10 séances au maximum selon le modèle tumoral et la survie des animaux. Durée : 10–20 minutes par séance (incluant anesthésie générale, injection de substrat si nécessaire, acquisition des images et réveil). • Prélèvements sanguins : 2 à 6 prélèvements par animal sur l’ensemble de l’étude. Durée : 5 minutes par prélèvement, animaux anesthésiés lors des procédures les plus invasives.

Impact sur les animaux

Pour certains animaux, les nuisances sont liées à la dissémination leucémique progressive (altération modérée de l'état général) et aux cytopénies secondaires, notamment une anémie modérée bien tolérée dans les délais de l'expérience. Les injections répétées induisent un stress ponctuel limité par l'anesthésie systématique. Pour d'autres animaux, les nuisances sont liées à la croissance tumorale au flanc (gêne mécanique, risque d'ulcération) et aux injections répétées sous anesthésie. Pour le modèle orthotopique pulmonaire, les nuisances spécifiques sont liées à l'atteinte fonctionnelle pulmonaire progressive (dyspnée, diminution modérée de la capacité respiratoire). Pour d'autres animaux (modèle humanisé) : Les nuisances incluent la croissance tumorale, les injections répétées sous anesthésie, et le risque de maladie du greffon contre l'hôte — nuisance spécifique modérée. D'autres animaux pourront avoir des nuisances liées à la croissance tumorale (gène mécanique, diminution d'apétit modérées).

Devenir

À l’issue des procédures expérimentales, tous les animaux seront euthanasiés pour des analyses immunologiques, histologiques, moléculaires et multi-omiques approfondies. Ces analyses nécessitent la mise à mort des animaux.

Remplacement

À l’heure actuelle, il n’existe pas d’alternative pertinente à l’utilisation de modèles in vivo pour atteindre les objectifs de ce projet. Ni les modélisations mathématiques, ni les systèmes in vitro ne permettent de reproduire l’environnement immunosuppresseur complexe auquel est soumis le système immunitaire in vivo. Le système immunitaire est fortement compartimenté entre les organes lymphoïdes et les tissus, avec une régulation fine des flux cellulaires et des signaux (cytokines, chimiokines) entre ces compartiments. Seule une approche de criblage in vivo permet de prendre en compte ces interactions dynamiques entre cellules tumorales, cellules immunitaires et agents pharmacologiques, et ainsi d’identifier de manière fiable des cibles présentant un potentiel thérapeutique majeur.

Réduction

L’ensemble du plan expérimental a été conçu pour utiliser le nombre minimal d’animaux compatible avec la robustesse scientifique des résultats. L’imagerie longitudinale non invasive permet de suivre l’évolution tumorale chez un même animal au cours du temps, chaque individu servant en partie de son propre contrôle, ce qui réduit le nombre total de souris nécessaires. Les tailles de groupes ont été déterminées à partir de calculs de puissance statistique, en tenant compte de la variabilité attendue du modèle, afin de limiter le nombre d’animaux tout en garantissant la détection des effets biologiquement pertinents. Les analyses de croissance tumorale ainsi que l'évolution des maladies seront réalisées par tests statistiques adaptés.

Raffinement

Les animaux en procédure auront un examen clinique quotidien. Toutes les procédures invasives, y compris l’imagerie, seront réalisées sous anesthésie générale appropriée, associée à une analgésie systématique et préemptive lorsque cela est indiqué, afin de minimiser douleur, stress et inconfort. Les animaux seront hébergés dans un environnement enrichi (abris, matériaux de nidification, objets d’exploration) et manipulés par du personnel formé aux bonnes pratiques visant à réduire le stress. Un suivi clinique quotidien sera assuré à l’aide d’une grille de score standardisée (poids, aspect du pelage, posture, activité, prise alimentaire, taille et aspect de la tumeur, etc.) et des points limites précocesseront strictement appliqués.

Choix des espèces

La souris est le modèle préclinique standard en immuno-oncologie. Les lignées immunodéficientes utilisée permettent la xénogreffe de tumeurs humaines et l'injection de cellules immunitaires humaines en créant un microenvironnement tumoral et immunitaire proche de la situation clinique. Aucune espèce alternative ne permet de réunir ces propriétés. L'ensemble des animaux est utilisé au stade adulte, entre 6 et 12 semaines (jusqu’à 16 semaines pour les suivis prolongés). Ce stade est le seul pertinent pour les objectifs du projet : les études d'efficacité antitumorale et d'immunothérapie nécessitent un système immunitaire mature et fonctionnel, une capacité de greffe tumorale établie.

Mises en reproduction, nourries pour une partie d'un aliment enrichi en sucre du lait humain, les femelles sont tuées au dix-neuvième jour de gestation pour une hystérectomie. Les nouveau-nés extraits sont imprégnés de l'urine d'une femelle adoptante puis glissés dans sa portée, avec de la nourriture au fond de la cage pour limiter le cannibalisme. À 28 et 38 jours ils reçoivent une injection d'allergène dans l'abdomen, à 45 jours un gavage du même allergène déclenche la réaction, température rectale et symptômes relevés pendant trente minutes. 144 souris sont utilisées ainsi, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et toutes sont tuées. Les reproductrices à l'hystérectomie, les adoptantes après le sevrage, la descendance le jour où l'allergie est provoquée.

Objectifs

Les allergies alimentaires peuvent apparaitre tôt dans la vie, car elles sont liées à des anomalies du système immunitaire, du microbiote et de la barrière intestinale dès la naissance. L’alimentation maternelle peut influencer la maturation de ces systèmes et donc le risque d’allergie. Les sucres du lait humain ont la capacité de renforcer la barrière intestinale, favoriser les bactéries bénéfiques pour la santé et d’induire la tolérance immunitaire. Nous avons démontré qu’une supplémentation en sucre du lait maternel pendant la grossesse protégeait la descendance de l’allergie alimentaire chez la souris, grâce à la présence d’une empreinte immune chez le fœtus et microbienne associé à la protection de la descendance. Chez la souris, nous avons démontré que la naissance par césarienne, supprimant l’empreinte microbienne, ne permettait plus la protection des descendants à l’allergie alimentaire par la supplémentation en sucre du lait maternel pendant la grossesse, malgré la présence de l’empreinte immune chez la descendance. Ces résultats permettent de dire que le transfert microbien à la naissance semble nécessaire à la prévention de l’allergie alimentaire. Dans ce projet, nous souhaitons comprendre si ce transfert à la naissance suffit à prévenir l’allergie alimentaire chez la descendance à lui seul, ou si l’empreinte immune et le transfert microbien sont tous deux nécessaires. L’objectif de ce projet est de ne pas induire l’empreinte immune liée à la supplémentation en sucre du lait maternel chez le fœtus, mais de coloniser des souriceaux nés par césarienne par un transfert de bactéries fécales de mères supplémentées en sucre du lait maternel. Nous pourrons alors évaluer si l’effet préventif de la supplémentation en sucre du lait maternel sur l’allergie alimentaire chez la descendance est toujours présent.

Bénéfices attendus

Nous avons déjà démontré chez la souris qu’une supplémentation prénatale en sucre du lait maternel pendant la grossesse protégeait de la survenue de l’allergie alimentaire chez la descendance. Nous avons également caractérisé les transferts immuns entre la mère et son foetus ainsi que l’empreinte microbienne spécifique transmise de la mère au souriceau. Nous avons démontré que le transfert microbien à la naissance est nécessaire à la prévention de l’allergie alimentaire chez la descendance et que l’empreinte immune n’est pas suffisante pour prévenir l’allergie. Au cours de ce projet, nous souhaitons définir si le transfert du microbiote à la naissance, issus de femelles gestantes supplémentées ou non avec le sucre du lait maternel, peut à lui seul permettre la protection de la descendance, ou si l’empreinte immune associée au transfert microbien à la naissance sont nécessaires à la prévention de l’allergie chez la descendance.

Procédures

Des pesées (1-2 minutes) seront réalisées pouvant induire du stress chez la souris, réduit par l’utilisation de tube de transport pour éviter de prendre la souris en main. Une partie des femelles reproductrices sera exposée à un aliment enrichi en un oligosaccharide du lait maternel, dès leur arrivée à l’animalerie et ceci jusqu’à leur mise à mort au 19ème jour de gestation. Des fèces seront récoltées chez les femelles gestantes au jour 18 de gestation (fin de gestation) et la descendance au jour 22 et 44 de vie. L’animal sera placé dans une cage propre sous un poste de sécurité microbiologique pendant quelques minutes, le temps de récupérer les fèces. Une injection intrapéritonéale sera effectuée sur les descendants à 28 et 38 jours de vie afin de les sensibilisées à l’allergène. Lors de l’injection, la souris sera prise en contention pendant quelques secondes afin de réaliser une injection sûre avec une douleur minime. L'adjuvant présent dans la solution de sensibilisation peut enrainer de léger maux de vantre, entrainnant une surveillance des animaux le jour de la sensibilisation. A 45 jour de vie, un challenge oral par gavage de l’allergène sera réalisé sur la descendance. Lors du gavage, la souris sera prise en contention pendant quelques secondes afin de réaliser un gavage oral sûr sans douleur. La température rectale et corporelle et les symptômes cliniques de l'allergie seront suivis les 30 minutes suivants le challenge oral.

Impact sur les animaux

La reproduction ainsi que les pesées, pour confirmer la gestation, peut occasionner un stress chez la souris par la répétition des gestes et la sortie des cages. Un stress sera induit aux femelles adoptantes lors de l’échange de portée. Lors de l’injection intrapéritonéale de l’allergène, une petite lésion au niveau de l’introduction de l’aiguille peut avoir lieu. L’Alhydrogel, un adjuvant présent dans la solution de sensibilisation, peut induire des maux de ventres aux souris. Lors du gavage oral, les symptômes de l’allergie sont provoqués chez les souris (baisse de température, irritation bouche/oreille, isolement/diminution de l’activité). Lors de la prise de température rectale pour mesurer la chute de température induite par la réaction allergique, une irritation du colon peut avoir lieu.

Devenir

A la fin de ce projet, la totalité des animaux seront mis à mort. Les femelles reproductrices seront mises à mort à 19 jours de gestation afin de réaliser les hystérectomies. Les femelles adoptantes seront mises à mort après le sexage et la fin du sevrage. La descendance sera mise à mort à la suite du protocole de sensibilisation et du challenge oral dans le cadre de l'allergie alimentaire.

Remplacement

Il est impossible de reproduire efficacement les systèmes biologiques très complexes que sont le microbiote et le système immunitaire intestinaux in vitro ou in silico, et ce, notamment dans le cadre d’interactions complexes comme ici avec des HMO et leur influence au cours de la période prénatale.

Réduction

Ce modèle animal utilisé a été conçu pour permettre de réduire un maximum le nombre d’animaux grâce à notre connaissance sur l’efficacité des reproductions sur 12h, les taux de cannibalismes et d’adoption après hystérectomie, et du nécessaire pour obtenir une différence des paramètres observés statistiquement différent entre les groupes (Annexe 2 et 3). Des outils statistiques ont été utilisés afin de réduire au maximum le nombre de souris par groupe pour être statistiquement relevant sur le paramètre principal de l’étude : la présence ou non de symptômes de l’allergie. Nous avons prix en compte le taux de mortalité lors des hystérectomies mais aussi lors des adoptions. Les souris de la procédure 1 qui n’auront été utilisées que pour la récolte de fèces seront utilisées pour augmenter le n de notre précédent protocole. Les souris surnuméraires ou non utilisées seront mises à mort ou utilisées pour des protocoles in vitro.

Raffinement

Seul le personnel expérimenté et qualifié effectuera les expérimentations animales, pour assurer les soins appropriés afin de minimiser la souffrance des animaux, avec un suivi quotidien des animaux. Les souris seront hébergées dans des cages dans un portoir ventilé avec un cycle jour/nuit de 12h (température, humidité) à 2 (femelles reproductrices), 1 (mâle reproducteur) et 4 (descendance) par cage selon les groupes dans un environnement avec au moins 2 enrichissements (dôme, tube, coton). Nous avons observé que les mâles entrés en reproduction deviennent plus agressifs envers leurs congénères du même sexe. Les mâles reproducteurs seront hébergés à 5 par cage avant la première reproduction puis 1 par cage par la suite. Une demande de dérogation pour l’hébergement des mâles a été ajouté à ce projet. Pour limiter le stress des pesées, les souris seront déplacées avec un tube en plastique, présent dans la cage, lui permettant de s’y glisser. Pour limiter cannibalisme ou rejet pendant les adoptions, les nouveau-nés seront imprégnés de l’odeur de la femelle adoptante par l’urine de la femelle et par la litière avant de placer les nouveau-nés dans la cage. L’échange des petits sera rapide sans déplacer le nid. Les femelles adoptantes seront le moins touchées possible. Les adoptions auront lieu dans une salle où seul deux expérimentateurs pourront entrer. De la nourriture sera placée dans le fond de la cage pour limiter le risque de cannibalisme. En cas de rejet, les petits seront séparés de la femelle adoptante pour être placés dans une autre portée, ou euthanasiés si des signes de souffrances ou des blessures sont observés. Pour obtenir le matériel fécal nécessaire à la procédure 2, nous avons besoin de femelles gestantes CT et 2’-FL. Afin d’optimiser l’utilisation de ces animaux, nous allons les utilisés pour augmenter le nombre de groupe d’un projet précédent. La sensibilisation et l’induction de l’allergie alimentaire peut induire un mal-être chez l’animal (Annexe 2). Une surveillance plus élevée des animaux est réalisée au cours de la journée des sensibilisations. Au cours des 30 minutes suivants le gavage oral, un suivi des symptômes cliniques (Annexe 2) et de la température rectale nous permettra de statuer sur l'état de la souris. En cas d'une chute de température supérieur à 5°C ou d'un mal-être trop important chez l'animal, nous prendrons la décision de mettre à mort l'animal avant la fin des 30 minutes.

Choix des espèces

Nous avons démontré chez la souris qu'une supplémentation durant la grossesse en prébiotiques et en sucre du lait maternel protégeaient la descendance de la survenue de l’allergie alimentaire. Afin de rester cohérent dans nos études, nous devons rester sur la même espèce. Les souris mâles et femelles reproducteurs seront âgées respectivement de 10 et de 6 semaines à leur arrivée. Les souris seront mises en reproduction à 11 et 7 semaines de vie, l’âge où elles sont mâtures sexuellement. Les souris gestantes seront mises à mort au 19ème jour de gestation afin de réaliser les hystérectomies. Si la reproduction sous 12h n’a pas été efficace, les souris non-gestantes seront de nouveau accouplées avec d’autres mâles la semaine suivante et ceci, jusqu’à ce que le nombre de descendants nécessaire soit atteint. Les souris certifiées gestantes seront utilisées pour l’adoption des nouveau-nés venus au monde par hystérectomie. Après le sevrage des petits à 21 jours de vie, les adoptantes seront mises à mort. La descendance sera sensibilisée à l'allergie à partir de 4 semaines de vie puis provoquée avec le même allergène, puis mise à mort le jour de la provocation de l'allergie à 6 semaines de vie afin d’étudier les cellules immunes dans divers organes.

Le muscle tibial antérieur d'une patte est retiré et remplacé par une matrice artificielle, puis enrichi par injection de cellules humaines. 120 souris immunodéficientes vont être utilisées ainsi, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, avec six séances d'imagerie sous anesthésie et un transport à pied entre deux établissements. Le porteur ramène ces atteintes à des douleurs modérées et à un risque d'infection lié à l'immunodéficience, et prévoit que chaque souris serve de témoin à elle-même par comparaison de ses deux pattes. Toutes sont tuées à l'issue pour prélever et analyser les muscles.

Objectifs

Ce projet vise à tester une nouvelle approche pour remplacer un muscle endommagé. Aujourd’hui, lorsqu’un muscle est perdu à cause d’une maladie ou d’un accident, il ne peut pas être remplacé. Nous développons une structure artificielle qui imite un muscle et qui peut être implantée à la place du muscle manquant. Cette structure est ensuite enrichie avec des cellules capables de former du tissu musculaire. L’objectif est de vérifier si cette approche permet de recréer un muscle fonctionnel dans un organisme vivant.

Bénéfices attendus

La perte d’un muscle, liée à une maladie ou à un accident, est aujourd’hui irréversible car il n’est pas possible de transplanter un muscle entre humains en raison des réactions du système immunitaire. Pourtant, ce type de handicap pourrait concerner des centaines de millions de personnes dans le monde. En effet, les maladies musculaires touchent une personne sur 3000 en Europe et la prise en charge actuelle varie entre 100 000 et 150 000 euros par patient et par an pour les formes les plus avancées. Ce projet propose une nouvelle approche pour répondre à ce besoin : remplacer le muscle manquant par une structure artificielle qui imite un muscle naturel. Une fois implantée, cette structure est enrichie avec différents types de cellules humaines capables de reconstruire un tissu musculaire. L’objectif est de démontrer que cette solution peut permettre de recréer un muscle fonctionnel. À terme, cette approche pourrait ouvrir la voie à de nouveaux traitements pour les personnes ayant perdu la fonctionnalité d'un muscle.

Procédures

Au cours du projet, les animaux auront une chirurgie sous anesthésie et analgésie (1 fois, durée : 15 minutes) et une injection de cellules sous anesthésie (1 fois, 5 minutes). Les animaux seront transportés d'un établissement 1 vers un établissement 2 (animaux vigiles, 10 minutes). Enfin, les animaux seront suivis par imagerie sous anesthésie (6 fois, durée : 15 minutes).

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, les animaux sont immunodéprimés ce qui les exposent à un risque accru aux infections. Plusieurs actes seront réalisés sous anesthésie (chirurgie, injection, imagerie), elle pourra engendrer une baisse de la thermorégulation et dans de rares cas une détresse cardio-respiratoire. L’intervention chirurgicale pourra engendrer des douleurs modérées et des risques d’infections. Les injections pourront induire une douleur légère de courte durée. Le transport entre les deux établissements pour la mise en oeuvre du projet et les imageries pourront engendrer un léger stress.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire à la fin de la procédure afin de prélever et analyser les muscles.

Remplacement

Avant toute utilisation chez l’animal, les différentes cellules sont étudiées en laboratoire grâce à des modèles in vitro. Ces tests permettent de vérifier leur bon fonctionnement et leur capacité à former des structures proches de celles observées dans l’organisme. Concrètement, certaines cellules sont sélectionnées pour leur capacité à former des fibres musculaires capables de se contracter, d’autres pour leur aptitude à former des vaisseaux sanguins, et d’autres encore pour leur rôle dans la production de composants essentiels du tissu. Ces propriétés sont évaluées à l’aide d’observations au microscope, de manière qualitative. Cette étape permet de s’assurer que les cellules présentent les caractéristiques attendues avant leur utilisation dans un organisme vivant. Cependant, à ce jour, il n’existe pas de méthode alternative permettant de reproduire l’ensemble des mécanismes impliqués dans la formation d’un muscle complet. Les interactions complexes entre les différents types de cellules, les vaisseaux sanguins et les tissus ne peuvent pas être modélisées de manière fiable uniquement en laboratoire. C’est pourquoi une approche in vivo reste nécessaire pour répondre aux objectifs de ce projet.

Réduction

Le nombre d’animaux a été défini de manière à obtenir des résultats fiables tout en respectant la règle des 3R. Au total, jusqu’à 120 animaux seront utilisés dans le cadre du projet. Afin de réduire le nombre d’animaux nécessaires, chaque souris servira de contrôle pour elle-même lorsque cela est pertinent, notamment en comparant les deux muscles de l’animal. Cette approche permet d’augmenter la puissance des analyses sans augmenter le nombre d’animaux. Les données seront comparées entre groupes à l’aide d’analyses statistiques adaptées, afin de garantir la robustesse et la fiabilité des résultats.

Raffinement

Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel est limité au maximum) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Pour limiter les risques d'infections liés au phénotype, les animaux auront de la nourriture, de la litière et des enrichissements stérilisés et l'eau de boisson sera purifiée. Les animaux seront également manipulés avec des gants sous hotte et hébergés en cages ventilées. L'ensemble des actes seront réalisés sous anesthésie générale et avec analgésie pour la chirurgie. Pendant l'anesthésie, les animaux sont placés sur tapis chauffant afin de maintenir leur température corporelle et un gel ophtalmique est appliqué pour prévenir le dessèchement des yeux. Avant et après la chirurgie, un gel nutritif sera introduit dans la cage ainsi que des croquttes au sol pour faciliter la prise hydrique et alimentaire. Pour le transfert entre les deux établissements, les animaux seront placés dans une boite de transport avec litière, croquettes et enrichissement. La boite sera placée dans un sac opaque pour préserver les animaux de la lumière extérieure. Le transport de l’établissement 1 à l’établissement 2 est de 10 minutes maximum à pied. Les examens seront réalisés après une semaine d’acclimatation. Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces.

Choix des espèces

L’utilisation de souris immunodéficientes est indispensable pour ce projet, car elle permet d’évaluer la greffe de cellules humaines dans un organisme vivant. Ces animaux présentent une déficience du système immunitaire ce qui limite fortement le rejet des cellules humaines injectées. Cette caractéristique est essentielle pour permettre la survie, l’intégration et l’étude des cellules humaines dans le tissu musculaire. Le modèle murin est largement utilisé en recherche biomédicale pour l’étude de la régénération musculaire, en raison de sa pertinence biologique et de la disponibilité de modèles adaptés. Ainsi, l’utilisation de cette lignée permet d’obtenir des résultats fiables et pertinents au regard des objectifs du projet. Les animaux seront utilisés à un stade adulte (entre 2 et 8 mois), ce qui correspond à un organisme mature et permet d’étudier la régénération musculaire dans des conditions proches de celles observées chez l’humain adulte. Ce choix est particulièrement pertinent pour évaluer l’intégration de la matrice et la formation d’un tissu musculaire fonctionnel dans un environnement physiologique stabilisé.

Ascite et œdèmes attendus après l'injection du sérum néphrotoxique, au point que les animaux prennent du poids au lieu d'en perdre. 1 140 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever les organes. Une chimiothérapie ou un sérum néphrotoxique leur est injecté sous anesthésie pour provoquer deux formes de maladie rénale, des minipompes osmotiques sont implantées chirurgicalement, et quatre prélèvements d'urine sont pratiqués au fil du protocole. Le porteur cherche à savoir si deux protéines protègent le rein et espère à terme un essai clinique chez des patients que les traitements actuels n'aident pas. Il retient la souris pour la simplicité de son hébergement, la maîtrise du modèle par son équipe et l'abondance de données déjà produites sur cette espèce, et note que les protocoles sont assez courts pour qu'aucune insuffisance rénale terminale ne devrait apparaître.

Objectifs

La maladie rénale chronique (MRC) représente un enjeu majeur de la santé publique, affectant environ dix pourcents de la population mondiale. Parmi les MRC, les glomérulonéphrites (GN) constituent une cause importante d’insuffisance rénale terminale, pour lesquelles aucun traitement curatif n’est disponible à ce jour. Les traitements actuels présentent de nombreux effets secondaires ce qui complique la prise en charge de ces maladies. Des données récentes suggèrent le rôle protecteur de deux protéines dans le rein. Ainsi, notre étude vise à explorer le potentiel thérapeutique de ces protéines dans les maladies rénales. Deux modèles de maladies rénales seront utilisés qui présentent des lésions similaires à celles retrouvées chez les patients. L’utilisation de ces deux modèles permettra de : 1. Caractériser le rôle de ces deux protéines dans des maladies rénales. 2. Etudier les limites et effets secondaires des traitements actuels de ces protéines. 3. Etudier l’effet d’un traitement actuel pour la GN sur l’expression des protéines. 4. Tester l’activation pharmacologique d'une des protéines. Ces travaux pourraient ouvrir la voie à de nouvelles stratégies pour le traitement des GN

Bénéfices attendus

La maladie rénale chronique (MRC) est un problème majeur de santé publique socio-économique affectant 10 pourcents de la population mondiale. Elle est la cause d’insuffisance rénale (IR) terminale nécessitant dialyse et transplantation, en raison d’absence de traitement curatif. L’IR est associée à une mortalité très élevée, même avant le stade de l’IR terminale. Les traitements utilisés ont des effets secondaires néfastes importants pour les patients. Le développement de nouvelles thérapies est primordial, c’est pour cela que ce projet a l'ambition de proposer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Des études antérieures réalisées par notre groupe et d’autres équipes de recherches ont pu démontrer le potentiel protecteur de deux protéines dans le rein mais leur rôle dans les MRC et particulièrement dans les glomérulonéphrites n’a pas été étudié. Nous souhaitons ici étudier le rôle de ces deux protéines dans la MRC, identifier leur rôle et à quel moment ces protéines sont induites et exprimées afin de pouvoir établir le moment propice pour les cibler en thérapeutique. Ce projet, pourraient déboucher sur un essai clinique chez l’homme, en particulier chez des patients pour lesquels les traitements actuels n’ont aucun bénéfice, voire ont des effets secondaires néfastes.

Procédures

(1) Une partie des animaux recevra une injection de sérum physiologique ou d’une chimiothérapie pour induire un modèle de maladie rénale qui entraine une atteinte des podocytes. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale. (2) D’autres animaux recevront une injection de sérum physiologique ou d’un sérum induisant une maladie rénale qui touche les glomérules. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale. (3) Les traitement thérapeutiques seront administrés chirurgicalement avec implantation de minipompes osmotiques. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale et analgésie. (4) L'ensemble des souris auront à subir un prélèvement d'urines quatre fois tout au long du protocole. Environ 1 minute par souris, sur animal vigile. (5) Prélèvement de sang sous anesthésie générale et analgésie, 1 minute environ par souris ; suivi de l'euthanasie par une méthode règlementaire en vue des différents prélèvements et analyses nécessaires.

Impact sur les animaux

Le stress et la douleur peuvent être générés par : 1. Douleur locale suite aux injections. Les injections seront de courte durée mais les animaux peuvent développer une inflammation locale et un stress lors de la contention. 2. Stress en raison de manipulations des souris, les pesées et le recueil des urines qui se feront chaque 3 ou 5 jours. 3. Les complications associées au modèle murin. Suite à l'injection du sérum néphrotoxique, les animaux peuvent prendre du poids en raison de l'ascite et des œdèmes développés lors de la mise en place des lésions rénales. 4. Complications liées à l'anesthésie au moment de l'euthanasie (détresse respiratoire, arrêt cardio respiratoire, stress thermique). Les protocoles mis en place dans le projet sont relativement courts, nous ne devrions pas observer de complications associées à l'insuffisance rénale terminale (perte de poids, baisse de la température corporelle).

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure, par une méthode réglementaire sous anesthésie générale et analgésique par une personne expérimentée afin de réaliser les différents prélèvements nécessaires pour les analyses.

Remplacement

En raison notamment de la complexité du tissu rénal qui comporte des dizaines de types cellulaires et au vu de l’état encore embryonnaire de la recherche sur les organoïdes, l’étude des maladies rénales requiert l’obtention de tissu rénal prélevé sur l’animal d’expérience ou l’homme. Il n’existe pas de méthode alternative in vitro pour analyser l’évolution de défaillance chronique progressive d’organes. De plus, l'un des critères majeurs est la fonction rénale, qui doit être mesurée par le dosage de la concentration plasmatique, de créatinine et d'urée.

Réduction

Des expériences préliminaires ont permis d’évaluer l’hétérogénéité inter-individuelle du phénotype étudié (lésions tissulaires rénales) dans les deux modèles. Un effectif de 10 à 15 animaux par groupe a été déterminé sur la base d’un calcul de puissance statistique réalisé à priori, permettant de détecter les différences phénotypiques entre les groupes d’animaux, et s’assurer de la reproductibilité de ces résultats d’une série à l’autre. Chaque procédure sera effectuée deux fois sur des lots indépendants. Le nombre total d'animaux est de 1140 souris

Raffinement

Les nuisances pour les animaux seront réduites au maximum grâce à l’application de mesures de raffinement appropriées. Avant le début de la procédure, les animaux seront acclimatés dans l’animalerie pendant au moins une semaine afin de les préparer à leur environnement. Leur bien-être sera assuré par un enrichissement optimal de leur environnement, comprenant une litière à base de cellulose composée de plusieurs éléments de tailles différentes. Cette litière, initialement compacte, sera décompactée par les animaux eux-mêmes. Des morceaux de bois à ronger et un dôme refuge en cellulose seront fournis dans chaque cage, offrant aux animaux des éléments pour explorer et se cacher, contribuant ainsi à leur confort. La gestion de la douleur sera une priorité, avec l’utilisation de méthodes d’analgésie et d’anesthésie adaptées pour minimiser toute souffrance. Des points limites ont été définis pour assurer une surveillance stricte du bien-être des animaux tout au long de l’expérience. Afin de garantir leur état de santé optimal, une surveillance quotidienne de leur aspect physique et du poids des animaux sera effectuée par le personnel qualifié de l'animalerie ou les responsables du projet. Les animaux seront hébergés dans des conditions strictement conformes à la réglementation en vigueur. Chaque cage contiendra un maximum de cinq animaux, et l’animalerie respectera des conditions de température, d’humidité et de renouvellement de l’air rigoureuses. Des mesures de soins seront prises pour limiter l’inconfort des animaux suite aux injections en intraveineuse (nécessaire pour l’induction du modèle).

Choix des espèces

-Pertinence du modèle souris en tant que mammifère grâces aux conditions simples à mettre en place pour son hébergement, tout en respectant les principes éthiques liés à l’expérimentation animale. -Modèle bien maitrisé dans cette espèce par le personnel du laboratoire -Nombreuses données relatives au projet déjà disponibles dans la littérature scientifique, et ont été obtenues grâces à cette espèce. -Lignée de souris génétiquement modifiées déjà générée et sans phénotype dommageable. Les procédures seront réalisées sur des souris livrées à l’âge de 8 semaines. Après une semaine d’acclimatation, les animaux seront soumis aux procédures à l’âge de 9 semaines (correspondant à un stade adulte jeune où la fonction rénale est mature sans présenter des lésions de vieillissement). Les souris génétiquement modifiées produites au laboratoire seront utilisées au même âge.

Un implant métallique glissé sous la peau, puis un chauffage local maintenu 48 heures par un champ magnétique, jusqu'à trois fois: 186 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. La chirurgie d'implantation dure une vingtaine de minutes, suivie de vaccinations sous anesthésie et de prélèvements de sang. Le projet cherche à savoir si une hausse de température modifie la production d'anticorps après une vaccination. Le porteur y voit un moyen non médicamenteux d'améliorer certaines réponses vaccinales et d'évaluer l'effet des médicaments pris contre la fièvre après un vaccin.

Objectifs

La température du corps des mammifères, dont l’homme, est finement régulée, mais elle peut augmenter, par exemple lors d’une fièvre induite par une vaccination ou par une infection. Cette augmentation de la température est connue pour influencer le fonctionnement du système immunitaire. Cependant, l’effet de la température sur la réponse immunitaire humorale, qui correspond à la production d’anticorps par des globules blancs essentiels au système immunitaire appelées lymphocytes B, reste encore mal connu. La capacité des lymphocytes B à produire des anticorps en réponse à une vaccination ou à un microbe est un processus complexe. Elle nécessite la coopération avec d’autres types de cellules du système immunitaire et la formation de structures spécialisées situées dans certains organes, comme les ganglions lymphatiques ou la rate. La réponse humorale se caractérise également par la mise en place d’une mémoire immunitaire dirigée contre la cible vaccinale ou le microbe, qui peut persister pendant plusieurs mois, voire plusieurs années. Le maintien de cette mémoire repose sur des interactions entre différents types cellulaires dans plusieurs organes, notamment la rate et la moelle osseuse. Ces mécanismes complexes sont difficiles à reproduire en laboratoire sur des cellules isolées. L’objectif principal de ce projet est de mieux comprendre comment une augmentation de la température peut influencer la réponse immunitaire humorale. Pour cela, le projet utilise un modèle expérimental chez la souris permettant d’augmenter la température de manière localisée, uniquement au niveau d’un ganglion lymphatique, de 1 à 2 degrés pour mimer l’intensité de l’élévation de température dans la fièvre. Le projet comporte deux objectifs successifs : 1/ vérifier que le dispositif expérimental permet d’augmenter localement la température de manière stable et réversible, sans affecter l’état général des animaux ; 2/ étudier si cette élévation locale de la température, appliquée au moment d’une vaccination, modifie la qualité et la durabilité de la réponse immunitaire. L’objectif principal est l’évaluation de la mémoire immunitaire à long terme. Des analyses réalisées à des temps plus précoces pourront permettre de mieux comprendre les mécanismes impliqués.

Bénéfices attendus

Mieux comprendre l’effet de la température sur la réponse immunitaire humorale pourrait avoir un impact important dans le domaine de la vaccination. En particulier, l’élévation de la température pourrait, à terme, être envisagée comme un moyen non médicamenteux d’améliorer l’efficacité de certaines réponses immunitaires, une approche déjà explorée dans d’autres domaines, notamment en cancérologie. Par ailleurs, ce projet permettra d’évaluer plus précisément les conséquences de la prise de médicaments visant à faire baisser la fièvre après une vaccination. Cette pratique est très répandue, mais son impact potentiel sur la mise en place d’une réponse immunitaire efficace et durable reste encore mal compris. Les résultats de ce projet pourraient ainsi contribuer à améliorer les connaissances sur le fonctionnement du système immunitaire et à guider, à plus long terme, certaines stratégies vaccinales.

Procédures

Les animaux seront soumis à plusieurs types d’interventions au cours du projet. Certaines souris subiront une intervention chirurgicale sous anesthésie générale afin d’implanter un petit objet métallique sous la peau au niveau du flanc. Cette chirurgie est réalisée une seule fois par animal et dure environ 20 minutes, suivie d’une période de récupération de 3 à 4 semaines avant toute autre manipulation. Après la phase de cicatrisation, les souris seront placées dans un dispositif générant un champ magnétique permettant d’induire une élévation locale de la température au niveau de l’implant. Cette élévation de température est maintenue pendant 48 heures. Dans le cadre de la validation du modèle, certaines souris seront soumises à cette procédure jusqu’à trois fois, à une semaine d’intervalle. La température locale sera mesurée par imagerie infrarouge, sans contact avec l’animal. Des mesures de température corporelle seront également être réalisées à l’aide d’une sonde rectale. Ces mesures durent en moyenne 1 à 2 minutes par animal et sont répétées à différents temps pendant les 48 heures de chauffage. Dans la seconde partie du projet, certaines souris seront vaccinées sous anesthésie générale par injection sous-cutanée au niveau de la patte arrière, une à deux fois par animal (vaccination initiale et rappel), chaque injection durant moins d’une minute. Des prélèvements sanguins seront réalisés à plusieurs endroits et à plusieurs temps (jusqu’à trois fois par animal), chaque prélèvement durant environ 1 minute. Enfin, les expériences se termineront par l'euthanasie des animaux sous anesthésie, avec un prélèvement sanguin final, d’une durée d’environ 2 minutes.

Impact sur les animaux

L’implantation chirurgicale de l’objet métallique peut entraîner une douleur et un inconfort modérés et transitoires, associés à une inflammation locale liée à la chirurgie, généralement limités à quelques jours après l’intervention. L’élévation locale de la température peut être associée à une sensation de chaleur localisée et à un inconfort transitoire pendant la durée du chauffage. Les vaccinations et les injections sous-cutanées peuvent provoquer une gêne locale temporaire et une réaction inflammatoire modérée au site d’injection. Les prélèvements sanguins et les mesures de température peuvent entraîner un stress passager lié à la manipulation des animaux. L'ensemble de ces interventions peut conduire a une légère perte de poids et des modifications transitoires du comportement. Les expériences se terminent par l'euthanasie des animaux.

Devenir

À l’issue des procédures, les animaux sont euthanasiés afin de permettre le prélèvement de sang en quantité suffisante ainsi que de différents organes du système immunitaire (ganglions lymphatiques, rate, moelle osseuse). Ces prélèvements sont indispensables à l’analyse de la réponse immunitaire humorale, de la mémoire immunitaire induite par la vaccination et des mécanismes associés. Ces analyses nécessitent des prélèvements terminaux et ne sont pas compatibles avec le maintien en vie des animaux.

Remplacement

Nous avons effectué des expériences in vitro afin d’étudier l’effet d’une élévation de la température sur les lymphocytes B. Il est cependant impossible in vitro de reproduire l’environnement complexe impliquant la coopération dans le temps et l’espace entre de nombreux types cellulaires qui permet aux lymphocytes B de produire des anticorps in vivo et de devenir des cellules mémoires capables de survivre pendant plusieurs mois. Il est donc nécessaire d’étudier cette réponse dans un organisme entier vivant, dans un modèle animal dont le système immunitaire et le contrôle de la température est proche de l’homme, comme la souris.

Réduction

Le nombre d’animaux a été limité au maximum (186) grâce à une organisation progressive du projet. Une première étape permet de valider le dispositif expérimental avant son utilisation, afin d’éviter de réaliser des expériences inutiles sur un grand nombre d’animaux. Des tests ont également été réalisés en dehors de l’animal pour vérifier le bon fonctionnement du dispositif. De plus, chaque animal peut être utilisé pour plusieurs mesures, ce qui permet de limiter le nombre total d’animaux. Enfin, le nombre d’animaux nécessaires a été calculé à l’avance afin d’obtenir des résultats fiables tout en utilisant le minimum d’animaux possible. Certaines analyses ne seront réalisées que si nécessaire, afin de ne pas utiliser d’animaux supplémentaires.

Raffinement

Les procédures impliquant une intervention chirurgicale, ainsi que les injections liées à la vaccination, sont réalisées sous anesthésie générale avec analgésie. Un suivi clinique quotidien est mis en place après chaque intervention et jusqu’à la fin de la procédure afin de détecter précocement tout signe de douleur, de stress ou de dégradation de l’état général. Pour cela, une grille d’observation est utilisée, prenant en compte des critères tels que la perte de poids, l’apparence générale, le comportement et la présence de signes cliniques anormaux comme un écoulement nasal, permettant d’établir un score de douleur. Des points limites ont été définis. En fonction du score de douleur et de sa persistance, la douleur sera traitée soit par analgésie jusqu'à l'amélioration du score (les animaux seront euthanasiés après 3 jours si le score ne s'améliore pas), soit les animaux seront euthanasiés. Une perte de poids pouvant être liée à une déshydratation est prise en charge par une réhydratation adaptée. Afin de réduire le stress lié aux manipulations et aux changements d’environnement, les souris sont habituées progressivement aux conditions expérimentales, notamment aux manipulations, à la prise de température et aux cages utilisées pour les expériences. Tout au long du projet, les animaux sont maintenus en groupes sociaux, sans isolement, dans un environnement enrichi comprenant des matériaux de nidification et des objets à ronger, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau, et sont observés tous les jours.

Choix des espèces

La souris a été choisie car son système immunitaire fonctionne de manière comparable à celui de l’être humain et est très bien étudié. Comme l’homme, la souris est un animal qui régule sa température corporelle, ce qui permet d’étudier de façon pertinente l’effet d’une augmentation de la température sur les défenses immunitaires. Toutes les expériences seront réalisées chez des souris adultes, âgées de 8 à 10 semaines au début des interventions. À cet âge, les animaux ont une taille suffisante pour permettre les interventions chirurgicales, et leur système immunitaire est pleinement développé, ce qui est indispensable pour étudier correctement la réponse à une vaccination et la mise en place d’une mémoire immunitaire.

Sensibilisées à des allergènes, exposées deux fois par semaine pendant six semaines par inhalation, prélevées chaque semaine, 5 100 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les modèles reproduisent l'asthme allergique, l'allergie alimentaire et la réaction anaphylactique, cette dernière pouvant faire chuter la température corporelle. Une trachéotomie terminale sous anesthésie clôt le protocole, sans réveil possible. Toutes les souris sont ensuite tuées pour prélever sang et organes.

Objectifs

Les maladies allergiques, qu’elles soient respiratoires (comme l’asthme allergique) ou alimentaires, sont en constante augmentation dans le monde, aussi bien dans les pays développés que dans les pays en développement. En France, on estime qu’environ un tiers de la population est concerné par au moins une forme d’allergie. Certaines de ces pathologies peuvent être graves, voire mettre en jeu le pronostic vital, comme certaines formes sévères d’asthme ou les réactions allergiques aiguës liées à l’ingestion de fruits à coque. À ce jour, il n’existe pas de traitement permettant de prévenir efficacement les allergies ou d’en contrôler durablement les symptômes. Les mastocytes, qui sont des cellules du système immunitaire, jouent un rôle central dans les réactions allergiques. Leur activation, notamment via les immunoglobulines E (IgE), déclenche les phénomènes inflammatoires responsables des symptômes. Dans ce contexte, ce projet propose d’évaluer de nouvelles approches thérapeutiques reposant sur l’utilisation d’anticorps humanisés ciblant les IgE. Ces stratégies seront étudiées dans différents modèles d’allergies majeures, incluant l’asthme allergique, l’allergie alimentaire et les réactions anaphylactiques. L’objectif est d’améliorer la compréhension des mécanismes impliqués dans les allergies et d’identifier de potentielles pistes de traitement.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à améliorer la compréhension des mécanismes impliqués dans les maladies allergiques, en particulier dans l’asthme allergique, les allergies alimentaires et les réactions anaphylactiques. Ces pathologies, fréquentes et parfois graves, représentent un enjeu important de santé publique. Le projet proposé permettra de mieux caractériser le rôle de certains acteurs clés du système immunitaire dans le déclenchement et l’amplification des réactions allergiques. Cette meilleure compréhension est indispensable pour identifier de nouvelles cibles thérapeutiques. À plus long terme, les connaissances acquises dans le cadre de ce projet pourraient contribuer au développement d’approches thérapeutiques innovantes, visant à prévenir ou à mieux contrôler les réactions allergiques, et ainsi à réduire leur impact sur la qualité de vie et la santé des patients.

Procédures

Chaque injection se fera sur animal vigile et sous contention (20 sec), alors que les inhalations (2x par semaine pendant 6 semaines) et les injections intra-dermiques (1x dans le modèle de PCA) se feront sous anesthésie gazeuse, (induction/perte de conscience : 2min ; inhalation 20 sec). Des prélèvements sanguins seront réalisés en sub-mandibulaire sur animal sous anesthésie gazeuse au minimum 1 fois par semaine, avec alternance des joues de prélèvement (induction/perte de conscience : 2min ; prélèvement : 30 sec). Une trachéotomie sera réalisée sous anesthésie générale, après vérification de la profondeur de la narcose et suppression de tout réflexe (10-15min), par du personnel diplomé en « chirurgie de l’animal de laboratoire », en fin de procédure expérimentale et sans réveil possible (procédure sans réveil).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus chez les animaux sont principalement liés aux procédures expérimentales et aux modèles d’allergie utilisés. Les administrations de traitements par injection peuvent entraîner une douleur aiguë de courte durée liée à la piqûre (quelques secondes) ainsi qu’un inconfort transitoire au point d’injection. Des nuisances spécifiques sont attendues en fonction des modèles d’allergie étudiés. Dans le modèle d’asthme allergique, l’exposition aux allergènes par voie respiratoire peut induire une gêne respiratoire transitoire. Dans le modèle d’allergie alimentaire, le gavage peut entraîner un stress de courte durée lié à la contention et à l’administration (environ 20 secondes). Ce modèle peut également provoquer des troubles digestifs (diarrhées, inconfort abdominal). L’induction d’une réaction anaphylactique peut entraîner une baisse transitoire de la température corporelle. Dans le modèle d’anaphylaxie cutanée, une inflammation locale (gonflement de l’oreille) est attendue, pouvant être associée à une sensibilité ou une douleur locale, difficilement quantifiable en l’absence de signes comportementaux marqués. Afin de limiter la douleur et le stress, plusieurs mesures seront mises en place. Les procédures potentiellement les plus invasives ou stressantes (notamment certains prélèvements sanguins et expositions par inhalation) seront réalisées sous anesthésie lorsque cela est compatible avec les objectifs scientifiques. Les animaux feront l’objet d’une surveillance régulière permettant de détecter précocement tout signe de souffrance, et des critères d’arrêt seront appliqués si nécessaire.

Devenir

A la fin des procédures, tous les animaux seront mis à mort, afin de réaliser des prélèvements de sang et d’organes pour analyser les cellules et les tissus, notamment grâce à des techniques permettant d’identifier les différents types de cellules et d’observer leur organisation au sein des tissus (comme la cytométrie en flux ou l’histologie).

Remplacement

Bien que des expériences in vitro avec des cellules humaines ou d’animaux sont réalisées au laboratoire, celles-ci expériences in vitro ou méthodes alternitives ne permettent pas de reproduire la réponse systémique d’un organisme complet. Les maladies allergiques sont des maladies multifactorielles complexes dans lesquelles plusieurs organes du corps jouent un rôle important (épithélium, organes lymphoïdes secondaires, système vasculaire…). C’est pourquoi, l’utilisation d’animaux est primordiale afin d’étudier les mécanismes mis en jeu dans les différents modèles allergiques.

Réduction

L'expérience du porteur du projet dans l'analyse de ces divers modèles de pathologies et la présence des données préliminaires nous permet d'anticiper et d'optimiser le nombre d’animaux à analyser dans chaque modèle. Nous utiliserons une moyenne de 4 animaux contrôle versus 4 animaux allergiques de même âge et sexe pour chaque expérience. Pour certaines procédures, chaque souris sera son propre contrôle (une oreille traité vs. une oreille contrôle). Les expériences seront répétées 3 fois de manière indépendante afin d’assurer la validité de nos résultats. En fonction du type d’expérience, du nombre d’échantillons analysés et de la distribution des valeurs, un des tests statistiques suivants sera utilisé :1-way ou 2-way ANOVA, Mann-Whitney ou unpaired 2-tailed Student’s t test.

Raffinement

Les animaux seront observés quotidiennement et les conditions d'hébergement (enrichissement des cages avec des carrés de ouates, igloos...) seront également surveillées. Lors de leur arrivée dans la zootechnie d’expérimentation, quelle que soit leur origine, le souris auront une phase d’acclimatation dans une pièce séparée sur portoirs ventilés d’au moins cinq jours. Les souris seront hébergées à maximum 5 par cage de 500cm² en portoir ventilé dans un environnement contrôlé. L’enrichissement sera constitué d’une maison en plastique et de frisure de papier kraft pour faire un nid. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux et/ou d'amélioration des procédures pour diminuer la souffrance animale. Bien que des signes de douleur ne semblent pas apparaître dans nos modèles d’allergie, tout animal, présentant une douleur évidente (isolement, baisse importante de l’activité, perte de poids > 10%, pilo-érection et/ou grimace) sera immédiatement mis à mort.

Choix des espèces

La souris représente le modèle animal le plus utilisé pour étudier la physiopathologie des maladies humaines. En effet, l’élevage de souris est très productif (avec une variation possible en fonction des fonds génétiques étudiés) et nécessite peu de place. Les connaissances et avancées technologiques actuelles permettent de disposer de nombreux modèles sophistiqués. D’ailleurs, la majorité des animaux transgéniques nécessaires à la réalisation de ce projet sont uniquement disponible chez la souris et sous un fond génétique bien contrôlé. Enfin, la physiologie des différents organes chez la souris présente de nombreuses similarités avec celle des organes humains, ce qui permet l’induction de modèles pathologiques mimant les maladies humaines observées chez les patients. Pour la majorité des expériences, les animaux seront utilisés entre 7 et 12 semaines, ce qui correspond à de jeunes adultes qui possèdent un système immunitaire bien développé et mature.

Tuées à l'issue même quand la tumeur régresse, 200 souris immunodéprimées vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit une greffe de cellules cancéreuses humaines sous anesthésie, puis des lymphocytes humains modifiés, avec un suivi par imagerie. Le projet teste des cellules CAR contre des cancers du sang et des tumeurs solides, sur la base de résultats obtenus en culture. Le porteur justifie la mise à mort de toutes les souris, y compris celles en rémission, par le risque d'une reprise de la tumeur et de la souffrance associée.

Objectifs

L’immunothérapie anticancéreuse est une approche dont le succès en clinique a récemment été validé avec l’approbation de stratégies d’immunothérapie visant à traiter des cancers avancés. Ces immunothérapies sont basées sur le transfert adoptif des cellules immunitaires du patient qui ont été modifiées pour reconnaitre la tumeur. Malgré son efficacité dans le traitement de cancers sanguins comme la leucémie, le succès de cette thérapie dans le traitement des tumeurs solides reste encore très limité. Ce projet vise donc à étudier l’efficacité anticancéreuse des cellules immunitaires humaines activées in vitro et injectées dans des souris porteuses de tumeurs humaines. Les résultats obtenus devraient contribuer à améliorer les immunothérapies dans le traitement du cancer. Le projet se déroule dans 2 EU différents.

Bénéfices attendus

La recherche qui est proposée dans ce projet a pour objet d’améliorer les thérapies anticancéreuses de type immunothérapie en ciblant des cancers agressifs. Nos résultats préliminaires in vitro ont d’ores et déjà démontré que les cellules CAR-T diminuent la prolifération de plusieurs cellules cancéreuses (lymphome, cancer du sein et cancer du poumon). Les résultats qui découleront de ce projet permettront d’accroitre nos connaissances sur les immunothérapies en cancer et d’améliorer leur efficacité.

Procédures

Les souris seront soumises à une anesthésie gazeuse pendant 10 minutes maximum et recevront une injection sous-cutanée (s.c) ou intraveineuse (i.v) de cellules cancéreuses à l’aide d’une seringue (EU1). Cette injection se réalise en 10 secondes par souris. A ce moment, chaque souris entre dans une phase d’expérimentation de 5 semaines maximum avant la mise à mort. Le traitement par injection i.v de lymphocytes humains sera administré dans les mêmes conditions (EU1). Un suivi de la croissance tumorale et du poids des animaux seront réalisés tous les 2 jours, des mesures qui se font respectivement en 10 et 5 secondes pour chaque animal. Des imageries par bioluminescence nécessiteront des injections de luciférine qui se feront en IP sur animal vigile (EU2). Chacune de ces administrations se fera en 15 secondes maximum par animal, prise de l’animal par l’expérimentateur comprise. Lors du suivi de croissance tumorale par imagerie, les souris seront sous anesthésie gazeuse. À la fin de l’expérimentation, les animaux seront mis à mort après anesthésie générale à l’isoflurane (EU2).

Impact sur les animaux

L’injection des cellules cancéreuses par voie sous-cutanée et intraveineuse peut occasionner des dommages dans la queue si les animaux venaient à bouger avec la conséquente angoisse. Les injections se feront donc sous anesthésie à l’isoflurane. D’autres nuisances comme une nécrose pourrait apparaitre si la taille de la tumeur est très grande (plus de 1500 mm3 pour les tumeurs sous cutanées). L’apparition de gêne respiratoire (pour les tumeurs pulmonaires) ou une parésie des membres arrière peuvent être observées (pour la tumeur Raji).

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de la procédure. Lorsque l’effet thérapeutique (disparition ou diminution de la tumeur) est observé, ce qui devrait arriver au plus tard à la quatrième semaine, les animaux qui n’auront pas atteint le point limite seront aussi mis à mort sous anesthésie préalable. En effet, compte tenu du fait que les animaux sont porteurs de tumeurs, et même si des régressions tumorales pourront être observées, une reprise de la croissance tumorale après la période d’arrêt des traitements est toujours possible et nécessite la mise à mort de l’ensemble des souris pour se prémunir de la souffrance qui peut en résulter.

Remplacement

Nous avons réalisé des expériences in vitro (remplacement) au préalable qui nous ont permis de déterminer l’efficacité de la thérapie CAR-T dans notre modèle ainsi que son potentiel dans l’immunothérapie en cancer. Pour valider nos résultats, nous devons utiliser un modèle murin afin d’étudier notre hypothèse dans l’environnement tumoral. En effet, les études précliniques avec des animaux sont incontournables pour la finalité de ce projet puisqu’il est nécessaire d’identifier l’efficacité in vivo mais aussi les effets indésirables potentiels des traitements.

Réduction

Les groupes expérimentaux sont constitués de n=10 individus/condition et l’expérience sera réalisée 2 fois ce qui donnera une puissance statistique fiable. Le fait que ces animaux soient génétiquement les mêmes, permet de réduire la taille des groupes tout en ayant des résultats fiables. L’utilisation des souris de manière indépendante nous permet d’avoir une réelle puissance statistique. Nous avons choisi de mesurer les tumeurs par bioluminescence, ce qui contribue à réduire le nombre d’animaux tout en conservant une puissance statistique suffisante. Les expériences ne seront réalisées que deux fois, les rates et les tumeurs seront analysées sur les mêmes animaux ce qui permettra de réduire le nombre d’animaux de l’étude.

Raffinement

Les souris disposeront d’une phase d’habituation à être manipulées par les expérimentateurs pour réduire leur appréhension. Les souris chez lesquelles les tumeurs solides et sanguines sont implantées seront examinées trois fois par semaine pour surveiller leur inconfort (taille de la tumeur gênant la mobilité, isolement du groupe, absence de toilettage). Par ailleurs, les injections se feront sous anesthésie gazeuse pour limiter le stress. Des analgésiques seront utilisés en cas de douleur. De plus, les animaux seront hébergés à raison de 6-10 souris par cage en présence des éléments nécessaires à la fabrication d’un nid. De la nourriture et de l’eau seront ajoutés à la cage. Également, des points limites spécifiques seront appliqués. Pour le transport des animaux entre les deux établissements utilisateurs (500 mètres environ), nous transporterons à pied les souris dans des cages filtrées et dans l’obscurité pour limiter le stress causé par le transport. A leur arrivée dans l’établissement utilisateur 2/2, les cages des souris seront changées et placées sur portoir ventilé pour protéger les souris immunodéprimées (phénotype dommageable). Les souris ne seront déplacées qu’une seule fois pour limiter le stress du transport. Ces mesures assureront ainsi le raffinement de l’étude.

Choix des espèces

Il est impossible à nos jours de reproduire avec fidélité l’environnement tumoral et sa réponse à l’immunothérapie. Pour prouver les mécanismes immunitaires impliqués dans la maladie et tester l’efficacité de l’approche thérapeutique, nous devons recourir à l’utilisation d’un modèle animal et l’utilisation de la souris nous permet d’avoir accès à des modèles transgéniques et des modèles humanisés. Etant donné que l’objectif à long terme sera d’évaluer l’efficacité des cellules CAR-T en thérapie anticancéreuse, nous devons utiliser une espèce présentant une physiologie proche de l’Homme, telle que la souris, qui est un modèle de référence en cancérologie. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 8 et 12 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles.