Procédures sévères
Mise au point expérimentale d’un poumon artificiel
- Recherche appliquée
- Troubles respiratoires
Opérés six heures sous anesthésie puis tués avant tout réveil, 25 cochons sont utilisés dans les essais aigus d'un poumon artificiel portatif. Dix autres, opérés trois heures pour la pose d'une canule, sont ensuite maintenus vingt-huit jours dans un trolley-hamac qui restreint leurs mouvements afin d'empêcher l'arrachement du dispositif, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Les 35 cochons sont tués pour prélever cœur, poumons, foie et reins. Le porteur écrit qu'aucun effet indésirable ni nuisance ne sont attendus pour les animaux opérés sans réveil, et décrit pour les autres une perte de poids possible, une déshydratation, une infection du site de ponction et une défaillance multiorgane.
Objectifs
L'intérêt d'un poumon artificiel portatif est de permettre à des patients inscrits sur liste de transplantation pulmonaire de pouvoir attendre la transplantation dans les meilleures conditions en leur permettant de marcher, de s'asseoir, de bouger, de faire des exercices donc de préparer au mieux leur transplantation alors que leur organe ne fonctionne plus. La machine comporte une canule innovante insérée dans une grosse veine du corps permettant d'extraire le sang désoxygéné, de le faire passer dans un circuit miniaturisé comportant un moteur et un oxygénateur puis de réinjecter le sang oxygéné au niveau de l'oreillette gauche. Il s'agit d'ajouter un 3e poumon, totalement artificiel, lui permettant d'assumer les fonctions d'oxygénation, de décarboxylation et permettant au cœur droit de fonctionner normalement.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus du projet sont : A court terme, valider les résultats obtenus sur banc d'essai et sur la simulation du cœur imprimé 3D et obtenir des résultats préliminaires venant compléter le dossier pour le comité de protection de la personne humaine en vue d'une étude clinique chez l'homme (phase 1). A moyen terme, permettre aux patients en attente de transplantation pulmonaire, sous assistance cardio-respiratoire externe, de bénéficier d'une thérapeutique moins invasive avec la canule double flux développée dans ce projet. En effet, cette canule ne nécessite qu'un unique abord vasculaire haut, ce qui diminue le risque de complications vasculaires et offre plus de mobilité aux patients, leur permettant de s'installer en position assise. Ainsi, le déconditionnement des patients sera limité, et leur forme physique et psychologique sera meilleure que sous assistance cardio-respiratoire classique. Cela devrait mener à de meilleurs résultats post-transplantation. À long terme, la canule développée sera associée aux autres dispositifs du poumon artificiel portatif de ce programme : un moteur miniaturisé et un oxygénateur durable. La portabilité du dispositif permettra aux patients de se mobiliser (marche, soins de kinésithérapie notamment), et sa durabilité permettra aux équipes soignantes d'avoir plus de temps pour trouver un greffon.
Procédures
Les animaux des procédures aigues (25 animaux maximum et 21 minimum) seront soumis à une seule intervention sous anesthésie générale balancée sans réveil (6 heures). Les animaux de la procédure chronique (10 animaux maximum et 6 minimum) auront, sous anesthésie générale balancée, une interventionde mise en place de la canule double flux (3h). Ces animaux auront, après leur réveil, une restriction de mouvement car ils seront installés dans un trolley-hamac afin d'empécher tout arrachement du dispositif (durée 28jours).
Impact sur les animaux
Pour les procédures aigues : s'agissant de procédures expérimentales réalisées sous anesthésie générale balancée sans réveil, aucun effet indésirable ni nuisances ne sont attendus pour l'animal qui sera euthanasié en fin de procédure ou en cas d'échec de l'anesthésie. Pour la procédure chronique, les effets indésirables prévus sont:(1) douleur légère provoquée par la procédure d'insertion de la canule (perforation de la peau); (2) altération possible de l'état général : perte de poids, déshydratation, infection du site de ponction, défaillance multiorgane; (3) stress induit par la restriction de mouvement et les manipulations quotidiennes. Ces nuisances seront réduites au maximum grâce à la réalisation des procédures sous anesthésie générale balancée (hypnose et analgésie) et l'utilisation de mesures de raffinement appropriées.
Devenir
Pour l'ensemble des procédures nous devons récupérer plusieurs organes (coeur, poumon, foie, reins) des animaux pour évaluer l'impact de la mise en place de la canule et les effets du dispositif de perfusion.
Remplacement
Des tests sur banc d'essai et coeur imprimés 3D ont permis d'éviter le recours à l'utilisation d'animaux pendant la phase de prototypage de la canule. Le recours à des animaux vivant, de taille compatible avec l'implantation et le retrait de la canule, est indispensable afin de s'assurer de la faisabilité de cette procédure sans avoir d'impact négatif sur la fonction cardiaque. De plus les essais de performance à cours et moyens terme ne sont réalisable que sur des animaux vivants.
Réduction
Afin d'optimiser la méthodologie, l'équipe de recherche adoptent des méthodes statistiques avancées qui permettent d'obtenir des résultats robustes tout en réduisant considérablement la taille des échantillons nécessaires. L'utilisation de plans factoriels représente une approche particulièrement efficace pour maximiser la quantité d'informations recueillies à partir de chaque animal utilisé dans l'expérimentation. Le partage des données entre laboratoires constitue une stratégie essentielle pour éviter la duplication inutile d'expériences coûteuses en temps et en ressources. Nos protocoles intègrent une surveillance accrue des animaux avec des réévaluations fréquentes qui permettent d'interrompre une expérience dès que les résultats deviennent statistiquement concluants. Cette approche adaptative évite de prolonger inutilement les études lorsque les objectifs scientifiques ont été atteints plus rapidement que prévu.
Raffinement
Anesthésie et analgésie adaptées : Protocole anesthésique optimisé pour éviter toute souffrance durant l'assistance cardio-respiratoire externe. Analgésie post-opératoire efficace en cas de réveil des animaux pour d’autres évaluations. Amélioration des techniques chirurgicales : Utilisation de techniques mini-invasives pour la mise en place des canules d'assisatnce cardio-respiratoire externe afin de limiter les traumatismes. Surveillance continue pour ajuster rapidement les paramètres et éviter les complications. Enrichissement et soins post-opératoires : Amélioration des conditions d’hébergement pour limiter le stress des animaux (réduction de l’isolement, environnement adapté). Équipe dédiée pour surveiller l’état de santé et ajuster les soins en fonction des besoins individuels. Critères d’arrêt et d’euthanasie : Définition de critères précis pour éviter toute souffrance inutile (signes de détresse, défaillance multi-organique irréversible). Euthanasie réalisée dans le respect des protocoles éthiques pour éviter toute douleur.
Choix des espèces
Le porc présente une anatomie et une physiologie du système cardio-respiratoire similaire: débits cardiaques et résistances vasculaires proches de ceux de l’humain, réponse physiologique comparable aux situations d’hypoxie et de choc cardiogénique, taille et masse corporelle adaptées, réponse inflammatoire proche. L'anatomie cardiovasculaire est adaptée à la mise en place de l'assistance cardio-respiratoire externe permettant de tester les techniques de canulation sans nécessiter d’adaptations majeures. La structure pulmonaire est comparable, les échanges gazeux et les réponses à l’oxygénation mécanique sont similaires à ceux observés chez l’homme. Les porcs de 40-100 kg ont des dimensions proches de celles des patients adultes. Cela permet l’utilisation de cannules de l'assistance cardio-respiratoire externe standardisées pour l’humain, ce qui facilite la transposabilité des résultats. Pour une question de stabulation, nous utiliserons des animaux de 60kg.
« Le rôle d’IKAROS dans une forme pédiatrique de leucémie : facteur de la maladie ou cible pour la soigner ? »
- Recherche appliquée
- Cancers
Immunodéprimées et maintenues en cages individuelles ventilées pour éviter les infections, 200 souris vont être utilisées dans une étude sur une leucémie de l'enfant, 188 d'entre elles dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Chacune reçoit une injection de cellules leucémiques puis jusqu'à huit prises de sang hebdomadaires, et 160 souris reçoivent en plus vingt injections de chimiothérapie sur quatre semaines. Le porteur annonce que toute perte de poids sera traitée comme un signe de souffrance et un effet sévère, entraînant la mise à mort de l'animal concerné. Toutes sont tuées à la fin, sang, moelle osseuse et rate étant analysés pour y compter les cellules leucémiques.
Objectifs
L'objectif de ce projet est de mieux comprendre le rôle d'une protéine dans un type de leucémie qui touche principalement les enfants. Nos études suggèrent que, contrairement aux autres formes de leucémie, cette protéine d'intérêt pourrait ici aider les cellules cancéreuses à survivre. Nous allons donc examiner si la disparition de la protéine d'intérêt dans ces cellules pourrait freiner la progression de la maladie. Pour ce faire, nous testerons un médicament déjà utilisé chez d’autres patients cancéreux afin de voir s’il pourrait devenir une nouvelle option de traitement pour ce type de leucémie. Auparavant, nous allons comparer deux modèles de souris afin de choisir celui qui se prête le mieux à notre étude. Ce travail pourrait ouvrir la voie à de nouvelles approches thérapeutiques afin de mieux traiter certains enfants atteints de leucémie.
Bénéfices attendus
Avantages à court terme : Ce projet vise à mieux comprendre le rôle d’une protéine impliquée dans un type spécifique de leucémie chez l’enfant. À court terme, il pourrait permettre d’identifier une nouvelle cible pour le traitement de cette maladie. Cela ouvrirait la possibilité d’utiliser un médicament déjà disponible en clinique, ce qui faciliterait une mise en application rapide pour les patients. Avantages à long terme : À plus long terme, cette recherche pourrait contribuer au développement de traitements plus efficaces et mieux ciblés contre la leucémie, avec moins d’effets secondaires. Cela améliorerait la qualité de vie et les chances de guérison des patients. En réduisant l’utilisation de traitements lourds et généralisés, elle pourrait également limiter l’impact environnemental lié à certains médicaments de chimiothérapie.
Procédures
Dans cette étude, plusieurs procédures sont réalisées sur des souris pour évaluer l’efficacité de traitements contre la leucémie. Jusqu’à 188 souris peuvent être concernées par des prises de sang, effectuées une fois par semaine pendant un maximum de huit semaines. Chaque prélèvement dure environ deux minutes et est réalisé par du personnel expérimenté. Une injection unique est également prévue au début de l’étude, pour chacune des souris. Cette intervention, qui dure environ vingt minutes par animal (temps de préparation compris), est suivie d’une observation quotidienne pour vérifier l’état de santé des animaux. Un autre traitement, sous forme de chimiothérapie, nécessite jusqu’à 160 souris. Il consiste en vingt injections réparties sur quatre semaines. Chaque injection dure environ deux minutes, et les souris sont observées juste après pour s’assurer qu’elles vont bien. Toutes les manipulations sont réalisées par groupes de cinq souris. L’expérimentation peut être arrêtée plus tôt que prévu si des résultats suffisamment clairs sont obtenus, afin de réduire le nombre d’animaux utilisés.
Impact sur les animaux
Douleur : Certaines procédures, comme les prélèvements sanguins ou les injections, peuvent provoquer une douleur légère à modérée. Cette douleur est généralement brève et disparaît quelques minutes après l’intervention. L’apparition de la leucémie peut également entraîner des douleurs quelques jours ou semaines après l’induction, une fois la maladie installée. En cas de signes de douleur après l'établissement de la leucémie, les animaux seront immédiatement euthanasiés et examinés. Perte de poids : Les animaux seront pesés chaque semaine. Perte de poids sera considérée comme un signe de souffrance et un effet sévère, et l’animal concerné sera euthanasié. Réduction de l’activité ou de la mobilité : Certains animaux peuvent devenir moins actifs à cause de la maladie ou si le système nerveux est affecté. Une surveillance quotidienne sera mise en place. Si une forte réduction de la mobilité ou une incapacité à se déplacer persiste plus de deux jours, cela sera considéré comme un signe de détresse. Stress : Des manipulations comme les injections ou les prélèvements peuvent provoquer un stress léger et temporaire. Celui-ci dure en général moins d’une heure après la procédure. Un stress prolongé pourra être suspecté en cas de changements persistants dans le comportement. Changements comportementaux : Des modifications telles que léthargie, agitation ou agressivité peuvent apparaître après certaines interventions. Elles sont en principe transitoires, durant quelques jours. Si ces troubles persistent ou s’aggravent, une évaluation sera faite pour décider d’une éventuelle euthanasie.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés et analysés à la fin des procédures. Plus précisément, le sang, la moelle osseuse et la rate seront analysés pour détecter la présence de cellules leucémiques par cytométrie de flux.
Remplacement
Cette analyse in vivo est essentielle pour déterminer le rôle de notre protéine d’intérêt dans les leucémie aiguë lymphoblastique, car elle permet d’étudier le comportement des cellules leucémiques dans un environnement biologique complexe, ce qui ne peut être réalisé par des techniques in vitro à ce stade du projet. En effet, les modèles in vitro ne reproduisent pas fidèlement les interactions biologiques et les mécanismes physiopathologiques présents dans un organisme vivant, limitant leur pertinence pour cette étude spécifique. Dans ce cadre, la souris constitue un modèle privilégié pour l’analyse des traitements en onco-hématologie, permettant de modéliser les interactions complexes entre les tumeurs, le système immunitaire et le microenvironnement — interactions impossibles à étudier de manière aussi complète avec des cultures cellulaires seules. De plus, les souris présentent des réponses thérapeutiques proches de celles observées chez les patients humains, ce qui les rend particulièrement adaptées pour tester et valider de nouvelles thérapies.
Réduction
Le nombre d’animaux sera ajusté en fonction des besoins expérimentaux, en s’appuyant sur des calculs préalables permettant d’optimiser la taille des groupes. Les expériences d’induction de la leucémie seront réalisées avec des groupes de 5 animaux, répétées 2, 3 ou 4 fois selon les résultats obtenus. Si la première série montre des résultats significatifs, les autres ne seront pas effectuées. Sinon, nous poursuivrons avec la deuxième série, et ainsi de suite, jusqu’à l’obtention de résultats significatifs, avec un maximum de quatre séries. Cette approche séquentielle permet d’interrompre l’étude dès que des données robustes sont disponibles, évitant ainsi l’utilisation d’animaux supplémentaires non nécessaires. Ainsi, la conception expérimentale suit rigoureusement le principe de Réduction des 3R : le nombre d’animaux est limité à ce qui est strictement nécessaire pour obtenir des résultats fiables, les données sont exploitées au maximum, et toute expérimentation redondante est évitée. Cette stratégie permet de concilier la validité scientifique avec un impact réduit sur les animaux.
Raffinement
Afin de minimiser les perturbations liées aux prélèvements sanguins, aux injections, au phénotype délétère induit et à l'induction de la leucémie, des mesures spécifiques seront mises en œuvre. Les animaux seront étroitement surveillés afin de détecter tout signe de souffrance ou effet secondaire du traitement avant d'atteindre le seuil de mortalité. Les méthodes suivantes seront utilisées : Suivi du phénotype délétère : Les souris sont immunodéprimées et donc gardées dans des cages individuelles ventilées pour éviter les infections. Induction de la leucémie : Les animaux seront surveillés quotidiennement et toute détérioration de leur état sera immédiatement évaluée. Si des signes de douleur ou de détérioration physique apparaissent (critères de douleur : perte de poids, modifications du pelage, comportement, etc.), les animaux seront euthanasiés afin d'éviter toute souffrance et analysés directement.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix pour l’analyse des traitements en onco-hématologie. Modélisation d'interactions complexes : Les souris permettent d'étudier les interactions entre les tumeurs, le système immunitaire et le microenvironnement de manière bien plus fidèle que les cultures cellulaires seules. Évaluation de la réponse thérapeutique : Les souris présentent des réponses thérapeutiques proches de celles observées chez les patients humains, ce qui les rend précieuses pour tester de nouveaux traitements. Les animaux sont utilisés à l’âge de 6 à 8 semaines, ce qui correspond à une phase de maturité du système hématopoïétique comparable à celle de l’adolescence, en accord avec le fait que nous étudions un cancer pédiatrique. Comme les deux sexes sont affectés par le sous-type de leucémie étudié, nous utiliserons des souris mâles et femelles
Évaluation in vivo de l’efficacité anticancéreuse des traitements innovants pour le glioblastome chez le rat
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Greffés d'une tumeur cérébrale puis réopérés pour l'exciser, avant de recevoir un traitement déposé dans la cavité laissée par la chirurgie ou injecté dans le sang, 199 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Certains reçoivent en plus un médicament par voie orale et de la radiothérapie, sous anesthésies répétées, chaque acte anesthésié ne devant pas dépasser trente minutes. Le porteur indique que la craniotomie et la résection peuvent provoquer des hémorragies locales et des douleurs post-opératoires, que la radiothérapie peut entraîner des troubles moteurs, et que la progression du glioblastome conduit à une perte d'appétit puis de poids. Les animaux de l'étude de survie sont tués dès qu'ils atteignent un point d'arrêt, et ceux qui tiennent jusqu'au cent-vingtième jour sont déclarés guéris puis tués pour analyse.
Objectifs
Le glioblastome est une forme de cancer du cerveau particulièrement agressive. Malgré les traitements actuels (chirurgie, chimiothérapie et radiothérapie), l’espérance de vie des patients dépasse rarement 15 mois. Deux grands défis limitent l’efficacité des traitements : une barrière naturelle du cerveau qui empêche les médicaments d’atteindre facilement la tumeur et la présence de cellules cancéreuses très résistantes, difficiles à éliminer. Après chirurgie, la tumeur revient souvent près de la zone où elle a été retirée. Cette région, appelée le bord chirurgical, favorise la repousse des cellules cancéreuses. Pour améliorer les traitements, les chercheurs explorent actuellement deux stratégies prometteuses. La première consiste à implanter directement dans le cerveau des matériaux contenant des traitements, comme des médicaments ou des molécules qui bloquent certains gènes responsables des récidives. Cette méthode permet de libérer les substances actives là où elles sont vraiment nécessaires, et sur une longue durée. La seconde approche repose sur les nanomédicaments, de minuscules transporteurs capables de protéger le médicament, de mieux cibler les cellules cancéreuses, de franchir les barrières du cerveau et de limiter les effets secondaires. Ce projet vise à tester et comparer l’efficacité de deux traitements administrés localement dans le cerveau et de deux nanomédicaments administrés dans tout le corps, afin de mieux lutter contre ce type de cancer.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de vérifier l’efficacité anticancéreuse de quatre nouveaux traitements véhiculant des agents thérapeutiques pour le glioblastome. Les retombées de ce projet pourraient permettre de répondre à un besoin médical non pourvu dans le traitement du glioblastome qui n’a pas bénéficié d’innovation thérapeutique depuis 2005.
Procédures
Les animaux subiront : 1) une intervention chirurgicale pour réaliser la greffe tumorale ; 2) une excision chirurgicale de la tumeur suivie de l’administration, en une seule dose, d’un traitement innovant soit dans la cavité laissée par la chirurgie, soit par voie sanguine. Certains animaux recevront également un traitement médicamenteux par voie orale ainsi que de la radiothérapie, accompagnés d’anesthésies répétées. La durée approximative de chaque chirurgie ou de tout acte nécessitant une anesthésie ne dépassera pas 30 minutes.
Impact sur les animaux
Les nuisances anticipées dans ce projet concernent la greffe, l'excision chirurgicale de la tumeur, l'administration de traitements et la douleur liée aux actes chirurgicaux. La manipulation, contention des animaux, les injections répétées d'anesthésiques ou d'analgésiques sont générateurs de stress pour les animaux. Les injections entrainent également une douleur légère de courte durée. La résection peut induire des hémorragies locales et avec la craniotomie elles peuvent générer des douleurs post-opératoires. La radiothérapie est susceptible de provoquer des troubles moteurs. La progression tumorale induite par la maladie (glioblastome) provoque à terme une perte d'appétit, donc une malnutrition et finalement une perte de poids.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure expérimentale. Ceux de l’étude de survie seront mis à mort dès qu’ils atteindront l’un des points d’arrêt définis (modifications du poids corporel, changements dans l’apparence physique, le comportement, les réponses aux stimuli, ou apparition de signes cliniques de souffrance évalués à l’aide d’une grille de score adaptée). Si ces critères ne sont pas atteints au jour 120 post-greffe tumorale, les animaux seront considérés comme guéris et euthanasiés pour analyses post-mortem. Quant aux animaux de l’étude de tolérance, visant à évaluer la sécurité des traitements, ils seront euthanasiés une semaine après le traitement pour réaliser des analyses post-mortem.
Remplacement
L’objectif de ce projet est de vérifier l’efficacité anticancéreuse des traitements innovants véhiculant des agents thérapeutiques pour le glioblastome. Les équipes impliquées dans le projet ont établi les différentes étapes expérimentales sur la base des résultats obtenus préalablement. L'étape de validation de l'efficacité du traitement in vivo est indispensable avant toute évaluation clinique chez le patient. Il n’existe à l’heure actuelle, aucune autre méthode qui pourrait se substituer à l’expérimentation animale dans ce domaine.
Réduction
Le nombre d'animaux prévu dans chaque groupe est basé sur un calcul d'effectif permettant de prédire que nous avons 80% de chance d’obtenir un résultat statistiquement significatif. Animaux des deux sexes seront utilisés dans les procédures expérimentales.
Raffinement
Les rats seront hébergés à raison de 2 animaux par cage et leur bien-être sera assuré par un enrichissement de leur environnement grâce à l'utilisation d'une litière à base de cellulose, de dômes autoclavables et de morceaux de bois à ronger, dans toutes les cages. Les animaux seront soumis à une observation quotidienne, et familiarisés avec des comportements susceptibles de provoquer du stress afin de minimiser les nuisances. Une échelle d'évaluation de la souffrance sera utilisé pour quantifier la souffrance en fonction des changements de poids corporel, des changements dans leur apparence physique, comportement, de réponses aux stimuli ou de l’apparition de signes cliniques de souffrance. En fonction du score total obtenu grâce à cette échelle des mesures visant à soulager la détresse (ex. eau gélifiée, nourriture dans la cage, ajout d’enrichissement, remise d’un animal isolé en hébergement de groupe) et la douleur (ex. analgésie) seront mises en place.
Choix des espèces
Le modèle rat (avec le modèle souris) représente le modèle le plus étudié dans le traitement des tumeurs cérébrales. Nous avons choisi un modèle de rat pour tester nos traitements locaux et non pas un modèle souris car il représente un modèle plus grand et qui permettra donc d'obtenir une meilleure localisation in vivo de la tumeur, de la distribution du traitement dans le tissu cérébral et d'administrer des volumes plus importants de traitement, ce qui nous rapproche davantage de la clinique. Les différents travaux scientifiques dans ce domaine ont utilisé très majoritairement des rats Fischer 344 de 5 à 8 semaines : afin de pouvoir confronter nos résultats avec la littérature et avec nos travaux précédents nous avons choisi d’utiliser des rats de 5-8 semaines.
Efficacité et toxicité de candidats médicaments impliqués dans le traitement du cancer
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Des souris immunodéficientes, immunocompétentes ou dotées d'un système immunitaire ou d'un foie humanisés reçoivent des tumeurs humaines ou murines, pour tester des candidats médicaments contre le cancer. 15 480 souris vont être utilisées sur trois ans dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré ou sévère. Les actes prévus selon les études comprennent la castration, l'implantation chirurgicale, répétable, de fragments de tumeurs ou de dispositifs sous la peau, des prélèvements vaginaux quotidiens pendant au moins cinq jours, voire plusieurs semaines, et des injections de plasmides qui peuvent provoquer dans les minutes suivantes des troubles cardio-respiratoires et "une altération marquée de l'état général". Les souris sont tuées en fin d'étude, aux points limites ou à la demande du vétérinaire, et 1 200 sont déclarées réutilisables, sur décision vétérinaire, dans un projet de formation interne aux gestes techniques, parmi celles qui n'ont subi qu'une partie de la procédure, comme les témoins négatifs.
Objectifs
L’objectif de ce projet est de pouvoir tester des candidats médicaments en oncologie. Pour ce faire, nous utiliserons des modèles de tumeurs humaines ou murines sur des souris immunodéficientes, immunocompétentes ou avec un système immunitaire et/ou un foie humanisé. Différentes stratégies d’implantation des tumeurs pourront être mises en œuvre en fonction des besoins expérimentaux. Le modèle nous permettra non seulement d’évaluer l’effet du candidat médicament sur la croissance tumorale mais également d’analyser sa toxicité et l’implication du système immunitaire dans la réponse. Des souris sans tumeurs pourront également être utilisées dans des études pilotes, des études de biodistribution et toxicité de candidats thérapeutiques en oncologie.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’évaluer la fonctionnalité de candidats médicaments dans des modèles se rapprochant le plus possible des conditions des cancers humains. En utilisant des souris au système immunitaire humanisé, nous mettons à disposition des chercheurs un modèle permettant d'étudier les mécanismes immunitaires anticancérigènes et les potentiels effets thérapeutiques de candidats médicaments avec davantage de spécificité de l'espèce utilisatrice de ces futurs traitements : l'humain.
Procédures
Des prélèvements sanguins seront réalisés sur souris avec ou sans anesthésie en fonction de la voie choisie. Les volumes maximaux de prélèvements seront proportionnels au poids et à l’âge de l’animal avec une limite fixée sur une période glissante de 14 jours. Une réhydratation avec du sérum physiologique sera réalisée si nécessaire. La répartition des prélèvements figurera dans le protocole de l’étude et sera contrôlée par un vétérinaire. Chaque prélèvement durera quelques secondes. Pour les analyses nécessitant un volume plus important, un prélèvement terminal sous anesthésie gazeuse sera réalisé. Des prélèvements vaginaux pourront aussi être pratiqués quotidiennement pendant au moins cinq jours, voire plusieurs semaines pour caractériser le cycle œstral. Des prélèvements d’urines et de fèces pourront être pratiqués par contention et massage du ventre. Les animaux recevront des injections de solution saline isotonique contenant des plasmides, une ou deux fois selon la durée de l’étude. Ces injections, administrées uniquement aux souris de plus de 18 g, dureront entre 10 et 15 secondes. Les administrations de traitements ou de cellules seront réalisées par injections qui pourront être répétées selon le protocole et dureront quelques secondes. Certaines procédures nécessiteront des actes chirurgicaux pour la castration, l’implantation de fragments de tumeurs et/ou de dispositifs sous-cutanés, réalisés sous anesthésie gazeuse avec une analgésie préopératoire et un suivi post-opératoire rigoureux. L’implantation durera environ 8 minutes et pourra être répétée selon les besoins de l’étude. Concernant la castration, celle-ci durera moins de 10 minutes. Le suivi de la croissance tumorale pourra se à l’aide d’un pied à coulisse pour une durée de quelques secondes et/ou par imagerie pour une durée comprise entre 10 et 45 minutes. À l’issue des études, les animaux devant être euthanasiés le seront selon les méthodes réglementaires. Toutes les interventions seront réalisées sous un suivi clinique rigoureux afin de minimiser douleur et stress des animaux.
Impact sur les animaux
-Injection(s) de solution saline isotonique contenant des plasmides (pour favoriser le développement de populations immunitaires humaines d’intérêt) : peut engendrer des troubles cardio-respiratoires et une altération marquée de l’état général, pendant les minutes suivants l’injection. Peut engendrer un hématome. -Prélèvements vaginaux : peut engendrer une irritation locale, une inflammation ou un stress temporaire. -Chirurgie : douleur, hémorragie, un défaut du système d’anesthésie / analgésie (ex : la souris se réveille en cours de procédure), un état clinique détérioré au réveil (ex : hypothermie), mauvaise cicatrisation. -Administration de traitements ou de cellules cancéreuses : effets potentiellement toxiques des composés à visées thérapeutiques, hématome, douleur, lésion au site d’administration (notamment si administrations répétées) - Prélèvements sanguins : anémie, hématome, douleur, lésion au site de prélèvement (notamment si prélèvement répétés). -Rasage et crème dépilatoire : microlésions, irritations cutanées, gêne (sensation de brûlure de la crème), inflammation transitoire. -Anesthésie : risque d’hypothermie et de sécheresse oculaire (ajout de gel ophtalmique en prévention). -Prélèvement d’urine et de fèces : stress, gêne voire potentiellement douleur si présence de tumeurs au niveau abdominal. -Prise de température corporelle à l’aide d’une sonde : irritation, inflammation, stress. Des nuisances peuvent également être induites par le stress dû aux contentions, au développement des tumeurs et des éventuelles métastases. La douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.
Devenir
Les animaux en fin d'étude, ayant atteints les points limites ou sur demande du vétérinaire seront euthanasiés. Ils ne recouvreront pas leur état de santé et de bien-être général. Des souris issues de cette procédure pourront être réutilisées dans le projet « Formation interne aux procédures et gestes techniques appliqués aux souris » sur décision vétérinaire. Ceci ne pourra être envisagé que dans les cas ou des animaux ont subi seulement une partie de la procédure (ex : animaux du groupe contrôle négatif) et ne présentant pas d’altérations résiduelles de leur état de santé.
Remplacement
Les tests in vitro seront envisagés si ceux-ci sont appropriés. Néanmoins, il n'est actuellement pas possible de recréer in vitro un environnement complexe comme le système immunitaire et de mimer ses interactions avec une tumeur, tout en objectivant les effets potentiellement toxiques de médicaments en développement. La souris constitue un modèle scientifiquement valide, robuste et indispensable pour le développement et la mise au point de thérapies innovantes pour les patients.
Réduction
Un total de 15480 souris seront utilisées, couvrant une période de 3 ans et permettant de réaliser 309 études précliniques de 50 souris. Aucune approche statistique n'a été réalisée, pour le nombre total d’études ou pour le nombre total d’animaux dans le projet. L’estimation du nombre d’animaux est réalisée sur base du nombre d’études effectuées les années antérieures et anticipant une croissance chaque année, en accord avec le plan commercial. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum par des analyses rétrospectives systématiques. La variabilité de la croissance tumorale dépend fortement du modèle tumoral. Le nombre de souris par groupe est fonction de la variabilité de croissance historique sur un modèle déterminé.
Raffinement
En début d'étude, les souris seront hébergées préférentiellement par groupes sociaux stables de 5 individus. Des compléments alimentaires pourront être administrés suivant l’état de santé des animaux. La cage contiendra à minima une couche de litière permettant de creuser, se cacher et réaliser un nid. Cette couche de litière pourra être supplémentée par un échantillon de litière provenant de cages mâles pour synchroniser le cycle œstral. En outre, des enrichissements de qualité seront fournis dans chacune des cages : morceaux de bois, tunnel en carton, kraft et/ou boules de cotons. À leur entrée dans l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation de minimum 4 jours. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, elles bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour limiter la douleur, la souffrance et l’angoisse, une échelle de scores cliniques (pelage, mobilité, état général, activité, comportement, etc…) sera appliquée dès le premier geste invasif ou dès qu’un signe d’altération sera observé lors de la surveillance quotidienne. Des traitements antalgiques préventifs et curatifs seront mis en œuvre dès que nécessaire, sous avis vétérinaire, administrée avant intervention chirurgicale ou toute procédure potentiellement douloureuse. Un relais dans l’eau de boisson pourra ensuite être réalisé. Le vétérinaire aura pleine autorité pour euthanasier un animal ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur. Concernant les prélèvements sanguins, le volume maximal est défini pour un prélèvement unique, au-delà il s’agira d’un prélèvement sous anesthésie sans réveil, suivi d’une euthanasie. Les fréquences sont limitées et une réhydratation est prévue. Des mesures pour éviter tout stress au moment de l’euthanasie sont prévues. Les points limites sont définis selon l’état général (score clinique), perte de poids ou volume tumoral.
Choix des espèces
90% des gènes humains ont un équivalent chez la souris, permettant d’élaborer des approches génétiques et fonctionnelles valides. Lorsque les gènes produisent des effets différents entre souris et humain, le remplacement du gène de la souris par son équivalent humain, ou de manière fonctionnelle par greffe de cellules humaines dans une lignée immunodéficiente, permet la création de lignées humanisées. De plus, le métabolisme des souris présente des similarités avec celui des humains, ce qui permet de prédire la distribution, biotransformation et élimination d’un médicament. Pour les souris non humanisées, les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 6 semaines, animaux matures d’un point de vue physiologique. Pour les souris humanisées, les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 8 semaines, première apparition des cellules immunitaires humaines dans le sang. Les animaux humanisés avec des cellules modifiées seront inclus à partir de 5 semaines, âge auquel la greffe de cellules dans le sang est la plus efficace.
Les peptides amphiphiles à la somatostatine (SST PAs) et leur effet anti-épileptique dans un modèle murin d’épilepsie
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Anesthésiés à l'isoflurane puis maintenus tête inclinée pour recevoir des gouttes dans les narines, 80 souriceaux porteurs d'une mutation qui déclenche des crises d'épilepsie reçoivent des peptides à la somatostatine entre leur huitième et leur douzième jour de vie. Ils font partie d'un groupe de 90 souris utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, dix d'entre elles ne recevant aucune injection, chacune ayant subi l'ablation d'une phalange pour le génotypage dans sa première semaine. Le porteur décrit des crises récurrentes dès le quatorzième jour, secousses des membres, perte d'équilibre et postures hypertoniques, puis une mort vers le seizième jour qu'il qualifie de naturelle et dont le report sert de critère d'efficacité. Il écrit qu'aucun effet indésirable majeur n'est attendu et que ces souriceaux "pourraient donc uniquement tirer bénéfice" des injections, sans indiquer ce qu'il advient de ceux qui survivraient au-delà.
Objectifs
Ce projet vise à évaluer l'efficacité d'un traitement contre l'épilepsie, une maladie chronique caractérisée par des crises épileptiques dues à un dérèglement de l'activité électrique du cerveau. Le traitement proposé utilise la somatostatine, une molécule naturellement produite par le cerveau réguler son activité électrique, mais qui est rapidement dégradée par l'organisme, limitant son efficacité. Pour surmonter ce défi, nous proposons l'utilisation de Peptides Amphiphiles à la Somatostatine, des molécules biocompatibles et biodégradables capables de libérer la somatostatine de manière ciblée dans le cerveau en fonction des besoins neuronaux. Cette approche pourrait améliorer significativement le traitement des épilepsies.
Bénéfices attendus
L’épilepsie est une maladie neurologique chronique touchant environ 50 millions de personnes dans le monde. Elle se manifeste par des crises dues à des décharges électriques excessives dans le cerveau, pouvant varier en intensité et en fréquence. La forme la plus courante est l’épilepsie du lobe temporal, caractérisée par des crises imprévisibles générées dans une partie spécifique du cerveau, l’hippocampe. Ces crises peuvent affecter les capacités cognitives et entraîner des troubles émotionnels. Bien que des traitements médicamenteux soient efficaces pour de nombreux patients, environ un tiers d'entre eux ne répondent pas aux médicaments actuels. Les peptides amphiphiles à la somatostatine pourraient offrir une nouvelle approche thérapeutique en utilisant la somatostatine, une molécule produite par le cerveau, améliorant ainsi le traitement des épilepsies.
Procédures
90 souris epileptiques seront utilisées pour notre étude. Dix d'entre elles ne subiront aucune procédure, tandis que 80 seront anesthésiées pour recevoir des injections intranasales de peptides amphiphiles. Ces injections seront réparties comme suit : 10 souris au 8ème jour, 10 au 10ème et 10 au 12ème jour avec des peptides contrôle, puis 10 souris au 8ème jour, 10 au 10ème et 10 au 12ème jour avec des peptides à la somatostatine. De plus, 10 souris recevront deux injections de peptides contrôle et 10 deux injections de peptides à la somatostatine, administrées au 8ème et au 12ème jour post-natal. Les injections seront réalisées sous anesthésie par inhalation d’isoflurane 2,5 %, avec une position spécifique pour maximiser l’absorption du médicament. La durée de la procédure est de quelques minutes. La mutation génétique, que ces souris possèdent, induit une altération de plusieurs processus neurodéveloppementaux, tels que le guidage axonal et l’élagage synaptique, ce qui participe à la présence d’une excitabilité neuronale anormale et à l’apparition précoce de crises d’épilepsie (~14ème jour post-natal) ayant comme foyer l’hippocampe et conduisant à une mort naturelle prematurée des souris (~16ème jour post-natal). Elles possèdent donc un phénotype dommageable.
Impact sur les animaux
Le modèle de souris KO-LGI1 cible la délétion totale de LGI1 dès le stade embryonnaire. La perte homozygote de la protéine n’est pas létale dès la naissance bien que les souris aient un poids significativement diminué au 14ème jour post-natal et un ralentissement du développement. A ce stade, elles présentent également des crises d’épilepsie récurrentes. Les crises sont caractérisées par des mouvements d’arrêt, des secousses des membres, de la perte d’équilibre posturale, des postures hypertoniques asymétriques et de l’activité ictale et inter-ictale à l’EEG. La mort à P16 est déclenchée naturellement par des épisodes hypertoniques. Aucun effet indésirable majeur est prévu ni au moment de l’injection ni dans les jours suivant cette dernière. L’acte d’injection pourrait être à l’origine d’un léger inconfort que l’animal ne devrait pas percevoir étant placé sous anesthésie. Le produit, correctement injecté, ne devrait en aucun cas gêner la respiration de l’animal ni affecter l’espérance de vie naturelle de ce modèle murin.
Devenir
Les animaux épileptiques utilisés dans cette étude seront anesthésiés et soumis à des injections intranasales. Ils seront ensuite reveillés de l’anesthésie après réalisation de la procédure d’injection intranasale et seront remis dans leur cage avec le reste de leur portée et les parents.
Remplacement
L'utilisation d'animaux pour la recherche scientifique s’avère ici indispensable pour tester l’efficacité d’un traitement contre l’épilepsie avant qu’il puisse être administrés aux êtres humains. Dans cette étude, nous voudrions tester des molécules appelées "peptides amphiphiles à la somatostatine", qui pourraient aider à traiter des maladies comme l'épilepsie. En administrant ces molécules à des animaux, on peut essayer de comprendre si ces molécules pourraient être efficaces et sûres pour les patients atteints d’épilepsie.
Réduction
Afin d’obtenir des résultats fiables permettant de déterminer s’il y a une amélioration significative de l’espérance de vie et un retardement de l’apparition des crises d’épilepsie des souris KO-LGI1 suite à l’injection intranasale des peptides amphiphiles à la somatostatine, 10 animaux par condition seront utilisés, pour un total de 80 animaux. Nous utiliserons 10 souris KO-LGI1 qui seront injectées au 8ème jour post-natal, 10 qui seront injectées au 10ème et 10 qui seront injectées au 12ème jour post-natal avec les peptides amphiphiles contrôle. Nous utiliserons également 10 souris KO-LGI1 qui seront injectées au 8ème jour post-natal, 10 qui seront injectées au 10ème et 10 qui seront injectées au 12ème jour post-natal avec les peptides amphiphiles à la somatostatine. Enfin nous utiliserons 10 souris qui recevrons deux injections de peptides amphiphiles contrôle et 10 souris qui recevrons deux injections de peptides amphiphiles à la somatostatine. Les deux injections seront effectuées au 8ème et au 12ème jour post-natal. L’esperance de vie ainsi que le moment d’apparition des crises d’épilepsie sera déterminé pour les souris KO-LGI1 non injectées, ainsi que les souris KO-LGI1 injectées avec les peptides amphiphiles contrôle et les peptides amphiphiles à la somatostatine. Les trois groupes seront comparés entre eux en utilisant des tests statistiques non paramétriques (Kaplan-Meier survival curve, log-rank test). Pour chaque groupe, les résultats obtenus en fonction des différents jours d’injection seront comparés entre eux afin d’évaluer lequel s’avère être le plus efficace (test statistique Mann-Whitney). Si les injections effectuées à un des jours établis ne s’avère pas efficace pour 5 animaux, aucun autre animal sera injecté au même âge. Si la réalisation d’une double injection ne s’avère pas plus efficace que la réalisation d’une seule injection pour 5 animaux, les animaux restants seront injectés une seule fois.
Raffinement
La stabulation des animaux sera réalisée au sein de l’animalerie de notre unité, dans des cages souris présentant un environnement enrichi avec des dômes en carton et des boites d’oeufs en carton à ronger. Ces souris sont régulièrement elevées dans le laboratoire et la détermination de leur genotype ainsi que leur identification sont effectuées, après leur naissance, par ablation de phalange entre le 7ème et le 10ème jour post-natal suivant les recommandations du Comité national de réflexion éthique sur l’expérimentation animale du 03/02/2021. Afin d’éviter que l’acte d’injection génère un inconfort ou un stress, les souris seront préalablement anesthésiées à l’isoflurane 2.5 % pout limiter le plus possible la gêne liée à cette procédure. De plus, elles seront maintenues manuellement en position supine avec la tête inclinée entre 70 et 90 degrés pour maximiser l'absorption du médicament dans la cavité nasale et dans le cerveau, et pour minimiser le drainage dans la trachée et l'œsophage. Les injections seront effectuées à l’aide d’une pipette, sans toucher la narine, mais uniquement en posant les peptides amphiphiles goutte par goutte sur sa surface afin d’éviter des éventuelles irritations et gênes respiratoires. Les souris seront quotidiennement surveillées et leur comportement monitoré afin de suivre la progression des signes cliniques liés à leur mutation (apparition des crises d’épilepsie) et déterminer leur espérance de vie. Si elles sont prostrées et que leur score de « mouse grimace scale » du NC3R est de 2, après la réalisation de l’injection, elles seront euthanasiées. La présence d’éventuelles difficultés respiratoires est un point limite. Si elles présentent un encombrement ou une respiration difficile, elles seront euthanasiées. Dans les deux cas la mise à mort s’effectuera par décapitation après anesthésie à l'isoflurane 5% pendant 5 minutes.
Choix des espèces
Nous voulons étudier le potentiel rôle thérapeutique anti-épileptique de nouvelles molécules, les peptides amphiphiles à la somatostatine (SST PAs). Présentant des crises d’épilepsie ainsi qu’un défaut du développement du cerveau et des niveaux de somatostatine dans l’hippocampe, les souris épileptiques constituent un modèle d’étude adapté. De plus, le modèle de souris épileptique que nous avons choisi est caractérisé par une espérance de vie naturellement très courte. Ils pourraient donc uniquement tirer bénéfice des injections intranasales. Les souris qui présentent la mutation seront utilisées pour la réalisation des injections qui auront lieu pendant leur deuxième semaine de vie (8ème, 10ème ou 12ème jour post-natal), avant que des crises d’épilepsie récurrentes apparaissent.
Analyse de la réponse immunitaire, de la protection contre l’infection et de la stabilité d’un candidat vaccin universel antigrippal dans un modèle préclinique murin
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Tests réglementaires
- Contrôles de qualité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
992 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance allant de léger à sévère. Toutes reçoivent deux vaccinations intramusculaires dans les pattes sous anesthésie, à vingt et un jours d'intervalle, et 37,5 % d'entre elles sont infectées par le virus de la grippe par inhalation sous anesthésie profonde, puis pesées chaque jour pendant quatorze jours. Le porteur indique que la dose élevée de virus peut provoquer une perte de poids marquée et des signes cliniques, et que les animaux sont mis à mort soit à l'atteinte d'un point limite, soit en fin d'étude pour les prélèvements. Il conclut qu'aucun modèle in vitro ne reproduit la physiologie d'un "organisme entier" et que le recours à la souris est "nécessaire" pour satisfaire les exigences réglementaires.
Objectifs
La grippe est une maladie virale aigue, fréquente et très contagieuse causée par des virus grippaux circulant dans le monde. Elle provoque chaque année environ 1 milliard de cas, 3 à 5 millions de cas graves (infections respiratoires entraînant des hospitalisations), et entre 300 000 et 650 000 décès particulièrement chez les individus vulnérables (personnes âgées, les enfants et immunodéprimés). Les souches responsables de la grippe, principalement de type A ou de type B, peuvent coexister sur une saison, ce qui rend le taux d’incidence annuel imprévisible. La vaccination reste à ce jour la stratégie la plus efficace pour protéger les populations. Elle agit en induisant des réponses immunitaires contre la souche virale circulante, ciblant les protéines de surface du virus. Cependant ces vaccins présentent une efficacité limitée : ~32 % pour les personnes âgées et ~43% pour les personnes adultes. Cette efficacité réduite s’explique en partie par les mutations très fréquentes, diminuant la correspondance entre le vaccin en cours et la souche circulante. D’autre part, le virus de la grippe renferme une protéine interne, hautement conservée entre les différentes souches virales. Cette caractéristique fait d’elle une cible pertinente pour de nouveaux vaccins universels capables d’induire des protections plus durables et plus efficace, notamment en cas de pandémies. L’objectif est de renforcer l’efficacité en testant de nouveaux candidats, ciblant la protéine interne, chez la souris. Cela se fait via deux axes principaux : élargir la couverture vaccinale en ciblant simultanément les souches A et B, et renforcer la réponse immunitaire grâce à l’ajout d’un adjuvant. Le second axe vise à étudier si une réponse immunitaire préexistante, induite par des expositions antérieures aux virus grippaux, peut améliorer ou modifier la réponse à une vaccination contre la grippe. Ce projet vise ainsi à contribuer à la mise au point d’un vaccin plus performant et mieux adapté aux défis épidémiologiques posés par la grippe.
Bénéfices attendus
Contrairement aux protéines de surface du virus de la grippe qui mutent souvent, la protéine interne, située à l'intérieur du virus, est beaucoup plus conservée entre les différentes souches de grippe. Cette faible variabilité fait d’elle une cible intéressante pour le développement de vaccins à large spectre, pouvant offrir une protection universelle contre diverses souches grippales contre la grippe saisonnière humaine, mais aussi contre d'autres sous types de la maladie actuellement présents chez les espèces aviaires, ayant le potentiel de provoquer une nouvelle pandémie. Le bénéfice attendu du projet est donc d’accroître l’efficacité des vaccins antigrippaux saisonniers et de garantir une préparation optimale en cas de future pandémie grippale. À l’issue de ces recherches, le candidat-vaccin entrera en phase clinique chez l’humain, avec pour objectif de diminuer la mortalité et l’incidence des formes graves de la grippe, apportant un bénéfice majeur à la santé publique.
Procédures
Tous les animaux du projet vont recevoir 2 vaccinations, réalisées par voie intra musculaire dans les pattes sous anesthésie générale légère. Ces injections sont espacées de 21 jours et chaque injection dure quelques secondes. Au moment de la mise à mort, un prélèvement sanguin est réalisé sous anesthésie générale légère dans 3 procédures sur 4 (81% des animaux). Les infections virales (représentant 37,5% des animaux) sont réalisées par inhalation et sous anesthésie profonde par injection. Cette injection est réalisée en quelques secondes, 1 seule fois par souris. L’infection est réalisée en quelques minutes pour chaque souris, afin de garantir la réussite du geste et la sécurité de l’animal. Les souris infectées seront pesées tous les jours sur une période de 14 jours.
Impact sur les animaux
Le geste de l'immunisation intramusculaire peut entrainer une douleur locale mais temporaire suite à l’injection. Les formulations utilisées sont à base de solution saline et les volumes injectés limitent fortement les risques de souffrance. L’infection virale par inhalation peut provoquer un stress léger et transitoire. 2 doses de virus seront utilisées en fonction des expériences : - une dose faible à laquelle une légère perte de poids peut être observée dans les quelques jours suivant l’infection, paramètre qui sera surveillé. - une dose élevée pouvant entrainer une perte de poids plus importante avec des signes cliniques (modification du comportement et altération de l’aspect physique. Une surveillance quotidienne rigoureuse sera mise en place pour minimiser la souffrance animale
Devenir
L'ensemble des animaux du projet sont mis à mort soit après atteinte d'un point limite défini dans le protocole, soit en fin d'étude pour les prélèvements post mortem nécessaires. Cette approche garantit le respect du bien-être animal tout en se conformant aux exigences réglementaires post-exposition.
Remplacement
La vaccination repose sur la mise en place d’une réponse immunitaire dans différents organes de la souris. Aucun modèle in vitro n’est actuellement capable de reproduire une telle dynamique. Des études de remplacement sont en cours de développement, mais cela ne permet pas mimer la physiologie d’un organisme entier. L’utilisation de la souris s’avère donc pertinent et est même nécessaire afin de satisfaire les exigences réglementaires.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé est réduit au minimum sans compromettre les objectifs du projet. Ce nombre est basé sur nos études antérieures et des approches statistiques, afin d’obtenir des résultats statistiquement interprétables et robustes, permettant de détecter des différences significatives entre les groupes. Au sein d’une même procédure, plusieurs candidats vaccins seront testés en parallèle afin de réduire le nombre d’animaux du groupe contrôle. Le nombre d’animaux estimé correspond au nombre maximum d’animaux pouvant être utilisé dans ce projet. Cependant, durant tout le long du projet, en fonction des résultats obtenus à chaque procédure ou chaque temps points, les nombre d’animaux pourront être réduits et certains temps points supprimés.
Raffinement
Les souris seront acclimatées au minimum durant une semaine avant le début d’une procédure. Dans l’ensemble de nos groupes expérimentaux, un enrichissement de l’environnement est systématiquement mis en place dans les cages des souris afin d’améliorer leur bien-être. Cet enrichissement comprend, par exemple, l'ajout de maisonnettes en carton, de morceaux de bois, ainsi que d'autres éléments favorisant l'expression des comportements naturels des animaux. Ces mesures visent à diminuer le stress et à promouvoir un état émotionnel positif tout au long de l’étude. La vaccination est réalisée dans les pattes de la souris sous anesthésie légère, afin de limiter le stress lié à la préhension et la piqure. Les infections virales par inhalation seront réalisées sous anesthésie profonde. Des surveillances régulières sont assurées après les différentes études de pré-infection ou d’infection. Suivant l’infection, des croquettes et de l’eau pourront être mises à disposition dans la cage pour faciliter leur accessibilité. Une eau gélifié contenant l’équivalent nutritifs des croquettes pourra être utilisé comme substitut et déposé directement dans la cage. Enfin, au moment de l’euthanasie, un prélèvement sanguin sera réalisé sous anesthésie locale (Collyre anesthésique local) et sous anesthésie gazeuse pour minimiser toute sensation de douleur.
Choix des espèces
Parmi les différentes espèces animales utilisées en expérimentation, la souris est l’animal le mieux adapté pour le développement de modèles immunologiques d’autant plus que notre équipe maîtrise les outils et méthodes associés. Le modèle murin est par ailleurs largement documenté dans la littérature, ce qui nous permet de situer et de comparer nos résultats aux données existantes. Cette espèce offre donc tous les critères requis pour atteindre nos objectifs et mettre au point de nouvelles formulations vaccinales contre les infections grippales. Les animaux âgés de 5 semaines seront réceptionnés par l’animalerie et utilisés seulement après une période d’acclimatation d’une semaine. Nous allons donc utiliser des animaux sevrés de 6 semaines (jusqu’à 12 semaines si besoin). Le système immunitaire est décrit comme mature à partir de cet âge-là et non vieillissant.
Caractérisation de l’importance fonctionnelle de NDRG1 (N-myc downstream-regulated gene 1) endothélial dans l’accident vasculaire cérébral (AVC) ischémique
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Un accident vasculaire cérébral est provoqué chez des souris au cours d'une anesthésie qui peut durer quatre-vingts minutes, précédée d'une injection de virus modifié et suivie de deux passages en IRM. 388 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélever leur cerveau et leur sang, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. L'AVC peut entraîner une baisse de force, des difficultés à marcher, des troubles de la mémoire et de l'anxiété, effets que le porteur classe comme légers, et le calcul d'effectif intègre une mortalité d'environ 15 %. Une série de tests comportementaux évalue les conséquences de l'AVC sans qu'aucun soit nommé, et les souris âgées, pourtant plus proches des patients, sont écartées parce qu'elles supportent mal les longues anesthésies.
Objectifs
Ce projet vise à mieux comprendre le rôle d'une protéine appelée NDRG1 (le gène 1 régulé en aval de N-myc), produite par les cellules endothéliales qui tapissent l’intérieur des vaisseaux sanguins du cerveau, lors d’un accident vasculaire cérébral (AVC) ischémique. Pour cela, une approche génétique utilisant un virus modifié (appelé AAV) permettra de bloquer spécifiquement la production de NDRG1 dans ces cellules. L’objectif est de savoir si cette protéine aide à protéger la barrière hémato-encéphalique, une structure qui contrôle ce qui entre et sort du cerveau, et si son absence pourrait favoriser l’apparition de saignements secondaires après un AVC. Deux types d’AVC seront étudiés, selon la nature du caillot qui bloque le vaisseau (riche en plaquettes ou en fibrine), car cela peut influencer la gravité de l’AVC. Le traitement utilisé en clinique, appelé tPA, qui aide à dissoudre le caillot et à rétablir la circulation du sang, sera également utilisé dans cette étude. L’objectif final est de déterminer comment l’absence de NDRG1 dans les cellules endothéliales influence les effets de ce traitement et la récupération après un AVC.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour objectif de mettre en lumière le rôle essentiel de la protéine NDRG1 dans le maintien du bon fonctionnement de la barrière hémato-encéphalique lors d’un accident vasculaire cérébral (AVC). Les données obtenues pourraient également ouvrir de nouvelles perspectives pour le développement de stratégies thérapeutiques innovantes, ciblant spécifiquement cette protéine, afin d’améliorer la prise en charge des patients victimes d’AVC.
Procédures
Dans ce projet, deux types de protocoles seront appliqués aux souris, chacun impliquant plusieurs étapes sous anesthésie pour garantir leur bien-être. Pour les souris du protocole 1, cinq anesthésies seront nécessaires : la première servira à poser une petite aiguille dans une veine de la queue pour permettre l’injection du virus modifié (un outil génétique appelé AAV) (15 min). La deuxième permettra de provoquer un AVC dans des conditions contrôlées et d’insérer à nouveau une aiguille dans une veine de la queue pour permettre l’injection du traitement (80 min). La troisième et la quatrième seront utilisées pour réaliser des images du cerveau à l’aide d’un imageur (Imagerie par résonnance magnétique, IRM) (20 min), avec l’injection intraveineuse d’un produit de contraste pour mieux visualiser les structures cérébrales (15 min). La cinquième anesthésie servira à prélever un échantillon de sang et à procéder à la mise de l’animal (10 min). Ces souris suivront également une série de tests comportementaux pour évaluer les conséquences de l’AVC. Les souris du protocole 2 passeront par quatre anesthésies : une pour l’injection du virus modifié (AAV) (15 min), une autre pour provoquer l’AVC (50 min), une pour faire des images du cerveau (10 min), et une dernière pour le prélèvement sanguin et mettre à mort l’animal (10 min).
Impact sur les animaux
Certaines gênes ou effets secondaires peuvent apparaître au cours de l’étude, mais ils sont limités et surveillés de près. Parmi les effets possibles : une perte de poids peut survenir après les anesthésies ou la procédure provoquant l’AVC (effet indésirable léger). Des douleurs sont possibles après les interventions chirurgicales (injections dans la veine et induction de l’AVC) (effets indésirables modérés). Du stress peut être observé au début des tests comportementaux, le temps que les animaux s’habituent à leur environnement (effet indésirable léger). Enfin, l’AVC pourrait entraîner une baisse de la force, des difficultés à marcher, des changements dans la perception de la douleur, des troubles de la mémoire, de l’apprentissage ou encore de l’anxiété (effets indésirables légers).
Devenir
Tous les animaux de la procédure 1 et 2 seront mis à mort à la fin de la procédure afin de récupérer le cerveau et le sang pour des analyses.
Remplacement
Les procédures expérimentales ne peuvent pas être remplacées par d'autres méthodes expérimentales n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants, car des techniques de remplacement ne sont pas susceptibles d'apporter le même niveau d'information. Nous avons sélectionné le modèle présentant le meilleur compromis entre pertinence scientifique et sensibilité de l’espèce. La souris est, avec le rat, l’espèce animale la plus étudiée dans le domaine de l’inflammation et l’ischémie cérébrale. La physiopathologie est donc globalement établie, ce qui nous permettra d’interpréter nos résultats de manière fiable. L’ensemble des acquis et des connaissances dont nous disposons rend cette espèce particulièrement intéressante dans le cadre de notre étude.
Réduction
Dans ce projet, le nombre d’animaux utilisés sera réduit au strict minimum, conformément aux principes éthiques en recherche animale. Ce nombre a été calculé en fonction de la précision des méthodes utilisées, des résultats déjà obtenus dans notre laboratoire, et des données publiées dans la littérature scientifique. Des outils statistiques ont été utilisés pour déterminer combien d’animaux sont nécessaires afin d’obtenir des résultats fiables, tout en limitant leur utilisation. Pour la première procédure incluant les tests comportementaux (qui évaluent la motricité ou la sensibilité après un AVC), les calculs montrent qu’il faut environ 18 souris par groupe, en prenant en compte un risque de mortalité d’environ 15 %. Pour la seconde procédure, le nombre d’animaux a aussi été déterminé en s’appuyant sur les expériences passées du laboratoire. Un groupe supplémentaire de 4 souris permettra de mettre au point de nouvelles méthodes d’analyse, jamais encore réalisées dans notre équipe. Si ces tests fonctionnent bien, ces animaux seront intégrés dans l’étude. Grâce à des techniques d’imagerie non invasive, il est possible d’obtenir de nombreuses données sur un même animal, ce qui permet aussi de réduire leur nombre total. Au final, 388 animaux répartis en 21 groupes expérimentaux seront nécessaires pour l’ensemble de l’étude. Chaque groupe comptera entre 18 et 21 souris, selon les besoins expérimentaux.
Raffinement
Afin de souscrire au principe de raffinement, les animaux seront anesthésiés durant chaque procédure. Les animaux recevront une injection sous-cutanée d'un analgésique/antidouleur pour prévenir toute douleur occasionnée par la procédure. Les expériences seront réalisées par du personnel qualifié en respectant les règles de bonnes pratiques de laboratoire pour le respect des animaux, tout en veillant à ne pas dépasser les points limites fixés au préalable. Le bien-être des animaux sera suivi bi-quotidiennement par du personnel qualifié 7j/7, cela pendant toute la durée du projet. Les animaux seront hébergés dans des cages standards répondant aux normes européennes actuelles (Directive 2010/63/UE). Pour éviter de stresser les animaux, les cages seront isolées de tout bruit extérieur et l’accès à l’eau et à la nourriture sera ad libitum et une période d’une semaine d’acclimatation sera respectée avant le début du protocole. Tout sera mis en oeuvre pour réduire l’angoisse, la souffrance et la douleur de chaque animal, pouvant être occasionnées pendant le projet. Les principes éthiques et les standards de raffinement seront utilisés jusqu’à la mise à mort de l’animal. Après le réveil des animaux à l'issue de la chirurgie, les animaux seront observés jusqu'à l'obtention d'un comportement animal normal. La moitié de la cage des animaux sera placée sur une couverture chauffante leur donnant le choix quant à la température de la cage. De la nourriture humidifiée sera déposée dans la cage pour un accès plus simple à l'alimentation après la chirurgie. Le transport des animaux en salle d'expérimentation sera réalisé en limitant les secousses et le bruit. La température en salle d'expérimentation est contrôlée et adaptée au bien-être des animaux.
Choix des espèces
La souris (mus musculus) est l’espèce de référence pour de l’ischémie cérébrale. L’anatomie et la physiologie de la circulation cérébrale sanguine de la souris sont également bien connues et sont semblables par leurs grands traits à celles de l’homme. L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons au laboratoire et dans la littérature rend cette espèce particulièrement intéressante pour étudier la réponse cérébrale après un AVC ischémique. Les souris utilisées dans le projet seront âgées de 8-15 semaines correspondant à un stade jeune adulte. Ces âges correspondent à ceux utilisés en majorité dans les modèles d’AVC. De plus, les souris seront soumises à plusieurs anesthésies, dont une anesthésie pouvant durer jusqu’à 80 min pour les souris de la procédure 1. Bien que l’âge soit un facteur de risque majeur de l’AVC, les souris agées ne tolèrent pas bien les longues périodes d’anesthésie.
Demostration de l’effet anti-tumoral sans dommages aux tissus sains grâce à un dispositif d’irradiation utilisant des rayons-X à ultra-haut débit de dose
- Recherche appliquée
- Cancers
Porteuses d'un glioblastome pour une partie d'entre elles, des souris sont transportées vers un site industriel, anesthésiées au gaz et irradiées en une fraction de seconde par un accélérateur Rhodotron. 120 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dont 68 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, 32 un niveau modéré et 20 un niveau léger. Il s'agit de vérifier qu'une machine industrielle reproduit l'effet FLASH obtenu jusqu'ici avec des protons, et d'ouvrir la voie à une version clinique moins coûteuse. Le porteur écrit que l'irradiation par rayons X est "indolore pour tous les animaux, tout comme une radiographie", puis annonce une perte de poids, des troubles de la locomotion et des lésions cutanées aux zones irradiées, ainsi que des tests comportementaux dont il ne précise pas la nature.
Objectifs
Notre projet repose sur une technique innovante appelée radiothérapie FLASH. Contrairement à la radiothérapie classique, qui administre des rayons en plusieurs minutes, la radiothérapie FLASH délivre la dose en une fraction de seconde. Pourquoi est-ce une avancée majeure ? Nos recherches ont montré que cette méthode protège mieux les tissus sains tout en restant efficace contre les tumeurs, notamment les cancers du cerveau. Actuellement, la technique la plus prometteuse utilise des protons, mais ces équipements coûtent chers et ne sont pas accessibles à tous les patients. Nous travaillons donc à adapter cette technologie pour un usage clinique plus large. Pour cela, nous allons tester un appareil industriel appelé Rhodotron, capable de délivrer des doses très rapides utilisant des rayons X. Notre objectif est de vérifier qu’il peut reproduire l’effet FLASH et ainsi permettre d’adapter le Rhodotron en appareil clinique pour ouvrir la voie à des essais sur des patients à l’avenir. Ce projet pourrait transformer la radiothérapie et améliorer les traitements contre le cancer tout en réduisant les effets secondaires de ce traitement.
Bénéfices attendus
Ce projet s'inscrit dans un projet visant à transférer la radiothérapie FLASH en clinique humaine. La technique FLASH a été découverte il y a 15 ans et a récemment été reconnue comme l'une des avancées majeures pour l'avenir de l'oncologie par radiothérapie. Ce projet pré-clinique permettra le transfert clinique de la radiothérapie FLASH à rayon X avec le Rhodotron qui est une machine industrielle pouvant facilement être transformé en machine clinique. Cette avancée représente un espoir significatif pour les patients atteints de cancer à leur famille.
Procédures
Toutes ces expériences réalisées à Strasbourg se font sur une journée. Tous les animaux sont d’abord transportés vers le site d'irradiation dans leurs cages d’hébergement avec enrichissement, du gel hydrique et du complément alimentaire sous forme de gel. Tous les animaux seront irradiés sous anesthésies gazeuse. L’anesthésie et l’irradiation durera au maximum 10 minutes par souris. Les animaux contrôles qui ne sont pas irradiés seront anesthésiés pendant 10min. A la fin des irradiations et après avoir vérifié le réveil des animaux et leur état général, les animaux sont replacés dans leur cage d’hébergement et immédiatement retransportés vers leur animalerie pour minimiser l’impact du transport sur l’état général des animaux.
Impact sur les animaux
L'irradiation par rayons X est indolore pour tous les animaux, tout comme une radiographie. Effets indésirables de l’irradiation attendus à moyen/long-terme sur tous les animaux sont une perte de poids, un problème de locomotion, l'apparition de lésions de la peau au niveau des zones irradiées Nous ne pouvons exclure que la tumeur cérébrale pourrait modifier le comportement des souris et parfois induire des crises d’épilepsie même si cette nuisance n'a jamais été observée dans des expériences antérieures.
Devenir
A l'issue de la procédure d'irradation les animaux seront maintenus en vie et retourneront dans leur animalerie d'origine où ils seront mis à mort à l'issue de chaque étude pour réaliser des prélèvements post mortem pour analyses histologiques et moléculaires.
Remplacement
L’étude des effets protecteurs de la radiothérapie FLASH sur le tissu sain nécessite l’utilisation d’un organisme complexe dans lesquels on peut étudier les altérations de la fonction de l’organe irradié. Aujourd’hui, on ne peut pas évaluer la fonction d’un organe in vitro car l’organe est composé de cellules multiples qui interagissent entre elles. L’expression des dommages induit par le radiothérapie sur ces différentes cellules est différent : certaines meurent, d’autres entrent en sénéscence, d’autres ce différencient. C’est la conjonction de ces différents dysfonctionnements complexes qui induit la perte de fonction de l’organe. De la même manière, l’effet anti-tumoral des radiothérapies conventionnelle et FLASH in vitro ne reflètent pas la réponse d’une tumeur in vivo. Par exemple une dose de 10 Gy est suffisante pour tuer la majorité des lignées de cellules tumorales in vitro alors que des doses plus élevées sont nécessaires in vivo. Aujourd’hui, des recherches sont en cours avec des mini-organes cultivés en laboratoire (organoïdes) et des morceaux de tissus, mais ces méthodes n’ont pas encore montré les effets bénéfiques de la radiothérapie FLASH. Une autre approche prometteuse consiste à utiliser des embryons de poisson zèbre. Des expériences ont montré que la radiothérapie FLASH protège bien ces embryons lorsqu’on utilise un faisceau d’électrons. En revanche, nous ne disposons de modèle tumoral chez le ZFE, nous soomes entrain de le développer. En revanche, la souris permet l’étude de ces effets dans un système intégré. L’effet protecteur et anti-tumoral de la radiothérapie FLASH a été montré à plusieurs reprises avec des faisceaux d’électrons et de protons mais pas avec des rayons X et c’est ce que nous voulons faire ici. De plus, les études menées ces dernières années montrent que la réponse des souris à la radiothéarpie est similaire à celle de l’homme. C’est pourquoi nous concentrons nos efforts sur la souris pour valider un nouveau faisceau de radiothérapie FLASH utilisant des rayons X. La souris est le modèle animal le plus pertinent pour montrer l’effet de la radiothérapie FLASH. Ici l’objectif est de s’assurer que cette technologie fonctionne bien avant de l’adapter aux traitements pour les patients. ’L'utilisation d’un autre modèle expérimental nécessiterait des mises au point longue et de nombreux animaux contraire à notre objectif de réduction.
Réduction
Pour s’assurer que nos résultats sont fiables, nous utilisons des méthodes mathématiques rigoureuses pour déterminer combien d’animaux sont nécessaires dans chaque expérience. Le nombre d’animaux nécessaires au projet est calculé en prenant en compte la taille de l’effet attendu. Ces calculs nous permettent de tirer des conclusions solides tout en réduisant le nombre de souris utilisées. De plus, pour les tests comportementaux les résultats obtenus sur groupe contrôle d’animaux sans tumeur (cohorte 1) sont utilisés pour les analyses des animaux porteurs de Glioblastome et en rémission après les traitement de radiothérapie, ceci permet de résuire le nombre d’animaux au total.
Raffinement
Nous mettons en place plusieurs mesures pour assurer le bien-être des animaux tout au long des expériences. 1. Transport sécurisé: Les souris sont transportées dans leur cage d’hébergement avec enrichissement pour éviter le stress et préserver leurs liens sociaux. Elles ont accès à de l’eau en gel et à de la nourriture enrichie pour leur confort. L’irradiation et le transport sont faits le même jour pour limiter leur temps hors de l’animalerie. Les animaux porteurs de tumeur ont une période de récupération de 10j avant le transport. 2. Irradiation sous surveillance: Les souris sont anesthésiées et placées sur un tapis chauffant pendant la radiothérapie, qui dure moins de 10 minutes. Une caméra permet de les surveiller en temps réel. Pour protéger leurs yeux, un gel ophtalmique est appliqué. 3. Prévention des infections et de la douleur: Comme la radiothérapie corps entier peut affaiblir le système immunitaire, un traitement antibiotique préventif est donné dans l’eau de boisson, un traitement antalgique préventif est aussi administré pour contrôler la poussée fébrile.
Choix des espèces
Nous utilisons des souris dans cette étude car la souris est le modèle animal le plus pertinent pour répondre à nos questions qui concerne la radiothérapie: C’est l’animal de référence en radio-oncologie car sa réponse à la radiothérapie est semblable à celle de l’homme au niveau de la tumeur et du tissu sain. Nous utiliserons des animaux jeunes adultes âgés de 8 semaines car le glioblastome est un type de tumeur que l’on retrouve chez des patients adultes et la radiothérapie conventionnelle est efficace mais induit des déficiences cognitives sévères.
Rôles des perturbations métaboliques liées à l’obésité dans la progression du cancer colorectal
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
Vingt des 500 souris de ce projet sont dépourvues de système immunitaire, retenues pour l'étude pilote parce que la mortalité y est la plus faible après la greffe. L'ensemble des 500 souris va être utilisé dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Des cellules tumorales leur sont transplantées dans le rectum sous anesthésie, avec un risque d'hémorragie, de contractions abdominales et d'infection au site de greffe, puis elles reçoivent des régimes obésogènes, sont mises à jeun la veille des scanners et scannées deux fois par mois après injection d'un radiotraceur dans la veine de la queue. La mise à mort finale sert à prélever les tumeurs et les organes situés à distance du côlon, foie et tissu adipeux compris.
Objectifs
Le cancer colorectal est l'un des cancers les plus fréquents et représente un enjeu majeur de santé publique. Bien que plusieurs facteurs génétiques jouent un rôle dans son initiation, la majorité des cancers colorectaux sporadiques sont imputables à des facteurs environnementaux tels que l'obésité, le tabagisme et les carcinogènes alimentaires. Il est bien connu que le risque de développer un cancer colorectal augmente avec l'obésité. Cependant, les mécanismes biologiques par lesquels les régimes alimentaires occidentaux influencent le développement du cancer colorectal ne sont pas bien compris. Ce projet de recherche a pour objectif global d’identifier comment les perturbations métaboliques déclenchées par une alimentation obésogène promeuvent la progression du cancer colorectal et de caractériser les liens complexes entre l'obésité et le contrôle du métabolisme. Pour cette étude regroupant les différentes parties pré-cliniques du projet (effet des régimes alimentaires), 500 souris seront nécessaires, soit 100 souris/an ; le nombre d’animaux pour chaque traitement ayant été déterminé afin de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés tout en nous permettant de réaliser des études statistiques. Enfin, grâce à l'enrichissement du milieu mis en place, nous pourrons obtenir des résultats scientifiquement valides tout en réduisant au maximum l’éventuel inconfort de l’animal.
Bénéfices attendus
Ce projet représente un enjeu majeur de santé publique et permettra de développer de nouvelles voies thérapeutiques pour les patients obèses atteints de ce type de cancer.
Procédures
500 souris seront transplantées avec des cellules tumorales au niveau du rectum. Le geste technique sera réalisé sous anesthésie et la durée totale de l'expérimentation est 15 minutes. Les souris feront l’objet d’un suivi quotidien et seront pesées 2 fois par semaine (temps par pesée : 10 secondes). Afin de suivre l’évolution tumorale, un scanner sera réalisé deux fois par mois par une personne dédiée et sera couplé ou non à une technique d'imagerie permettant la visualisation des tumeurs par rayon X et de l’activité métabolique de la tumeur. Dans ce cas, les animaux seront mis à jeun la veille afin d’éviter toute interaction métabolique avec un radiotraceur administré aux animaux par voie intraveineuse au niveau de la veine caudale au moment de l'imagerie. L’animal sera anesthésié toute la durée de l’acquisition (15 minutes).
Impact sur les animaux
A la suite de la greffe, les nuisances éventuelles pour ce projet sont un risque d'hémorragies, de trémulations ou de contractions abdominales suite à la procédure de transplantation rectale ; ou un risque d'infection au site de greffe.
Devenir
Les souris seront euthanasiées en fin d'expérimentation afin de réaliser des prélèvements terminaux.
Remplacement
Les systèmes in vitro ne permettent pas d’appréhender la complexité d’un organisme entier, rendant indispensable l'utilisation d'un modèle animal. Nous avons besoin de connaitre les effets d'un régime obésogène sur un organisme vivant et d’étudier son impact directement sur la transplantation mais aussi sur des organes à distance du côlon, tels que le foie ou le tissu adipeux, qui pourraient avoir une incidence sur l'initiation et la progression du cancer colorectal.
Réduction
Le nombre d'animaux par groupe a été déterminé avec discernement, après calcul de l'échantillonnage nécessaire afin d'obtenir une puissance statistique satisfaisante (pour ne pas avoir à refaire l’expérience). Seuls les régimes alimentaires ayant démontré le plus d’effets sur la reprogrammmation métabolique seront utilisés. Chaque lot d’animaux comprendra 10 animaux afin de réaliser les tests statistiques pertinents sur un effectif suffisant, tout en tenant compte de la potentielle mortalité des souris suite au geste technique de transplantation des tumoroides . Une étude pilote avec des souris immunodéprimées, où le taux de mortalité est le plus faible, permettra, entre autre, de valider la transplantation des tumoroides dans notre animalerie et d'ajuster le protocole avant de poursuivre avec les procédures expérimentales plus complexes. Concernant l'analyse statistique, dans un premier temps, nous modéliserons la croissance tumorale (en fonction du nombre de jours post-greffe) et la comparerons entre les différents groupes de traitement en utilisant un modèle linéaire mixte. Puis, des comparaisons de processus biologiques seront effectuées sur les tumeurs prélevées des différents groupes de traitement.
Raffinement
Pour l’ensemble du projet nous avons prévu un nombre total de 500 souris dont 20 souris sans immunité. Pour l’hébergement, toutes les souris de ce projet sont hébergées dans une zone où les cages sont positionnées dans un portoir ventilé. En utilisant ce type de portoir, chaque cage peut être considérée comme une unité microbiologique. De plus, les cages contiendront des briques de peuplier et/ou des carrés de cellulose sont ajoutés à la litière. La présence d’autres congénères dans la cage permettra une diminution du stress grâce au contact social. Un environnement enrichi (carré de ouate ou igloo en carton et bâtonnets de peuplier) sera utilisé afin de limiter l’angoisse dans les jours qui suivent la procédure. Une grille d’évaluation clinique permettra d’adapter les soins à apporter si nécessaire.
Choix des espèces
Les souris sont des mammifères qui sont un modèle représentatif de l’homme et présentant une reproduction rapide, ce qui permet de raccourcir le temps des projets. De plus, les modèles de souris ont été validés dans l'étude de la physiopathologie intestinale car elles développent des tumeurs proches de celles observées chez l'Homme. Nous utiliserons des souris sans immunité et des souris avec immunité, qui seront traités à partir de 8 semaines d'âge, afin qu'ils soient matures sexuellement.
Impact d’une manipulation des contrôles inhibiteurs des neurones dopaminergiques en modèles de maladie de Parkinson EU1/2 (MODIFICATION)
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Des souris de lignées génétiquement modifiées subissent vers six jours de vie une biopsie pour leur génotypage, éveillées, ou à défaut sous anesthésie après douze jours. Une partie passe ensuite une chirurgie d'au plus 1 h 30 ou 4 heures et jusqu'à 36 tests comportementaux de 10 à 45 minutes, répartis sur 20 semaines. 996 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour des prélèvements de tissus, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger ou sévère, ou menées sous anesthésie sans réveil, et les séances d'IRM, deux examens de deux heures au plus sous anesthésie, ajoutent 40 souris à l'effectif. Il s'agit de tester si l'inhibition d'une structure cérébrale qui contrôle les neurones dopaminergiques soulage des symptômes nociceptifs, moteurs, cognitifs et anxiodépressifs provoqués par des lésions de ces neurones, dont des altérations des seuils de douleur que le porteur dit ne pas pouvoir soulager "car c'est l'objet de l'étude". Il ne nomme ni la méthode employée pour léser les neurones dopaminergiques, ni aucun des 36 tests comportementaux.
Objectifs
MODIFICATION: La perte des neurones dopaminergiques dans la maladie de Parkinson s’accompagne d’un dysfonctionnement de certains circuits cérébraux et de symptômes moteurs et non-moteurs qui restent difficiles à prendre en charge. La lésion d’une région cérébrale incluant une structure qui est un contrôle de ces neurones dopaminergiques peut améliorer certains symptômes. L’identification récente d’un marqueur moléculaire sélectif de cette structure permet désormais d’étudier les conséquences d’une modulation de l’activité de cette structure dans un modèle de la maladie de Parkinson. L’objectif du projet est ainsi de tester si l’inhibition sélective de cette structure peut soulager les symptômes nociceptifs, moteurs, cognitifs et anxiodépressifs. Les patients Parkinsoniens présentent par ailleurs des altérations structurelles et fonctionnelles de leur réseaux cérébraux, visibles par imagerie par résonance magnétique (IRM). Ces altérations de la connectivité cérébrale pourraient être modifiées par l’inactivation de notre structure d’intérêt. L’identification des changements de connectivité cérébrale et la mise en évidence de l’implication de zones spécifiques au niveau du cerveau pourraient aider la recherche préclinique et clinique, et accélérer les stratégies thérapeutiques. Ce projet se déroule dans 2 Etablissements Utilisateur: EU1 et EU2. La nécessité de procéder à des séances d'imagerie par IRM conduit à l'ajout de 40 animaux .
Bénéfices attendus
La structure cérébrale ciblée par ce projet exerce un contrôle inhibiteur sur les systèmes dopaminergiques, qui dégénèrent dans la maladie de Parkinson. Ce projet doit permettre de tester si une inhibition de cette structure peut améliorer les symptômes nociceptifs, moteurs, cognitifs et anxiodépressifs, apportant ainsi une preuve de concept sur le potentiel thérapeutique de cette cible anatomique. La maladie de Parkinson est la seconde maladie neurodégénérative la plus fréquente. Connue pour ses symptômes moteurs, cette maladie a aussi des conséquences délétères non-motrices, incluant douleur, troubles de l’humeur et déficits cognitifs. Les patients présentent en moyenne 14 symptômes dans les phases précoces de la maladie et plus de 20 dans des phases plus tardives, mettant en évidence le besoin de prendre cette complexité en considération dans la recherche préclinique.
Procédures
MODIFICATION Les animaux sont soumis à une biopsie de tissu pour réaliser leur génotypage, cette biopsie est effectuée sur animal vigile autour de 6 jours postnatal, ou à défaut sur animal sous anesthésie à partir de 12 jours postnatal. Les animaux sont soumis à une biopsie de tissu pour réaliser leur génotypage, cette biopsie est effectuée sur animal vigile autour de 6 jours postnatal, ou à défaut sur animal sous anesthésie à partir de 12 jours postnatal. Des animaux sont soumis à 1 chirurgie d’au maximum 1h30 ou 4h, et un maximum de 36 tests comportementaux de 10 à 45 minutes chaque, répartis sur 20 semaines avec au moins un jour de repos entre chaque test. Les animaux sont soumis à deux examens IRM sous anesthésie, incluant chacun au plus une séquence d'IRM fonctionnelle de 16min, une d'IRM anatomique de 10 min et une d'IRM de diffusion de 60 min (TOTAL=2 heures maximum par examen) (EU2).
Impact sur les animaux
MODIFICATION Une douleur légère et de courte durée peut être provoquée par la biopsie de tissus. La chirurgie peut entraîner une perte de poids transitoire, une douleur postopératoire modérée, une inflammation locale transitoire autour du dispositif des points de suture (peau du crâne). Les tests comportementaux peuvent s’accompagner d’un stress léger. Les lésions dopaminergiques modélisant la maladie de Parkinson peuvent entrainer une perte de poids sur les 10 premiers jours après la lésion. Des déficits moteurs liés à la modélisation de la maladie de Parkinson sont également attendus, ainsi que des altérations sensorielles des seuils de douleur qui ne peuvent être soulagées car c’est l’objet de l’étude. Le transport et l’environnement inconnu de la nouvelle animalerie peuvent également entrainer un stress chez les animaux au moment du changement d’EU.
Devenir
Les animaux seront mis à mort pour prélèvements de tissus.
Remplacement
MODIFICATION Compte tenu du sujet du projet, il est impossible de remplacer le modèle in vivo par un modèle in vitro ou in silico. En effet, les comportements étudiés et la connectivité cérébrale nécessitent un système nerveux complet et un animal entier, vivant et vigile. L’existence et la localisation de la structure cérébrale étudiée n’ont pour l’instant été établies que chez les mammifères, ne permettant donc pas en l’état actuel des connaissances d’utiliser un autre modèle animal.
Réduction
Les expériences sont menées en cherchant à limiter le nombre d'animaux, tout en obtenant l’information scientifique recherchée. Pour les diverses expériences, ce nombre d'animaux nécessaire pour tirer des conclusions scientifiques statistiquement fiables est défini sur la base de notre expertise, de l'analyse de la littérature et de calculs de power analyse.
Raffinement
MODIFICATION Les animaux sont hébergés en groupe sociaux dans des cages enrichies (bâton, tunnel, coton et frisure) favorisant leur comportement naturel (ronger et faire des nids). Ils sont acclimatés aux conditions d’hébergement et habitués aux expérimentateurs. Ils sont habitués à la manipulation avant la chirurgie, ainsi qu’aux environnements des tests comportementaux avant leur réalisation. Les animaux seront suivis pour déceler tout signe de mal-être. Durant les chirurgies, des méthodes d’anesthésie et d’analgésie sont utilisées, la température maintenue (tapis chauffant) et les yeux protégés par du gel oculaire. Après la chirurgie, une grille d’évaluation est utilisée pour le suivi des animaux. Des soins, une administration d’antalgique ou d’anti-inflammatoire et/ou une séparation des animaux seront réalisés si besoin après concertation avec le vétérinaire ou la cellule chargés du bien-être animal. Des points limites sont mis en place pour l’ensemble des procédures pour limiter ou soustraire l’animal à la souffrance. Le transport entre les 2 EU se fera dans des cages sécurisées avec nourriture et eau gélifiée et une période de 1 semaine sera respectée avant le début des examens IRM. Durant celui-ci, une anesthésie sera utilisée pour réduire au maximum le stress de l'animal. Leurs yeux seront protégés du dessèchement par l’application d’un gel de protection. La température et la respiration des animaux seront en permanence surveillées par un système de monitorage et maintenue par un système de chauffage du berceau de l’IRM et un tapis chauffant. En cas de chute de la température et/ou d’une respiration altérée, l'acquisition en cours sera immédiatement interrompue et l'animal sorti de l'IRM et pris en charge. Il sera placé dans une enceinte chauffante jusqu'à son réveil, sous surveillance. Des points limites ont été établis afin de soustraire les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Nous utiliserons des souris modifiées génétiquement pour cibler sélectivement les neurones de la structure cérébrale étudiée. Ceci implique l'utilisation de souris spécifiques et ne permet pas l'utilisation d'autres espèces. Étant donné que les études nécessitent des systèmes neurobiologiques matures, des animaux adultes seront utilisés. Le génotypage est prioritairement effectué entre 6 et 8 jours, et la chirurgie à partir de 8 semaines d’âge.
Évaluation de candidats médicaments sur des modèles de d’inflammation du péritoine et de septicémie
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Un score de 4 sur un seul critère clinique déclenche l'arrêt immédiat de l'expérience, et aucun anti-inflammatoire ni analgésique n'est administré, ces traitements interférant avec les voies inflammatoires étudiées. 7 680 souris vont être utilisées sur cette base, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. La péritonite est provoquée par ligature et perforation du cæcum sous anesthésie, ou par injection dans l'abdomen de contenu cæcal sur des animaux vigiles sans anesthésie, suivie d'administrations répétées et de prélèvements de sang pouvant atteindre 12 % du volume sanguin total. Les composés testés sont ceux de clients et le nombre de prises de sang est laissé "à l'appréciation du client", ce qui fait de ces 7 680 souris le support d'une activité de prestation.
Objectifs
La péritonite, ou inflammation du péritoine, est une infection assez grave qui peut amener au développement d’une septicémie voire à la mort si elle n’est pas traitée rapidement. Durant ces dernières années, la proportion des péritonites a considérablement augmenté et la prise en charge thérapeutique a évolué en combinant à la fois une prise en charge chirurgicale et médicamenteuse par un traitement antibiotique. Cependant, l’antibiothérapie n’est pas toujours efficace et suffisante et peut ainsi induire un délai dans la prise en charge des patients pouvant amener à la persistance de l’infection voire au décès. A ce jour, il est donc impératif de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques dans le but de proposer un meilleur suivi des patients et d’aboutir à une rémission complète. L'objectif scientifique de l'étude est d'évaluer l’impact de nouvelles molécules thérapeutiques sur la capacité de récupération des souris suite à l’induction d’une péritonite ou une septicémie. La péritonite sera induite par l'injection de différents composés. Ainsi, l’agent inducteur utilisé va permettre de cibler différentes voies de l’immunité et donc de proposer différents modèles de péritonite. La septicémie sera induite par différentes techniques couramment utilisées chez la souris. Nous étudierons, à différents temps, l'infiltration des cellules dans le péritoine, signe d’une réponse immunitaire. Le sang et d'autres organes seront également prélevés en fonction des demandes du client pour évaluer l’état inflammatoire des animaux.
Bénéfices attendus
Depuis ces dernières années, la prise en charge thérapeutique de la péritonite a considérablement évolué en combinant à la fois une prise en charge chirurgicale et médicamenteuse par un traitement antibiotique. Cependant, l’antibiothérapie n’est pas toujours efficace et suffisante et peut ainsi induire un délai dans la prise en charge des patients pouvant amener à la persistance de l’infection voire au décès. A ce jour, il est donc impératif de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques dans le but de proposer un meilleur suivi des patients et d’aboutir à une rémission complète. Ce projet permettra donc de tester l’efficacité et de mieux définir les fenêtres d’action thérapeutiques (doses, période optimale de traitement...) de différents candidats médicaments dans le développement de la péritonite et de la septicémie. De manière plus générale, les résultats obtenus permettront d’étayer les mécanises cellulaires et moléculaires fins contrôlant l’inflammation et sa résolution en mettant en avant de nouveaux effecteurs potentiels dans le déclenchement de la pathologie.
Procédures
Plusieurs interventions pourront être mises en place sur les animaux : i) Induction de la pathologie : a) Par chirurgie (une seule fois par animal) : les souris seront anesthésiées (5minutes) et subiront une ligation et perforation du caecum (10minutes). OU b) Par injection intrapéritonéale de contenu caecal ou d’inducteurs d’une péritonite (une seule fois par animal) : administration sur animaux vigiles sans anesthésie (1 minute maximum : saisie de l’animal, pesée de l’animal pour adapter la dose, puis administration de la substance). ii) Administrations répétées de composés client : les modes d’administration possibles incluent l’alimentation, l’eau de boisson, le gavage, les injections intrapéritonéale, sous-cutanée, intravasculaire, intradermique. Les modes d’administration considérés comme nuisibles incluent tous les modes d’injection. Ils dureront environ une minute par animal (saisie de l’animal, pesée de l’animal pour adapter la dose, puis administration de la substance). iii) Prélèvement de sang : A l’appréciation du client, un ou plusieurs prélèvements de sang pourrons être effectués. Les prélèvements de sang n’excèderont pas 12 % du volume de sang total de l’animal et seront suivis d’une semaine minimum de récupération avant le prochain prélèvement. Le volume prélevé est dépendant du poids de l’animal. Exemple de différents prélèvements qui pourront être effectués sur un animal de 25g. - Veine de la queue sur animal vigile : 10 μL – à la joue sur animal vigile : 135 μL - sinus retro-orbital sur animal anesthésie : 135 μL Les différents modes de prélèvements dureront maximum 1 minutes.
Impact sur les animaux
Les principaux effets indésirables attendus suite au développement d'une péritonite et/ou d’une septicémie sont une perte de poids et une baisse de la température corporelle. Le développement d'une telle infection chez les animaux va entrainer une réponse immunitaire importante afin d’éliminer l'infection. Dans un premier temps, les animaux vont présenter une baisse de leur température corporelle ainsi que la présence de fécès de moindre consistance (fécès mous voire liquides), entrainant une perte de poids, un manque de toilette (poils ébouriffés), et un comportement non provoqué altéré (vivacité réduite, prostration). La réalisation de prélèvements et d’administrations répétés pourra également générer un stress chez l’animal.
Devenir
Tous les animaux du projet seront mis à mort à l'issue des procédures afin de pouvoir procéder aux prélèvements d'organes et à la caractérisation du statut inflammatoire terminal.
Remplacement
Lorsque cela sera possible, les composés de nos clients seront préalablement testés sur culture cellulaire ou organes isolés permettant ainsi de mieux définir les doses à administrer par exemple. Cependant, l’utilisation des animaux ne pourra pas être éviter. En effet, les modifications physiopathologiques liées à la péritonite et à la septicémie sont très complexes et nécessitent la mobilisation de nombreux effecteurs cellulaires et moléculaires ainsi que la rupture dans la coordination de leur intervention au niveau systémique. Par ailleurs, la péritonite est une maladie évolutive qui, une fois déclenchée, s’aggrave progressivement et peut aboutir à une septicémie ou à une rémission avec mise en place d’un processus de résolution de l’inflammation. De plus, l’analyse de l’efficacité d’un candidat médicament nécessite de prendre en compte le caractère systémique afin d’appréhender son action sur les différentes complications dont la contribution dans la pathologie peut influencer positivement ou négativement l’impact thérapeutique. Nous devons être en mesure de prévoir l’apparition d’effets secondaires dans l’éventualité de l’utilisation future des candidats médicaments en clinique. Les procédures expérimentales présentées à l’appui de ce projet ne peuvent donc pas être remplacées par d’autres méthodes n’impliquant pas l’utilisation d’animaux vivants et susceptibles d’apporter le même niveau d’information.
Réduction
Au sein de cette étude, nous avons réduit le nombre d'animaux utilisés au maximum pour une étude statistique soit 10 animaux par groupes au début de l'étude. Nous souhaitons atteindre au moins 80% de survie chez les animaux au cours du protocole, les analyses statistiques réalisées doivent donc comprendre un nombre d'animaux d'au moins 8 à la fin de l'étude. La comparaison des groupes entre eux sera faite à l'aide de test statistiques. Afin de réduire le nombre d’animaux utilisés et, lorsque cela est possible, l’impact in-vitro ou ex-vivo des candidats médicaments sera initialement évalué en culture cellulaire ou sur organes isolés. Le nombre d’animaux nécessaires pour répondre aux différentes problématiques scientifiques exposées dans ce projet a été déterminé en se basant sur des travaux préliminaires ainsi que sur l’expertise de notre société sur l’utilisation de ces modèles animaux. Les doses à tester seront au préalable, systématiquement évaluées après documentation dans la littérature ou par retour d’expérience du client. Par ailleurs, compte tenu de la variabilité des paramètres observés au sein d’un groupe homogène, une analyse sur des groupes de 8 animaux sera nécessaire.
Raffinement
Les procédures seront réalisées dans le respect du bien-être animal, en limitant douleur, souffrance et stress, selon des points limites définis. Les souris seront hébergées conformément à la réglementation, avec enrichissement (igloo, ouate). Après induction de la pathologie (péritonite ou septicémie), un suivi régulier sera mis en place : toutes les 2h pendant 8h post-induction, puis 2 fois/jour pendant 2 jours, puis quotidiennement jusqu’à la fin de la procédure. Température corporelle et poids seront mesurés chaque jour durant les 3 premiers jours, puis hebdomadairement. L’état de santé général sera évalué quotidiennement selon un score comportemental et physique. Un score de 4 pour un seul critère entraînera l’arrêt immédiat de l’expérimentation. L’administration d’anti-inflammatoires ou d’analgésiques n’est pas possible, ces traitements interférant avec les voies inflammatoires cibles de l’étude, le comportement, l’état physique et la molécule testée. Les animaux seront néanmoins surveillés de manière rapprochée, et les expérimentateurs utiliseront une grille de score pour identifier les points limites et décider, si nécessaire, de la mise à mort. Les manipulations répétées (prélèvements, administrations) pouvant générer du stress, des enrichissements seront ajoutés dans chaque cage (igloo, ouate, buchettes si besoin). Les aiguilles et sondes seront adaptées au poids et à la voie d’administration. Un antalgique sera injecté avant l’anesthésie. Pendant la chirurgie, un gel ophtalmique sera appliqué pour éviter le dessèchement oculaire. La température corporelle sera maintenue via un tapis chauffant. Le niveau d’anesthésie sera vérifié (absence de réflexe au pincement). Après l’intervention, 1 mL de sérum physiologique chauffé à 37 °C sera injecté pour réhydrater l’animal. Il sera ensuite placé 30 min sur un tapis chauffant sous lampe UV, puis transféré en cage.
Choix des espèces
L’utilisation de souris dans la modélisation de pathologies présentes chez l’Homme a longuement été décrite et justifiée de par leur proximité avec l’Homme. Par ailleurs, la souris est largement décrite comme une espèce de choix dans les modèles de développement de maladies inflammatoires et infectieuses du péritoine telles que la péritonite et la septicémie compte tenu des outils cellulaires et moléculaires existants. Il s’agit en effet d’un modèle bien établi et bien documenté dans la littérature pour l’analyse de l’inflammation. Par ailleurs, ce projet basé sur l'étude de l'inflammation nécessite l'utilisation d'animaux dont le système immunitaire est mature, c'est à dire âgés de 7 et 20 semaines.
Impact d’une manipulation des contrôles inhibiteurs des neurones dopaminergiques en modèles de maladie de Parkinson EU2/2 (MODIFICATION)
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Transportées d'un établissement à l'autre pour y passer deux examens d'IRM de deux heures sous anesthésie, 996 souris vont être utilisées dans ce projet sur la maladie de Parkinson, dont 320 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère et 160 opérées sous anesthésie puis tuées avant tout réveil. Elles subissent une biopsie de queue sur animal vigile vers le sixième jour de vie, une chirurgie d'une heure trente à quatre heures, puis jusqu'à trente-six tests comportementaux de dix à quarante-cinq minutes répartis sur vingt semaines, avant d'être toutes mises à mort pour prélèvement de tissus. Le porteur indique que la lésion dopaminergique entraîne une perte de poids et des déficits moteurs, et que les altérations des seuils de douleur "ne peuvent être soulagées car c'est l'objet de l'étude". Sur le remplacement, il affirme que la structure cérébrale visée n'a été localisée que chez les mammifères, ce qui exclut selon lui tout autre modèle.
Objectifs
MODIFICATION: La perte des neurones dopaminergiques dans la maladie de Parkinson s’accompagne d’un dysfonctionnement de certains circuits cérébraux et de symptômes moteurs et non-moteurs qui restent difficiles à prendre en charge. La lésion d’une région cérébrale incluant une structure qui est un contrôle de ces neurones dopaminergiques peut améliorer certains symptômes. L’identification récente d’un marqueur moléculaire sélectif de cette structure permet désormais d’étudier les conséquences d’une modulation de l’activité de cette structure dans un modèle de la maladie de Parkinson. L’objectif du projet est ainsi de tester si l’inhibition sélective de cette structure peut soulager les symptômes nociceptifs, moteurs, cognitifs et anxiodépressifs. Les patients Parkinsoniens présentent par ailleurs des altérations structurelles et fonctionnelles de leur réseaux cérébraux, visibles par imagerie par résonance magnétique (IRM). Ces altérations de la connectivité cérébrale pourraient être modifiées par l’inactivation de notre structure d’intérêt. L’identification des changements de connectivité cérébrale et la mise en évidence de l’implication de zones spécifiques au niveau du cerveau pourraient aider la recherche préclinique et clinique, et accélérer les stratégies thérapeutiques. Ce projet se déroule dans 2 Etablissements Utilisateur: EU1 et EU2. La nécessité de procéder à des séances d'imagerie par IRM conduit à l'ajout de 40 animaux .
Bénéfices attendus
La structure cérébrale ciblée par ce projet exerce un contrôle inhibiteur sur les systèmes dopaminergiques, qui dégénèrent dans la maladie de Parkinson. Ce projet doit permettre de tester si une inhibition de cette structure peut améliorer les symptômes nociceptifs, moteurs, cognitifs et anxiodépressifs, apportant ainsi une preuve de concept sur le potentiel thérapeutique de cette cible anatomique. La maladie de Parkinson est la seconde maladie neurodégénérative la plus fréquente. Connue pour ses symptômes moteurs, cette maladie a aussi des conséquences délétères non-motrices, incluant douleur, troubles de l’humeur et déficits cognitifs. Les patients présentent en moyenne 14 symptômes dans les phases précoces de la maladie et plus de 20 dans des phases plus tardives, mettant en évidence le besoin de prendre cette complexité en considération dans la recherche préclinique.
Procédures
MODIFICATION Les animaux sont soumis à une biopsie de tissu pour réaliser leur génotypage, cette biopsie est effectuée sur animal vigile autour de 6 jours postnatal, ou à défaut sur animal sous anesthésie à partir de 12 jours postnatal. Les animaux sont soumis à une biopsie de tissu pour réaliser leur génotypage, cette biopsie est effectuée sur animal vigile autour de 6 jours postnatal, ou à défaut sur animal sous anesthésie à partir de 12 jours postnatal. Des animaux sont soumis à 1 chirurgie d’au maximum 1h30 ou 4h, et un maximum de 36 tests comportementaux de 10 à 45 minutes chaque, répartis sur 20 semaines avec au moins un jour de repos entre chaque test. Les animaux sont soumis à deux examens IRM sous anesthésie, incluant chacun au plus une séquence d'IRM fonctionnelle de 16min, une d'IRM anatomique de 10 min et une d'IRM de diffusion de 60 min (TOTAL=2 heures maximum par examen) (EU2).
Impact sur les animaux
MODIFICATION Une douleur légère et de courte durée peut être provoquée par la biopsie de tissus. La chirurgie peut entraîner une perte de poids transitoire, une douleur postopératoire modérée, une inflammation locale transitoire autour du dispositif des points de suture (peau du crâne). Les tests comportementaux peuvent s’accompagner d’un stress léger. Les lésions dopaminergiques modélisant la maladie de Parkinson peuvent entrainer une perte de poids sur les 10 premiers jours après la lésion. Des déficits moteurs liés à la modélisation de la maladie de Parkinson sont également attendus, ainsi que des altérations sensorielles des seuils de douleur qui ne peuvent être soulagées car c’est l’objet de l’étude. Le transport et l’environnement inconnu de la nouvelle animalerie peuvent également entrainer un stress chez les animaux au moment du changement d’EU.
Devenir
Les animaux seront mis à mort pour prélèvements de tissus.
Remplacement
MODIFICATION Compte tenu du sujet du projet, il est impossible de remplacer le modèle in vivo par un modèle in vitro ou in silico. En effet, les comportements étudiés et la connectivité cérébrale nécessitent un système nerveux complet et un animal entier, vivant et vigile. L’existence et la localisation de la structure cérébrale étudiée n’ont pour l’instant été établies que chez les mammifères, ne permettant donc pas en l’état actuel des connaissances d’utiliser un autre modèle animal.
Réduction
Les expériences sont menées en cherchant à limiter le nombre d'animaux, tout en obtenant l’information scientifique recherchée. Pour les diverses expériences, ce nombre d'animaux nécessaire pour tirer des conclusions scientifiques statistiquement fiables est défini sur la base de notre expertise, de l'analyse de la littérature et de calculs de power analyse.
Raffinement
MODIFICATION Les animaux sont hébergés en groupe sociaux dans des cages enrichies (bâton, tunnel, coton et frisure) favorisant leur comportement naturel (ronger et faire des nids). Ils sont acclimatés aux conditions d’hébergement et habitués aux expérimentateurs. Ils sont habitués à la manipulation avant la chirurgie, ainsi qu’aux environnements des tests comportementaux avant leur réalisation. Les animaux seront suivis pour déceler tout signe de mal-être. Durant les chirurgies, des méthodes d’anesthésie et d’analgésie sont utilisées, la température maintenue (tapis chauffant) et les yeux protégés par du gel oculaire. Après la chirurgie, une grille d’évaluation est utilisée pour le suivi des animaux. Des soins, une administration d’antalgique ou d’anti-inflammatoire et/ou une séparation des animaux seront réalisés si besoin après concertation avec le vétérinaire ou la cellule chargés du bien-être animal. Des points limites sont mis en place pour l’ensemble des procédures pour limiter ou soustraire l’animal à la souffrance. Le transport entre les 2 EU se fera dans des cages sécurisées avec nourriture et eau gélifiée et une période de 1 semaine sera respectée avant le début des examens IRM. Durant celui-ci, une anesthésie sera utilisée pour réduire au maximum le stress de l'animal. Leurs yeux seront protégés du dessèchement par l’application d’un gel de protection. La température et la respiration des animaux seront en permanence surveillées par un système de monitorage et maintenue par un système de chauffage du berceau de l’IRM et un tapis chauffant. En cas de chute de la température et/ou d’une respiration altérée, l'acquisition en cours sera immédiatement interrompue et l'animal sorti de l'IRM et pris en charge. Il sera placé dans une enceinte chauffante jusqu'à son réveil, sous surveillance. Des points limites ont été établis afin de soustraire les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Nous utiliserons des souris modifiées génétiquement pour cibler sélectivement les neurones de la structure cérébrale étudiée. Ceci implique l'utilisation de souris spécifiques et ne permet pas l'utilisation d'autres espèces. Étant donné que les études nécessitent des systèmes neurobiologiques matures, des animaux adultes seront utilisés. Le génotypage est prioritairement effectué entre 6 et 8 jours, et la chirurgie à partir de 8 semaines d’âge.