Rongeurs

300 rongeurs, surtout des rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, une partie étant tuée et une autre réutilisée. Ils reçoivent un produit chimique par la nourriture ou par gavage quotidien, suivi de prélèvements de sang répétés, pour mesurer la biodisponibilité selon la taille des particules. Le porteur indique que les animaux exposés à des substances non homologuées sont tués, quand cent rats et vingt souris pourront être réutilisés. Il présente ces essais comme un préalable réglementaire au choix des doses des études de toxicologie.

Objectifs

Ce projet permet de vérifier l’impact de la taille des particules sur la biodisponibilité du produit à tester. Cette étude est nécessaire pour le bon choix des doses des études de toxicologie si la taille des particules du produit varie d’un lot à l’autre. La voie de synthèse peut évoluer au cours du développement d’une molécule en fonction des quantités synthétisées et faire varier la taille des particules formées.

Bénéfices attendus

Les bénéfices de ces études sont de déterminer la biodisponibilité du produit en fonction de la taille des particules. Ainsi les études menées pourront répondre à la question suivante : l’exposition interne déterminée par les concentrations plasmatiques varie-t-elle en fonction de la taille des particules ? Ces études apporteront des informations sur la sélection des doses pour les études ultérieures en fonction de la taille connue des particules du produit à tester.

Procédures

Les animaux seront exposés au composé par la nourriture (durée maximale 15 jours) ou le cas échéant par gavage journalier (procédure inferieure à 1 minute) à l'aide de sonde souple adapté à leur taille. En fin d'exposition: prélevements de sang (microprelevements de 20 ou 50µL exceptionnellement 100µL) sur animal vigile à la veine saphène ou la cas échéant caudale (durée maximale de la contention et du prelvement 2 minutes; au maximum 6 prises de sang le premier jour de l'évaluation, puis une prise de sang par jour jusqu’à la fin de la période de réversibilité (8 jours maximum).

Impact sur les animaux

Aucun effet toxique majeur n’est attendu sur ce projet, la forte dose choisie ne devant pas excéder la dose maximale tolérée chez l’animal (et définie au préalable). Les animaux peuvent être soumis à des gavages journaliers à l'aide de sonde souple qui peuvent induire une gène légère lors de la contention. En cours d’étude, plusieurs échantillons de sang peuvent être prélevés au cours d’une période de 24h. Les prélèvements peuvent être faits via la veine caudale ou la veine saphène. Ces derniers peuvent induire une douleur légère et de petits hématomes qui disparaissent rapidement.

Devenir

Les animaux exposés à des substances chimiques non encore homologuées sont euthanasiés.

Remplacement

Des essais in vitro sont utilisés dans l’unité d'expérimantation pour déterminer le profil toxicocinétique des molécules suivis par des études in vivo de toxicocinétique après administration unique. Ces études permettent de définir la période d’administration et de réversibilité de cette procédure mais ne répondent pas à la question de l’impact de la taille des particules sur la biodisponibilité du produit.

Réduction

Ces études se font dans le respect des 3Rs avec un nombre restreint d'animaux par groupe (6) définit par l'experience du laboratoire et permettant une analyse statistique et deux doses testées par produit. Un total estimé d’environ 60 rats pourront être utilisés chaque année pour tester environ 2 molécules différentes, pour un total d’environ 300 rongeurs sur 5 années pour ce projet. Exceptionnellement, des souris pourront être utilisées.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupe dans des cages appropriées avec un enrichissement du milieu adapté à leur âge et à leur espèce. Les animaux sont alimentés par une nourriture contrôlée et adaptée, les certificats concernant cette nourriture sont archivés par le laboratoire. Les animaux sont observés tous les jours (week-ends compris). Ils sont pesés à intervalle régulier pour vérifier leur croissance et leur bien-être. Les échantillons de sang prélevés sont faits par la veine saphène (50 µL/prélèvement pour le rat et 20 µl pour la souris - volume ne dépassant pas le volume de 7.5% du volume circulant sur 24h). Pour les rats, la veine caudale peut également être utilisée avec 100 µl par prélèvement. Toutes ces mesures sont réalisées par des techniciens confirmés qui suivent des périodes régulières de maintien des compétences. Des points limites ont été identifiés par le laboratoire, qui peuvent nécessiter la mise à mort précoce de l’animal. Une évaluation rétrospective sur le bien-être animal est réalisée par la structure du bien-être animal sur toutes les études. La priorité est de garantir le bien-être des animaux en n’administrant les produits qu’à des doses appropriées : la forte dose sera définie sur la base des résultats observés dans des études de 14 ou 28 jours avec administration quotidienne du produit par voie orale. On retiendra donc des doses inférieures à la dose maximale tolérée chez l’animal utilisé.

Choix des espèces

Les études sur les animaux décrites dans ce document sont réalisées chez le rongeur (mâle ou femelle) pour permettre d’avoir le bon niveau d’information pour le choix de doses des études ultérieures. Le rat et la souris sont les espèces les plus appropriées pour étudier les aspects abordés dans le projet actuel, les autres études de toxicologie étant réalisées sur ces espèces. Toutes les études décrites dans ce projet utilisent en général de jeunes adultes (à partir de 6-7 semaines et jusqu’à 15 semaines) conformément aux recommandations pour les études de toxicité réglementaire.

160 souris immunodéficientes vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une lésion du cortex moteur et une greffe de neurones humains associés à un biomatériau, puis des pesées et des tests moteurs sur plusieurs mois, avant d'être tuées pour prélever leur cerveau. Le porteur indique appliquer un jeûne de quinze heures avant le test de préhension de nourriture pour motiver les animaux. Il affirme qu'il n'est "pas encore possible" de modéliser un cerveau de mammifère in vitro et présente le recours aux modèles animaux comme "essentiel".

Objectifs

Du fait de la très faible capacité du cerveau à s’autoréparer, les traumatismes craniens sont dévastateurs. La lésion du cortex moteur est une caractéristique commune de nombreuses conditions neuropathologiques telles que les tumeurs, les lésions (traumatisme, accident vasculaire cérébral) ou les maladies neurodégénératives (sclérose latérale amyotrophique, ataxies scérébeleuses, maladies de Huntington, d'Alzheimer...). Afin de pallier les capacités de régénération limitées du cerveau adulte, il est nécessaire de développer des stratégies thérapeutiques. La transplantation neuronale a été explorée comme une approche potentielle permettant de rétablir les fonctions cérébrales en remplaçant les neurones perdus par de nouveaux neurones. Il est déjà démontré que des neurones issus de cellules souches, transplantés dans des cerveaux de souris, peuvent efficacement rétablir des connexions spécifiques après une lésion corticale. Une réparation des réseaux neuronaux est donc possible chez la souris, mais l'efficacité de cette approche doit encore être améliorée avant de pouvoir être envisagée chez l'Homme. Dans cette étude, nous souhaitons coupler la greffe de neurones humains avec l'utilisation d'un biomatériau naturellement présent dans l'organisme: l'acide hyaluronique. Des tests de comportement permettront d'examiner l'effet sur la récupération motrice des animaux et de comparer l'effet du biomatériau sur la réparation du cerveau.

Bénéfices attendus

A court terme, ce projet permettra d'étudier l’effet d’un biomateriau sur la réparation des réseaux neuronaux après transplantation de nouveaux neurones chez le rongeur. Ce biomatériau peut être utilisés pour fournir un support structurel, libérer des facteurs de croissance, ou encore promouvoir la régénération tissulaire dans la zone lésée du cortex cérébral. Les potentiels effets du biomatériau incluent la réduction de l'inflammation, la promotion de la cicatrisation, la restauration des connexions neuronales et la récupération des fonctions altérées à la suite de lésions du cerveau. A plus long terme, les bénéfices attendus de ce projet sont le développement de thérapie clinique chez l'Homme autour de la transplantation cellulaire combinée à des biomateriaux, afin d’améliorer la qualité et la fiabilité des transplantations et ainsi améliorer la prise en charge des patients souffrants de lésions cérébrales suite à des traumatismes crâniens ou des AVC.

Procédures

Sur animaux anesthésiés : -intervention 1 : chirurgie craniale : 1 fois (10 minutes par animal, 160 animaux); -intervention 2 : chirurgie craniale avec greffe de neurones : 1 fois (10 minutes par animal, 120 animaux); -intervention 3 : chirurgie craniale sans réveil avec enregistrement de l’activité des neurones : 1 fois (2-4 heures par animal, 40 animaux). Sur animaux vigiles : - au maximum une soixantaine de pesées par animal, d'une durée d'environ 1 minute (une fois à 2 fois par semaine, sur toute la durée du projet, 160 animaux); -au maximum 10 sessions de 2 tests de comportement moteur (15 minutes par souris et par test, 160 animaux).

Impact sur les animaux

Suite à l’anesthésie générale et la chirurgie cranienne, les effets indésirables attendus sont la douleur liée à la chirurgie minimisés par le traitement antalgique pendant et après la chirurgie, ainsi qu'une légère perte de poids transitoire. La lésion du cortex moteur entraine potentiellement une légère diminution de la capacité de préhension de la patte antérieur gauche. L’acte de pesée et les tests comportementaux sur animal vigile peuvent induire un léger stress transitoire. Un jeûne de 15 heures sera réalisé avant le test de préhension de nourriture afin que les animaux soient motivés à récupérer les boulettes de nourriture.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin du projet afin de récupérer le cerveau pour des études neuroanatomiques.

Remplacement

L’impact de la composition du biomatériau utilisé dans cette étude a été testé au préalable dans un modèle in vitro. Ceci permet de diminuer le nombre d’animaux utilisés. Dans ce projet, nous souhaitons étudier la possibilité de la réparation du cerveau lésé sur le plan neuroanatomique et fonctionnel. Les symptômes cliniques des traumas crâniens qui nous intéressent concernent la motricité. De ce fait, la nécessité de modèles animaux apparait essentielle à l’étude de cette pathologie. Ces approches nécessitent la présence du réseau neuronal qui est uniquement accessible dans des modèles d’animaux intègres et donc vivants. De nos jours, il n’est pas encore possible de modéliser un cerveau de mammifère in-vitro ou in silico, qui nous permettrait d’étudier l’effet bénéfique de la transplantation sur la motricité.

Réduction

Nous avons réduit au maximum le nombre d'animaux nécessaires en expérimentation tout en s'assurant d'en avoir le nombre suffisant pour avoir une étude interprétable sur le plan statistique par l’utilisation d'un test statistique approprié. Ceci a permis de déterminer un nombre de 10 animaux avec la moitié de mâles et la moitié de femelles.

Raffinement

Durant toute l’expérimentation, le bien-être des animaux sera respecté en réduisant au maximum l’inconfort, la douleur, la détresse ou le stress. Les conditions d’élevage et d’hébergement seront optimisées (hébergement en groupe dans des locaux adaptés avec enrichissement du milieu adapté à l'espèce : matériel de nidification et tunnel). Les souris ont un phénotypes dommageable (immunodéficience), mais ce phénotype ne s'exprime pas dans nos conditions d'hébergement. Lors de la chirurgie nous aurons recours à l’anesthésie générale avec analgésie et contrôle de la température corporelle. De plus, elles seront réalisées par un binôme compétent et expérimenté, permettant ainsi de réduire l’angoisse des animaux et de contribuer à leur bien-être. Durant toute la procédure, les animaux feront l’objet d’un suivi quotidien de leur état de santé (alimentation, apparence, comportement) à l'aide d’une grille de score. Des points limites adaptés et gradés et un arbre décisionnel comprenant des critères d'arrêt de souffrance ont été définis en amont de la réalisation du projet.

Choix des espèces

La souris est l'espèce la plus utilisée pour les modèles animaux dans le domaine des neurosciences. En effet, il est possible de mimer chez la souris les lésions du cortex moteur qui peuvent survenir chez l'Homme dans différentes situations (accident de la route, traumatisme crânien, AVC...). Nous utiliserons des souris âgées de 3 mois au début de cette étude. Nous souhaitons travailler sur des souris adultes matures ce qui correspond à l'âge où le développement biologique est passé, mais pas encore affecté par le vieillissement.

816 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections d'anticorps expérimentaux puis de nombreux prélèvements de sang à la queue étalés sur plusieurs jours, avant d'être tuées pour prélever leurs organes. Le porteur décrit une douleur modérée liée aux injections et aux prélèvements, encadrée par une grille de points limites. Il affirme qu'"aucune méthode ne peut remplacer un système immunitaire complet" et rend donc "indispensable" le recours aux animaux.

Objectifs

Ces dernières années, la compréhension des différents mécanismes entrant en jeu lors d’une réponse antitumorale a mis en lumière l’équilibre entre l’activation et l’inhibition de cette réponse. Les traitements anticancers, de plus en plus ciblés, visent des gènes spécifiques de l’immunité ayant pour but de faire pencher la balance dans un sens ou dans un autre pour moduler cette réponse antitumorale. Des essais cliniques, avec notamment des molécules ciblant une voie impliquée dans l'inhibition de la réponse immunitair, ont permis d’avoir de réelles avancées dans les thérapies anticancers. Cependant les rechutes sont encore trop nombreuses et il est essentiel de chercher d’autres molécules et d’autres combinaisons thérapeutiques. Les nouvelles stratégies d’immunothérapie cherchent à améliorer l’effet anti-inflammatoire des traitements tout en limitant les effets secondaires. Dans ce projet, nous proposons de tester in vivo de nouvelles thérapies combinatoires ciblant un récepteur inhibiteur bien connu et de nouvelles molécules du système immunitaire, dans le but d’induire une réponse antitumorale efficace et durable. Nous avons généré de nouveaux formats d’anticorps dit « bispécifiques » capables d’interagir avec deux molécules en même temps. Nous avons déjà des résultats préliminaires in vivo nous permettant de montrer que ce format améliore l’effet de la monothérapie. Nous développons sans cesse de nouveaux formats, nouvelles mutations et/ou nouvelles molécules fusionnées afin de trouver l’anticorps le plus efficace possible, et pour cela nous devons réaliser (en plus des modèles in vitro) des études chez la souris. Cette étude nous permettra d’établir tous les paramètres nécessaires pour justifier les doses et voies d’administration de ces molécules lors d’essais cliniques chez l’homme.

Bénéfices attendus

A terme, ce projet permettra d’établir tous les paramètres en termes de dose, voie et schéma d’administration de molécules novatrices dans le domaine de l’immunothérapie antitumorale. Ces résultats pourront ensuite servir de base pour les essais cliniques réalisés chez l’homme.

Procédures

Les animaux seront anesthésiés à J0 pour permettre l’injection de nos molécules. Du sang au bout de la queue sera ensuite prélevé (2µL) à différents temps T0, 15min, 30min, 1h, 4h, 8h, J1, J2, J3, J6, J8 voire J11 et J15 après l’injection de nos molécules en vigile, par simple pression de la queue sur animal vigile.

Impact sur les animaux

L’administration de nos molécules et les procédures effectuées peuvent induire une douleur modérée au moment de l’injection ou des prélèvements, limitée par l’administration d’analgésique local. Une grille d’observation de points limites a été établie permettant d’évaluer régulièrement l’état général des animaux et d’intervenir rapidement si une douleur survient.

Devenir

A la fin de la procédure, les animaux seront mis à mort et des organes d’intérêts pourront être récupérés pour compléter les analyses.

Remplacement

A ce jour, aucune méthode ne peut remplacer un système immunitaire complet et donc rend indispensable l’utilisation d’animaux. Des études préliminaires sur des cellules ex vivo ont permis d’identifier une activité biologique de ce genre nouveau de médicaments et ont donc orienté les paramètres à évaluer lors de l’étude in vivo des différentes molécules.

Réduction

Le nombre d’animaux à chaque étape a été calculé pour limiter la quantité, tout en conservant un nombre suffisant pour une évaluation statistique fiable. Ce nombre pourra également être réduit dans les phases #2 et #3 si certaines molécules ne montrent pas d’intérêt in vitro.

Raffinement

Une étape d’acclimatation de 4 jours minimum sera systématiquement réalisée à l’arrivée des animaux pour éliminer le stress dû au transport et permettre l’habituation aux nouveaux locaux et personnels animaliers avant tout acte sur l’animal. Ce protocole n’induit qu’une douleur modérée le temps de l’injection. Si jamais une douleur plus intense survient, les animaux sont surveillés régulièrement et nous pouvons donc agir rapidement pour limiter la douleur. En outre, les animaux sont maintenus dans un cycle jour/nuit de 12h/12h avec un accès à l’eau et à la nourriture à volonté. Le nombre d’animaux par cage est de 5 pour limiter le stress de la surpopulation. Des frisottis de papier sont placés dans la cage pour permettre aux souris de s’enfouir et se cacher. Après l’injection de nos molécules, les animaux sont surveillés jusqu’à leur réveil complet.

Choix des espèces

Nous travaillerons avec la souris qui est un modèle de référence pour la recherche fondamentale ainsi que pour les examens précliniques. Il s’agit en effet d’un modèle animal pour lequel de nombreux outils génétiques et biologiques sont disponibles. Des adultes de 7 à 12 semaines seront utilisés, car ce sont généralement l’âge des souris dans nos modèles de cancers pour lesquels la prise tumorale est la plus homogène, contrairement à des âges précoces ou avancés où les défenses immunitaires sont différentes et peuvent induire une hétérogénéité de réponse antitumorale, et donc un stade tumoral différent.

20 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit deux injections intraveineuses à trois semaines d'intervalle, d'un vecteur lentiviral non intégratif conçu pour délivrer de l'ARN, d'un vecteur intégratif ou du seul véhicule pour les 4 témoins, et subit six prises de sang pour doser les cytokines de l'inflammation. Le porteur prévoit de possibles réactions allergiques ou effets toxiques, présente l'étude comme "un requis pour l'utilisation future de ce vecteur in vivo", chez l'humain notamment, et affirme qu'elle permettra de "prédire les réponses immunitaires humaines possibles". Il énumère lui-même organes sur puce, organoïdes, biobanques de tissus humains et simulations informatiques, avant d'affirmer qu'aucun de ces outils ne rendra compte de la réponse inflammatoire dans un "organisme physiologique entier".

Objectifs

L’étude de la réponse inflammatoire dans un modèle de souris est essentielle pour évaluer la sécurité, l’efficacité et la faisabilité de l’utilisation d’un produit à visée thérapeutique. Elle contribue à orienter son développement, optimiser les protocoles d’administration, et à garantir la sécurité de ce type de thérapie. Ce projet a donc pour objectif d’évaluer la réponse inflammatoire pouvant survenir après l’injection d’un vecteur non intégratif pouvant délivrer de l’ARN chez l’animal. C’est un requis pour l’utilisation future de ce vecteur in vivo, et notamment chez l’Homme à des fins thérapeutiques. L’injection intra veineuse sera testée, avec un rappel d’injection 3 semaines plus tard. Les analyses consisteront en un dosage de la sécrétion de cytokines dans le sang.

Bénéfices attendus

Cette étude de la réponse inflammatoire chez l’animal va permettre : - d’évaluer la sécurité du produit en évaluant la réaction du système immunitaire; - d’identifier les caractéristiques du produit pouvant provoquer une réponse inflammatoire; - de prédire les réponses immunitaires humaines possibles.

Procédures

Les animaux recevront 2 injections par voie intraveineuse (durée 2-3 minutes). On réalisera 6 prélèvements sanguins (durée 2-3 minutes)

Impact sur les animaux

Dans le cadre d’une étude de la réponse inflammatoire, l’administration in vivo d’un produit peut entrainer des effets indésirables, notamment des réactions allergiques, des effets toxiques…. L’administration in vivo du vecteur de transfert d’ARN par voie intraveineuse peut entrainer un stress ou une douleur chez l'animal, Par ailleurs, ces souris subiront des prélèvements sanguins pouvant également induire un stress.

Devenir

Tous les animaux sont euthanasiés à l'issue des procédures expérimentales. Etant donné que ces souris seront injectées avec un vecteur lentiviral, on ne pourra pas les ré-utiliser. Les animaux seront ainsi euthanasiés en fin de procédure expérimentale, pour ne pas les maintenir en vie inutilement.

Remplacement

Le Remplacement du modèle animal pour une étude de de la réponse inflammatoire peut se faire selon l'utilisation : - de modèles in vitro, avec des cellules du système immunitaires; - d’organes sur puce qui permettent de créer des modèles miniatures d’organes ou tissus humains; - de modèles bio-informatiques et de simulation; - de biobanques de tissus humains; - des organoïdes, version miniature et simplifiée d'un organe fabriqué in vitro et qui présente une anatomie et une fonction proches de la physiologie. La fonctionnalité du vecteur de transfert prévu pour cette étude est ainsi validée sur des modèles cellulaires in vitro en amont. Cependant, aucun de ces outils ne pourra générer l’ensemble des données attendues sur la réponse inflammatoire induite par l’injection d’un vecteur viral dans un modèle d’organisme physiologique entier. La réponse inflammatoire étant la somme d’une cascade de réponses physiologiques, elle est impossible à évaluer de façon exhaustive sans le modèle animal et doit donc s’étudier in vivo.

Réduction

La Réduction du nombre d’animaux lors de la mise en place d’une étude implique une réflexion sur la planification expérimentale pour laquelle la conception de l’étude vise à réduire le nombre d’animaux nécessaires tout en garantissant des résultats statistiquement significatifs. Le design associé à ce projet prend en considération les objectifs fixés correspondant au minimum requis pour une étude statistique. Nous utiliserons ainsi 8 souris par groupe (sauf pour le groupe controle où un effectif de 4 souris sera suffisant), cet effectif constituant un bon compromis entre puissance d'analyse et réduction du nombre d'animaux, en comparant les animaux ayant eu un vecteur non-intégratif, un vecteur intégratif ou le véhicule. Des études similaires antérieures ont notamment permis de réduire le nombre d’animaux tout en garantissant des données interprétables et statistiquement utilisables. Le nombre de contrôles peut ainsi être limité à 4 souris. Par ailleurs, 4 femelles et 4 males permettront d’évaluer la réponse inflammatoire potentielle après injection des vecteurs lentiviraux. Nous ne nous attendons notamment pas à un dimorphisme sexuel dans cette réponse.

Raffinement

Le Raffinement implique la mise en place de procédures assurant: - l’amélioration du bien-être des animaux pour minimiser la douleur et la détresse éventuelles des animaux participant à l’étude; - une surveillance non-invasive pour collecter les données sur le bien-être des animaux; - la présence de produits d’enrichissements dans les lieux d’hébergement des animaux. En particulier, nous suivrons l'état général des animaux, le toilettage, la posture, la présence de vocalisation et les sites d'injection. Tous ces items nous permettront de décider de l'atteinte de points limites le cas échéant pouvant entrainer l’euthanasie de l'animal pour éviter toute souffrance. Lors des prélèvements sanguins, nous effectuerons une compensation du volume injecté avec du sérum physiologique. En cas de rixe entre animaux, nous pourrons être amenés à isoler l'individu dominant pour éviter toute lésion. L’animal isolé sera sorti de la procédure temporairement (si on arrive à le soigner) ou définitivement et il sera alors mis à mort. Le cas échéant, des soins locaux par spray d'un antiseptique seront attribués. Si une douleur est présente, un antalgique pourrait être administré selon les recommandations vétérinaires

Choix des espèces

La souris est l’un des modèles animaux les plus couramment utilisés dans ce type d’étude pour les raisons suivantes : - Similitudes génétiques, anatomiques et physiologiques avec l’Homme - Disponibillité et coûts - Simplicité de manipulation - variété de souches permettant de simuler des conditions pathologiques spécifiques si nécessaire Les souris qui seront utilisées auront entre 10 et 14 semaines, s’assurant ainsi de leur maturité et de leur taille adulte. Cela facilite la manipulation, la collecte d’échantillons et la réalisation des expériences à suivre.

348 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le jour de leur naissance, elles reçoivent une injection dans le cerveau, puis subissent à 21 jours un traumatisme crânien provoqué par un impact sous anesthésie, suivi de séries de tests comportementaux et d'IRM, avant d'être tuées par perfusion d'un fixateur. Le porteur présente ce modèle comme reproduisant un traumatisme crânien pédiatrique et renvoie les retombées thérapeutiques à un potentiel futur. Il affirme qu'"aucun modèle in vitro ou informatique" ne permet cette étude et que le projet "ne peut pas se passer de l'expérimentation animale".

Objectifs

Le projet que nous avons développé vise à étudier les changements qui se mettent en place au sein du cerveau à la suite d'un traumatisme crânien léger et qui contribuent aux atteintes comportementales à long terme. Ce projet unique va explorer le potentiel thérapeutique d’une protéine d’intérêt, la cavéoline, en étudiant son rôle protecteur dans le cerveau. Notre équipe utilisera un modèle léger de traumatisme crânien chez la souris, nous permettant d'étudier sur le long cours, à l'aide de tests comportementaux et d'outils d'imagerie innovants, les processus induits sur le système nerveux central avec une définition encore inaccessible chez l'homme. Ces processus chroniques seront étudiés par l’utilisation de souris ayant reçu une injection permettant l’augmentation de notre protéine d’intérêt. Suite à l’induction du traumatisme crânien, ces animaux seront soumis à une évaluation comportementale permettant d’évaluer leurs capacités locomotrices, leur niveau d’anxiété et leur mémoire et nous réaliserons également un suivi au cours du développement par imagerie IRM. Notre étude sur le rôle de cette protéine d’intérêt pourrait nous permettre d’établir la pertinence de cette protéine dans le développement de nouvelles approches thérapeutiques innovantes.

Bénéfices attendus

Les mécanismes physiopathologiques découlant d’un traumatisme survenant pendant l’enfance sont encore assez peu connus. Ainsi on ne sait pas pourquoi seule une partie des enfants souffrant d’un traumatisme crânien léger vont développer à plus ou moins long terme des symptômes tels que des maux de tête, pertes d’équilibre, problèmes de concentration ou retards d’apprentissage… De plus il n’existe à ce jour aucun traitement efficace pour prévenir les conséquences d’un traumatisme crânien survenant chez l’enfant. Notre étude permettra de mieux comprendre les mécanismes sous-jacents à ces traumatismes et devrait permettre de mieux cerner les conditions propices au développement de symptômes post-trauma (notamment l’influence du sexe de l’individu). D’autre part ce projet déterminera si la protéine CAV1 (CAVéoline-1) représente une cible thérapeutique intéressante dans le cadre du développement de traitements post-trauma chez l’enfant.

Procédures

1. injection unique dans le cerveau le jour de naissance sous anesthésie générale courte (moins de 15 minutes) adaptée à ce stade de développement. Réalisé une seule fois. 2. trauma crânien léger juvénile (TC): 21 jours après leur naissance, les animaux subiront une anesthésie générale courte (5 minutes) pendant laquelle il recevront un impact léger au niveau du crâne. Animaux contrôles soumis uniquement à l’anesthésie générale. Réalisé une seule fois. 3. Chaque série comportementale comprendra 1 test d’exploration de 5 minutes, 2 tests de coordination motrice d’environ 5 minutes chacun, 1 test de sensibilité tactile d’environ 5 minutes, 2 tests d’évaluation de l’état anxieux de 5 minutes et 2 tests d’apprentissage spatial qui nécessitent des sessions quotidiennes de 5 minutes sur 5 jours. Chaque test sera effectué à un jour différent, ainsi chaque série comportementale s’étalera sur 2 semaines, avec 11 jours où l’animal sera testé sur une durée de 5 min par jour. Réalisé une fois pour un tiers des animaux, 2 fois pour un autre tiers, 3 fois pour le dernier tiers. 4. Exploration d’imagerie fonctionnelle par IRM réalisée sous anesthésie générale d’environ 1 heure. Réalisé une fois pour un tiers des animaux, 2 fois pour un autre tiers, 3 fois pour le dernier tiers, un jour après le dernier test comportemental. 5. Fixation du tissu cérébral. Anesthésie générale profonde et adaptée. Perfusion d’un fixateur pendant 5 minutes jusqu’à l’arrêt du cœur. Prélèvement des tissus.

Impact sur les animaux

Notre modèle repose sur une injection dans le cerveau à la naissance sous anesthésie très courte. Ce geste peut entraîner une réduction de la température du corps ou un retard de croissance. De plus, nous utiliserons un modèle léger de traumatisme crânien chez l’animal juvénile. Les conséquences possibles incluent des altérations d’apprentissage et une légère altération de la coordination motrice, sans altération de mobilité, d’anxiété ou de douleur. Chaque série comportementale peut entraîner du stress et de la fatigue. L’anesthésie réalisée lors de l’imagerie par IRM peut aussi entraîner une dépression respiratoire.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de la procédure, soit 348 animaux. Ceci est nécessaire pour les analyses en immunohistochimie et par imagerie IRM qui complèteront et seront essentielles à cette étude.

Remplacement

Le projet vise à caractériser les atteintes du tissu cérébral suite à un TC ainsi qu’à évaluer l’intérêt d’une cible thérapeutique sur la récupération post TC. À ce jour, aucun modèle in vitro ou informatique ne permet de simuler la complexité des interactions cellulaires mise en jeu, tant nos connaissances demeurent encore superficielles en la matière. Notre recherche sur des bases de données scientifiques permet d’affirmer qu’à notre connaissance, il n’existe pas d’autre modèle expérimental que l’animal afin d’étudier ces réactions tissulaires dans leur ensemble. Par conséquent, notre projet ne peut pas se passer de l’expérimentation animale.

Réduction

Le projet concerne 348 souris mais permet de réduire le nombre d'animaux utilisés sans compromettre les objectifs du projet en effectuant un suivi longitudinal non invasif par imagerie. Nous planifions des groupes expérimentaux correspondant au nombre minimal permettant l'utilisation de tests statistiques visant à comparer les différents groupes lors des tests comportementaux / IRM.

Raffinement

Le projet permet de raffiner l'expérimentation animale en utilisant un modèle pertinent par rapport à la situation chez l'homme, en s'appuyant sur la mise en place d'une démarche de suivi des animaux permettant de limiter et traiter la souffrance éventuelle des animaux, et en employant les méthodes d'imagerie les plus sensibles disponibles actuellement. L'ensemble des procédures mises en place dans le projet sera assuré par des personnes qualifiées en expérimentation animale. Le stress des animaux sera limité à son maximum, avec un sevrage mis en place à 25 jours post-natal, et des conditions d'hébergement enrichies (matériels de nidification) et permettant les interactions sociales en adéquation avec les directives européennes. La réalisation du projet repose sur l'établissement de points-limites et de pratiques permettant de minimiser au maximum le stress, la détresse et la souffrance des animaux. La procédure chirurgicale d’injection stéréotaxique chez le nouveau-né sera réalisée avec des protocoles d’anesthésie et d'analgésie permettant de supprimer toute douleur durant et après la procédure. Les traumatismes crâniens seront réalisés sur animal anesthésié en utilisant des impacts calibrés. De plus, la cage de réveil est placée sur un tapis chauffant afin de prévenir toute hypothermie. Lors de la réalisation des tests comportementaux, les animaux ne se retrouveront isolés que peu de temps : 5mn pour la plupart des tests et 1h au maximum. Le bien-être des animaux sera assuré par des protocoles d’anesthésie et d’analgésie adaptés.

Choix des espèces

Le système nerveux central de la souris est parmi les mieux connus et les plus étudiés. Son organisation est aussi très proche de celle du cerveau humain. Les résultats obtenus permettent ainsi de proposer des hypothèses de dysfonctionnement du cerveau humain suite à un traumatisme crânien et de proposer des pistes thérapeutiques pour leur traitement. Dans ce projet, les souris seront injectées en intracérébral le jour de la naissance afin de permettre une transfection robuste 3 semaines plus tard. Les traumatismes crâniens seront donc réalisés sur des souris juvéniles à 21 jours post natal, ce qui nous permet de modéliser les effets d’un TC en pédiatrie chez des enfants de 4 à 6 ans. Nous conserverons les animaux jusqu’à 6 mois après le TC afin d’évaluer les conséquences à moyen terme.

405 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une injection de formulation d'ARNm puis des injections d'un substrat luminescent et des séances d'imagerie, avant d'être tuées pour mesurer l'expression de l'ARNm dans leurs organes. Le porteur revendique l'optimisation de vaccins à ARNm et la réduction de leurs coûts, et signale la douleur liée aux piqûres intramusculaires. Il affirme que les modèles cellulaires ne sont "pas prédictifs" et qu'"aucune méthode de remplacement fiable" n'est disponible.

Objectifs

Le projet a pour objectif l'augmentation de l'efficacité de la vaccination anticancer par ARNm. Les ARNm ne rentrent pas seuls dans les cellules et ont besoin d’être vectorisés pour résister aux nucléases extracellulaires. Les nanoparticules lipidiques (LNP) permettent de délivrer l’ARNm dans les cellules dendritiques pour exprimer l’antigène et induire une réponse immune. Dans le cas de la régénération osseuse, ce sont des cellules ostéoprogénitrices qui sont transfectées. Nous voulons comparer différentes formulations et différentes structures d’ARNm. Il n'existe pas de système permettant de modéliser l'interaction croisée des formulations d’ARNm de différentes structures avec l’organisme. Dans ce projet, nous cherchons à optimiser à la fois l'internalisation cellulaire des ARNm en sélectionnant différentes formules de LNP et leur traduction en protéines en sélectionnant différentes structures d'ARNm. Dans les deux cas l'objectif est de maximiser l'expression de l'ARNm thérapeutique, ce qui est quantifié dans cette demande en mesurant l'intensité du signal bioluminescent. Ces optimisations serviront aux deux applications thérapeutiques de l'équipe, la vaccination par ARN et la régénération tissulaire par ARN. Nous avons synthétisé une bibliothèque de lipides permettant de faire des LNP. Les tests sur modèles cellulaires nous ont permis de retenir 8 types de lipides pour évaluation in vivo. Cette évaluation in vivo est nécessaire car les modèles cellulaires ne sont pas prédictifs de l'activité des LNP dans un organisme. L'optimisation des séquences d'ARNm et de leur formulation permettra de diminuer les quantités d'ARNm injectées et de réduire les coûts des vaccins.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de sélectionner pour chaque formulation la structure d’ARNm entraînant la plus forte expression in vivo après injection intramusculaire ou intraveineuse. L'optimisation des séquences d'ARNm et de leur formulation permettra de diminuer les quantités d'ARNm injectées et de réduire les coûts des vaccins chez l’homme.

Procédures

Les souris vont recevoir 1 seule injection de formulation ARNm soit en intramusculaire dans chacun des muscles des cuisses (1 injection par cuisse), soit en intraveineuse dans la queue (1 injection unique sur souris).L'injection des formulation se fait sous anesthésie gazeuse. Aucune formulation ne sera injectée dans le lot témoin. Au temps 6h, 24h, 48h et 96h au maximum après l’injection de la formulation (LNP-ARNm), les souris recevront par voie intrapéritonéale le substrat de la luciférase (4 fois au maximum durant l'étude), puis elles seront imagées en imagerie de bioluminescence.( 4 séances de 1 minute au maximum). Les souris seront anesthésiées sous isoflurane (2%) durant le rasage ( 1 fois 5 minutes) et les injections des formulations (1 fois 3 minutes maximum) mais seront vigiles durant l'injection intrapéritonéale du substrat de la luciférase.

Impact sur les animaux

Nous ne nous attendons pas à une douleur suite au rasage et à l’injection des formulations mis à part la douleur induite lors de la piqure liée à l'aiguille et à l’injection de la solution en intra musculaire.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort puis des prélèvements seront réalisés pour quantifier l'ARNm dans les organes où le signal a été détecté.

Remplacement

L’utilisation des modèles cellulaires a déjà démontré que certaines structures augmentent la traduction des ARNm. Cependant, des études sur l'animal entier sont nécessaires pour tenir compte des interactions de l'organisme avec les formulations et les ARNm de différentes structures. Etant donné la complexité des processus mis en jeu, aucune méthode de remplacement fiable n’est disponible.

Réduction

L’effectif des souris mis en œuvre est limité au strict minimum permettant d’obtenir des résultats exploitables statistiquement. Les formulations seront évaluées par imagerie non-invasive, le suivi longitudinal permettra de diminuer le nombre d'animaux. Nous réaliserons des tests statistiques ANOVA.

Raffinement

Les animaux seront suivis quotidiennement dès leur arrivée. Ils seront hébergés dans une animalerie confinée dans des cages de type 2 à cinq souris par cage avec un accès à l’eau et la nourriture ad libitum, un cycle jour/nuit 12h/12h pendant toute la durée de l’expérimentation. Les cages contiendront un enrichissement qui sera soit un tube en carton, soit un cylindre opaque soit une petite maison transparente pour souris. Les méthodes utilisées seront mises en œuvre par du personnel formé. Les formulations seront évaluées par imagerie non-invasive (imagerie de bioluminescence) chez la souris.

Choix des espèces

Nous utiliserons des souris Balb/c car c'est ce modèle qui a été utilisé dans nos expériences précédentes de vaccination ARNm et de régénération tissulaire. Le modèle souris permet d'évaluer les capacités des formulations ARNm dans une espèce à cycle de vie court où les mécanismes immunitaires sont les mêmes que chez l'Homme mais à des échelles de temps compatibles avec un criblage de formulations et de structures ARNm. Des souris adultes (à partir de 8 semaines) ayant un système immunitaire mature seront utilisées.

120 souris immunodéprimées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une greffe de cellules cancéreuses humaines puis des injections de lymphocytes modifiés, la croissance des tumeurs étant suivie par imagerie jusqu'à leur mise à mort. Le porteur indique que les tumeurs peuvent atteindre une grande taille, provoquer une détresse respiratoire ou une paralysie des membres arrière avant l'application du point limite. Il affirme que les études précliniques sur animaux sont "incontournables" et qu'il est "nécessaire" de vérifier l'efficacité in vivo.

Objectifs

L’immunothérapie anticancéreuse est une approche dont le succès en clinique a récemment été validé avec l’approbation de stratégies d’immunothérapie visant à traiter des cancers agressifs. Ces immunothérapies sont basées sur le transfert adoptif des cellules immunitaires du patient qui ont été modifiées pour reconnaitre des antigènes de la tumeur (ou Adoptive Cell Transfer). Malgré son efficacité dans le traitement de cancers hématologiques, le succès de cette thérapie dans le traitement des tumeurs solides reste encore très limité. Nous avons développé des cellules qui présentent une activité anti-tumorale supérieure aux cellules CAR classiques dans nos modèles in vitro. Nous hypothétisons que ces cellules CAR seront plus efficaces dans les tumeurs hématologiques mais aussi contre les tumeurs solides. Ce projet vise donc à étudier : L’efficacité anticancéreuse des nouveaux lymphocytes humains T activés in vitro et exprimant des récepteur CAR (Chimeric Antigen Receptor) dans un modèle de xénogreffe humaine de lymphome et deux modèles de cancer solide du poumon) et du pancréas. Nous étudierons l’effet de l’injection des lymphocytes T humains (issus des donneurs sains) et exprimant un récepteur chimérique (CAR) dans des souris immunodéprimées supportant une xénogreffe des cellules humaines de cancer du pancréas, lymphome ou de cancer du poumon et qui expriment le gène de la luciférase. Nous suivrons la croissance tumorale par imagerie luminescente.

Bénéfices attendus

La recherche qui est proposée dans ce projet a pour objet d’améliorer les thérapies anticancéreuses de type immunothérapie en ciblant des cancers agressifs. Nos résultats préliminaires in vitro ont d’ores et déjà démontré que les cellules CAR-T diminuent la prolifération de plusieurs cellules cancéreuses (lymphome, cancer du pancréas et cancer du poumon). Les résultats qui découleront de ce projet permettront d'accroitre nos connaissances sur les immunothérapies en cancer et d’améliorer leur efficacité.

Procédures

Aucun prélèvement sera fait et non plus de procédures chirurgicales. Les souris seront soumises à une anesthésie gazeuse pendant 10 minutes maximum et recevront une injection sous-cutanée (s.c) ou intraveineuse (i.v) de cellules cancéreuses à l’aide d’une seringue. Cette injection se réalise en 10 secondes par souris. A ce moment, chaque souris entre dans une phase d’expérimentation de 5 semaines maximum avant la mise à mort. Un suivi de la croissance tumorale et du poids des animaux seront réalisés tous les 2 jours, des mesures qui se font respectivement en 10 et 5 secondes pour chaque animal. Le traitement par injection i.v de lymphocytes humains sera administré dans les mêmes conditions. Chacune de ces administrations se fera en 15 secondes maximum par animal, prise de l’animal par l’expérimentateur comprise. Lors du suivi de croissance tumorale par imagerie, les souris seront sous anesthésie gazeuse et placées sur un tapis chauffant pour maintenir leur température corporelle et surveillées au réveil.

Impact sur les animaux

L’injection des cellules cancéreuses par voie sous-cutanée et intraveineuse peuvent occasionner des dommages dans la queue si les animaux venaient à bouger avec la conséquente angoisse. Les injections se feront donc sous anesthésie à l’isoflurane. D’autres nuisance pourront apparaitre si la taille de la tumeur est très grande (plus de 300 mm2 pour les tumeurs sous cutanées), il y a apparition de détresse respiratoire (pour les tumeurs pulmonaires) ou une paralysie des membres arrière est observée (pour la tumeur Raji). Si ces signes sont observés souris seront mises à mort par dislocation cervicale après anesthésie générale à l’isoflurane.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l'issue de la procédure. Lorsque l’effet thérapeutique (disparition ou diminution de la tumeur) est observé, ce qui devrait arriver au plus tard à la quatrième semaine, les animaux qui n’auront pas atteint le point limite seront aussi mis à mort sous anesthésie préalable. En effet, compte tenu du fait que les animaux sont porteurs de tumeurs, et même si des régressions tumorales pourront être observées, une reprise de la croissance tumorale après la période d’arrêt des traitements est toujours possible et nécessite la mise à mort de l’ensemble des souris pour se prémunir de la souffrance qui peut en résulter.

Remplacement

Nous avons réalisé des expériences in vitro (remplacement) au préalable qui nous ont permis de déterminer l’efficacité de la thérapie CAR-T dans notre modèle ainsi que son potentiel dans l’immunothérapie en cancer. Pour valider nos résultats, nous devons utiliser un modèle murin afin d’étudier notre hypothèse dans l’environnement tumoral. En effet, les études précliniques avec des animaux sont incontournables pour la finalité de ce projet puisqu’il est nécessaire d’identifier l’efficacité in vivo mais aussi les effets indésirables potentiels des traitements.

Réduction

Les groupes expérimentaux sont constitués de n=6 individus/condition et l’expérience sera réalisée 2 fois ce qui donnera une force statistique fiable. Le fait que ces animaux soient génétiquement les mêmes, permet de réduire la taille des groupes tout en ayant des résultats fiables. L’utilisation des souris de manière indépendante nous permet d’avoir une réelle puissance statistique. Nous avons choisi de mesurer les tumeurs par bioluminescence, ce qui contribue à réduire le nombre d’animaux tout en conservant une puissance statistique suffisante. Les expériences ne seront réalisées que deux fois, les rates et les tumeurs seront analysées sur les mêmes animaux ce qui permettra de réduire le nombre d’animaux de l’étude.

Raffinement

Les souris disposeront d’une phase d’habituation à être manipulées par les expérimentateurs pour réduire leur appréhension. Les souris chez lesquelles les tumeurs solides et sanguines sont implantées seront examinées tous les deux jours pour surveiller leur inconfort (taille de la tumeur gênant la mobilité, isolement du groupe, absence de toilettage). Par ailleurs, les injections se feront sous anesthésie gazeuse à l’isoflurane pour limiter le stress. Des analgésiques seront utilisés en cas de douleur (ex : analgésiques locaux type Lidocaïne au point d’injection à la queue ; et/ou antalgiques type AINS). De plus, les animaux seront hébergés à raison de 6-10 souris par cage en présence des éléments nécessaires à la fabrication d’un nid. De la nourriture et de l’eau seront ajoutés à la cage. Également, des points limites spécifiques seront appliqués. Pour le transport des animaux entre les deux établissements utilisateurs (500 mètres environ), nous transporterons à pied les souris dans des cages filtrées et dans l’obscurité pour limiter le stress causé par le transport. A leur arrivée dans l’établissement utilisateur 2/2, les cages des souris seront changées et placées sur portoir ventilé pour protéger les souris immunodéprimées (phénotype dommageable). Les souris ne seront déplacées qu’une seule fois pour limiter le stress du transport. Ces mesures assureront ainsi le raffinement de l’étude.

Choix des espèces

Il est impossible à nos jours de reproduire avec fidélité l’environnement tumoral et sa réponse à l’immunothérapie. Pour prouver les mécanismes immunitaires impliqués dans la maladie et tester l’efficacité de l’approche thérapeutique, nous devons recourir à l’utilisation d’un modèle animal et l’utilisation de la souris nous permet d’avoir accès à des modèles transgéniques et des modèles humanisés. Etant donné que l’objectif à long terme sera d’évaluer l’efficacité des cellules CAR-T en thérapie anticancéreuse, nous devons utiliser une espèce présentant une physiologie proche de l’Homme, telle que la souris, qui est un modèle de référence en cancérologie. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 8 et 12 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles.