Rats

Tués à cinq jours de vie pour prélever leurs tissus, 42 rats nouveau-nés vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque raton reçoit quatre administrations de bixafen, un fongicide agricole, directement dans la cavité abdominale sous anesthésie générale, geste dont le porteur indique qu'il peut provoquer une douleur légère. L'étude est présentée comme exploratoire, destinée à récolter des résultats préliminaires pour de futures études, le bénéfice pour les populations exposées aux pesticides étant renvoyé au long terme. Sur le remplacement, le porteur affirme que les modèles in vitro de barrières sang-cerveau ne permettent pas de mimer des intoxications périnatales, ce qui "implique donc le recours à l'expérimentation animale".

Objectifs

Des études récentes montrent que certains pesticides utilisés contre des champignons, largement utilisés actuellement en agriculture, impactent également des cellules humaines. Ce manque de spécificité d’espèces pourrait poser un problème de santé publique important. Parmi les différents composés sur le marché, le bixafen réduit fortement la consommation d’oxygène des cellules. Dans le contexte du cerveau en développement, les barrières protectrices du cerveau nécessitent beaucoup d’énergie pour fonctionner correctement. Ainsi, l’altération de la consommation en oxygène des barrières protectrices du cerveau, provoquée par une exposition au Bixafen, est un facteur de risque méconnu de maladies du développement cérébral. Le premier objectif de cette étude exploratoire est de récolter des résultats préliminaires pour de futures études sur les effets toxiques pour le cerveau en développement des expositions à ces pesticides utilisés contre des champignons.

Bénéfices attendus

Le projet permettra l'acquisition de connaissances inédites concernant l'impact d'une famille de pesticide sur le développement du cerveau humain. A terme, ces connaissances permettront le développement de politique de santé publique qui bénéficieront aux professionnels et aux populations exposés à ces pesticides.

Procédures

Les animaux seront exposés à un pesticide par administration directe dans la cavité abdominale. Cette administration dure 5 secondes et est réalisée sous anesthésie générale. Chaque animal sera soumis à 4 administrations sur l'ensemble de la procédure.

Impact sur les animaux

L'administration directe dans la cavité abdominale est susceptible de provoquer une douleur légère chez les ratons, anticipée par une anesthésie générale. La manipulation des animaux est suscpetible d'engendrer du stress.

Devenir

Tous les animaux des portées sont mis à mort à 5 jours post-nataux afin de collecter les tissus pour analyses.

Remplacement

Le projet envisage l'étude des barrières protectrices du cerveau en lien avec une exposition expérimentale à un pesticide. Les modèles in vitro de barrières sang-cerveau ne permettent pas d’étudier l'influence globale des différentes cellules cérébrales sur la perméabilité de ces interfaces, et ne permettent pas de mimer des intoxications périnatales. Ceci implique donc le recours à l’expérimentation animale.

Réduction

Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux requis pour obtenir des résultats statistiquement interprétables et atteindre l’objectif scientifique du projet.

Raffinement

Conformément aux exigences de raffinement, les animaux seront suivis quotidiennement par le personnel qualifié de l'animalerie, et seront hébergés dans un environnement enrichi. Le suivi individuel consiste en une inspection visuelle du comportement et de l’apparence au quotidien. Des points limites concernant la perte de poids ont été définis et seront appliqués. L’administration directe dans la cavité abdominale est réalisée sous anesthésie générale.

Choix des espèces

Le projet sera réalisé sur des rats Sprague Dawley qui est une espèce de référence pour l'étude du neurodéveloppement qui requiert une optimisation de la gestation. Cette lignée a des portées nombreuses et récurrentes. Le projet prévoit d’utiliser des ratons entre 1 et 5 jours afin d’étudier l’impact d'un pesticide sur l’intégrité des barrières protectrices du cerveau au cours du développement précoce.

1 600 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal peut recevoir un composé pendant dix-sept semaines et subir jusqu'à 342 tests, dont 210 observations de l'écartement des doigts, des électromyogrammes sous anesthésie répétés plusieurs fois par semaine et jusqu'à un prélèvement sanguin par jour. Les molécules testées peuvent altérer la fonction neuromusculaire, ce que le porteur reconnaît comme une gêne dans les activités quotidiennes des rats. Il prévoit quarante études de présélection sur les cinq ans de l'autorisation, et revendique un "important besoin d'innovation" dans le champ des maladies neuromusculaires.

Objectifs

La fonction neuromusculaire désigne l'interaction entre le système nerveux et les muscles, permettant le mouvement et le maintien de la posture. Les troubles de cette fonction sont à l’origine de nombreuses pathologies qui se manifestent par divers phénomènes : - des faiblesses musculaires comme dans les myopathies, les neuropathies périphériques ou la Sclérose latérale amyotrophique - des contractures ou des rigidités (spasticité) comme dans les paralysies cérébrales, certaines atteintes auto-immunes, les spasmes musculaires et les dystonies - ou d’autres type de dysfonctionnements sensori-moteurs comme dans la myasthénie, la Rhabdomyolyse, les Fibromyalgies et les syndromes de fatigue chronique. Le manque de médicaments disponibles pour traiter efficacement les pathologies neuromusculaires laisse de nombreux patients sans options thérapeutiques adaptées, il y a un important besoin d'innovation dans ce domaine. Ainsi le développement de nouveaux médicaments doit permettre de ralentir la progression des symptômes et améliorer la qualité de vie des patients. Il est également nécessaire de développer des thérapies pour traiter les causes sous-jacentes des maladies neuromusculaires. Et finalement, la recherche doit se concentrer sur des traitements symptomatiques efficaces pour réduire les contractures, la douleur et la fatigue musculaire. Dans ce projet nous proposons de tester l’efficacité de nouveaux composés sur la fonction neuromusculaire normale afin de présélectionner les projets qui pourront être poursuivi dans des modèles pathologiques de maladies neuromusculaires. Pour ce faire nous allons utiliser plusieurs méthodes complémentaires, largement décrites et utilisées : la quantification de l’écartement spontané des doigts, la répartition du poids de l’animal sur ses pattes lors de ses déplacements libres, l’activité locomotrice, la coordination motrice, la force musculaire et l’activité électrique neuro-musculaire selon une méthode proche de celle utilisée chez l’homme.

Bénéfices attendus

Avec ce projet nous espérons participer à la sélection de nouveaux traitements pour les troubles neuro-musculaires.

Procédures

Dans ce projet, différents paramètres electromyographique et comportementaux sont évalués plusieurs fois au cours du temps. Pour tous les tests sauf l’observation de l’écartement des doigts, nous ferons au maximum 4 mesures le jour de l’induction, puis 4 mesures par semaine pendant 2 semaines et enfin nous passerons à un maximum de 2 mesures par semaine. L’observation de l’écartement des doigts pourra être fait au maximum 6 fois le jour de l’induction, puis 2 fois par jour pendant une semaine dont une fois en même temps que la prise du poids et enfin une fois par jour. En considérant un début de traitement des animaux en J0, les animaux subiront l’administration du composé à tester sur une durée maximale de 17 semaines selon ses caractéristiques pharmacologiques ainsi qu’un maximum de 342 tests dont 210 écartements des doigts. La réalisation d’électromyogramme prend environ 5-7 min en prenant en compte la partie anesthésie et la partie mesure, l’observation de l’écartement des doigts prend moins de 30 secondes et le test le plus long dure 20 min. En parallèle des tests des prélèvements de sang peuvent avoir lieu en cours d’expérience. Selon la voie de prélèvement choisie, les animaux pourront subir au maximum un prélèvement sanguin par jour en ne dépassant pas les recommandations éthiques en termes de volume prélevé et en garantissant le délai de récupération réglementaire.

Impact sur les animaux

Dans ce modèle, les molécules testées peuvent induire une modification de la fonction neuro-musculaire, ce qui pourrait gêner les animaux dans leurs activités quotidiennes. De plus, le test d’EMG (électromyogramme) nécessite une anesthésie générale qui peut créer un certain inconfort pour l’animal (désorientation lors de la phase de réveil). Les administrations répétées ainsi que les potentiels prélèvements sanguins peuvent induire des nuisances au niveau des sites d’administration et de prélèvement : comme une douleur passagère, une irritation, une inflammation, une induration, un risque de fausse route et/ou un phénomène de mâchonnement (pour la voie oral). Un stress lié aux différentes manipulations (administration, contention, …) et aux tests comportementaux peut également apparaitre.

Devenir

L'ensemble des animaux seront mis à mort à la fin de l'expérience. Une partie des animaux est sacrifiée pour faire des prélèvements, l’autre partie ne peut pas être replacée ou ré-utilisée car les animaux sont traités avec des substances à long terme.

Remplacement

La fonction neuro-musculaire est complexe et met en jeu plusieurs acteurs (muscles, nerfs, …) et différents processus de contrôle. De plus même si les tests in vitro fournissent de nombreux renseignements sur l’activité des molécules sur les systèmes cellulaires, les effets sur l’activité musculaire, la diffusion à travers l’organisme et la durée d’action dans le temps à l’échelle de plusieurs semaines ne peuvent être appréhendés que chez l’animal par des mesures directes sur le muscle ou des mesures comportementales. Pour toutes ces raisons, actuellement aucune méthode de remplacement n’est disponible pour étudier la problématique du présent projet (électromyographie). Néanmoins, les molécules testées dans ce projet ont fait l’objet d’une sélection sur des tests in vitro afin de choisir celles qui ont le plus fort potentiel thérapeutique.

Réduction

Les expériences seront réalisées avec la volonté de réduire autant que possible le nombre d’animaux par condition expérimentale, mais toujours dans l’optique d’obtenir le maximum d’informations scientifiques par test. C’est pourquoi, très souvent, des prélèvements post-mortem seront associés aux études in vivo dans l’objectif de soutenir les données obtenues par des analyses histologiques. Si des informations préalables existent pour permettre de tester seulement 8 animaux par groupe, nous le ferons. Toujours dans l’idée de diminuer au maximum le nombre d’animaux utilisés les animaux subiront un enchaînement de gestes expérimentaux au sein d'une même procédure. Des analyses statistiques finales seront réalisées. Les animaux inclus dans ce projet vont nous permettre de mener 40 études réparties sur les 5 ans de l'autorisation.

Raffinement

Le bien-être des animaux est primordial pendant les expérimentations. Ainsi un certain nombre de mesures sont mises en oeuvre notamment une inclusion de phase d’acclimatation (minimum 1 semaine) avant toute expérimentation. Les animaux sont hébergés dans des conditions optimales afin de réduire au maximum le stress lié à la captivité et aux expérimentations : nourriture et eau ad libitum, température et hygrométrie strictement contrôlées. Les animaux seront hébergés en cohorte pour respecter leurs besoins sociaux. Nous portons une attention particulière à ce que les animaux puissent exprimer certains de leurs comportements propres par un enrichissement important du milieu. L’enrichissement du milieu comporte un tunnel en carton et des boules de bois pouvant servir de matériel de jeu et de matériel à grignoter. Les animaux sont observés tous les jours, ils sont habitués à la manipulation par l’Homme deux fois par semaine et leur comportement sera suivi afin de déceler tout signe d’inconfort ou de stress. Les animaux sont pesés au minimum une fois par semaine, mais dès les premières administrations, ils sont pesés les jours de traitement ainsi que tous les jours d’expérience. Les manipulations sont faites par du personnel compétent. Le nombre et la durée des tests sont réduits et espacés autant que possible. Les mesures électromyographiques sont réalisées sous anesthésie générale (isoflurane/oxygène) afin d’éviter que l’animal ne bouge, l’administration par voie intra-veineuse ainsi que certains prélèvements de sang. Le prélèvement de liquide céphalo rachidien est fait sous analgésie et anesthésie profonde sans réveil. Les observations d’écartement des doigt sont autant que possible couplées à la prise du poids afin de ne manipuler les animaux qu’une seule fois. Les animaux sont systématiquement habitués à la pièce de comportement au moins 1h avant la mise en œuvre des tests. De plus, quand c’est possible, d’une période de familiarisation/d’apprentissage de l’environnement. Des points limites sont mis en place pour l’ensemble des procédures expérimentales. Si de nouvelles approches moins stressantes ou douloureuses pour l’animal venaient à être mises au point après le début de ce projet, une concertation avec notre SBEA (structure du Bien Être Animal) pourra être réalisée afin d’intégrer ces nouvelles pratiques dans nos procédures.

Choix des espèces

Dans le cadre de ce projet, nous utilisons des rats non transgéniques. Le choix de l’espèce a une importance primordiale dans la recherche à visée médicale. Ce choix prend en compte plusieurs critères mais le critère majeur est la pertinence scientifique du modèle. Nous n’utilisons que des modèles fiables qui présentent une prédictivité reconnue, une bonne reproductibilité et dont l’extrapolation des conclusions à l’homme est largement admise. De plus, cette espèce dispose d’une énorme base d’informations physiopathologiques et d’outils de diagnostiques permettant ainsi de réduire considérablement les expérimentations pilotes. Etant donné que ces études nécessitent des systèmes neurobiologiques matures mais que nous n’étudions pas de pathologie liée à l’âge, des animaux adultes seront utilisés (début des traitements à 7-8 semaines).

Comparer les concentrations sanguines d'un candidat médicament selon qu'il est injecté dans la veine, avalé, glissé sous la peau ou envoyé dans la cavité abdominale : 3 600 rats vont être utilisés pour cela, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun reçoit une administration unique puis jusqu'à huit prélèvements de sang sous anesthésie, sur une période allant de quinze minutes à un mois. Le porteur liste parmi les effets possibles des signes de douleur sur la face, des constrictions abdominales, du sang dans les urines, une perte de poids et une hypothermie, et annonce un arbre décisionnel fondé sur des points limites qu'il ne détaille pas. La mise à mort tient à l'âge : les rats ayant entre 6 et 12 semaines, il écrit qu'une seconde procédure ne peut pas être envisagée.

Objectifs

Le projet a pour but d’évaluer la biodisponibilité de composés par comparaison des concentrations sanguines après administration par voie intra veineuse (injection dans la circulation sanguine), qui est la voie de référence, versus une administration par voie autre qu’intra veineuse : orale (administration dans l’estomac), sous cutanée (injection sous la peau) ou intra péritonéale (injection dans la cavité abdominale). L’étude de la biodisponibilité a pour objectif de sélectionner le meilleur candidat médicament, de définir les doses à administrer chez l’homme et la forme galénique optimale. Il fait suite à une première sélection de candidats médicament qui ont montrés leur efficacité sur des modèles vitro ou vivo

Bénéfices attendus

Ce projet permet d’étudier la biodisponibilité des candidats médicaments dans l’organisme vivant. Les données ainsi recueillies dans un contexte pré-clinique permettent de sélectionner les molécules candidates les plus prometteuses (selon leur profil pharmacocinétique et leur biodisponibilité) et d’identifier la forme galénique optimale avant de poursuivre vers les études cliniques. Les molécules étudiées sont à visée thérapeutique humaine ou vétérinaire (maladie d’Alzheimer, maladies cardiaques, diabète, ...).

Procédures

Les animaux sont administrés par voie intra veineuse (injection dans la circulation sanguine sur animaux anesthésiés), par voie orale (administration dans l’estomac sur animaux vigiles), voie sous cutanée (injection sous la peau sur animaux anesthésiés) ou voie intra péritonéale (injection dans la cavité abdominale sur animaux vigiles) Les administrations sont réalisées en bolus (administration en une seule fois et inférieure à 30 secondes). Les animaux sont également soumis à des prélèvements sanguins répétés après application d’un analgésique et sous anesthésie. 8 prélèvements maximum sont réalisés par animal (la durée totale de l’intervention pour chaque prélèvement est d’environ 5 min : anesthésie + prélèvement) et sur un période allant de15 min à généralement 24h mais pouvant s’étendre jusqu’à 1 mois maximum.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables généralement observés sont principalement dus aux gestes expérimentaux, c’est à dire à l’administration du composé ou aux prélèvements sanguins. - Pour les administrations on peut observer de l’inconfort ou une douleur locale au point d’injection. Pour les prélèvements répétés on peut observer un stress lié à la manipulation répétée des animaux, un inconfort, une douleur locale ou un hématome au point de prélèvement. Les nuisances en lien avec les effets possibles des molécules testées sont rares. Néanmoins on pourrait observer les effets suivants : Signes de douleur sur la face, constrictions abdominales, posture modifiée, présence de sang dans les urines, modification de la consistance des selles, perte de poids, hypothermie, modification de la respiration.

Devenir

Les animaux utilisés étant des jeunes adultes entre 6 et 12 semaines, l’application d’une seconde procédure expérimentale ne peut pas être envisagée. A la suite du dernier prélèvement, l’animal est donc mis à mort.

Remplacement

L’étude de la biodisponibilité d’un candidat médicament est une étape importante et nécessaire dans le développement d’un médicament et il n’existe pas de méthode alternative à l’expérimentation animale pour ce type d’étude. Des méthodologies de modélisation in silico sont en cours de recherche mais ne sont pas encore abouties et fiables pour apporter le même niveau d’information.

Réduction

Afin d’obtenir des données expérimentales robustes et des faire des statistiques, un minimum de 3 animaux pas lot sera utilisé (molécule, voie d’administration, dose, formulation) avec 2 lots nécessaires pour calculer les paramètres pharmacocinétiques (comparaison de l’administration directement dans le sang à celle hors circulation sanguine), soit un minimum de 6 animaux. L’expérimentation est définie pour prélever sur un même animal le volume minimum de sang nécessaire aux analyses tout en respectant les volumes de sang définis dans les textes règlementaires et les recommandations (décret officiel et FC3R (société francaise des 3R : Remplacer, Réduire, Raffiner)) . Le nombre de prélèvement par animal est ainsi optimisé de manière à réduire au maximum le nombre d’animaux

Raffinement

Tout au long des expériences une observation de l’état clinique des rats est assurée. Les mesures de raffinement suivantes sont prises. Les animaux sont maintenus en groupe stable durant toute la période d’acclimatation et si possible pendant la procédure expérimentale. Afin de réduire le stress et la souffrance animale les administrations sont réalisées sous anesthésie gazeuse lorsque le geste technique ou le type d’administration le nécessite et les prélèvements sont réalisés sous analgésie et anesthésie gazeuse. Les rats à euthanasier sont placés dans une salle isolée du reste des animaux. Pour ce projet les études sont réalisées sur animaux sains. Aucune toxicité particulière n'est attendue sur les molécules testées. Des points limites adaptés sont définis et un arbre décisionnel basé sur ces points limites est établi. Des critères de diminution ou d’arrêt des souffrances sont mis en place.

Choix des espèces

Le modèle (rongeur) dans les études pré-cliniques précoces est le même modèle qui sera ensuite utilisé et requis dans le cadre d’études réglementaires de toxicocinétique. Le choix du rat dépendra des données déjà disponibles dans la littérature et du modèle qui a été utilisé dans les précédentes études pré-cliniques et/ou qui sera requis selon les études réglementaires visées. Les animaux utilisés sont des jeunes adultes d’environ 6-12 semaines basé sur les recommandations des textes règlementaires et leur robustesse par rapport à des animaux plus âgés ou juvéniles. De plus l'utilisation d'animaux spécifiquement de cette tranche d'âges permet la comparaison d'études différentes mais avec des molécules chimiquement proches.

Injectés sous la peau ou dans le derme, des dispositifs médicaux de type III sont testés sur des rats, des lapins et des cochons, ces derniers pouvant subir jusqu'à vingt biopsies cutanées sous anesthésie générale. 300 animaux non-humains, 200 rats, 50 lapins et 50 cochons, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La plupart sont tués pour prélever les sites d'injection, et une partie des cochons biopsiés peut être gardée en vie pour une réutilisation, 10 animaux non-humains étant déclarés réutilisés toutes espèces confondues, le tout pour constituer des dossiers de mise sur le marché. Le porteur invoque le règlement européen 2017/745 et la norme ISO 10993, et affirme que seule l'implantation "dans un organisme complet et vivant" renseigne sur la réponse inflammatoire.

Objectifs

Le projet a pour objectifs d'obtenir des informations relatives à la tolérance locale de dispositifs médicaux injectables, ainsi qu'au comportement de ces derniers au sein des tissus, notamment en ce qui concerne leur résorption et leur intégration.

Bénéfices attendus

Les projet permettra d'obtenir des données fiables concernant la tolérance, l'intégration et la dégradation des dispositifs médicaux injectables. Il permettra également de répondre aux exigences réglementaires concernant la constitution des dossiers en vue d'une mise sur le marché. Ceci afin d'assurer la sécurité des patients recevant ces produits.ainsi d'assurer la sécurité des patients recevant les produits.

Procédures

Les animaux auront des injections sous anesthésie génér le à J0, pour une durée totale de 5 à 15 minutes/animal. D'autres actes sont envisagés mais non systématiques: Prises de sang: rats sous anesthésie générale 1/semaine maxi pendant 1 mois, puis 1/mois maxi, 30 seconde par acte. Lapins vigiles avec anesthésie locale: 1 fois par semaine maximum pendant 1 mois, puis 1 fois par mois maximum, 1 minute maximum par acte. Porcs: sous anesthésie générale 1/semaine maxi pendant 1 mois, puis 2 fois par mois maximum. Biopsies cutanées chez le Porc: sous anesthésie générale (injection intramusculaire, 30 secondes), maximum 20 biopsies réparties sur la durée de l'étude, durée 15 minutes environ par biopsie.

Impact sur les animaux

Les produits développés sont constitués de produits biocompatiblesen solution aqueuse plus ou moins visqueuse. Il s'agit de composants très bien documentés pour une utilisation chez l'Homme. Ils sont par ailleurs évalués en premier lieu in vitro: les effets néfastes attendus chez l'animal après implantation sont donc mineurs, et constitués majoritairement d'inflammation locale légère à modérée. Dans de rares cas, les implantations intradermiques chez le Lapin peuvent générer des réaction un peu plus fortes, mais restant localisées au niveau du site d'injection.

Devenir

Dans la majorité des cas, les animaux devront être euthanasiés, afin de prélever les sites d'injection à des fins d'analyse. Cependant, chez les porcs, lors d'injections intradermiques, il sera parfois possible de réaliser les prélèvements par biopsie avec un biopsy punch (sous anesthésie générale) et de conserver les animaux en fin d'étude en vue d'une réutilisation.

Remplacement

Les produits étudiés sont d'abord évalués de façon approfondie grâce à des expériences in vitro: culture cellulaire, modèles de peau artificielle, organe isolé. Les essais de tolérance/biocompatibilité in vivo sont indispensables en complément des tests in vitro, lors de la mise au point d'un dispositif médical. En effet, seule l'implantation dans un organisme complet et vivant permettra d'évaluer d'éventuelles réponses immunitaires/inflammatoires ainsi que l'intégration des produits dans les tissus environnants. Par ailleurs, le recours aux animaux est rendu obligatoire par le règlement Européen (UE) 2017/745 tout en suivant la norme ISO 10993, pour l'élaboration des dossiers pour l'obtention d'un marquage CE (équivalent de l'AMM mais pour les dispositifs médicaux) et également demandé pour les dossiers équivalents dans les pays tiers.

Réduction

Le nombre d'animaux à utiliser dans les études réglementaires est imposé par la norme ISO 10993, les préconisations sont donc suivies, sans augmenter inutilement le nombre d'animaux et sans répéter les protocoles. Dans le cas d'études non réglementaires, on veille à n'utiliser que les animaux strictement nécessaires pour l'obtention des résultats voulus, généralement un nombre très inférieur aux exigences réglementaires. La possibilité d'injecter plusieurs produits en différents sites chez un même animal, permet également de réduire le nombre d'animaux utilisés.

Raffinement

Une période d'acclimatation systématique est respectée (durée selon l'espèce animale, mais toujours minimum 1 semaine). Les animaux sont hébergés en groupe et ont accès à un enrichissement spécifique à leur espèce (matériel de nidification pour les rats, blocs/objets à mâcher pour tous les animaux, jouets…). Des points limites, suffisamment prédictifs, permettent de sortir un animal de l’étude en cas d'effet secondaire sévère, ou de mettre en place des traitements pour des réactions locales (application de cicatrisant, administration d'antidouleur) afin que l'animal soit impacté le moins possible. Toues les manipulations des animaux seront réalisées dans un contexte de renforcement positif, basé sur des interactions amicales avec les personnels en charge des soins, afin de permettre des manipulations sans stress et avec un minimum de contraintes. Les actes trop stressants ou douloureux sont effectués sous anesthésie générale: injections à J0, prises de sang chez le Rat, chez le Porc, et biopsies cutanées chez le Porc. Chaque animal bénéficie d’une attention et de soins de qualité pendant les interventions mais aussi en dehors de celles-ci afin d’assurer un bien-être optimal tout au long de la procédure (observation quotidienne et suivi clinique avec pesée minimum une fois par semaine). Quelles que soient les procédures, toute éventuelle douleur est, si nécessaire, rigoureusement contrôlée grâce aux moyens pharmacologiques appropriés (anesthésie/analgésie).

Choix des espèces

Les 3 espèces font parties des espèces préconisées par la norme 10993-6. Le rat et le lapin sont des modèles d'implantation utilisés et maitrisés dans l'établissement utilisateur depuis 2006. Leur taille est suffisante pour permettre l'implantation de plusieurs produits chez un seul animal, l'utilisation de techniques d'imagerie et d'appareils de mesures de paramètres cutanés. Le porc est l’espèce animale se rapprochant anatomiquement le plus de l’Homme ; notamment dans la structure de la peau (couche cornée et ratio derme/épiderme équivalent). Cette similitude permet d'évaluer avec une plus grande certitude l’effet attendu en clinique. Sa taille, plus importante, permet également l'implantation de plus de produits chez un seul animal, permettant alors de réduire le nombre d'animaux utilisé. Ces modèles sont des modèles de choix (nombreuses données dans la littérature). Leurs comportements sont bien connus, ce qui permet de détecter facilement tout signe de douleur et/ou de mal-être. Les rats utilisés seront de jeunes adultes, environ 300g (=en fin de croissance, paramètres physiologiques stables). Les lapins seront âgés d'environ 14 semaines, soit environ 3.5kg (= présence d'un derme suffisamment épais pour que l'implantation intradermique des produits ne génère pas une contrainte mécanique trop importante). Les porcs utilisés seront de jeunes adultes. En effet, leur taille doit permettre un hébergement en animalerie conventionnelle dans de bonnes conditions. D’autre part, leur poids de 35kg à 70kg permettra de travailler sur des structures épidermiques, comparable à celles de l'homme (couche cornée et ratio derme/épiderme équivalent) ; indispensable pour reproduire les conditions attendues en clinique.

Organisme de recherche contractuelle, ce laboratoire teste ce qu'il appelle des "molécules-clients" sur des rongeurs engraissés par un régime hypercalorique, dès l'âge de 3 semaines si le client le demande. 900 rongeurs, 600 souris et 300 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent des jeûnes de trois à six heures, jusqu'à trois tests de tolérance au glucose ou à l'insuline, des gavages ou des injections répétés et jusqu'à une prise de sang par semaine. Leurs organes, prélevés après la mise à mort, servent à caractériser l'inflammation. Le bénéfice annoncé, réduire l'impact de l'obésité "à tous les niveaux", reste renvoyé "à terme".

Objectifs

Le surpoids est défini comme une accumulation excessive de masse grasse dans l’organisme. L’obésité est une maladie chronique complexe définie comme une accumulation excessive de masse grasse pouvant altérer l’état de santé d’un individu. Actuellement, 2,5 milliards de personnes dans le monde sont atteintes de surpoids, dont plus de 800 millions sont obèses. La prévalence du surpoids ne cesse de croître depuis les dernières décennies et l’un des facteurs prépondérants de cette évolution est la surconsommation de régimes déséquilibrés, riches en graisses et en sucres. L’obésité s’accompagne d’une inflammation systémique constante et d’intensité faible voire modérée, dite de bas-bruit. Cet état inflammatoire chronique contribue à développer d’autres maladies, telles que le diabète, la stéatose hépatique et bien d’autres, et cause ainsi quelques millions de morts chaque année. Dans ce contexte, l’importance de contenir ce statut inflammatoire et surtout, de stimuler sa résolution, est capitale. L’administration prolongée de régime hypercalorique chez le rongeur est l’un des moyens les plus simples et les plus couramment utilisés pour modéliser le surpoids et l’obésité chez l’animal. En faisant varier la durée du régime ainsi que sa valeur calorique, ce modèle permettra de collecter et d’étayer des données cruciales sur les mécanismes inflammatoires cellulaires et moléculaires impliqués, tels que la synthèse de médiateurs cytokiniques et lipidiques clés. Le premier objectif consiste donc à détenir au sein de notre laboratoire le modèle de surpoids/obésité induit par un régime hypercalorique. Notre laboratoire étant un organisme de recherche contractuelle, notre activité consiste à étudier le potentiel résolutif de molécules candidates dans différents contextes inflammatoires, ici dans l’obésité. Ainsi, l’objectif final de ce projet est de tester l’administration conjointe de molécules candidates dans la résolution de l’inflammation induite par le surpoids ; et ainsi contribuer à terme à réduire voire supprimer l’impact délétère de l’obésité à tous les niveaux ; humains, sociaux, sociétaux et économiques.

Bénéfices attendus

Le modèle animal utilisé dans cette étude, largement décrit dans la littérature, est pertinent pour évaluer de nouveaux candidats médicaments dans le traitement des altérations induites par le surpoids/obésité. Plusieurs voies d’administration des molécules seront employées afin de couvrir au mieux les possibilités d’amélioration des symptômes inflammatoires du modèle. Le bénéfice global de ce projet réside dans l'objectif d’optimisation de la formulation et de l’efficacité de médicaments candidats pour réduire les altérations multiples dues au surpoids et à l’obésité.

Procédures

Dans le cadre de ce projet, les animaux pourront être soumis à : 1) Deux sessions de jeûne de 3 à 6h, espacées de 48h minimum, dans le cas de la réalisation de tests de tolérance au glucose et/ou à l’insuline (d'une durée de 4h maxiumum chacun). Les animaux ont accès à l’eau mais pas à la nourriture. Au maximum, 3 tests de tolérance au glucose et/ou à l’insuline pourront être réalisés au cours d’une étude. 2) Des administrations répétées du composé-client selon les modalités suivantes : Les modes d’administration possibles incluent l’alimentation, l’eau de boisson, le gavage (sonde en acier inoxydable réutilisable), les injections intrapéritonéale, sous-cutanée, intravasculaire, intradermique. Les modes d’administration considérés comme nuisibles incluent tous les modes d’injection. Ils dureront moins d’une minute par animal (saisie de l’animal, pesée de l’animal pour adapter la dose, puis administration de la substance). 3) Un prélèvement sanguin unique ou répété, précédé ou non d’un jeûne de 3 à 6h, suivi d’une semaine de récupération minimum sur souris vigile ou anesthésiée et sur rats anesthésiés, selon le volume prélevé. La durée d’un prélèvement sera de l’ordre d’une minute par animal. Le nombre maximum de prélèvements sanguins sera de 1 par semaine.

Impact sur les animaux

Les trois principales nuisances attendues concernent (1) la surcharge pondérale des animaux, (2) la réalisation de prélèvements sanguins répétés sur la durée du protocole expérimental, (3) l’administration répétée des molécules-clients à tester. La surcharge pondérale pourra induire un léger inconfort chez les animaux, en comparaison avec des souris de poids normal, notamment pour leur mobilité au sein de la cage. La réalisation de prélèvements et d’administrations répétés pourra générer un stress chez l’animal, ainsi qu’une douleur au point de piqure.

Devenir

Tous les animaux de la procédure seront mis à mort à l'issue des procédures afin de pouvoir procéder aux prélèvements d'organes et à la caractérisation du statut inflammatoire et métabolique terminal.

Remplacement

Lorsque ce sera possible, les composés de nos clients seront évalués sur culture cellulaire ou organe isolé en remplacement ou en complément des tests animaux afin de remplacer le nombre d'animaux impliqués dans ce protocole. Cependant, le remplacement complet de l'expérimentation animale par des essais in vitro n'est pas envisageable pour une étude portat sur le surpoids. Les modèles vitro ne permettent pas de réunir toute la complexité des interactions moléculaires et cellulaires de la physiopathologie d'un animal entier. De plus, les étapes de validation d'une molécule thérapeutique nécessite qu'elle soit testée chez l'animal avant de pouvoir passer à l'étape de validation suivante : l'Homme.

Réduction

La problématique de ce projet faisant intervenir la régulation métabolique et inflammatoire sur du moyen/long terme (semaines, mois), induit intrinsèquement une variabilité interindividuelle, qui nécessite d’être contrecarrée par la taille de nos groupes (n=12 souris / groupe expérimental). Le nombre de rats et de souris nécessaire a été défini ainsi pour pallier la diminution de la robustesse statistique lors de comparaisons multiples, en particulier sur des protocoles de plus courte durée. Nous avons également estimé cette nécessité sur la base d’estimations statistiques. D’autre part, si plusieurs prélèvements sanguins sont à réaliser, nous les réaliserions sur des animaux dédiés (6 et 6 au sein d’un même groupe) afin de respecter les volumes, les délais de récupération et limiter le nombre de gestes invasifs sur un même animal. Enfin, nous utiliserons en priorité des lignées consanguines, qui présentent un génotype contrôlé, ce qui réduit significativement la variabilité interindividuelle, et par conséquent, le nombre d'animaux nécessaires à l'étude. C’est la conjonction de tous ces éléments qui nous a conduit à considérer des groupes de 12 animaux maximum.

Raffinement

Les expérimentateurs et les animaliers sont formés aux différentes manipulations garantissant le bien-être animal. Le suivi des compétences est reporté de manière individuelle sur un livret de compétences mis à jour régulièrement. Les souris et les rats seront hébergés selon les conditions de la directive 2010/63/UE. Chaque fois que cela sera nécessaire, une analgésie et/ou une anesthésie seront administrées aux animaux. Leur environnement sera enrichi de manière systématique et quelle que soit la durée du protocole, afin de leur permettre de se distraire et de réaliser un peu d’activité physique. Les animaux seront vus quotidiennement. En cas de signe de mal-être, un suivi renforcé sera mis en place : l’animal sera pesé et des soins adaptés à son cas seront mis en œuvre. L’atteinte d’un point limite critique conduira à l’euthanasie de l’animal.

Choix des espèces

L'utilisation de rats et de souris se justifie, d'une part, par leur proximité avec l'Homme (mammifères). En effet, l'homologie entre les rongeurs et l'Homme facilite considérablement les procédés de modélisation des pathologies humaines et par conséquent, les interprétations qui en découlent. D'autre part, les performances de reproduction des rats et souris permet d'obtenir des effectifs exploitables en termes d'analyses statistiques, dans un délai relativement court et donc compatibles avec nos contraintes de production. Enfin, l'utilisation de rats et de souris comme modèle de surpoids/obésité est très largement documentée dans la littérature scientifique. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte (à partir de 7 semaines), car toutes leurs fonctions biologiques sont alors matures. L'âge des animaux pourra exceptionnellement être inférieur à 7 semaines, si le client souhaite étudier les conséquences du surpoids/obésité juvénile sur l'âge adulte. Dans ce cas, le régime hypercalorique pourra débuter au plus tôt à l'âge de 3 semaines.

Une injection intraveineuse unique de vecteur viral, sept à dix prélèvements de sang sous anesthésie selon la durée du suivi, et deux à trois gavages par sonde rigide à bille. 200 rats Sprague-Dawley vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour des analyses post-mortem. Il s'agit de savoir si un vecteur de thérapie génique atteint les neurones et les cellules gliales de l'intestin, et si le microbiote intestinal modifie l'efficacité du transfert de gènes. Le porteur écrit que l'injection intraveineuse d'un tel vecteur chez le rongeur est connue pour ne provoquer aucun effet indésirable, alors qu'il fonde le projet sur une lignée de rats dont 30 % développent une réponse immunitaire contre le vecteur, et conclut que le modèle animal demeure "incontournable".

Objectifs

La thérapie génique consiste à introduire un gène thérapeutique dans des cellules pour traiter une maladie. Pour véhiculer ce gène, les vecteurs viraux, et en particulier les virus adéno-associés (AAVr) constituent des outils de choix. Une seule injection d’AAVr permet une expression à long terme du gène thérapeutique. Malheureusement, l’utilisation de fortes concentrations d’AAVr chez l’Homme peut parfois induire une réponse immunitaire importante entrainant une perte d’efficacité du traitement et dans certains cas des effets secondaires graves voire létaux. Le microbiote intestinal exerce une influence sur plusieurs fonctions physiologiques de l’hôte et en particulier sur les fonctions digestives (immune, barrière épithéliale, système nerveux entérique (SNE)). L’ensemble de ces fonctions/composantes cellulaires contribue à l’efficacité ou représente une cible des thérapies géniques. De plus des études récentes suggèrent une modification de la réponse de la thérapie génique par le microbiote intestinal. Dans ce contexte, la capacité de la thérapie génique à cibler les constituants cellulaires du SNE (neurones ou cellules gliales) ainsi que le rôle joué par le microbiote intestinal en tant qu’acteur de l’efficacité de ce ciblage reste à définir. Dans ce projet nous proposons d’étudier la relation entre le microbiote/SNE et les vecteurs AAV chez le rat pour : - Evaluer la capacité de l’AAV à transduire le système nerveux entérique et notamment les cellules gliales et les neurones entériques. Ceci permettrait d’ouvrir des perspectives thérapeutiques ciblant les atteintes du SNE observées dans de nombreuses pathologies chroniques digestives ou extradigestives ou dans des maladies rares altérant les fonctions digestives (Crohn, désordres intestinaux liés à la myopathie de Duchenne). - Déterminer si la composition du microbiote intestinal peut prédire l’efficacité du transfert de gènes ou contribuer à sa réponse thérapeutique. Un AAVr de sérotype 9 sera utilisé dans un premier temps car il présente un tropisme neuronal susceptible de transduire le SNE. Ce sérotype est actuellement utilisé en clinique et autorisé sur le marché pour le traitement de pathologies neuromusculaires. D’autres sérotypes tels que l’AAV6 ou l’AAVrh10 décrits pour la transduction de cellules gliales et neuronales pourront également être testés. Ce choix sera fait à partir de résultats obtenus in vitro sur des cellules gliales entériques de rats.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre de documenter les interactions entre les vecteurs AAV, le système nerveux entérique et le microbiote.

Procédures

Dans ce projet et selon les groupes, les animaux seront suivis soit sur 1 mois, soit sur 3 mois. Les rats recevront une injection unique de solution saline ou d’un vecteur viral en Intraveineuse. La durée totale d’intervention est d’environ 5 à 10 mn. Des prélèvements sanguins sous anesthésie seront réalisés régulièrement pendant toute la durée du protocole soit 7 pour les suivis 1 mois et 10 pour les suivis 3 mois. Le temps d’intervention est d’environ 5 mn. Pour l’exploration fonctionnelle digestive, un gavage sera réalisé. Le temps d’intervention est d’une dizaine de secondes et sera réalisé 3 fois en tout, avant injection du vecteur puis à + 1mois et + 3 mois et 2 fois pour les animaux suivis 1 mois.

Impact sur les animaux

Pour les prélèvements sanguins et les injections de vecteur AAV en intraveineuse, les animaux seront sous anesthésie gazeuse. Les animaux ressentiront, au réveil, une légère douleur au point du prélèvement sanguin et au point d’injection de l’intraveineuse due à la pénétration de l’aiguille. Par ailleurs, l’injection intraveineuse d’un vecteur AAV chez le rongeur est connue pour ne provoquer aucun effet indésirable. Le gavage nécessite une contention de l’animal qui n’a donc plus de liberté de mouvement pendant la procédure qui va durer 10 secondes. De plus l’introduction de la sonde (rigide avec bille) génère également un inconfort pour lui. Néanmoins afin de générer un minimum d’inconfort et de stress, le geste sera pratiqué par un expérimentateur qui maitrise cette technique. Pour le prélèvement de sang, la toute petite incision pratiquée à l’extrémité de la queue avec l’aiguille 22G doit induire une douleur à l’animal. Cependant, l’application d'un anesthésique local avant le prélèvement va limiter cette douleur. Pour l'euthanasie, le prélèvement sanguin terminal au niveau de la veine cave n’engendrera pas de stress ou de douleur pour les animaux, puisque cet examen sera réalisé sous anesthésie générale renforcée par une analgésie ce qui limitera une éventuelle douleur liée au geste invasif. Ce prélèvement se fera au moment de la mise à mort des animaux.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure pour des études post-mortem.

Remplacement

Lorsque les stratégies de transfert de gène à l’aide d’AAV ont été transférées en clinique, des effets indésirables liés à une réponse immune ont été rapportés pouvant prévenir l’efficacité du transfert de gène. Ces effets n’avaient pas été documentés dans les modèles animaux. Depuis, nous avons développé au laboratoire un modèle de rat Sprague-Dawley, qui présente une réponse immunitaire anti-AAV pouvant prévenir l’efficacité du transfert de gène comme observée chez l’Homme. À ce jour, il n’est pas possible de reproduire ces réponses immunitaires in vitro avec un système immunitaire combiné à des cellules d’autres organes (également transduits par le vecteur de thérapie génique). Le modèle animal demeure donc incontournable.

Réduction

Chez l’Homme, l’efficacité du transfert de gène varie d’un individu à l’autre et peut être liée au déclenchement d'une réponse immunitaire dirigée contre le vecteur. Cette variabilité a également été observée dans une étude précédente réalisée au laboratoire où environ 30% des rats injectés avec l’AAV9 perdent l’expression du transgène et présentent une réponse immunitaire dirigée contre le vecteur. Pour les analyses qui seront réalisées ici (biodistribution du vecteur, analyses biochimiques et analyses histologiques, analyse du microbiote intestinal), le nombre d’animaux par groupe (n=20) est donc basé sur nos expériences précédentes lors desquelles nous avons pu obtenir des résultats cohérents et reproductibles dans des groupes de cette taille.. Cela semble être un nombre minimal qui permette d’assurer la robustesse des résultats sans qu’il soit excessif en termes d’animaux à inclure. Afin d’obtenir des résultats statistiquement interprétables, le nombre d’animaux par groupe devra être porté à au moins 20 .

Raffinement

Le bien-être animal passera par : 1) de bonnes conditions d'hébergement selon la réglementation en vigueur (animaux hébergés à plusieurs par cage, dans la limite réglementaire ; accès à la nourriture et à l’eau ad libitum) avec un enrichissement du milieu (mise à disposition d’éléments d'enrichissement comme des carrés de coton, des tunnels en carton, des sizzle dry (papier) et des morceaux de bois) 2) un suivi régulier des animaux (observations quotidiennes, pesées régulières, analyse du comportement) 3) l'instauration de points limites pertinents et la mise en place de mesures adaptées si nécessaire (anesthésies, traitements analgésiques ou autre, ou euthanasie si pas d'autre alternative). 4) Une grille de scoring de la douleur sera mise en place dès que celle-ci s'avère nécessaire afin de pouvoir détecter précocement tout point limite et mettre en place les actions adéquates. 5) la mise en place de mesures adaptées en fonction des interventions éventuelles (anesthésie et analgésie si nécessaire).

Choix des espèces

Chez l’Homme, l’efficacité du transfert de gène varie d’un individu à l’autre et peut être liée au déclenchement d'une réponse immunitaire dirigée contre le vecteur. A l’heure actuelle, cette variabilité et la réponse immunitaire associée ne peut pas être reproduite in vitro dans les modèles organoïdes. Toutefois, elle a été constatée dans 2 études précédentes réalisées au laboratoire dans un modèle de rats SD. Après injection systémique d’AAV9, 30% des rats SD perdent l’expression du transgène et présentent une réponse immunitaire cellulaire et humorale dirigée contre le vecteur et contre le produit du transgène. A notre connaissance, le rat SD est le seul model de rongeur qui reproduit les observations faites chez l’Homme. Les rats seront injectés entre 7 et 8 semaines, à l’âge adulte afin d’avoir un système immunitaire mature.

Douze rats vont être utilisés pour mettre au point au laboratoire une méthode d'isolement et d'analyse des microparticules sanguines, sans question scientifique posée sur l'accident de décompression lui-même. Ils sont soumis à des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et tous tués à l'issue, pour prélever leur sang et leurs tissus. Chacun subit une contention et un prélèvement sanguin sous anesthésie, puis, un mois plus tard, 135 minutes en caisson hyperbare qui simulent une plongée. Le porteur range parmi les effets attendus la douleur provoquée par les symptômes d'accident de décompression, et indique que l'effectif de douze repose sur des expériences précédentes sans qu'aucun test statistique ait été réalisé.

Objectifs

Il est communément admis que le facteur déclencheur de l’Accident de Décompression est la formation de bulles subséquente à la réduction de la pression ambiante. Les microparticules sont des vésicules extracellulaires circulantes libérées par les cellules sanguines (plaquettes, leucocytes, cellules endothéliales). Par les protéines qu’elles arborent à leur surface mais aussi par les molécules (protéines, microARN, …) qu’elles renferment, les microparticules jouent un rôle important dans la transmission d’information et, notamment, l’inflammation. Ainsi, par exemple, leur nombre et leurs caractéristiques sont modifiés dans les pathologies vasculaires. Il a été montré (i) : que leur nombre augmente après la décompression et (ii) : qu’elles sont capables d’induire certains symptômes de l’accident de décompression. De plus, certaines d’entre elles contiennent du gaz et pourraient constituer un site de formation des bulles circulantes pendant la décompression. L’objectif principal de ce projet est de mettre en place, dans notre laboratoire, une méthode d’isolement, d’analyse et de caractérisation des microparticules dans le cadre d’études sur l’accident de décompression. Pour ce faire, nous avons besoin dans un premier temps, de récupérer chez des rats, des échantillons sanguins afin de valider le protocole d’isolement des microparticules à l’état de base et après l’exposition hyperbare. Dans un deuxième temps, la méthode d’analyse de ces microparticules nécessite de déterminer la concentration d’anticorps optimale pour le marquage des cibles d’intérêt, indispensable à leur détection et à leur analyse.

Bénéfices attendus

A court terme, le bon fonctionnement du protocole d’isolement des microparticules et de leur analyse permettra la mise en place d’une nouvelle expertise au laboratoire. A moyen terme, cette méthode sera utilisée pour la réalisation de projets nécessitant l’analyse de microparticules circulantes chez le rat. A plus long terme, cette méthode pourra être utilisée dans d’autres projets relatifs à l’accident de décompression dans notre laboratoire mais également dans des projets liés à l’inflammation ou à la dysfonction vasculaire.

Procédures

Les rats seront contentionnés une fois pour être anesthésiés/analgésiés (durée 1 min) afin de subir un prélèvement sanguin unique (durée 1 à 2 min). Un mois après, ils seront placés dans le caisson hyperbare pendant 135 min (30 min d’acclimatation + 105 min de plongée simulée).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sont : (1) : le stress lié à la pesée hebdomadaire (acte de gravité légère, d’une durée de 5 min/pesée) ; (2) : le stress lié à la contention et à l’anesthésie (acte de gravité légère, d’une durée estimée à 5 minutes, et réalisé 1 fois) pour la réalisation des prélèvements sanguins ; (3) : le stress et l’angoisse liés à la plongée (acte de gravité modérée, d’une durée totale de 2h30) ; (4) : La douleur induite par l’apparition de symptômes d’accident de décompression lors de la période d’observation (ces nuisances seront modérées, d’une durée moins de 1 minute).

Devenir

Les 12 animaux sont mis à mort à l'issue de la procédure afin de procéder aux prélèvements de sang et de tissus pour les analyses prévues dans le projet.

Remplacement

Notre travail porte sur l’étude des mécanismes à l’origine de l’accident de décompression. Les connaissances actuelles ne nous permettent pas de travailler sur un modèle cellulaire car il n’existe pas encore de biomarqueur fiable permettant de définir une sensibilité accrue à l’accident.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés dans cette étude a été déterminé sur la base des expériences précédentes et aucun test statistique n’a été réalisé. Les effectifs demandés vont nous permettre de réaliser toutes les mises au point nécessaires à la mise en place de cette nouvelle méthode d’analyse. Les animaux seront intégrés progressivement par lot de 4. Nous commencerons par un premier lot de 4 animaux, puis, si besoin, nous passerons à un deuxième lot, puis à un troisième. Si les mises au point sont terminées avant d'utiliser tous les lots, le projet peut être arrêté, ce qui permet de réduire le nombre d’animaux utilisés par rapport aux estimations initiales. Nous estimons à 12 le nombre d’animaux nécessaire au vu de la faible quantité de sang que nous pouvons prélever pour réaliser ces mises au point.

Raffinement

Une habituation au dispositif expérimentale (caisson hyperbare) sera réalisée avant l’entrée dans l’étude afin d’habituer les rats à l’environnement et de réduire le stress. Tout au long du projet, un suivi quotidien des animaux est réalisé avec une grille de score adaptée.

Choix des espèces

Le rat est un modèle très utilisé pour l’étude des mécanismes de l’accident de décompression. De fait, nous disposons d’un important corpus de données pour ce type d’étude. Nous possédons de nombreuses données biologiques concernant les effets de l’exposition hyperbare et une bonne connaissance des symptômes de l’accident de décompression. Cette expertise acquise au cours des projets précédents permettra une meilleure gestion du projet et de ses résultats. Nos travaux précédents ont été effectués sur des animaux matures sexuellement. Nous souhaitons donc utiliser des animaux au stade de « jeunes adultes », matures sexuellement.