Souris

Récupérées parmi les femelles dont d'autres projets n'avaient pas besoin, au lieu d'être tuées au sevrage, 50 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Rasage de la face ventrale sous anesthésie, incision au cou pour atteindre la veine jugulaire et l'artère carotide, injection de nanoparticules, dix minutes d'ultrasons appliqués sur le thorax, sutures, imagerie : une trentaine de minutes par animal. Toutes sont ensuite tuées pour que le cœur soit prélevé et analysé. Le porteur affirme qu'il est "nécessaire" de recourir à un "organisme entier" pour suivre la distribution des molécules injectées, et qualifie d'"indispensable" la preuve de concept chez le petit animal avant tout passage au gros animal puis à la clinique.

Objectifs

Les arythmies cardiaques ventriculaires sont la principale cause de mort subite cardiaque. Chaque année, environ 250 000 personnes sont victimes de mort subite en Europe. De manière générale, les résultats de l’ablation de tachycardie ventriculaire par cathéters (stratégie actuellement utilisée en clinique) sont mauvais avec environ 50% de récidives. Nous souhaitons développer une méthode permettant de réaliser une ablation combinant différentes stratégies. Pour cela, il est envisagé une délivrance de molécules thérapeutiques encapsulées dans des nanoparticules, facilitée par l’ouverture préalable de pores dans la barrière vasculaire grâce à l’utilisation de microbulles et d’ultrasons, pour permettre aux nanoparticules d’atteindre la cible cardiaque avec une forte concentration et d’ainsi augmenter leur efficacité.

Bénéfices attendus

L’intérêt de la démarche est d’améliorer le pronostic des patients souffrant de tachycardie ventriculaire en traitant sélectivement la région cardiaque responsable de l’arythmie, de façon plus efficace et sécuritaire que les techniques actuelles. De manière plus large, ce projet pourra ouvrir des perspectives d'application au-delà du traitement des arythmies cardiaques ventriculaires (traitement de maladies génétiques, protection du cœur après un infarctus).

Procédures

Tous les gestes potentiellement douloureux seront réalisés sous anesthésie générale et analgésie (2 maximum par animal). Dans ce projet, tous les animaux seront rasés sur la face ventrale sous anesthésie générale pour des raisons d'imagerie (1 par animal, environ 2min). Des incisions sous-cutanées seront réalisées pour l'analgésie (3 maximum par animal) Des incisions seront réalisées au niveau du cou pour accéder aux vaisseaux (veine jugulaire, artère carotide) afin d’injecter les traitements (2 injections maximum par animal). Un appareil générateur d’ultrason sera appliqué sur le thorax de l’animal afin d’envoyer les ultrasons au cœur (1 par animal, environ 10 min). 3 points de sutures par animal seront réalisés pour suturer l'incision réalisée. Les animaux seront imagés sous anesthésie générale (1 par animal,

Impact sur les animaux

Il s’agit d’une approche impliquant une chirurgie légère (pour accéder à la veine jugulaire et à l’artère carotide), une administration intraveineuse de nanosystèmes non toxiques et l’application ciblée (thorax) d’ultrasons non délétères. Le rasage de la face ventrale de l'animal peut occasionner du stress chez l'animal.

Devenir

Les animaux seront mis à mort en fin d’expérimentation pour permettre le prélèvement du cœur et l’analyse (histologie) des tissus afin de confirmer l’efficacité de la thérapeutique étudiée.

Remplacement

Il est nécessaire de recourir à un organisme entier pour étudier le profil de distribution des molécules injectées et évaluer l'efficacité de l'ouverture de la barrière vasculaire cardiaque par les ultrasons. La preuve de concept sur l’efficacité de cette nouvelle approche sur petit animal vivant est indispensable avant d’envisager des études plus approfondies sur plus gros animal, puis un transfert à la clinique.

Réduction

Le nombre d’animaux a été estimé au minimum nécessaire pour obtenir des résultats exploitables. Le sexe des animaux n’ayant pas d’importance d’un point de vue scientifique dans ce projet, les femelles non-utilisées d’autres projets (dont le sexe d'intérêt sont les mâles) seront utilisés dans ce projet au lieu d’être mises à mort au sevrage.

Raffinement

Durant toute la durée des protocoles, les animaux seront suivis et tout signe de détresse de douleur et/ou d'inconfort sera noté. Ils seront surveillés quotidiennement, les paramètres suivants seront observés : bien-être général, activité, réactivité, poids, capacité à s'alimenter et posture. Les souris devant être rasées sur la face ventrale, du coton sera placé dans les cages. Une analgésie sera mise en place avant et après l'étape de chirurgie.

Choix des espèces

La souris est un modèle adapté pour les études de diffusion des nanoparticules dans le cœur. De plus, ce modèle est parfaitement compatible avec une approche par ultrasons cardiaque.

45 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, une partie subissant une seule chirurgie crânienne de dix minutes, l'autre deux opérations de 40 minutes à trois mois d'intervalle. Les chirurgiens posent un implant près du cerveau ou injectent des cellules dans le cerveau, avec un risque d'hémorragie lors de la craniotomie, et des saignements, hématomes ou infections possibles. Ces souris reproduisent une leucodystrophie métachromatique, maladie qui touche environ 150 patients identifiés en France, et le porteur précise qu'elles seront tuées avant l'apparition du phénotype dommageable. La preuve de concept espérée pourrait "permettre de proposer de nouvelles pistes de traitements chez l'Homme", formulation au conditionnel adossée à des craniotomies déjà planifiées.

Objectifs

L’objectif du projet sera d’évaluer la faisabilité puis l’efficacité d’une nouvelle approche thérapeutique dans le cadre d’une maladie présentant une atteinte grave de la gaine de myéline (leucodystrophie métachromatique). Cette approche, basée sur de la thérapie cellulaire, sera évaluée sur le modèle murin de la pathologie.

Bénéfices attendus

Le bénéfice du projet est d’établir la preuve de concept de la faisabilité et de l’efficacité d’une nouvelle approche de thérapie cellulaire pour le traitement de la leucodystrophie métachromatique. Si les résultats obtenus dans ce projet s’avèrent concluants, cela pourrait permettre de proposer de nouvelles pistes de traitements chez l’Homme et ainsi d’amener à une étude clinique chez des patients souffrants de cette pathologie (fréquence 1/45000 naissances, soit environ 150 patients identifiés en France). A long terme, cela pourrait donc permettre d’améliorer la prise en charge des patients.

Procédures

Pour une partie des animaux, une procédure chirurgicale (sous anesthésie générale et analgésie adaptée) sera réalisée pour la mise en place d’un implant proche du cerveau (une fois par animal, durée 10 minutes). Pour l’autre partie des animaux, deux procédures chirurgicales (sous anesthésie générale et analgésie adaptée) seront réalisées à 3 mois d’intervalle pour réaliser des injections dans le cerveau des animaux (deux fois par animal, durée 40 minutes). Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure par une méthode réglementaire. Le phenotype dommageable present chez ce modele se developpe apres l'age d'euthanasie de ce projet.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables possibles sont un stress de l'animal lors des contentions et manipulations nécessaires au cours des procédures. Lors des procédures de chirurgie l’animal pourra ressentir un stress lors de l’induction de l’anesthésie. Cette anesthésie sera associée à une hypothermie et un risque rare de problèmes cardio-respiratoire. Suite à la chirurgie l’animal pourra ressentir une douleur et un inconfort. Des risques rares et inattendus peuvent survenir en lien avec la chirurgie tels que saignements, hématome, ou infection, mais aussi un risque d’hémorragie peu probable lors de l’implantation et la réalisation de la craniotomie. Le phenotype dommageable present chez ce modele se developpe apres l'age d'euthanasie de ce projet.

Devenir

En fin de procédure tous les animaux seront euthanasiés, car les prélèvements de tissus d’intérêts post-mortem et leurs analyses (histologique et biochimique) sont nécessaires pour évaluer notre approche thérapeutique.

Remplacement

À l’heure actuelle il n’existe pas de modèle In vitro ou de système cellulaire pour étudier la tolérance et l’efficacité dans l’ensemble de l’organisme de notre approche thérapeutique basée sur la thérapie cellulaire. En effet pour étudier ces aspects il est nécessaire d’utiliser un organisme comparable à la complexité de ce que l’on retrouve chez l’Homme. Il est donc toujours indispensable d’avoir recours à l’animal pour cette évaluation, et notamment un modèle animal de la pathologie pour une meilleure transposition des résultats chez l’homme. Choisir la souris et notamment le modèle murin de la pathologie pour ce projet nous permettra de collecter des données cruciales avant de passer chez l’Homme pour application clinique.

Réduction

Nous limitons au maximum le nombre d’animaux par groupe de façon à obtenir des résultats fiables. Compte tenu de la littérature et des effets attendus, un test de puissance statistique a été utilisé pour déterminer le nombre minimum d’animaux nécessaires. De ce fait, nous avons établi qu’un nombre de 3 souris par groupe serait d’abord nécessaire pour valider la faisabilité et la tolérance de notre approche. En fonction des résultats obtenus avec ces premiers groupes réduits nous pourrons évaluer l’intérêt de poursuivre ou non le projet et ainsi utiliser le moins d’animaux possible. Puis nous avons défini que des groupes de 10 souris seraient nécessaires pour l’évaluation de l’efficacité de l’approche sur le modèle pathologique. Ces effectifs permettront de limiter la variabilité inter-animale et inter-groupe, et de réaliser des tests statistiques fiables. Un nombre total maximal de 45 souris sera utilisé au cours de ce projet.

Raffinement

Dans la réalisation de ce projet, La procédure a été mise en oeuvre afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal en limitant au maximum la douleur et le stress. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux disposent de nourriture adaptée à leur stade physiologique et d’eau ad libitum. En cours de procédure une attention particulière est donnée à nos animaux afin de garantir leur bien-être grâce à une observation quotidienne et de soins adaptés. Le change (de la litière, abreuvement,nourriture) est réalisé 1 fois par semaine ou tous les 15 jours en fonction des besoins de la cage. Le milieu est enrichi à l’aide de carré de coton de bâtonnet de bois à ronger et si nécessaire supplémenté de lanières de kraft, et de maison de type celldom. Les animaux d’étude seront hébergés par 3 à 5 souris par cage ventilée au maximum. Les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie générale avec une prise en charge analgésique adaptée et un maintien de la température de l'animal pendant toute la durée de l'anesthésie pour prévenir toute hypothermie. Nous utiliserons également un gel ophtalmique afin de prévenir toute sécheresse oculaire au cours de l'anesthésie. En post-opératoire, une surveillance renforcée des animaux sera assurée quotidiennement pendant 5 jours. Au moment de l'euthanasie, un sédatif sera administré à l'animal avant d'injecter le composé euthanasiant. La lignée peut présenter un phénotype dommageable mais nos animaux seront euthanasiés avant sa manifestation.

Choix des espèces

Il n’existe pas de modèle in vitro ou de système cellulaire pour étudier la leucodystrophie métachromatique dans son ensemble, nous avons donc besoin de modèles animaux. Le modèle murin est particulièrement adapté (modification génétique possible, outils moléculaire disponible…) pour reproduire et étudier cette maladie et surtout pour l’évaluation d’un effet thérapeutique. En effet il existe une lignée de souris génétiquement modifiée qui reproduit les caractéristiques de la pathologie présentes chez l’Homme et nous permettra ainsi d’évaluer l’effet thérapeutique de notre approche. Les animaux seront utilisés à 9 semaines d’âge et suivies jusqu’à 19 semaines maximum pour la première étape du projet afin de juger de la faisabilité de l’approche sur un cerveau complètement développé. Pour l’évaluation de l’efficacité de notre approche, les souris seront utilisées à partir de 6 mois et suivies jusqu’à 12 mois. En effet, nous avons besoin d’évaluer notre approche dans un modèle symptomatique de la maladie et de suivre notre traitement sur 6 mois pour évaluer l’effet thérapeutique dans la durée.

Les souris reçoivent d'abord jusqu'à deux injections intraveineuses destinées à humaniser leur système immunitaire, puis, douze semaines plus tard, une injection intratrachéale de dix minutes sous anesthésie qui déclenche une fibrose pulmonaire. Les expérimentateurs administrent ensuite des candidats médicaments par voie pulmonaire, digestive ou injectable, avec des prises de sang répétées et un score clinique quotidien portant sur le pelage, les mouvements, les muqueuses et la respiration. 1 500 souris vont être utilisées sur cinq ans dans 50 études, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, un score égal ou supérieur à 7 ou une perte de poids de plus de 25 % déclenchant la mise à mort. Aucune réutilisation n'est prévue, la fibrose étant décrite comme progressive et incurable, l'animal ne pouvant plus recouvrer son état de santé.

Objectifs

La fibrose respiratoire est une affection pulmonaire impliquant le système immunitaire qui touche près de 5 millions de personnes dans le monde. Cette pathologie peut être causée par l’inhalation de produits toxiques, par une infection, par des traitements médicamenteux, des suites d’une réaction auto-immune ou de cause inconnue (idiopathique). L’âge (>50 ans) ainsi que des facteurs génétiques et environnementaux jouent également un rôle dans le développement de cette maladie. Cette pathologie est souvent mal diagnostiquée et les traitements disponibles à ce jour sont extrêmement couteux et permettent seulement d'en ralentir la progression. Ainsi, la fibrose pulmonaire dite idiopathique est associée à une survie médiane de seulement 3.8 ans parmi les plus de 65 ans. Par ce projet, nous souhaitons développer un modèle d’étude de la fibrose pulmonaire sur souris au système immunitaire humanisé afin d’en étudier le développement, d’en améliorer son diagnostic et de tester de nouvelles approches thérapeutiques.

Bénéfices attendus

En utilisant des souris au système immunitaire humanisé, nous mettons à disposition des chercheurs un modèle permettant d'étudier la fibrose pulmonaire et des potentiels traitements pour cette pathologie avec davantage de spécificité pour l’espèce cible de ces recherches : l’Homme.

Procédures

Injection par voie intraveineuse : 2 fois maximum. Chaque injection dure entre 10 et 15 secondes. 1 injection intratrachéale de maximum 10 minutes. En parallèle, des candidats médicaments seront administrés par voie pulmonaire, digestive ou injectable pour évaluer leurs activités thérapeutiques. Le suivi de l’état de santé des animaux se fera par score clinique (aspect des poils, mobilité, état corporel, …) ou bien par palpation (ou autre geste technique). Afin de suivre l'évolution de la pathologie et d'objectiver les effets des molécules à visées thérapeutiques, des prises de sang seront réalisées. Les volumes maximaux de prélèvements seront proportionnels au poids de l’animal selon un schéma établi et une limite fixée. La répartition des prélèvements dépendra du vétérinaire d’établissement et figurera dans le protocolé d’étude. Chaque prélèvement aura une durée de 15 à 30 secondes, environ.

Impact sur les animaux

La fibrose pulmonaire se manifeste par une inflammation des poumons menant à l'apparition de fibrose pouvant induire une gêne respiratoire (dyspnée). Des nuisances peuvent être induites par les prélèvements sanguins, l'administration des composés de recherche et les effets potentiellement toxiques de ces composés à visées thérapeutiques dans un contexte préclinique. Ces nuisances et effets indésirables peuvent se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.

Devenir

La fibrose est une maladie progressive et incurable, l'échelle de score doit permettre une euthanasie avant que l'impact ne soit jugé sévère sur les animaux. Une réutillisation n'est donc pas envisagé puisque l'animal ne pourra pas recouvrir complètement son état de santé en fin d'étude.

Remplacement

Il n’est à l’heure actuelle pas possible de recréer in vitro un environnement complexe comme le système immunitaire et de mimer ses interactions avec le système respiratoire pour étudier le développement et le traitement de la fibrose pulmonaire. La souris constitue donc un modèle scientifiquement valide, robuste et indispensable pour le développement de thérapies innovantes permettant de soigner cette pathologie.

Réduction

Un total de 1500 animaux est demandé pour la réalisation de ce projet sur une durée de 5 ans, permettant de réaliser 50 études afin de mettre en place le modèle et de réaliser les premières études précliniques. Chaque étude comprendra un minimum de 4 groupes (contrôle négatif, contrôlé positif, plusieurs doses ou traitements à comparer) avec 5 à 10 animaux par groupe afin d’obtenir des résultats fiables malgré la variabilité intrinsèque liée au modèle. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum en se basant sur des tests statistiques adaptés aux effets attendus de la série.

Raffinement

Les souris seront hébergées en cage ventilée, par groupe social stable. La nourriture et l’eau de boisson seront fournies ad libitum. La cage contiendra une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. Des morceaux de bois permettant aux souris d’exprimer leur comportement de rongeur, ainsi qu’un nid en carton seront également disposés. À leur entrée dans l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation de minimum 4 jours. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour gérer la douleur, la souffrance et l’angoisse, l’état de santé sera évalué par une échelle cumulative de scores prenant en compte : l’aspect du pelage, les mouvements, l’activité, la couleur des muqueuses, le score corporel et la respiration. Les souris seront évaluées quotidiennement et l’échelle sera appliquée dès que nécessaire. Une souris avec un score ≥7 sera euthanasiée pour raison éthique. Le poids sera mesuré au moins trois fois par semaine. Le vétérinaire d’établissement aura pleine autorité pour euthanasier un animal pour raison éthique ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur s’il/elle le juge nécessaire. Le suivi de l’évolution pondérale pourra être adapté au stade de l’étude. Une perte de poids de plus de 25% par rapport au poids initial sera considérée comme une raison de mise à mort. Toute anormalité non objectivable par l'échelle de score devra immédiatement être rapportée au vétérinaire qui aura pleine autorité pour envisager un traitement ou imposer une euthanasie pour raison éthique. Le vétérinaire est présent sur site tous les jours et joignable les week-ends et jours fériés. L'injection intratrachéale sera réalisée sous anesthésie générale volatile à l'isoflurane ou fixe à l’alfaxolone (dose à déterminer).

Choix des espèces

Le projet vise à étudier le développement de la fibrose pulmonaire en se basant sur un système immunitaire humanisé afin d'obtenir le développement d'une pathologie la plus proche possible de celle qui se développe chez l'Homme. Nous maîtrisons l’humanisation du système immunitaire sur les souris, il est donc essentiel de poursuivre sur cette espèce. Les animaux seront utilisés à partir de l'age de 16 semaines pour les animaux humanisés, ceci prenant en compte une période d'humansiation de 12 semaines (minimum) qui peut être réalisée à partir de l'age de 3 à 4 semaines. Les animaux non humanisés seront utilisés à partir de l'age de 6 à 8 semaines afin d'utiliser des animaux adultes. Les études seront réalisées sur des groupes d'âges homogènes.

Pour tester si des composés en développement réduisent une hyperactivité motrice provoquée par des agents perturbateurs, 900 souris et 900 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Sur 24 semaines, chaque animal peut recevoir jusqu'à quatre traitements par jour, subir des prélèvements sanguins quotidiens et passer jusqu'à 14 tests comportementaux de 90 minutes sur animal vigile. Le porteur annonce des convulsions ou des apathies possibles, une hyper-locomotion transitoire provoquée par les inducteurs, et un jeûne de moins de 16 heures avant le prélèvement terminal de sang. Il précise que si un composé induit des souffrances, la modification des doses ou l'arrêt du traitement sera envisagé "en accord avec notre sponsor", et qu'à défaut de solution l'animal sera tué.

Objectifs

L’hyperactivité ou l’hyper-locomotion est un symptôme présent dans plusieurs pathologies neurologiques, comme la schizophrénie, la maladie d’Alzheimer, le trouble déficitaire de l’attention (TDAH) ou le trouble bipolaire pour citer les plus connus. Cette composante des pathologies doit être prise en compte dans leur traitement global car l’impact sur la vie du patient est notable. Bien que ces troubles présentent des mécanismes physiopathologiques distincts, ils partagent une origine commune liée au déséquilibre des circuits neuronaux impliqués dans le contrôle moteur et l'attention. Pour simuler ces pathologies, différents agents perturbateurs sont utilisés qui impactent l'activité motrice. Ce projet a pour objectif de tester l’efficacité des composés en cours de développement préclinique à réduire l’hyperactivité induite chez le rat et la souris.

Bénéfices attendus

Avec ce projet, quand nous testons des produits en cours de développement, nous espérons participer à la sélection de nouveaux traitements pour traiter l’hyperactivité. De plus comme nous testons également des molécules déjà sur le marché ou en phase clinique, nous participons à une meilleure connaissance de la prédictivité de nos modèles c’est-à-dire de leur capacité à reproduire les effets des médicaments dans la situation expérimentale comme lors de son utilisation chez l’Homme.

Procédures

Sur 24 semaines de la procédure, les animaux auront un maximum de 4 traitements par jour. Ce nombre de traitement se rapproche des prises quotidiennes chez l’Homme, notamment lorsque les médicaments ne sont pas disponibles sous forme à libération prolongée ou dans le cas de la prise de plusieurs types de médicaments. Les animaux pourront également être soumis à des prélèvements sanguins journaliers (ne dépassant pas les recommandations éthiques en termes de volume prélevé et en garantissant le délai de récupération réglementaire) afin de pouvoir suivre les paramètres plasmatiques. En parallèle les animaux effectueront un maximum de 14 tests de comportement (90 min chacun) sur animaux vigiles. Les administrations durent moins de 30 secondes en prenant en compte le temps d’injection et également le temps de la contention. Une injection intraveineuse dure environ 5 min avec le temps de l’anesthésie, le temps de dilater la veine, l’injection et le point de compression au site d’injection. Concernant les prélèvements de sang, ils durent de 1 à 5 minutes selon la méthode utilisée ce temps comprenant systématique une compression finale afin de contrôler l’hémostase.

Impact sur les animaux

Les administrations répétées ainsi que les potentiels prélèvements sanguins peuvent induire des désagréments au niveau des sites d’administration et de prélèvement (douleur passagère, irritation, inflammation, induration mâchonnement et de fausse route pour la voie per os). Un stress lié aux différentes manipulations (administration de composés, contention, …) et tests comportementaux peut également apparaitre. De plus les inducteurs utilisés provoquent une hyper-locomotion transitoire. Si le prélèvement terminal de sang nécessite une mise à jeun (

Devenir

L'ensemble des animaux sera mis à mort à la fin de l'expérience, une partie des animaux est mise à mortpour faire des prélèvements, l’autre partie ne peut pas être replacée ou ré-utilisée car les animaux sont traités avec des substances aux effets inconnus à long terme.

Remplacement

Ainsi vue notre thématique d’étude, il nous est malheureusement impossible de remplacer notre modèle in vivo par un modèle in vitro ou in silico. En effet, l'analyse de l’hyperactivité nécessite une observation comportementale, uniquement possible chez l’animal vivant et vigile. Néanmoins, les molécules testées dans ce projet ont fait l’objet d’une sélection sur des tests in vitro afin de choisir celles qui ont le plus fort potentiel thérapeutique.

Réduction

Les expériences seront réalisées avec la volonté de réduire autant que possible le nombre d’animaux par condition expérimentale, mais toujours dans l’optique d’obtenir le maximum d’informations scientifiques par test. C’est pourquoi, très souvent, des prélèvements post-mortem seront associés aux études in vivo dans l’objectif de soutenir les données obtenues par des analyses histologiques ou biochimiques. Au regard de notre expertise, de la littérature et de la variabilité phénotypique inter-individuelle et d'une éventuelle différence inter-individuelle à l’exposition aux traitements, les groupes expérimentaux seront constitués au maximum de 10 animaux. En effet, selon nos données antérieures un effectif de 10 par groupe permet d’obtenir une bonne puissance statistique. Des analyses statistiques finales seront réalisées. Les animaux inclus dans ce projet vont nous permettre de mener 30 études réparties sur les 5 ans de l'autorisation.

Raffinement

Le bien-être des animaux est primordial durant les expérimentations. Ainsi, un certain nombre de mesures sont mises en œuvre, avec notamment l’intégration d’une phase d’acclimatation à l’arrivée des animaux sur site (minimum 1 semaine) avant toute expérimentation. Nous portons une attention particulière à fournir aux animaux des conditions optimales d’hébergement afin de réduire au maximum le stress lié à la captivité et aux expérimentations. Les animaux sont hébergés en cohorte pour respecter leurs besoins sociaux. Comme il est important que les animaux puissent exprimer certains de leurs comportements propres, nous fournissons un enrichissement important du milieu. Pour les rats, nous proposons un tunnel en carton afin de leur permettre de se cacher et des boules de bois permettant de jouer et de grignoter. Pour les souris nous proposons un tunnel en carton accroché à la grille de la cage afin d’en augmenter le volume utile, une maisonnette en carton afin de permettre aux animaux de se cacher, et de la frisure pouvant servir de matériel de nidification, de jeu et de matériel à grignoter. Les animaux sont observés tous les jours et leur comportement est suivi afin de déceler tout signe d’inconfort ou de stress. Les animaux sont pesés au minimum une fois par semaine, mais dès les premières administrations, ils sont pesés les jours d’injection ainsi que tous les jours d’expérience. Les manipulations sont faites par du personnel compétent. Le nombre et la durée des tests sont réduits et espacés autant que possible. Les administrations et les prélèvements qui peuvent être réaliser sous anesthésie le seront. De plus, nous avons établis des points limites afin de soustraire l’animal à une douleur qui serait inattendue. Si le traitement par le composé à tester induit des souffrances, nous envisagerons, en accord avec notre sponsor, la modification des doses ou l’arrêt du traitement. Si aucune solution n’est possible, l’animal sera mis à mort. Si de nouvelles approches moins stressantes ou douloureuses pour l’animal venaient à être mises au point après le début de ce projet, une concertation avec notre SBEA sera réalisée afin d’intégrer ces nouvelles pratiques dans nos procédures.

Choix des espèces

Dans le cadre de ce projet, nous utilisons des rats ou des souris non transgéniques. Le choix de l’espèce a une importance primordiale dans la recherche à visée médicale. Ce choix prend en compte plusieurs critères mais le critère majeur est la pertinence scientifique du modèle. Nous n’utilisons que des modèles fiables qui présentent une prédictivité reconnue, une bonne reproductibilité et dont l’extrapolation des conclusions à l’homme est largement admise. De plus, ces espèces disposent d’une énorme base d’informations physiopathologiques et d’outils de diagnostiques, permettant ainsi de réduire considérablement les expérimentations pilotes. Dans ce projet, nous utilisons des jeunes adultes (environ 6 semaines et 200-250g pour le rat et 5 semaines et 25g chez la souris). Nous avons fixé cet âge car les mécanismes de l’hyperactivité que nous induisons ne sont pas dépendants de l’âge et d’après nos études antérieures les animaux de cet âge répondent de façon reproductible et robuste au protocole.