Souris

Produire des lignées de souris transgéniques, importées de banques internationales ou créées sur place par CRISPR-Cas9 : 2 185 souris vont être utilisées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour 1 450 d'entre elles et modéré pour les 735 autres. Des femelles reçoivent deux injections hormonales à 48 heures d'intervalle pour être superovulées, d'autres sont opérées sous anesthésie de trente à quarante-cinq minutes pour qu'on leur réimplante des embryons dans l'utérus, et des mâles sont vasectomisés par section des canaux qui transportent les spermatozoïdes. Le porteur attend des douleurs après l'opération abdominale et des complications de cicatrisation, infection, gonflement ou ouverture de la plaie. Les femelles superovulées sont tuées pour recueillir leurs embryons, les receveuses après gestation et allaitement faute d'appareil reproducteur intact, et les mâles vasectomisés lorsque leur capacité d'accouplement est jugée nulle, constatée après huit accouplements sans résultat.

Objectifs

Pour comprendre les maladies humaines et développer des traitements efficaces, les chercheurs utilisent des technologies de plus en plus performantes. Les études des processus biologiques sont ainsi effectuées grâce à l’utilisation de banques de données, de culture de cellules voire de culture de tissus in-vitro. En revanche, seul un organisme intégré permet aujourd’hui d’étudier et de comprendre les interactions entre cellules, tissus et organes. La souris est un modèle de choix pour l’étude de mécanismes biologiques au cours de processus physiologiques ou pathologiques tels que les cancers. Notre projet consiste - À introduire au sein de notre animalerie des lignées de souris transgéniques déjà existantes dans des laboratoires extérieurs ou dans des banques internationales, par des techniques de reproduction assistée (ART). - En cas d’indisponibilité de ces modèles, créer de nouvelles lignées de souris transgéniques par des techniques de transgénèse notamment en utilisant la technologie CRISPR/Cas9 , prix Nobel 2020

Bénéfices attendus

Les souris transgéniques sont des modèles indispensables pour l’étude de la fonction et de la régulation de gènes au cours de processus biologiques physiologiques (développement embryonnaire, maintien de l’homéostasie tissulaire) et pathologiques (cancers, maladies immunitaires, maladies neurologiques…). Ces modèles sont aussi utilisés par la communauté scientifique pour tester les concepts permettant de développer de futures thérapies innovantes.

Procédures

Certaines femelles seront injectées 2 fois à 48H d’intervalle. Le geste ne dure que quelques secondes. D’autres femelles seront anesthésiées en vue d’être opérées pour une réimplantation d’embryons dans la cavité utérine (durée de l’anesthésie 30 à 45 minutes) Enfin, des mâles seront anesthésiés avant d’être opérés. L’opération consiste à couper les canaux qui transportent les spermatozoïdes (durée de l’anesthésie 30 à 45 minutes)

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues après les injections sont des douleurs liées à la piqûre elle-même. Les femelles réimplantées avec les embryons ainsi que les mâles vasectomisés subissent une chirurgie. Une douleur est attendue à la suite de l’opération abdominale. Aussi la cicatrisation peut rencontrer certains problèmes : infection, gonflement, ouverture de la plaie

Devenir

Il est nécessaire de mettre à mort les femelles superovulées pour recueillir les embryons à une cellule. Les mâles vasectomisés sont utilisés pour leur capacité d’accouplement. Ils sont mis à mort lorsque cette capacité est nulle, établie après 8 accouplements sans femelle accouplée. Nous transférons des embryons chez des femelles receveuses en effectuant une incision au niveau de l’appareil reproducteur. Ces souris ne présentent donc pas d’appareil reproducteur intact pour pouvoir être réutilisées pour une deuxième expérience. Elles sont mises à mort après avoir mené à terme leur gestation et allaitement

Remplacement

En amont du projet, les chercheurs effectuent systématiquement des analyses préalables in-vitro quand cela est possible (culture de cellules, organoïdes…). Cependant, seul un organisme intégré permet d’étudier et de comprendre les interactions entre les cellules dans les tissus et organes. Le recours à l’animal est justifié pour chacune des lignées utilisées (développement des projets des équipes de recherche). Nous favoriserons l'importation de modèles transgéniques déjà répertoriés et caractérisés dans des bases de données. Cependant, si le modèle n'est pas disponible, nous créerons un modèle innovant par les approches de transgénèse ou de FIV

Réduction

Nous avons optimisé nos procédures pour générer des modèles innovants de souris génétiquement modifiées. Nous associons la technologie CRISPR/Cas9 (Prix Nobel de chimie 2020) à la technologie d’électroporation d’embryons pour le transfert de matériel génétique dans le noyau des embryons à une cellule. De nombreuses améliorations ont été apportées : • Optimisation des outils CRISPR/Cas9 grâce à des analyse in-silico • Choix des souches de femelles receveuses les plus adaptées pour recevoir ces embryons et mener à bien les gestations et les allaitements. Ces optimisations nous ont permis de diminuer d’un facteur 2 le nombre de souris donneuses et receveuses nécessaires à la création d’un modèle génétiquement modifié Nous avons également développé la technique de Fécondation In-Vitro (FIV), permettant la production de cohortes d'animaux de même âge tout en diminuant fortement le nombre d’animaux utilisé. Les approches de transgénèse et de reproduction assistée n’utilisent pas d’approche statistique.

Raffinement

L’ensemble des procédures nécessitant de la chirurgie se fait sous anesthésie générale, par ailleurs des analgésiques permettent de prendre en charge la douleur liée à ces chirurgies. Un fluide réhydratant chauffé à 37°C est systématiquement injecté en fin de chirurgie afin d’éviter des problèmes de déshydration et permettre un réveil de qualité. Les souris opérées sont placées sur un tapis chauffant et reçoivent de la nourriture riche en graisses (9.9%) ainsi que des graines de tournesol disposées au fond de la cage. Cette disposition leur permet de se nourrir sans avoir à se mettre sur leurs pattes arrière et tirer sur leurs cicatrices. Les animaux seront surveillés pendant les 2 jours suivant l’opération pour vérifier que la cicatrisation se passe bien Il est extrêmement rare d’observer des complications dans ce types d’expériences. Néanmoins, la grille de score permettra l’arrêt l’expérience en cas d’observation d’une souffrance chez l’animal

Choix des espèces

La souris est un excellent modèle pour réaliser des modèles génétiquement modifiés pour plusieurs raisons - il s’agit d’un mammifère avec un génome proche de celui de l’humain (99%) - reproduction rapide : 3 semaines de gestation puis les animaux sont matures sexuellement à 8 semaines - taille des portées conséquente : (entre 6 et 10 petits) - manipulation génétique aisée - superovulation efficace et embryons faciles à injecter Nous n’utilisons que des souris adultes car nous les utilisons pour leur fonction reproductrice. Les femelles sont utilisées jusqu'à l'âge de 6 mois, tandis que les mâles sont utilisés jusqu'à l'âge de 12 mois.

1 550 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour 60 d'entre elles et modéré pour les 1 490 autres. Chacune reçoit une injection de bactéries, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa ou Staphylococcus aureus, destinée à provoquer une septicémie généralisée qui, sans traitement efficace, conduit à la mise à mort dans les 24 heures suivant l'inoculation. S'y ajoutent jusqu'à deux injections par jour pendant huit jours, des prélèvements de sang au sinus rétro-orbitaire, à la veine caudale ou à la veine mandibulaire, et des séances d'imagerie de bioluminescence sous anesthésie. Le porteur annonce une surveillance jusqu'à trois fois par jour pour éviter toute souffrance inutile, et écarte dans le même texte les analgésiques anti-inflammatoires, qui biaiseraient le développement du modèle.

Objectifs

D’après le site de l’Organisation Mondiale de la Santé et des données scientifiques, en 2017, près de 50 millions de cas de septicémie et 11 millions de décès liés à cette maladie ont été recensés dans le monde. Cela représente encore près de 20% de l’ensemble des décès dans le monde dont près de la moitié ont été enregistrés chez les enfants de moins de 5 ans. Le sepsis est généralement causée par des bactéries nosocomiales, bien souvent résistantes aux traitements disponibles sur le marché, induisant rapidement un choc septique généralisé conduisant au décès du patient. Il y a donc une urgence dans la recherche et dans la découverte de nouveaux traitements efficaces contre ces bactéries multi-résistantes aux traitements. Ce projet consiste à développer et caractériser de nouveaux modèles murins de sepsis générés par infection avec des bactéries bioluminescentes ou non de type E. Coli, K. Pneumoniae, A. Baumannii, P. Aeruginosa ou encore S. Aureus. Ces modèles serontensuite utilisés dans le cadre du développement de nouveaux traitements des infections septicémiques non traitables et causées par des souches multirésistantes aux traitements (MDR).

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’identifier de nouveaux traitements antibiotiques permettant de mieux contrôler et d’améliorer la prise en charge des infections bactériennes responsables de septicémies rencontrées notamment dans les hôpitaux.

Procédures

Les animaux recevront des injections par voie intraveineuse dans la veine caudale, intrapéritonéale, par gavage ou sous cutané en interscapulaire sur animal vigile. Les injections sur animal vigile seront réalisées en quelques secondes (temps inférieur à 1 minute).Des injections en intramusculaires pourront être réalisées sur animaux sous anesthésie légère et dureront (en comptant l’anesthésie) environ 5 minutes. En cas de doses répétées, la fréquence des injections ne pourra dépasser 2 injections par jour et la dose de 5mL/kg par jour pour les intraveineuses, 10mL/kg par jour pour les intrapéritonéales, 5mL/kg par jour et ce pendant maximum 5 jours pour les injections sous-cutanées, 20mL/kg par jour pour le gavage et enfin 0.1mL/kg par site et par jour avec au maximum 2 sites par jour. La durée du traitement pourra s’étendre sur toute la durée de l’étude soit jusqu’à 8 jours. En cas d’utilisation de souches bactériennes bioluminescentes, des suivi de la bioluminescence seront réalisés sur animaux anesthésiés afin d’éviter tout mouvement des animaux pendant les phases d’acquisition des images. La durée de l’acquisition de bioluminescence, en comptant l’anesthésie, sera d’environ 10 minutes par animal. Des prélèvements (de sang à différents délais et d’organes uniquement après euthanasie) pourront être réalisés sous anesthésie en respectant les volumes et les fréquences de prélèvements classiquement décrits. Les prélèvements seront réalisés sous anesthésie et pourront être effectués au niveau du sinus rétro-orbitaire (SRO) en respectant une alternance entre les deux yeux entre deux prélèvements et un délai de 14 jours avant d’effectuer un nouveau prélèvement sur un même oeil, au niveau de la veine caudale, de la veine mandibulaire en respectant une alternance entre la veine gauche et droite entre deux prélèvements ou intracardiaque (uniquement à euthanasie et sous anesthésie de l’animal). Le choix d’une voie par rapport à l’autre se fera en fonction de la quantité des prélèvements ou injections prévus via cette voie. Les prélèvements d’organes (comme le cerveau, le cœur, les poumons, le foie, la rate, les intestins, les reins etc) ne seront effectués qu’après euthanasie des animaux afin de les peser, de réaliser des quantifications bactériennes ou tout autre analyse qui serait jugée utile à l’étude.

Impact sur les animaux

Les modèles de septicémies testés ici sont attendus comme étant des modèles d'infection généralisée pouvant induire, en l’absence de traitement efficace, l’euthanasie des animaux dans les 24 heures post-inoculation. Ainsi, un suivi extrêmement réguliers et vigilants de l’état de santé des animaux (jusqu’à trois fois par jour) sera mis en place pour éviter toute souffrance inutile de l’animal et une réaction rapide en cas de dégradation brutale et irréversible de son état de santé. Les animaux seront manipulés régulièrement pour différents actes avec ou sans anesthésie susceptibles d’induire un stress : pesées, suivi clinique, injections et acquisition d’imagerie optique. Les animaux pourront présenter des réactions différentes selon les produits testés et selon les voies d’administration choisies pouvant entrainer l’apparition de signes cliniques et/ou une perte de poids.

Devenir

Le modèle d’infection étant généralisé (septicémie) et les études d’efficacité ou de biodistribution d’un traitement nécessitant des prélèvements d’organes afin de réaliser des analyses, les animaux seront systématiquement euthanasiés en fin d’étude.

Remplacement

Malheureusement à ce jour, malgré les évolutions constantes des modèles in-vitro et in-silico, aucun modèle ne permet de remplacer totalement le modèle animal d’autant plus dans le cas d’une infection généralisée comme celui de la septicémie.

Réduction

L’utilisation de bactéries auto-bioluminescentes permettra de réaliser un suivi au cours du temps le niveau de charge bactérienne sur les mêmes animaux (sans nécessiter d’euthanasie) et donc de diminuer le nombre d'animaux utiles au projet. De plus, le nombre d’animaux inclus dans chaque étude fera l’objet d’une évaluation afin d’adapter le nombre d’animaux par groupe en fonction de l’état d’avancement du développement du candidat médicament. Pour les études pilotes permettant de déterminer la charge de l’inoculum bactérien, en fonction de la souche de bactéries utilisées et du modèle murin, à minima trois groupes de 5 souris seront constitués afin de déterminer la dose bactérienne appropriée à la souche de souris utilisée. A l’inverse, si des résultats préliminaires de dose infectieuse d’un inoculum bactérien auraient été obtenus par exemple sur une autre souche de souris et nécessiterait une confirmation afin de choisir la dose la plus appropriée pour la nouvelle souche de souris testée, seulement deux groupes de 5 souris pourraient alors être utilisés aux deux doses en balance. Pour les études de biodistribution à minima deux groupes de 5 souris seront nécessaires afin de comparer la localisation du traitement en présence et en absence d’une infection bactérienne. Ce nombre de groupe pourrait être augmenté dans le cas où la biodistribution du traitement d’essai serait évalué en plusieurs modèles d’infection ou comparé avec la biodistribution d’un traitement de référence. De même, pour les candidats médicaments testés en primo-attention des groupes de 5 souris minimum seront constitués. A l’inverse, pour les traitements ayant déjà été préalablement testés et dont les résultats seraient encourageants, le nombre de souris inclus dans chaque groupe pourrait être augmentée afin de mettre en évidence une ou des différence(s) statistique(s). Si un test paramétrique peut être utilisé, un test t de student sera utilisé pour comparer 2 groupes et une Anova avec test de Dunett sera utilisé pour comparer un groupe versus un groupe contrôle ou test de Newman-Keuls pour comparer des groupes entre eux 2 à 2. Si un test non paramétrique doit être utilisé, un test de Wilcoxon sera choisi pour comparer 2 groupes et un test de Kruskall-Wallis sera utilisé pour comparer n groupes versus un groupe contrôle et un test de Friedman pour comparer n groupes entre eux 2 à 2.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en cage en portoir ventilés autant que possible en groupes sociaux, seule la souris BKG non infectée (contrôle du bruit de fond de bioluminescence) sera isolée dès le début de l’étude, afin d’éviter une contamination par ses congénères. En cas d’agressivité, des enrichissements supplémentaires (cachette supplémentaire ainsi qu’un morceau de papier en cellulose de bois) seront ajoutés dans la cage afin de limiter au maximum l’agressivité et de ne pas avoir recours à l’isolement de l’animal agressif en première instance. En cas d’hébergement individuel, les cages seront organisées de manière à permettre à minima un contact visuel avec les animaux des cages adjacentes et un enrichissement supplémentaire pourra être apporté. Les actes techniques, en particulier ceux nécessitant une anesthésie des animaux seront, autant que possible, regroupés et limités à une fois par jour. Dans le cas où, toutefois, dans la même journée plusieurs anesthésie devraient avoir lieu, un gel oculaire serait appliqué afin de limiter le dessèchement cornéen. Au cours de ces études, pour éviter toute souffrance animale inutile, les animaux pourront être suivi par du personnel formé et qualifié jusqu’à trois fois par jour (poids, suivi clinique avec grille de scoring (décrites dans le § 3.3.2.2) et mesure de la température par puce implantée en sous-cutanée) en fonction de la virulence de la souche bactérienne inoculée ainsi que des stades de progression de l’infection. Cela permettra de détecter les stades précoces d’un état de santé dégradé et irrémédiable justifiant le recours à l’euthanasie éthique. Ce suivi renforcé pourra être complété par une visite vétérinaire. Le modèle voulant le développement d’une infection généralisée accompagnée d’une réaction inflammatoire, le recours aux analgésiques limitant l’inflammation ne pourra malheureusement pas être envisagé afin de ne pas biaiser le développement du modèle.

Choix des espèces

L’espèce souris a été choisie car c’est un modèle standard et polyvalent (multiplicité des souches disponibles dont certaines sans poils), régulièrement utilisé dans les études d’infections bactériennes. De plus, sa taille réduite permet l’utilisation de technique d’imagerie optique corps entier ce qui est cruciale pour le suivi d’une infection généralisée. Les souches de souris sans poils (immunocompétentes ou immunodéficientes) seront privilégiées dans le cas d’utilisation de souches bactériennes OGM bioluminescentes afin d’obtenir les résultats les plus pertinents (absence de la bioluminescence naturelle des poils donc augmentation de la sensibilité). Les animaux utilisés pour ce projet seront des jeunes adultes d’environ 6 à 7 semaines au moment du démarrage d’une étude. Ce stade de développement est celui habituellement utilisé pour ce type d’étude (pas de contrainte spécifique liée à l’âge) et permet d’avoir des animaux d’un poids d’environ 20g en s’affranchissant de la période de croissance.

Jusqu'à deux prises de sang par semaine pendant un mois, dont deux au plus au sinus avec une pommade anesthésique sur l'œil, et une injection dans le liquide céphalorachidien sous anesthésie : 21 600 rongeurs, 7 200 souris, 7 200 rats et 7 200 cochons d'Inde, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, tous tués à l'issue pour prélever sang, tissus et organes. Le projet est une offre de prestation : mesurer comment des candidats médicaments se répartissent dans l'organisme et s'ils sont tolérés, afin de fixer les doses des études d'efficacité et des premiers essais cliniques. Les composés passent par la bouche, le nez, les veines, les muscles, l'abdomen ou sous la peau, et certaines voies exigent un abord chirurgical, source de douleur et d'inflammation. Aucune ligne ne justifie l'emploi des cochons d'Inde, et le porteur rapporte l'effectif de 21 600 à la seule "variabilité des modèles et des techniques de dosage".

Objectifs

Quelle que soit la voie d'administration, un médicament doit atteindre son organe cible pour être actif, à une concentration suffisante sans être toxique. L'obtention de la bonne concentration du produit au niveau de son organe cible dépend de son profil pharmacocinétique, obtenu par une voie d'administration et selon une fréquence d'administrations spécifiques, dans une formule donnée. C'est dans ce contexte que s'inscrit ce projet qui a pour objectif de réaliser des études de pharmacocinétique de candidats médicaments chez les rongeurs pour traiter différentes pathologies, pour définir le devenir du produit dans l'organisme, déterminer l'exposition des animaux au produit, au niveau plasmatique et de certains organes, de définir les doses pouvant être administrées pour les études d'efficacité et lors des premières études cliniques et de sélectionner les formulations optimales. Les différentes voies d'administration pouvant être réalisées chez le rongeur sont : la voie orale, intraveineuse, sous-cutanée, intramusculaire, intrapéritonéale, intranasale, directement dans le liquide céphalorachidien par injection intrathécale. Pour certaines pathologies, l'utilisation de voies locales permet d'obtenir une meilleure efficacité en réduisant les effets systémiques non désirables. L'utilisation de formulations innovantes et/ou à libération prolongée, permet d'améliorer la biodistribution du produit et/ou d'augmenter la durée de l'efficacité des traitements, pour diminuer le nombre des administrations parfois invasives et/ou obtenir une concentration active stable dans le temps. Des prélèvements sanguins pourront-être réalisés soit à des temps spécifiques post-administration soit en fin d'étude pour effectuer les dosages du principe actif ou de ses métabolites, ou le dosage de biomarqueurs. Des prélèvements d'organes et de tissus pourront-être réalisés post-mortem pour les dosages du principe actif ou de ses métabolites, ou le dosage de biomarqueurs. La tolérance de ces candidats médicaments pourra aussi être évaluée in vivo par observation de signes cliniques (poids, comportement, douleur), au niveau local par observation du site d'injection de modifications macroscopiques comme la présence de signes d'inflammation, et post-mortem par des analyses des tissus soit globales (ELISA, PCR, etc...), soit histologiques. Ce projet a donc pour objectif de tester la tolérance et l'atteinte des organes cibles de thérapies innovantes dans diverses pathologies.

Bénéfices attendus

Ces études de pharmacocinétique et de tolérance constituent un prérequis dans le développement de candidats médicaments, quelle que soit l’indication. Nous espérons grâce à ce projet permettre la poursuite du développement des composés et formulations ayant démontré une bonne tolérance et une bio distribution pertinente pour le traitement de différentes pathologies. Ces études pharmacocinétiques et de tolérance permettront de sélectionner les composés les plus pertinents en fonction de leurs propriétés de biodistribution et de leur innocuité, de déterminer la formulation permettant une délivrance optimale et la concentration à utiliser pour atteindre la concentration thérapeutique dans le tissu / fluide/ organe cible.

Procédures

Administration de composés à tester ou de produit de référence : -L’administration de médicaments vétérinaires (anesthésiques/antalgiques) suivant les bonnes pratiques vétérinaires qui pourront être quotidiennes pendant 7 jours au maximum. Durée de l’intervention entre 5 minutes (Isoflurane) et 1h 00 (MMF). -Une administration intrathécale unique sous anesthésie générale, administration systémique ou intranasale sur l’animal éveillé en contention. Durée de l’intervention entre 5 minutes (administration systémique) et 1h 00 (administration intratéchale). -Des prélèvements sanguins pourront être réalisés : 1 à 2 par semaine (dans la limite des contraintes liées à la récupération des animaux et aux spécificités du site de ponction), jusqu’à la fin de l’étude.( 1 mois maximum après l'injection du principe actif). Durée de l’intervention maximum 5 minutes. Pour les prélèvements sanguins nous pouvons prélever au maximum: -Pour une ponction unique jusqu’à 10% du volume sanguin total suivi d’une période de récupération de 3 semaines. -Pour des prélèvements répétés dans la limite de 20% du volume sanguin total sur une période de 14 jours. En fonction de la fréquence et du volume minimum nécessaire aux analyses nous adapterons le site de ponction et éventuellement la réalisation des prélèvements sous anesthésie.

Impact sur les animaux

Les nuisances et effets indésirables attendus dans des études de pharmacocinétique ou de tolérance sont : (1) la douleur ou le stress possiblement induit lors de l’administration du candidat médicament par voir systémique ou locale. Un stress peut être présent associé à la contention et une légère douleur liée à l’introduction d’une aiguille. (2) des contraintes modérées associées au prélèvement sanguin au niveau du sinus. (3) des douleurs ou des processus inflammatoires induits par les voies d’administration nécessitant un abord chirurgical.

Devenir

Les animaux sont euthanasiés en fin de procédure car le sang, certains tissus et organes sont prélevés afin de réaliser des analyses.

Remplacement

Le recours à l’animal de laboratoire est nécessaire car il n’existe pas de méthodes alternatives validées pour mesurer la biodisponibilité et la tolérance de molécules dans les organes cibles après administration systémique ou locale. La pharmacocinétique de nouveaux traitements ne peut pas être étudiée via la culture cellulaire ou les modèles informatiques. Néanmoins nous réalisons une veille bibliographique active afin de suivre les modèles de remplacement qui sont susceptibles d’être développés à l’avenir.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaire a été estimé, en tenant compte de la variabilité des modèles et des techniques de dosage de pharmacocinétique. Ce nombre d’animaux nous permettra d’avoir des résultats fiables sans utiliser plus d’animaux que nécessaire.

Raffinement

Ce projet fait l’objet d’une démarche spécifique dans la réalisation des études par du personnel formé aux méthodes, compétent et habilité dans le respect des principes éthiques : Le contenu de ces études intègre les impératifs éthiques tels que les modalités d’administration et de prélèvement, l’hébergement et l’enrichissement du milieu spécifique pour chaque espèce étudiée, mais aussi la prévention de toute douleur, détresse ou inconfort chez l’animal. Si nécessaire, de l’aliment sera mis sur le sol des cages la veille et deux jours après l’administration du composé afin de faciliter l’accès à la nourriture. De même si nécessaire, afin de faciliter l’accès à l’eau des biberons adaptés (tige longue pour souris) et/ou de l’hydrogel seront mis à disposition des animaux. Lors des procédures d’anesthésie de plus de 15 minutes, les animaux sont placés sur des tapis chauffants et un gel oculaire est appliqué. Une hydratation par administration de sérum physiologique est mise en place après les anesthésies qui vont avoir une durée supérieure à 30 minutes. Des protocoles d’analgésie adaptés sont mis en place lorsque cela est nécessaire, notamment pour les procédures impliquant des chirurgies. Afin de limiter et pallier cet effet indésirable, une administration d’anesthésiques et/ou antalgiques par voie systémique, suivant les recommandations des bonnes pratiques vétérinaires (introduction d’une aiguille), sera réalisée. Selon le cas, une habituation à la manipulation pourra aussi être effectuée afin de limiter le niveau de stress de l’animal. Les contraintes modérées associées aux modalités d’administration, aux prélèvements sanguins et au niveau du sinus (2 prélèvements au maximum pour diminuer le risque de lésion et en appliquant une pommade ophtalmique anesthésique locale) sont réalisés sous anesthésie-analgésie pour les plus invasifs en limitant le plus possible la contention de l’animal. L’état clinique des animaux est surveillé au moins quotidiennement, des pesées ou des mesures sont réalisées comme la prise de température, les examens sanguins…afin d’anticiper au maximum l’apparition de toute douleur et de mettre en place des mesures spécifiques (arrêt anticipé de l’étude, mise en place de soins…) par le responsable de l’étude en concertation avec le vétérinaire clinicien en application des points limites stricts et spécifiques du projet.

Choix des espèces

Les animaux utilisés sont des adultes pour lesquels les différents organes sont complètements formés et fonctionnels. En amont une évaluation est faite sur le choix des modèles les plus pertinents selon le type de pathologie à traiter, et le mode d’administration préféré : l’utilisation de voies locales permet d’obtenir une meilleure efficacité en réduisant les effets systémiques non désirables. L’utilisation de formulations innovantes et/ou à libération prolongée, permet d’améliorer la biodistribution du produit et/ou d’augmenter la durée de l’efficacité des traitements, pour diminuer le nombre des administrations parfois invasives et/ou obtenir une concentration active stable dans le temps. Le mécanisme d’action de la thérapie à tester permettra également de sélectionner le meilleur modèle de rongeur pour réaliser les études d’efficacité et donc de pharmacocinétique.