Souris

Irradiées sans anesthésie puis greffées avec des cellules leucémiques humaines, 1 600 souris dépourvues de système immunitaire seront toutes tuées pour prélever rate et moelle osseuse, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Elles subissent jusqu'à dix ponctions de moelle osseuse dans la patte, six prises de sang à la joue et des cycles de traitement quotidien de 28 jours répétés jusqu'à trois fois. Le porteur qualifie ces procédures de "rapides, non invasives et maîtrisées", tout en indiquant que la prolifération des cellules leucémiques peut faire souffrir l'animal, avec perte de poids et diarrhées. Il juge le recours à un animal entier vivant "nécessaire et indispensable" au motif que les lignées cellulaires ne reproduisent pas la diversité des leucémies des patients.

Objectifs

Les leucémies aiguës (LA) sont des cancers agressifs du sang affectant les différents types de cellules de notre système immunitaire. Notre objectif est de générer des modèles d’étude de ces leucémies humaines en injectant les cellules leucémiques humaines provenant des prélèvements faits sur les patients dans des souris dépourvus de système immunitaire (absence de rejet de greffe). L’établissement de ces modèles nous permettra d’élucider les mécanismes biologiques de ces leucémies et de tester l’efficacité thérapeutique de molécules déjà utilisées en médecine humaine dans le but d’améliorer les traitements proposés aux patients atteints de leucémies.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra une meilleure compréhension des mécanismes biologiques à l’origine de la transformation des cellules normales en cellules leucémiques mais aussi des mécanismes responsables des résistances aux traitements par la chimiothérapie et des rechutes. A terme, ce projet devrait permettre d’améliorer les thérapeutiques futures en proposant des traitements ciblés plus efficaces et moins toxiques dans le but d’améliorer le devenir des patients.

Procédures

Pour mettre en place le modèle d’étude, des souris dépourvues de système immunitaire et non anesthésiées seront d’abord soumises à une irradiation de 90 secondes afin de réduire le nombre de cellules sanguines murines et faciliter la greffe, survie et prolifération des cellules leucémiques humaines injectées. Le lendemain les cellules leucémiques humaines seront injectées en une fois soit par voie intraveineuse dans la veine de la queue de la souris non anesthésiée (durée 30 secondes) soit directement dans la moelle osseuse au niveau de la patte des souris anesthésiées et analgésiées. (durée 3 min maximum). Afin de suivre le développement du cancer, des prélèvements de moelle osseuse dans la patte des souris anesthésiées et analgésiées (3 minutes maximum) seront réalisés une fois par mois et au maximum 10 fois. En complément, des prélèvements de sang au niveau de la veine de la joue des souris (30 secondes maximum) sans anesthésie seront réalisés 2 fois par mois et au maximum 6 fois. Les molécules thérapeutiques seront administrées quotidiennement aux souris sans anesthésie soit oralement (avec une sonde de gavage ; durée 1 min) soit par voie intraveineuse (dans la veine de la queue ; durée 30 sec) soit par voie intrapéritonéale (au niveau de l’abdomen ; durée 30 sec). Des cycles de traitement d’une durée de 28 jours seront réalisés et pourront être répétés au maximum 3 fois De l’imagerie non invasive sur souris anesthésiées (ayant reçu une injection intrapéritonéale d’une molécule permettant la visualisation des cellules leucémiques) pourra dans certains cas remplacer les prélèvements de sang ou de moelle osseuse pour le suivi de la réponse aux molécules thérapeutiques testées (durée de l’imagerie= 15 min).

Impact sur les animaux

Les procédures réalisées sont rapides, non invasives et maîtrisées par l’ensemble du personnel. Cependant, l’irradiation des souris peut causer du stress et des diarrhées. L’implantation des cellules leucémiques peut causer une douleur légère et brève au niveau du site d’injection. Les prélèvements de sang et moelle osseuse peuvent causer une douleur légère et brève au niveau du site de prélèvement. L’administration de molécules thérapeutiques peut causer un stress ainsi qu’une douleur légère et brève au site d’injection. La prolifération des cellules leucémiques peut causer une souffrance pour l’animal qui pourra se manifester par une modification du comportement ou de l’apparence physique en cas de manque de toilettage ; le plus souvent une perte de poids et des diarrhées précéderont ces évènements.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue des procédures expérimentales et au plus tard 12 mois après l’implantation des cellules leucémiques humaines en cas d’échec de greffe afin de collecter les différents organes tels que la rate et la moelle osseuse. Cela permettra de réaliser des analyses complémentaires sur les cellules leucémiques mais également de les conserver afin de permettre des utilisations mutualisées.

Remplacement

Les lignées de cellules leucémiques existantes ne permettent pas de représenter la diversité des leucémies observées chez les patients ni de modéliser les étapes de passage de cellules normales en cellules cancéreuses ni les mécanismes biologiques responsables des résistances aux traitements et des rechutes. De plus à ce jour il n’existe que quelques modèles de culture en milieu artificiel (in vitro) qui permettent seulement de maintenir temporairement des cellules leucémiques humaines mais leur pertinence reste partielle car cela ne récapitule pas la complexité de l’environnement physiologique ou pathologique des cellules humaines. Au contraire, l’utilisation d’un modèle animal entier vivant assure la présence d’un environnement complexe récapitulant les conditions retrouvées chez les patients. Ainsi l’utilisation d’un modèle utilisant un animal entier vivant est donc nécessaire et indispensable pour étudier la biologie des leucémies et tester des molécules thérapeutiques dans le but d’améliorer les traitements proposés aux patients.

Réduction

Afin d’obtenir des différences statistiques significatives tout en réduisant au maximum le nombre d’animaux utilisés, nous avons réalisé une estimation du nombre d’animaux nécessaires et suffisants définie à l’aide d’une analyse statistique. Pour certains modèles, de l’imagerie in vivo non invasive sera réalisée permettant de faire un suivi en direct de l’évolution de la maladie et de l’efficacité des traitements. De plus cela permettra d’anticiper les signes cliniques visibles.

Raffinement

Une surveillance quotidienne visuelle sera réalisée par l’animalier ou les expérimentateurs. Nous serons également attentifs en veillant à ce que tous les animaux soient maintenus autant que possible en groupe et que l’enrichissement du milieu soit adapté, notamment pour les animaux qui se retrouveraient isolés en cours d’expérience. Toutes les cages auront un enrichissement (papier kraft, tunnel, buchette de bois). Les animaux dépourvus de système immunitaire seront hébergés dans des conditions permettant d’éviter tout risque d’infections. Une surveillance clinique hebdomadaire du comportement, de l’apparence physique, du poids sera effectuée par les expérimentateurs dès l’implantation des cellules leucémiques humaines et jusqu’à la fin de la procédure (ou au plus tard 12 mois après l’implantation en cas d’échec de greffe). Une surveillance biologique mensuelle par prélèvement de moelle osseuse et bimensuelle par prélèvement de sang sera également effectuée afin de détecter et quantifier la prolifération des cellules leucémiques humaines implantées. Le suivi des animaux se fera en à l’aide d’une grille de points limites définis, suffisamment précoces et prédictifs avec un système de scores. Toute souris présentant des signes de souffrance ou atteignant les points limites pendant la durée de l’expérience sera euthanasiée sans attendre et analysée. De plus, le recours à de l’imagerie in vivo non invasive permettra de suivre en direct l’évolution de la maladie et d’anticiper les signes cliniques visibles.

Choix des espèces

L’utilisation de souris adultes dépourvues de système immunitaire est largement décrite dans la littérature scientifique depuis de nombreuses années comme étant le meilleur modèle pour la greffe de cellules leucémiques humaines. Ce modèle permet également d’étudier la biologie des leucémies humaines, et de servir de modèles précliniques permettant de tester de nouvelles molécules thérapeutiques dans un environnement tumoral complexe se rapprochant de ce qui se passe chez les patients. De plus, nous avons une bonne connaissance des signes de douleur et de souffrance des souris et donc de leur prise en charge Nous utiliserons des souris adultes, âgées de 7 à 12 semaines, afin de garantir une prise de greffe maximale des cellules leucémiques humaines.

Nourries douze semaines avec un régime riche en graisses saturées et en sucres, 192 souris subissent trois gavages, trois injections intrapéritonéales et des prélèvements de sang à la queue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, avant d'être toutes tuées. Le porteur décrit des périodes d'isolement en cage, dont deux jours sur une grille de mise à jeun, un jeûne nocturne de douze heures et des contentions de trois minutes dans un tube d'imagerie, gestes qu'il qualifie lui-même de stressants ou anxiogènes. Le surpoids peut gêner leurs déplacements, ce qu'il affirme n'avoir jamais observé après trois mois de régime. Il écarte le remplacement en une phrase, l'étude portant sur plusieurs organes, ce qui rend selon lui le recours au modèle animal "indispensable".

Objectifs

L’excès de lipides alimentaires est associé à l’obésité via un excès d’apport énergétique et une élévation de l’inflammation. CD36 est un récepteur membranaire exprimé notamment au niveau intestinal et qui semble contrôler la formation des lipoprotéines synthétisées par l’intestin au cours de la digestion. Ces lipoprotéines véhiculent les lipides alimentaires mais aussi des molécules pro-inflammatoires issues du microbiote intestinal. Dans de précédents projets, nous avons étudié l’impact de régimes hyperlipidiques riches en acides gras insaturés (Isio4) ou saturés (huile de palme). L’objectif de ce projet sera donc d’évaluer la contribution du CD36 intestinal dans la mise en place de l’obésité induite par un régime de type occidental (riche en graisses et en sucres) aussi appelé Western Diet (WD, 40% acides gras saturés et 30% sucres) car celui-ci représente davantage les habitudes de consommation actuelles. En effet, le CD36 intestinal pourrait constituer une cible thérapeutique dans le traitement des pathologies associées à un excès de lipides. Pour ce faire nous utiliserons des souris déficientes en CD36 spécifiquement au niveau des cellules intestinales responsables de l’absorption des lipides alimentaires, comparées à des souris contrôles. 96 souris contrôles et 96 souris déficientes en CD36 spécifiquement au niveau intestinal seront nourries soit avec un régime standard (STD), soit avec un régime occidental type Western Diet (WD) durant 12 semaines (temps nécessaire pour observer des effets). Afin d’étudier les variations liées au sexe (comme par exemple le niveau de lipémie postprandiale), l’intégralité de ce projet sera réalisée sur des groupes constitués de 50% de mâles et 50% de femelles. 192 animaux au total seront donc utilisés.

Bénéfices attendus

Ce travail devrait permettre de répondre aux questions suivantes : 1) Le CD36 intestinal modifie-t-il la dépense énergétique en régimes standard et de type Western Diet (riche en acides gras saturés et en sucres) ? 2) Le CD36 intestinal modifie-t-il les capacités d’absorption intestinale des lipides alimentaires et l’adaptation intestinale à un régime riche en acides gras saturés ? 3) Le CD36 intestinal modifie-t-il l’inflammation et l’écologie du microbiote en régimes standard et de type Western Diet (riche en acides gras saturés et en sucres) ? 4) Le CD36 intestinal modifie-t-il l’effet obésogène de l’excès de lipides alimentaires saturés ? En fonction des résultats obtenus dans ce projet, CD36 pourrait constituer une cible thérapeutique en cas de surconsommation de lipides alimentaires.

Procédures

L’ensemble de l’effectif du projet recevra un régime alimentaire spécifique (standard ou obésogène de type Western Diet) et sera soumis à un suivi de masse corporelle hebdomadaire (12 pesées sur 12 semaines de régime), ainsi qu’un suivi de masse grasse et masse maigre par EchoMRI (technique de mesure non invasive nécessitant une simple contention pendant 3 minutes) en semaines 0, 2, 4 et 12 (4 mesures par souris au cours du régime). La procédure 1 est appliquée à la moitié de l’effectif pour laquelle des mesures de prise alimentaire et de récolte des fécès dans la cage seront réalisées, en semaines 0 et 11 : 5 jours d’isolement en cage transparente dont 2 jours sur grille de mise à jeun en inox avec pot en verre comme enrichissement. Trois gavages seront réalisés à 3 semaines d’intervalle minimum (S-2, S6 et S9) : les premiers avec du glucose et le troisième avec de l’huile. Le gavage est un geste rapide (moins de 10 secondes) et effectué par du personnel formé. Trois injections intrapéritonéales seront réalisées à 2 semaines d’intervalle minimum (S-1, S7 et S9) : les premières avec de l’insuline et la troisième avec du tyloxapol). L’injection intrapéritonéale est un geste rapide (moins de 10 secondes) et effectué par du personnel formé. Des prélèvements sanguins au niveau caudal par simple pression après une légère incision du bout de la queue (0,5-1mm) et post anesthésie locale (crème EMLA 30-45 minutes avant le premier prélèvement) seront également réalisés en semaines -1, -2, 6, 7 et 9 (environ 1min par souris par prélèvement). La procédure 2 est appliquée à l’autre moitié de l’effectif où une mesure de la dépense énergétique est réalisée en semaine 7. Cette mesure est indolore et non invasive et s’effectue dans des cages spécifiques de mesure. Elle nécessite 5 jours d’isolement (3 jours d’habituation et 2 jours de mesure). Une injection intrapéritonéale et un gavage à l’huile seront réalisés une seule fois en semaine 4. Des prélèvements sanguins au niveau caudal après légère incision du bout de la queue (0,5-1mm) et post anesthésie locale (30-45 minutes avant le premier prélèvement) seront réalisés en semaines 0 et 4.. A l’issue du régime en semaine 12, l’ensemble de l’effectif sera utilisé pour un dernier gavage à l’huile (le gavage est un geste rapide (moins de 10 secondes) et effectué par du personnel formé) et prélèvement sanguin sous anesthésie générale, puis sera euthanasié pour réaliser des prélèvements d’organes.

Impact sur les animaux

Les animaux en régime WD peuvent avoir des difficultés à se mouvoir en raison du surpoids. Toutefois, cela n’est jamais observé après 3 mois de régime. Le projet requiert d’individualiser les souris lors de la prise alimentaire et lors des CLAMS, ce qui peut engendrer un stress pour les animaux La mise sur grille de mise à jeun pendant la période de prise alimentaire peut être gênante pour les souris mais un pot en verre leur permet de se reposer sur une surface plane. Les CLAMS (comprehensive laboratory animal monitoring system) nécessitent de placer les souris dans des cages de mesure spécifiques ce qui peut s’avérer anxiogène. Les OGTT (test de tolérance orale au glucose), ITT (test de tolérance à l’insuline) et étude de l’hypertriglycéridémie post gavage nécessitent des mises à jeun de respectivement (4h, 4h et 12h). Les mises à jeun de 4h se font sur la matinée en dehors de leur phase de nourriture nocturne et n’a donc que peu d’impact. La mise à jeun nécessaire de 12h se fait sur la nuit lors de leur phase de nourriture nocturne et s’avère donc plus stressante pour les animaux qui auront toutefois un accès ad libitum au biberon d’eau pendant cette période. L’OGTT et l’étude de l’hypertriglycéridémie post prandiale nécessitent une préhension des animaux afin de les gaver ce qui peut être invasif pour les souris (maîtrise du geste par un expérimentateur formé). L’ITT nécessite une préhension des souris et une injection intrapéritonéale qui peut également être invasive (maîtrise du geste par un expérimentateur formé). L’EchoMRI nécessite de faire entrer les souris dans un tube plastique dans lequel elles doivent rester 3 minutes, ce qui peut être anxiogène (maîtrise du geste par un expérimentateur formé).

Devenir

A l’issue de chaque procédure, tous les animaux seront euthanasiés sous anesthésie selon le planning prévu par l’étude afin de réaliser des prélèvements sanguins et tissulaires.

Remplacement

Le remplacement est impossible car il s’agit d’étudier des processus physiologiques mettant en jeu plusieurs organes (intestin, tissu adipeux et foie). Il est donc indispensable de recourir au modèle animal pour une approche intégrée.

Réduction

Afin de limiter le nombre d’animaux nécessaires et le nombre d’expériences réalisées sur chaque animal, nous avons adopté la stratégie suivante : • Réduire le nombre d’animaux au minimum nécessaire à une analyse statistique robuste de cette expérience sachant qu’il y a des variations individuelles dans la réponse intestinale aux lipides. • Les 2 procédures se clôturent par un test de charge lipidique identique, ce qui permet en cumulant les effectifs des deux procédures d'atteindre le nombre requis d'individus pour une analyse statistique correcte.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des conditions optimales avec un enrichissement de leur milieu adapté. Ils bénéficieront d’un suivi quotidien de leur état général. Lors des procédures expérimentales, les actes susceptibles d’entrainer une souffrance ou une douleur seront réalisés soit sous anesthésie locale (application au bout de la queue pour les prélèvements sanguins à la queue), soit sous anesthésie générale (pour le prélèvement sanguin intracardiaque, , par des personnes expérimentées. S’agissant d’un projet nécessitant l’utilisation d’animaux vivants, l’utilisation de techniques non invasives et indolores ainsi que de tests comportementaux est privilégiée afin d’acquérir les paramètres physiologiques nécessaires au projet tout en respectant les questions d’éthiques en expérimentation animale et la règle des 3R. De plus, des points limites en adéquation avec ce projet ont été définis (signes généraux de souffrance, perte de poids supérieure à 20% en 7 jours, prise de poids pouvant gêner la locomotion). En cas d’atteinte d’un de ces points limites, l’animal concerné sera retiré du projet (euthanasie sous anesthésie générale). Enfin, un nombre restreint d’expérimentateurs disposant d’une formation et d’une qualification adéquate à l’expérimentation animale interviendra dans ce projet.

Choix des espèces

La souris est utilisée car son métabolisme présente de nombreuses similarités avec celui de l’Homme, en particulier au niveau oro-intestinal. Elle exprime les mêmes protéines clés de la détection des lipides et de la synthèse des lipoprotéines par l’intestin qui sont régulées de la même manière. Ce modèle est largement documenté dans la bibliographie scientifique. Dans ce projet, nous travaillons sur des lignées de souris OGM présentant une délétion spécifiquement au niveau intestinal. Ces souris n’ont pas un phénotype dommageable, elles se portent bien, se comportent bien et ont un état de santé général identique à des souris non génétiquement modifiées.Les animaux seront utilisés au stade adulte à partir de 8 semaines afin de s’affranchir des effets de la puberté dans les résultats obtenus.

Traitées 21 jours par deux médicaments anticancéreux, avec sept injections intrapéritonéales et une administration orale un jour sur deux, 96 souris mâles seront toutes tuées pour prélever leurs organes reproducteurs, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Le porteur indique que la toxicité peut provoquer une perte de poids et une inactivité, et que l'administration orale peut entraîner des fausses routes, les animaux perdant 15 % de leur poids étant retirés du projet et tués. Le projet vise à décrire l'effet de ces médicaments sur la production de spermatozoïdes, à partir d'une hypothèse sur l'augmentation des mutations. Sur le remplacement, le porteur se borne à affirmer que la spermatogenèse est trop complexe pour un système in vitro.

Objectifs

Dans ce projet, nous examinerons les effets de 2 médicaments anticancéreux sur la différenciation de cellules sexuelles mâles (spermatogenèse). Nous visons à révéler comment les médicaments anticancéreux affectent la division cellulaire et aussi comment ils affectent la réparation de l'ADN. Nous étudions les médicaments qui ont reçu beaucoup d'attention en raison de leur efficacité dans le traitement du cancer, mais les mécanismes de leur action sur la spermatogenèse normale ne sont pas bien compris. Nous émettons l'hypothèse que les perturbations des mécanismes épigénétiques (qui modifient l'expression des gènes sans altérer la séquence génétique) conduiront à une augmentation des mutations. L'objectif de ce projet est de révéler l'impact des médicaments épigénétiques sur la spermatogenèse normale.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mieux comprendre le rôle des médicaments épigénétiques sur la spermatogenèse normale afin de développer de meilleures stratégies pour les thérapies anticancéreuses. Nous identifierons également les cibles potentielles affectées par ces médicaments.

Procédures

Les animaux seront traités avec 2 médicaments , séparément, pendant 21 jours. L'administration de la première molécule se fait par injection intra-péritonéale (durée de l'injection : 30 secondes) à la fréquence d'un jour sur 3 (au total 7 injections). le traitement au second médicament se fera par administration orale (durée de l'administration: 30 secondes), à la fréquence d'un jour sur 2, pendant 21 jours.

Impact sur les animaux

L'injection intrapéritonéale et la toxicité du médicament 1 pourrait avoir des effets indésirables, tels que la douleur et le stress. Nous avons réduit le nombre d'injections, de sorte que les souris ne recevront que 7 injections au total. L'administration orale du second médicament pourraient induire des effets négatifs tels que des fausses-routes. La toxicité de la deuxiéme molécule pourrait induire une perte de poids, une inactivité. Des points limites adaptés sont mis en place.

Devenir

Tous les animaux sont euthanasiés à la fin du projet: les organes reproducteurs seront prélevés pour les analyses moléculaires.

Remplacement

Le modèle de la souris est couramment utilisé dans les études sur la méiose. Nous ne pouvons pas reproduire les effets sur le système reproducteur dans un système in vitro en raison de la complexité de la spermatogenèse et du développement embryonnaire, ce qui n'est possible qu'in vivo.

Réduction

Nous réduirons le nombre d'animaux en utilisant un nombre minimal de souris pour garantir des résultats statistiquement significatifs. La méthode d'injection du premier médicament chez l'animal nécessite 12 animaux par lot (traités et contrôles), en raison du risque d'effets indésirables, liés à sa toxicité. Pour l'exposition au second médicament, nous utiliserons deux groupes de 12 souris ( traités et contrôles), ce qui est suffisant pour les tests statistiques, car les souris consanguines donnent des résultats plus homogènes. Nous prévoyons de répéter une fois l'expérience.

Raffinement

Les composés seront administrés par des personnes formées et compétentes dans cette procédure technique. Les souris ne seront traitées qu'un jour sur deux, ou un jour sur trois ,pendant 21 jours, ce qui permettra de réduire le stress dû à l'administration. Application des points limites : perte de poids maximale de 15% (comparaison avec le groupe contrôle), les animaux seront pesés 3 fois par semaine. Pour minimiser les effets indésirables, les animaux seront hébergés par lots de 4. Si l'animal montre des signes de souffrance (selon notre grille de suivi des points limites) le traitement sera interrompu et l'animal sera euthanasié. Normalement, les doses de médicament sont faibles (15 fois inférieur à la dose maximale) et les souris la tolèrent bien. Si le traitement provoque des effets limités tels qu'une perte de poids corporel, une réduction des activités et que l'animal montre des signes de souffrance, le traitement sera interrompu.

Choix des espèces

Nous utiliserons une souche de souris pour laquelle de nombreuses données publiques sont disponibles. Nous utiliserons le mâle adulte parce que la méiose est bien établie chez le mâle adulte et que les souris sont sexuellement matures pour produire des gamètes. Le modèle souris est l'un des meilleurs pour étudier la méiose et la recombinaison homologue parce que le mécanisme est très conservé entre l'homme et la souris. Nous utiliserons des souris mâles adultes de 5 semaines car les jeunes animaux sont plus sensibles aux effets. Nous utiliserons des animaux adultes lorsque la première vague de spermatogenèse sera accomplie et que les animaux seront capables de produire des spermatozoïdes.

Pour reproduire l'endométriose chez la souris, 1 287 individus sont utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour des prélèvements terminaux. Des cellules endométriales injectées dans la cavité péritonéale forment des lésions sur la vessie, l'intestin et le tissu adipeux, puis les souris reçoivent jusqu'à 46 gavages et subissent des tests de douleur par pression sur les pattes et sur l'abdomen, ainsi qu'un labyrinthe en croix pour mesurer le stress. Le porteur s'appuie sur la littérature pour affirmer que le modèle produit des lésions chez 100 % des souris injectées et une sensibilité accrue à la douleur sans perte de poids. Les thérapies annoncées pour les patientes, à base de composés bactériens, restent renvoyées à des développements ultérieurs.

Objectifs

L’endométriose est une pathologie qui touche environ 10% des femmes et qui est définie par la présence de tissu endométrial à l’extérieur de la cavité utérine. Les mécanismes à l'origine de l’endométriose sont encore largement débattus. Parmi les nombreux symptômes associés à l’endométriose, on retrouve des douleurs pelviennes pendant les menstruations, des douleurs pelviennes et/ou abdominales chroniques, des troubles du transit gastro-intestinal, ainsi que l’anxiété et la dépression. L’endométriose est une maladie chronique, multi-organique, hormonale et inflammatoire dont le traitement reste largement symptomatique, avec la chirurgie en dernier recours. Par conséquent, la compréhension des symptômes et des mécanismes devrait fournir une base pour développer des approches thérapeutiques. Dans ce contexte, le microbiote intestinal et urogénital peut contribuer à des symptômes tels que la douleur et la sensibilisation. En effet, Le dialogue entre le microbiote et les organes est régulé par des composés dérivés de bactéries agissant au niveau de la barrière épithéliale intestinale. Par conséquent, notre projet vise 1) à déterminer si l’induction de lésions d’endométriose chez la souris entraine l’apparition de symptômes identiques à ceux des femmes atteintes d’endométriose, 2) Rechercher des signatures du microbiote intestinal et urogénital associées aux dysfonctionnements intestin-vessie-cerveau au cours de l’endométriose, 3) à identifier la contribution du microbiote intestinal dans ces dysfonctionnements, et 4) tester des composés bactériens pour leurs effets thérapeutiques potentiels.

Bénéfices attendus

L’endométriose représente un problème de santé majeur pour la santé des femmes avec un impact profond sur leur qualité de vie. Ce projet vise à mieux comprendre les mécanismes de la maladie et en particulier identifier le microbiote intestinal et /ou le microbiote urogénital comme un acteur clé dans les symptômes associés à l’endométriose. Il vise également à proposer des thérapies innovantes basées sur l’utilisation de composés dérivés de bactéries pour améliorer la santé des patientes et traiter cette maladie inflammatoire chronique multi-organes.

Procédures

1 groupe de souris sera soumis à une injection d’estradiol en sous-cutanée et ce geste durera 10 sec. Le métabolite bactérien selon sa stabilité et sa solubilité pourra être administré soit dans l’eau de boisson, soit par gavage quotidien sur animal en contention douce à l’aide d’une sonde de gavage pour rongeurs. Dans le second cas, cela représente 46 gavages du métabolite ou bien de la solution utilisée pour solubiliser le métabolite sur la durée totale de l’expérience et chaque gavage durera moins de 15 sec. Lors des 4 séances d’explorations in vivo nous réaliserons : 1- Une étude de comportement composée de plusieurs tests. le comportement exploratoire des animaux durera 10 min par animal et sera monitoré par une caméra (Pas de contention, pas d’inconfort). Pour l'évaluation du stress, la souris sera positionnée 5 min dans le labyrinthe en croix et son activité sera monitorée par une caméra (Pas de contention, pas d’inconfort). Pour l'évaluation de la douleur, les souris subiront une pression sur les pattes et chaque pression durera 10 sec max. Les souris pourront avoir jusqu’à 3 pressions/test. La même chose sera effectuée sur l’abdomen et les souris subiront 3 pressions de 10 sec chacune. 2- Une exploration des fonctions digestives, pour cela les souris seront gavées (contention+gavage moins de 15 sec) puis 2h après, elles seront à nouveau manipulées avec anesthésie locale (max 30 sec). Les animaux seront ensuite positionnés en cage individuelle pendant 2h supplémentaires.

Impact sur les animaux

Ce modèle murin mime l’endométriose qui peut toucher la femme. Les cellules de l’endomètre injectées dans la cavité péritonéale vont se fixer sur diférents organes (vessie, tissu adipeux, intestin…) et produire des lésions caractéristiques de la maladie. La littérature décrit une sensbilité accrue à la douleur mais pas de perte de poids. Stress et douleur peuvent également être générés par les différentes expérimentations (gavage, prélèvements de sang ou tests comportementaux)

Devenir

Mise à mort de toutes les souris à l’issue des procédures. Des prélèvements terminaux seront réalisés pour divers analyses

Remplacement

L’endométriose est une maladie qui va toucher l’ensemble des organes présents dans la sphère péritonéale. Les lésions provoquées par cette pathologie induisent chez la femme des douleurs, des altérations du fonctionnement des organes pelviens et impacte la qualité de vie. Notre objectif est de mettre en place un modèle murin d’étude de cette maladie afin de caractériser les altérations digestives, la sensibilité à la douleur et les troubles du comportement associés. Cette pathologie met en jeu différents systèmes cellulaires (neurones de l’intestin, neurones du cerveau, flore microbienne intestinale, système immunitaire ...) dont la complexité d’interaction ne peut être modélisée par une approche in vitro et justifie l’utilisation de modèles animaux afin de disséquer cette complexité d’interactions et d’identifier les mécanismes sous-jacents associés.

Réduction

Des études réalisées au laboratoire sur des selles de patientes ont permis d’identifier des métabolites bactériens et des vésicules extracellulaires issus du microbiote et potentiellement impliqués dans l’apparition et l’agravation de la maladie. Des expériences de motricité réalisées ex vivo sur des segments d’intestins ont permis d’identifier et sélectionner seulement les métabolites et les vésicules extracellulaires présentant les effets les plus grands. Cette préselection permet de réduire significativement le nombre d’animaux nécessaire. Parallèlement, des expérimentations similaires menées chez des modèles animaux au cours de projets antérieurs nous ont permis de déterminer le nombre minimum d’animaux par groupe pour avoir des résultats fiables et pertinents. Enfin, ce modèle est décrit dans plusieurs publications comme présentant des lésions de type endométriose dans 100% des souris ayant été injectées avec des cellules endométriales par voie intra-péritonéale.

Raffinement

Le bien-être animal sera pris en compte tout au long de l’expérimentation. Les animaux seront réceptionnés 15 jours avant le début des expérimentations afin de réaliser une période d’acclimatation pour les animaux. Les animaux seront hébergés collectivement (max 5) dans des cages avec frisottis et tunnels ou dômes plastiques transparents. L’évaluation des animaux sera effectuée selon des critères définis (poids, apparence physique (pelage, posture), activité, comportement, fréquence respiratoire). Le poids et l’état d’hydratation seront surveillés 3 fois par semaine. Pour l’ensemble des procédures, des points limites sont mis en place et décrits dans chacune d’elle.

Choix des espèces

Apres une recherche bibliographique sur les modèles murins d’endométriose, le modèle d’injection de cellules endométriales chez la souris est apparu comme le plus pertinent pour notre projet. En effet, d’après la littérature, 100% des souris injectées présentent des lésions qui apparaissent dès le 10 ème jour. De plus, le modèle souris est utilisé dans de nombreux projets au laboratoire. Notre unité possède ainsi une expertise reconnue pour l’étude des fonctions digestives et l’étude du comportement chez la souris. Les souris seront utilisées à l’âge de 7 semaines. Cet âge correspond à de jeunes adultes et c’est à cette période que cette maladie se déclare chez la femme.

16 800 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tuées pour prélever leurs organes, à l'exception de celles dont la tumeur régresse complètement et qui pourront être inoculées une seconde fois. Elles reçoivent des cellules cancéreuses humaines par voie intraveineuse, sous-cutanée, intradermique ou intra-mammaire, puis des injections de composés jusqu'à quotidiennes, sur des protocoles pouvant durer cent jours. Le porteur indique que la greffe de cellules immunitaires humaines peut déclencher une maladie du greffon contre l'hôte, et qu'un surdosage peut provoquer un orage cytokinique avec atteintes du pelage, plaies et perte de poids. Il qualifie d'"indispensables" les données produites pour faire progresser des candidats médicaments vers les dossiers réglementaires, à raison d'une cinquantaine d'études par an.

Objectifs

L’objectif de ce projet est de mettre en place les études et modèles permettant d’évaluer l’efficacité thérapeutique de nouveaux composés modulant le développement et la fonction du système immunitaire dans différents modèles de pathologies sur le rongeur. Les informations générées seront indispensables pour permettre la progression du médicament au travers des futures étapes de développement et inclus l’identification des doses minimales produisant une efficacité, détermination de la pharmacocinétique et pharmacodynamie essentielle pour mettre en place les schémas de traitement appropriés et enfin les études d’efficacités. Ces données pré-cliniques sont un préalable aux essais cliniques et à l’enregistrement de molécules candidates et figureront dans les différents dossiers réglementaires. Le projet se décompose en plusieurs programmes de recherche chacun ciblant un aspect de la fonction du système immunitaire associé à une pathologie donnée pour atteindre un but clinique. 3 grands axes sont utilisés dans ce projet : 1- Evaluation de la pharmacocinétique/pharmacodynamique d’une molécule modulant la réponse immunitaire (environ 15 études par an) 2- Evaluation de l’efficacité d’une molécule sur la réponse immunitaire humaine chez le rongeur pour le contrôle de croissance de tumeur humaine (xénogreffe) (environ 20 études par an) 3- Vaccination visant à la mise en place d’une réponse immunitaire protectrice anti-tumorale (environ 15 études par an).

Bénéfices attendus

En recherche préclinique, les études de pharmacocinétique et de pharmacodynamie (PK/PD) permettent de démontrer le lien direct entre la présence de la molécule d’intérêt dans le tissu et son activité in situ. Le but est de s’assurer qu’après traitement, les expositions de la molécule d’intérêt dans un ou plusieurs compartiments (sang, organes) sont associées à une activité du composé sur sa cible. De plus, certains de ces paramètres de pharmacodynamie mesurés chez l’animal peuvent devenir des biomarqueurs d’activité en clinique chez les patients. Ces modèles sont reconnus comme étant très prédictifs de l’efficacité de composés et permettent de rapidement écarter et abandonner des composés avant de mettre en œuvre un nombre important d’études d’efficacité nécessitant beaucoup d’animaux. Les immunothérapies sont de plus en plus nombreuses en cliniques et leur qualité est de plus en plus raffinées. Les composés développés aujourd’hui visent de plus en plus à être spécifique de protéines humaines et n’interagissant pas avec les protéines de souris. De plus, certains mécanismes immunologiques ne sont pas reproductibles de la souris à l’homme et inversement. Le développement de souris présentant un système immunitaire partiellement humain permet une évaluation pré-clinique plus précise des composés et une meilleure anticipation de possible effets secondaires dû à une sur activation du système immunitaire (orage cytokinique). L’évaluation de l’immunogénicité sur animaux est l’une des méthodes décrites pour démontrer l’efficacité préclinique des candidats vaccins avant d’envisager des études cliniques chez l’homme. Ces tests d’immunogénicité sont également très utiles pour mettre en place des tests libératoires des lots de vaccins pour leur utilisation en clinique humaine (libération des lots et suivi de la stabilité au cours du temps). Les essais d’immunogénicité permettent d’évaluer le bénéfice de différentes préparations vaccinales, d’identifier les composés nécessaires à la formulation vaccinale, d’évaluer les nouvelles voies d’administration, de nouvelles molécules adjuvantes ou les nouvelles formes pharmaceutiques qui permettent d’améliorer la performance du vaccin. Enfin, les mécanismes d’action et la caractérisation de la réponse immunitaire doivent être évalués pour comprendre la réponse immunitaire, voire, l’améliorer.

Procédures

Les gestes techniques concernant tous les animaux : • Tatouage (1 fois, 1min) sur animal vigile • Rasage (1 fois, 2min) sur animal vigile • Injection des cellules cancéreuses (1 fois) intra-péritonéale (20s) sur animal vigile ou par voie sous-cutanée (30s), intra-dermique(30s), intra-mammaire (30s), intra-veineuse au niveau de la veine caudale (30s), sur animal anesthésié par inhalation d’anesthésique gazeux • Injection de composés, unique ou répétées plusieurs fois (de quotidienne à 1 fois par semaine) sur animaux vigile par voie intra-péritonéale (10s), intra-musculaire (30s) ou Per Os (30s) ou intra-veineuse (30s) à la veine caudale. L’inoculation peut être faite sur animaux anesthésié par inhalation d’anesthésique gazeux par voie intra-veineuse à la veine caudale (30s), sous-cutanée (30s) ou intra-dermique (30s). • Pesée (3 fois par semaines) sur animal vigile (1min) • Mesure de la croissance tumorale sur animal vigile (3 fois par semaine) (2min) • Prise de sang (unique à hebdomadaire) à la veine sub-mendibulaire ou la veine caudale sur animaux anesthésie par anesthésie gazeuse (30s). Au total, la procédure 1 dure maximum 72h ;la procédure 2 dure maximum 100 jours. la procédure 3 :8 semaines à 6 mois selon les protocoles.

Impact sur les animaux

L’injection de composés modulant le système immunitaire peut conduire, si utilisé à des doses trop fortes à des effets secondaires indésirables tels qu’une activation excessive des cellules immunitaires conduisant à la libération de cytokines pro-inflammatoires trop forte. Ceci se traduira par des signes cliniques chez la souris tels que atteintes du pelage, perte de poids, apparition de plaies sur la peau. Afin de palier à ces effets, les animaux seront observés tous les jours et monitorés tous les 2 à 3 jours. Tout signe indiquant une atteinte de points limites anticipés préalablement définis conduira au sacrifice de l’animal. L’injection de cellules immunitaires humaines dans une souris peut conduire au développement d’une maladie du greffon contre l’hôte qui peut apparaitre dans les 70 à 100 jours après la greffe. Celle-ci se manifeste par des signes cliniques tels que la perte de poids, une apathie, une inattention au pelage. Les animaux seront observés tous les jours et monitorés tous les 2 à 3 jours. Tout signe indiquant une atteinte de points limites anticipés préalablement définis conduira au sacrifice de l’animal.. Une réponse immunitaire forte contre une protéine antigénique nécessite que l’antigène soit injecté de façon concomitante avec des adjuvants ; l'adjuvant est par définition une substance qui permet d'augmenter l'immunogénicité d'une protéine qui lui est associée ; les adjuvants choisis sont approuvés en clinique humaine pour leurs effets mineurs.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l’issue des études afin notamment de prélever des organes d’intérêts qui feront l’objet d’analyses (ex : dosage de biomarqueurs, dosage des concentrations des composés à potentiel thérapeutiques …). Seuls les animaux qui présenteraient une régression complète de la tumeur pourraient être inoculés de nouveau avec la même lignée de cellules tumorale ou une lignée différente dans le cadre d’une utilisation continue pour évaluer la réponse immunitaire mémoire.

Remplacement

Des essais in vitro sur cellules animales et humaines permettent de réaliser une pré-sélection de composés candidats mais ne sont à ce jour pas suffisants pour comprendre leurs mécanismes d’actions. Les tests in vivo sont donc nécessaires et vont également permettre d’évaluer l’efficacité des composés sur l’élimination des cellules tumorales et cellules infectés. De plus, nombres de pathologies comme les cancers impliquent de nombreux tissus et organes dont les voies biologiques sous-jacentes sont encore très peu connues et ne peuvent donc être mimées de façon fiable dans les modèles in vitro. Seul un modèle chez l’animal peut reproduire les interactions entre les différents systèmes biologiques complexes lors de l’évaluation de l’efficacité de composés à tester.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé sera basé sur des études similaires rapportées par la littérature. Des analyses de puissance statistique seront utilisées sur les données préliminaires pour déterminer si le nombre d’animaux par groupe puisse encore être réduit

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des locaux conformes aux standards règlementaires. Ils seront groupés dans des cages contenant de l’enrichissement et des matériaux spécialisés pour faciliter la nidification. Les procédures potentiellement douloureuses ou source d’inconfort ou de stress se feront sous anesthésie gazeuse de courte durée. Les animaux feront l’objet d’une surveillance clinique et sanitaire journalière sur la durée de l’étude. Des consignes seront mises en place pour définir les procédures à suivre en cas de complications. Des soins adaptés seront donnés aux animaux affectés, par ou sous autorité du vétérinaire ou euthanasiés selon les critères définis dans la consigne.

Choix des espèces

La grande majorité des modèles et techniques utilisés dans la recherche médicale et pharmaceutique ont été décrits chez le rongeur. Des données sur les modèles de tumeurs chez la souris (présentant un système immunitaire murin ou humain) existent déjà dans la littérature et peuvent être utilisées pour la mise en place des modèles et aider à l’avancement des projets (doses de cellules, effets de molécules de références etc.). La souris est un modèle d’étude de choix car son système immunitaire est bien caractérisé. Les études peuvent être réalisées sur des souris immunocompétente avec système immunitaire murin, ou système immunitaire humains et les résultats peuvent être comparés à de souris immunodéficientes permettant de bien comprendre le rôle du système immunitaire. La souris est aussi un modèle pour lequel il existe de nombreux outils adaptés (cytokine, marqueurs cellulaires…). Les souris sont utilisées au stade adulte pour pour avoir un systémè immunitaire développé.

Toutes tuées à l'issue, 264 souris femelles subissent une greffe de cellules tumorales dans la glande mammaire et un prélèvement sanguin rétro-orbital, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Le porteur indique que la tumeur peut gêner leur mobilité lorsqu'elle atteint sa taille maximale. Les tumeurs sont collectées pour analyse et les organes des souris qui n'en développent pas alimenteront une banque de tissus. L'objet du projet reste de valider dans un organisme entier des gènes déjà identifiés sur cellules, le porteur jugeant cette vérification "nécessaire" avant d'envisager des traitements préventifs du cancer du sein.

Objectifs

Le vieillissement est un processus physiologique. En effet après un certain nombre de divisions les cellules arrêtent de proliférer, on parle alors de sénescence. Les cellules sénescentes sont alors éliminées par l’organisme. Depuis de nombreuses années maintenant un processus de sénescence accélérée, sous l’impact de différents stimuli dont le stress oncogénique (expressions anormales de gènes retrouvées dans de nombreux cancer) a été décrit. Si la sénescence est aigüe, sporadique elle a un effet bénéfique en participant à l’élimination de cellules qui ne peuvent plus remplir leur fonction correctement. On parle alors de mécanisme de sauvegarde. Toutefois il arrive également que dans ces cellules une seconde modification empêche l’élimination de cette cellule sénescente qui redevient alors active, se multiplie et peut alors être à l’origine de l’initiation tumorale. C’est dans ce contexte qu'il est important de découvrir des gènes qui permettent l’échappement à la sénescence induite par le stress oncogénique pour ensuite étudier leur implication dans l’initiation tumorale. Le but étant de mettre en évidence de potentielles cibles afin de pouvoir proposer soit des traitements préventifs contre l’initiation tumorale soit des traitements potentiellement curatifs. Les gènes identifiés sont soumis à une série de tests sur cellules pour valider leur implication. L'étape finale de validation de l'implication de ces gènes dans l'initiation et la croissance tumorale passe par l'utilisation d'un modèle animal complexe comme la souris.

Bénéfices attendus

L’un des axes de lutte contre le cancer est d’empêcher l’initiation tumorale par des traitements préventifs chez les sujets à risque. En validant l'implication potentielle de gênes dans l'initiaton tumorale, une des retombées de ce projet sera de pouvoir proposer des cibles thérapeutiques pour un traitement préventif contre le cancer du sein. De plus des études ont montré que ces protéines restent à des niveaux élevés au niveau des tumeurs, c'est pourquoi une autre retombée de ce projet serait de proposer également des traitements curatifs en ciblant ces deux protéines lorsque le cancer est bien établi. Enfin avec ce protocole un nouveau modèle expérimental permettant de tester les solutions thérapeutiques sera alors mis au point. Il permettra également de tester l'implication d'autres gènes dans l'initiation tumorale.

Procédures

Les animaux seront soumis à un seul prélèvement sanguin, réalisé sous anesthésie générale. Le prélèvement durera moins de deux minutes entre l'endormissement de l'animal et la fin du prélèvement . Lors de la greffe des cellules dans la glande mammaire les animaux subiront une chirurgie légère. Pour la chirurgie les animaux seront anesthésiés. L'intervention chirurgicale en elle-même durera au maximum 8 minutes, depuis le maintien de l'anesthésie gazeuse au masque jusqu'à la fin de la suture de l'épiderme avec deux points de suture.

Impact sur les animaux

Lors de ce protocole les animaux subiront un stress lors du prélèvement rétro-orbital, lié à l'anesthésie et au prélèvement lui-même. Ce prélèvement pourra causer de la douleur. De plus lors de la greffe orthotopique les animaux subiront une chirurgie sous anesthésie générale qui pourra générer du stress. L'incision de la peau et les sutures pourront générer de la douleur. Les deux injections en sous-cutané d'analgésique pourront causer une légère couleur. La greffe de cellules dans la glande mammaire générera potentiellement une gêne. La croissance tumorale au niveau de la glande mammaire pourra entraîner une gêne pour la mobilité de l'animal lorsque la tumeur atteindra sa taille maximale.

Devenir

A l'issu de chaque procédure les animaux seront mis à mort. Les tumeurs seront collectées pour les analyses mloléculaires. Le sang des animaux sera également prélevé afin d'obtenir du sérum. Les organes des animaux ne présentant pas de tumeurs seront prélevés afin de réaliser une banque de tissu d'animaux d'âge différents.

Remplacement

La recherche de gènes responsables des mécanismes de l'initiation tumorale est importante afin de mieux comprendre l'apparition de la tumeur. Des analyses poussées sur des modèles cellulaires ont pu permettre l'identification de certains de ces gènes. il y a un processus important de validation des résultats in vitro. Reproductibilité des données, tests de transformation en 3D, formation de sphéroïdes en condition de culture non adhérente. Toutefois il est nécessaire pour pouvoir valider les candidats potentiels comme cible thérapeutiques de vérifier si dans un organisme complexe, génétiquement très proche de l’Homme, les cibles se comportent comme attendu par rapport aux observations in vitro.

Réduction

Pour ce protocole le nombre d'animaux utilisés est réduit au minimum. Pour cela une première partie permettra de mettre au point les conditions expérimentales. L'expérimentation sur un modèle sera réalisée en une seule fois afin de minimiser le nombre d'animaux dans les groupes contrôles. Si la mise au point permet de mettre en évidence les conditions expérimentales optimales alors dans une seconde partie l'implication des gènes ciblés dans l'initiation tumorale ainsi que dans la croissance de la tumeur sera étudiée. Sinon le protocole s'arrêtera à la fin de la première partie. Dans la seconde partie des tests moléculaires seront réalisés et la croissance de la tumeur observée. Le nombre d'animaux utilisé dans cette procédure est calculé grâce à un logiciel statistique, en tenant compte des conditions les plus défavorables (% de prise tumorale dans les groupes attendus). Il s'agit bien d'un nombre maximum d'animaux qui pourra être réduit en fonction des observations réalisées pendant la première partie permettant la mise au point du modèle.

Raffinement

Dès leur arrivée dans l’animalerie les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation et d’habituation au(x) expérimentateurs de 7 jour(s). Les animaux seront alors pesés une fois par semaine. Cette pesée entre dans le cadre du suivi de l’état général des souris. Les animaux seront observés lors du change par le personnel animalier et deux à trois fois par semaine par les expérimentateurs. Une grille de scoring sera alors utilisée afin d’évaluer si les animaux présentent des signes de souffrance ou d’atteinte d’un point limite. Les animaux seront hébergés dans des cages présentant des enrichissements comme du coton de nidation, des batonnets de bois et éventuellement des tunnels.

Choix des espèces

Le modèle murin est un modèle de choix pour les études sur l’animal car le génôme de la souris est très proche de celui de l'Homme. De plus de nombreux modèles ont été développés chez la souris. Pour cette étude un modèle de greffe de cellules dans la glande mammaire de la souris sera mis au point avec deux modèles cellulaires différents. Des souris femelles âgées de 8 semaines (jeunes adultes) seront utilisées afin que les glandes mammaires soient mâtures. De plus cette étude portant sur le cancer du sein, dans lequel le contexte hormonal est important, seules des souris femelles seront greffées.