Enseignement supérieur et formation professionnelle

Pour apprendre à des étudiants la production d'anticorps monoclonaux, 50 souris sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever leur rate. Elles reçoivent trois injections d'adjuvant de Freund dans l'abdomen, qui peut provoquer une inflammation avec dos voûté et baisse d'activité, puis une prise de sang sous anesthésie avant la mise à mort. Le porteur reconnaît qu'une séquence sur cellules figure aussi au programme, mais affirme que ce modèle cellulaire "ne peut pas remplacer" l'animal et juge la méthode des hybridomes "indispensable". La finalité reste pédagogique, 50 souris tuées pour un travail pratique.

Objectifs

Les anticorps monoclonaux thérapeutiques font partie de la stratégie d’accélération "Biothérapies et bioproduction de thérapies innovantes" lancée par le gouvernement Français le 7 janvier 2022, dont l’objectif est de produire davantage de biomédicaments contre les cancers et les maladies chroniques et de créer les dispositifs médicaux de demain. La technique de choix pour développer des anticorps monoclonaux est celle dites des hybridomes (Prix Nobel de Physiologie/Médecine 1984). Le but de ce projet est de transmettre aux étudiants le savoir-faire pour développer et produire des anticorps monoclonaux. Ce projet permettra également d’introduire les étudiants aux techniques de culture cellulaire appliquée aux cellules de l’immunité (lymphocytes). Ces savoir-faire sont couramment utilisés dans les laboratoires de recherche publiques ou privés ou dans l’industrie pharmaceutique.

Bénéfices attendus

Cette séquence de travaux pratiques permettra l’acquisition de compétences spécifiques du développement d’anticorps monoclonaux. Lors de ce projet, les étudiants seront formés par l’enseignant à la manipulation des animaux et seront sensibilisés aux bonnes pratiques d’utilisation d’animaux à des fins de recherche et développement (bien-être animal, intérêt des 3R).

Procédures

Les animaux vigiles seront soumis à des injections intrapéritonéales toutes les deux semaines (3 injections au total). Sous anesthésie générale, un échantillon de sang sera prélevé, avant mise à mort pour prélèvement de la rate.

Impact sur les animaux

L’exposition à des solutions adjuvantes, comme l’adjuvant complet de Freund, peut induire juste après son injection des signes apparents d’inflammation telle que le dos vouté et une diminution des mouvements de l’animal.

Devenir

La mise à mort des animaux est justifiée pour réaliser le prélèvement de la rate des souris.

Remplacement

Dans le cas d’anticorps thérapeutiques déjà développés, la production se fait majoritairement dans l’industrie pharmaceutique via des modèles cellulaires. Afin de sensibiliser les étudiants aux méthodes alternatives à l’expérimentation animale, l’enseignement dans lequel s’inscrit le présent projet d’expérimentation animal inclut également une séquence de travaux pratiques de bioproduction d’anticorps par un modèle cellulaire. De façon importante, ce système ne peut pas remplacer l’utilisation d’animaux pour développer de nouveaux anticorps thérapeutiques. Pour développer un nouvel anticorps monoclonal, il est indispensable d’utiliser la méthode dites des hybridomes qui repose sur la production par un organisme model (par exemple la souris) de cellules produisant des anticorps dirigés contre un antigène d'intérêt. La réaction immunitaire mise en jeu durant le processus d’immunisation fait intervenir un grand nombre d’acteurs cellulaires différents qu'il n'est pas possible de mimer in vitro. En amont de l’expérimentation animale, les étudiants suivent une séance de travaux dirigés présentant le cadre éthique de l’utilisation d’animaux (formation de l’enseignant à l’expérimentation animale, le dépôt de projet etc) et les principes de remplacement, réduction et raffinement.

Réduction

Le nombre des animaux a été réduit à son minimum en considérant un nombre d’animaux suffisant pour permettre à chaque étudiant de pouvoir acquérir les bons gestes de manipulation les animaux. Avant la session d’expérimentation, les étudiants suivent un enseignement centré sur le calcul des effectifs d’animaux requis pour la comparaison des protocoles d’immunisation décrits dans ce projet. Cet enseignement vient en addition de l’enseignement en statistique dispensé lors des études de Pharmacie.

Raffinement

La taille des groupes de travaux pratique sera réduite à 5 personnes lors de la manipulation des animaux vigiles. Les animaux seront hébergés dans des conditions optimales avec de l'enrichissement et bénéficieront d'un suivi quotidien de leur état général. Le nombre d’immunisation et la quantité d’adjuvant injecté ont été diminué afin de limiter l’inconfort et la douleur des animaux. Les animaux présentant une dégradation de l’état général au-delà des points limites identifiés seront retirés de l'étude. L’ensemble des personnels intervenant sur les souris dispose d’une formation et d’une qualification adéquate à l’expérimentation animale. En amont de l’expérimentation animale, les étudiants suivent une séance de travaux dirigés présentant le cadre éthique de l’utilisation d’animaux (formation de l’enseignant à l’expérimentation animale, le dépôt de projet etc) et les principes de remplacement, réduction et raffinement.

Choix des espèces

La souris est l'animal le plus utilisé pour le développement d'anticorps monoclonaux en recherche préclinique et dans l’industrie pharmaceutique. Ces travaux pratiques permettent de former les étudiants aux modèles avec lesquels ils seront amenés à travailler dans le cadre de leur activité professionnelle future. Les souris Balb/c seront utilisées à partir de 8 semaines afin que leur système immunitaire soit mature.

100 souris et rats vont être utilisé·es dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, une partie réutilisée pour la formation, une partie placée à l'adoption, le reste autopsié. Chaque animal subit des prélèvements de sang à la veine submentale, d'abord sous anesthésie puis, une fois le geste maîtrisé, sur animal vigile. Le projet met au point cette technique de prélèvement présentée comme moins invasive et vise à réduire l'anesthésie et le nombre d'animaux servant à former le personnel. Le porteur indique qu'aucune alternative n'existe pour une technique propre au modèle animal.

Objectifs

Le but de ce projet est d‘évaluer la mise en place d’une nouvelle méthode de prélèvement de sang chez le rat et la souris : le prélèvement sanguin à la veine submentale ("sous le menton "). Cette nouvelle voie de prélèvement remplacerait et/ou compléterait le prélèvement sublingual et rétro-orbitale dans une démarche de raffinement générale des techniques de prélèvement sanguin en fonction de l’espèce (rat/souris), de l’âge de l’animal et de son statut (gestant par exemple) afin de disposer d’une technique moins invasive pour l’animal. Même si la technique de prélèvement est documentée et présentée par d’autres laboratoires, il est nécessaire d’évaluer en interne la possibilité de réaliser ces prélèvements en tenant compte des compétences techniques internes et des exigences en matière de qualité du sang recueilli.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu de ce projet est de disposer d’une technique de prélèvement de sang répondant aux critères éthiques, la moins invasive possible pour l’animal et facile à réaliser techniquement. Celle-ci permettrait de raffiner les techniques actuellement en cours dans l'installation d'essai. A terme, cette technique ne nécessiterait pas systématiquement l'anesthésie de l'animal . De plus, comparer aux techniques actuelles, cette technique devrait permettre une utilisation moindre d’animaux pour la formation et le maintien des compétences.

Procédures

Les animaux seront soumis à des prélèvements sanguins à la veine submentale . Dans un premier temps les animaux seront anesthésiés pour la mise en place de la technique de prelevement. La durée de cette procédure est comparable aux méthodes de prélèvements validées en interne : environ 2 minutes d’anesthésie suivi d’un prélèvement d’environ 1 minute et d’un réveil sous surveillance accompagné d’un point de compression. Dans un deuxième temps, lorsque le geste sera maitrisé, une évaluation de la technique sans anesthésie sera faite. Les volumes et la fréquence de ces prélèvements seront définis au fur et à mesure du déroulement du projet et pourront varier de la façon suivante : de 7.5% du volume sanguin total de l’animal 1 fois par semaine maximum (soit une période de récupération de 7 jours minimum entre chaque prélèvement) à 15% du volume sanguin total de l’animal 1 fois toutes les 4 semaines maximum (soit une période de récupération de 28 jours minimum entre chaque prélèvement). Le volume prélevé et la fréquence de ces prélèvements ne dépasseront pas les recommandations des publications éthiques.

Impact sur les animaux

La mise au point de cette technique de prélèvement de sang peut induire un léger inconfort lors de la contention, une douleur et un stress légers, des hématomes et/ou de légères blessures au point de prélèvement ainsi qu’une perte de sang un peu plus importante que prévue. L’anesthésie de l’animal permettra dans un premier temps d’atténuer ces nuisances puis ensuite au fur et à mesure de la maitrise de la technique ces nuissances auront tendance à diminuer voir à disparaitre rapidement et l’anesthésie ne sera plus nécessaire.

Devenir

La procédure ne nécéssite pas l'euthanasie systématique des animaux (sauf en cas de mal-être). Afin de permettre une diminution du nombre d’animaux utilisés dans le laboratoire, les animaux ne présentant aucun signe de mal être en fin de projet pourront être utilisés dans le projet formation et maintien des compétences du personnel ou gardés en vie pour être adoptés. D'autres animaux seront autopsiés en vue d’acte de formation ou pour prélever des organes utilisables pour le développement de méthodes ex-vivo(in-vitro). Cette décision est prise par le vétérinaire sanitaire, le responsable projet, le directeur d’étude ou la structure du bien être animal.

Remplacement

Le projet portant sur une technique de prélèvement de sang spécifique au modèle animal, il n’existe pas d’alternative à l’utilisation animale.

Réduction

Cette mise au point de technique se fera dans le respect des 3Rs avec un nombre restreint d’animaux qui seront commandés au fur et à mesure des tests. Ces animaux seront réceptionnés jeunes afin d’être utilisés tout au long de leur développement (jeune adulte à adulte, males et femlles) en respectant les volumes de prélèvements et les répétitions éthiquement acceptables. Une fois la technique maîtrisée, ces mêmes animaux pourront également être utilisés pour la formation technique et le maintien des compétences. Dans un premier temps, afin de réduire la douleur, les animaux seront anesthésiés jusqu'à la validation et la maitrise de la technique.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupe et dans des cages adaptées avec un enrichissement du milieu approprié à leur espèce. Ils recevront une alimentation contrôlée dont la traçabilité est assurée. Dans un 1er temps, afin d’adapter le geste technique et de réduire le stress et la douleur éventuels, les animaux seront anesthésiés le temps du prélèvement. Une fois le geste technique maitrisé, des tests seront pratiqués sans anesthésie. Les animaux sont observés tous les jours (week-end compris). Ils sont pesés à intervalles réguliers pour vérifier leur croissance et leur bien-être. Les prélèvements de sang sont réalisés à la veine submentale, en respectant le volume et les périodes de récupération recommandés pour le bien-être animal. Les essais de contention et de prélèvements seront réalisés par des techniciens expérimentés. Un suivi journalier des animaux est réalisé et des points limites précoces ont été identifiés par le laboratoire pour éviter la souffrance de l'animal. Un suivi et un bilan du bien-être animal est réalisée par la structure du bien-être animal sur tous les projets.

Choix des espèces

Le rat et la souris sont les espèces utilisées dans le laboratoire pour les études de toxicologie. Le but de ce projet est de raffiner les techniques de prélèvements de sang que nous utilisons dans ces études. Toutes les études de toxicologie nécessitant ce type de prélèvement de sang utilisent des rongeurs de 6-7 semaines jusqu'à 2 ans dont des femelles gestantes pour les études de toxicologie du développement. Ainsi, ce projet utilisera des animaux jeunes qui seront gardés pour évaluation de la technique aux différents stades de développement.

90 souris femelles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une ablation des ovaires pour reproduire la ménopause et la pose d'une pompe délivrant une substance provoquant une hypertension, avec un suivi par échographie et IRM, pour étudier l'insuffisance cardiaque de la femme âgée. Le porteur estime que moins de 10 % des souris risquent une souffrance en fin de protocole, avec perte de poids rapide ou congestion pulmonaire liée à l'insuffisance cardiaque. Il décrit des études in vitro prévues en parallèle mais affirme le recours aux animaux "nécessaire" faute de modèle in vitro d'insuffisance cardiaque.

Objectifs

L'objectif est d'analyser les mécanismes qui contribuent au dysfonctionnement cardiaque développant chez des femmes âgées. Nous allons évaluer le rôle de l'inflammation et du réseau lymphatique dans le développement de la dysfonction cardiaque dites 'diastolique', caractérisé par une rigidification des parois cardiaques induit par le vieillissement et l'hypertension artérielle et la ménopause, modélisé par ovariectomie chez la souris. Des traitements anti-inflammatoires, ciblant des cytokines proinflammatoires, seront administrés afin d'atténuer la dysfonction cardiaque. Nous espérons identifier des nouveaux traitements permettant de prévenir ou traiter l'insuffisance cardiaque, notamment chez des femmes âgées.

Bénéfices attendus

Nous espérons identifier les mécanismes immunitaires altérés dans le vieillissement, accentué par l'hypertension et la ménopause chez la femelle. Dans un deuxième temps, notre étude permettra d'identifier des nouvelles traitement antiinflammatoires (bloquant des cytokines proinflammatoires) qui permet de limiter la dysfonction cardiaque et ainsi améliorer la qualité de vie des patients atteints d'insuffisance cardiaque. Ce protocole expérimental permettra, nous l'espérons, de guider des essais cliniques chez des sous-groupes de patients avec insuffisance cardiaque avec des traitement immunomodulateurs ciblant des cytokines.

Procédures

Des procédures chirurgicales minimalement invasif (ovariectomie, implantation d'un mini pompe osmotique en sous-cutanée). Chaque intervention chirurgicale à une durée de moins de 10 minutes par animale. Les prélèvements sanguins seront réalisés sur des animaux anesthésiés. Les interventions d'imagerie (echocardiographie ou IRM) à une durée de 10-20 minutes par animale. Tandis que l'echocardiographie sera réalisé 3 fois pendant l'etude (a 3, 6 et 8 semaines apres l'inclusion), l'IRM n'est realisé qu'un seul fois en fin d'etude.

Impact sur les animaux

Vers la fin du protocole, les animaux seront à risque de souffrance legere-moderé (potentiellement atteints des points limites) associé au développement aigue de l'insuffisance cardiaque, tel que perte de poids rapide ou congestion pulmonaire. Nous estimons que ce risque concerne moins que 10% des animaux, et que notre suivi individuel des animaux nous permettra d’identifier ces individus bien en amont de souffrance importante. Nous espérons que les traitements avec des anticorps ciblant des cytokines proinflammatoires permettra de limiter la dysfonction cardiaque et de prévenir le développement de l'insuffisance cardiaque, améliorant l'état de santé des animaux insuffisant cardiaques.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de l'étude afin d'étudier les organes (cœur, poumon, rein) par des analyses histologiques et moléculaires.

Remplacement

Dans l’objectif de remplacer l’expérimentation animale, nous mettrons en place des études in vitro (prolifération de cellules, interactions cellules-cellules). Cependant l’utilisation des animaux est rendue nécessaire car il n’existe pas, à ce jour de modèles d'insuffisance cardiaque in vitro.

Réduction

Pour réduire au maximum le nombre d’animaux nécessaires à cette étude nous réaliserons séquentiellement des mesures non-invasives de la fonction cardiaque (échographie, IRM) puis des mesures invasives (hémodynamique). Nous avons également mis en place une stratégie d’optimisation des prélèvements et des analyses ex vivo au moment de la mise à mort. De plus, nous avons réalisé des tests statistiques appropriés pour calculer le nombre de souris nécessaire afin de détecter une différence de 15%. Nos expériences préalables dans le laboratoire ont démontré que des groupes de n=15 sont nécessaires pour des évaluations fonctionnelles tel que l’échocardiographie. Un bon suivi post-opératoire permet également de limiter le nombre d'animaux par groupe. Nous nous appuierons sur nos données historiques dès que cela sera possible pour tendre, là encore, à limiter le nombre d’animaux utilisés.

Raffinement

Pour raffiner, nous allons dans ce projet utiliser des souris femelles ovariectomisés, afin de modéliser la ménopause. Ceci diminuera les variations dans les réponses immunitaires chez des sujets âgés, et permettra une meilleure comparaison entre nos groupes expérimentales. L’ajout d’angiotensine II couplé à 1% NaCl dans l’eau de boisson permet de déclencher l’hypertension artérielle chronique de facon homogène. Les animaux seront manipulés régulièrement par les mêmes expérimentateurs pour tendre à une habituation, et nous appliqueront une grille d’évaluation du bien-être animal séparément pour chaque individu. Tout au long de l’étude, les animaux seront nourris ad libitum et hébergé dans des portoirs ventilés au nombre maximum de 5 animaux par cages avec de l’enrichissement. Afin de limiter le stress occasionné par le transport, une période d’acclimatation d’une semaine après réception des souris sera maintenue avant tout début de protocole. Une couverture analgésique sera proposée avant, pendant et après l’induction avec une évaluation quotidienne la première semaine post-chirurgicale de la douleur basée sur la 'grimace scale de Langford'. Couplé à un suivi de poids, cela permettra de statuer sur l’atteinte d’un point limite en période post-opératoire.

Choix des espèces

Le choix de la souris se justifie par l’expérience du laboratoire avec des modèles de cardiomyopathies chez la souris. La souris a également l’avantage indéniable de permettre l’utilisation des outils biologiques, comme certains anticorps monoclonaux qui ne sont parfois pas accessibles pour le rat. De plus, dans notre laboratoire, nous avons depuis de nombreuses années une excellente expérience des évaluations fonctionnelles et structurelles cardiaques in vivo ainsi que ex vivo chez la souris. Nous allons utiliser des souris jeunes adultes (3 mois) mais principalement des souris âgés (18 mois) afin d’étudier les effets de vieillissement sur le cœur. L’ovariectomie (ovx) est rendue nécessaire car des souris âgées n’entrent pas la ménopause. De même façon, les souris âgés ne sont pas spontanément hypertensives, nécessitant une implantation d’un mini pompe délivrant de l’angiotensine II couplé a 1% NaCl dans l'eau de boisson. Nos comparaisons seront : 1) souris jeunes versus souris ‘contrôles’ vielles ovx mais sans hypertension afin d’identifier les différences liés au vieillissement ; 2) souris contrôles vielles versus souris avec insuffisance cardiaque fraction d’éjection préservé (ICFEp) (induit par vieillissement et ovx accompagné d’hypertension) afin d’identifier les effets délétères sur la fonction cardiaque ; et 3) souris ICFEp traités avec des anticorps contrôles versus des anticorps anti-IL1beta et/ou anti-IL6.

180 rongeurs, 120 souris et 60 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour des travaux pratiques de pharmacologie destinés à des étudiants. Chaque animal reçoit des injections par plusieurs voies, une incision de la queue pour doser la glycémie et passe des tests de comportement, les mêmes animaux servant à quatre séances espacées d'au moins une semaine. Le porteur indique que ces gestes et un jeûne de douze heures avant les séances peuvent provoquer stress et douleur. Il présente ces séances comme une découverte de l'expérimentation in vivo, les animaux étant réutilisés puis, pour ceux qui ne le sont pas, tués.

Objectifs

Ce projet a pour objectif pédagogique de faire découvrir aux étudiants l’expérimentation in vivo. Il vise à proposer des TP de pharmacologie expérimentale aux étudiants inscrits dans 3 parcours universitaires différents. Ces parcours universitaires peuvent destiner les étudiants vers les métiers de l’industrie pharmaceutique ou de la recherche dans lesquels des connaissances sur l’expérimentation animale sont nécessaires. L’ensemble des TP sont réalisés avec des souris swiss et/ou des rats wistar qui sont des modèles communément utilisés pour la recherche. Il s’agit également de souches calmes qui pourront être plus facilement manipulées par les étudiants. Afin de respecter le bien-être animal, les TP sont réalisés en accord avec les exigences de remplacement, de réduction et de raffinement (3R) : le nombre d’animaux est réduit au minimum et les mêmes animaux sont réutilisés pour les 4 travaux pratiques. De plus, les TP seront encadrés par des enseignants qualifiés avec le niveau concepteur.

Bénéfices attendus

Ce projet s’inscrit dans une démarche éducative. En effet, l’objectif est de faire découvrir l’expérimentation in vivo à des étudiants destinés à des métiers où des connaissances sur l’expérimentation animale sont nécessaires. Pour ce faire, différents travaux pratiques vont être réalisés afin de présenter aux étudiants plusieurs protocoles qui peuvent être réalisés en expérimentation in vivo. L’ensemble des TP seront réalisés dans le respect de l’éthique en expérimentation animale et les enseignants veilleront au bien-être des animaux tout au long des travaux pratiques.

Procédures

Contention de l’animal. Sur chaque animal (souris et rats) et au maximum 2 fois par séance, une injection intra-péritonéale (3 min) une administration par voie orale (1 min) et une injection sous-cutanée (3 min) seront réalisées. Une incision à l’extrémité de la queue après application d'une crème anesthésiante sera effectuée afin de prélever une goutte de sang à 4 temps différents. Pour le comportement (uniquement chez la souris), chaque animal recevra une unique injection intra-péritonéal (3 min) puis réalisera 4 tests de comportement différent (20 min pour les 4 tests). Pour la mesure de la pression artérielle, les rats seront placés dans un tunnel de contention quelques minutes afin de placer le brassard gonflable. Les mêmes animaux seront réutilisés pour les TP en respectant un intervalle d'une semaine au minimum entre chaque TP pour le bien-être des animaux.

Impact sur les animaux

Lors des travaux pratiques, les animaux recevront des administrations par voie orale, intra-péritonéale et/ou sous-cutanée. Ces injections peuvent engendrer un stress chez les animaux. Lors d'un TP, les rats seront placés dans un tunnel de contention quelques minutes afin de réaliser la mesure de la pression artérielle. Cette contention peut engendrer un stress. Lors d'un autre TP, une incision est réalisée à l’extrémité de la queue de l’animal pour récupérer une goutte de sang et cela peut entrainer une douleur. De plus, les animaux seront privés de nourriture 12h avant la séance de TP. Cela peut engendrer un stress.

Devenir

A la fin des procédures, les animaux seront proposés au sein de l’EU et potentiellement réutilisés. Les animaux non réutilisés seront euthanasiés

Remplacement

Ces TP visent à sensibiliser les étudiants aux bonnes pratiques de l’expérimentation animale en conformité avec la réglementation et dans le respect du bien-être animal et de la règle des 3R. Pour cela, il est important que l’étudiant soit en contact avec l’animal. Cet enseignement pratique vient en complément de cours magistraux dans lesquels sont abordés la règlementation, l’éthique, la règle des 3R, les méthodes alternatives, les différents types d’animaleries, la conception de projets). Il vient aussi en complément de TP réalisés in vitro. L’objectif de cette formation est de préparer les étudiants à leur insertion professionnelle dans les laboratoires pharmaceutiques dans le domaine de la R&D.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé sera réduit au minimum pour l’ensemble des TP, mais sera suffisant pour que chaque étudiant puisse manipuler un animal. Deux parcours universitaires réalisent les TP à la même période de l’année donc les mêmes animaux seront utilisés (12 rats et 12 souris au total). Les étudiants du troisième parcours universitaire réalisent les TP à une autre période de l’année donc les animaux ne pourront pas être réutilisés mais afin de réduire le nombre d’animaux, les TP seront réalisés uniquement sur des souris (12 souris au total).

Raffinement

Lors des TP, les animaux recevront des administrations par voie orale, intra-péritonéale et/ou sous-cutanée. Au maximum, deux administrations seront réalisées pour chaque voie et les volumes administrés seront largement inférieurs aux volumes maximaux autorisés. Les administrations seront espacées dans le temps du TP afin de minimiser le stress lié à cette procédure. Lors d'un des TP, après l’application d’une crème anesthésiante, une incision sera réalisée à l’extrémité de la queue de l’animal afin de doser la glycémie. A l’issue de la manipulation, de la biseptine sera appliquée pour éviter toute infection. Les jours suivants, les animaux seront surveillés pour s’assurer de la bonne cicatrisation. Les séances de TP seront espacées au minimum d’une semaine afin de réduire au maximum le stress occasionné lors de la manipulation des animaux. Entre chaque séance, les animaux seront surveillés quotidiennement afin de s’assurer de leur bien-être.

Choix des espèces

Les rats et les souris sont les espèces animales les plus couramment utilisés pour l’enseignement et la recherche. Les souches choisies sont calmes et adaptées aux travaux pratiques avec les étudiants. Les animaux seront âgés de 7 à 8 semaines au démarrage du premier TP. Ensuite les procédures se dérouleront sur une période de minimum 2 semaines et maximum 4 semaines. Réaliser les expériences sur des animaux âgés de 7 à 11 semaines permet d’avoir des jeunes animaux en bonne santé et facilement manipulable tout au long des travaux pratiques.

850 rongeurs, 600 souris et 250 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Non pour produire des connaissances mais pour entraîner du personnel aux gestes techniques, chaque animal pouvant servir jusqu'à neuf actes simples répétés, ou une chirurgie complexe de vingt à soixante minutes suivie de deux semaines de soins. Le porteur décrit des atteintes possibles comme infections, saignements, lésions oculaires après prélèvement rétro-orbitaire et douleurs post-opératoires. Il affirme que le recours à l'animal vivant est "indispensable" pour acquérir les gestes en conditions réelles.

Objectifs

Dans notre installation, certains de nos projets nécessitent le recours à l’utilisation de modèles animaux. Certaines procédures expérimentales incluent des interventions chirurgicales qui ne peuvent se pratiquer sans y avoir été formé auparavant Certains actes chirurgicaux peuvent être enseignées sur un cadavre ou sur papier (suture) mais le recours à l’animal vivant est indispensable pour apprendre la chirurgie en conditions réelles et les soins post-opératoires. Les actes simples s’acquièrent en quelques essais, d’autres plus complexes nécessitent une répétition plus importante des gestes techniques. Ces animaux peuvent être des animaux provenant d’autres projet, (fin de projet sans euthanasie, élevage), ou si cela n’est pas possible, des animaux issus de fournisseurs agréés.

Bénéfices attendus

Formation du personnel permanent et non permanent.

Procédures

Un même animal pourra être utilisé pour l’apprentissage de plusieurs actes expérimentaux simples, au maximum 9 (injections, administration orale ou nasale, prélèvements, sutures, biopsie, implantations sous cutanées …). Chaque geste expérimental, d’une durée de quelques secondes à quelques minutes pourra être réalisée 3 fois, à au moins deux jours d’intervalle entre chaque période. Les animaux dédiés à l’apprentissage des actes chirurgicaux complexes ne seront utilisés qu’une fois et gardés uniquement pour les soins post-opératoires, comprenant l’apprentissage des gestes post-opératoires, jusqu’à deux semaines après la chirurgie. Les actes chirurgicaux complexes peuvent durer de 20 à 60 minutes par animal, en fonction du type de chirurgie réalisée. L’apprentissage des gestes post-opératoires (en plus des soins) correspond à l’apprentissage des manipulations des animaux opérés par exemple pour les positionner dans l’IRM, pour prélever du sang ou injecter du sérum physiologique via les cathéters implantés, pour utiliser en conditions réelles les appareillages d’électrophysiologie.

Impact sur les animaux

Une infection peut apparaitre pour tout acte avec une piqure ou une coupure. Des saignements peuvent être observés pendant quelques minutes lors des biopsies. Les animaux peuvent montrer des lésions oculaires après un prélèvement au sinus rétro-orbitaire. En cas de chirurgie avec ouverture cutanée ou craniotomie, les animaux peuvent ressentir une douleur post-opératoire ainsi qu’une inflammation des tissus cicatriciels, transitoire sur quelques jours. Les animaux peuvent montrer des signes cliniques (douleurs, inflammations, stéréotypies, stress) liés à une chirurgie non réussie (hémorragies…) ou invasive (résection de tumeurs internes) ou à une chirurgie entraînant une lésion cérébrale (implantation et résection d’une tumeur).

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés après l’apprentissage des actes chirurgicaux complexes (chirurgie + soins post-opératoires), ou après avoir été utilisés pour l’entraînement à plusieurs procédures simples.

Remplacement

Certaines pratiques peuvent être apprises en première instance sur du papier ou un cadavre mais le recours à l’animal vivant est indispensable afin d’acquérir les bons gestes chirurgicaux en conditions réelles, avec la gestion des pertes sanguines, et pour réaliser correctement les soins post-opératoires.

Réduction

Le nombre d’animaux potentiellement utilisé sera dépendant du nombre de personnes à former, de leurs compétences déjà existantes, de leur capacité à apprendre et du nombre de procédures à apprendre ou à se réapproprier par année et par personne. Sur 5 ans, nous pensons avoir un pool d’une dizaine de personnes à former, au maximum. Pour les gestes techniques simples nous envisageons d’utiliser environ 100 souris et 100 rats, soit 10 animaux de chaque espèce par personne. Pour les procédures complexes nous envisageons d’utiliser 500 souris et 150 rats. C’est-à-dire 50 souris et 15 rats par personne, sur 5 ans, une même personne pouvant avoir le besoin d’apprendre plusieurs procédures complexes la même année. Soit un total de 600 souris et de 250 rats. Le nombre de souris prévu est plus important que celui du nombre de rats car la taille supérieure des organes et des vaisseaux sanguins des rats permet d’envisager une prise en main plus rapide. Le nombre de modèles est également plus réduit chez le rat. Autant que possible, les animaux utilisés seront des animaux inutilisés dans d’autres projets de l’installation (en fin de projet sans euthanasie). Les animaux utilisés pour l’apprentissage des gestes techniques simples seront utilisés plusieurs fois si nécessaire, mais pas plus de trois fois par gestes, et après cela une chirurgie sans réveil pourra être réalisée.

Raffinement

Les animaux sont gardés en portoirs ventilés et en groupe tout au long des expérimentations. Un enrichissement (maisons en plastique, roue, morceaux de bois …) sera réalisé pour chacune des cages d’animaux. Les animaux sont suivis au quotidien par les zootechniciens, avant d’être utilisés pour l’apprentissage des procédures. Les procédures simples seront réalisées sur des animaux vigiles et si nécessaire anesthésiés légèrement. Un suivi par le tuteur/la tutrice et la personne en apprentissage sera réalisé pour évaluer tout signe de souffrance, un traitement antalgique pourra être administré si besoin, sur une durée de 24 heures à quelques jours après le geste opératoire. Tout signe clinique dénotant une souffrance supérieure à celle attendue (expertise du tuteur), une infection ou des dommages oculaires entrainera une euthanasie. Les actes chirurgicaux complexes seront réalisées sous antalgie et anesthésie, éventuellement également sous anti-inflammatoires. Les opérations seront réalisées en début de semaine pour voir l’évolution avant le week-end. Tout animal présentant une souffrance ou tout signe clinique signalant une infection, une opération ratée, une hémorragie excessive, des complications post-opératoires… entrainera une euthanasie immédiate. Un suivi post opératoire (avec grille de scoring) sera réalisé par la personne en apprentissage avec l’aide de son tuteur/ sa tutrice chaque jour et ce jusqu’à fin de la période de soins post-opératoire (2-3 semaines). Si nécessaire une antalgie sera administrée durant ce laps de temps avant l’euthanasie.

Choix des espèces

Les modèles animaux utilisés lors des projets sont essentiellement des rongeurs. Les modèles chirurgicaux prévus seront réalisés sur des animaux de même espèce/souche/âge que ceux prévus pour les projets nécessitant cette prise en main chirurgicale. En effet, d’une condition (espèce/souche/âge) à l’autre, il y a des différences physiologiques non négligeables qui ont des conséquences sur les actes chirurgicaux complexes et leur apprentissage. Les animaux seront adultes, ayant terminé leur croissance, pour éviter la distension des tissus cicatriciels.