Procédures modérées
Evaluation de l’immunogénicité d’un vaccin thérapeutique optimisé pour le traitement du cancer du sein triple négatif dans un modèle murin.
- Recherche appliquée
- Cancers
60 souris femelles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit sous anesthésie une injection unique de vaccin dans le muscle de la patte arrière, puis entre quatre et treize pesées, et de deux à huit injections de buprénorphine selon son état. Le porteur prévoit une douleur légère à modérée malgré l'analgésie, une gêne dans les déplacements et une inflammation aux points d'injection, le tout pour mesurer la réponse immunitaire à un candidat vaccin contre le cancer du sein triple négatif. Il écarte l'usage d'invertébrés au motif que leur système immunitaire diffère trop de celui d'un vertébré, et se déclare "obligé" de recourir à la souris.
Objectifs
Le développement de vaccins thérapeutiques contre le cancer, ciblant de nouveaux antigènes exprimés à la surface des cellules tumorales, constitue une approche indispensable pour répondre à un besoin médical urgent, notamment chez les patients ne répondant pas aux traitements conventionnels. Un premier candidat vaccin thérapeutique a été évalué chez la souris et a montré des résultats prometteurs. Cependant, son application reste limitée à un nombre restreint de patients. L’objectif de ce projet est de développer un vaccin thérapeutique ciblant un plus grand nombre d’antigènes tumoraux, afin d’élargir la population de patients susceptibles de bénéficier de cette approche. Ce nouveau candidat a été conçu, et nous souhaitons à présent évaluer, dans des modèles murins, sa capacité à induire des réponses immunitaires spécifiques. Ces résultats permettront de valider son potentiel en vue d’un développement clinique chez l’humain.
Bénéfices attendus
En cas de résultats positifs, cette étude permettra de valider un vaccin thérapeutique non personnalisé, qui cible une large partie de la population et qui pourra représenter une nouvelle option de traitement pour les patients ayant épuisé les alternatives thérapeutiques conventionnelles.
Procédures
L’administration du vaccin sera réalisée par voie intramusculaire sur des animaux anesthésiés, avec une contention d’environ 20 secondes par souris. Chaque animal recevra une injection unique. Les animaux seront pesés au minimum une fois par semaine, nécessitant une contention brève d’environ 15 secondes, afin de surveiller leur état général. En fonction de l’évolution de leur état, la fréquence des pesées pourra être augmentée à trois fois par semaine. Le nombre total de pesées effectuées au cours de la procédure sera compris entre 4 (minimum) et 13 (maximum). L’injection sous-cutanée de l’analgésique nécessite également une contention brève, d’environ 20 secondes. Chaque souris recevra au moins deux injections de buprénorphine lors de l’administration du vaccin. En fonction de l’état général des animaux, cette injection pourra être renouvelée jusqu’à un maximum de six injections supplémentaires, en plus de celles effectuées au moment de l’administration du vaccin.
Impact sur les animaux
Suite à l’administration intramusculaire des vaccins dans le muscle de la patte postérieure, les souris pourraient ressentir une douleur légère à modérée, malgré la mise en place d’un traitement analgésique. Cette douleur pourrait entraîner une gêne dans leurs déplacements. L’administration du vaccin ainsi que celle de l’analgésique pourraient également provoquer une inflammation au niveau des sites d’injection. Enfin, les manipulations répétées des souris dans le cadre des injections, des pesées et des surveillances peuvent engendrer un stress transitoire chez les animaux.
Devenir
À l’issue de la procédure, les animaux seront mis à mort conformément aux méthodes réglementaires en vigueur, afin de permettre le prélèvement de certains organes. Ces prélèvements ont pour objectif d’analyser la réponse immunitaire induite par le candidat vaccin.
Remplacement
L’objectif de ce projet est d’évaluer et de caractériser un candidat vaccin thérapeutique, potentiellement applicable à un large panel de patientes, en vue de son développement clinique chez l’humain. Conformément aux exigences réglementaires, un produit ne peut pas être évalué en phase clinique sur la seule base de résultats obtenus in vitro. L’évaluation de l’efficacité d’un candidat nécessite donc des essais in vivo dans un organisme entier. À ce jour, il n’existe pas de méthode alternative in vitro permettant de fournir un niveau d’information équivalent pour répondre aux objectifs de cette étude. L’utilisation des invertébrées ne semble pas judicieuse en raison d’un système immunitaire très différent de celui d’un vertébré. Nous avons donc recours à un modèle vertébré largement utilisé et reconnu pour ce type d’évaluation préclinique : la souris.
Réduction
Un outil statistique approprié a été utilisé afin de déterminer le nombre minimal d’animaux nécessaires pour mettre en évidence une différence significative entre les groupes expérimentaux, tout en garantissant la robustesse des résultats. Par ailleurs, un recueil optimal de données sera réalisé pour chaque animal. Cela permettra de maximiser les informations obtenues par individu et ainsi de limiter le nombre total d’animaux nécessaire pour répondre à l’ensemble des objectifs scientifiques de l’étude.
Raffinement
Les animaux seront acclimatés au minimum une semaine dans l’animalerie avant le début des procédures expérimentales. Ils seront hébergés en groupe afin de respecter leur comportement social naturel. L’effet du candidat vaccin sur l’état physiologique des souris sera suivi attentivement. Une observation clinique sera réalisée quelques heures après l’injection, puis quotidiennement, par du personnel formé et compétent. La motricité des animaux sera surveillée après administration du traitement par voie intramusculaire dans la patte. Des points limites précoces ont été définis pour cette étude, incluant des critères d’arrêt de l’expérience cas de souffrance. En cas d’apparition de signes cliniques une prise de température sera effectuée. En cas de fièvre, une administration d’un antalgique sera effectuée.
Choix des espèces
Le modèle murin est un bon modèle pour tester les candidats vaccins car son système immunitaire est bien décrit et proche de l’homme. Des souris femelles adultes de plus de 7 semaines seront utilisées afin de travailler sur des animaux ayant un système immunitaire mature. De plus, les réactifs nécessaires sont largement disponibles. Il n’existe donc pas de méthode alternative susceptible d’apporter le même degré d’information. En effet, l’utilisation des invertébrées ne semble pas judicieuse en raison d’un système immunitaire très différent de celui d’un vertébré. Nous sommes donc obligés de faire appel à un vertébré communément utilisé pour ce type d’étude, la souris.
Evaluation de l’effet thérapeutique de la surexpression de la cavéoline-3 dans deux modèles murins de myopathie (Modification)
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Deux lignées de souris obtenues par croisements présentent les atteintes musculaires de deux myopathies rares, et la moitié des petits nés de ces croisements n'ont pas le génotype recherché. 691 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, pour tester une thérapie génique injectée dans leur première semaine de vie ou après l'apparition des symptômes. Elles passent selon les groupes des courses d'endurance sur tapis, des tests de suspension, des mesures de force des pattes arrière et des examens cardiaques sous anesthésie, ainsi que douze heures d'isolement pour mesurer leur activité spontanée, et le porteur cite "l'angoisse et la douleur durant la course". Les souris testées sont tuées à la fin pour prélever muscles et organes, et les petits sans le génotype recherché le sont aussi, sauf ceux gardés pour renouveler les croisements.
Objectifs
Ce projet s'intéresse à deux maladies rares du muscle associées à de la faiblesse, des crampes et des douleurs musculaires chez les patients. A ce jour, il n'existe aucun traitement pour ces myopathies. Le but de ce projet est d'évaluer l'efficacité d'une potentielle thérapie commune pour ces deux maladies. Modification : Dans la première maladie, des atteintes musculaires et cardiaques sont décrites. L’objectif était donc de cibler ces deux types d’organes avec une seule injection de traitement. Cependant, le cœur s’avère beaucoup plus ciblé que les muscles. La modification de projet porte donc sur un changement de voie d’injection. Cette optimisation de délivrance du traitement, s’accompagne également d’une optimisation de la dose à injecter. Enfin, des tests cardiaques légers sont ajoutés pour le groupe qui recevra cette nouvelle stratégie d’injection.
Bénéfices attendus
Ce projet pourrait fournir une preuve de concept commune pour soigner deux myopathies. En outre, cette étude nous permettra de mieux comprendre ces maladies et les acteurs impliqués.
Procédures
Dans ce projet, il y aura 4 groupes d’animaux : les groupes 1 et 3 (Myopathie 1) et les groupes 2 et 4 (Myopathie 2), qui seront soumis à différents tests musculaires et cardiaques. Groupes 1 et 2 : Les animaux recevront la thérapie génique durant la première semaine après la naissance avant l'arrivée des symptômes (prévention de la maladie). Les tests seront réalisés à l’âge attendu d’arrivée des symptômes. Groupe 1 : Les capacités cardiaques seront évaluées par deux tests cardiaques effectués consécutivement au cours de la même anesthésie (30 mins) une fois durant la vie de la souris. Les capacités sportives seront testées une fois par test d’endurance sur tapis de course (moins d’une heure). L’activité spontanée sera également surveillée sur 12h. Groupe 2 : Les capacités sportives seront testées une fois par semaine pendant 1 mois par deux tests de force (test de suspension et mesure de force des membres postérieurs sous anesthésie générale) durant chacun moins d'une heure. L’activité spontanée sera surveillée sur 12h, une fois durant la vie de la souris. La mesure contractile du muscle sera réalisée à la fin de la caractérisation sous anesthésie générale. Groupes 3 et 4 : Les animaux recevront la thérapie génique après l’apparition du phénotype (réversion de la maladie). Groupe 3 : Avant traitement, les capacités motrices (activité spontanée, mesure de force des membres postérieurs et endurance sur tapis de course) seront mesurées une fois afin de pouvoir comparer le phénotype avant et après traitement. Un suivi des capacités motrices sera réalisé une fois par semaine pendant 1 mois (activité spontanée et mesure de force des membres postérieurs). La mesure contractile du muscle sera réalisée à la fin des 1 mois de traitement. Groupe 4 : Avant traitement, les capacités motrices (activité spontanée, test de suspension et mesure de force des membres postérieurs) seront mesurées une fois afin de pouvoir comparer le phénotype avant et après traitement. Un suivi des capacités motrices sera réalisé une fois par semaine pendant 1 mois (test de suspension et mesure de force des membres postérieurs). La mesure contractile du muscle sera réalisée à la fin des 1 mois de traitement. Modification:Le groupe 3 sera divisé pour améliorer la délivrance du traitement. Les capacités cardiaques seront mesurées deux fois dans la vie de la souris : avant et après traitement. Le groupe 5 recevra des injections, et la force sera évaluée un mois plus tard pour certains animaux.
Impact sur les animaux
Il est attendu que les animaux n’aient pas de symptômes cliniques sévères. Les nuisances causées par les différents tests sont le stress dû à l'isolement durant la mesure d'activité spontanée, l'angoisse et la douleur durant la course, ainsi que la douleur lors des injections de traitement ou d'anesthésiants. Il est possible que les animaux ressentent une fatigue physique due aux anesthésies répétées.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés à l'issu des tests afin de récolter les muscles et organes nécessaires aux analyses moléculaires, et d'évaluer à une échelle plus petite les effets potentiellement bénéfiques des thérapies. La moitié des animaux issus des croisements ne possèderont pas les génotypes d'intérêt et seront euthanasiés s'ils ne sont pas nécessaires pour renouveller des croisements.
Remplacement
Le projet consiste à évaluer l'effet bénéfique d'une thérapie sur le muscle et la fonction cardiaque. Malheureusement, l’utilisation d’un modèle cellulaire ne permet pas d’évaluer les effets sur la contractilité du muscle, ni sur l’ensemble de l’organisme. Evaluer les fonctions motrices et la force musculaire in vivo est indispensable pour déterminer l'efficacité d'un traitement contre des myopathies. Le modèle murin est suffisamment proche physiologiquement et structurellement pour étudier la physiopathologie ainsi qu'une potentielle amélioration des symptômes dans le cadre d'une thérapie.
Réduction
La grande majorité des tests étant peu invasifs, il est possible de réaliser un suivi longitudinal en répétant les expérimentations sur les mêmes animaux au cours du temps. Les tests histologiques et moléculaires seront effectués sur les mêmes animaux après euthanasie. Ces deux points nous permettent de réduire drastiquement le nombre d'animaux. Le nombre d'animaux a été choisi à partir des données présentes dans la littérature, ainsi que de façon à pouvoir détecter une différence statistiquement significative entre les animaux malades, sains et traités.
Raffinement
Chaque cage sera enrichie avec des nids de chanvre et un tube pour permettre la préhension des animaux avec un minimum de stress. En cas de fatigue ou difficultés locomotrices des animaux, la nourriture sera placée dans la cage. Les animaux seront pesés une fois par semaine et observés. Avant chaque test phénotypique, l'animal sera familiarisé avec le matériel pour limiter son stress. Lors des tests sous anesthésie une crème ophtalmique sera appliquée pour éviter l’assèchement des cornées et la phase de réveil s’effectuera sous une lampe chauffante dans une cage où l’animal sera seul, puis l’animal sera replacé dans sa cage avec ses congénères. Le bien-être global des animaux sera surveillé quotidiennement après injection du traitement pendant une semaine. Pour les nouveau-nés, la poche de lait sera observée, car une diminution de l'alimentation peut indiquer un mal-être, et les animaux seront pesés. Des analgésiques pourront être administrés sur avis du vétérinaire si les animaux montrent des signes de douleur persistante. La zone d'injection du traitement sera surveillée et dès l'apparition de rougeurs, elle sera nettoyée avec une solution antiseptique douce. En cas d'infection importante, l'animal pourra recevoir des antibiotiques ou être euthanasié sur avis vétérinaire.
Choix des espèces
Les deux modèles de souris récapitulent le phénotype locomoteur et histologique présent chez les patients, et permettent donc d'évaluer correctement l'efficacité des traitements. Les défauts locomoteurs du premier modèle sont établis à 12 semaines après un exercice forcé et le phénotype cardiaque léger peut être détecté à 7 semaines. Pour les souris injectées avec le traitement dans les premiers jours de vie, les tests seront réalisés entre 7 et 12 semaines. Pour les souris injectées à 12 semaines, les tests seront réalisés de 11 à 16 semaines. Le deuxième modèle est plus précoce, bien que toujours léger, les tests seront donc effectués de 6 à 8 semaines ou de 6 à 12 semaines en fonction de l'injection du traitement (en prévention ou après l'apparition des symptômes). Modification : L'étude pilote pour l'optimisation des doses d’injection sera faite sur des animaux de 12 à 20 semaines, pour permettre la réduction du nombre de souris, mais aussi pouvoir comparer les données avec des données standards du modèle.
Etude des mécanismes corticaux d’intégration somatosensori-motrice chez la souris, en contexte normal et pathologique.
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Jusqu'à 105 sessions d'enregistrement par animal, une restriction d'accès à l'eau pouvant durer quatre mois, et pour 90 souris l'amputation d'un membre antérieur à l'articulation de l'épaule. 1 993 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance modérés à sévères, 112 d'entre elles étant enregistrées sous anesthésie générale et tuées avant tout réveil. 1 881 subissent une chirurgie de 45 à 120 minutes pour fixer une pièce sur le crâne, y poser une fenêtre optique ou une électrode. Le porteur reconnaît que l'amputation entraîne une perte de fonction et un abaissement durable des seuils de douleur, pour un objectif, des prothèses reliées au cerveau dans les deux sens, qu'il place lui-même au rang de promesse.
Objectifs
Le but de ce projet est de comprendre comment, au niveau du système nerveux central, les informations somatosensorielles (toucher, proprioception) sont traitées, mais aussi prises en compte dans la production du mouvement d'un membre, et pour l'appropriation corporelle. Au-delà d'une meilleure compréhension du fonctionnement cérébral, ce projet participe à l'effort pour concevoir des prothèses reliées de façon bidirectionnelle (incluant un retour sensoriel tactile) à des interfaces cerveau-machine. En effet, le développement d'interfaces bidirectionnelles promet de rendre le contrôle des prothèses plus précis et rapide, et d'améliorer leur sensation d'intégration au corps des patients.
Bénéfices attendus
Au-delà d'une meilleure compréhension du fonctionnement cérébral, ce projet participe à l'effort pour concevoir des prothèses reliées de façon bidirectionnelle (incluant un retour sensoriel tactile et ou proprioceptif) à des interfaces cerveau-machine. En effet, le développement d'interfaces bidirectionnelles promet de rendre le contrôle des prothèses plus précis et rapide, et d'améliorer leur sensation d'intégration au corps des patients.
Procédures
Les expériences prévues nécessitent l'enregistrement de l’activité cérébrale de souris. - Enregistrements sous anesthésie générale : une seule intervention, sans réveil, durant quelques heures, sur un maximum de 112 souris. - Chirurgies sous anesthésie pour mettre en place le dispositif d'enregistrement (pièce de fixation, fenêtre optique ou électrode) : durée de 45 à 120 minutes, sur un maximum de 1881 souris (une fois par animal). - Injections systémiques (intraveineuses) sous anesthésie, pour introduire des gènes permettant d’observer ou de modifier l’activité cérébrale : environ 20 minutes, sur 510 souris maximum (une fois par animal). - Injections intracérébrales sous anesthésie, pour cibler l'expression de ces gènes sur des régions précises du cerveau : environ 60 minutes, sur 150 souris maximum (une fois par animal). - Imagerie fonctionnelle sous anesthésie générale pour localiser les régions cérébrales d'intérêt : environ 20 minutes, sur 1881 souris maximum (une fois par animal). - Enregistrements chroniques chez l’animal éveillé et habitué : sessions de 20 à 60 minutes, répétées 5 à 15 fois par souris, sur un maximum de 206 souris. - Enregistrements chroniques chez l’animal éveillé, tête fixée ou en liberté (fibroscopie) : sessions de 20 à 60 minutes, répétées 10 à 105 fois par souris, sur un maximum de 1675 souris. Ces expériences nécessitent un contrôle de l’apport en eau, pouvant durer jusqu’à 4 mois. - Chirurgie d’amputation d’un membre antérieur sous anesthésie : environ 1h30, sur 90 souris (une fois par animal). Les expériences qui suivent pourront durer jusqu’à 3 mois.
Impact sur les animaux
Les souris impliquées dans le projet seront soumises à des procédures susceptibles de s’accompagner d'effets indésirables : Dépression respiratoire ou cardiaque, hypothermie, impact sur le tractus digestif liés à l’anesthésie, réactions inflammatoires ou infectieuses liées à l’implant d’électrodes ou de fenêtres optiques. Certains groupes de souris feront l’objet d’injections de constructions virales non pathogènes dans le sinus rétro-orbitaire réalisées sous anesthésie générale, qui lorsque le geste est maitrisé ne s'accompagne pas de complications. Certaines souris seront impliquées dans des tâches de conditionnement opérant, souvent associées à des enregistrements d’activité neuronale réalisées soit « tête-fixée », soit en comportement libre, mais connectées à un système d’enregistrement par le biais d’un faisceau de fibres optiques flexibles. Les effets indésirables liés à ces expériences sont principalement : Stress lié à la privation hydrique, perte de poids, stress et inconfort lié au maintien par la tête. Certaines souris, dans le cadre du développement de neuroprothèses seront soumises à l'amputation d'un membre antérieur au niveau de l'articulation gléno-humérale (épaule). Cette amputation, bien que réalisée dans des conditions réduisant au maximum le stress et la douleur, constituera une nuisance pour l'animal avec une perte de fonction, et une diminution des seuils de douleur sur le long terme.
Devenir
A la suite de nos expériences nous devons, pour interpréter de manière pertinente les résultats obtenus, prélever le cerveau des animaux et réaliser des analyses histologiques.
Remplacement
Dans le domaine des neurosciences, les alternatives à l’usage de modèles animaux sont les approches in silico, ex vivo, et in vitro. Dans le cadre de notre projet, notre objectif est de comprendre les mécanismes neuronaux impliqués dans le traitement des informations somatosensorielles et leur perception, la motricité et l’apprentissage moteur. Les approches in silico évoluent, diverses initiatives sont menées à l’échelle mondiale pour collecter massivement des données de manière à raffiner les modèles mimant le fonctionnement du système nerveux, en y intégrant notamment la grande diversité des propriétés intrinsèques des neurones qui constituent les réseaux corticaux, mais aussi les spécificités régionales du cortex cérébral en termes de connectivité. Mais les modèles actuels sont encore bien trop simplifiés pour se substituer aux études sur des animaux vivants. Le but de notre étude est justement d’approfondir la compréhension des mécanismes qui régissent l’intégration somatosensori- motrice corticale, pour pouvoir ensuite conduire à une modélisation des processus étudiés.
Réduction
Pour réduire au minimum le nombre d'animaux impliqués dans nos expériences, nous avons adopté une stratégie de multiplication des mesures sur les mêmes animaux. Nous travaillons avec des implantations chroniques d’électrodes et de fenêtres optiques qui permettent de réaliser des mesures chroniques répétées durant de multiples sessions consécutives chez le même animal. Nous associons méthodes d’imagerie, d’analyse du comportement, d’électrophysiologie et d’optogénétique sur le même animal. Cette stratégie nous permet de collecter un grand nombre de données à partir d’un nombre réduit d’animaux.
Raffinement
Nous mettrons en œuvre de nombreuses mesures visant à assurer le bien-être des animaux impliqués dans notre projet. Cela commence par l’utilisation d’une anesthésie et analgésie adaptés à chaque type d’intervention. A l’issue des procédures chirurgicales, les animaux seront placés dans une enceinte chauffée dédiée au réveil et la surveillance post-opératoire afin de minimiser leur stress. Une fois complètement réveillés, ils seront réintroduits dans leur cage habituelle pour éviter qu’ils ne se sentent isolés. Un suivi quotidien consciencieux sera mis en place pour observer leur poids, leur état de santé général, leurs expressions faciales et leur comportement, pendant plusieurs jours après l’intervention. En dehors de la phase post-opératoire, nous habituerons les animaux à l’environnement des sessions d’enregistrement pour limiter leur stress. Lorsque les animaux seront soumis à une restriction d’accès à l’eau dans le cadre d’un apprentissage comportemental, leur poids et leur apparence seront contrôlés quotidiennement pour garantir leur bien-être. Par exemple, en cas de perte de poids trop importante, un complément en eau leur sera accordé. Une grille d’évaluation du bien-être animal sera utilisée pour définir les seuils d'intervention spécifiques à chaque individu. En cas de signes de douleur, un traitement approprié sera administré. Enfin, dans ce projet, nous veillons à ce que les animaux soient logés en groupe dans des cages spacieuses, enrichies, et adaptées à leurs besoins comportementaux et physiologiques. Ces mesures sont essentielles pour assurer le bien-être des animaux dans nos expériences et diminuer la variabilité de nos résultats.
Choix des espèces
Le cortex cérébral de la souris est doté d’une structure laminaire, comparable à celle des primates tout en étant dépourvu de circonvolutions. Il offre un accès direct privilégié aux aires sensorimotrices, y compris un accès optique. C’est un atout très précieux à l’heure où les méthodes optiques sont devenues des outils incontournables pour enregistrer et contrôler l’activité d’assemblées de neurones. En outre, la souris est un modèle privilégié pour l'étude du système somatosensoriel, grâce à la masse de connaissances acquises concernant le système des vibrisses, auxquelles correspondent des structures bien définies au niveau du cortex somatosensoriel primaire. Le laboratoire maîtrise très bien ce modèle, un facteur important pour la réussite des expériences envisagées et pour la minimisation du nombre d'animaux impliqués dans les expériences. Également, le modèle souris bénéficie d'outils optogénétiques particulièrement performants, qui sont facilement mis en œuvre grâce à la commercialisation de nombreuses lignées transgéniques dédiées. La grande majorité de nos expériences seront réalisées sur des souris adultes (> 8 semaines), car nous souhaitons étudier les principes de fonctionnement des circuits somatosensori-moteurs corticaux, au sein d’un système nerveux bien développé et établi. Les animaux adultes sont plus faciles à entraîner à des tâches comportementales où les courbes de poids sont utilisées pour gérer la restriction hydrique des animaux. Cela facilite la mise en œuvre de nos expériences, et l’adoption de protocoles longitudinaux impliquant la collecte répétée de données chez un même animal.
Etudes de toxicologie, tolérance locale, pharmacocinétique, pharmacodynamique et carcinogénicité chez le rongeur (rat et souris) mutants et non mutants
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Rats : 23823
Sur 33 744 rongeurs, 1 000 seront réutilisés et 300 souris adoptées, tous les autres étant tués pour l'examen de leurs organes. 9 921 souris et 23 823 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, réparties sur 234 études de toxicologie réglementaire. Ils reçoivent le produit testé une fois ou de façon répétée, parfois jusqu'à la fin de leur vie pour les études de cancérogénicité, avec jusqu'à huit prélèvements sanguins par séance, des mises à jeun de seize heures, des séjours en cage à diurèse et un hébergement individuel pouvant durer vingt-quatre mois pour les souris mâles. L'effectif ne repose sur aucun calcul propre au projet, le porteur renvoyant aux lignes directrices internationales qui fixent le nombre d'animaux par étude.
Objectifs
L’objectif de ce projet est la réalisation des études réglementaires et pré-reglementaires de toxicologie générale, tolérance locale et des études préliminaires (recherche de dose, dose maximale tolérée, étude de pharmacocinétique, pharmacologie et pharmacodynamique) chez le rongeur (rat et souris) mutant et non mutant (234 études envisagés au cours de ce projet). Ces études consistent en l’administration unique ou répétée du produit à tester (futur médicament, produit chimique, dispositif médical) suivie d’observations régulières des animaux, pesées corporelle, évaluation des effets sur les paramètres sanguins ou urinaires, évaluation des fonctions respiratoires et cardiovasculaires et analyse macroscopique ou histopathologique, évaluation de la pharmacocinétique et pharmacodynamique du produit.
Bénéfices attendus
Les études de toxicologie sont réglementairement requises par les lignes directrices Européennes et Internationales et représentent une étape essentielle avant de conduire des essais cliniques sur un médicament humain (sur des volontaires sains en court terme et sur les patients dans le moyen et long terme), ou pour l’obtention d’une autorisation de mise sur le marché (dispositifs médicaux, médicament vétérinaire, produit chimique). Ils visent à définir le profil de toxicité ou de tolérabilité des produits à tester et donc rendre les essais cliniques plus sures pour les patients ou volontaires participant à l'essai. Ils permettent aussi de définir la dose qui sera testée (avec une marge de sécurité) pour la première administration à l’homme ou l’animal. In fine, ce projet contribuera au développement de nouvelles solutions thérapeutiques, prophylactiques ou diagnostiques sûres pour les patients humains. En ce qui concerne les produits chimiques ce projet permettra d’évaluer la sécurité des molécules chimiques dans l’intérêt de la santé de l’homme (notamment travailleur potentiellement exposé) ou de l’animal comme demandé par la loi et par les lignes directrices européennes.
Procédures
Ces études consistent en administration unique ou répétée du produit à tester. La fréquence de ces administrations varie en fonction du produit (par exemple 1 fois par jour, 1 fois par semaine) et/ou de la typologie et durée de l’étude (1 seule administration pour les études de dose unique à la durée de vie de l’animale pour les études de cancerogénicité). La durée des administrations est généralement rapide quelques secondes à quelques minutes, pour les administrations orales, souscutanée ou intraveneuse en bolus. Elles peuvent parfois être plus longue pour les perfusions (de plusieurs minutes à continue). Les administrations sont suivies d’évaluation des effets sur les paramètres sanguins ou urinaires (généralement 1 à 4 fois par étude ; avec mise à jeun pour rat [16h max] ; collecte d’urine dans une cage à diurèse), évaluation des fonctions respiratoires et cardiovasculaires, de prélèvements de sang pour bioanalyse (1 à 4 occasions par étude avec 3 à 8 prélèvements par occasion). Les anesthésie de quelques minutes et réveil d’anesthésie (incoordination) lors des prélèvements de sang réalisés sous anesthésie. Les anesthésie et douleur légère en post-opératoire (quelques jours) lors des chirurgies d’implantation de cathéter ou d’administration intrathécale. Restriction d’espace et absence d’accès à l’aliment lors du placement en cloches de pléthysmographie (mais accès à l’eau). Des test neuro comportementaux (incluant mais non limités aux tests d’apprentissage et mémoire, sensoriales [ex : auditif], activité locomotrice et batterie d’observations fonctionnelles [FOB]) peuvent être réalisé (durée du test de quelques minutes à 1 heure). La fréquence des tests neuro comportementaux est fonction de la typologie et de la durée de l’étude ainsi que de la classe du candidat médicament testé et de son indication thérapeutique (par exemple, ciblant le système nerveux centrale ; généralement entre 1 et 30 fois).
Impact sur les animaux
Les nuisances pour les animaux peuvent être les suivantes: - Stress, inconfort ou douleur brève, n’excédant pas quelques minutes, lors des procédures d’administration, de prélèvement de sang (pouvant être réalisée sous anesthésie) - Douleur légère en post-opératoire (quelques jours) pour la pose des cathéters ou d’administration intrathécale - Port de harnais ou d’un vascular access button et la connection à un téther pour les animaux équipés de cathéter lors des phases de perfusion - Restriction d’espace et absence d’accès à l’aliment lors du placement en cloches de pléthysmographie (mais accès à l’eau)- Mise à jeun, restriction d’espace, placement sur cage à grille, avec accès à l’eau, lors des collectes d’urines - Effets toxicologiques ou pharmacologiques légers à modérés dus à l’administration des médicaments ou produits chimiques à tester (perte de poids, baisse d’activité, excitation, baisse en consommation de nourriture, tremblements, irritation ou inflammation locale au site d’administration…) – Stress pouvant être engendrer par l’hébergement individuel pour les souris males (durée maximale de 24 mois), les animaux implantés avec un cathéter de perfusion et pour les études avec application dermale (durée maximale de 12 mois).
Devenir
En accord avec le plan d’étude utilisé les animaux pourrons être 1) euthanasiés en fin d’expérimentation en vue d’examens et de prélèvements d’organes ou tissus (examens macroscopiques et microscopiques) tels que requis par la réglementation pour la détermination des organes cibles ; 2) gardé en vie et retourner en zone d’hébergement hors étude suite à l’avis du vétérinaire avec l’évaluation de la gravité réelle des procédures subies ; 3) adoptés en accord avec la structure en charge du bien-être animal et les vétérinaires.
Remplacement
Il n’existe pas actuellement d’alternatives à l’utilisation d’animaux qui permettent de déterminer la toxicité de substances suite à une exposition systémique. Dans ces études, un relevé des signes cliniques et des paramètres sanguins des animaux est requis, ainsi qu’une évaluation macroscopique et microscopique des organes il est donc nécessaire d’avoir accès à l’animal dans son entièreté, pour évaluer l’ensemble des paramètres demandés par les guidelines.
Réduction
Le nombre d’animaux pour les études réglementaires est défini dans les guidelines internationaux applicables et adapté en fonction du nombre de doses testées, du nombre de produit testés et de la présence ou non d’une période de réversibilité. Pour les études préliminaires, le nombre d’animaux par lot est établi au plus juste afin d’obtenir des résultats exploitables et en tenant compte des objectifs de l’étude, du nombre de doses testées et du nombre de produits et est précisé dans le plan d’étude. Lorsque la méthode de bioanalyse le permet, une technique de prélèvement utilisant le plus petit volume de sang possible sera privilégié afin notamment de faire les prélèvements sanguins sur les animaux principaux et réduire ainsi le nombre d’animaux utilisés. Quand cela est possible, les paramètres de pharmacologie de sécurité sont intégrés dans les études de toxicologie (ex : évaluation neurocomportementale, évaluation de la fonction respiratoire, …) ce qui permet d’éviter la réalisation d’études de pharmacologie de sécurité et donc de réduire le nombre d’animaux.
Raffinement
Pour améliorer leur bien-être, les rats (mâles et femelles) et souris femelles seront hébergés en groupes sociaux sauf incompatibilité avec la procédure expérimentale ou incompatibilité comportementale. Les rongeurs seront hébergés dans des cages sur de la litière avec un enrichissement adapté (par exemple : papier kraft, tunnel, …). Les techniques engendrant le moins de stress ou d’inconfort sur une durée la plus courte possible pour l’animal seront privilégiées. Les actes pouvant engendrer du stress ou de l’inconfort seront réduits au minimum nécessaire (nombre et durée) et seront réalisés sous anesthésie avec un protocole analgésique adapté le cas échéant. Les animaux sont observés au moins 1 fois par jour (incluant le week end) afin de permettre la détection rapide de signes cliniques et d’agir au plus vite pour limiter toute souffrance ou douleur inutile. En cas de signes cliniques ayant des répercussions sur le bien-être animal, des mesures rapides et appropriées seront prises par le vétérinaire (mise en place d’un traitement médical, interruption des administrations, réduction de la dose testée par exemple). Pour les études de recherche de la dose maximale tolérée, le choix de la dose ultérieure est raffiné et adapté en fonction des effets cliniques observés à la dose précédente, sous supervision du comité d’éthique. Dans le cas des études incluant de la pléthysmographie et de certaines voies d’administrations, une habituation des animaux à la procédure sera réalisée avant le premier traitement. Dans le cas de certaines voies de prélèvement de sang, pour des animaux âgés ou ayant été peu manipuler, une habituation des animaux à la manipulation est mise en place avant le premier prélèvement. Les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie un protocole d’analgésie adapté.
Choix des espèces
Le rongeur est une espèce acceptée par les agences réglementaires. Le choix de cette espèce répond aux exigences réglementaires pour la réalisation d'études précliniques ou d’évaluation de la sécurité des molécules chimiques. Il est fait en fonction de critères scientifiques précis, des données de pharmacocinétiques et pharmacodynamiques disponibles, de l’existence de données historiques et en fonction des analogies entre l’homme et l’animal. La sélection de souches de rongeurs transgéniques se fait en fonction des objectifs spécifiques de l’étude et s’appuie pour les études de carcinogénicité notamment sur les données bibliographiques et sur les guidelines en vigueur. Pour les produits à usage vétérinaire, l’espèce cible est utilisée. En fonction du type d’étude et de la population ou des animaux cibles du produit nous choisirons l’âge le plus adéquat qui peut varier du jeune adulte à l’adulte mature qui a terminé sa croissance. Cela répond à l’ensemble des études réglementaires précliniques qui pourraient être nécessaires pour les essais cliniques chez l’homme et l’autorisation de mise sur le marché d’un nouveau médicament ou pour l’évaluation de la sécurité de produits chimiques.
Evaluation de l’efficacité, de l’innocuité, et de la durabilité de nouvelles méthodes et dispositifs pour le traitement des affections en gastro-entérologie.
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles gastrointestinaux
Cochons : 250
Moutons : 50
250 cochons, 50 chiens et 50 moutons vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une intervention chirurgicale, parfois deux, l'une pour créer une lésion vasculaire ou tissulaire, l'autre pour implanter le dispositif médical à évaluer, auxquelles s'ajoutent des prélèvements sanguins hebdomadaires et des examens d'imagerie sous anesthésie. Les bénéfices annoncés pour les patients, cicatrisation plus rapide et réopérations évitées, restent au conditionnel, tandis que les chiens sont retenus, écrit le porteur, parce qu'ils sont les seuls à posséder un tractus intestinal identique à celui de l'humain. Sur le remplacement, il affirme que l'expérimentation sur "organisme entier" est "incontournable" et relève d'une obligation réglementaire, et indique qu'aucune approche statistique n'a servi à fixer l'effectif.
Objectifs
L’évaluation et le développement de nouvelles méthodes, molécules, dispositifs et techniques pour les affections de l’appareil digestif et ses annexes par des méthodes de chirurgie et mini-invasives nécessite une phase de recherche pré-clinique et développement qui permet de mettre au point ces méthodes et vérifier leur sécurité. Les maladies digestives sont un enjeu majeur de santé publique. Cancers, pathologies liées à l'alcool, aux virus (hépatite B et C), maladies inflammatoires chroniques de l'intestin (dont la maladie de Crohn et la rectocolite hémorragique), urgences digestives, reflux gastro-oesophagien, troubles fonctionnels intestinaux, affections proctologiques, chirurgie de l’obésité, en sont des exemples. On recense plus de 800 maladies digestives. De nombreux facteurs de risque influencent ces maladies : les agents infectieux, les modes de vie (précarité, alcool, tabac, toxicomanie, sexualité, alimentation, surpoids et stress) et l'âge. Bien souvent associées à une diminution de l'espérance de vie et/ou une altération majeure de la qualité de vie des malades et de leurs proches, les maladies digestives ont un coût humain et sociétal élevé. Aujourd'hui près de 2 français sur 10 en souffrent. La fréquence de ces maladies devrait encore augmenter dans les années à venir en raison notamment du vieillissement de la population.
Bénéfices attendus
L'avantage escompté et les bénéfices attendus sont une amélioration de la prise en charge des patients, une amélioration de la durabilité et de l’efficacité des implants pour éviter leur rejet, et ainsi les ré opérations parfois multiples des patients, pour réduire les temps de cicatrisation qui handicapent les patients, et réduire le traumatisme tissulaire, corollaire de ces interventions, ainsi que l'occurrence d'effets indésirables comme les infections grâce au recours à des méthodes d'implantation mini-invasives. Un autre avantage important des techniques mini-invasives est de permettre une récupération plus rapide des patients.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : - Des prélèvements sanguins sur animaux vigiles ou légèrement sédatés, pour tous les animaux du projet. La fréquence des prélèvements pouvant être couramment d’un prélèvement par semaine et d'une durée de moins de cinq minutes. - Des préparations à l’anesthésie pour les examens d'imagerie et d'implantation chirurgicale qui consistent en la pose d'un cathéter et en l'injection des produits utilisés pour la prémédication et l'anesthésie. Durée de moins de dix minutes. - Des procédures chirurgicales d'implantation de dispositif vasculaire avec ou sans procédure chirurgicale de création de modèle lésionnel préalable. Chaque animal du projet ne subira qu'une seule chirurgie d'implantation de dispositif vasculaire associée ou non à une chirurgie de création de modèle antérieur soit une seule et parfois deux interventions chirurgicales par animal dont une mini-invasive pour la création de modèle lésionnel. Comme pour les interventions chez l'Homme, les interventions chirurgicales et les examens d'imagerie sont toujours réalisés sous anesthésie générale (évitant tous stress et douleur pour les animaux) et pourront durer jusqu'à plusieurs heures en cas d’intervention chirurgicale complexe pour tous les animaux du projet.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables attendus sur les animaux sont exactement les mêmes que ceux attendus sur un futur patient humain : - La faim ,lors de la mise à jeun (12 heures pour les porcs, 12 à 16 heures pour les ovins/bovins, de 6 à 12 heures pour les chiens) de l’animal préalablement à l’anesthésie, - Le stress physique induit par la contention/manipulation/pose de cathéter au moment de la préparation de l’anesthésie, - En fonction des besoins et préalablement à la procédure d'évaluation du dispositif, l'induction d'une lésion à la faveur d'une intervention chirurgicale mini-invasive de type lésion vasculaire, création d'un defect tissulaire, ligature ou occlusion de vaisseaux par exemple - La douleur en phase postopératoire : jusqu'à plusieurs jours en fonction de l’invasivité de la technique, pour ces derniers points, des mesures de raffinement sont mises systématiquement en place pour minimiser ces effets (comme par exemple le recours systématique à l'anesthésie générale, l'usage systématique de traitements anti-inflammatoires et anti-douleur opiacés, la protection des plaies, la mise en place d'un suivi clinique quotidien des animaux).
Devenir
Pour toutes les procédures du projet, la nécessité de collecter des données scientifiques se fera au niveau clinique, auniveau biologique (hématologie et biochimie par exemple), au niveau fonctionnel (données issues des examens d'imagerie, scanners, IRM par exemple), par l'interrogation des dispositifs, et enfin au niveau tissulaire par laréalisation d'une évaluation nécropsique et d'une évaluation histopathologique après euthanasie des animaux qui déterminera la tolérance locale et générale ainsi que l’altération du dispositif (durabilité). La bonne réalisation de ce suivi règlementaire garantit donc une évaluation complète et des dispositifs testés dans le projet.
Remplacement
La validation des dispositifs médicaux implantables et des méthodes techniques innovantes dans ce projet requiert la vérification de la sécurité et de l’efficacité des implants. Le recours à l’animal vivant pour évaluer les différentes versions de prototypes afin de reproduire fidèlement les contextes clinique, fonctionnel, anatomique et tissulaire qui seront visés par les applications chez les patients est indispensable. En effet leur utilisation in fine chez les patients représente des procédures à haut risque létal et il est donc indispensable d’avoir recours à l’expérimentation animale au préalable afin de vérifier le bon fonctionnement des dispositifs et des méthodes d’implantation, leur innocuité et leur durabilité. L’expérimentation sur l’organisme entier, et donc sur animal vivant est incontournable, c’est une obligation règlementaire dans le cadre de l’évaluation des dispositifs médicaux implantables.
Réduction
Le nombre d’animaux a été évalué prospectivement et réduit au minimum nécessaire pour répondre aux besoins et objectifs scientifiques du projet, aucune approche statistique n'a été réalisée. Pour réduire le nombre d’animaux, des sélections par méthodes d’imagerie non invasives sont mises en place (IRM, Scanner, Echographie, RX …), permettant par exemple une reconstruction 3D des structures d’intérêt. Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour s’assurer de la pertinence de cette estimation.
Raffinement
Les modèles animaux suivront exactement le cheminement d’un futur patient avec les mêmes exigences et techniques médicales mises en oeuvre pour la réalisation des interventions (personnel hautement qualifié, plateau technique opératoire et d’imagerie de pointe). L’ensemble des procédures est conçu pour réduire au maximum le stress, l’angoisse et les contraintes sur les animaux comme le recours systématique à l’anesthésie générale durant les interventions d’imagerie et les procédures chirurgicales. La localisation de la plateforme d'imagerie sur le site même des animaleries permet de réaliser ces examens sur place, réduisant ainsi le recours aux transports pour les animaux et le stress associé. Les paramètres vitaux sont enregistrés et contrôlés par des techniciens spécialisés en anesthésie afin d’adapter les perfusions, l’assistance respiratoire et les dosages d’anesthésiques et d’antalgiques. Un suivi de la température est réalisé pendant toute la procédure d'implantation chirurgicale et des dispositifs de maintien de la normothermie tels que le système de couverture de réchauffement Bair Hugger© ou des tapis chauffants sont utilisés. Les protocoles de réanimation sont standardisés et réalisés par des vétérinaires chirurgiens spécialisés. Pendant et après ces procédures, des protocoles de prises en charge de la douleur sont systématiquement appliqués (AINS et/ou opioïdes). Les animaux sont hébergés systématiquement en groupe sociaux ou individuellement pour les besoins de l'étude, ils ont accès à un enrichissement environnemental multimodal (social, alimentaire, manipulatoire et physique) et dans des conditions environnementales d'hébergement contrôlées et maîtrisées (température et ventilation). Des points limites stricts et spécifiques sont appliqués tout au long du projet.
Choix des espèces
Les dispositifs testés dans ce projet doivent l’être sur une anatomie semblable à celle de l’Homme avec les mêmes dimensions. Les modèles utilisés ont fait l'objet d'études similaires et sont considérés comme appropriés à cette fin. - Les porcins en tant que monogastiques sont le modèle de choix pour les études digestives. La taille, le volume relatif des différents organes digestifs ainsi que la structure de la paroi abdominale sont similaires à l'homme. - Les ovins sont un modèle pertinent pour évaluer la durabilité de l'ancrage des dispositifs. L'emploi du modèle ovin peut toutefois être limité du fait de la rumination et de sa physio-anatomie particulière. - Les canins ne seront utilisés que plus rarement, lorsqu'il sont le seul à présenter la spécificité anatomique ou fonctionnelle la plus proche de l'homme. Par exemple les canins sont le seul modèle avec tractus digestif intestinal identique à l'Homme (présence d'un colon spiral chez l'espèce porcine). Les animaux utilisés pourront être des juvéniles ou des adultes. L’objectif scientifique est d’avoir une anatomie de taille ou une situation clinique comparable à celle observée chez l’Homme.
Etude préliminaire au suivi à long terme de la dynamique de l’adénosine par photométrie dans le prosencéphale basal et le tronc cérébral du rat (Rattus norvegicus)
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
60 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, chacun passant jusqu'à cinq heures sur la table d'opération pour une chirurgie unique du crâne, puis jusqu'à deux semaines seul en cage le temps que les sutures cicatrisent. On leur injecte une sonde fluorescente et on leur implante une fibre optique, des électrodes d'enregistrement et une électrode de stimulation. Sept jours durant, ils subissent une crise convulsive provoquée par jour et jusqu'à quatre heures d'enregistrement, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance modérés à sévères, le porteur signalant que certains peuvent en mourir subitement. L'objet déclaré reste la mise au point de la mesure, ces 60 rats étant utilisés pour caler une méthode en vue d'un projet ultérieur.
Objectifs
Plusieurs complications de l’épilepsie sont associées au sommeil, telles que les troubles respiratoires du sommeil ou la mort subite et inattendue (SUDEP : Sudden Unexpected Death in Epileptic Patient), pour laquelle, il n’existe aucune stratégie de prévention spécifique. Les crises sont modulées par les états de vigilance des patients, avec une interaction entre le sommeil et l’épilepsie. La SUDEP fait généralement suite à une crise convulsive généralisée nocturne, résultant principalement d’un dysfonctionnement respiratoire central post crise. Cette altération de la commande respiratoire induit une apnée centrale fatale. Cette interaction entre dysfonctionnement respiratoire, régulation de l’éveil et l’épilepsie pourrait jouer un rôle dans la pathophysiologie de la SUDEP, en particulier à travers un effet de la répétition chronique des crises sur la voie de l’adénosine dans le tronc cérébral. L’adénosine est un neuromodulateur qui participe à la fois à la régulation du cycle veille-sommeil et à la régulation de la respiration. L’étude proposée ici porte sur la mise au point de la mesure de l'adénosine dans trois structures cérébrales impliquées dans la régulation de la vigilance et dans le contrôle respiratoire. Les résultats obtenus permettront une étude poussée portant sur le dysfonctionnement de la régulation de l’adénosine dans ces structures dans l’épilepsie pharmaco-résistante et l’impact sur le risque de SUDEP.
Bénéfices attendus
Cette étude fournira de nouvelles indications essentielles pour l’optimisation de futures études portant sur le role de l'adénosine dans l'épilepsie. En particulier, ce projet nous permettra de mettre en place une méthode fiable pour l’implémentation d’un système de quantification des fluctuations de l’adénosine dans diverses régions du tronc cérébrale chez le rat, en situation contrôle et en situation pathologique lors d’une crise aigüe.
Procédures
Les animaux de ce projet seront soumis à une procédure chirurgicale permettant l’injection d’une sonde fluorescente et l’implantation d’une fibre optique, d'électrodes d'enregistrements ainsi que d’une électrode de stimulation (chirurgie unique d'une durée maximale de 5h). De plus, ils seront soumis à des injections de médicaments (d'une durée maximale de quelques secondes, 5 fois pendant la chirurgie). Aussi, ils pourront être placés en hébergement individuel post chirurgie afin de permettre la cicatrisation complète des sutures (d'une durée maximale de 2 semaines). Finalement, ils pourront être soumis à des enregistrements électrophysiologiques et photométriques (d'une durée maximale de 4h une fois par jour pendant 7 jours) en conditions de crise convulsive (maximum une crise par jour).
Impact sur les animaux
Chirurgie : - Douleur modérée due à l’incision du scalp. - Déshydratation légère de courte durée. Enregistrements : - Stress léger et de courte durée dû au raccordement par câble de l’animal au dispositif d’enregistrement électrophysiologique et photométrique. Hébergement individuel pour cicatrisation: - Isolement jusqu'à 2 semaines. Induction de crise épileptique : - Stress intense de courte durée du à l’induction dû à l’induction de crises d’épilepsie. - Douleur modérée de courte durée en cas d’endommagement du connecteur par l’animal. - Dans de très rares cas, les animaux peuvent subir une mort subite (SUDEP).
Devenir
À l'issue de chaque procédure, tous les animaux seront mis à mort et le cerveau sera récupéré pour des investigations ex-vivo.
Remplacement
Le caractère inattendu de la SUDEP chez le patient rend les expériences prévues dans ce projet non envisageables chez le sujet humain. L’étude des rythmes cérébraux et cardio-respiratoires au cours ou en dehors d’une crise épileptique nécessitent l’utilisation d’animaux vivants et ne permet pas l’utilisation de méthodes substitutives à l’expérimentation animales telles que des modèles in vitro ou des analyses informatiques de par notamment les interactions entre différents organes (système respiratoire et système nerveux) dans la physiopathologie de la SUDEP.
Réduction
Cette demande est réalisée pour un faible nombre d’animaux afin de pouvoir déterminer différents paramètres et réduire par la suite le nombre total d’animaux pour un projet futur. Nous avons estimé un nombre suffisant d’animaux pour mettre au point notre protocole et confirmer, en comparaison des données de la littérature sur la mesure in vivo chez la souris de la fluctuation de l’adénosine, la reproductibilité de nos méthodes, intégration virale et mesure photométrique, chez le rat et dans nos 3 régions d’intérêt.
Raffinement
Ce projet a été planifié en gardant à l’esprit la nécessité de réduire, sinon de soulager l’inconfort, la douleur, la détresse ou l’angoisse des animaux. L’évaluation et la prise en charge de la douleur, la souffrance et l’angoisse seront effectuées tout au long du projet. Des critères de points limites précis sont définis dans une grille de suivi. Un animal atteignant un des points limites définis nécessitant une intervention est pris en charge sans délai et l’expérience est stoppée. Le bien-être des animaux sera pris en compte à chaque étape : une pesée hebdomadaire, l’apport d’enrichissement spécifique aux rongeurs dans le milieu et le recours à de l’anesthésie générale, additionnée d’une anesthésie locale en présence d’antalgiques ainsi que d’un maintien de la température et d’une hydratation régulière des tissus lors des procédures de chirurgies. L’utilisation d’analgésiques sera systématique avant la chirurgie puis quotidiennement et durant les 3 jours qui suivent le jour de la chirurgie. Afin de réduire au maximum le stress lié au changement d’environnement entre le fournisseur et l’animalerie, les animaux seront commandés dès l’âge de 9 semaines, permettant une adaptation à l’animalerie ainsi qu’à l’expérimentateur de 4 semaines avant la chirurgie. Les animaux seront hébergés en groupe de deux ou trois avec accès à la nourriture et à l’eau ad libitum et à un enrichissement (bandes de papier, des cubes de bois et une maison en plastique semi-opaque) pour assouvir leur besoin naturel de ronger. Les animaux qui auront été isolés dû à la chirurgie seront manipulés quotidiennement pendant 5 minutes.
Choix des espèces
Le projet sera réalisé sur le rat pour les raisons suivantes : 1) le modèle d’épilepsie chez le rat fait partie des modèles les plus utilisés dans le domaine de la recherche préclinique en épilepsie, dès lors que des études comportementales et électrophysiologiques doivent être couplées 2) La caractérisation de ce modèle sur le plan respiratoire est à ce jour spécifique à l’espèce « rat » permettant ainsi de réduire l’effectif des animaux que nécessiterait une nouvelle caractérisation de la fonction respiratoire chez une espèce différente de celle du rat. Nous travaillerons sur des rats pubères (âgés de 13 semaines, poids entre 180 et 200 g) car la grande majorité des cas d’épilepsie acquise (non-génétique) chez l’humain se déclarent chez l’adolescent et le jeune adulte et que les cas de SUDEP surviennent majoritairement chez l’adulte jeune.
Role de la protéine TRIM47 dans l’unité neuro-vasculaire
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Deux heures de chirurgie sous anesthésie pour implanter un dispositif d'observation du cerveau, puis un mois de traitement quotidien, deux séances d'imagerie et deux semaines de tests d'apprentissage, de mémoire et d'orientation spatiale à raison de vingt minutes par jour. 666 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur écrit que les modèles transgéniques employés ne présentent aucun effet indésirable connu sur le bien-être des animaux non-humains, alors que les mêmes souris privées du gène Trim47 présentent, selon la partie scientifique du texte, des troubles cognitifs et une perméabilité accrue de la barrière hémato-encéphalique. Toutes sont mises à mort en fin d'expérimentation pour prélever leur sang et leurs tissus.
Objectifs
La démence vasculaire est responsable de 45% des déclins cognitifs et de 25 % des AVC. L’une des premières causes de démence est la maladie des petits vaisseaux cérébraux (MPV) entrainant des lésions cérébrales et in fine des déficits cognitifs, des troubles de l’humeur et moteurs chez l’homme. Des études d’associations pangénomiques réalisées sur des cohortes de patients atteints de la MPV ont identifié de nouveaux déterminants génétiques potentiellement causatifs du développement de cette pathologie. Ainsi, une étude du laboratoire a permis d’identifier la protéine TRIM47 comme un nouvel acteur de la MPV. Les souris dans lesquelles le gène Trim47 a été désactivé pour étudier sa fonction présentent des troubles cognitifs, associés à une augmentation de la perméabilité de la barrière hémato- encéphalique (BHE) dues à diminution de la voie antioxydante. Ces travaux suggèrent que le ciblage de la voie de signalisation TRIM47 pourrait être une stratégie prometteuse pour la prévention ou le traitement de la MPV et des démences vasculaires. L’objectif scientifique du projet est ainsi étudier le potentiel thérapeutique de 2 interventions activant la voie antioxydante sur les fonctions cognitives, la perméabilité de la BHE et le couplage neurovasculaire dans notre modèle de souris Trim47 mutantes. Deux stratégies thérapeutiques seront testées : un traitement pharmacologique et une stratégie utilisant un oligoantisens.
Bénéfices attendus
Cette étude fournira le premier examen complet de la corrélation entre fonction neuronale et de la fonction vasculaire sur animaux vigiles présentant des troubles de comportement / maladies vasculaires. A terme, ce projet vise à accélérer le développement de nouvelles thérapies pour améliorer la prise en charge des troubles cognitifs chez les patients atteints de démences vasculaires.
Procédures
Chirurgie sous anesthésie (2h), 2 injections sous anesthésie (2 x 5 minutes), 2 séances d’imagerie (2x15 minutes). Traitement avec molécule (1 fois par jour sur un mois, durée totale 60 minutes) ou injection de molécule sous (2 x 5 minutes). Tests de comportements : 20 minutes/jour sur 2 semaines (3h d’intersession minimum) pour évaluer les fonctions cognitives des animaux telles que l’apprentissage, la mémoire, la capacité à s’orienter dans l’espace ou la prise de décision.
Impact sur les animaux
Les modèles transgéniques utilisés dans cette étude sont bien caractérisés et ne présentent aucun effet indésirable connu sur le bien-être des animaux. Modèle d’hypertension modéré et de courte durée : aucune nuisance attendue. Pour la chirurgie d'implantation, les nuisances/effets indésirables attendus sont : inflammation durant la première semaine ainsi qu’’une douleur post chirurgical possible et un inconfort. Pour les tests de comportement et l’imagerie sur animal vigil, un léger stress dû à la manipulation ou au changement d’environnement et un inconfort dans les premières séances d’imagerie sont attendus.
Devenir
Tous les animaux inclus dans ce protocole sont euthanasiés en fin d'expérimentation pour des prélèvements de sang et de tissus pour des analyses histologiques et moléculaires.
Remplacement
Il n’existe pas d’alternative non animale capable de reproduire fidèlement le fonctionnement du cerveau, notamment les interactions entre l’activité des neurones et la circulation sanguine (couplage neruovasculaire). Ces mécanismes complexes impliquent de nombreux types de cellules qui doivent être organisés de manière très précise, ce qui n’est pas possible dans des systèmes simplifiés comme des modèles de cultures cellulaires. Les fonctions cognitives (mémoire, apprentissage…) dépendent de réseaux de neurones répartis dans tout le cerveau, qu’on ne peut pas recréer en dehors d’un organisme vivant. Les modèles animaux restent aujourd’hui indispensables pour mieux comprendre ces phénomènes et l’impact de nouvelles molécules sur ces processus.
Réduction
L’utilisation d’imagerie longitudinale permet de réduire le nombre d’animaux puisque ceux-ci ne sont pas euthanasiés à chaque temps d’étude. Chaque animal étant son propre contrôle de façon longitudinale permet de réduire les différences inter-individuelles et de réduire le nombre d’animaux par groupe.
Raffinement
Les animaux sont élevés dans des conditions limitant au maximum le stress et la douleur. Ils sont élevés en groupe dans des cages ventilées maintenant une atmosphère saine avec libre accès à l’eau et à la nourriture. Des jouets/tubes en carton sont mis à disposition des animaux dans leur cage pour enrichir leur environnement, leur permettre de ronger et de se cacher. Les litières sont dépoussiérées et additionnés de cubes de coton leur permettant de construire des nids. Les opérations sont réalisées sous anesthésie gazeuse et en présence d’un antalgique. La mise en place de points limites permet d'assurer une surveillance rigoureuse de l’état de santé des animaux par le personnel et d’interrompre l’expérience si nécessaire (l’expérimentateur est alerté).
Choix des espèces
La souris est à ce jour la seule espèce de mammifère pour laquelle il est possible, en routine, de modifier le génome afin de créer des modèles d'études de maladies humaines. En outre, c’est un modèle de mammifère à sang chaud dont l'organisation structurale des barrières hématoencéphaliques et du réseau vasculaire présentent de fortes ressemblances avec l'homme. Les modèles de modification de flux sanguin ont été développés et validés pour cette espèce et montrent leur pertinence pour créer des altérations cognitives et des altérations du tissus neuronal. Nous utiliserons des souris adultes de 4 mois, ayant un réseau vasculaire mature dans les organes notamment le cerveau. Pour l’implantation des lentilles, des souris adultes âgées de 3 mois d'un poids autour de 24-29g seront inclues.
Etude d’efficacité de nouveaux candidats médicaments dans deux modèles de souris de Sclérose Latérale Amyotrophique (SLA), ou maladie de Charcot
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Des souris de deux lignées génétiquement modifiées, dont les motoneurones dégénèrent, reçoivent des candidats médicaments par la bouche ou en injection jusqu'à une fois par jour pendant trois mois, par le nez chaque jour pendant six mois, ou jusqu'à trois fois dans la colonne vertébrale lors d'une chirurgie sous anesthésie générale, avec un risque de lésion de la moelle épinière dans moins de 5 % des cas. 3 000 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes, ou plus tôt si elles atteignent un point limite. Les souris d'une lignée perdent peu à peu l'usage des pattes arrière jusqu'à la paralysie complète, et les souris ont subi chez le fournisseur la coupe d'un morceau de queue à dix jours, puis un transport en avion pouvant durer jusqu'à cinq jours. Pour tester ces médicaments contre la maladie de Charcot, le porteur fonde l'effectif de 15 souris par groupe sur des "tests comportementaux" et des "tests moteurs" sans en nommer aucun.
Objectifs
La Sclérose Latérale Amyotrophique (SLA), appelée couramment maladie de Charcot, est une maladie neurodégénérative qui se caractérise par une dégénérescence progressive des neurones du cortex moteur, des motoneurones du tronc cérébral et de la moelle épinière. On distingue des formes sporadiques et des formes familiales. Quelle que soit la forme de la maladie, les signes cliniques sont identiques. Cependant, en fonction de la région initiale d’atteinte, on distingue deux variétés de SLA : (1) une forme spinale qui affecte tout d’abord les motoneurones de la moelle épinière et qui est caractérisée par une atteinte de la motricité des membres supérieurs et inférieurs; et (2) une forme bulbaire, affectant les motoneurones du tronc cérébral et provoquant des troubles de la parole et de la déglutition. Au cours des 25 dernières années, la recherche sur les patients SLA a révélé des mutations dans plus de 20 gènes, dont 2 d’entre eux sont les plus affectés et ont été associés à des cas familiaux de la SLA. Des mutations de ces 2 gènes ont été associées à la neurodégénérescence observée dans la SLA. Par conséquent, ces deux gènes font actuellement l’objet de nombreuses recherches, notamment pour le développement de stratégies thérapeutiques. Afin d’étudier la progression de la maladie et d’aider au développement de nouveaux candidats médicaments, des modèles de souris transgéniques ont été générés pour mettre en évidence les mécanismes physiopathologiques responsables de la dégénérescence moto-neuronale observée dans la SLA. Par conséquent et pour étudier deux voies fortement représentés chez les malades de la SLA, nous utiliserons dans ce projet deux modèles de souris transgéniques dont les deux gènes d'intérêt ont été modifiés et présentant des signes pathologiques qui reprennent la pathologie humaine sous sa forme spinale avec une dégénérescence progressive des motoneurones entraînant un déficit moteur progressif. Les souris présentent, à partir de 6 semaines, des tremblements des membres inférieurs, des signes de faiblesse musculaire ainsi que des déficits moteurs qui s’aggrave avec l’âge. Ces deux modèles fournissent des outils précieux pour identifier les mécanismes sous-jacents à la pathogenèse SLA et pour étudier les stratégies thérapeutiques à mettre en place pour arrêter la maladie, et dans notre cas, d’étudier l’efficacité de nouveaux candidats médicaments.
Bénéfices attendus
La sclérose latérale amyotrophique (SLA), ou maladie de Charcot, est une maladie neurodégénérative caractérisée par une perte des motoneurones à la fois centraux et périphériques. Il s'agit de la plus fréquente des maladies du motoneurone de l'adulte (environ 2.5 malades pour 100000 habitants en France). Son diagnostic repose avant tout sur des éléments cliniques et l'exclusion d'autres pathologies. Ainsi, le délai entre l'apparition des symptômes et la pose du diagnostic est souvent long (9 à 13 mois), alors même que l'évolution de la maladie est rapide, avec un décès survenant généralement dans les 3 à 5 ans (le plus souvent par détresse respiratoire). Il s'agit d'une pathologie complexe et hétérogène dont les processus physiopathologiques sont encore mal compris. Les seuls traitements actuellement utilisés chez les patients atteints de SLA ne permettent, tout au plus, qu'une amélioration mineure de la survie, avec des résultats controversés. Ainsi, ce projet est utile pour avancer dans le traitement de cette maladie et donc le développement de nouveaux candidats médicaments.
Procédures
Dans ce projet, 2 lignées d’animaux génétiquement modifiés à phénotype dommageable sont étudiée. Les deux lignées sont des modèles de la sclérose latérale amyotrophique (ou maladie de charcot) mais ne développent pas la maladie de la même façon puisque les voies altérées dans les deux lignées sont différentes. Pour la lignée SOD1, les animaux développent des déficits moteurs qui évoluent tout au long de la vie de l’animal pour atteindre une paralysie des membres postérieurs et une diminution significative du poids (points limites définis dans le projet). Pour la lignée TDP-43, les animaux développent des déficits moteurs qui évoluent assez rapidement et se limite au bout de quelques semaines à une atteinte des membres postérieurs induisant une démarche laborieuse. Contrairement à la lignée SOD1, aucune paralysie des membres postérieurs n’est observée, les animaux ne montrent pas de perte de poids significative et il n’y a pas de mort prématurée observable sur la durée de notre projet. Des administrations seront réalisées sur animaux vigiles (1 à 2 minutes selon le type d’administration hormis pour les administrations intrathécales). Les fréquences d'administration dépendront des caractéristiques pharmacologiques des candidats médicaments. La fréquence et la durée maximales d'administration sont définies selon le type d'administration utilisée de la façon suivante : -Administration orale, intrapéritonéale ou sous-cutanée : 1 administration par jour pendant 3 mois -Administration intraveineuse : 2 administrations par semaine pendant 3 mois -Intranasale : 1 administration par jour pendant 6 mois -Intrathécales 3 administrations maximum réalisées sous anesthésie générale à une fréquence d’une par mois (temps minimal entre chaque administration). La durée de l’administration sera de 15-20 min environ. Des prélèvements de sang à la veine mandibulaire seront réalisés tous les mois (durée environ 2 min).
Impact sur les animaux
Ces modèles de souris transgéniques présentent des phénotypes dommageables qui reprennent la pathologie humaine avec une dégénérescence progressive des motoneurones entraînant un déficit moteur. Pour une des lignées, les animaux développent des difficultés progressives de mouvements des membres postérieurs sans induire de paralysie complète de ces membres, de perte de poids significative ou de mort prématurée avant la fin de l’étude. Les animaux issus de l'autre lignée utilisée dans ce projet développent également des difficultés progressives de mouvements des membres postérieurs allant jusqu’à la paralysie complète. Chez le fournisseur, les animaux à l'âge de 10 jours sont soumis au prélèvement d'un petit morceau de queue utilisé comme matériel biologique pour le génotypage. Lors du transport des animaux par avion d'une durée maximale de 5 jours (entre le moment où les animaux sortent de l’animalerie du fournisseur et celui où ils arrivent dans nos locaux), les animaux jeunes (3-4 semaines au minimum soit après sevrage) peuvent présenter un déficit moteur précoce léger dans le cas de la première lignée. Lors de l’administration d’une nouvelle molécule, différents effets indésirables peuvent être observés tels que : l’inconfort dû à l’injection, une diminution ou une augmentation de l’activité. Dans notre projet, des études in vivo ont déjà été réalisées au préalable avec les candidats médicaments et ne montrent aucune toxicité particulière de ceux-ci. Les futurs candidats médicaments peuvent avoir différents mode d’administration. Une administration (intra-veineuse, per os, sous-cutanée, intrapéritonéale ou intranasale) d’un candidat médicament entraîne une contention de l’animal qui peut induire un stress particulier. L’administration dans la colonne vertébrale sous l'arachnoïde au niveau lombaire (intrathécale) si elle a lieu, induit un acte de chirurgie et sera réalisée sous anesthésie générale précédée d’une analgésie. Cet acte de chirurgie peut entrainer une perte de poids des animaux ainsi qu'une légère déshydratation durant les 24 à 48h qui suivent. Un risque de lésion de la moelle épinière est possible dans moins de 5% des cas. Un stress peut également être présent lors de la manipulation des animaux pour leur passage dans les différents tests moteurs. Des prélèvements de sang au niveau de la veine submandibulaire seront réalisés avec un intervalle minimal d’un mois sur animaux anesthésiés.
Devenir
En fin d’étude, pour des analyses sérologiques, histologiques, moléculaires et immunohistochimiques, les animaux seront soumis à différents types de prélèvements (organes) post mortem. L’ensemble des animaux arrivant au point limite avant la fin de l’étude comportementale sera mis à mort.
Remplacement
L’étude du comportement animal est une étape essentielle dans le développement des médicaments actifs sur le système nerveux. L’effet de molécules sur le comportement est la conséquence de leur action au niveau de l’ensemble de l’organisme et en particulier sur le système nerveux. La mise en évidence de ces effets est réalisée sur un organisme vivant entier. Pour être valide, un modèle alternatif devrait prendre en compte l’ensemble des phénomènes pharmacologiques, biochimiques et physiologiques qui ont lieu chez l’animal. A ce jour, aucun test in vitro ou in silico ne permet de rendre compte d’un grand nombre de ces phénomènes, et en particulier ceux qui conditionnent le comportement. Les tests utilisés pour les études comportementales ne peuvent donc pas être remplacés par des méthodes alternatives. Pour le présent projet : il n’existe pas de méthode alternative permettant d’évaluer les symptômes moteurs de la Sclérose Latérale Amyotrophique (SLA). Le recours à l’animal de laboratoire s’avère donc incontournable pour étudier l’efficacité de nouvelles molécules.
Réduction
Les études internes précédemment réalisée dans notre EU sur les tests moteurs utilisés dans ce projet avec d’autres lignées ont montré qu’un nombre d’animaux égal à 15 par groupe est nécessaire pour observer des effets significatifs des candidats médicaments dans les tests comportementaux utilisés dans cette étude. Pour chacune des procédures, des tests statistiques seront réalisés. Les données seront présentées en moyenne et erreurs standard à la moyenne (SEM). Les différences entre les groupes seront évaluées à l’aide de tests paramétriques. Les tests paramétriques seront utilisés car présentant une puissance statistique supérieure aux tests non paramétriques c’est-à-dire permettant la mise en évidence d’une différence avec des effectifs plus faibles. Des tests non paramétriques pourront être utilisés en deuxième intentions . Le choix des tests paramétriques ou non paramétriques sera fait en fonction des résultats obtenus dans un test de normalité. Afin de limiter le nombre d’animaux utilisés, en plus des analyses comportementales, des prélèvements de sang et d’organes seront réalisés sur les animaux pour des études complémentaires.
Raffinement
Une période d’habituation sans expérimentation est laissée aux animaux d’au minimum une semaine après leur arrivée. Durant cette période d'habituation, les animaux sont soumis à une évaluation journalière suivant la grille scoring mise ne place dans ce projet mais aucune pesée de sera réalisée pour éviter de rajouter un stress lié à la préhension de l'animal en surplus du stress récent induit par le transport et le changement d'environnement. Les souris seront ensuite pesées une fois par semaine. Lorsqu’une perte de poids sera observée, la fréquence des pesée pourra être augmentée en fonction de la perte de poids et de l‘apparition des déficits moteurs. Par ailleurs, leur état général sera évalué selon notre grille de surveillance pour détecter des signes éventuels de douleurs. De ce fait, si un animal atteint à un moment donné de l'expérience, un des points limites définis, il sera immédiatement mis à mort. Des procédures particulières seront mises en place suivant l’atteinte moteur des animaux (alimentation hydratée et hydrogel placé dans le fond de la cage). Les prélèvements de sang seront réalisés sous anesthésie générale afin de réduire le stress des animaux. Pour la procédure chirurgicale (administration dans l'espace sous arachnoïdien de la colonne vertébrale au niveau lombaire appelée administration intrathécale), les souris sont maintenues sur des tapis chauffants et les conditions d’anesthésie générale avec analgésique sont réalisées pour une meilleure prise en compte de la douleur. Après la chirurgie et afin de faciliter leur convalescence, de l’hydrogel sera placé dans le fond de la cage pour les premières 24h et plus si besoin. Le poids des animaux sera suivi quotidiennement pendant une période minimale de 72h et jusqu’à reprise du poids initial. Des procédures particulières pourront être mise en place en cas d’altération de l’état physique des animaux après la chirurgie (mise en place d’une analgésie, alimentation hydratée et hydrogel dans le fond de la cage en concertation avec le vétérinaire). Une période d’au moins 10 jours de récupération sera respectée, après la chirurgie liée à l’administration dans l'espace sous arachnoïdien de la colonne vertébrale au niveau lombaire avant que les animaux ne soient soumis à un autre test de comportement.
Choix des espèces
Le répertoire comportemental des rongeurs correspond aux domaines de recherche abordés, contrairement à des espèces présentant un système nerveux central moins développé. La souris est le modèle le plus courant en première intention pour évaluer les effets de candidats médicaments, et les données obtenues nous permettent maintenant de calculer les doses administrables à l'homme prévues dans le cadre de premiers essais cliniques nécessaires au développement de nouveaux médicaments. Dans le cas de ce projet, la proximité clinique entre le modèle animal et la maladie humaine fait de celui-ci le modèle le plus fiable pour étudier l’effet des traitements sur cette pathologie dans toute sa complexité. En effet, les animaux sont essentiels pour modéliser les mécanismes physiopathologiques de la SLA. Ils sont donc nécessaires pour évaluer l'efficacité des candidats médicaments. Au minimum 5 semaines pour la lignée TDP-43 et 12-13 semaines pour la lignée SOD1 au début de l’analyse comportementale. Dans ce projet, l’expérience et l’administration de traitements sont initiés à un moment où les animaux sont jeunes, avant le début des premiers symptômes pour pouvoir commencer à administrer le candidat médicament au moment où les premiers symptômes de la maladie apparaissent. Le génotypage est effectué chez le fournisseur à l'âge de 10 jours. Ils partiront de chez lui, après sevrage, à l'âge de 3-4 semaines pour la lignée TDP-43 (au minimum) et plus tardivement pour les souris SOD1 (au minimum 10 semaines).
Evaluation de l’effet thérapeutique de la cytokine IL-34 humaine dans des modèles de maladies inflammatoires chroniques chez la souris NSG humanisée
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Dépourvues de système immunitaire fonctionnel par construction génétique, les souris NSG utilisées ici reçoivent des cellules humaines qu'elles ne peuvent pas rejeter. 280 d'entre elles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance modérés à sévères. Irradiation sur animal vigile, injection intraveineuse de cellules humaines, prélèvements sanguins derrière l'orbite de l'œil toutes les deux semaines, instillation intra-rectale d'un mélange de produits, pose de mini-pompes osmotiques dans la cavité péritonéale sous anesthésie générale, le suivi courant de la cinquième à la vingtième semaine de vie. Le porteur conclut que le passage à ces animaux dits humanisés est "indispensable" pour évaluer une molécule dont les essais sur cellules humaines ont déjà donné, selon lui, des résultats prometteurs.
Objectifs
L'objectif est d’étudier l’effet thérapeutique d’une molécule régulatrice afin d'approfondir notre compréhension des mécanismes d’action de cette molécule sous sa forme native et de les comparer à des formes modifiées dans des modèles de maladies inflammatoires, dont la composante immunitaire est bien décrite. Ce projet fait suite à de précédents travaux au sein de notre équipe et vise ici à tester la meilleure molécule modifiée et ses versions améliorées.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’évaluer l’intérêt thérapeutique de cette molécule humaine dans de nouveaux modèles de maladies inflammatoires, ainsi que de confirmer les résultats obtenus précédemment par l’équipe en testant notre molécule modifiée favorite ainsi que ses formes améliorées et optimisées pour une possible utilisation en clinique.
Procédures
Irradiation des souris vigiles (1 fois, 3 minutes/souris) ; Injection des cellules humaines par voie intraveineuse sur souris vigiles (1 fois, 5 minutes/souris) ; Prélèvements sanguins des souris sous anesthésie gazeuse (2 fois les 3-4 premiers mois puis tous les deux semaines, 5 minutes/souris) ; Instillation de mélange de produits en intra-rectal sous anesthésie gazeuse (1 fois, 10 minutes/souris) ; Injection des traitements en intraveineuse (1 fois, 5 minutes/souris) ou en intra-péritonéale (1 fois/jour pendant 10 jours, 2 minutes/souris) sur souris vigiles ; Mise en place des mini-pompes osmotiques dans la cavité péritonéale sous anesthésie générale (1 fois, 30 minutes/souris)
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus sont principalement liés 1. À l'injection de cellules humaines (douleur) ; 2. A l’injection intra-rectale d’un mélange de produits (douleur) ; 3. Intervention chirurgicale pour la mise en place de mini-pompes sous la peau (douleur, saignement) 4. Injection des traitements en intraveineuse ou intra-péritonéale ; 5. Au prélèvement sanguin réalisé derrière l'orbite de l'œil (douleur, saignement). Ces interventions sont réalisées sous anesthésie générale (gazeuse) et/ou analgésie (pré et post-opératoire pour les mini-pompes) pour pallier aux différentes douleurs rencontrées par les animaux, même si elles peuvent néanmoins conduire à une douleur légère et de courte durée, ainsi qu'à un stress.
Devenir
A la fin de l’expérience, tous les animaux seront autopsiés afin d’effectuer des prélèvements d’organes/tissus ce qui justifie l’euthanasie de chaque souris.
Remplacement
Malgré des résultats prometteurs dans les études fonctionnelles in vitro de la molécule native et des molécules modifiées sur cellules humaines, ceux-ci sont limités par l'absence de contexte physiologique et de la complexité du système immunitaire. Le passage aux modèles in vivo chez des animaux dit « humanisés » (proche de l’homme, car mimant le système immunitaire humain) est indispensable pour évaluer l’effet de cette molécule humaine et de ces nouvelles formes modifiées.
Réduction
Pour ce projet, le nombre minimum d’animaux sera utilisé et analysé par le biais de tests statistiques, permettant d’obtenir des résultats robustes et significatifs. Nous prévoyons d’utiliser au maximum 280 animaux répartis sur 3 protocoles différents. Si nous n’observons pas d’effet in vivo lors de premiers tests (groupe de 3 à 4 souris par expérience), les expériences ne seront pas reproduites et la totalité des souris ne sera donc pas utilisée.
Raffinement
Les souris seront hébergées par groupe de 5 animaux maximum et auront des formes d’enrichissements à leur disposition (Sizzle nest, tube, dôme) afin de réduire leur stress. Dans tous les protocoles mis en œuvre, les interventions invasives et les interventions chirurgicales plus longues seront effectuées sous anesthésie gazeuse et analgésie ou sous anesthésie générale associée à une analgésie pré et post-opératoire. Les animaux seront suivis quotidiennement dès le début du protocole, au niveau du poids et de l’apparition de signes cliniques. Enfin, des points limites ont été mis en place et seront appliqués en cas de souffrance de l’animal.
Choix des espèces
Ce projet a pour but d’étudier une molécule humaine dans une perspective thérapeutique. Pour cela, il est nécessaire d’utiliser un modèle animal capable d’accueillir des cellules humaines. Nous avons choisi la souris car certaines lignées particulières n’ont pas de système immunitaire fonctionnel, ce qui permet d’y greffer des cellules humaines sans qu’elles soient rejetées. La souris est également un animal couramment utilisé en recherche, car elle se reproduit facilement, son hébergement est bien maîtrisé et sa manipulation est relativement simple. Les souris recevront les cellules humaines lorsqu’elles auront 4 à 5 semaines, un âge où elles sont assez robustes pour supporter la procédure. Elles seront ensuite suivies jusqu’à environ 16 à 20 semaines, âge auquel leur croissance est terminée et leur poids est stable. Cela facilite les manipulations, comme l’injection des traitements ou les prélèvements d’échantillons, tout en assurant un suivi attentif de leur bien-être.
Etude du rôle de l’IL10 dans l’augmentation des NK après traitement par anti VEGFR2 chez la souris
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Une greffe de cellules tumorales puis une injection de traitement, chacune d'une minute, résument à elles seules les procédures décrites pour 60 souris. Toutes relèvent d'un niveau de souffrance modéré et toutes sont tuées à l'issue. La tumeur ainsi implantée peut réduire leur mobilité et leur capacité à se nourrir, et provoquer des nécroses cutanées que le porteur qualifie de très rares, ce qui laisse le protocole tenir en deux minutes de manipulation par animal quand la croissance tumorale, elle, court sur toute la durée de l'étude. Les 60 souris sont mises à mort pour analyser le microenvironnement de leur tumeur.
Objectifs
Le cancer est un problème de santé majeur dans le monde. Il est donc important de trouver des traitements afin de le soigner. Plusieurs études se sont déjà attachées à identifier le rôle des différents globules blancs au cours d’un cancer et d’autres études ont montré que la chimiothérapie pouvait moduler les proportions des différentes populations de globules blancs. L’immunothérapie est une catégorie de traitement très prometteur, notamment dans le cancer colorectal mais les conséquences de tels traitements sur les globules blancs restent à déterminer précisément afin de potentiellement améliorer leur efficacité. Le but de ce projet est d’étudier comment l’interaction entre 2 acteurs immunitaires impacte le reste de la réponse immunitaire au sein de la tumeur.
Bénéfices attendus
Ce projet pourrait ouvrir de nouvelles perspectives de traitement pour les patients en améliorant notre compréhension d'un phénomène immunitaire bénéfique à l'encontre du cancer. A mi-chemin entre la recherche fondamentale et appliquée, ce projet vise à long terme à améliorer les mécanismes immunitaires naturellement mis en place chez les patients cancéreux afin d'augmenter leur chance de survie.
Procédures
Les animaux seront soumis à : - 2 administrations de 60 secondes chacune pour administrer un traitement unique et afin de permettre le développement d’une tumeur
Impact sur les animaux
Les animaux vont être soumis à 2 injections de 1 minute chacune. L’administrations du traitement n’est pas connue pour être particulièrement douloureuses, particulièrement sous anesthésie. L’injection des tumeurs pourrait diminuer la mobilité des souris ainsi que leur capacité à se nourrir. Il est parfois possible d’observer la formation de nécroses cutanées mais elles sont très rares dans le modèle choisi pour cette étude et cette durée d’étude. Les injections sur animaux vigiles pourront entrainer du stress. Dans de précédentes expériences, nous avons montré que les traitements n’ont pas d’effets indésirables sur les souris mais nous continuerons de le vérifier
Devenir
Mise à mort de tous les animaux (60) pour analyse du microenvironnement tumoral.
Remplacement
Le cancer est une maladie complexe impliquant des mécanismes de contrôle et des interactions possibles seulement dans un organisme vivant. En effet, la recherche a permis de comprendre l’importance de l’environnement dans lequel le cancer se développe et les multiples interactions avec le système immunitaire, le stroma tumoral, le système vasculaire et le métabolisme. En conséquence, les expérimentations in vitro ne suffisent pas à appréhender la complexité d’un organisme. Nous réalisons à ces fins des études sur les modèles d’animaux greffés avec des cellules tumorales.
Réduction
Cette étude a été construite de manière à réduire au maximum le nombre d’animaux utilisé. 10 animaux par groupe seront utilisés pour évaluer l’impact ou non de ces différents traitements sur le système immunitaire. Les expériences seront réalisées par des personnes parfaitement formées afin d’optimiser la reproductibilité. Le fait que ces animaux soient génétiquement identiques permet de réduire la taille des groupes tout en ayant des résultats fiables. Néanmoins, comme les variations dans les croissances tumorales peuvent être importantes, nous répèterons les expériences 3 fois de manières indépendantes.
Raffinement
Les animaux seront hébergés à 10 par cage dans un environnement adapté et enrichi (jouets). Chaque animal sera examiné et pesé 3 fois par semaine, tout le long de l’expérimentation. Si des signes anormaux sont observés chez les souris, la fréquence de surveillance sera augmentée. L’injections de cellules tumorales sera réalisée sous anesthésie. Aucune douleur associée à ce geste n’est donc attendue. L’injection de traitement sera réalisée sur des souris vigiles. De plus, leur habituation aux gestes de contention devrait permettre de réduire le stress dû à ces manipulations. Afin de limiter la perte de poids des souris potentiellement due à des problèmes de mobilités induits par les tumeurs, nous allons ajouter des croquettes dans les cages afin que la nourriture leur soit plus accessible. De plus, des enrichissements seront ajoutés dans chaque cage. Les souris auront à disposition des matériaux pour leur permettre de faire leurs nids. Nous avons également mis en place une grille d’évaluation des points limites chez les animaux afin de limiter leur souffrance.
Choix des espèces
Les souris, outre l’avantage lié à leurs caractéristiques physiologiques sont les seules espèces animales disponibles pour l’expérimentation de par l’utilisation de souris génétiquement modifiés. Enfin, les souris autorisent une variété de techniques d’administration et de prélèvement présentant des analogies avec ce qui est réalisé en recherche clinique sur l’Homme. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 8 et 14 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles avec des animaux possédant un système immunitaire mature
Modulations pharmacologiques des mécanismes communs dans les différents types d’accidents vasculaires cérébraux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 980
Soixante minutes d'interruption de la circulation dans une artère cérébrale, sans qu'aucun analgésique ne soit administré ensuite. 1 260 souris et 980 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance modérés à sévères, une partie étant opérée sous anesthésie et tuée avant tout réveil. D'autres subissent une hémorragie intracérébrale provoquée chirurgicalement, une injection intra-artérielle destinée à créer des microhémorragies, ou un drainage d'hématome, auxquels s'ajoutent des traitements quotidiens, des séances d'imagerie de quarante-cinq minutes, des prélèvements sanguins mensuels et des tests de mémoire, d'anxiété et de motricité étalés sur plusieurs semaines. Le recours à deux espèces de rongeurs, le porteur l'appuie sur les recommandations STAIR, un ensemble de critères établis par des experts du domaine.
Objectifs
L’objectif global du projet est de moduler pharmacologiquement les mécanismes communs entre les différents types d’AVC (Accident Vasculaire Cérébral) afin d'en contrer les effets néfastes ou les complications, à court terme ou à long terme.
Bénéfices attendus
Concernant les hémorragies cérébrales, à la phase aiguë (c’est-à-dire jusqu’à 7 jours), ce projet permettra de proposer plusieurs pistes thérapeutiques pour l’évacuation de l’hématome. Au-delà de 7 jours, ce projet permettra de proposer une piste anti-inflammatoire pour contrer les effets délétères de l’œdème présent autour de l’hématome résiduel. En ce qui concerne les ischémies cérébrales, des modulations pharmacologiques à court et et à long terme par des médicaments aux multiples effets permettra d'évaluer les bénéfices de ces traitements sur les troubles de la mémoire et la récupération fonctionnelle post AVC.
Procédures
Les animaux vont être soumis respectivement et de manière unique à - une intervention chirurgicale afin d'induire un accident vasculaire ischémique (interruption de la circulation sanguine dans une artère cérébrale d'une durée de 60 min) - une intervention chirurgicale afin d'induire d'une hémorragie intracérébrale (d'une durée de 30 minutes) - une injection intra-artérielle de molécules permettant la constitution de microhémorragies cérébrales (d'une durée de 10 minutes) - une intervention chrirugicale post hémorragique et drainage de l'hématome (d'une durée de 60 min). Pour l'ensemble de ces procédures, les animaux recevront des traitements pharmacologiques innovants quotidiennement (par voie orale ou par injection d'une durée de 5 minutes par administration), en parrallèle d'évaluations comportementales visant à tester la mémoire, l'anxiété et la motricité (tests s'étalant de quelques heures à plusieurs semaines), de séances d'imagerie (d'une durée de 45 minutes/séance) et de prélèvements sanguins mensuels (5 minutes/prélèvement).
Impact sur les animaux
L'induction des AVC ischémiques et des HIC chez les animaux se fait par une chirurgie réalisée sous anesthésie. Malgré nos précautions, il se peut que cela entraine une gêne chez l'animal à plus ou moins long terme (perte d'appétit, de motivation, augmentation de l'anxiété). De plus, la principale nuisance attendue dans le modèle d'AVC ischémique repose sur le fait qu'aucun analgésique ne sera administré et que cela peut entrainer une douleur. Une perte de mobilité transitoire peut également être observée dans les 72h qui suivent l'intervention. De même, les animaux subiront une IRM nécessitant une anesthésie non invasive sous isoflurane pouvant entrainer un stress et un mal-être chez l'animal mais qui reste proche de l'induction et dont les effets sont minimes et à court terme. De potentiels effets indésirables peuvent apparaitre en fonction des traitements administrés, même si les doses sont non toxiques (troubles digestifs, nuisance liée à la piqure). Une douleur peut être générée lors du prélèvement rétro-orbital. Aucune nuisance n'est attendue lors des tests comportementaux, hormis la légère restriction alimentaire lors d'un test comportemental. La mise en place d'une surveillance rapprochée et de points limites permettra de limiter au maximum ces gênes potentielles (voir document associé).
Devenir
A la fin des protocoles, les animaux seront mis à mort après différents temps d'intérêt, entre 24h et 6 mois post chirurgie, pour des études du tissu cérébral qui nécessitent d'avoir accès à l'organe.
Remplacement
L’expérimentation proposée vise à comprendre les mécanismes impliqués dans la survenue d'un accident vaculaire cérébral. Il s’agit de l’étude d’un trouble physiopathologique intégré faisant appel à de nombreux types cellulaires et à de nombreux mécanismes dont la complexité et la cinétique ne peuvent être reproduites in vitro.
Réduction
L’ensemble des procédures expérimentales nécessaires à l’accomplissement de ces études requiert un nombre total de 2240 animaux. Le nombre minimal nécessaire d'animaux a été défini pour assurer la validité scientifique et statistique des résultats. Les données et les analyses statistiques sont conformes aux recommandations sur la conception expérimentale et l'analyse en pharmacologie.
Raffinement
Dans tous les cas, l'ensemble des procédures expérimentales sera réalisé en limitant au mieux (durée et intensité) toute douleur et/ou stress pour les animaux. Les animaux seront surveillés quotidiennement et une vigilance particulière sera réalisée sur les points limites afin de respecter au mieux le bien-être animal. Les mesures spécifiques seront la mise à disposition de gel nutritif enrichi lors d'une perte importante de poids, de la désinfection en cas de plaies et d'un ajout d'enrichissement en cas de comportement aggresif anormal. Selon les critères observés et la cause identifiée, les animaux seront soit isolés et soignés, et/ou recevront un traitement analgésique, ou seront mis à mort dans une salle dédiée. La structure du bien-être animal ou le vétérinaire référent seront sollicités pour avis si besoin. Les conditions d'hébergement sont optimisées avec un environnement contrôlé (température, pression, humidité de l'air) et de l'enrichissement dans les cages.
Choix des espèces
En accord avec les données de la littérature et surtout afin de stabiliser la reproductibilité et la fiabilité des résultats obtenus, nous avons choisi de travailler sur des animaux (rats et souris) jeunes adultes nous permettant d'envisager des études à long terme. Le choix de 2 espèces de rongeurs repose sur les recommandations STAIR (Stroke Therapy Academic Industry Roundtable) qui rassemblent des critères expérimentaux définis par des experts internationaux et adaptés à l’évaluation expérimentale.
Création et maintien de lignées de poissons zèbre génétiquement modifiés pour l’étude des protéines contrôlant l’architecture des neurones
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système nerveux
Tués dès la fin de la procédure pour les uns, gardés jusqu'à douze mois puis mis à mort pour les géniteurs et génitrices, 16 950 poissons zèbres vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Le projet consiste à créer et maintenir des lignées génétiquement modifiées pour étudier les protéines qui structurent les neurones. Chaque poisson subit à quatre mois, sous anesthésie, le prélèvement d'un morceau de nageoire caudale destiné au génotypage, geste que le porteur décrit comme sans dommage tout en reconnaissant qu'il peut induire du stress et de la douleur. L'effectif reste sans justification statistique, le porteur indiquant qu'aucune méthode n'a pu servir à le déterminer puisque aucune expérience n'est menée sur les poissons adultes.
Objectifs
Notre programme de recherche porte sur l’étude de neuropathies héréditaires humaines caractérisées par des atteintes neurologiques sensitives et motrices. La prise en charge clinique des patients est actuellement symptomatique et aucun traitement curatif n’existe à ce jour, ce qui pose l’urgence de développer des modèles animaux précliniques pour la mise au point des thérapies. Nous nous intéressons aux protéines qui forment l’architecture du neurone et qui sont mutées dans nombre de maladies neurologiques. Notre programme de recherche vise à comprendre le rôle physiologique de ces protéines structurelles et leur régulation. Afin de mener ce projet à bien, nous avons choisi le modèle du poisson zèbre, qui constitue un modèle/outil de choix pour l’étude du système neuromusculaire, similaire à celui de l'Homme et déjà fonctionnel dès le stade larvaire précoce. En outre, la transparence de l'animal durant le développement nous permet de capturer les processus dynamiques qui nous intéressent par imagerie dans un modèle in vivo. Pour réaliser ce projet, nous créerons et maintiendrons des lignées poisson zèbre transgéniques. Ces lignées nous permettront de générer des embryons dans le but d’étudier les protéines structurelles des neurones par des techniques de microscopie ou de biochimie à des stades larvaires (
Bénéfices attendus
Ce projet s’inscrit dans une démarche de recherche fondamentale permettant de mieux comprendre les fonctions des protéines contrôlant l'architecture des neuroneset leur implication dans des mécanismes pathologiques. L’objectif à long terme (>5ans) est de développer des stratégies thérapeutiques ciblant ces mécanismes.
Procédures
La création et le maintien de lignées de poissons-zèbre implique de pouvoir identifier les animaux transgéniques. Cette procédure d'identification nécessite le prélèvement d’un morceau de tissu de la nageoire caudale du poisson afin d’en extraire l’ADN. Ce prélèvement, d’une durée inférieure à 5 minutes, sera réalisé sous anesthésie une seule fois au cours de la vie de l’animal, à 4 mois. Classiquement, cette technique ne génère pas de dommages ni de mortalité. Il s’agit la du seul geste invasif qu’auront à subir les poissons zebres une fois dans leur vie.
Impact sur les animaux
Nous ne nous attendons pas à ce que les protéines étudiées induisent des nuisances dans les lignées transgéniques créées. Seule les formes mutées, avec des mutations retrouvées chez les patients, ont le potentiel de générer un phénotype dommageable (défauts sensorimoteurs). Ces défauts pourraient induire un défaut de nage chez ces poissons n’entrainant pas, au vu de la littérature sur les patients, de mortalité ou de conditions d’hébergement particulières. Nous porterons une attention particulière aux déficits moteurs en évaluant la qualité de la nage des poissons générés (notamment observable lors du nourrissage) et à l’apparition de signes de souffrance. Pour les autres lignées transgéniques, un suivi des poissons zebres sera réalisé afin de s’assurer qu’aucun d’entre eux ne développe de phénotype dommageable dans le temps. Lors de la création de ces lignées, un certain nombre de poissons zebres seront amenés à subir un prélèvement de nageoire caudale pour identification qui peut induire du stress et de la douleur.
Devenir
A l’issue de chaque procédure, les animaux d’intérêt (géniteurs et génitrices en nombre nécessaires) seront conservés jusqu’à leur 12 mois puis mis à mort. Les autres seront mis à mort dès la fin de chaque procédure afin de ne pas garder d’animaux génétiquement modifiés , non nécessaires à la conduite de ce projet et ne pouvant pas être replacés (adoption ou autre projet).
Remplacement
Le projet vise à acquérir une meilleure compréhension fondamentale des protéines controlant l'architecture des neurones. Bien qu'il existe des systèmes d'étude de cellules in vitro, ces modèles sont fortement limités car les neurones ne sont pas matures et ne permettent pas d'étudier complètement les fonction de ces protéines. Par conséquent, il n'existe actuellement aucun système in vitro qui réponde aux deux critères de complexité et de transparence des tissus, nécessaires pour répondre aux objectifs scientifiques du projet. Cela nous rend dépendants de l'utilisation de systèmes in vivo. Les embryons de poisson zèbre ont un système neuromusculaire similaire à celui de l'homme, avec tous les types de cellules pertinents, qui est déjà fonctionnel au stade larvaire et qui a une transparence tissulaire ce qui en fait un modèle approprié pour répondre à nos questions biologiques. Nous souhaitons établir des lignées poisson-zèbre transgéniques afin de disposer d’outils pour étudier la biologie des neurones.
Réduction
Afin de réduire au maximum le nombre de poissons à élever jusque l’âge de 4 mois, une estimation préalable de l’efficacité des techniques utilisées sera réalisée sur des oeufs de poisson zèbre sauvages à 24-48h heures post fécondation. Nous limiterons également au maximum le nombre de poissons zèbres ayant à subir un prélèvement de nageoire caudale pour identification en réalisant les prélèvements par groupe de 16 poissons zèbres. Ainsi, dès lors que le nombre d’animaux nécessaires à la génération des lignées sera obtenu, les prélèvements seront stoppés. Pour le maintien des lignées créées, seul le nombre de poissons zèbres nécessaire au maintien de chaque lignée sera conservé, ce qui correspond à une vingtaine de géniteurs mâles et de génitrices femelles par an et par lignée. Étant donné qu'aucune expérience ne sera réalisée sur les poissons adultes, aucune méthode statistique n'a pu être utilisée pour déterminer le nombre d'animaux. Le nombre d'animaux a donc été déterminé sur la base du nombre de couples reproducteurs requis.
Raffinement
Tous les poissons adultes seront élevés en aquarium en conditions d’hébergement standard, avec une surveillance hebdomadaire. Les individus devant subir la procédure d'identification par prélèvement de nageoire caudale seront placés sous analgésie avant la procédure. Pendant cette procédure, l'exposition à l'anesthésique sera minimisée en effectuant rapidement les manipulations tout en s'assurant que le poisson est suffisamment sédaté pour ne pas sentir les manipulations. Une sédation adéquate sera confirmée en vérifiant l'absence de réaction de fuite provoquée par le toucher. Le plus petit morceau de nageoire possible sera prélevé afin de faciliter la cicatrisation et minimiser l’impact de cette procédure sur les animaux. La récupération de l'anesthésie sera étroitement surveillée : si le réveil n'est pas observé dans les 10 minutes, l'animal sera mis à mort pour éviter toute souffrance. Nous réduirons au minimum le temps d'isolement des animaux (24h à 48h maximum). Les animaux seront traités par lots de 16 ce qui permet de former des bancs réduisant ainsi le stress des poissons. Les poissons ayant subi la procédure seront surveillés pendant 15 jours soit le temps minimum de cicatrisation afin que tout comportement ou aspect anormal puisse être évalué lors des contrôles de routine effectués par les soigneurs. Des points limites précoces et adaptés aux modèles d'étude ont été définis (points limites d'altération de la morphologie ou de comportement). En cas d'atteinte d'un seuil limite, les poissons seront euthanasiés.
Choix des espèces
Grâce à la grande conservation fonctionnelle de ses gènes avec ceux de l'homme, le poisson zèbre est un modèle idéal pour étudier les fonctions des gènes et des protéines qui sont pertinentes pour la physiologie et la pathologie humaines. Les embryons de poisson zèbre ont un système neuromusculaire similaire à celui de l'homme, avec tous les types de cellules pertinents pour nos questions biologiques. En outre, la transparence des embryons de poisson zèbre permet de suivre des processus dynamiques dans un contexte d'organisme entier à l'aide de techniques non invasives.