Procédures modérées

Une injection intraveineuse unique de vecteur viral, sept à dix prélèvements de sang sous anesthésie selon la durée du suivi, et deux à trois gavages par sonde rigide à bille. 200 rats Sprague-Dawley vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour des analyses post-mortem. Il s'agit de savoir si un vecteur de thérapie génique atteint les neurones et les cellules gliales de l'intestin, et si le microbiote intestinal modifie l'efficacité du transfert de gènes. Le porteur écrit que l'injection intraveineuse d'un tel vecteur chez le rongeur est connue pour ne provoquer aucun effet indésirable, alors qu'il fonde le projet sur une lignée de rats dont 30 % développent une réponse immunitaire contre le vecteur, et conclut que le modèle animal demeure "incontournable".

Objectifs

La thérapie génique consiste à introduire un gène thérapeutique dans des cellules pour traiter une maladie. Pour véhiculer ce gène, les vecteurs viraux, et en particulier les virus adéno-associés (AAVr) constituent des outils de choix. Une seule injection d’AAVr permet une expression à long terme du gène thérapeutique. Malheureusement, l’utilisation de fortes concentrations d’AAVr chez l’Homme peut parfois induire une réponse immunitaire importante entrainant une perte d’efficacité du traitement et dans certains cas des effets secondaires graves voire létaux. Le microbiote intestinal exerce une influence sur plusieurs fonctions physiologiques de l’hôte et en particulier sur les fonctions digestives (immune, barrière épithéliale, système nerveux entérique (SNE)). L’ensemble de ces fonctions/composantes cellulaires contribue à l’efficacité ou représente une cible des thérapies géniques. De plus des études récentes suggèrent une modification de la réponse de la thérapie génique par le microbiote intestinal. Dans ce contexte, la capacité de la thérapie génique à cibler les constituants cellulaires du SNE (neurones ou cellules gliales) ainsi que le rôle joué par le microbiote intestinal en tant qu’acteur de l’efficacité de ce ciblage reste à définir. Dans ce projet nous proposons d’étudier la relation entre le microbiote/SNE et les vecteurs AAV chez le rat pour : - Evaluer la capacité de l’AAV à transduire le système nerveux entérique et notamment les cellules gliales et les neurones entériques. Ceci permettrait d’ouvrir des perspectives thérapeutiques ciblant les atteintes du SNE observées dans de nombreuses pathologies chroniques digestives ou extradigestives ou dans des maladies rares altérant les fonctions digestives (Crohn, désordres intestinaux liés à la myopathie de Duchenne). - Déterminer si la composition du microbiote intestinal peut prédire l’efficacité du transfert de gènes ou contribuer à sa réponse thérapeutique. Un AAVr de sérotype 9 sera utilisé dans un premier temps car il présente un tropisme neuronal susceptible de transduire le SNE. Ce sérotype est actuellement utilisé en clinique et autorisé sur le marché pour le traitement de pathologies neuromusculaires. D’autres sérotypes tels que l’AAV6 ou l’AAVrh10 décrits pour la transduction de cellules gliales et neuronales pourront également être testés. Ce choix sera fait à partir de résultats obtenus in vitro sur des cellules gliales entériques de rats.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre de documenter les interactions entre les vecteurs AAV, le système nerveux entérique et le microbiote.

Procédures

Dans ce projet et selon les groupes, les animaux seront suivis soit sur 1 mois, soit sur 3 mois. Les rats recevront une injection unique de solution saline ou d’un vecteur viral en Intraveineuse. La durée totale d’intervention est d’environ 5 à 10 mn. Des prélèvements sanguins sous anesthésie seront réalisés régulièrement pendant toute la durée du protocole soit 7 pour les suivis 1 mois et 10 pour les suivis 3 mois. Le temps d’intervention est d’environ 5 mn. Pour l’exploration fonctionnelle digestive, un gavage sera réalisé. Le temps d’intervention est d’une dizaine de secondes et sera réalisé 3 fois en tout, avant injection du vecteur puis à + 1mois et + 3 mois et 2 fois pour les animaux suivis 1 mois.

Impact sur les animaux

Pour les prélèvements sanguins et les injections de vecteur AAV en intraveineuse, les animaux seront sous anesthésie gazeuse. Les animaux ressentiront, au réveil, une légère douleur au point du prélèvement sanguin et au point d’injection de l’intraveineuse due à la pénétration de l’aiguille. Par ailleurs, l’injection intraveineuse d’un vecteur AAV chez le rongeur est connue pour ne provoquer aucun effet indésirable. Le gavage nécessite une contention de l’animal qui n’a donc plus de liberté de mouvement pendant la procédure qui va durer 10 secondes. De plus l’introduction de la sonde (rigide avec bille) génère également un inconfort pour lui. Néanmoins afin de générer un minimum d’inconfort et de stress, le geste sera pratiqué par un expérimentateur qui maitrise cette technique. Pour le prélèvement de sang, la toute petite incision pratiquée à l’extrémité de la queue avec l’aiguille 22G doit induire une douleur à l’animal. Cependant, l’application d'un anesthésique local avant le prélèvement va limiter cette douleur. Pour l'euthanasie, le prélèvement sanguin terminal au niveau de la veine cave n’engendrera pas de stress ou de douleur pour les animaux, puisque cet examen sera réalisé sous anesthésie générale renforcée par une analgésie ce qui limitera une éventuelle douleur liée au geste invasif. Ce prélèvement se fera au moment de la mise à mort des animaux.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure pour des études post-mortem.

Remplacement

Lorsque les stratégies de transfert de gène à l’aide d’AAV ont été transférées en clinique, des effets indésirables liés à une réponse immune ont été rapportés pouvant prévenir l’efficacité du transfert de gène. Ces effets n’avaient pas été documentés dans les modèles animaux. Depuis, nous avons développé au laboratoire un modèle de rat Sprague-Dawley, qui présente une réponse immunitaire anti-AAV pouvant prévenir l’efficacité du transfert de gène comme observée chez l’Homme. À ce jour, il n’est pas possible de reproduire ces réponses immunitaires in vitro avec un système immunitaire combiné à des cellules d’autres organes (également transduits par le vecteur de thérapie génique). Le modèle animal demeure donc incontournable.

Réduction

Chez l’Homme, l’efficacité du transfert de gène varie d’un individu à l’autre et peut être liée au déclenchement d'une réponse immunitaire dirigée contre le vecteur. Cette variabilité a également été observée dans une étude précédente réalisée au laboratoire où environ 30% des rats injectés avec l’AAV9 perdent l’expression du transgène et présentent une réponse immunitaire dirigée contre le vecteur. Pour les analyses qui seront réalisées ici (biodistribution du vecteur, analyses biochimiques et analyses histologiques, analyse du microbiote intestinal), le nombre d’animaux par groupe (n=20) est donc basé sur nos expériences précédentes lors desquelles nous avons pu obtenir des résultats cohérents et reproductibles dans des groupes de cette taille.. Cela semble être un nombre minimal qui permette d’assurer la robustesse des résultats sans qu’il soit excessif en termes d’animaux à inclure. Afin d’obtenir des résultats statistiquement interprétables, le nombre d’animaux par groupe devra être porté à au moins 20 .

Raffinement

Le bien-être animal passera par : 1) de bonnes conditions d'hébergement selon la réglementation en vigueur (animaux hébergés à plusieurs par cage, dans la limite réglementaire ; accès à la nourriture et à l’eau ad libitum) avec un enrichissement du milieu (mise à disposition d’éléments d'enrichissement comme des carrés de coton, des tunnels en carton, des sizzle dry (papier) et des morceaux de bois) 2) un suivi régulier des animaux (observations quotidiennes, pesées régulières, analyse du comportement) 3) l'instauration de points limites pertinents et la mise en place de mesures adaptées si nécessaire (anesthésies, traitements analgésiques ou autre, ou euthanasie si pas d'autre alternative). 4) Une grille de scoring de la douleur sera mise en place dès que celle-ci s'avère nécessaire afin de pouvoir détecter précocement tout point limite et mettre en place les actions adéquates. 5) la mise en place de mesures adaptées en fonction des interventions éventuelles (anesthésie et analgésie si nécessaire).

Choix des espèces

Chez l’Homme, l’efficacité du transfert de gène varie d’un individu à l’autre et peut être liée au déclenchement d'une réponse immunitaire dirigée contre le vecteur. A l’heure actuelle, cette variabilité et la réponse immunitaire associée ne peut pas être reproduite in vitro dans les modèles organoïdes. Toutefois, elle a été constatée dans 2 études précédentes réalisées au laboratoire dans un modèle de rats SD. Après injection systémique d’AAV9, 30% des rats SD perdent l’expression du transgène et présentent une réponse immunitaire cellulaire et humorale dirigée contre le vecteur et contre le produit du transgène. A notre connaissance, le rat SD est le seul model de rongeur qui reproduit les observations faites chez l’Homme. Les rats seront injectés entre 7 et 8 semaines, à l’âge adulte afin d’avoir un système immunitaire mature.

Douze rats vont être utilisés pour mettre au point au laboratoire une méthode d'isolement et d'analyse des microparticules sanguines, sans question scientifique posée sur l'accident de décompression lui-même. Ils sont soumis à des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et tous tués à l'issue, pour prélever leur sang et leurs tissus. Chacun subit une contention et un prélèvement sanguin sous anesthésie, puis, un mois plus tard, 135 minutes en caisson hyperbare qui simulent une plongée. Le porteur range parmi les effets attendus la douleur provoquée par les symptômes d'accident de décompression, et indique que l'effectif de douze repose sur des expériences précédentes sans qu'aucun test statistique ait été réalisé.

Objectifs

Il est communément admis que le facteur déclencheur de l’Accident de Décompression est la formation de bulles subséquente à la réduction de la pression ambiante. Les microparticules sont des vésicules extracellulaires circulantes libérées par les cellules sanguines (plaquettes, leucocytes, cellules endothéliales). Par les protéines qu’elles arborent à leur surface mais aussi par les molécules (protéines, microARN, …) qu’elles renferment, les microparticules jouent un rôle important dans la transmission d’information et, notamment, l’inflammation. Ainsi, par exemple, leur nombre et leurs caractéristiques sont modifiés dans les pathologies vasculaires. Il a été montré (i) : que leur nombre augmente après la décompression et (ii) : qu’elles sont capables d’induire certains symptômes de l’accident de décompression. De plus, certaines d’entre elles contiennent du gaz et pourraient constituer un site de formation des bulles circulantes pendant la décompression. L’objectif principal de ce projet est de mettre en place, dans notre laboratoire, une méthode d’isolement, d’analyse et de caractérisation des microparticules dans le cadre d’études sur l’accident de décompression. Pour ce faire, nous avons besoin dans un premier temps, de récupérer chez des rats, des échantillons sanguins afin de valider le protocole d’isolement des microparticules à l’état de base et après l’exposition hyperbare. Dans un deuxième temps, la méthode d’analyse de ces microparticules nécessite de déterminer la concentration d’anticorps optimale pour le marquage des cibles d’intérêt, indispensable à leur détection et à leur analyse.

Bénéfices attendus

A court terme, le bon fonctionnement du protocole d’isolement des microparticules et de leur analyse permettra la mise en place d’une nouvelle expertise au laboratoire. A moyen terme, cette méthode sera utilisée pour la réalisation de projets nécessitant l’analyse de microparticules circulantes chez le rat. A plus long terme, cette méthode pourra être utilisée dans d’autres projets relatifs à l’accident de décompression dans notre laboratoire mais également dans des projets liés à l’inflammation ou à la dysfonction vasculaire.

Procédures

Les rats seront contentionnés une fois pour être anesthésiés/analgésiés (durée 1 min) afin de subir un prélèvement sanguin unique (durée 1 à 2 min). Un mois après, ils seront placés dans le caisson hyperbare pendant 135 min (30 min d’acclimatation + 105 min de plongée simulée).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sont : (1) : le stress lié à la pesée hebdomadaire (acte de gravité légère, d’une durée de 5 min/pesée) ; (2) : le stress lié à la contention et à l’anesthésie (acte de gravité légère, d’une durée estimée à 5 minutes, et réalisé 1 fois) pour la réalisation des prélèvements sanguins ; (3) : le stress et l’angoisse liés à la plongée (acte de gravité modérée, d’une durée totale de 2h30) ; (4) : La douleur induite par l’apparition de symptômes d’accident de décompression lors de la période d’observation (ces nuisances seront modérées, d’une durée moins de 1 minute).

Devenir

Les 12 animaux sont mis à mort à l'issue de la procédure afin de procéder aux prélèvements de sang et de tissus pour les analyses prévues dans le projet.

Remplacement

Notre travail porte sur l’étude des mécanismes à l’origine de l’accident de décompression. Les connaissances actuelles ne nous permettent pas de travailler sur un modèle cellulaire car il n’existe pas encore de biomarqueur fiable permettant de définir une sensibilité accrue à l’accident.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés dans cette étude a été déterminé sur la base des expériences précédentes et aucun test statistique n’a été réalisé. Les effectifs demandés vont nous permettre de réaliser toutes les mises au point nécessaires à la mise en place de cette nouvelle méthode d’analyse. Les animaux seront intégrés progressivement par lot de 4. Nous commencerons par un premier lot de 4 animaux, puis, si besoin, nous passerons à un deuxième lot, puis à un troisième. Si les mises au point sont terminées avant d'utiliser tous les lots, le projet peut être arrêté, ce qui permet de réduire le nombre d’animaux utilisés par rapport aux estimations initiales. Nous estimons à 12 le nombre d’animaux nécessaire au vu de la faible quantité de sang que nous pouvons prélever pour réaliser ces mises au point.

Raffinement

Une habituation au dispositif expérimentale (caisson hyperbare) sera réalisée avant l’entrée dans l’étude afin d’habituer les rats à l’environnement et de réduire le stress. Tout au long du projet, un suivi quotidien des animaux est réalisé avec une grille de score adaptée.

Choix des espèces

Le rat est un modèle très utilisé pour l’étude des mécanismes de l’accident de décompression. De fait, nous disposons d’un important corpus de données pour ce type d’étude. Nous possédons de nombreuses données biologiques concernant les effets de l’exposition hyperbare et une bonne connaissance des symptômes de l’accident de décompression. Cette expertise acquise au cours des projets précédents permettra une meilleure gestion du projet et de ses résultats. Nos travaux précédents ont été effectués sur des animaux matures sexuellement. Nous souhaitons donc utiliser des animaux au stade de « jeunes adultes », matures sexuellement.

80 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, chacune isolée en cage individuelle jusqu'à vingt-quatre jours, toutes tuées à l'issue pour prélèvement. Une injection de cellules tumorales dans la veine de la queue ouvre le protocole, suivie de quatre séances d'imagerie, de quatre prélèvements de sang à la queue et de deux périodes de quatre jours en cage de mesure de la dépense énergétique. L'objet est de relier la croissance d'une tumeur à l'hypermétabolisme observé chez les patients, et de tester une molécule qui réduit la dépense énergétique. Le poids et la prise alimentaire sont surveillés chaque jour pour que la perte de poids n'excède pas 20 % du poids initial, le protocole devant être arrêté dès qu'une dégradation apparaît.

Objectifs

La perte de masse est une cause majeure de décès en cancérologie et aggrave la toxicité des traitements. Elle résulte de la fonte des graisses et des muscles, d’une augmentation de la dépense énergétique au repos et d’une plus grande fatigabilité, entraînant un déficit énergétique appelé hypermétabolisme. Ce phénomène apparaît avant les premiers signes visibles de perte de masse chez les patients atteints de tumeurs. L’étude de la dépense énergétique et des marqueurs cliniques et biologiques des patients montre un impact négatif et une moindre réponse aux traitements. Pourtant, le lien entre le développement tumoral et l’hypermétabolisme reste inexploré. Cette étude chez l’animal vise à : -caractériser les paramètres métaboliques liés à l’hypermétabolisme à différents stades du développement tumoral grâce à des cages d'enregistrement de la dépense énergétique ; -évaluer ces paramètres chez des souris atteintes de tumeurs en présence d’une molécule réduisant la dépense énergétique. L’objectif est de mieux comprendre le lien entre hypermétabolisme et cancer et d’explorer une nouvelle piste thérapeutique.

Bénéfices attendus

Cette étude vise à mieux comprendre les mécanismes responsables de l’hypermétabolisme, c’est-à-dire l’augmentation de la dépense énergétique au repos, chez les animaux porteurs d’une tumeur. L’objectif est d’identifier les principaux facteurs impliqués, comme la dépense d'énergie au repos et ou issue de l’activité physique afin de mieux expliquer ce phénomène chez les patients. En analysant le métabolisme des animaux atteints de tumeurs et en testant un médicament qui réduit la dépense énergétique, nous pourrons évaluer le lien entre l’hypermétabolisme et la progression du cancer observée chez les patients.

Procédures

Une injection unique de cellules tumorales sera réalisée dans la veine caudale (moins d'une minute). Les mesures par imagerie se feront 4 fois, chaque mesure ne dépassant pas 10 minutes, cela inclut également un prélèvement sanguin (donc 4 prélèvements de 50 microlitres) chaque prélèvement prenant 2 minutes. La mesure de la dépense énergétique sera effectuée 2 fois, sur une période de 4 jours à chaque fois.

Impact sur les animaux

Les animaux seront placés en cage individuelle ce qui entraine un stress modéré susceptible d'apparaitre durant la totalité de l'expérimentation. La durée maximum de l'isolement des animaux est de 24 jours. Les prélèvements à la queue induisent une douleur légére. Le poids et la prise alimentaire de ces animaux seront surveillé quotidiennement pour s'assurer que la perte de poids n'excède pas les 20% du poids initial. La croissance tumorale peut induire un dysconfort.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort, afin de réaliser les prélévements nécessaires à l'étude.

Remplacement

Le recours à l’expérimentation animale est nécessaire, car il est impossible de reproduire sans animaux les interactions entre la croissance d’une tumeur, le système immunitaire et l’équilibre énergétique de l’organisme. L’étude de la dépense énergétique et des comportements associés doit se faire sur un organisme entier, car les tissus impliqués fonctionnent ensemble. La souris est un modèle adapté, car ses mécanismes de régulation énergétique sont similaires à ceux de l’Homme, ce qui permet d’extrapoler les résultats.

Réduction

Dans les procédures 1 et 2, nous utiliserons 10 souris par groupe, un nombre suffisant pour détecter des différences significatives de perte de poids liée à la tumeur. Le suivi du poids, de la composition corporelle et de la croissance tumorale par imagerie permettra de limiter le nombre d’animaux nécessaires aux analyses de l’équilibre énergétique. Pour réduire encore leur utilisation, nous étudierons l’alimentation, la dépense énergétique et la composition corporelle sur les mêmes animaux. Les données issues d’études précédentes indiquent que 10 souris par groupe sont suffisantes malgré la variabilité des mesures. L’évaluation métabolique sur 4 jours aidera à réduire cette variabilité, optimisant ainsi le nombre d’animaux requis. Enfin, des outils statistiques adaptés permettront d’analyser l’impact de la tumeur, du traitement et du sexe sur ces paramètres.

Raffinement

Les interventions (imagerie, injections et échocardiographies) seront réalisées sous anesthésie générale afin d’éviter toute douleur. Une technique d’imagerie non invasive sera utilisée pour suivre l’évolution de la tumeur au fil du temps et la mettre en relation avec la balance énergétique, le poids et la composition corporelle. Pendant la phase d’individualisation, le poids et la consommation alimentaire seront enregistrés. Les analyses de la balance énergétique et de la composition corporelle, totalement non invasives, se dérouleront dans des cages classiques équipées de capteurs intégrés, sans perturber les animaux. L’hébergement inclura un enrichissement avec un abri en plastique rouge, du coton et une nacelle pour favoriser le bien-être des souris. Les mesures de la dépense énergétique seront automatisées, effectuées en continu de jour comme de nuit, sans intervention humaine. Une surveillance quotidienne permettra de détecter tout changement de comportement ou de santé (observation, suivi du poids et de la prise alimentaire et hydrique). Des points limites stricts ont été définis : en cas de signe de souffrance ou de dégradation de l’état des souris, le protocole sera immédiatement arrêté.

Choix des espèces

La souris a été choisie car elle constitue un excellent modèle pour étudier la physiologie des mammifères dans une population homogène d’animaux. Elle est particulièrement adaptée à l'étude des dysfonctionnements métaboliques, car de nombreuses voies de régulation métabolique sont conservées entre la souris et l'Homme, permettant une extrapolation des résultats obtenus. De plus, la souris est le modèle de référence pour l'étude du développement tumoral, de la réponse immunitaire et du métabolisme énergétique. Pour les deux procédures, les souris seront utilisées à l’âge adulte (12 semaines). Ce choix est justifié par plusieurs facteurs : (1) l’âge adulte garantit que toutes les structures cérébrales sont stabilisées, ce qui évite d'impacter leurs comportements alimentaires et locomoteurs au fil du temps; (2) le poids de l’animal est plus stable à cet âge, permettant une analyse fiable et robuste durant toute la durée de l’expérimentation.

Un virus est inoculé par inhalation, trente secondes par narine, sur des souris placées sous anesthésie profonde. 325 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes. Un quart d'entre elles subit jusqu'à quinze prélèvements sanguins, à raison d'un par mois, certaines étant gardées jusqu'à quinze mois après l'infection. Le virus utilisé n'est jamais nommé, et le porteur range parmi les effets attendus les blessures de bagarre qui cicatrisent mal chez les animaux âgés.

Objectifs

Selon l’Organisation Mondiale de la Santé, la vaccination permet, en moyenne, d’éviter chaque année 3,5 à 5 millions de décès par an. La vaccination est basée sur la persistance d’une protection immunitaire contre un pathogène donné mais les mécanismes qui assurent le maintien d’une telle protection sur le long terme ne sont pas encore totalement compris. De même, la persistance d'une protection immunitaire est à la base de la réussite, sur le long terme, des immunothérapies anti-cancéreuses actuelles. Ce projet vise à mieux comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires qui assurent la préservation d’une protection immunitaire, en fonction du temps.

Bénéfices attendus

Les résultats attendus permettront de combler le manque de connaissances mécanistiques concernant la persistance de l'immunité après une infection virale, et d’identifier potentiellement de nouvelles cibles thérapeutiques pour la favoriser et améliorer les vaccins. Ces résultats serviront également à l’amélioration des immunothérapies anti-cancéreuses, afin d’éviter les rechutes chez les patients traités.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : - Injection (sous brève anesthésie gazeuse) : 1 fois par animal – durée 30 secondes ; - Injection (pour anesthésie profonde) : 1 fois par animal – durée 30 secondes; - Infection par inhalation (sous anesthésie profonde) - 1 fois par animal – durée 30 secondes par narine; Prélèvements sanguins (sous brève anesthésie gazeuse) : 1 fois par mois pendant toute la durée de la procédure (jusqu’à 15 prélèvements pour ¼ des animaux) - durée 30 secondes par animal.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables possibles sont: i) une douleur modérée et un stress généré par les prélèvements sanguins; ii) une légère douleur générée par les injections (pour l’anesthésie profonde); iii) le stress généré par la procédure d’inoculation du virus par inhalation; iv) une perte de poids transitoire générée par l'infection virale qui sera contrôlée; v) un léger délai de cicatrisation en cas de blessure sur des animaux agés, qui pourrait survenir suite à une bagarre; vi) des signes cliniques liés à l’âge tel que une perte de poids et/ou une diminution de la température corporelle

Devenir

Les animaux seront mis à mort en fin de procédure afin de pouvoir prélever les organes et effectuer des analyses cellulaires et moléculaires dans le but de comprendre les mécanismes qui assurent le maintien d’une protection immunitaire sur le long terme.

Remplacement

La réponse immunitaire anti-virale est un phénomène biologique complexe faisant intervenir de multiples types cellulaires et une organisation spatiale qui rend impossible son étude dans des tests in vitro. De plus, le maintien d’une protection immunitaire sur le long terme dépend de signaux reçus dans différents endroits de l’organismes qui ne peuvent être récapitulés in vitro.

Réduction

Nous avons calculé par des approches statistiques, le nombre minimum d’animaux nécessaire pour pouvoir interpréter les variations expérimentales que nous attendons. Le nombre d’animaux a été réduit au maximum sans toutefois compromettre une analyse robuste des résultats. De plus, une optimisation des protocoles a été réalisée in vitro en amont, afin de réduire au maximum le nombre d’animaux requis pour les analyses moléculaires (qui demandent beaucoup de matériel cellulaire).

Raffinement

Afin de réduire la souffrance, le stress et la douleur de l’animal, i) les infections par inhalation seront réalisées sous anesthésie profonde et la température corporelle des animaux sera maintenue jusqu’au réveil de l’animal; ii) les prélèvements de sang seront réalisés sous anesthésie gazeuse après application d’un anestésique local; iv) des points limites assez prédictifs et définis pour chaque procédure ont été établis afin d'anticiper tout effet dommageable sur les animaux; v) nous assurerons une surveillance adaptée à chacune des procédures ou étape au sein d'une procédure, comme décrit au sein de chaque procédure. En cas d'apparition de signes de douleur modérée, les animaux recevront un traitement anti-douleur pour les soulager (par exemple le doliprane).

Choix des espèces

Le modèle souris a été choisi car il permet de réaliser des expériences dans des animaux génétiquement modifiés et d'étudier les conséquences d'un gène invalidé ou muté, sur le maintien d’une protection immunitaire à long terme. De plus, la souris est une espèce dans laquelle un grand nombre d'outils sont disponibles, permettant des analyses précises. Les animaux utilisés dans le projet sont des adultes de 6 semaines à 18 mois : le système immunitaire de ces animaux doit être complètement mature et non vieillissant au moment de l’infection (entre 6 et 12 semaines, le système immunitaire des souris est stable, selon nos expériences antérieures) et certains animaux seront gardés jusque 15 mois après infection.

Des cellules cancéreuses humaines sont implantées sous la peau du flanc droit de souris anesthésiées, qui reçoivent ensuite une injection intraveineuse par semaine pendant deux à six semaines, avant une ponction intracardiaque terminale. 674 souris NMRI nude, dépourvues de système immunitaire fonctionnel, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles changent d'établissement entre la greffe et les irradiations. Le porteur écrit vouloir s'assurer que les animaux ne subissent aucune souffrance, dans un protocole qui repose sur la croissance d'une tumeur greffée, des injections hebdomadaires et une irradiation.

Objectifs

La sénescence est un processus biologique naturel qui intervient en protégeant les cellules contre des stress cellulaires comme le raccourcissement des télomères, les dommages à l’ADN ou encore le stress oxydatif. Durant certains processus naturels, comme par exemple l’embryogénèse, la senescence a un rôle fondamental. Cependant, l’accumulation de ces cellules sénescentes dans l’organisme au cours du temps conduit à l’émergence de pathologies que l’on retrouve majoritairement chez les personnes âgées. Par exemple, les fibroses comme celle du foie, des poumons, des reins ou du coeur, le cancer, les maladies neurodégénératives ou l'arthrose sont des pathologies directement liées à l’accumulation de ces cellules sénescentes. L'objectif de ce projet est la mise au point de thérapies innovantes capable d'éliminer les cellules sénescentes dans les tumeurs. Il s'agit d'un projet multisite.

Bénéfices attendus

Ce projet permet de valider l'efficacité de nouveaux composés dans le traitement du cancer. Ces thérapies ciblées permettent d'éliminer spécifiquement les cellules sénescentes tumorales responsables des mécanismes de résistance aux drogues et de la formation des métastases. De plus, le ciblage des cellules sénescentes cancéreuses permettra de limiter les effets secondaires associés aux traitements classiques comme la radiothérapie comme par exemple la formation de tissus fibrotique.

Procédures

Les animaux seront greffés en sous-cutané avec des modèles de lignées cellulaire humaines tumorales. Au début du protocole, les souris seront anesthésiés puis des cellules cancéreuses seront implantées sous la peau au niveau du flanc droit. Puis, les animaux se verront injecter différents produits par intraveineuse, une par semaine, durant 2 à 6 semaines consécutives en fonction de la progression des tumeurs. En fin de protocole, les souris seront anesthésiées afin de permettre une ponction intracardiaque puis euthanasiées. L'EU1 sera en charge des xénogreffes sur les animaux ( environs 20 jours de charge) avant leur transfert vers l'UE2 qui prendra en charge les irradiations ainsi ques les injections d'AEDC (30 jours environ).

Impact sur les animaux

Plusieurs éléments peuvent nuire au bien être des animaux et engendrer un stress et une douleur notamment lors des greffes sous cutanées des cellules tumorales et lors des injections intraveineuses.

Devenir

Tous les animaux inclus dans le protocole expérimental seront mis à mort soit en fin de procédure. En effet, les animaux présentant une tumeur dans le flanc ne pourront être réutilisés ou inclus dans un autre protocole.

Remplacement

Ce projet a pour but le développement de potentielles thérapies ciblées pour la traitement du cancer. Ces études in vivo font suite à de nombreux résultats in vitro qui nous permettent d'affirmer que nos nouveaux ADC présentent un réel intérêt thérapeutique. Cependant, à ce stade du développement de nos recherches, l'utilisation de modèles complexes, comme des modèles de xénogreffes, est requise pour pouvoir prouver l'efficacité thérapeutique de nos candidats. De plus, pour le développement préclinique de nos ADC, nous devons apporté la preuve d'une efficacité sur des modèles complexes en plus d'étude de pharmacocinétique précise des molécules en développement.

Réduction

Le nombre d'animaux par groupe a été réduit au maximum tout en maintenant la possibilité d'une analyse statistique des résultats. Etant donné que l'originalité de nos ADC, ces expériences n'ont jamais été faites précédemment dans la littérature.

Raffinement

Nous mettrons en place une surveillance adaptée et individuelle des animaux afin de s'assurer que les animaux expérimentaux ne subissent aucune souffrance. L'apparition de signes évocateurs de souffrance, de mal-être comme la prostation, un comportement erratique ou une altération de l'état général de la souris permettra rapidement, en fonction de la gravité des observations, de procéder soit à une prise en charge de l'animal (administration d'un antalgique) soit à la mise à mort de l'animal concerné. Lors du transport des animaux de l'EU1 vers l'EU2, nous utiliserons des boîtes de transport de type Novopac opaque (1 seule fenêtre permettant de contrôler les souris ) contenant différents éléments d'enrichissement brique de bois, sciure et nourriture humidifiée (gel diet).

Choix des espèces

La souche NMRI nude athymique sera utilisée dans l'étude de modèles de xénogreffes de cellules humaines cancéreuses en greffées en sous-cutanée. Il s'agit d'un modèle immunodéprimé avec une courbe de poids homogène et couramment utilisée dans la littérature associée à la recherche en oncologie. Ce souche permettra l'évaluation de l'effiacité anti-tumorale de nos candidats médicaments dans des modèles de xénogreffes exprimant les cibles d'intérêts thérapeutiques. Les souris NMRI athymique nude seront âgées de 6-7 semaines lors de la greffe sous-cutanée pour garantir une prise tumorale homogène.

Jusqu'à un prélèvement de sang par heure pendant quarante-huit heures, pour un total annoncé de 4 104 ml sur quatorze jours de protocole. Huit génisses vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, maintenues à l'attache, porteuses d'un cathéter posé dans la jugulaire gauche, avec un contrôle de l'hématocrite prévu pour vérifier qu'elles supportent la saignée, et toutes gardées vivantes à l'issue. L'objet déclaré est un biocapteur qui suivrait en continu les hormones de la reproduction pour repérer les ovulations et fiabiliser l'insémination artificielle. Le porteur annonce des gains de performances de reproduction et de résultats économiques pour les élevages, la longévité des vaches découlant de la baisse des réformes pour échec de reproduction.

Objectifs

Les résultats économiques d’un élevage bovin sont fortement tributaires des performances de reproduction du troupeau. Ces dernières décennies, l’utilisation de l’insémination artificielle (IA) s’est très largement répandue en particulier dans les élevages laitiers. L’utilisation de l’IA nécessite de détecter de façon fiable le moment des ovulations chez les femelles, quelle que soit leur conduite et leur environnement d’élevage. Traditionnellement, la détection des ovulations repose sur l’observation de l’œstrus que les vaches expriment dans les heures qui précèdent l’ovulation. La détection des œstrus se heurte toutefois à deux problèmes majeurs : 1/ l’agrandissement de la taille des troupeaux qui rend cette activité particulièrement chronophage et 2/ la dégradation de l’expression de l’œstrus observée chez les animaux à fort potentiel laitier. Ces problèmes remettent en question les outils d’aide à la détection des ovulations basés sur l’enregistrement des signes comportementaux exprimés durant l’oestrus et orientent les réflexions vers le développement d’outils s’appuyant sur le suivi des dynamiques hormonales annonciatrices de l’ovulation et indicatrices du statut reproducteur de la femelle. Le projet a pour objectif de développer un dispositif microfluidique porté par l’animal permettant le prélèvement sous-cutané de fluides interstitiels et le dosage à haute fréquence des hormones impliquées dans la régulation du cycle ovarien et le déclenchement de l’ovulation. Le dispositif doit, à terme, associer 1/ des microaiguilles creuses pour le prélèvement des fluides interstitiels, 2/ des biocapteurs électrochimiques permettant le dosage des hormones, 3/un circuit et une pompe microfluidiques pour assurer la circulation des fluides interstitiels au sein du dispositif et 4/ une électronique de mesure et de transfert des données permettant d’informer l’éleveur sur le statut hormonal de ses vaches via une interface dédiée. Les trois premières briques constituent les principaux verrous technologiques identifiés en amont du projet. La stratégie de travail consiste à robustifier le dosage des hormones par les biocapteurs électrochimiques retenus.

Bénéfices attendus

Le projet doit permettre la mise au point d’un dispositif de monitoring des hormones de la reproduction à partir du prélèvement de fluides interstitiel. Un tel dispositif permettra chez les bovins laitiers et allaitants d’améliorer les performances de reproduction dans les systèmes utilisant l’insémination artificielle (80% des vaches laitières et 12% des vaches allaitantes). L’amélioration des performances de reproduction contribuera à améliorer les performances économiques des élevages mais aussi la longévité des animaux puisqu’il permettra de réduire les réformes pour cause d’échec de la reproduction. A terme, un tel dispositif devrait également profiter à d’autres filières animales et notamment la filière brebis laitière qui fait face à une mise en cause de l’utilisation des traitements hormonaux pour réaliser l’IA. Pour ces filières, le bénéfice du projet sera économique et environnemental.

Procédures

Les 8 animaux seront soumis à la pose d'un cathéter au niveau de la jugulaire gauche sous anesthésie locale, puis à la réalisation de prélèvements sanguins durant la phase expérimentale. - Suivi de la cinétique des hormones durant la phase folliculaire : De J4 à J17, 4 prélèvements seront réalisés par jour à 7h, 11h, 16h et 21h, chacun correspondant à 5 tubes de 9 ml. Soit un total de 5 x9= 45 ml/prélèvement. Le temps de récupération associé à ce volume de sang prélevé est de 14 minutes, de sorte que la récupération sera totale entre chaque prélèvement. Le volume total de sang prélevé par jour sera de 4 x 45 = 180 ml. - Captation du pic d'hormone : J9 à J11. Sur cette fenêtre de 48h, les prélèvements passeront à une fréquence de 1 prélèvement par heure. Les 4 prélèvements par jour seront maintenus aux mêmes horaires que décrits précédemment (7h, 11h, 16h et 21h). Pour le suivi du pic, 3 tubes de 9 ml seront prélevés à chaque point de mesure, soit un total de 27 ml de sang prélevé / h (soit un temps de récupération de 6 minutes). Le volume total de sang prélevé par jour pour la captation du pic sera de 648 ml/j. Sur cette période se rajouteront les 4 prélèvements /j (7h, 11h, 16h et 21h) soit un total de 4 prélèvements/j x 4 tubes /prélèvement x 9ml/tube = 144 ml/j. Le volume total de sang prélevé sur cette fenêtre de 48h sera de (648+144) x 2j= 1584 ml. Sur l’ensemble de l’essai (14 jours de prélèvements), le volume total de sang prélevé sur les animaux sera de 180 x 14 + 1584 = 4104 ml.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sur les animaux sont associés aux prélèvements sanguins. La pose du cathéter permettra de garantir moins de douleur et de traumatismes (hématomes) que dans le cas de prises de sang ponctuelles et répétées au niveau de la veine caudale. Cela permettra également de garantir un meilleur confort aux animaux en limitant le stress du fait d’une moindre contention comparativement aux prises de sang. La contrepartie est que les animaux doivent être conduits à l’attache durant l’expérimentation mais nous limitons au maximum la durée de celle-ci par rapport à nos objectifs scientifiques et nous avons prévu une phase d’habituation. Par ailleurs les génisses seront en contact visuel et auditif durant toute la durée de l’essai.

Devenir

A l'issue de la procédure expérimentale, tous les animaux seront gardés en vie. Cette décision sera prise par le responsable de l'établissement ou son délégataire.

Remplacement

La mise au point d’un biocapteur capable de détecter l’occurrence d’ovulations à partir du monitoring, in situ, de la cinétique des hormones de la reproduction, implique, par principe, de tester sa capacité à doser les hormones dans un fluide biologique complexe tel que le plasma. De façon à limiter le recours aux échantillons de plasma issus d’animaux, cette étape interviendra lorsque tous les tests préliminaires visant à démontrer la capacité du biocapteur à doser différents niveaux de concentrations en hormone dans des fluides artificiels de complexité croissante aura été réalisée : solutions tampons enrichies de molécules ioniques puis de molécules organiques (acides gras, protéines) de structure et de charge connues et enfin plasma artificiel.

Réduction

Deux éléments ont été pris en compte pour évaluer le nombre d’animaux à utiliser et prendre en compte le principe de réduction : 1/ d ‘une part, la nécessité de disposer d’une gamme de concentrations hormonales qui reflète une certaine variabilité interindividuelle. Pour cela nous avons considéré qu’un effectif de 5 animaux serait suffisant pour explorer cette variabilité dans la mesure où la variabilité des niveaux de concentrations hormonales que l’on peut observer chez des génisses est moindre que celle attendue chez des vaches en lactation. 2/ d’autre part, le taux de réponse des animaux au traitement hormonal. Celui-ci a été apprécié en se basant sur les connaissances rapportées dans la littérature, et qui indiquent des taux de réponse variant de 50 à 66% pour des femelles cyclées. Ainsi pour espérer atteindre un effectif minimal de 5 animaux présentant des cinétiques hormonales de phase folliculaire suite au retrait de l’implant, nous avons choisi d’inclure 8 génisses dans l’étude.

Raffinement

Une phase d’habituation de 7 jours aux conditions de vie à l’attache sera réalisée pour tous les animaux avant le début des prélèvements de façon à identifier ceux qui ne supporteraient pas d’être maintenues à l’attache (agitation, baisse d’ingestion, comportements ou attitude anormale). La pose des cathéters sera réalisée par une personne habilitée et en conditions d’asepsie. Un système de maintien et de protection du cathéter (bandage) sera mis en place de façon à éviter que celui-ci ne se déloge ou soit arraché par frottement contre les parois de la logette. Les animaux seront surveillés tous les jours lors de la distribution de l'alimentation par un animalier responsable de la mise en œuvre et du suivi du protocole. L'évaluation de la gêne et d’éventuelles lésions générées par le cathéter ou les conditions de vie à l’attache sera faite par observation de l’état physique et du comportement des animaux. Une évaluation du niveau d’anémie sera également réalisée via la mesure de l’hématocrite des animaux avant le début de l’essai, avant la phase de prélèvements intenses (1/h) à J7 et 3 jours après (J14) afin de vérifier si les animaux peuvent être maintenus dans l’essai. En cas d'observation de signes inhabituels, de lésion ou d’anémie sévère (taux d'hématocrite entre 10 et 13 %), le vétérinaire référent de l'installation expérimentale sera contacté immédiatement et un traitement approprié sera administré, pouvant aller jusqu'au retrait de l'animal de l'essai.

Choix des espèces

Le premier élément de pertinence associé au choix de l’espèce bovine est qu’il s’agit de l’espèce cible pour l’utilisation du biocapteur. Sa mise au point nécessite donc de s’assurer qu’il sera en mesure de fonctionner sur des fluides complexes de composition similaire à celle des fluides interstitiels qui seront prélevés par les microaiguilles. Le deuxième élément de pertinence est associé à la taille de la vache qui permet de prélever les quantités de sang nécessaires à l’étude en restant bien en deçà des seuils maximum à ne pas dépasser. Les animaux utilisés seront des génisses plutôt que des vaches laitières car les installations expérimentales disponibles ne nous permettent pas de conduire des vaches laitières à l’attache. Par ailleurs du fait de la nécessité d’amener les animaux deux fois par jour en salle de traite, les risques de déplacement ou d’arrachage du cathéter auraient été trop importants. Nous avons donc choisi de travailler sur des génisses qui devront être pubères (>13 mois) pour pouvoir suivre leur cyclicité. Ces génisses n’excèderont pas l’âge de 27 mois qui correspond à leur mise à reproduction pour un premier vêlage visé à 36 mois.

480 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, chacun subissant jusqu'à douze séances hebdomadaires d'enregistrement cardiaque d'une heure, deux chirurgies et jusqu'à six séries d'injections. La première opération, de soixante minutes, sert à administrer un produit qui provoque l'accumulation d'alpha-synucléine dans le cœur, et les injections répétées détruisent la fonction des nerfs vagues, ce dont le porteur affirme que cela reste sans impact sur l'état général des animaux dans les conditions de l'étude. La seconde chirurgie, de quatre-vingt-dix minutes, est menée sans réveil, tous les rats étant tués pour l'analyse histologique des cœurs et des cerveaux. L'effectif repose sur des groupes de 15 animaux, le porteur reconnaissant que la moitié pourrait suffire si aucune différence n'apparaît entre mâles et femelles à mi-parcours.

Objectifs

La maladie de Parkinson est liée à la dégénérescence de certains neurones dans le cerveau, associée à l’accumulation de la protéine alpha-synucléine. En plus des symptômes moteurs caractéristiques de la maladie, il existe de nombreux symptômes non-moteurs qui sont très invalidants. Parmi ces symptômes non-moteurs, l’hypotension orthostatique (baisse soudaine de la pression artérielle lors du passage d’une position couchée ou assise à une position debout) est fréquente chez les patients, provoquant des étourdissements et vertiges qui augmentent le risque de chute. On observe également une diminution de la variabilité de la fréquence cardiaque et d’autres troubles de la régulation du rythme cardiaque dont la fréquence et l’intensité varient d’un patient à l’autre. Cependant, il existe des preuves que l’accumulation d’alpha-synucléine ne se restreint pas au cerveau et touche également des organes périphériques dont le cœur. En effet, il existe des neurones situés dans le cœur qui constituent le système nerveux intracardiaque et qui jouent un rôle important dans la régulation de la fonction cardiaque. Les neurones cardiaques intègrent les informations en provenance des systèmes nerveux sympathique et parasympathique, permettant ainsi d’assurer le contrôle de l’activité du cœur. Ils pourraient être affectés dans la maladie de Parkinson et ainsi contribuer directement aux troubles cardiaques. Le rôle potentiel de ces neurones cardiaques dans la maladie de Parkinson reste inconnu à ce jour et c'est ce que nous cherchons à mettre en évidence dans ce projet.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre de mettre en évidence les effets cardiaques retrouvés dans la maladie de Parkinson en déterminant comment le système nerveux cardiaque est modulé par l'agrégation protéique pathologique d'alphasynucléine, quelle serait la vulnérabilité des neurones cardiaques et les dysfonctionnements cardiaques qui en découlent. L'évaluation des troubles cardiaques permettrait de mettre en évidence l'intérêt probable de modifier la prise en charge thérapeutique des patients en incluant de nouvelles molécules permettant de limiter ces dysfonctionnement.

Procédures

Tous les animaux (n=480) seront soumis à deux tests comportementaux moteurs (un spontané et un nécessitant une légère contention de quelques secondes) puis à une anesthésie gazeuse de moins de 10 minutes permettant de raser l'animal et de poser des électrodes au niveau du thorax pour mesurer pendant 1 heure l'activité cardiaque sur l'animal vigile. La mesure se fait par télémétrie ; l'animal est libre de ses mouvements pendant la mesure. Cette mesure est répétée une fois par semaine soit 6 fois pour la moitié des animaux et 12 fois pour les animaux restants. Une chirurgie d'une durée de 60 minutes sera réalisée sous anesthésie et couverture médicamenteuses anti-douleurs. Cette chirurgie permet d'administrer un produit qui provoque une accumulation d'alpha synucleine aun niveau cardiaque. Les animaux vigiles recevront une injection 1 fois par jour pendant 3 jours, à deux semaines d'intervalle (3 fois pour la moitié des animaux (n=240) et six fois pour la seconde moitié (n=240)) permettant la perte de fonction des nerfs vagues. Puis après six et/ou douze semaines, les animaux passeront de nouveau les deux tests comportementaux. 240 animaux seront soumis à une seconde chirurgie de 90 minutes permettant de faire des mesures de l'activité cardiaque et de la pression artérielle. Les animaux seront endormis et sous couverture médicamenteuses anti-douleurs à la suite de laquelle les animaux seront mis à mort sans réveil préalable (pour prélèvements). 240 animaux auront une seconde chirurgie sans réveil et sous couverture anesthésique et analgésique (pour d'autres prélèvements).

Impact sur les animaux

Léger stress transitoire lors des pesées, injections, inductions et réveil d'anesthésie, et tests comportementaux. Légère douleur transitoire lors des injections. Légère gêne pendant l'heure de port des électrodes. Léger inconfort transitoire lors du réveil après anesthésie. Pendant les jours suivant la chirurgie, douleur et inconfort minimisés par les antalgiques et légère perte de poids transitoire. Dans les conditions de vie des animaux dans ce projet, la perte de fonction des nerfs vagues n'a pas d'impact sur l'état général des animaux.

Devenir

Tous les animaux (n=480) seront mis à mort à la fin de l'étude de façon à obtenir des résultats de plusieurs paramètres physiologiques tels que l'activité électrique du coeur et la pression artérielle, ainsi que la réalisation des analyses histologiques des coeurs et cerveaux récupérés.

Remplacement

Des approches in silico ou in vitro ou des données obtenues chez les patients existent et donnent de l'information mais ces approches ont des limites et à ce stade d'avancée des connaissances, il est nécessaire de passer au modèle in vivo pour avoir un système entier et intégré.

Réduction

Le nombre d’animaux dans chaque lot expérimental a été obtenu grâce à des calculs de puissance statistique. Ces critères prenent en compte le risque de possibles décès expérimentaux ou d'origine non contrôlée et impliquent d’utiliser pour des groupes expérimentaux de 15 animaux par lot soit 480 rats mâles et femelles. Des analyses statistiques à plusieurs variables seront effectuées. Les deux sexes seront étudiés en parallèle. Après avoir expérimenté la moitié des animaux mâles et femelles, si une différence est mise en évidence, l'intégralité des animaux du projet seront nécessaires, en revanche si aucune différence n'apparait, nous pourrons grouper les résultats sur les deux sexes et ainsi n'utiliser que la moitié de l'effectif total des animaux de ce projet.

Raffinement

Les expérimentations sont réfléchies de façon à minimiser au maximum l’inconfort, la douleur, la détresse ou l’angoisse des animaux au cours des différentes procédures de ce projet (médicamentation définie avec le vétérinaire référent et tests comportementaux basés sur le comportement spontané des animaux ou très rapide et ne nécessitant qu'une légère contention). Lors de la chirurgie nous aurons recours à l’anesthésie générale (gazeuse, facilement modulable et permettant un réveil rapide et plus confortable) avec contrôle de la température corporelle, additionnée d’une analgésie locale en présence d’antalgique périphérique. Le traitement antalgique sera poursuivi en postopératoire. Des points limites gradés, précis et adaptés ont été définis de façon à obtenir un arbre décisionnel en fonction des observations faites et aboutir à une gestion optimale et sans délai de ceux-ci. Les rats sont hébergés deux par cage avec eau et nourriture ad libitum. Un enrichissement par bâton de bois est disposé dans les cages d'hébergement permettant aux rats d'assouvir leur besoin de ronger. Une phase d'habituation à l'animalerie et aux expérimentateurs est prévue en amont de l'étude. Le binôme d'expérimentateur reste le même tout au long de l'étude.

Choix des espèces

L'espece animale utilisée est le rat (Rattus norvegicus). Il sagit de l'espèce la plus utilisée pour l'étude de la maladie de Parkinson puisque les réseaux neuronaux sont similaires à ceux de l'Homme. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte (8 semaines au moment de la première chirurgie) puisque nous avons besoin d'avoir des circuits et systèmes entièrement développés.

Une sonde de gavage enduite de lidocaïne descend dans la trachée de souris anesthésiées pour y déposer des bactéries et déclencher une pneumonie septique. 3 118 souris vont être utilisées de cette manière, toutes tuées à l'issue pour le prélèvement de leurs organes, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur écrit que ces interventions "n'engendrent pas de douleur résiduelle ni de stress supplémentaire", tout en prévoyant une ou plusieurs injections de morphinique sur animal vigile selon le score de douleur relevé chaque jour. La rubrique consacrée au choix de l'espèce ne justifie rien : elle reprend mot pour mot le texte sur l'hébergement et le transport, et l'effectif de 3 118 souris tient en une ligne, réduit "au minimum afin de permettre une analyse statistique fiable".

Objectifs

Pour ce projet nous allons déterminer le rôle d’un récepteur cellulaire dans la réponse immunitaire suite à une infection pulmonaire aigüe (sepsis). Ensuite nous allons tester si l’utilisation d’une molécule thérapeutique ciblant ce récepteur peut apporter un bénéfice dans le traitement de ces infection pulmonaires. Finalement, nous allons étudier les interactions de ce récepteur immunitaire avec d’autres mécanismes immunitaires.

Bénéfices attendus

Le sepsis et une cause majeure de mortalité et morbidité dans le monde. Ce projet vise à déterminer le lien entre l’activité d’un récepteur immunitaire et l’établissement de l’immunosuppression induite par le sepsis. Mieux comprendre les mécanismes biologiques responsables de ce phénomène pourrait mettre en évidence de nouvelles cibles thérapeutiques utiles dans le traitement du sepsis.

Procédures

Afin d’induire une pneumonie et après anesthésie générale, les animaux seront placés sur le dos. Une injection de bactéries sera réalisée directement dans la trachée à l’aide d’une sonde de gavage, enduite d’analgésique. Cette injection intratrachéale dure moins d’une minute et sera réalisée sur une majorité des animaux (EU1). Afin de s’assurer du bien-être des animaux et de l’absence de douleur, l’état général des souris est évalué quotidiennement, et un tableau d’évaluation des points limites adapté aux modèles expérimentaux a été mis en place. En fonction de l’évaluation, si un animal présentait des signes de douleur, une ou plusieurs injections de morphiniques pourraient être réalisées sur animaux vigiles. Ce geste dure moins d’une minute (EU1). Certains animaux auront des administrations intraveineuses (IV) en caudale et en vigile (EU1). Le geste d’IV est très rapide et ne dure au maximum que quelques minutes.

Impact sur les animaux

Les modèles d’inflammation respiratoire aigüe sont des modèles avec une récupération de l’état général des souris à partir de J2. Suite à l’infection, une perte de poids transitoire (2-3 jours), sans perte de motricité. Les différentes interventions sont de courte durée et n'engendrent pas de douleur résiduelle ni de stress supplémentaire

Devenir

Tous les animaux utilisés dans cette étude seront euthanasiés à la fin de chaque procédure pour prélèvement d’organes et analyse des modifications cardiovasculaire et immunologiques.

Remplacement

Dans ce projet, l'utilisation de modèles animaux est essentielle car les paramètres étudiés ne peuvent pas être remplacés efficacement par des procédures in vitro. Les interactions complexes entre les différents compartiments immunitaires et non immunitaires du poumon pendant et après la pneumonie nécessitent une approche globale que seul un modèle animal peut fournir. Les modèles animaux sont donc indispensables à une compréhension approfondie de ces phénomènes.

Réduction

Le nombre de souris a été réduit au minimum afin de permettre une analyse statistique fiable des résultats.

Raffinement

Les souris sont hébergées en groupe sociaux harmonieux (n≤5) dans des cages enrichies avec des frisottis, de taille normalisée. Les animaux ont un accès libre à l’eau et à la nourriture. Sauf mention contraire, l’état général des souris est évalué quotidiennement, et un tableau d’évaluation des points limites adapté aux modèles a été mis en place (Annexe 9). En fonction des scores obtenus, une ou plusieurs injections de buprénorphine seront réalisées. Afin de limiter la douleur consécutive à l’administration intratrachéale, la sonde de gavage de 24G est préalablement enduite de lidocaïne (1mg/kg) pour d’anesthésier localement la trachée. Dans ces conditions, les procédures n’entrainent pas de douleur résiduelle. Concernant le transport des animaux, ceux-ci seront transporté dans des cages contenant un maximum de 5 animaux par compartiment, avec accès à de la nourriture et de l’eau, par un transporteur agrée.

Choix des espèces

Les souris sont hébergées en groupe sociaux harmonieux (n≤5) dans des cages enrichies avec des frisottis, de taille normalisée. Les animaux ont un accès libre à l’eau et à la nourriture. Sauf mention contraire, l’état général des souris est évalué quotidiennement, et un tableau d’évaluation des points limites adapté aux modèles a été mis en place (Annexe 9). En fonction des scores obtenus, une ou plusieurs injections de buprénorphine seront réalisées. Afin de limiter la douleur consécutive à l’administration intratrachéale, la sonde de gavage de 24G est préalablement enduite de lidocaïne (1mg/kg) pour d’anesthésier localement la trachée. Dans ces conditions, les procédures n’entrainent pas de douleur résiduelle. Concernant le transport des animaux, ceux-ci seront transporté dans des cages contenant un maximum de 5 animaux par compartiment, avec accès à de la nourriture et de l’eau, par un transporteur agrée.