Procédures modérées

Pour valider les véhicules qui diluent les molécules fournies par des clients, 240 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Par groupes de 8, à raison de six études par an au plus, chaque souris reçoit un produit témoin jusqu'à deux fois par jour pendant 14 jours, par injection intrapéritonéale, sous-cutanée ou intraveineuse, ou par gavage. Le porteur affirme que ces gestes "n'affectent pas le bien-être des animaux plus d'une heure", et cite pourtant un dos voûté, des yeux plissés, une inflammation du péritoine ou des diarrhées parmi les effets possibles. L'état général des souris, leur toilettage, leur posture, leurs vocalisations et leur poids sont suivis chaque jour pour repérer un point limite. Toutes les souris sont tuées à la fin du protocole, et leurs organes ne sont prélevés que si un effet négatif est observé.

Objectifs

Dans le cadre de l'amélioration continue de nos méthodes de travail, notre objectif est de valider les produits utilisés pour diluer les molécules d'intérêt fournies par nos clients, lorsque ces véhicules n'ont pas encore été testés au préalable. Cette validation est cruciale lors de l'arrivée de nouveaux projets afin de garantir que le produit choisi n'entraîne pas de douleur aiguë ou chronique chez les animaux. L'objectif principal de cette étude est de confirmer les produits injectés aux animaux sont innofensifs. En assurant l'absence de douleur ou de détresse liée à l'administration du produit, nous serons en mesure de procéder aux études de traitement répétées en toute confiance, sans compromettre le bien-être animal et en garantissant l'exactitude des résultats expérimentaux, s'incluant dans le principe de raffinement. Cela nous permet également d'éviter de lancer des accouplements et de créer des cohortes avant d'être entièrement sûrs du protocole de l'étude, s'incluant dans le principe de réduction.Nous avons estimé, sur la base des projets réalisés à l'institut au cours des deux dernières années, que cette étude préliminaire pourrait être nécessaire au maximum six fois par an, en fonction des nouveaux projets nécessitant l'utilisation de produits non encore testés.

Bénéfices attendus

- Évaluation de la sécurité du produit : Assurer que l'administration du produit ne provoque ni douleur aiguë ni douleur chronique chez les animaux. Cela est crucial pour garantir que nos essais ne compromettent pas le bien-être animal. - Fiabilité des études : En validant la non toxicité du produit, nous serons en mesure de mener des études de traitement répété en toute confiance, ce qui nous permettra de fournir des résultats fiables et précis sur les effets des molécules testées.

Procédures

Chaque animal sera soumis à 1 administration d'un produit contrôle au maximum 2 fois par jour pendant 14 jours par voie intrapéritonéale, sous cutanéee, intraveineuse ou par gavage. Ces gestes durent environ 1 minute et n'affectent pas le bien-être des animaux plus d'une heure.

Impact sur les animaux

Les animaux subiront des injections répétés pouvant conduire de manière aigue à une diminution de la mobilité de l'animal ou a des anomalies posturales (dos vouté, yeux plissés). En chronique les injections peuvent induire une irritation locale ( injection sous-cutanée), une inflammation du péritoine (injection intra-péritonéale), une douleur musculaire (injection intramusculaire) ou des diahrées (gavage oral).

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin du protocole et les organes seront collectés si un effet négatif du traitement est visualisé.

Remplacement

Tester le produit à injecter avant la réalisation de l'étude expérimentale est une étape essentielle qui contribue à la sécurité, à l'efficacité et à la rigueur scientifique de la recherche. Cette phase permet de garantir que les résultats obtenus sont fiables et que les animaux ne subissent aucune souffrance inutile, répondant ainsi aux exigences éthiques et scientifiques des études expérimentales. Ceci va permettre d'identifier des potentielles réactions indésirables de l'injection ou du composé en lui même mais egalement d'optimiser sa formulation ci necessaire

Réduction

Une étude pilote de 8 animaux sera réalisée pour les études necessitant une administration répétée d'un composé lorsque le client ne l'aura jamais testé par lui même aupréalable (exemple: véhicule repris de la littérature). Tester le véhicule en amont permet d'anticiper et de corriger d'éventuels problèmes avant qu'ils n'affectent l'étude principale, évitant ainsi des répétitioins d'une étude et donc l'utilisation de plus d'animaux. Cela nous permettra également d'éviter de lancer des accouplements et de créer des cohortes avant d'être entièrement sûrs du protocole de l'étude. Suite à nos retours sur les projets précédents et en concordance avec les études statistiques nous avons opté pour 8 animaux par groupe. Nous avons ainsi effectué des analyses permettant de déterminer la puissance statistique des paramètres mesurés et avons conclu que cet effectif de 8 animaux constitue un bon compromis entre puissance d'analyse et réduction de nombre d'animaux utilisés.

Raffinement

La phase de test du produit contribue au raffinement des méthodes expérimentales en minimisant la douleur et la détresse, et en maximisant la qualité des données obtenues. Les animaux seront maintenus en groupes, dans des conditions d'animalerie optimales. Ils disposeront sans limitation de nourriture, boisson et d'un milieu enrichi (nids en quantité suffisante, bâton et balles à ronger). Nous suivrons l'état général des animaux, le toilettage, la posture, la présence de vocalisation ainsi que le poids chaque jour pendant les 14 jours de la procédure. Tous ces items nous permettront de décider de l'atteinte de points limites le cas échéant pouvant entrainer l’euthanasie de l'animal pour éviter toute souffrance.

Choix des espèces

La souris est un mammifère permettant une première approche informative concernant les mécanismes physiologiques, fournissant de nombreuses données qui pourront ensuite servir dans une approche translationnelle afin de mieux comprendre la physiologie humaine. Les animaux pourront être utilisés à partir de l'âge de 1 mois jusqu'à 1 an, en fonction des exigences spécifiques de l'étude principale. Cette flexibilité d'âge nous permet d'adapter les animaux au modèle expérimental en phase avec les problématiques physiologiques pertinentes pour chaque étude.

Nourries de régimes riches en graisses et en sucre pour développer obésité, diabète et stéatose hépatique, 990 souris, dont certaines au foie ou au système immunitaire humanisé, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées en fin d'étude. Elles subissent des prises de sang répétées, dont certaines au sinus rétro-orbital sous anesthésie, et des tests de résistance à l'insuline et au glucose qui, avec la mise à jeun et une injection intrapéritonéale de glucose, durent de 5 h 30 à 13 h 30. Le porteur entend mettre ce protocole "à disposition des chercheurs" et y tester des candidats médicaments, en 33 études de quatre groupes. Pour ce niveau de souffrance déclaré modéré, il liste parmi les signes possibles des accidents vasculaires cérébraux, des crises cardiaques, une encéphalopathie hépatique, une ascite et des vomissements de sang.

Objectifs

L’objectif du projet est de développer un modèle murin de syndrome métabolique, c'est-à-dire une association d'anomalies mêlant dans ce cas obésité, stéatose hépatique non alcoolique (NASH) qui est une pathologie caractérisée par un excès de graisses dans le foie qui n'est pas due à une consommation élevée d'alcool et le développement de diabète qui est donc une résistance à l’insuline. Ce syndrôme sera reproduit grâce à des régimes riche en graisse et en sucre mimant les régimes occidentaux et permettra de mieux comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires de cette pathologie et de tester de nouveaux candidats médicaments puisqu'aucune thérapie curative n'est approuvée.

Bénéfices attendus

En basant notre modèle sur des souris ayant un système immunitaire et/ou un foie humanisé, nous mettons à disposition des chercheurs un modèle permettant d'étudier un syndrome métabolique (diabète, NASH, obésité) et des potentiels traitements avec davantage de spécificité pour l’espèce cible de ces recherches : l’Homme.

Procédures

Prélèvements sanguins : la fréquence et les volumes seront déterminés sur base du poids de la souris. La durée des prélèvements est de 10 à 15 secondes. Test de résistance à l’insuline et test de résistance au glucose comprenant une mise à jeun suivie de prise de sang pour analyse de la glycémie et injection intrapéritonéale d’une solution de glucose. Durée totale du test entre 5h30 et 13h30.

Impact sur les animaux

Pour le développement de ce modèle pathologique divers signes cliniques pouvant entraîner un inconfort pourront être observés: en lien avec le développement d’un diabète de type II : polyphagie, polyurie – polydipsie, troubles de la vision, asthénie, pathologie cardio-vasculaires (accident vasculaire cérébral, crise cardiaques), néphropathie, neuropathie, rétinopathie; en lien avec l’obésité: accumulation de graisse viscérale et augmentation du poids pouvant entraîner une difficulté à se mouvoir, pathologie cardio-vasculaire; en lien avec une insuffisance hépatique : état général dégradé, encéphalopathie hépatique, ictère, asthénie, anorexie, ascite, troubles de la coagulation, vomissement (hématémèse), diarrhée (méléna ou hématochésie). Des nuisances peuvent également être induites par les prélèvements sanguins et les injections et les effets potentiellement toxiques de composés à visées thérapeutiques dans un contexte préclinique. Cette douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.

Devenir

Le modèle induisant des modifications délétères pour la santé de la souris, les souris seront mises à mort en fin d'étude.

Remplacement

Il n'est actuellement pas possible de recréer in vitro un environnement qui mimerait le développement d'un syndrôme métabolique (diabète, obésité, NASH) tout en objectivant l’efficacité de molécules agissant, entre autres, sur l’activité du système immunitaire, la mort cellulaire, le stress oxidatif ou les taux d’insuline et de lipides dans le sang. Les modèles murins en général, et plus particulièrement la souris avec un foie et/ou un système immunitaire humanisé(s), constituent donc un modèle scientifiquement valide, robuste et indispensable au développement et la mise au point de traitements innovants visant à lutter contre cette maladie.

Réduction

Un total de 990 animaux est demandé pour la réalisation de ce projet sur une durée de 5 ans, permettant de réaliser 33 études de 4 groupes (contrôle négatif, contrôle positif, plusieurs doses ou traitements à comparer) avec 5 à 10 animaux par groupe. Le nombre d'animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum en se basant sur les effets attendus de la série, ainsi que des tests statistiques paramétriques et non paramétriques. Les tests in vitro seront envisagés si ceux-ci sont appropriés.

Raffinement

Les souris seront hébergées en cages ventilées, par groupe social stable. La nourriture et l’eau de boisson seront fournies ad libitum. La cage contiendra une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. Six morceaux de bois permettant aux souris d’exprimer leur comportement de rongeur, ainsi qu’un nid en carton seront également disposés. À leur entrée dans le projet, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation et seront habituées à la présence de l’expérimentateur qui les manipulera régulièrement. Pour gérer la douleur, la souffrance et l’angoisse, nous évaluerons l’état de santé par une échelle cumulative de scores (donnés entre parenthèse) prenant en compte : l’aspect du pelage, les mouvements, l’activité, l’activité, la couleur des muqueuses et le score corporel. Les souris seront évaluées quotidiennement et l’échelle sera appliquée dès que nécessaire. Une souris avec un score clinique ≥ à 7 sera euthanasiée pour raison éthique. Le poids sera monitoré 1 à 3 fois par semaine. Le suivi de l’évolution pondérale pourra être adapté au stade de l’étude. Une perte de plus de 25%, calculée à partir du poids mesuré le plus élevé, sera considérée comme une raison de mise à mort. Une augmentation importante du poids et une obésité entraînant une invalidité sera aussi considérée comme une raison de mise à mort. Le vétérinaire d’établissement aura pleine autorité pour euthanasier un animal pour raison éthique ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur s’il/elle le juge nécessaire. Les prélèvements au sinus rétro-orbital seront réalisés sous anesthésie générale.

Choix des espèces

L'utilisation de modèles murins dans les syndromes métaboliques a déjà été démontré dans la littérature scientifique. Par ailleurs, nous maitrisons l'humanisation du système immunitaire ainsi que l'humanisation du foie chez les souris. En se basant sur cette expertise, il est essentiel de poursuivre avec cette espèce. Les animaux seront utilisés à partir de l'age de 16 semaines pour les animaux humanisés, ceci prenant en compte une période d'humanisation de 12 semaines (minimum) qui peut être réalisée à partir de l'age de 3 à 4 semaines. Les animaux non humanisés seront utilisés à partir de l'age de 6 à 8 semaines afin d'utiliser des animaux adultes. Les études seront réalisées sur des groupes d'âges homogènes.

Tous rendus au cycle de production de l'élevage au moment du sevrage, 96 porcelets âgés de trois à six jours vont être castrés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun reçoit d'abord une injection d'anesthésique local et un anti-inflammatoire, puis la castration, chaque geste durant moins de trente secondes. Quatre protocoles sont comparés pour voir lequel réduit le mieux la douleur et les saignements, dont deux associant l'anesthésique à un vasoconstricteur. Le porteur écrit qu'aucune méthode de substitution n'est possible puisque le projet porte sur la douleur ressentie par les animaux non-humains, et range la castration parmi les "pratiques habituelles d'élevage", une pratique dont le projet cherche à atténuer les effets sans la remettre en cause.

Objectifs

Quand elle est pratiquée en élevage, la castration doit être réalisée par un éleveur formé, avec anesthésie locale et analgésie. Le protocole actuellement utilisé par les éleveurs associe un anesthésique local pour la douleur au moment de la castration, et un anti inflamatoire non stéroïdien pour la douleur post opératoire. Plusieurs médicaments, pour lesquels les concentrations en principe actif diffèrent, sont utilisés en élevage. Nous testerons les deux médicaments les plus utilisés pour voir si la différence de concentration a un effet sur la douleur ressentie lors de la castration. Par ailleurs, les éleveurs constatent des saignements parfois importants lors de la castration. Un moyen de les réduire est d'associer l'anesthésique à une molécule ayant des effets vasoconstricteurs. Nous testerons également deux médicaments combinant les deux effets, anesthésie et vasoconstriction. L'objectif est de comparer ces quatre protocoles quant à la réduction de la douleur et des saignements pour les porcelets lors de la castration.

Bénéfices attendus

Le principal bénéfice attendu est d'identifier un protocole qui soit au moins aussi efficace que le protocole actuel utilisant la lidocaïne pour réduire la douleur lors de la castration, et qui permette de limiter les saignements consécutifs à la castration des animaux. Si les deux traitements avec l'anesthésique local sont aussi efficaces, cela signifiera qu'il est possible d'utiliser un volume moindre pour les petits porcelets en utilisant le médicament le plus concentré.

Procédures

Les porcelets seront tous castrés. Ils recevront tous préalablement une injection d'anesthésique local et d'anti inflammatoire non stéroidien pour prendre en charge la douleur . Toutes ces interventions sont courtes, inférieures à 30 secondes.

Impact sur les animaux

Les piqures d’injections vont entrainer une douleur légère et du stress, la castration une douleur modérée du fait de l'anesthésie et de l'utilisation d'anti inflamatoire pour calmer la douleur post opératoire.

Devenir

Tous les porcs seront gardés en vie à la fin des procédures. Ils intègreront le cycle habituel de production de l'élevage au moment du sevrage.

Remplacement

Sachant que le projet porte sur l’évaluation de la douleur ressentie par les animaux, il n’est pas possible de mettre en place de méthode de substitution qui évite l’emploi d’animaux vivants.

Réduction

Un maximum de 96 porcelets seront intégrés à ce projet. Cet effectif a été calculé sur la base d’études similaires, pour réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés tout en conservant un effectif suffisant d’animaux pour pouvoir tirer des conclusions sur l’efficacité des anesthésiques utilisés

Raffinement

Les animaux sont logés conformément aux règlementations définissant les conditions de vie des porcs d’élevage. Lors des interventions, les animaux ne sont jamais isolés de leurs congénères : les animaux de la portée auxquels sont administrés les traitements sont placés ensemble dans une caisse puis remis directement dans la loge avec leur mère une fois l’intervention réalisée. Les procédures utilisées sont des pratiques habituelles d’élevage (castration). Les castrations seront réalisées par du personnel qualifié en respectant les règles d’hygiène et de sécurité. Tous les animaux recevront un analgésique pour prendre en compte la douleur post opératoire.

Choix des espèces

Le porc est l’espèce cible des traitements qui seront testés. Les animaux seront utilisés entre 3 et 6 jours d’âge, ce qui correspond à l’âge habituel de cette intervention en élevage de porcs (la règlementation impose une intervention dans les 7 jours après la naissance). La variabilité des âges dépend de la date de naissance des porcelets, les mises bas s'étalant sur une période de quelques jours dans une bande de truies. Les animaux seront ensuite surveillés jusqu’à leur sevrage vers 28 jours d’âge, date à laquelle ils sont habituellement pesés avant leur passage en salle de post sevrage

650 rats vont être utilisés, chacun logé seul en cage pour que sa consommation alimentaire soit mesurée, quatre jours par semaine pendant six semaines, avec deux heures de retrouvailles quotidiennes ou un week-end en binôme. Les procédures impliquent un niveau de souffrance modéré et tous sont tués à l'issue. Jeûne de quinze heures, privation d'eau de six heures, sept passages au maximum dans des tests d'activité locomotrice, d'anxiété et d'apprentissage, jusqu'à cinq prises de sang, quarante-huit heures en cage de collecte d'urines et de fèces, et pour quarante rates deux traites manuelles sous anesthésie après trois heures de séparation de leurs petits. L'enjeu déclaré est d'évaluer les effets de la végétalisation de l'alimentation humaine sur le métabolisme et le comportement, les résultats devant alimenter une collection de données utile aux pouvoirs publics.

Objectifs

La période néonatale est critique pour le développement du cerveau et des perturbations pendant cette période peuvent avoir des répercussions profondes sur les fonctions cérébrales tout au long de la vie. Les molécules produites par le microbiote intestinal pourraient participer au contrôle de la maturation cérébrale durant cette période et notamment les métabolites bactériens, produits à partir du tryptophane, un acide aminé apporté par l’alimentation. Les enfants nés par césarienne présentent un microbiote moins diversifié que les enfants nés par les voies naturelles. Les enfants nés par césarienne présentent également plus de troubles et déficiences du système nerveux central, et une plus faible production de dérivés du tryptophane. Or parmi les métabolites bactériens, certains ont des effets dans le cerveau (par ex, neuroprotecteur et médiateur). En outre, la biodisponibilité du tryptophane et la production des métabolites bactériens peuvent moduler le poids corporel et la santé métabolique chez le rongeur. Le projet vise ainsi à évaluer l’impact des modifications du métabolisme bactérien du tryptophane, notamment via l’alimentation, sur la santé métabolique et comportementale. L’alimentation conditionne en effet le métabolisme du tryptophane par le microbiote de plusieurs manières. La présence du tryptophane dans le colon dépend de la quantité et de la digestibilité des protéines ingérées et son utilisation dépend de la présence d’autres substrats nutritifs, par exemple ceux apportés par les fibres. La végétalisation de l’alimentation, peut entrainer une diminution d’apport en tryptophane et une augmentation d’apport en fibres et donc conduire à des variations du métabolisme du tryptophane par le microbiote intestinal. Ainsi l’objectif de nos travaux est d’évaluer l’impact de la végétalisation du régime sur la biodisponibilité du tryptophane et la production des métabolites bactériens par le microbiote et d’en caractériser les effets comportementaux, métaboliques et neurophysiologiques chez le rat à 2 stades de son développement : la période post-natale avant sevrage et le jeune en croissance.

Bénéfices attendus

Le projet produit des connaissances scientifiques originales en comparant les effets de régimes de protéines animales riches en tryptophane à ceux de protéines végétales pauvres en tryptophane sur le comportement alimentaire, émotionnel et cognitif et sur le métabolisme de jeunes adultes et sur la transmission de ces effets de la mère aux premiers petits issus de la reproduction. Plusieurs variables sont mesurées chez chaque animal. Ces expérimentations fourniront des opportunités uniques pour évaluer l’impact de la végétalisation du régime sur l’utilisation du tryptophane par le microbiote intestinal, sa métabolisation en métabolites bactériens et la répercussion éventuelle sur la santé métabolique et cérébrale des jeunes rats (pré- et post-sevrage). De telles informations sont essentielles pour mieux estimer les conséquences de la végétalisation de l’alimentation sur la santé. Les résultats participent à la construction d’une collection de données utiles aux pouvoirs publics dans le cadre de leur politique de santé humaine.

Procédures

Ce projet se déroulera sur 2 sites : L’ensemble du projet sera réalisé sur le site 1 et quelques mesures seront réalisées sur le site 2. La dépense énergétique de 100 animaux sera mesurée 1 fois pour chaque rat grâce à des cages mesurant les échanges respiratoires durant 72h sur le site 2. La composition en masse grasse de 100 rats sera évaluée par un appareil d’imagerie sur animaux vigiles sur le site 2 pendant 10 minutes par rat. Sur le site 1, les 200 rats seront hébergés en cages individuelles pour la mesure de la consommation alimentaire durant toute la durée de la période expérimentale, avec remise en cage par binôme durant le week-end ou 2 heures par jours 5 jours/semaine. Les 50 rates gestantes seront placées en cages individuelles pendant toute la période de gestation pour les mesures de consommation alimentaire et seront avec leurs petits pendant la période de lactation. Des tests de de choix alimentaire et hydrique (1h) seront réalisés deux fois à une semaine d’intervalle, après une période de mise à jeun ou de privation hydrique. Des tests comportementaux seront réalisés pour évaluer leur activité locomotrice, leur anxiété, et leur capacité d'apprentissage, 7 fois au maximum (= nombre de passages dans les différents tests). Des prélèvements des urines et fèces seront réalisés durant 48h sur 100 rats dans des cages spécialement conçues à cet effet. Des prises de sang seront effectuées 5 fois maximum à une semaine d’intervalle pour 100 rats ou 1 fois pour 100 rats pendant 5 minutes. Le lait de 40 rates sera prélevé 2 fois pendant 15 minutes. Une injection d’un traceur permettant d’évaluer la synthèse protéique sera réalisée avant la mise à mort de 100 rats 1 fois pendant 2 minutes au moment de la mise à mort.

Impact sur les animaux

Durant l’expérimentation, les rats seront hébergés en cages individuelles pour les mesures de la consommation. L’hébergement individuel (4 jours par semaine durant 6 semaines avec remise en cage par binôme durant le week-end ; ou hébergement individuel et remise en cage collective 2 heures par jours 5 jours/semaine) peut induire un stress modéré et empêcher le rat d’exprimer ses comportements sociaux. La mise à jeun (durant 15 heures maximum) et la privation d’eau (6 heures maximum) lors des tests de préférences alimentaires et de choix de biberons, peuvent représenter un stress léger pour les rats. Les tests comportementaux peuvent représenter un stress léger, dû à la nouveauté de l’environnement et à l’éclairage vif qui fait partie du principe de ces tests. La dépense énergétique sur 24h sera mesurée 1 à 2 fois pour chaque rat pendant 3jours. En outre, la collecte des fèces et des urines d’un rat sera réalisée 1 à 2 fois par rat pendant 48h. La prise de de sang peut provoquer un stress modéré lié à la contention et une petite douleur de courte durée. Les mères seront séparées de leurs petits 3h avant la traite (deux traites en tout dans la procédure), anesthésiées par voie gazeuse, puis l’hormone déclenchant la production de lait leur sera injectée et la traite sera faite manuellement. Après le réveil total de l’anesthésie, la mère sera remise avec sa portée (au maximum 3h30 de séparation). Une injection de traceur sera réalisée 30 minutes avant la mise à mort pour 100 rats, dans la veine caudale, sous anesthésie gazeuse dans le but de mesurer la synthèse protéique. Les organes et contenu digestif seront prélevés.

Devenir

Les animaux sont mis à mort à la fin de l’expérimentation pour la collecte des contenus de l’intestin et de différents organes associés (foie, muscle, tissu adipeux), ainsi que du sang et du cerveau.

Remplacement

L’objectif du projet est d’étudier l’impact de la teneur en tryptophane du régime sur la santé cérébrale et métabolique des jeunes rats adultes et des ratons issus de la première génération Plusieurs variables sont mesurées chez chaque animal, notamment la croissance, la consommation alimentaire, le comportement, la digestibilité des protéines, le métabolisme des protéines, la physiologie digestive, l’utilisation du tryptophane par le microbiote, la formation des métabolites bactériens et des marqueurs de l’activité cérébrale. Cette approche globale nécessite d’utiliser des modèles animaux, permettant de faire varier l’alimentation à l’échelle du repas ou du régime, de prendre en compte les adaptations de l’organisme et l’effet de l’âge. Aucun modèle in vitro ou in silico n’est à même aujourd’hui d’intégrer l’ensemble de ces paramètres dans un système complexe permettant de modéliser l’ensemble des interactions entre l’alimentation, l’intestin, le cerveau et les organes associés.

Réduction

A partir de données obtenues d'une précédente étude, l'effectif minimal requis a été estimé pour mettre en évidence l’effet du régime sur les différents paramètres mesurés. Ainsi, 10 animaux par groupe et par sexe est le nombre minimal de rats pour pallier à la variabilité interindividuelle tout en préservant une puissance statistique correcte. Le nombre d’animaux nécessaire est de 650 rats. Pour les études au cours de la croissance : 5 régimes x 20 rats (10 mâles et 10 femelles) x 2 études = 200 rats. Pour l’étude sur les mères au cours de la gestation et de la lactation, 450 rats sont nécessaires : 8 petits + leur mère x 10 mères par régime x 5 régime.

Raffinement

Pour limiter l'impact de l'hébergement individuel, les rats seront placés dans des cages en plexiglas transparentes qui permettent les interactions visuelles. Les rats demeureront dans la même pièce que leurs congénères, avec lesquels ils restent en contact olfactif, visuel et auditif (vocalises). Les cages seront enrichies au moyen de tunnel, d’une tasse renversée, de support, de gamelle vide ou de billes. Une rotation des objets d’enrichissement est prévue afin de minimiser l’habituation des animaux à ces objets. Un enrichissement social est également prévu. Les rats seront regroupés dans des cages collectives durant 2h/jour tous les jours de la semaine ou durant les week-ends. Ces périodes de regroupement permettront aux animaux d’exprimer leur comportement d’exploration et d’interaction sociale. Les prises de sang seront réalisées par un manipulateur expérimenté. De plus, l’animal est habitué à l’emmaillotage dans un tissu, un geste utilisé pour des pesées régulières, afin de limiter le stress induit par ce même emmaillotage lors des prises de sang. Le transport des animaux sur le site 2 sera réalisé en voiture pour réduire la durée du stress provoqué par le transport 3 jours avant d’effectuer les mesures de dépense énergétique. De plus, un enrichissement social est prévu pour le transport : les animaux seront placés avec les animaux avec lesquels ils sont habituellement regroupés dans les boîtes de transport. De l’eau en gelée et de la nourriture seront à disposition dans la boîte. La mise à mort sera réalisée chez des animaux préalablement anesthésiés. Pour les prélèvements de lait, les mères seront séparées de leur petits le temps de la traite. Après réveil, la mère sera remise en cage avec ses petits. La réaction de chaque mère sera surveillée pour s’assurer que la réintégration se passe au mieux après la traite. La manipulation quotidienne des animaux permettra de faciliter cette réintégration. Pendant la traite, la cage contenant les ratons de la mère sera placée sur un tapis chauffant pour maintenir les petits au chaud. La manipulation régulière des animaux par les mêmes expérimentateurs pour les mesures du poids et de la prise alimentaire permettra de suivre de manière rapprochée l’état de santé des animaux et de détecter des modifications éventuelles de leur état physique ou de leur comportement. Enfin, des points limites seront appliqués, au-delà desquels les animaux seront temporairement ou définitivement sortis des procédures.

Choix des espèces

Comme l’être humain, le rat a un régime alimentaire très diversifié, il est omnivore. De plus l’anatomie et la physiologie de son système digestif présentent des similarités suffisamment importantes avec ceux de l’être humain pour qu’une extrapolation des résultats obtenus soit envisagée. A tel point que l’Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et l’Agriculture (Food and Agriculture Organisation of the United Nations, FAO) recommande les études chez l’humain, le porc ou le rat pour évaluer la digestibilité des protéines. Notre projet s’inscrit complètement dans ce cadre. Des rats mâles et femelles prépubères (0-4 semaines) et en croissance (jeunes adultes, 5-9 semaines) sont inclus car nous étudions l’effet des régimes sur la première génération et la croissance.

38 lapines vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une instillation de Listeria monocytogenes dans l'œil, dont le porteur indique qu'elle va "certainement" provoquer une infection et une zone inflammatoire locales, puis subissent une prise de sang et un prélèvement vaginal par semaine pendant quatre semaines, maintenues éveillées sous contention. L'infection peut aussi entraîner fièvre, prostration, perte d'appétit, diarrhée voire des complications neurologiques, alors que la dose recherchée est justement celle qui installe un portage sans symptôme. Le recours à l'animal est présenté comme "indispensable" et le travail sur "organisme entier vivant" comme le seul possible, la mise à mort étant justifiée par la "nécessité" de prélever les tissus pour y chercher la bactérie en dormance.

Objectifs

La Listeria monocytogenes est une bactérie qui peut contaminer l’alimentation et induire chez la femme enceinte un accouchement prématuré ou une fausse couche. Il a été découvert ces dernières années, que la bactérie pouvait persister dans les cellules sans être détectable (dormance de la bactérie) par des méthodes classiques de bactériologie. Les objectifs du projet sont de mettre au point des outils et méthodes de détection de ces bactéries en dormance lorsqu’elles sont cachées dans les cellules en utilisant un modèle biomédical, ici la lapine. L’objectif est de définir la dose de Listeria, qui induit le portage de la bactérie mais sans symptôme de façon à tester les nouveaux outils de détection. Les résultats de cette étude, effectuée sur des lapines, permettront de valider les outils de détection de la Listeria et apporteront une meilleure connaissance des stratégies adaptatives développées par Listeria pour se cacher chez son hôte sans symptôme clinique.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus du projet sont une meilleure connaissance des stratégies d’adaptation développées par Listeria monocytogenes pour se cacher (dormance) pendant plusieurs semaines, chez son hôte. Ces résultats serviront de preuve de concept pour étudier les échantillons d’endomètre humain prélevés chez des femmes présentant des fausses-couches à répétition.

Procédures

Les animaux seront soumis à une procédure d’instillation oculaire (38 animaux, 1 seule fois, environ 3 minutes), prise de sang (2 ml, 1 fois par semaine pendant 4 semaines sur 20 animaux, environ 3 minutes) sur animal vigile, sous contention légère; à des prélèvements vaginaux (à 72h puis 1 fois par semaine sur 20 animaux), sur animal vigile, sous contention légère.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sont ceux liés à la Listeria qui peut induire comme signes cliniques : de la fièvre, une prostration, une perte d’appétit, des toubles digestifs (plutôt diarrhée) voire des complications neurologiques. Ces signes peuvent potentiellement apparaître dans un pas de temps limité dans la mesure où les doses de Listeria choisies ne doivent pas induire de symptomes cliniques. Cependant l’instillation oculaire de la Listeria va certainement induire localement, au niveau des yeux, une infection et une zone inflammatoire transitoire (quelques jours). Concernant les prélèvements, des prélèvements vaginaux et une prise de sang seront réalisées, nécessitant une contention.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort pour plusieurs raisons : - infection à une souche de Listeria infectant l’espèce humaine - nécessité de prélever les tissus pour rechercher la Listeria entrée en dormance

Remplacement

Le recours à l’animal est indispensable puisqu'il s'agit d’étudier si le portage asymptomatique (hébergement sans exprimer de symptome de la maladie) de la Listeria est possible dans différents tissus, il peut donc y avoir des bactéries dans les tissus sans manifestation de signe clinique donc cela necessite de travailler sur organisme entier vivant pour prendre en compte la complexité des processus physiologiques engagés. Il n'est donc pas possible de remplacer l’animal vivant par un modèle cellulaire ou un modèle de simulation informatique.

Réduction

Lors de la conception du protocole expérimental, nous avons déterminé le nombre minimum d'animaux à utiliser. Pour cette raison, nous avons prévu une étude pilote pour définir la plus faible dose permettant d’induire un portage asymptomatique de la Listeria (3 doses testées, 18 animaux en tout). Ensuite, la plus faible dose retenue permettant un portage asymptomatique de la Listeria sera testée sur 20 animaux de façon à collecter tous les tissus et valider les tests de détection de la listeria. Nous avons prévu un maximum de 20 lapines pour pouvoir valoriser ces données. L’hypothèse du portage asymptomatique a été validée in vitro sur plusieurs types cellulaires en culture, toutefois la littérature n’a pas de recul sur la proportion de lapines chez lesquelles Listeria sera soit complètement éliminée (lapines guéries) ou soit entrée en dormance chez des individus asymptomatiques après cette infection, cas de figure recherché, ou encore mortelle (non attendu). Un premier lot de lapines sera exposé, en fonction de la réponse de ces lapines et si nécessaire, un 2nd lot sera exposé pour conforter les premiers résultats et compléter les effectifs.

Raffinement

Les lapines seront hébergées en cage individuelle mais avec un contact visuel avec les autres lapines. Ces cages disposent de plateformes pour se mettre en hauteur ou, dessous, de se cacher, des jouets en plastique, des cubes de foin ou des batons de bois à ronger, du papier kraft ciselé sont également mis à disposition. Les paramètres d'ambiance de l'animalerie sont contrôlés. Une acclimatation d’une semaine sera réalisée pendant laquelle les lapines seront habituées à la présence humaine, au change des cages et aux manipulations par le personnel. Un suivi quotidien des animaux sera réalisé. Ce suivi inclura l’observation du niveau d’activité, le comportement, la posture au repos, l’apparence (pelage), l’alimentation, les mouvements à la sollicitation et la manipulation d’une zone douloureuse. De plus, l’évaluation de l’état de l’œil, à savoir si l’œil est propre et brillant, sera suivie. Si la lapine présentait une douleur élévée alors une décision serait prise en concertation avec le vétérinaire quant à un recours à la mise à mort de cet animal. Des points limites reposant sur une grille de score intégrant ces différents paramètres ont été établis. Ainsi l'ensemble de ce suivi nous permettra d’intervenir rapidement et de manière graduelle si des signes de souffrance apparaissaient. En cas de signes de douleur, ceux-ci seront pris en charge par l'administration d'analgésiques adaptés (anti-inflammatoires, opioïdes).

Choix des espèces

L'objectif est de reproduire des expériences anciennes de contamination par la Listeria chez la lapine, par conséquent seule cette espèce peut être utilisée pour en explorer les mécanismes. A la suite de ce projet, notre objectif est d’explorer les effets de la Listeria rentrée en dormance sur la gestation. Or ce modèle est pertinent pour étudier le placenta dont la structure est plus proche de l’homme que celle des modèles rongeurs. Nous nous appuyerons sur ces résultats pour le futur projet, le cas échéant. Seules des lapines adultes seront utilisées car l’objectif est d’évaluer le portage asymptomatique de la Listeria chez des lapines pubères.

Récupérées parmi les femelles dont d'autres projets n'avaient pas besoin, au lieu d'être tuées au sevrage, 50 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Rasage de la face ventrale sous anesthésie, incision au cou pour atteindre la veine jugulaire et l'artère carotide, injection de nanoparticules, dix minutes d'ultrasons appliqués sur le thorax, sutures, imagerie : une trentaine de minutes par animal. Toutes sont ensuite tuées pour que le cœur soit prélevé et analysé. Le porteur affirme qu'il est "nécessaire" de recourir à un "organisme entier" pour suivre la distribution des molécules injectées, et qualifie d'"indispensable" la preuve de concept chez le petit animal avant tout passage au gros animal puis à la clinique.

Objectifs

Les arythmies cardiaques ventriculaires sont la principale cause de mort subite cardiaque. Chaque année, environ 250 000 personnes sont victimes de mort subite en Europe. De manière générale, les résultats de l’ablation de tachycardie ventriculaire par cathéters (stratégie actuellement utilisée en clinique) sont mauvais avec environ 50% de récidives. Nous souhaitons développer une méthode permettant de réaliser une ablation combinant différentes stratégies. Pour cela, il est envisagé une délivrance de molécules thérapeutiques encapsulées dans des nanoparticules, facilitée par l’ouverture préalable de pores dans la barrière vasculaire grâce à l’utilisation de microbulles et d’ultrasons, pour permettre aux nanoparticules d’atteindre la cible cardiaque avec une forte concentration et d’ainsi augmenter leur efficacité.

Bénéfices attendus

L’intérêt de la démarche est d’améliorer le pronostic des patients souffrant de tachycardie ventriculaire en traitant sélectivement la région cardiaque responsable de l’arythmie, de façon plus efficace et sécuritaire que les techniques actuelles. De manière plus large, ce projet pourra ouvrir des perspectives d'application au-delà du traitement des arythmies cardiaques ventriculaires (traitement de maladies génétiques, protection du cœur après un infarctus).

Procédures

Tous les gestes potentiellement douloureux seront réalisés sous anesthésie générale et analgésie (2 maximum par animal). Dans ce projet, tous les animaux seront rasés sur la face ventrale sous anesthésie générale pour des raisons d'imagerie (1 par animal, environ 2min). Des incisions sous-cutanées seront réalisées pour l'analgésie (3 maximum par animal) Des incisions seront réalisées au niveau du cou pour accéder aux vaisseaux (veine jugulaire, artère carotide) afin d’injecter les traitements (2 injections maximum par animal). Un appareil générateur d’ultrason sera appliqué sur le thorax de l’animal afin d’envoyer les ultrasons au cœur (1 par animal, environ 10 min). 3 points de sutures par animal seront réalisés pour suturer l'incision réalisée. Les animaux seront imagés sous anesthésie générale (1 par animal,

Impact sur les animaux

Il s’agit d’une approche impliquant une chirurgie légère (pour accéder à la veine jugulaire et à l’artère carotide), une administration intraveineuse de nanosystèmes non toxiques et l’application ciblée (thorax) d’ultrasons non délétères. Le rasage de la face ventrale de l'animal peut occasionner du stress chez l'animal.

Devenir

Les animaux seront mis à mort en fin d’expérimentation pour permettre le prélèvement du cœur et l’analyse (histologie) des tissus afin de confirmer l’efficacité de la thérapeutique étudiée.

Remplacement

Il est nécessaire de recourir à un organisme entier pour étudier le profil de distribution des molécules injectées et évaluer l'efficacité de l'ouverture de la barrière vasculaire cardiaque par les ultrasons. La preuve de concept sur l’efficacité de cette nouvelle approche sur petit animal vivant est indispensable avant d’envisager des études plus approfondies sur plus gros animal, puis un transfert à la clinique.

Réduction

Le nombre d’animaux a été estimé au minimum nécessaire pour obtenir des résultats exploitables. Le sexe des animaux n’ayant pas d’importance d’un point de vue scientifique dans ce projet, les femelles non-utilisées d’autres projets (dont le sexe d'intérêt sont les mâles) seront utilisés dans ce projet au lieu d’être mises à mort au sevrage.

Raffinement

Durant toute la durée des protocoles, les animaux seront suivis et tout signe de détresse de douleur et/ou d'inconfort sera noté. Ils seront surveillés quotidiennement, les paramètres suivants seront observés : bien-être général, activité, réactivité, poids, capacité à s'alimenter et posture. Les souris devant être rasées sur la face ventrale, du coton sera placé dans les cages. Une analgésie sera mise en place avant et après l'étape de chirurgie.

Choix des espèces

La souris est un modèle adapté pour les études de diffusion des nanoparticules dans le cœur. De plus, ce modèle est parfaitement compatible avec une approche par ultrasons cardiaque.

600 rates vont être utilisées, toutes tuées et autopsiées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune subit l'ablation des ovaires sous anesthésie, opération de 30 à 40 minutes, puis des injections sous-cutanées quotidiennes sur animal éveillé sous contention, des prélèvements sanguins à la veine jugulaire jusqu'à une fois par semaine, et un hébergement individuel imposé par le suivi de la prise alimentaire. Le porteur reconnaît qu'un état de mal-être peut découler de cet isolement, et signale des cris ou de l'agitation pendant l'administration des traitements. Il conclut à l'absence de "méthode alternative" et au caractère "indispensable" de l'utilisation d'animaux pour évaluer des peptides censés limiter la perte osseuse après la ménopause.

Objectifs

La ménopause est une période clé pour la santé de la femme car s’accompagne de modifications physiologiques comprenant, notamment, une modification de la composition corporelle et un changement de la répartition des graisses corporelles conduisant notamment à un risque élevé pour la santé cardiaque, ostéo- articulaire et musculaire (perte de densité osseuse, fonte musculaire…). Des traitements thérapeutiques existent déjà pour réduire la perte osseuse, mais présentent des effets secondaires. Des conseils nutritionnels adaptés, associés à des conseils relatifs à l’activité physique, peuvent également s’opposer en partie aux effets de la ménopause d’autant plus que dans notre société l’activité physique est réduite, et la sédentarité croissante. Dans ce contexte, où des facteurs génétiques interviennent également expliquant les différences entre femmes, il devient fondamental de prendre en considération l’impact d’une balance énergétique déséquilibrée en faveur des apports et non des dépenses. L’objectif du projet est donc d’évaluer l'effet de thérapie sur le processus de formation et résorption de l’os dans un contexte combinant ostéoporose et contrôle alimentaire afin de proposer aux professionnels de la santé et aux patients des approches thérapeutiques plus appropriées. Les agents thérapeutiques testés sont des peptides agissant à différents niveaux, il est attendu un effet sur la masse graisseuse et sur le remodelage osseux. Il s’agira d’évaluer l’effet de ces agents thérapeutiques sur la perte osseuse induite par ovariectomie chez le rat (modèle décrit et reconnu par la communauté scientifique) dans un contexte de prise alimentaire monitorée. Ce modèle d’ostéoporose induite par ovariectomie a pour principaux avantages (i) de mimer le développement d’une ostéoporose post-menopausale, avec une reproductibilité élevée pour analyser de manière robuste et efficace les mécanismes mis en jeu dans le développement de la pathologie et dans la réponse induite par les agents thérapeutiques testés (ii) d’accéder à de plus amples informations indispensables au développement de nouvelles approches thérapeutiques (iii) d’être prédictif en clinique de l’activité des agents thérapeutiques testés.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet se mesurent à plusieurs niveaux. Ce projet permettra à court terme d’obtenir des informations sur (i) la tolérance ou la potentielle toxicité des agents thérapeutiques étudiés au niveau systémique et osseux (ii) l’influence d’une alimentation monitorée sur la prise de poids et indirectement sur le développement de l’ostéoporose (iii) les modifications induites par l’administration des agents thérapeutiques étudiés au niveau du corps entier et des os. A plus long terme, ce projet permettra d’obtenir des informations sur l’évaluation, la détection, le contrôle des modifications physiologiques ayant lieu après ménopause, d’établir des diagnostics robustes et de mettre en place de nouvelles approches thérapeutiques alliant traitement médicamenteux et suivi alimentaire et limiter les effets secondaires.

Procédures

Les animaux seront soumis à une opération chirurgicale unique réalisée sous anesthésie générale et avec analgésie pré- et post-opératoire afin de réalisation l’ablation des ovaires. Cette opération dure 30 à 40 minutes par animal. Les traitements sont réalisés par injections sous-cutanées, réalisées quotidiennement, chaque injection dure 1 à 2 min, et est réalisée sur animal éveillé avec contention simple. Des injections sous-cutanées de produits permettant le suivi de la formation osseuse seront réalisées dans les 2 dernières semaine du protocole. Chaque animal recevra 2 injections à 1 semaine d’écart, chacune durant de 1 à 2 min. Des prélèvements sanguins au niveau de la veine jugulaire pourront également être réalisés, ces prélèvement auront lieu sur animal éveillé, dureront moins de 5 min par animal, et pourront être répétés une fois par semaine tout au long du protocole.

Impact sur les animaux

La réalisation de la chirurgie peut s’accompagner d’une possible réaction inflammatoire transitoire au niveau du site de l’incision. Les effets indésirables attendus sur les animaux peuvent être un traumatisme exprimé par des cris ou une agitation pendant l’administration des traitements ou le prélèvement de sang, et une inflammation au niveau du site d’injection. Un état de mal-être pourrait également survenir lié à l’hébergement individuel.

Devenir

A l’issue de chaque procédure tous les animaux seront humainement euthanasiés et autopsiés minutieusement. Les organes et tissus d'intérêts, dont les pièces osseuses, seront prélevés. Les prélèvements sanguins seront utilisés pour doser les agents thérapeutiques, les paramètres et/ou évaluer sa toxicité et/ou évaluer les modifications induites par son administration. Les organes seront également utilisés pour doser les composés et / ou réaliser des analyses histopathologiques et d’imagerie.

Remplacement

De manière systématique, les agents thérapeutiques que nous évaluons in vivo ont fait l’objet de tests préliminaires in vitro mais la perte osseuse induite par la déficience en œstrogène est un mécanisme complexe faisant intervenir différents types cellulaires du tissu osseux. Les tests in vitro actuels permettent de prévoir le devenir des agents thérapeutiques testés, mais ne renseignent pas sur des effets sur l’ensemble des organes d’un organisme. Ces mécanismes extrêmement complexes ne pouvant pas être mimés par des modèles simples de culture de cellules in vitro, il n'existe malheureusement pas de méthode alternative à l'expérimentation animale pour évaluer l’efficacité d’agents thérapeutiques sur la perte de densité osseuse. L'utilisation d'animaux est donc indispensable pour atteindre les objectifs de ce projet.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet est réduit au maximum afin d’obtenir des résultats exploitables, permettant de conclure de manière certaine, tout en évitant la réalisation d’une étude complémentaire pour confirmer les résultats obtenus au cours du présent projet. Nous utiliserons notamment des femelles adultes depuis plusieurs semaines ayant dépassé la majorité squelettique dont le squelette n'est plus en phase de croissance. Etant donné la variabilité probable en réponse aux agents thérapeutiques, 10 animaux au maximum par condition testée sont prévus afin d’assurer un nombre minimum d’animaux nécessaire pour une analyse pertinente et une comparaison statistique fiable tout en prenant en compte le bien-être animal. Ce nombre d’animaux a été déterminé grâce à nos données historiques et l’utilisation de chaque animal a été optimisée (analyses et recueil de données longitudinales, études pilotes…) tout en limitant les contraintes au maximum. Cet effectif pourra être revu après analyse de résultats de protocoles préliminaires, afin de donner des résultats reproductibles et similaires d’un animal à l’autre.

Raffinement

Du fait du suivi alimentaire à réaliser, les animaux seront stabulés individuellement dans des conditions d’hébergement optimisé afin de limiter le stress (ajout d’un enrichissement augmenté tels que tunnel, bâton ou bille de bois). L'état général et clinique des animaux sera surveillé de façon quotidienne et sera spécifiquement axée sur l’apparition (i) de signes de douleur occasionnée par l’acte chirurgical (exemple : inflammation locale, plaie…), (ii) de signes de stress dus aux prélèvements de sang ou liés à l’hébergement individuel, (iii) ou de signes d’inflammation liés aux injections des traitements. Cette observation quotidienne aura pour but de minimiser la douleur et tout facteur agissant sur le bien-être animal. Un protocole analgésique et/ou antalgique sera mis en place le jour dès le jour des chirurgies, avant et après l’opération. Outre la gestion de l'analgésie, l’ablation des ovaires sera pratiquée sous anesthésie gazeuse. Les animaux seront maintenus un minimum de temps en situation d’inconfort lors de leur manipulation. Enfin, tout animal ayant atteint un ou plusieurs points limites (repérés le plus précocement possible et à l’appui des grilles du bien-être animal) sera humainement euthanasié.

Choix des espèces

Le rat a été choisi pour ce projet car ce mammifère présente des caractéristiques physiopathologiques et réponses tissulaires notamment au niveau osseux, proches de celles observées chez l'homme. Ces rongeurs, étant fréquemment utilisés à des fins de recherche, permettent de transposer assez facilement les résultats à l'homme, par simples approches/méthodes statistiques. Par ailleurs, leur taille permet d’obtenir un volume suffisant de liquides biologiques parfaitement analysables. Enfin, les données obtenues chez ces animaux permettent de calculer facilement les doses administrables à l’homme prévues dans le cadre de premiers essais cliniques nécessaires au développement de nouveaux agents thérapeutiques. Les rats femelles et adultes auront dépassé la majorité squelettique (10 semaines). Autrement-dit leur squelette ne sera plus en phase de croissance.

45 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, une partie subissant une seule chirurgie crânienne de dix minutes, l'autre deux opérations de 40 minutes à trois mois d'intervalle. Les chirurgiens posent un implant près du cerveau ou injectent des cellules dans le cerveau, avec un risque d'hémorragie lors de la craniotomie, et des saignements, hématomes ou infections possibles. Ces souris reproduisent une leucodystrophie métachromatique, maladie qui touche environ 150 patients identifiés en France, et le porteur précise qu'elles seront tuées avant l'apparition du phénotype dommageable. La preuve de concept espérée pourrait "permettre de proposer de nouvelles pistes de traitements chez l'Homme", formulation au conditionnel adossée à des craniotomies déjà planifiées.

Objectifs

L’objectif du projet sera d’évaluer la faisabilité puis l’efficacité d’une nouvelle approche thérapeutique dans le cadre d’une maladie présentant une atteinte grave de la gaine de myéline (leucodystrophie métachromatique). Cette approche, basée sur de la thérapie cellulaire, sera évaluée sur le modèle murin de la pathologie.

Bénéfices attendus

Le bénéfice du projet est d’établir la preuve de concept de la faisabilité et de l’efficacité d’une nouvelle approche de thérapie cellulaire pour le traitement de la leucodystrophie métachromatique. Si les résultats obtenus dans ce projet s’avèrent concluants, cela pourrait permettre de proposer de nouvelles pistes de traitements chez l’Homme et ainsi d’amener à une étude clinique chez des patients souffrants de cette pathologie (fréquence 1/45000 naissances, soit environ 150 patients identifiés en France). A long terme, cela pourrait donc permettre d’améliorer la prise en charge des patients.

Procédures

Pour une partie des animaux, une procédure chirurgicale (sous anesthésie générale et analgésie adaptée) sera réalisée pour la mise en place d’un implant proche du cerveau (une fois par animal, durée 10 minutes). Pour l’autre partie des animaux, deux procédures chirurgicales (sous anesthésie générale et analgésie adaptée) seront réalisées à 3 mois d’intervalle pour réaliser des injections dans le cerveau des animaux (deux fois par animal, durée 40 minutes). Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure par une méthode réglementaire. Le phenotype dommageable present chez ce modele se developpe apres l'age d'euthanasie de ce projet.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables possibles sont un stress de l'animal lors des contentions et manipulations nécessaires au cours des procédures. Lors des procédures de chirurgie l’animal pourra ressentir un stress lors de l’induction de l’anesthésie. Cette anesthésie sera associée à une hypothermie et un risque rare de problèmes cardio-respiratoire. Suite à la chirurgie l’animal pourra ressentir une douleur et un inconfort. Des risques rares et inattendus peuvent survenir en lien avec la chirurgie tels que saignements, hématome, ou infection, mais aussi un risque d’hémorragie peu probable lors de l’implantation et la réalisation de la craniotomie. Le phenotype dommageable present chez ce modele se developpe apres l'age d'euthanasie de ce projet.

Devenir

En fin de procédure tous les animaux seront euthanasiés, car les prélèvements de tissus d’intérêts post-mortem et leurs analyses (histologique et biochimique) sont nécessaires pour évaluer notre approche thérapeutique.

Remplacement

À l’heure actuelle il n’existe pas de modèle In vitro ou de système cellulaire pour étudier la tolérance et l’efficacité dans l’ensemble de l’organisme de notre approche thérapeutique basée sur la thérapie cellulaire. En effet pour étudier ces aspects il est nécessaire d’utiliser un organisme comparable à la complexité de ce que l’on retrouve chez l’Homme. Il est donc toujours indispensable d’avoir recours à l’animal pour cette évaluation, et notamment un modèle animal de la pathologie pour une meilleure transposition des résultats chez l’homme. Choisir la souris et notamment le modèle murin de la pathologie pour ce projet nous permettra de collecter des données cruciales avant de passer chez l’Homme pour application clinique.

Réduction

Nous limitons au maximum le nombre d’animaux par groupe de façon à obtenir des résultats fiables. Compte tenu de la littérature et des effets attendus, un test de puissance statistique a été utilisé pour déterminer le nombre minimum d’animaux nécessaires. De ce fait, nous avons établi qu’un nombre de 3 souris par groupe serait d’abord nécessaire pour valider la faisabilité et la tolérance de notre approche. En fonction des résultats obtenus avec ces premiers groupes réduits nous pourrons évaluer l’intérêt de poursuivre ou non le projet et ainsi utiliser le moins d’animaux possible. Puis nous avons défini que des groupes de 10 souris seraient nécessaires pour l’évaluation de l’efficacité de l’approche sur le modèle pathologique. Ces effectifs permettront de limiter la variabilité inter-animale et inter-groupe, et de réaliser des tests statistiques fiables. Un nombre total maximal de 45 souris sera utilisé au cours de ce projet.

Raffinement

Dans la réalisation de ce projet, La procédure a été mise en oeuvre afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal en limitant au maximum la douleur et le stress. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux disposent de nourriture adaptée à leur stade physiologique et d’eau ad libitum. En cours de procédure une attention particulière est donnée à nos animaux afin de garantir leur bien-être grâce à une observation quotidienne et de soins adaptés. Le change (de la litière, abreuvement,nourriture) est réalisé 1 fois par semaine ou tous les 15 jours en fonction des besoins de la cage. Le milieu est enrichi à l’aide de carré de coton de bâtonnet de bois à ronger et si nécessaire supplémenté de lanières de kraft, et de maison de type celldom. Les animaux d’étude seront hébergés par 3 à 5 souris par cage ventilée au maximum. Les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie générale avec une prise en charge analgésique adaptée et un maintien de la température de l'animal pendant toute la durée de l'anesthésie pour prévenir toute hypothermie. Nous utiliserons également un gel ophtalmique afin de prévenir toute sécheresse oculaire au cours de l'anesthésie. En post-opératoire, une surveillance renforcée des animaux sera assurée quotidiennement pendant 5 jours. Au moment de l'euthanasie, un sédatif sera administré à l'animal avant d'injecter le composé euthanasiant. La lignée peut présenter un phénotype dommageable mais nos animaux seront euthanasiés avant sa manifestation.

Choix des espèces

Il n’existe pas de modèle in vitro ou de système cellulaire pour étudier la leucodystrophie métachromatique dans son ensemble, nous avons donc besoin de modèles animaux. Le modèle murin est particulièrement adapté (modification génétique possible, outils moléculaire disponible…) pour reproduire et étudier cette maladie et surtout pour l’évaluation d’un effet thérapeutique. En effet il existe une lignée de souris génétiquement modifiée qui reproduit les caractéristiques de la pathologie présentes chez l’Homme et nous permettra ainsi d’évaluer l’effet thérapeutique de notre approche. Les animaux seront utilisés à 9 semaines d’âge et suivies jusqu’à 19 semaines maximum pour la première étape du projet afin de juger de la faisabilité de l’approche sur un cerveau complètement développé. Pour l’évaluation de l’efficacité de notre approche, les souris seront utilisées à partir de 6 mois et suivies jusqu’à 12 mois. En effet, nous avons besoin d’évaluer notre approche dans un modèle symptomatique de la maladie et de suivre notre traitement sur 6 mois pour évaluer l’effet thérapeutique dans la durée.

Les souris reçoivent d'abord jusqu'à deux injections intraveineuses destinées à humaniser leur système immunitaire, puis, douze semaines plus tard, une injection intratrachéale de dix minutes sous anesthésie qui déclenche une fibrose pulmonaire. Les expérimentateurs administrent ensuite des candidats médicaments par voie pulmonaire, digestive ou injectable, avec des prises de sang répétées et un score clinique quotidien portant sur le pelage, les mouvements, les muqueuses et la respiration. 1 500 souris vont être utilisées sur cinq ans dans 50 études, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, un score égal ou supérieur à 7 ou une perte de poids de plus de 25 % déclenchant la mise à mort. Aucune réutilisation n'est prévue, la fibrose étant décrite comme progressive et incurable, l'animal ne pouvant plus recouvrer son état de santé.

Objectifs

La fibrose respiratoire est une affection pulmonaire impliquant le système immunitaire qui touche près de 5 millions de personnes dans le monde. Cette pathologie peut être causée par l’inhalation de produits toxiques, par une infection, par des traitements médicamenteux, des suites d’une réaction auto-immune ou de cause inconnue (idiopathique). L’âge (>50 ans) ainsi que des facteurs génétiques et environnementaux jouent également un rôle dans le développement de cette maladie. Cette pathologie est souvent mal diagnostiquée et les traitements disponibles à ce jour sont extrêmement couteux et permettent seulement d'en ralentir la progression. Ainsi, la fibrose pulmonaire dite idiopathique est associée à une survie médiane de seulement 3.8 ans parmi les plus de 65 ans. Par ce projet, nous souhaitons développer un modèle d’étude de la fibrose pulmonaire sur souris au système immunitaire humanisé afin d’en étudier le développement, d’en améliorer son diagnostic et de tester de nouvelles approches thérapeutiques.

Bénéfices attendus

En utilisant des souris au système immunitaire humanisé, nous mettons à disposition des chercheurs un modèle permettant d'étudier la fibrose pulmonaire et des potentiels traitements pour cette pathologie avec davantage de spécificité pour l’espèce cible de ces recherches : l’Homme.

Procédures

Injection par voie intraveineuse : 2 fois maximum. Chaque injection dure entre 10 et 15 secondes. 1 injection intratrachéale de maximum 10 minutes. En parallèle, des candidats médicaments seront administrés par voie pulmonaire, digestive ou injectable pour évaluer leurs activités thérapeutiques. Le suivi de l’état de santé des animaux se fera par score clinique (aspect des poils, mobilité, état corporel, …) ou bien par palpation (ou autre geste technique). Afin de suivre l'évolution de la pathologie et d'objectiver les effets des molécules à visées thérapeutiques, des prises de sang seront réalisées. Les volumes maximaux de prélèvements seront proportionnels au poids de l’animal selon un schéma établi et une limite fixée. La répartition des prélèvements dépendra du vétérinaire d’établissement et figurera dans le protocolé d’étude. Chaque prélèvement aura une durée de 15 à 30 secondes, environ.

Impact sur les animaux

La fibrose pulmonaire se manifeste par une inflammation des poumons menant à l'apparition de fibrose pouvant induire une gêne respiratoire (dyspnée). Des nuisances peuvent être induites par les prélèvements sanguins, l'administration des composés de recherche et les effets potentiellement toxiques de ces composés à visées thérapeutiques dans un contexte préclinique. Ces nuisances et effets indésirables peuvent se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.

Devenir

La fibrose est une maladie progressive et incurable, l'échelle de score doit permettre une euthanasie avant que l'impact ne soit jugé sévère sur les animaux. Une réutillisation n'est donc pas envisagé puisque l'animal ne pourra pas recouvrir complètement son état de santé en fin d'étude.

Remplacement

Il n’est à l’heure actuelle pas possible de recréer in vitro un environnement complexe comme le système immunitaire et de mimer ses interactions avec le système respiratoire pour étudier le développement et le traitement de la fibrose pulmonaire. La souris constitue donc un modèle scientifiquement valide, robuste et indispensable pour le développement de thérapies innovantes permettant de soigner cette pathologie.

Réduction

Un total de 1500 animaux est demandé pour la réalisation de ce projet sur une durée de 5 ans, permettant de réaliser 50 études afin de mettre en place le modèle et de réaliser les premières études précliniques. Chaque étude comprendra un minimum de 4 groupes (contrôle négatif, contrôlé positif, plusieurs doses ou traitements à comparer) avec 5 à 10 animaux par groupe afin d’obtenir des résultats fiables malgré la variabilité intrinsèque liée au modèle. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum en se basant sur des tests statistiques adaptés aux effets attendus de la série.

Raffinement

Les souris seront hébergées en cage ventilée, par groupe social stable. La nourriture et l’eau de boisson seront fournies ad libitum. La cage contiendra une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. Des morceaux de bois permettant aux souris d’exprimer leur comportement de rongeur, ainsi qu’un nid en carton seront également disposés. À leur entrée dans l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation de minimum 4 jours. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour gérer la douleur, la souffrance et l’angoisse, l’état de santé sera évalué par une échelle cumulative de scores prenant en compte : l’aspect du pelage, les mouvements, l’activité, la couleur des muqueuses, le score corporel et la respiration. Les souris seront évaluées quotidiennement et l’échelle sera appliquée dès que nécessaire. Une souris avec un score ≥7 sera euthanasiée pour raison éthique. Le poids sera mesuré au moins trois fois par semaine. Le vétérinaire d’établissement aura pleine autorité pour euthanasier un animal pour raison éthique ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur s’il/elle le juge nécessaire. Le suivi de l’évolution pondérale pourra être adapté au stade de l’étude. Une perte de poids de plus de 25% par rapport au poids initial sera considérée comme une raison de mise à mort. Toute anormalité non objectivable par l'échelle de score devra immédiatement être rapportée au vétérinaire qui aura pleine autorité pour envisager un traitement ou imposer une euthanasie pour raison éthique. Le vétérinaire est présent sur site tous les jours et joignable les week-ends et jours fériés. L'injection intratrachéale sera réalisée sous anesthésie générale volatile à l'isoflurane ou fixe à l’alfaxolone (dose à déterminer).

Choix des espèces

Le projet vise à étudier le développement de la fibrose pulmonaire en se basant sur un système immunitaire humanisé afin d'obtenir le développement d'une pathologie la plus proche possible de celle qui se développe chez l'Homme. Nous maîtrisons l’humanisation du système immunitaire sur les souris, il est donc essentiel de poursuivre sur cette espèce. Les animaux seront utilisés à partir de l'age de 16 semaines pour les animaux humanisés, ceci prenant en compte une période d'humansiation de 12 semaines (minimum) qui peut être réalisée à partir de l'age de 3 à 4 semaines. Les animaux non humanisés seront utilisés à partir de l'age de 6 à 8 semaines afin d'utiliser des animaux adultes. Les études seront réalisées sur des groupes d'âges homogènes.