Procédures modérées

Rendues à leur élevage à l'issue du projet, dix d'entre elles étant ensuite replacées, 30 brebis vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune subit une ovariectomie sous anesthésie générale de vingt minutes, puis cinq prises de sang, cinq collectes de fèces et dix à douze trajets routiers de deux heures étalés sur deux ans. Le champ structuré du devenir ne déclare que dix animaux rendus vivants, quand le texte affirme que les trente le seront. L'objet du projet est de fournir ces brebis privées d'ovaires à une entreprise, pour caler la pharmacocinétique d'un dispositif intravaginal destiné à synchroniser les chaleurs dans la filière ovine.

Objectifs

Le projet, qui se déroule dans 2 établissements utilisateurs, s’inscrit dans le plan de développement préclinique d’un produit pharmaceutique/zootechnique dans la sphère de la reproduction ovine. Ce produit est un dispositif intravaginal à libération longue d’un progestatif. L’objectif est de mettre à disposition des brebis ovariectomisées, pour des études de pharmacocinétiques visant à : 1) caractériser et sélectionner le meilleur prototype de dispositif intravaginal (le produit) en comparaison à un produit de référence (environ 3 à 4 études in-vivo préliminaires), 2) confirmer le profil et les propriétés pharmacocinétiques du dispositif sélectionné et/ou démontrer la bioéquivalence en comparaison avec un produit de référence (1 étude). La phase expérimentale de ces différentes études pharmacocinétiques (4 à 5 études sur 2 ans minimum) sera conduite dans un établissement tiers, situé à moins de 2 h du lieu d’hébergement des brebis. L’établissement dispose d’un comité d’éthique interne qui évaluera chaque étude utilisant les brebis ovariectomisées.

Bénéfices attendus

Le projet vise à développer un produit contenant un progestatif visant à synchroniser l’œstrus des brebis en saison sexuelle ou en contre saison. Actuellement il n’existe pas d’alternative dans la filière ovine à ce type de produit. L’utilisation de brebis ovariectomisées dans le cadre du développement préclinique d’un produit pharmaceutique/zootechnique dans la sphère de la reproduction ovine permet : - de s’affranchir des taux d’hormones endogènes liées au cycle de reproduction qui est saisonné. En effet pour suivre le profil pharmacocinétique des progestatifs utilisés dans les prototypes, il faut pouvoir les doser et donc ne pas être biaisé par les taux endogènes. – de pouvoir réutiliser les mêmes brebis sur l’ensemble des études pharmacocinétiques prévues car les études pourront être réalisées à n’importe quel moment de l’année, indépendamment de la saisonnalité des cycles de reproduction. - d’utiliser des designs d’étude en cross-over, en augmentant ainsi la puissance statistique et permettant ainsi de réduire le nombre d’animaux à inclure par étude. – de pouvoir comparer les différentes études entre elles car les animaux seront réutilisés pour chacune d’elles (environs 4 à 5 études de pharmacocinétique en prévision).

Procédures

Toutes les brebis subiront dans l'E2 : une ovariectomie sous anesthésie générale (20 minutes); dans l'E1 : 5 prises de sang et 5 collectes de fécès (1 minute pour 1 prise de sang + 1 collecte de fécès), réparties sur 2 ans; et entre 10 et 12 trajets d’environ 2 heures à chaque fois, répartis sur 2 ans.

Impact sur les animaux

Au sein de l’E1, les nuisances attendues relèvent de pratiques d’élevage. Pour gérer de manière optimum le parasitisme, des coprologies de contrôles seront réalisées sur les animaux, pouvant occasionner une gêne transitoire lors du prélèvement de féces. Par ailleurs, dans le cadre des contrôles sanitaires pour les mouvements d’animaux entre l'E1 et l'établissement tiers, nous prévoyons des prises de sang, une après chaque test pharmacocinétique afin de garantir le statut sanitaire du cheptel en retour sur le site d’élevage. Les brebis peuvent éprouver un stress léger lors des contentions nécessaires pour les prises de sang. Une nuisance éventuelle serait l'apparition d'hématome suite aux prises de sang effectuées. Au sein de l’établissement E2, les nuisances attendues sont liées à la chirurgie ovariectomie. Le statut ovariectomisé n'entraine pas d'effet indésirable au cours de la vie de l'animal. Les animaux peuvent ressentir du stress lors des manipulations, de la phase pré opératoire, de l'induction de l'anesthésie, et de la phase de réveil. L'apparition de douleurs suite à la chirurgie est également possible, ainsi qu'une éventuelle infection qui entraînerait abattement, fièvre et anorexie. Lors de l'anesthésie, une irritation de l’appareil respiratoire supérieur (liée à l’intubation) peut apparaître, mais c'est rare. Les animaux peuvent subir du stress lors des phases de transport entre les différents établissements.

Devenir

Les 30 animaux seront gardés en vie et retourneront dans l'E1 à l'issue du projet. 10 animaux seront replacés.

Remplacement

Il n’y a pas d’alternatives à l’utilisation d’animaux pour déterminer les profils pharmacocinétiques in-vivo de différents actifs et/ou dispositifs sur l’espèce cible. L’utilisation de brebis ovariectomisées permet de s’affranchir des taux hormonaux endogènes et d’éviter les interférences avec le progestatif du dispositif. Le design en cross-over est accessible et permet de réduire le nombre d’animaux par étude car les animaux sont leur propre témoin et la puissance statistique est plus importante, permettant une meilleure comparabilité des différents prototypes, et des études entre elles. De plus, les brebis ovariectomisées vont être réutilisées à chaque étape du développement préclinique sur une période d’environs 2 ans minimum.

Réduction

Il a été évalué que 30 brebis ovariectomisées seraient nécessaires pour le développement de ce projet. En effet, dans chacune des premières études pilotes, qui vont permettre de choisir un prototype parmi 2 testés, 2 groupes de 12 brebis seront nécessaires (chaque groupe permet de comparer un prototype au produit de référence), soit un total de 24 brebis. Le développement de ce produit est basé sur le principe de bioéquivalence. Selon les bonnes pratiques il faut au moins 12 animaux évaluables par traitement pour que l’étude soit acceptable. Pour une étude pilote, ce nombre d’animaux pourrait être réduit à 10. Cependant, lorsque le risque de perte de sujets existe, on peut inclure des animaux supplémentaires pour maintenir une puissance statistique correcte. Ici, on ne peut négliger ce risque de perte d’animaux évaluables par traitement (perte du dispositif avant la fin de la période de pose). Une marge de 20% d’animaux supplémentaires est communément admise (10+2 soit 12 par groupe). Enfin, à cause de la forte variabilité interindividuelle des profils pharmacocinétiques de progestatifs, 12 animaux par groupe permettraient d’assurer une puissance statistique suffisante pour conclure dans les études pilotes. 3 animaux additionnels sont également prévus dans une étude PK pour couvrir toute problématique (échec d’administration, maladie…). Enfin, les brebis ovariectomisées seront réutilisées pour l’ensemble des études, donc en anticipant la perte possible d’animaux sur les 2 ans de développement, un nombre de 30 brebis ovariectomisées est nécessaire.

Raffinement

Au sein de l’E1, afin de prévenir tout stress, les animaux sont gardés en groupes sociaux stables, dans des conditions d’élevage optimales avec fourrages et concentrés de qualité, soit sur aire paillée avec enrichissement soit au pâturage. Les animaux seront supervisés par du personnel formé et habilité. Lors des déplacements entre les établissements, les animaux seront transportés selon les normes de bien-être en vigueur (densité, paillage…) dans un véhicule agrée conduit par du personnel habilité titulaire d’un captav. La durée de transport entre les sites est de 2 heures. Lors de leur arrivée dans l’E2, afin de prévenir tout stress, les animaux sont gardés en groupes sociaux stables, dans des conditions d’élevage optimales avec fourrages et concentrés de qualité et des locaux calmes. La douleur est traitée préventivement avant l’acte chirurgical dès l’anesthésie, et le traitement est maintenu jusqu’à un état physiologiquement stable des animaux. Le retour à l’état normal est estimé à 3-4 jours postopératoires. Les animaux sont surveillés quotidiennement et plusieurs fois par jour en post-opératoire immédiat. Un animal anorexique, prostré, recevra l’administration de morphinique. Sans réponse physiologique satisfaisante, il sera procédé à l’euthanasie suivie du prélèvement du site lésionnel pour analyse. Tout animal qui ne se nourrit pas pendant 4 jours ou avec perte de poids par rapport au poids initial malgré le traitement sera mis à mort. Les animaux seront surveillés quodtidiennement sur les 6 paramètres suivants : 1/ s’alimente : oui-non 2/ Boit : oui-non 3/ se lève : oui-non 4/ reste figé : oui-non 5/ température en degré 6/ estimation de la douleur de 0 à 3 (0 aucune douleur et 3 douleur intense).

Choix des espèces

L’espèce ovine est l’espèce cible. La physiologie et la réponse hormonale des ruminants sont particulières à ces espèces. Le projet porte sur un dispositif de contrôle de la reproduction des femelles. Les animaux utilisés sont donc des brebis multipares (ayant mis bas au minimum une fois) et ayant terminé leur croissance et leur développement.

272 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, chacune pouvant subir jusqu'à huit enregistrements de trente minutes en cylindre et douze épreuves de toucher léger de la peau, à raison de cinq par jour. La peau rasée sous anesthésie, chacune reçoit une injection d'une substance qui déclenche chez l'humain des démangeaisons persistantes, une partie d'entre elles recevant une semaine plus tôt un colorant destiné à marquer les cellules exposées. Le porteur annonce des démangeaisons d'intensité faible à modérée durant moins de deux secondes chacune, réparties sur vingt à trente minutes, et une douleur transitoire au point d'injection. Sur les 272, 232 seront tuées pour prélèvements ou parce que l'exposition à la substance interdit selon lui toute réutilisation, 20 seront réutilisées dans d'autres expériences et 20 placées.

Objectifs

Le projet vise à étudier une substance qui induit chez l’homme des démangeaisons persistantes par l’activation de nerfs de la peau. Sur la base de nos expériences précédentes menées sur des cellules, ce projet a 2 objectifs : 1) Etudier la capacité de la substance à induire des démangeaisons chez la souris suite à une administration locale au niveau de la peau, 2) Débuter l’étude des mécanismes impliqués par l’analyse de prélèvements post-mortem (peau et cellules des nerfs).

Bénéfices attendus

Actuellement, il n'existe aucun traitement spécifique des démangeaisons induites chez l’homme par la substance étudiée. Mieux connaître leurs mécanismes permettra à terme de développer des traitements spécifiques pour les soulager. Les bénéfices de ce projet en termes d’avancées scientifiques et thérapeutiques pourraient aussi s’étendre aux démangeaisons présentes dans d’autres maladies (eczéma, psoriasis).

Procédures

1) Rasage de la future zone d’injection, réalisé 1 fois sous anesthésie, éventuellement renouvelé 1 fois, durée maximale de 5 minutes. 2) Injection de la substance étudiée (1 fois) ou d’une substance contrôle (1 ou 2 fois espacées de 3 jours), durée maximale de 30 secondes. Sur les animaux destinés à obtenir des prélèvements : 3) Injection préalable, 1 semaine avant, d’1 substance permettant de colorer les cellules exposées.

Impact sur les animaux

1) Stress de faible intensité lors de l’anesthésie générale (durée < 5 min, réalisée 1 fois). 2) Stress et inconfort lors des manipulations et de l’injection (durée < 5 min, réalisées 1 fois ou 2 fois espacées de 3 ou 7 jours). 3) Stress lors de l’enregistrement des démangeaisons spontanées dans un cylindre (durée 30 min ; réalisé 1 à 8 fois, maximum 1 fois/jour). 4) Stress lors des mesures répétées des démangeaisons induites par le toucher léger dans une cage ouverte (réalisées 1 à 12 fois, maximum 5 fois/jour, durée < 7 min). 5) Démangeaisons spontanées localisées, d’intensité faible à modérée, intermittentes, d’une durée < 2 secondes chacune, réparties pendant 20-30 minutes suivant l’injection réalisée 1 fois. 6) Démangeaisons localisées induites par à un toucher léger, d’intensité faible, d’une durée < 1-2 secondes uniquement en réponse au toucher léger appliqué 10 fois en 7 min. Épreuve réalisée 1 à 12 fois au total, maximum 5 fois/jour. 7) Douleur d’intensité faible localisée au point d’injection et très transitoire (5 premières minutes suivant l’injection réalisée 1 fois).

Devenir

En fin de procédure, il est prévu la mise à mort de tous les animaux destinés à des prélèvements post-mortem de tissus à des fins d'analyses (histologiques et fonctionnelles : 132 animaux de la procédure 3) ou qui auront été exposés à la substance étudiée, ce qui interdit leur réutilisation, replacement ou adoption (100 animaux de la procédure 2), soit au total 232 animaux. Les 40 autres (4 de la procédure 1 + 36 de la procédure 2) seront ré-utilisés (20 animaux) ou placés (20 animaux).

Remplacement

Depuis plus de 10 ans, nous étudions les effets de la substance sur des modèles cellulaires. Nous avons montré l’implication de plusieurs mécanismes qui, cependant, peuvent aussi être à l’origine d’autres sensations que les démangeaisons, que nos modèles cellulaires ne permettent pas de distinguer. Nous continuerons à utiliser ces modèles cellulaires pour cette étude mais nous ne pouvons donc pas nous passer de l’expérimentation animale pour étudier les démangeaisons induites et leurs mécanismes. Un 2ème aspect est l’implication de multiples types cellulaires dans les démangeaisons. Ces cellules ne peuvent pas être rassemblées dans un modèle cellulaire. Nous ne pouvons pas nous passer de l’expérimentation animale pour prendre en compte l’ensemble de ces types cellulaires.

Réduction

L’ensemble du projet a été conçu en vue de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés sans compromettre les objectifs ou l’analyse statistique des résultats. Notre démarche de réduction se base tout d’abord sur les résultats de nos travaux précédents sur modèles cellulaires, et se poursuivra sur ceux qui seront obtenus lors de ce projet, pour ne réaliser que les expériences les plus pertinentes scientifiquement. Étant donnée la variabilité́ des démangeaisons induites par la substance, nous prévoyons 20 animaux/groupe pour garantir des résultats robustes. Cependant, nous réaliserons toujours une 1ère série d’expériences sur 12 souris (minimum pour que des résultats se dessinent) suivie de son analyse, et ne complèterons que si nécessaire d’après ces 1ers résultats. Le nombre d’animaux prévu est un maximum qui sera réduit autant que possible en pratique.

Raffinement

Les responsables du projet mettront en œuvre des mesures pour assurer et maintenir le bien-être de chacun des animaux : enrichissement des cages, habituation des animaux aux manipulations et aux tests, renforcement positif, points limites et stratégie d’analgésie.

Choix des espèces

La souris est l’espèce la plus couramment utilisée comme modèle d’étude des démangeaisons. Le développement des nerfs impliqués dans les démangeaisons évolue chez la jeune souris jusqu’à l’âge de 3-4 semaines. Leur état de développement est stable à partir de l’âge de 5 semaines. Les souris âgées ne sont pas appropriées du fait de modifications physiologiques dues à l’âge. Nous utiliserons des animaux adultes âgés de 8 à 16 semaines.

Avant toute application à une maladie, ce projet sert à valider une nouvelle lignée de souris fluorescentes comme outil de laboratoire. 300 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever les muscles de leurs pattes arrière. À dix semaines, chacune subit la section définitive du nerf sciatique d'une patte, opération de quinze minutes qui provoque une atrophie musculaire visible au bout de deux semaines, précédée au sevrage d'une biopsie de l'oreille. Le porteur affirme que l'étude ne peut être conduite que sur un "organisme entier", la communication entre motoneurone et muscle restant selon lui impossible à reproduire in vitro, tout en annonçant que des cellules issues de ces souris serviront à développer des organoïdes neuromusculaires.

Objectifs

Les cellules musculaires contiennent plusieurs centaines de noyaux. Parmi eux, 5 à 8 sont spécialisés pour maintenir la jonction neuromusculaire, qui est le lien crucial entre le nerf et le muscle. Ils sont nommés noyaux sous-synaptiques. Cette jonction est essentielle pour que les muscles fonctionnent bien, tout le long de la vie. Si cette jonction est endommagée, les muscles peuvent perdre leur connexion nerveuse et fonctionner moins bien. En raison de leur faible nombre et du manque d'outils disponibles, il est encore très difficile d'étudier la structure et la régulation des noyaux situés à la jonction neuromusculaire par rapport aux autres noyaux de la cellule. La lignée murine utilisée a pour but de suivre la fluorescence des noyaux musculaires impliqués dans le maintien de la jonction neuromusculaire. En temps normal, seuls les noyaux sous-synaptiques (5 à 8 par fibre musculaire) seront fluorescents. Si la connexion nerveuse est altérée, la fluorescence s'étendra rapidement à tous les noyaux le long de la fibre musculaire (plusieurs centaines par fibre). L’objectif de ce projet est donc de valider ce nouveau modèle murin pour isoler et étudier les noyaux sous-synaptiques des autres noyaux de la fibre musculaire, afin de comprendre comment ils régulent les fonctions musculaires en conditions normales et lors de problèmes d’innervation. A long terme, ce modèle de souris sera le premier outil pour étudier les maladies rares où l'innervation ou la communication entre le nerf et le muscle est affectée. Il permettra de visualiser et de mesurer les fibres musculaires touchées et de tester des médicaments pour prévenir ou réduire la perte d'innervation.

Bénéfices attendus

Ce modèle offrira la possibilité d’aborder les aspects encore peu explorés de la biologie cellulaire et des régulations au niveau des noyaux musculaires impliqués dans le maintien de l’innervation motrice au cours de la vie postnatale saine et pathologique. A plus long terme, la disponibilité de ce modèle de souris constituerait le premier outil pour étudier des maladies rares dans lesquelles l'innervation et/ou la neurotransmission sont compromises. Cela permettrait de visualiser et de quantifier les cellules musculaires présentant de tels défauts, mais aussi de tester facilement des médicaments visant à prévenir ou à réduire la perte d'innervation et à proposer et tester de nouvelles stratégies thérapeutiques.

Procédures

Une petite biopsie d’oreille (=1mm) sera réalisée au moment du sevrage pour pouvoir effectuer l’identification génétique de chacune des souris. Le temps du geste par animaux et < 1min. Les animaux agés de 10 semaines subiront une intervention chirurgicale d’une durée de 15 minutes pour réaliser une section définitive du nerf sciatique d’une seule patte arrière. Pour cela ils recevront plusieurs injections : une sur animal vigile pour l’anesthésie générale (durée < 1 minute) et une sur animal anesthésié pour l’analgésie pré- et post-opératoire (durée

Impact sur les animaux

La petite biopsie d’oreille conduit à une douleur transitoire avec cicatrisation. Une chirurgie de dénervation de la patte postérieure gauche sera réalisée. Cette dénervation conduit à une atrophie des muscles de la patte observable à partir de 14 jours, donc à une perte de force musculaire sur le membre. Comme la souris est quadrupède, cette intervention ne l’empêche pas de se déplacer, de grimper dans la cage et de s’alimenter. La technique de dénervation définitive est une chirurgie modérément invasive et parfaitement maitrisée. Les 4 dernières injections de molécule pour exprimer la protéine fluorescente, réalisées hors anesthésie, génèreront une douleur transitoire au site d’injection (gonflement et inflammation).

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de l’expérimentation afin de collecter tous les muscles squelettiques des pattes postérieures. Ces tissus prélevés serviront pour les analyses de biologie moléculaire et d’histologie pour décrypter les acteurs moléculaires responsables du maintien du muscle.

Remplacement

Cette étude ne peut être conduite que sur un organisme entier car il est actuellement impossible de reproduire in vitro le système complexe de communication entre les motoneurones (types de neurones qui interagit avec le muscle pour le mouvement) et le muscle. La souris est le modèle idéal pour cette analyse car les processus étudiés sont très conservés au cours de l’évolution en particulier chez les mammifères. Cependant des cellules seront isolées de ce modèle pour participer au développement d’organoides neuromusculaires.

Réduction

Le nombre d’animaux minimal mais suffisant sera utilisé pour permettre d’obtenir des résultats statistiquement significatifs. Le maximum de données pouvant être générées à partir d’un même groupe d’animaux sera recherché. D’après l’expérience acquise au laboratoire, un effectif de n=20 animaux par point de collecte sera suffisant pour obtenir des résultats statistiquement fiables générés sur différents types d’analyses. Ce nombre est nécessaire car plusieurs types de prélèvements non compatibles sur la même souris sont requis et nécessitent donc de doubler les effectifs. Après obtention des résultats expérimentaux, les données seront analysées à l’aide de tests statistiques. L’ensemble des muscles des deux pattes postérieures sera collecté. La patte droite non dénervée servira de contrôle. Ainsi, l’ensemble des tissus collectés d’une même souris pourra être évalué et comparé par différentes techniques complémentaires.

Raffinement

Pendant toute la chirurgie, les animaux seront sous anesthésie générale et locale, et sur coussin chauffant pour éviter l’hypothermie. Un gel oculaire sera appliqué sur les yeux afin d’éviter tout dessèchement de l’œil. Après la chirurgie, les animaux recevront pendant 3 jours un traitement analgésique et antalgique. Pour une meilleure récupération après l’anesthésie générale, les animaux seront gardés une nuit en armoire chauffante. Afin de faciliter l’accès à la nourriture et à l’eau après l’intervention chirurgicale, des croquettes et de l’eau gélifiée seront déposées sur le sol de la cage. Le jour même et les 2 jours suivants la dénervation, une analgésie post-opératoire sera également appliquée afin de limiter toute douleur. Au total, pendant les 5 jours suivant l’intervention chirurgicale, les animaux seront surveillés individuellement et quotidiennement afin de vérifier la bonne cicatrisation de la suture et d’euthanasier l’animal en cas de souffrance non jugulée, appréciée par des critères de signes cliniques, d’aspect et de comportement. Toutes les souris de la même cage seront opérées le même jour afin de maintenir le groupe social.

Choix des espèces

Malgré des différences entre de symptômes chez les souris et les hommes, le modèle murin est extrêmement utile pour les études mécanistiques, physiopathologiques et la mise au point de traitements thérapeutiques. Plus spécifiquement, le muscle, que ce soit en termes de structure, de fonctionnement et de pathologie est extrêmement proche de celui de l’Homme. Les animaux seront utilisés à l’age de 2.5 mois. A cet age, la souris est adulte et la maturation du muscle est bien finalisée.

Un mois de gavage quotidien pour les souris traitées, une échographie cardiaque et une IRM du cerveau sous anesthésie, des tests moteurs sur tapis roulant et sur cylindre rotatif : 2 720 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. L'équipe a créé deux lignées porteuses d'une mutation retrouvée chez des patients atteints d'une maladie mitochondriale, pour décrire leur pathologie et tester des médicaments candidats, dont certains ont déjà été essayés sur des cellules de peau de patients. Les souris mutantes pèsent moins dès le sevrage et deviennent apathiques vers 3 ou 4 mois. Entre 4 et 7 mois, certaines maigrissent brutalement ou s'isolent, signes qui ont déjà conduit l'équipe à les mettre à mort. Dans la grille de suivi, l'isolement vaut à lui seul 3 points, le seuil où la souris est mise à mort.

Objectifs

Les mitochondries jouent le rôle essentiel de centrale énergétique dans nos cellules. Les maladies mitochondriales regroupent de nombreuses pathologies héréditaires qui résultent d'un dysfonctionnement du métabolisme énergétique mitochondrial. Ces pathologies ont été associées à de nombreux symptômes incluant désordres du mouvement, cécité, surdité, épilepsie, accidents vasculaires, atteintes cardiaques ou encore neurodégénérescence. Les maladies mitochondriales peuvent débuter à tout âge, de la naissance, dans l'enfance et chez l’adulte jeune. A ce jour il n’existe pas de traitement curatif pour ces maladies. De ce fait, la recherche dans ce domaine des thérapies pour ces maladies mitochondriales est capitale. Nous avons identifié des médicaments candidats pouvant améliorer le fonctionnement des mitochondries. Certaines de ces molécules prometteuses ont été ensuite testées sur des cellules de peau de patients de maladies mitochondriales. Afin de tester les effets bénéfiques de ces médicaments sur un modèle in vivo, nous avons généré des souris présentant une mutation retrouvée chez des patients humains. Notre objectif principal pour ce projet est donc de caractériser en profondeur la pathologie de ces souris et valider l'efficacité des médicaments candidats identifiés, qui pourront ensuite être testés chez l’homme.

Bénéfices attendus

Ce projet est justifié d'un point de vue scientifique, car il propose d'étudier les effets de médicaments candidats dans les maladies mitochondriales, maladies qui ne bénéficient pas actuellement de traitements curatifs. Le développement d’une médecine mitochondriale est fortement compromis par l’absence de thérapies efficaces avec un nombre limité d'essais cliniques à ce jour. Raison pour laquelle la recherche sur les pathologies mitochondriales humaines s’oriente aujourd'hui résolument vers la thérapeutique. La présence de mutations pathogènes mitochondriales est responsable de maladies mitochondriales sévères et souvent fatales. Ainsi, déterminer l’impact de plusieurs médicaments pourrait permettre de restaurer le fonctionnement mitochondrial, apparaissant comme un objectif important, qui pourrait déboucher sur des essais cliniques pour les patients souffrant de maladies mitochondriales.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes: Echographie cardiaque sous anesthésie générale (30 minutes, 1 fois); Test de la fonction motrice sur tapis roulant et cylindre rotatif (durée variable en fonction des performances des animaux); Imagerie par Résonance Magnétique du cerveau (sous anesthésie, durée 30 à 60 minutes, 1 fois); Administration des médicaments par gavage à l'aide d'une sonde adaptée (1 fois par jour pendant 1 mois).

Impact sur les animaux

Les souris des deux modèles présentant une mutation que nous allons utiliser sont de nouveaux modèles murins pour lesquels nous décrivons un phénotype pour la première fois. Nos observations montrent que les animaux des deux modèles ont un poids plus faible dès le sevrage, et un comportement apathique qui apparait entre 3 et 4 mois et devient plus marqué au fur et à mesure. Les jeunes souris présentent parfois une dépilation transitoire. Nous avons observé qu'entre l'âge de 4 mois et 7 mois, certains animaux présentent une perte de poids brutale, ou une forte apathie et un isolement qui nous ont conduits à les mettre à mort. Le traitement médicamenteux par gavage pourrait entraîner une irritation de l'oesophage, et nous avons donc prévu de donner au animaux traités accès à de l'eau contenant un antalgique pour prendre en charge la douleur éventuelle.

Devenir

Les reproducteurs seront utilisés pendant leur phase reproductive (2 à 6 mois) puis mis à mort. Pour toutes les autres expériences prévues, tous les animaux seront mis à mort en fin de procédure.

Remplacement

Nous utilisons des modèles cellulaires humains tels que les fibroblastes de peau pour répondre à certaines questions scientifiques. Cependant ces méthodes alternatives restent incomplètes pour l’étude de phénomènes physiologiques aussi complexes que les mécanismes impliqués dans les maladies mitochondriales, puisqu'elles ne tiennent pas compte l’ensemble des interactions biologiques existantes au sein d’un organisme tout entier. L'utilisation du modèle animal est donc une nécessité pour compléter nos résultats in vitro mais également pour la suite du programme de recherche et pouvoir valider et passer aux essais cliniques chez l'homme.

Réduction

Aucune expérience inutile ne sera menée. Nous réduisons au maximum le nombre d'animaux à utiliser pour obtenir des résultats exploitables au niveau statistique. Ainsi, nos expériences solides des méthodes Omics nous impose d'utiliser au minimum 15 souris/groupe expérimental par sexe pour la métabolomique. Pour la biologie moléculaire et l'histologie, des groupes de 8 animaux/génotype sont prévus, ce qui permet de réduire au maximum le nombre d'animaux sans compromettre l'obtention de résultats statistiquement valides.

Raffinement

Nous raffinons nos conditions d'expérimentation et d'hébergement pour le bien-être de nos animaux. En concertation avec la Structure de Bien-Etre Animal, les animaux sont hébergés dans des cages aux normes (au minimum par 2 et au maximum par 5) suivant l’âge et le poids des animaux. De plus les cages sont enrichies par des jouets (maisons, copeaux, papier…). Les animaux sont surveillés quotidiennement par le personnel compétent, et seront pris en charge selon la grille de points limites suivante: Perte de poids 20% = 3 points Diminution de la mobilité: légère = 1 point; modérée = 2 points; sévère = 3 points Isolement: 3 points. A partir de 1 point, un signalement sur la cage avec le numéro de l’animal concerné sera apposé, de telle sorte à ce qu’il y ait une attention particulière lors du contrôle quotidien pour déceler rapidement toute évolution négative, 2 points, surveillance bi-quotidienne de l'animal concerné, 3 points, l’animal est mis à mort en point limite.

Choix des espèces

La souris est un excellent modèle pour les maladies humaines, car l'organisation de son ADN et l'expression de ses gènes sont très similaires à celles de l'homme. De plus, la disponibilité de souris génétiquement modifiées permet d'étudier finement les mécanismes sous-tendant la pathogenèse de ces maladies mitochondriales. Dans le présent projet, la souris que nous utilisons est un modèle de maladie mitochondriale unique, le seul qui permette d'étudier l'impact des médicaments candidats sur les fonctions mitochondriales dans les tissus habituellement affectés dans ces pathologies, que sont le cerveau, les muscles squelettiques et les coeur. Les animaux utilisés pour la mise en place de l'élevage le seront dans leur phase reproductive (2 mois à 6 mois). Pour la caractérisation de la maladie, les animaux seront utilisés entre les âges de 2 mois et 12 mois. De plus, nous traiterons les souris avec des médicaments candidats de l'âge de 3 mois à 4 mois dans la phase d'expérimentation de traitements potentiels.

Dans une partie du projet, des souris reçoivent sous anesthésie une injection de glycérol dans le quadriceps pour léser le muscle, puis passent dix jours plus tard deux tests métaboliques, chacun avec une injection dans l'abdomen et des prises de sang à la queue. D'autres, doublement transgéniques, sont gavées cinq jours de suite, reçoivent deux semaines plus tard une ou deux injections dans le quadriceps sous anesthésie, puis passent ces tests métaboliques ou, pour une partie d'entre elles, un test d'agrippement, un test du cadre inversé et un test d'endurance sur tapis roulant. 1 968 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, certaines nourries d'un régime riche en graisses qui les rend obèses, avec un inconfort qui peut durer plusieurs semaines. Toutes sont tuées pour des prélèvements de tissus, selon leur groupe à 2-3, 6-7, 12-13 ou 18-19 mois. Pour fixer l'effectif, le porteur cite en premier lieu ses "habitudes expérimentales", puis des expériences préliminaires et la variabilité entre individus.

Objectifs

L'augmentation du nombre de personnes âgées et/ou obèses constitue un enjeu majeur de santé publique. Ces 2 situations vont avoir des conséquences (i) individuelles, favorisant la fragilité et la dépendance et (ii) sociétales, entrainant une augmentation des dépenses de santé. De plus, ce sont des facteurs de risque de pathologies telles que le diabète de type 2 (DT2), lié à des désordres du métabolisme glucidique, et la sarcopénie, liée à une diminution de la masse et de la force musculaire. Le vieillissement et l’obésité représentent deux contextes dans lesquels il y a émergence, au sein du muscle squelettique, d’un tissu adipeux intramusculaire (IMAT) dont les cellules matures sont les adipocytes intramusculaires. Ce tissu a été relativement bien documenté dans les muscles squelettiques des animaux de rente, puisqu’il donne son goût à la viande, mais il n’existe que peu de données chez l’Homme. Toutefois, des données corrélatives semblent indiquer que la présence chronique d’IMAT pourrait participer à la perte de sensibilité à l’insuline musculaire participant à l’étiologie du DT2. Nos données préliminaires chez la souris sont encourageantes et vont dans le même sens. D’un autre côté des données observationnelles dans différents modèles de lésions musculaires, chez la souris, révèlent une émergence transitoire d’IMAT qui pourrait participer à la régénération musculaire nécessaire au maintien de la masse et de la force de ce tissu. C’est en tout cas l’hypothèse que nous avançons. Il semble donc que l’IMAT via son abondance, sa cinétique d’apparition/disparition et/ou son phénotype soit un acteur important des fonctions métabolique et régénérative du muscle squelettique. Ce projet a comme objectif principal de montrer le lien causal entre (i) IMAT et désordres métaboliques glucidiques, principalement musculaires et (ii) IMAT et régénération musculaire ; et ce à l’aide d’un modèle murin transgénique dans lequel l’ablation spécifique et contrôlée des adipocytes intramusculaires, constituant l’IMAT, est possible. Afin d’avoir une étude la plus complète possible et étant donné le dymorphisme sexuel existant à la fois dans la composition corporelle (i.e. masses grasse et maigre), la régulation des métabolismes ou encore les capacités régénératives, des animaux femelles et mâles seront inclus dans cette étude. Ces animaux seront étudiés à des âges physiologiques différents, afin de reproduire les effets de l’avancée en âge chez l’Homme.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra, pour la première fois, de mettre en évidence les effets d’un dépôt adipeux ectopique méconnu, l’IMAT sur l’homéostasie du muscle squelettique en fonction du sexe et de l’âge. Le muscle squelettique représente, en masse, le tissu le plus abondant de l’organisme et joue un rôle majeur dans certaines fonctions clés telles que la locomotion mais aussi dans la gestion de l’énergie, i.e. le métabolisme. Il devrait permettre, d’une part, d’obtenir des données nouvelles sur le contenu lipidique et le phénotype de l’IMAT (i.e. hypertrophie/ hyperplasie adipocytaire, inflammation, sécrétions, etc…), son évolution avec l’âge et/ou l’obésité mais également avec le sexe des individus. D’autre part, grâce à l’originalité du modèle de souris double transgénique permettant une diminution partielle ou totale de l’IMAT, il devrait permettre d’établir un lien causal (délétère ou bénéfique) entre ce tissu et les fonctions musculaires étudiées (i.e. métabolisme glucidique et régénération) selon le sexe, l’âge, le régime alimentaire et/ou le statut régénératif. Ce projet pourrait en particulier faire émerger des molécules actives (lipides, cytokines, etc…) explicatives des effets observés lors de l’obésité, du vieillissement ou bien de la régénération. A plus long terme, les connaissances générées par cette étude pourraient être exploitées en santé humaine puisque de nombreuses conditions pathologiques musculaires aiguës ou dégénératives sont caractérisées par un dépôt important d’IMAT. Nous anticipons que ces travaux pourraient donc avoir des répercussions sur le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques du patient en situation de fragilité musculaire résultant de l’avancée en âge, d’obésité ou même de myopathies.

Procédures

La 1ère partie du projet s’attellera à caractériser les désordres métaboliques glucidiques et l’IMAT en fonction de l’âge, du régime alimentaire et du sexe des animaux. Les animaux seront soumis à 2 tests consécutifs d'évaluation de leur métabolisme comprenant chacun 1 injection intrapéritonéale et des prélèvements sanguins à la queue (20 sec à 2 min/prélèvement, 130 µL de volume cumulé maximal). La 2ème partie du projet consistera en l’étude du lien causal entre la présence d’IMAT et les désordres métaboliques glucidiques dans un modèle murin de lésion musculaire induite par l’injection intramusculaire de glycérol facilitant le développement d’IMAT. Les animaux seront soumis à 1 injection unique dans le quadriceps sous anesthésie. Le geste chirurgical (anesthésie + injection) durera moins de 10 min. Les mêmes animaux seront soumis 10 jours plus tard à 2 tests consécutifs d'évaluation de leur métabolisme comme décrit précédemment. La 3ème partie du projet consistera en l’étude du lien causal entre la présence d’IMAT et les désordres métaboliques glucidiques dans un modèle de souris double transgénique permettant l’élimination sélective de l’IMAT, en fonction de l’âge, du régime alimentaire et du sexe des animaux. Les animaux seront soumis à un gavage 1 fois par jour pendant 5 jours. La préhension de l'animal et le gavage est estimé à 20 sec. Deux semaines plus tard, les animaux seront soumis à 1 injection unique dans le quadriceps sous anesthésie. Le geste chirurgical (anesthésie + injection) durera moins de 10 min. Les mêmes animaux seront soumis 10 jours plus tard à 2 tests consécutifs d'évaluation de leur métabolisme comme décrit précédemment. La 4ème et dernière partie du projet concernera le lien causal entre la présence d’IMAT et la régénération musculaire dans un modèle de souris double transgénique permettant l’élimination sélective de l’IMAT, en fonction de l’âge et du sexe des animaux. Les animaux seront soumis à un gavage 1 fois par jour pendant 5 jours. La préhension de l'animal et le gavage est estimé à 20 sec. Deux semaines plus tard, les animaux seront soumis à 2 injections consécutives séparées de 4 jours dans le quadriceps sous anesthésie. Le geste chirurgical (anesthésie + injection) durera moins de 10 min. La fonction musculaire d’une partie des animaux sera ensuite évaluée par différents tests non invasifs : test d’agrippement, test du cadre inversé et test d’endurance sur tapis roulant.

Impact sur les animaux

Plusieurs nuisances ou effets indésirables pourraient être observés dans cette étude : 1- Stress lié à la contention lors des gavages et lors des injections. La durée de cet effet indésirable sera réduit au minimum de part l’expérience de l’expérimentateur ; 2- Stress lié à l'isolement, lors des expériences de mesure de la composition corporelle, de la force musculaire ou lors du test d'endurance ; 3- Inconfort voire douleur lors du réveil des animaux anesthésiés pour la réalisation des injections intramusculaires ou pour leur identification par tatouage. Dans premières heures suivant la réalisation de l'injection intramusculaire, une mobilité réduite pourra être observée. Le geste chirurgical étant réalisé le matin et cet état de mobilité réduite n’étant que passager, il n’entrave pas la prise alimentaire la nuit suivante ; 4-Inconfort engendré par l’obésité résultant de la mise en régime enrichi en lipides. Cet inconfort pourrait durer plusieurs semaines.

Devenir

Comme indiqué dans les pagraphes concernant chacune des procédures expérimentales, les animaux seront nécropsiés en fin de procédure pour récolter des tissus d'intérêt. Ils seront mis à mort en fonction des groupes d'âge inclus dans les procédures: à 2-3 mois, à 6-7 mois, 12-13 mois ou à 18-19 mois.

Remplacement

A l’aide d’expériences réalisées in vitro avec des cellules humaines nous avons précédemment publié que les sécrétions des adipocytes musculaires obtenus en culture étaient capables de diminuer la réponse à l’insuline des cellules musculaires également obtenues en culture, appuyant l’hypothèse que l’IMAT pourrait être un régulateur du métabolisme glucidique musculaire et plus particulièremet des perturbations de ce métabolisme. Par ailleurs, nous avons également mis en évidence plus recemment des modifications du phénotype des adipocytes musculaires obtenues in vitro en fonction de l’age des volontaires dont étaient issues les biopsies musculaires. Ce sont ces données qui nous ont conduits à nous tourner vers l’animal. En effet, il est bien connu que la culture à a ses limites qui sont clairement ici (1) que les cellules (adipocytes et myocytes) n’arrivent jamais au stade terminal de différenciation donc sont des formes immatures des cellules observées in vivo et (2) qu’il est impossible dans un tel modèle d’imaginer l’impact sur le muscle en entier et sur l’organisme. Il est cependant évident qu’en fonction des résultats obtenus dans ce projet des expériences complémentaires sur des points mécanistiques précis seront réalisées sur des cultures primaires humaines et/ou murines qui permettent de par la capacité de prolifération des cellules de réaliser un certain nombre d’analyses.

Réduction

Pour déterminer le nombre d'animaux nécessaires et suffisants nous nous sommes essentiellement basés sur nos habitudes expérimentales, des expériences préliminaires et sur les variabilités inter-individuelles régulièrement constatées. En effet, un calcul de puissance est difficile à mettre en oeuvre étant donné le nombre de tests inclus dans la même procédure. Les tests statistiques qui seront mis en oeuvre seront des tests pour comparer des variables quantitatives uniques entre deux temps des procédures pour un même animal, un test différent pour comparer des variables quantitatives uniques entre deux groupes d'animaux, un autre test à une ou deux voies pour comparer des variables quantitatives continues entre plusieurs groupes d'animaux. D'autre part, grâce à l'utilisation d'un appareil permettant de mesurer la répartition des masses maigre et grasse, nous pouvons réaliser un suivi longitudinal de ces paramètres sans euthanasier les animaux. Enfin, récemment a été mis en place au sein de notre Institut un fichier de partage des tissus ou organes collectés lors des nécropsies, nous pensons proposer les tissus autres que nos tissus d'intérêt aux autres équipes de recherche.

Raffinement

Les animaux seront hébergés par fratrie dans des cages sur portoirs ventilés en respectant le nombre d'animaux indiqué dans la Directive Européenne 2010/63/UE. De l'enrichissement type feuille de papier, bâtonnet en bois ou igloo seront systématiquement ajoutés dans les cages. Un suivi quotidien sera réalisé soit par le personnel de la zootechnie soit par les expérimentateurs en charge du projet. La pesée hebdomadaire permettra une habituation à l'Homme et, le stress ainsi diminué, devrait diminuer la variabilité inter-individuelle dans les réponses mesurées. Le réveil de l'animal, après injection musculaire, se fera dans une cage posée sur un tapis chauffant ; du collyre sera appliqué sur l'oeil de l'animal qui aura été injecté. L'observation et la surveillance des animaux permettent d’appliquer des points limites précis et des critères d’arrêt des souffrances.

Choix des espèces

L’espèce Mus musculus (souris), mammifère proche d’Homo sapiens, est le modèle animal expérimental le plus étudié dans la littérature notamment pour les études physiologiques et métaboliques, ce qui permet de meilleures comparaisons et une certaine pertinence des résultats. Des animaux de différents âges seront inclus dans les procédures : 2-3 mois, 6-7 mois, 12-13 mois ou 18-19 mois. L'utilisation de ces différents groupes d'âge permettra, dans certaines procédures, d'étudier la cinétique d’évolution « naturelle » de certains paramètres (i.e. régulation du métabolisme, composition corporelle, développement du tissu adipeux intramusculaire, etc....) au cours d’une diète normale ou riche en graisses. Dans d'autres procédures, l'utilisation des animaux de différents groupes d'âge permettra de mettre en évidence l'impact du vieillissement sur certains processus (i.e. processus d'installation du diabète et rôle du tissu adipeux intramusculaire, processus régénératifs musculaires, etc...). Les âges des souris de chaque procédure ont été choisis en fonction de résultats d’expériences préliminaires du laboratoire et de données rapportées dans la littérature.

Des souris génétiquement modifiées pour que le gène PPARa et ceux de deux autres protéines ne fonctionnent plus dans leur foie sont soumises, selon les groupes, à deux semaines de régime cétogène, à 20 heures de jeûne ou au gavage d'une molécule qui libère une grande quantité de graisses dans leur sang. 1 152 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et le porteur annonce la mise à mort de toutes à la fin des procédures pour récolter leur sang et leurs organes. Le jeûne peut faire chuter leur glycémie et leur température corporelle, le régime cétogène leur faire perdre du poids, et chaque souris subit juste avant sa mise à mort une prise de sang à la veine sous-mandibulaire, sous contention. Le porteur écrit aussi qu'un individu qui atteint un critère d'arrêt sera "replacé en conditions d'hébergement standard après examen par la vétérinaire référente", sans dire ce qu'il devient ensuite.

Objectifs

Le foie est un organe majeur qui est capable de s’adapter aux différents changements nutritionnels auxquels nous sommes exposés (période de jeûne, régime enrichi ou carencé en certains nutriments, …). Par exemple, lors d’un jeûne, le foie est le lieu de production du sucre nécessaire au fonctionnement de l’organisme en période de carence en nutriments. Cette grande capacité du foie à s’adapter à différents statuts nutritionnels est principalement assurée par des protéines spécifiques. Parmi ces protéines importantes lors de périodes de jeûne figure la protéine PPARa, qui est également importante lors de la consommation d’un régime cétogène (très riche en graisses et pauvre en sucres). Dans ce projet, pour étudier les interactions entre PPARa et 2 autres protéines lors d'un afflux d'acides gras arrivant au foie, nous générerons des souris dont le gène PPARa et le gène d’autres protéines ne sont plus fonctionnels dans le foie. Les animaux seront soumis à une période de jeûne ou à un régime cétogène ou traités avec une molécule pharmacologique.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mieux comprendre les différentes protéines qui sont impliquées lors du jeûne et de la consommation d’un régime cétogène, qui sont 2 interventions nutritionnelles actuellement étudiées pour leurs effets bénéfiques dans plusieurs pathologies. Ainsi, les résultats obtenus lors de ces expériences apporteront ainsi une contribution à la recherche biomédicale.

Procédures

Des groupes d’animaux seront nourris à volonté avec un régime standard ou un régime cétogène riche en graisses et pauvre en sucre pendant 2 semaines. Les animaux seront pesés chaque semaine. La glycémie sera mesurée chaque semaine (2 fois au total) par prélèvement d’une seule goutte de sang à la queue (petite piqûre de la veine caudale avec une lancette de 1 mm). La mesure ne nécessite pas de contention mais uniquement une prise en main de la queue et prend moins de 5 secondes. Juste avant la mise à mort, un prélèvement de sang sera réalisé à la veine sous mandibulaire. D’autres groupes d’animaux seront nourris à volonté avec un régime standard ou mis à jeun pendant 20h. Après les 20h de jeûne et juste avant la mise à mort, un prélèvement de sang sera réalisé à la veine sous mandibulaire. D’autres groupes d’animaux seront traités par gavage avec une molécule pharmacologique permettant la libération d’une grande quantité de graisses dans la circulation sanguine. Le gavage prend moins de 30 secondes. Six heures après et juste avant la mise à mort, un prélèvement de sang sera réalisé à la veine sous mandibulaire.

Impact sur les animaux

Le jeûne peut induire une baisse de la glycémie et de la température corporelle. Le régime cétogène peut induire une perte de poids et une baisse de la glycémie. La piqûre de la queue pour prélever la goutte de sang peut entraîner une légère douleur. Le prélèvement de sang terminal peut entraîner un stress des animaux lié à la contention et une légère douleur. Le gavage peut entraîner un stress des animaux.

Devenir

A la fin des procédures, tous les animaux seront euthanasiés afin de récolter le sang et différents organes pour effectuer les analyses permettant de répondre à la question scientifique.

Remplacement

Ce projet nécessite l’utilisation de l’animal entier car les réponses de l’organisme engendrées par les interventions pharmacologiques nutritionnelles (jeûne et régime cétogène) étudiées sont complexes et ne peuvent pas être mimées avec fidélité en culture cellulaire. En effet, plusieurs organes de l'organisme communiquent entre eux. L’utilisation de souris transgéniques de laboratoire est appropriée car il est possible d'étudier le rôle de protéines spécifiques.

Réduction

Le nombre d'animaux pour ce projet est défini pour permettre d'une part de répondre aux questions scientifiques et d'autre part de respecter la réduction du nombre d'animaux au maximum. Ainsi nous utiliserons le plus petit nombre d'animaux possible qui est requis pour répondre à nos questions scientifiques et conduire à des résultats exploitables et statistiquement significatifs. Ce nombre d'animaux a été déterminé par des tests statistiques appropriés et est basé sur des résultats provenant d'expériences antérieures du laboratoire.

Raffinement

Nous veillerons au bien-être des animaux tout au long des expérimentations en leur assurant les meilleures conditions d’hébergement (hébergement collectif, environnement contrôlé, enrichissements du milieu de vie). Les animaux seront habitués à l’expérimentateur et les gestes techniques seront réalisés par une personne formée et expérimentée. Une crème anesthésiante sera appliquée sur la queue de l'animal avant la piqûre permettant de prélever une goutte de sang. Nous surveillerons également attentivement l’apparence physique externe, le poids et le comportement des animaux, et nous mesurerons les consommations alimentaire et hydrique. Des points limites gradés seront mis en place pour l’évaluation de ces différents paramètres. Si un critère d'arrêt est atteint, l'animal sera retiré de la procédure et replacé en conditions d’hébergement standard après examen par la vétérinaire référente.

Choix des espèces

L’utilisation de souris de laboratoire est appropriée car elle permet d’étudier le rôle de protéines spécifiques en utilisant des souris transgéniques. Ces modèles existent uniquement chez la souris. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (7 semaines d’âge minimum) car nous nous intéressons au métabolisme chez l’individu adulte.

Une IRM de trois heures sous anesthésie, puis deux à cinq chirurgies pouvant durer huit heures pour fixer sur le crâne un plot de contention et une chambre d'enregistrement, nettoyée ensuite trois fois par semaine. 3 macaques rhésus et 3 macaques à longue queue vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Cinq jours par semaine, la tête maintenue jusqu'à trois heures d'affilée, ils exécutent des tâches visuelles récompensées par de l'eau, leur ration quotidienne étant contrôlée pour entretenir la motivation, ce que le porteur reconnaît pouvoir provoquer soif, déshydratation et perte de poids. Les six seront réutilisés dans d'autres protocoles, le porteur expliquant qu'un animal déjà entraîné évite d'en former un nouveau.

Objectifs

L’étude de la relation entre l’anatomie et les fonctions du cerveau et plus particulièrement le lien entre la vision et les mouvements des yeux est principalement réalisée par IRM (imagerie par résonnance magnétique). Cette technique d’imagerie reste limitée par sa précision dans l’espace et le temps pour les études pour permettre de visualiser l’activité cérébrale. Afin d’améliorer sensiblement l’étude du lien entre la vision et les mouvements des yeux, un système échographique sera utilisé dans ce projet. Cette technique échographique permet de voir les flux vasculaires rapides dans les petits vaisseaux avec une meilleure précision et sensibilité que l’IRM. Notre objectif est double, comprendre le fonctionnement du lien entre la vision et les mouvements des yeux avec une précision jamais atteinte et développer des outils d’imageries performants et robustes pour qu’ils soient transférés en clinique pour le diagnostic de problèmes de traitement de l’information visuelle chez l’Homme. Afin de prouver la cohérence des résultats obtenus par imagerie échographique, nous ferons également des mesures d’enregistrement de l’activité électrique des neurones, des acquisitions par imagerie échographique et des tests de comportement sur les réflexes des mouvements des yeux.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont : 1- Mieux comprendre le fonctionnement du lien entre la vision et les mouvements des yeux dans son ensemble avec une précision jamais atteinte et développer des outils d’imageries performants et robustes pour qu’ils soient transférés en clinique pour le diagnostic chez l’Homme. 2- Permettre d’envisager de nouveaux essais cliniques de la technique de neuro-modulation (moduler l’activité des neurones) par ultrasons en améliorant la technique notamment dans le choix des paramètres ultrasonores. 3- Enfin la technique d’imagerie ultrasonore fonctionnelle ultrarapide a également pu montrer son intérêt sur le modèle rongeur. Le développement et la validation de cette technique chez le primate serait une étape importante en vue de son transfert en imagerie médicale chez l’homme sain et les patients.

Procédures

- Tous les animaux sont habitués aux différents dispositifs permettant de diminuer le stress de l’animal afin de réaliser les tâches comportementales, au personnel- Imagerie à Résonnance Magnétique (IRM) : Les 6 animaux réaliseront une seule IRM avec une durée d’anesthésie d’environ 3 heures et 2h environ d’acquisition. - Afin de pouvoir maintenir la tête lors des enregistrements et permettre l’acquisition de données, les 6 animaux sont implantés sous anesthésie générale avec un dispositif placé sur la tête permettant la fixation de la tête et d’une chambre permettant les enregistrements. La mise en place de la chambre facilite l’enregistrement de l’activité cérébrale. Les animaux auront au minimum 2 chirurgies sous anesthésie générale (1 pour la mise en place du plot de fixation de la tête, 1 pour la mise en place de la chambre) et au maximum 5 chirurgies (les deux précédentes, 1 pour la mise en place d’une deuxième chambre et 2 pour la remise en place du dispositif et pour entretiens des implants, si nécessaire). La remise en place du système sera réalisée après l’accord vétérinaire. Ces chirurgies seront réalisées sous anesthésie générale pour une durée maximale de 8 heures. - Les dispositifs implantés (chambres et plot de fixation) seront nettoyés au minimum 3 fois par semaine pour chaque animal. - Les 6 animaux implantés participeront à des enregistrements de l’activité du cerveau et des neurones pendant qu’ils réaliseront des tâches visuelles. Ces enregistrements dureront au maximum 3 heures et auront lieu quotidiennement, 5 fois par semaine maximum. ***Ces enregistrements pourront nécessiter une injection intraveineuse d'un agent de contraste, après habituation de l'animal via un renforcement positif, et après avoir défini l'ensemble des paramètres d'enregistrement lors d'anesthésies dediées (duree 2h, maximum 10 par animal)***. Afin de favoriser la motivation des animaux pendant les tâches comportementales, ceux-ci seront récompensés à l’aide d’une récompense hydrique qui constituera une partie de leur apport journalier en eau. Les animaux ne réalisent pas de tâches comportementales le week-end, ils ont un apport en eau plus important dans leur hébergement. Un retour progressif à un apport à volonté est effectué 2 fois une semaine chaque année. Une surveillance quotidienne des apports en eau de chaque animal est réalisée afin de toujours couvrir leur besoin afin de garantir un bon état d’hydratation et les maintenir en bonne santé.

Impact sur les animaux

- Des douleurs liées à la chirurgie, après la chirurgie de la pose de l’implant et des chambres d’enregistrements. - Un stress/ contrainte peut être induit lors des séances d'électrophysiologie où l'animal doit être fixé jusqu’à 3h. - Des risques d'infection sur les implants et lors de l'introduction des électrodes peuvent se produire. - La restriction hydrique peut également induire un stress pour l’animal, entrainer une sensation de soif, de la déshydratation, une perte de poids. - Le stress de l’hébergement en captivité peut également être induit chez les animaux notamment pendant la première période d’acclimatation au laboratoire. - Les risques de perte d’implant peuvent survenir suite à un rejet du matériel bio-compatible provoquant chez certains animaux une réponse inflammatoire chronique et un rejet du matériel chirurgical. - Les risques liés à l’anesthésie peuvent également survenir lors des premières anesthésies et spécificité de réponse aux produits pharmacologiques et/ou lors du réveil. Les risques anesthésiques existent pour toutes les interventions qui vont nécessiter cette mise en place, avec la tolérance/réaction individuelle aux molécules utilisées ainsi que la capacité de la récupération propre à chaque animal.

Devenir

Tous les animaux (total 6 individus) seront réutilisés pour poursuivre l’acquisition de données sur ce sujet de recherche afin de privilégier la réutilisation d’un animal déjà entrainé par rapport à un animal naïf (réduction du nombre d’animaux). Cette réutilisation se fera en accord avec l’équipe vétérinaire et dépendra de l’état de bien-être des animaux.

Remplacement

L’étude portant sur un système intégré dans sa globalité (de l’œil jusqu’au cerveau), il est impossible de remplacer les animaux par des cultures de cellules des simulations ou autres. Des comportements cognitifs complexes impliquant des tâches d’inhibitions du mouvement nécessitant le cortex pré-frontal (zone avant du cerveau) sont très difficilement voire jamais atteints chez les rongeurs ou d’autres petits primates non humains (par exemple : tâche où les individus doivent regarder dans la direction opposée à un point en inhibant le mouvement réflexe d’observer le point).

Réduction

Les normes de publication indiquent que les données doivent être reproduites pour au minimum 2 animaux (parfois jusqu’à 4 si les mesures intra-individuelles sont trop importantes) afin d'obtenir des données fiables et interprétables. Les animaux participeront à plusieurs tâches comportementales (la quantité de données récoltées par animal permet un traitement statistique en s’affranchissant du petit nombre d’individu) et/ou de perturbations d'activité cérébrale cela afin de limiter le nombre d'animaux. La participation des animaux aux protocoles de recherche peut également permettre la stimulation sensorielle et motrice ainsi que participer à une occupation interactive journalière. Le nombre d’animaux nécessaire pour cette étude a été déterminé par des calculs de puissance. Il a été ainsi établi que 6 animaux seront essentiels pour la réalisation de ce projet.

Raffinement

L’état de bien-être de l’animal est primordial et à la moindre anomalie des mesures seront prises pour le restaurer. Des points limites ont été établis pour assurer une prise de décision rapide et efficace pour s’assurer que le bien-être de l’animal sera là aussi toujours préservé. L’hébergement, l’enrichissement ainsi qu’une alimentation adaptée seront mis en place pour stimuler les animaux et limiter les comportements anormaux (stéréotypies, prostration…). Une sortie du protocole est possible si le comportement de l’animal est contraire à son bien-être. L’entraînement régulier par renforcement positif permettra d’instaurer une routine limitant les contentions et le stress lors des manipulations et les tâches demandées. Les hébergements en paire sont favorisés, à défaut l’animal sera seul en conservant les contacts visuels/olfactifs avec ses congénères. Le contrôle hydrique sera adapté à la demande de chaque animal en ayant intégré les particularités individuelles. Lors des chirurgies et IRM : ces interventions sont réalisées sous anesthésie générale avec la mise en place d’anti-douleurs adaptés (avant, pendant et après, une réévaluation avec le vétérinaire est disponible si besoin) lors des anesthésies, une surveillance des constances physiologiques (rythmes cardiaque et respiratoire, température…) est toujours mise en place Le dispositif implanté sera le plus petit possible pour le confort de l’animal et limiter la gêne. Il sera posé dans des règles strictes d’asepsie. Le post-opératoire sera surveillé avec une ide à l’alimentation pour faciliter la récupération, des enrichissements et une taille de la cage adaptés pour stimuler l’animal et faciliter les déplacements. La récupération complète est vérifiée avant la poursuite du projet. Une surveillance renforcée des comportements alimentaires, individuels et sociaux. Sur le plan scientifique : - l’acquisition de données sera arrêtée lorsque la quantité obtenue sera statistiquement suffisante pour les analyses pour utiliser les animaux pour ce qui est strictement nécessaire.

Choix des espèces

Les fonctions cérébrales et l’anatomie du système oculomoteur chez le macaque (Macaca mulatta et Macaca fascicularis) se rapprochent fortement de celles de l’Homme, en plus des similitudes cognitives. Notre objectif est d’améliorer, chez l’Homme, les outils d’imagerie ainsi que les connaissances biologiques nécessaires pour le diagnostic des pathologies cérébrales. Pour cela, nous utilisons l’imagerie de l’activité du cortex frontal (zone avant du cerveau) et de modulation de l’activité des neurones avec des ultrasons via la rétine (œil). Ce modèle animal est le plus pertinent car le plus proche et transférable à l’homme. Concernant le système cérébral gérant les mouvements des yeux, aucune donnée comportementale et/ou physiologique n’ont mis en évidence une différence associée au sexe des animaux quant au contrôle des mouvements des yeux chez les primates. Par ailleurs, le nombre d’animaux de chaque espèce est dépendant des disponibilités d’approvisionnement (3 par espèce). Les animaux de ce projet sont adultes ou jeunes adultes (superieur à 3ans) car à cet âge, le cerveau est suffisamment mature. Les animaux sont tous identifiables par un tatouage réalisé par l’éleveur après leur naissance qui est obligatoire pour ces espèces et leur exportations/importations au laboratoire.

Des souris nude dépourvues de système immunitaire et des rats ZDF porteurs d'une mutation qui les rend diabétiques dès le plus jeune âge : le projet repose sur des animaux construits pour être malades. 80 souris et 208 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les souris reçoivent des hydrogels implantés sous la peau, les rats subissent une craniotomie de trente minutes avec pose d'un implant osseux, et une partie d'entre eux une thoracotomie terminale que le porteur qualifie lui-même de geste douloureux. Tous sont tués pour retirer les implants et prélever les calvarias, afin de mesurer la formation osseuse et la vascularisation autour du matériau.

Objectifs

Le diabète de type 2 (DT2) est un problème de santé publique. On compte 537 millions de personnes diabétiques dans le monde et environ 4 millions en France. Outre plusieurs complications cliniques, les patients atteints de DT2 présentent une fragilité osseuse avec un risque accru d’ostéoporose, de fracture osseuse et d'altération de la réparation osseuse. Parallèlement à l'augmentation de la prévalence du DT2, on observe une augmentation du nombre de patients atteints de DT2 nécessitant et subissant des interventions chirurgicales orthopédiques/orofaciales, avec un taux élevé de complications et une augmentation inévitable de la charge et des coûts socio-économiques. À ce jour, la réparation osseuse dans l'environnement compromis du DT2 reste très difficile, et des recherches supplémentaires sont nécessaires pour développer des stratégies efficaces, y compris des thérapies cellulaires. Les cellules stromales mésenchymateuses issues de la moelle osseuse par leur capacité à s’auto-renouveler et à se différencier à des cellules qui forment l’os (ostéoblastes) et /ou par des facteurs qu’ils secrètent (sécrétome et vésicules extracellulaires) et qui stimulent la formation des vaisseaux sont proposées pour réparer des défauts osseux. Cependant, le diabète caractérisé par un taux élevé de glucose dans le sang, perturbe la fonction de ces cellules et la réparation de l’os. L’utilisation de ces cellules pour réparer et l’intérêt de leur produit de sécrétions dans la réparation de l’os diabétique restent peu étudiés. L’objectif du projet répond au besoin scientifique et clinique de mieux connaitre et optimiser la réparation de l’os diabétique. Il vise à évaluer la capacité à former l’os (potentiel ostéoformateur) et des vaisseaux sanguins (potentiel angiogénique) du sécrétome et des vésicules extracellulaires de cellules stromales mésenchymateuses dans le but d’améliorer la réparation osseuse chez le rat diabétique. L'hypothèse sous-jacente au projet de recherche proposé est que cela constitue une alternative de choix à la thérapie cellulaire pour réparer l’os diabétique.

Bénéfices attendus

Ce projet s’inscrit dans le cadre de la recherche en biothérapie. Il permettra de mieux comprendre les mécanismes de réparation osseuse chez le diabétique de type 2. Par ailleurs, il fournira des informations sur l’effet bénéfique ou pas du sécrétome et des vésicules extracellulaires comparé à celui des cellules stromales mésenchymateuses dans la réparation de l’os diabétique. A long terme un tel projet permettra de mettre sur pieds des stratégies thérapeutiques pour améliorer la prise en charge des patients diabétiques qui présentent des accidents du squelette avec une perte osseuse importante ou nécessitant la pose d’implants.

Procédures

Pour les souris: 1-Implantation sous cutanées (72 + 8 souris de marges) d'hydrogels ( 1X ; durée ~30 min) 2- Imagerie (24 + 8 souris de marges) micro-scanner in vivo (4X; durée 15 min) Pour les rats : 1- craniotomies avec implantation d’un hydrogel ostéoinducteur (168 rats ZDF + 10 rats ZDF imprévus et 24 rats ZL + 6 rats ZL imprévus) (1X, durée 30 min) ; 2- Imagerie (56 rats ZDF + 5 rats ZDF imprévus et 8 rats ZL + 3 rats ZL imprévus) micro-scanner in vivo (5X; durée 15 min) ; 3- Infiltration du réseau vasculaire (56 rats ZDF + 5 rats ZDF imprévus et 8 rats ZL + 3 rats ZL imprévus) par un agent radio-opaque (1X; durée 30 min)

Impact sur les animaux

L’implantation sous cutanée chez les souris nudes peut entrainer des effets indésirables tels que : douleur, hémorragie, stress, oedème. La chirurgie sur calvaria de rat peut également entrainer un comportement anormal causé par une hypertension intracrânienne. Ces effets indésirables seront potentiellement observés en per-opératoire et post-opératoire immédiat (jusqu’à 3 jours). Une complication éventuelle est l’infection cutanée, susceptible d’entrainer de la douleur et de la souffrance chez les animaux. Elle constitue un point limite de l’étude car pouvant être l’origine de faux positifs (un des critères d’étude étant l’inflammation locale). L’anesthésie chez les souris et les rats, nécessaire à l’imagerie non invasive en microscanner va également entrainer du stress au moment de la perte de conscience, mais n’entrainent aucune séquelle après le réveil.

Devenir

Les souris seront toutes mises à mort et les explants retirés pour évaluer la réponse tissulaire (formation osseuse, inflammation et angiogenèse) en site sous cutané (ectopique) afin d’identifier les conditions pertinentes à tester en site osseux (orthotopique). Les rats seront tous mis à morts aux temps terminaux et les calvarias seront prélevées pour l’étude de la formation osseuse, de la vascularisation et de l’inflammation au niveau des défauts osseux. Justification de la mise à mort : prélèvement des implants pour évaluer la réponse tissulaire et la formation de l’os autour de ces implants.

Remplacement

La cicatrisation osseuse est un processus séquentiel, orchestré et complexe impliquant l’interaction de nombreuses populations cellulaires différentes : cellules osseuses, cellules vasculaires, cellules du système immunitaire et cellules des tissus environnant tels que le périoste ou le tissu musculaire. Les modèles in silico actuels ne peuvent pas reproduire cette complexité cellulaire et moléculaire, d’autant plus que tous les processus intervenants dans la réparation osseuse ne sont pas encore connus. Les modèles in vitro (organoïde, co-culture) permettent de reproduire certaines des interactions matrice-cellules ou cellules-cellules, mais n’incluent que 2 ou 3 interactions (ostéoblastes/macrophages ostéoblastes/ cellules endothéliales par exemple). Les modèles ex vivo (explants osseux) sont les plus proches de la situation physiologique et permettent d’étudier la physiologie osseuse sur quelques jours. Cependant ces modèles sont dénués de système vasculaire. Or, la formation d’un hématome au tout début de la cicatrisation osseuse joue un rôle essentiel dans celle-ci. Pour toutes ses raisons les alternatives non animales actuellement disponibles ne sont pas appropriées pour étudier l’apport de cellules souches et le sécrétome dans la cicatrisation osseuse et il est nécessaire d’avoir recours à un modèle in vivo.

Réduction

Compte tenu des écarts constatés pour les différents paramètres de la réparation osseuse étudiés par notre équipe, le nombre minimum d'animaux nécessaire afin d'avoir des résultats valident en respectant le principe de réduction des 3 R est de 6 animaux /groupe /temps / type d’analyse. Pour tenir compte des éventuelles pertes lors des procédures ce chiffre est porté à 8 animaux/groupe /temps/ type d’analyse. Pour étudier le potentiel à former des vaisseaux sanguins et de l’os en sous cutané, quatre implants seront posés par animal afin de réduire le nombre total de souris nécessaire pour obtenir des groupes de 8 par condition. Par ailleurs, l’inflammation et l’angiogenèse seront étudiés sur les mêmes animaux, permettant de réduire leur nombre et de maximiser la contribution de celles-ci. Dans la même visée de réduction du nombre d’animaux, seules les conditions pertinentes (meilleur potentiel ostéoinducteur et faible inflammation) seront testées pour les procédures chez le rat. De plus, l’os de calvaria prélevé lors de la chirurgie à J0 sera utilisé comme contrôle T0. Par ailleurs, la réparation osseuse et la vascularisation seront étudiées par différentes techniques (biologiques, imagerie multimodale) au sein du même animal, permettant de maximiser la contribution scientifique de l'animal mis à mort.

Raffinement

Une période d’acclimatation et de désensibilisation de 7 jours sera accordée aux animaux avant leur entrée dans les protocoles expérimentaux. Au cours des chirurgies (avec champs et instruments stériles) un gel oculaire sera appliqué dans les yeux des animaux pour éviter leur dessèchement. Ils seront placés sur tapis chauffant pour limiter les pertes thermiques. Pour les implantations sous-cutanées, une analgésie préventive sera mise en place par injection sous cutanée (SC) 20 minutes avant la chirurgie. Les animaux seront ensuite anesthésiés par injection intra-péritonéale (IP) puis le dos sera rasé et désinfecté avec une solution antiseptique à large spectre. Une analgésie post-opératoire se fera par injection SC pendant 2 à 3 jours après l’opération. Pour les implantations intra-osseuses, une analgésie pré- et post-opératoire se fera par une injection SC ainsi qu’une antibiothérapie préventive. Après chirurgie, les animaux seront hébergés, seuls en cage jusqu’au lendemain matin dans une pièce dédiée avec température ambiante à 26° puis remis en conditions standards d’hébergement. Pour l’imagerie micro-scanner in vivo, les souris et les rats seront anesthésiés par voie gazeuse et seront surveillés jusqu’à leur réveil. À la suite des procédures chirurgicales, les expérimentateurs observeront les animaux deux fois par jour les 3 premiers jours post-opératoires puis deux fois par semaine jusqu’aux points terminaux. Des critères définis et scorés au préalable sur le comportement, l’aspect général et les signes cliniques spécifiques à la procédure permettront d'objectiver la douleur ou la gêne de l’animal. Les mesures retenues pour les atténuer et/ou les supprimer seront appliquées si nécessaire. Une observation quotidienne des animaux sera effectuée par les zootechniciens. Pour un groupe d’animaux, l’injection d’un agent de contraste intracardiaque en point terminal nécessitera une thoracotomie qui est un geste douloureux. En conséquence, les rats recevront une prémédication analgésique par injection SC avant anesthésie par voie gazeuse jusqu’à immobilité totale de l’animal puis une IP d’un anesthésique générale couplé à un analgésique.

Choix des espèces

La souris nude nRI de 9 semaines sera utilisée pour l’évaluation en dehors d’un site osseux du potentiel des cellules souches mésenchymateuses et de leurs produits de secrétions à induire la formation des vaisseaux sanguins et de l’os. Possédant un système immunitaire déficient, la souris nude est la candidate de choix pour apprécier les mécanismes d’intégration d’implant sans crainte d’une réaction de rejet immunitaire. Nous étudions le diabète de type 2 (incidence élevée chez l’Homme) pour lequel les modèles animaux proposés ne présentent pas de surmortalité, et ne requièrent pas de soins spécifiques. Afin de garantir l’homogénéité et la reproductibilité, nous avons opté pour un diabète d’origine génétique à savoir le rat ZDF (Leptr -/-) de 24 semaines, car ce modèle de diabète mime fidèlement le diabète de type 2 comme chez l’humain, depuis son mode d’installation jusqu’aux complications associées incluant les complications osseuses. De plus, nos études précédentes sur le même modèle animal ont montré qu’ils pouvaient vivre en animalerie jusqu’à un âge avancé sans nécessiter des soins particuliers et qu’ils supportaient relativement bien les procédures du protocole. Les rats Zucker LEAN (ZL) de 24 semaines ne présentent pas de mutation Leptr -/- et ne développent pas spontanément de diabète ils sont des contrôles de choix.