Rongeurs

1 344 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent jusqu'à six séries de distensions colorectales par ballonnet, des administrations de molécules et des lavages coliques, dans un modèle de stress destiné à provoquer une hypersensibilité viscérale imitant le syndrome de l'intestin irritable. Le porteur indique que la distension peut entraîner une diarrhée et, comme effet indésirable, une perforation du colon repérée au sang sur le ballonnet. Après une preuve de concept sur organoïdes intestinaux humains, il conclut que le recours à l'animal reste "incontournable" parce que la nociception exigerait une réaction de l'"organisme entier".

Objectifs

La douleur viscérale chronique atteignant le tractus intestinal est communément retrouvée chez les patients SII (atteints de syndrome de l’intestin irritable). Comprendre les mécanismes de régulation de la nociception (douleur) est indispensable au développement de nouvelles cibles thérapeutiques pour soulager la douleur nociceptive. A ce jour, il a été mis en évidence le rôle de médiateurs présents au niveau du tissu intestinal modulant l’hyperexcitabilité des entéro-neurones et responsables de douleur nociceptive. Comprendre comment ces médiateurs sont modulés au niveau de la barrière intestinale est essentiel pour palier l’hypersensibilité viscérale. Le stress est un facteur important prédisposant à une hypersensibilité viscérale, incluant chez les patients SII. Notre projet vise (1) à évaluer l’effet du stress sur la production et l’activation de médiateurs d'intérêt au niveau de l’intestin et de leur contribution au développement d’une hypersensibilité viscérale ; et (2) à moduler leur activité par l’utilisation de molécules pharmacologiques afin de valider de nouvelles cibles thérapeutiques pour la douleur viscérale. Un modèle rat est choisi dans cette étude car c’est le modèle animal de référence pour étudier le stress psychologique et ses effets, notamment sur la douleur viscérale. Ce projet se déroulera dans trois établissements utilisateurs.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de tester de nouvelles molécules pharmacologiques afin de valider de nouvelles cibles thérapeutiques contre la douleur viscérale

Procédures

Dans l'EU 1/3 et 3/3: Un minimum de 3-4 séries de distensions colorectales sera réalisé (2-3 séries de distensions «basales» et 1 série post traitement) par animal et espacées de minimum 3 jours pour les basales. Si les séries de distensions colorectales «basales» (sans traitement) présentent une variabilité importante, nous pourrons décider d’augmenter leur nombre. Nous pourrons aussi décider d’évaluer la reproductibilité des séries de distensions colorectales au cours du temps (sans traitement) sur le même animal ainsi que l’effet de la distension sur les paramètres protéolytiques (mesurés dans les lavages coliques et selles). Ainsi, au maximum, nous pourrons faire jusqu’à 6 séries de distensions colorectales par animal (la durée d'une série de distensions est de 1h15 et inclue 30 min d'habituation au ballon, c'est à dire que le ballon n'est pas gonflé). Des administrations de molécules pourront être effectuées (par voie intrapéritonéale, intra colique, orale, sous cutanée) avant la dernière série de distensions colorectales. Administrations intrapéritonéales et intra coliques de molécules (2 par animaux). Lavages colique (maximum 3 par rat). Dans l'EU 2/3: Nous pourrons évaluer la réponse du système nerveux central (cerveau) en réponse à la distension colorectale par imagerie IRMf (30 min-1h par animal)

Impact sur les animaux

Le modèle de stress n'induit pas de douleur spontanée mais une hypersensibilité viscérale lors de la distension colorectale, ainsi qu’une diarrhée dès 15 min post traitement. La motilité et la perméabilité intestinales sont modifiées dès 15 min, mais elles sont toutes deux restaurées entre 1h à 2h post-traitement. La distension colorectale ne cause pas de dommages tissulaires et donc peut être reproduite sur les animaux au cours du temps. Cependant, un effet indésirable suite à la distension peut être une perforation du colon mis en évidence par la présence de sang sur le ballonnet et/ou au niveau anal.

Devenir

Les animaux seront tous mis à mort à la fin de chaque procédure car des prélèvements de tissus et d'organes doivent être réalisés

Remplacement

La douleur chronique intestinale, dont souffrent les patients atteints de syndrome de l'intestin irritable (SII), peut affecter fortement leur condition de vie. Cependant, les causes de cette douleur chronique sont encore mal comprises, notamment si c'est la perception de la douleur en centrale qui est altérée, et/ou bien si c'est la sensibilisation des neurones en périphérique et/ou en central qui est perturbée. Comprendre les mécanismes de régulation de la nociception est ainsi indispensable au développement de nouvelles cibles thérapeutiques pour soulager la douleur nociceptive chronique. In vitro, il est possible d’étudier des échantillons coliques provenant de patients SII (biopsies, selles, organoïdes en culture...), nous avons par exemple montré dans des études préliminaires que le traitement d’organoïdes intestinaux par des hormones de stress modifiait la balance protéolytique. Suite à la preuve de concept in vitro d’un effet des hormones de stress sur les médiateurs d’intérêt au niveau de l’intestin (techniques de culture d’organoïdes intestinaux), l'expérimentation animale est nécessaire pour valider ces résultats, c’est a dire pour évaluer la conséquence de l’altération de ces facteurs sur la douleur viscérale (en condition de stimulation nociceptive c'est à dire par exemple en réponse à la distension colorectale). L’étude des mécanismes de nociception requiert une réaction intégrée de l'organisme entier impossible à reproduire in vitro dans son intégralité. Ainsi, ces limitations rendent incontournables le recours à l'expérimentation animale afin de valider de nouvelles cibles thérapeutiques pour les douleurs viscérales.

Réduction

La technique de mesure de la douleur utilisée ici peut être reproduite sur un même animal au cours du temps et peut être couplée à l’utilisation d’autres méthodes de suivi clinique non-invasives (suivi de poids, consistance des selles …) ce qui permet d’observer et de suivre au cours du temps un seul animal, (par opposition à d’autres méthodes d’évaluation de la douleur viscérale comme par exemple l’implantation d’électrodes au niveau des muscles abdominaux par chirurgie) permettant ainsi de réduire sensiblement le nombre d’animaux. De plus, les résultats de distension obtenus peuvent être utilisés pour comparer plusieurs groupes entre eux (exemple: groupe contrôle versus traité) ainsi que pour comparer le même animal au cours du temps (exemple: série de distensions avant traitement versus série de distensions après traitement). Cependant, il existe de la variabilité de la réponse à la distension au sein du même animal au cours du temps et entre les animaux entre eux. Cette variabilité peut être associée notamment au stress dû à la distension, ainsi, pour réduire cette variabilité au maximum, nous habituons les animaux avant la première série de distensions et nous reproduisons les distensions au sein du même animal plusieurs fois afin de réduire le stress et donc la variabilité intra et inter-individus et en conséquence le nombre d’animaux requis pour une étude. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux et/ou d'amélioration des procédures pour diminuer la souffrance animale.

Raffinement

Afin de suivre la directive européenne 2010/63/UE, un enrichissement sera rajouté aux animaux. A savoir, des tunnels et des carrés de coton pur ou du papier absorbant permettant aux animaux de faire une nidation. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux et/ou d'amélioration des procédures pour diminuer la souffrance animale. Par exemple nous avons mis en place une période d’habituation des animaux pendant 1h durant les 3 jours précédant la première série de distensions (habituation au manipulateur et habituation aux tubes de contention) afin de réduire le stress. Durant toute la période d’expérimentation, l’état général des animaux sera observé au minimum une fois par semaine en plus de la surveillance quotidienne réalisée par les zootechniciens. Pour chaque procédure des points limites ont été définis pour limiter la douleur, la souffrance ou l’angoisse de l’animal et l'animal sera euthanasié s’il présente un de ces points limites d’arrêt de la procédure. De plus, les personnes responsables du projet et expérimentateurs ont été formées à l’utilisation des animaux à des fins scientifiques ; et en particulier aux techniques spécifiquement utilisées ici (distension colorectale, injections intra coliques). L’apprentissage et la maitrise des gestes techniques sont reportés dans les livrets de compétences des personnes concernées. Transport de moins de 50 km. Nous nous assurerons que les animaux sont protégés en permanence des intempéries, des rayons du soleil, des températures extrêmes (climatisation du véhicule 19-21 degrés), conduite souple, limitation au bruit

Choix des espèces

Le rat est un modèle communément utilisé dans les études de stress psychologique et de mesure de douleur viscérale, il a ete choisi par rapport a une publication de reference du modele cortagine Les rats seront ages d'au moins 7 semaines car nous souhaitons utiliser des animaux adultes et matures et pesant minimum 200g.

270 souris, 270 rats et 270 cochons d'Inde vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Cette société de prestations teste pour ses clients des molécules dont elle indique ignorer la nature et les effets, administrées par des voies multiples, avec des prélèvements sanguins par ponction rétro-orbitale, sublinguale ou intracardiaque et des séjours de 24 heures en cage à métabolisme qui isolent chaque animal. Le porteur reconnaît qu'il lui est difficile d'anticiper les nuisances puisqu'il ne connaît pas les composés testés. Il conclut que l'absence de modèle in vitro rend le recours à l'animal "incontournable" et fixe six animaux par groupe d'après quinze ans d'expérience, sans test statistique.

Objectifs

Ce projet approuvé par la direction de la société permettra d’évaluer l’absorption, la distribution et le métabolisme de candidats médicaments dans l’organisme après administration afin d’obtenir des données de pharmacocinétiques et pharmacodynamie. Etant une société de prestations de service, nous testons les molécules de nos clients dont nous n’avons aucune connaissance sur le type/famille de molécule. Cependant, ces molécules seront testées dans le cadre de la recherche de pathologies rénales, urologiques, oncologiques, gastro-entérologiques…nos principales thématiques de recherche.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de récolter du matériel biologique (sang, organes, urines, fecès, salive….) afin d’avoir des données pharmacocinétiques et pharmacodynamiques de candidats médicaments. Ces différentes données, obtenues au tout début des études pré-cliniques, permettront par la suite d’adapter les doses et la fréquence d’administration des composés dans des études plus complexes (pouvant mimer une pathologie).

Procédures

Les animaux seront traités par des molécules par différentes voies possible (per os, intrapéritonéale, intra-veineuse, sous-cutanée, intradermique, intra-vésicale…). Ces gestes sont en général rapides et durent moins d’une minute/animal. Les animaux pourront être anesthésiés pour certains gestes ou prélèvements (gazeuse : isoflurane ou fixe : xylazine/kétamine). Ces anesthésies devraient être rapides et ne pas durer plus de 1 heure (pour les administrations intra-vésicales). Des prélèvements sanguins sur animal vigil ou anesthésié au niveau des veines caudales, saphènes, de la veine abdominale, en sublinguale, submandibulaire, rétro-orbital ou intracardiaque pourront être réalisés. Ces gestes sont rapides et durent moins de 5 min. Les animaux pourront être mis dans les cages à métabolisme et seront donc isolés de leurs congénères quelque temps (24H maximum).

Impact sur les animaux

Nous testons des molécules clients dont nous ne connaissons ni la nature ni les effets secondaires possibles, il nous est, pour cette raison, difficile d’anticiper les nuisances pour les animaux. Cependant, les animaux vont être manipulés et vont recevoir des administrations de produits, pouvant engendrer un stress et une légère douleur. Les animaux pourront être mis dans des cages à métabolisme, et donc être isolés temporairement de leurs congénères (24 heures maximum), avoir des prélèvements sanguins, être anesthésiés…tout cela peut provoquer une nuisance.

Devenir

A l’issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés car des prélèvements de sang et d’organes seront réalisés.

Remplacement

Actuellement, aucun modèle in silico, in vitro ou ex vivo ne peuvent fournir du matériel biologique afin de réaliser différents tests de pharmacocinétique ou pharmacodynamie. Ces limitations rendent incontournables le recours à l’expérimentation animale pour tester l’efficacité de nouveaux candidats médicaments.

Réduction

Nous avons établi une stratégie d’expérimentation nous permettant dans la mesure du possible, de mesurer la valeur basale de chaque animal (l’animal est son propre contrôle). Cette stratégie permet donc de réduire sensiblement le nombre d’animaux par groupe. En général, ces études préliminaires de pharmacocinétique et pharmacodynamie ne sont pas réalisées sur un grand nombre d’animaux car ce sont des études préliminaires aux tests pré-cliniques. Aucun test statistique n’est utilisé pour déterminer le nombre d’animaux par groupe. Cependant, de par notre expérience de plus de 15 ans, nous savons qu’un nombre de 6 animaux par groupe est suffisant pour avoir des données fiables et statistiquement significatives. Dans une même étude, il sera rare que différentes espèces soient utilisées. Nous prévoyons de réaliser 3 études par an par espèce avec 18 animaux par étude.

Raffinement

Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et auront une phase d’acclimatation de 3-4 jours minimum avant d’être manipulés. Différents types d’enrichissement seront ajoutés aux animaux (coton, aspen brick (bout de bois), igloo en polycarbonate, tunnel, carré de coton…). Les procédures nécessitant une anesthésie seront réalisées avec des plaques chauffantes thermorégulées afin d'éviter une hypothermie à l'animal. Les méthodes utilisées pour récolter tout ce matériel biologique (par exemple les cages métaboliques avec une phase d’acclimatation pour réduire le stress) sont peu invasives et ne devraient pas provoquer chez l’animal un grand stress, ni de souffrance particulière et ne nécessitent donc pas l’utilisation d’antalgique. Tous les gestes techniques seront réalisés par du personnel compétent et qualifié diminuant ainsi les temps de contention et la souffrance ou le stress possible. Le personnel, sensibilisé au raffinement et à l’éthique animal, pourra modifier quelques protocoles, enrichissement des cages…. en fonction des nouvelles techniques mises au point et nouvelles obligations dans le but d’améliorer les conditions des animaux de laboratoire. L’état des animaux sera suivi quotidiennement par du personnel compétent afin de s’assurer de leur bien-être et de l’absence de point limite à savoir prostration, perte de poids supérieure à 20%, difficulté à se mouvoir, s’alimenter, boire, piloérection, présence de blessure, … . Si un animal présentait un signe de douleur, de mal-être, il serait isolé dans un premier temps, hydraté et mis en présence de nourriture dans la litière si besoin. Si son état ne s’améliorait pas dans les 72h, les expérimentateurs compétents excluraient l’animal de l’étude et l’euthanasieraient.

Choix des espèces

Dans notre laboratoire, nous utilisons ces 3 espèces (rat, souris et cobaye) selon les modèles et aires thérapeutiques employés. Ces trois espèces seront donc utilisées pour réaliser des études de pharmacocinétique et pharmacodynamie. Les animaux utilisés seront très dépendants des demandes de nos clients et de la thématique étudiée. Nous essayerons le plus possible d’utiliser des animaux âgés de 7 à 8 semaines afin d’avoir des animaux sexuellement matures permettant de mimer au mieux les conditions cliniques humaines. Cependant, l’utilisation d’animaux plus jeunes ou plus âgés sera possible.

1 320 souris génétiquement modifiées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections d'adjuvant dans les coussinets plantaires, à la base de la queue et dans les flancs, injection qui peut provoquer une douleur modérée à la marche, ainsi que des injections de toxine pertussis, des gavages et des injections intrapéritonéales, pour tester la stimulation de lymphocytes T régulateurs contre les myosites auto-immunes. Le porteur euthanasie les souris pour prélever muscles et rate. Le projet, entièrement financé par une entreprise pharmaceutique, renvoie ses retombées pour les patients au conditionnel et au futur, et le porteur affirme qu'il faut recourir à la souris parce que seule l'expérimentation animale permettrait une approche intégrée.

Objectifs

Les myosites auto-immunes sont responsables d’inflammations musculaires chroniques conduisant à une altération dégénérative des muscles. Ces maladies fortement invalidantes se caractérisent par une faiblesse musculaire symétrique, des douleurs occasionnelles pouvant entrainer de la fibrose et une atrophie des muscles des membres. Leur diagnostic repose sur la clinique et des examens complémentaires. Les traitements actuels visent à induire une rémission de la maladie en utilisant de fortes doses de corticoïdes puis à maintenir cette rémission par de faibles doses de corticoïdes en combinaison avec des immunosuppresseurs. Le but étant de restaurer une masse musculaire et des fonctions motrices normales. Malheureusement ces traitements sont souvent peu efficaces et exposent les patients à des effets indésirables fréquents et parfois graves. Il est donc nécessaire de trouver de nouveaux traitements. La stimulation d’une population cellulaire du système immunitaire, appelée lymphocytes T régulateurs représente une approche thérapeutique intéressante que nous allons tester dans ce projet. Les lymphocytes T régulateurs ont un rôle bénéfique dans les myosites en inhibant les réponses immunes et inflammatoires. L'objectif de ce projet est de proposer une nouvelle approche thérapeutique dans ces maladies consistant à stimuler spécifiquement ces cellules. Nous utiliserons des souris génétiquement modifiées pour tester l’efficacité de ce traitement. L’objectif de ce projet est donc de pouvoir proposer une nouvelle approche thérapeutique des myosites réfractaires aux traitements classiques. Du fait de la complexité des mécanismes physiopathologiques impliqués dans les myosites auto-immunes, nous devons avoir recours à l'animal pour tester de nouvelles approches thérapeutiques. Il est important de rappeler ici que la plupart des avancées récentes en immunothérapie proviennent directement de données obtenues d'abord chez la souris. On voit donc l'intérêt de pouvoir tester ces approches chez la souris avant de pouvoir les appliquer à l'homme.

Bénéfices attendus

Grâce à ce travail, nous espérons avoir une meilleure connaissance du rôle des lymphocytes T régulateurs dans le contrôle des myosites auto-immunes et nous allons tester un nouveau traitement de ces maladies en stimulant ces cellules. Ce projet, entièrement financé par une entreprise pharmaceutique, pourrait se traduire par de nouvelles approches thérapeutiques chez l’homme dans le futur.

Procédures

On effectuera des immunisations des souris par voie sous-cutanée qui dureront moins de 30 secondes et des injections par voie intraveineuse de toxine pertussis qui dureront moins de 60 secondes. Dans les 2 cas, les animaux seront anesthésiés. On fera également des gavages et des injections par voie intrapéritonéale qui dureront moins de 30 secondes chacun par souris dont on fera une contention par le cou. On effectuera un suivi au moins 4 fois par semaine des souris pour mesurer le bienêtre animal et le poids des animaux. Le tout prendra moins de 30 secondes par souris. Enfin, ces souris, seront euthanasiés quand 3 à 4 semaines après le début de la procédure (compter 5 à 10 secondes par souris).

Impact sur les animaux

Aucun phénotype dommageable n'a été rapporté ou observé au laboratoire chez les souris génétiquement modifiées qui seront utilisées dans ce projet. Les différents traitements réalisés dans ce projet n’entraineront pas d’effet indésirable en soi. Il pourrait y avoir un stress bref lors de la contention des souris par la peau du cou et lors du gavage. Pour les injections par voie intraveineuse, les animaux seront anesthésiés. Les effets indésirables attendus dérivent surtout de l’injection par voie sous-cutanée d’un adjuvant dans les coussinets plantaires, à la base de la queue et dans les flancs. L’injection de cet adjuvant peut entrainer une gêne qui sera plus ou moins forte en fonction du lieu d’injection. A la base de la queue et dans les flancs, son injection génère une induration localisée pouvant entrainer une gêne pendant quelques jours sans provoquer de douleur. Injecté dans les coussinets plantaires, l’adjuvant peut entrainer une gêne à la marche et une douleur modérée au moment où la souris pose le pied au sol. Pour limiter ce problème, l’injection ne sera effectuée que dans un seul membre postérieur. La myosite ne devrait pas entrainer d’effet indésirable notable. En effet, dans ce modèle il est décrit que les muscles ne sont que faiblement enflammés, n’entrainant pas de paralysie ou de faiblesses musculaires majeurs. Les symptômes cliniques sont absents ou très difficiles à détecter.

Devenir

Les souris seront euthanasiées pour pouvoir prélevez de nombreux tissus biologiques (muscle, rate) sur lesquels on effectuera des analyses cellulaires et immunologiques multiples.

Remplacement

Etant donnée la complexité du développement des myosites auto-immunes, seule l'expérimentation animale permettra une approche intégrée de la compréhension des mécanismes impliqués. Nous utiliserons la souris dans la mesure où c’est un modèle de référence d’étude des myosites auto-immunes et que nous avons développé au laboratoire des modèles de souris génétiquement modifiées uniques qui permettent de répondre aux questions soulevées par ce projet. Dès que possible, on effectuera un remplacement partiel de la souris par des expériences de culture cellulaire et par des analyses bio-informatiques.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés dans le projet est réduit à son minimum sans compromettre les objectifs du projet. Du fait de la variabilité de maladie interindividuelle entre souris, nous utiliserons des lots de 15 souris par groupe. Les expériences seront répétées 2 à 3 fois en fonction du type de question. Le nombre de souris par expérience et le nombre d’expériences ont été établis en tenant compte de l’expertise que nous avons développée depuis plus de 20 ans. Nous procéderons à des tests statistiques pour une interprétation fiable des résultats. Pour objectiver au maximum l’interprétation des résultats, les expériences seront faites en aveugle, c’est-à-dire que la personne qui induira la maladie ne sera pas la même que celle qui fera l’évaluation des scores de la maladie. Ainsi, les scores seront évalués à l’aveugle, sans savoir à quel groupe la souris analysée appartient. Pour réduire le nombre d’animaux utilisés, nous prélèverons les différents muscles enflammés et la rate de chaque animal afin de collecter le plus de données possibles.

Raffinement

Les conditions d’élevage, d’hébergement et de soins sont optimisées pour réduire douleur, souffrance ou stress. Les souris seront hébergées selon les conditions de la règlementation européenne avec accès ad libitum à la nourriture et à la boisson. Le change de la litière sera réalisé 1 fois toutes les 2 semaines et les biberons chaque semaine. Les souris resteront toujours en groupes sociaux (de 2 à 5 souris) en milieu enrichi. Les animaux sont vérifiés tous les jours par le personnel du service de zootechnie. L’état général des animaux (apparence physique, changement de comportement) sera suivi quotidiennement par le personnel qualifié de l'animalerie. Tout état anormal sera communiqué au responsable de projet et les mesures pour remédier à la souffrance seront mis en œuvre (euthanasie ou arrêt du protocole). Toute observation de souffrance animale (blessure, prostration, poil hérissé, modification majeure du comportement, expression faciale particulière indiquant des signes de souffrance) fera l’objet d’un avis au responsable de l'animalerie et sera suivi de l’application de ses conseils en tant qu’expert. En pratique si on trouvait un animal qui présente des signes de souffrance, nous l’euthanasierons. La dentition de chaque souris sera vérifiée régulièrement.

Choix des espèces

La souris (Mus musculus) a été choisie car c’est un excellent modèle pour étudier les maladies inflammatoires chroniques de l’Homme et les lymphocytes T régulateurs en particulier. De nombreuses voies de régulation sont conservées entre souris et Homme, permettant une extrapolation des résultats obtenus. L’utilisation de souris génétiquement modifiées nous permet de répondre aux questions posées dans ce projet. Ces modèles expérimentaux sont également des outils précieux pour étudier les mécanismes d'action d'agents pharmacologiques in vivo et pour envisager leur validation dans des études précliniques chez l'Homme. Enfin, la disponibilité de données bibliographiques importantes sur la physiopathologie de la souris est un atout important dans l'analyse et l'interprétation de nos travaux de recherche. Pour l’ensemble des expériences, celles-ci seront initiées chez des jeunes adultes de 8 à 10 semaines d’âge, à un moment où le système immunitaire est mature.

410 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour mettre au point un modèle de lésion rénale aiguë. Chaque animal subit une microchirurgie d'environ quarante-cinq minutes avec ablation d'un rein et interruption de la circulation de l'autre pendant trente minutes, suivie de prélèvements sanguins quotidiens et de traitements pendant sept jours. Le porteur liste parmi les effets attendus des lésions rénales, des douleurs et une anesthésie profonde pouvant entraîner la mort des animaux âgés. Il justifie ce modèle par le taux d'échec des essais cliniques, qu'il attribue à une "faible pertinence" des modèles existants, et affirme que les modèles in vitro ne peuvent "substituer" les tests sur animaux.

Objectifs

10% de la population mondiale est atteinte de maladie rénale chronique (CKD). Cette condition pathologique caractérisée par de nombreuses atteintes tissulaires au niveau rénale conduisent à la perte de fonction de l’organe et des décès prématurés due à des problèmes cardiovasculaires. Cependant, les mécanismes et facteurs impliqués dans l’accélération de la maladie sont encore mal identifiés. A ce jour, il n’existe encore aucune thérapie permettant de soigner ou de limiter l’avancement des maladies rénales chroniques. Malgré une intensification des efforts de recherche dans le développement de nouveaux médicaments, les industriels pharmaceutiques font face à un taux très important d’échec dans les phases de tests cliniques sur l’Homme. Une raison avancée à ces taux d’échec clinique élevés est une faible pertinence des modèles expérimentaux utilisés lors des phases précliniques. En effet, les modèles utilisés couramment ne permettent pas de reproduire les conditions observées chez l’Homme et manque de pertinence physiologique. L'objectif de ce projet est de mettre en place un nouveau modèle expérimental de souris afin d'évaluer l'efficacité de médicaments ciblant les lésions rénales aïgues. Le modèle de souris développé dans ce projet permettra d'améliorer la prédiction d'efficacité de nouveaux candidats médicaments afin de limiter la progression des maladies rénales chez l'Homme.

Bénéfices attendus

La mise en place et le succès de ce projet permettra de proposer un nouveau modèle expérimental in vivo qui exprime une série de désordres physiologiques retrouvés chez l’Homme. Ainsi les tests précliniques d’efficacité de nouveaux candidats médicaments pour le traitement des maladies rénales, pourront être réalisés sur un modèle pertinent d’un point de vue physio-pathologique avec le but de réduire le taux d’échec d’efficacité des candidats médicaments pendant les phases cliniques.

Procédures

Chaque animal subira : - 1 seule procédure de microchirurgie d'une durée totale d'environ 45 min: Laparotomie, ablation du rein droit, puis clampage de l'artère et de la veine rénale du rein gauche pendant 30 minutes (ischémie). Déclampage puis suture de l'abdomen (muscle et peau). - prélèvements sanguin quotidien (sur 7 jours) de 20 à 100 ul de sang par légère incision au niveau de la queue ou via une ponction de la veine faciale (durèe environ 1 min par animal). - traitements quotidien par les candidats médicaments pendant 7 jours consécutifs (durèe inférieure à 1 min par animal).

Impact sur les animaux

Les animaux qui interviendront dans ce projet subiront des effets indésirables liés à la procédure de microchirurgie. Ces effets indésirables ont été classés par ordre décroissant de gravité et de probabilité : - Lésions du rein ayant subit la procédure d’ischémie reperfusion. La conséquence est une réduction significative de la fonction de ce rein après quelques semaines. - Douleurs liées à la microchirurgie, notamment à l’incision cutanée et musculaire pour l’accès au rein à clamper - Anesthésie profonde pouvant entraîner la mort chez les animaux âgés - Perte de poids après chirurgie - Lésions vasculaires au niveau du clamp pouvant entraîner une mauvaise reperfusion de l’organe

Devenir

Tous les animaux inclus dans ce projet seront mis à mort et disséqués afin de collecter le rein pour des analyses histologiques.

Remplacement

En parallèle des modèles expérimentaux basés sur l'utilisation d'animaux (rongeurs), nous travaillons au développement de modèles in vitro basés sur la culture de cellules rénales humaines. Cependant, ces modèles in vitro ne peuvent pas substituer l'importance des observations réalisées par les tests sur animaux. En effet, la complexité physiologique et les réponses systémiques aux candidats médicaments ne peuvent pas être reproduites in vitro.

Réduction

Les procédures chirurgicales et expérimentales seront basées sur les protocoles détaillés dans la littérature. Sur la deuxième phase de test de produits pharmaceutiques, un nombre de 13 souris par groupe de composé testé sera utilisé. Ce nombre a été déterminé en fonction du risque de perte lors de la procédure chirurgicale, et de l'efficacité hétérogène des interventions chirurgicale. Celui-ci est estimé à 30% de perte ou absence de réponse. De ce fait, avec 13 souris par groupe au départ, nous pourrions envisager un nombre de 9 souris par groupe en fin de procédure de traitement. Ce nombre sera suffisant pour effectuer des observations scientifiquement et statistiquement pertinentes. Les effets des candidats médicaments seront évalués par comparaison avec les groupes traités par le solvant seul. Les données enregistrées seront analysées par des tests statistiques appropriés.

Raffinement

Afin de réduire au maximum les douleurs et l'inconfort aux animaux, un manipulateur expérimenté en microchirurgie sur rongeurs sera responsable de la procédure chirurgicale. De plus, les procédures de microchirurgies seront réalisées sous anesthésie générale. L’animal recevra aussi une injection sous-cutanée d’analgésique pour réduire les douleurs au réveil. Un control quotidien avant, pendant et jusqu'au terme de l'experimentation sera effectué par les expérimentateurs afin de garantir la propreté des cages, des quantités suffisantes d'eau et de nourriture ainsi qu'un enrichissement adéquat dans les cages d'hébergement (igloo polycarbonates autoclavables et réutilisables + carton) . Pendant les périodes de traitement par les candidats médicaments, les expérimentateurs conduiront un suivi quotidien du poids corporel, de la comsommation d'eau et de nourriture ainsi que de l'état général des animaux. Ces observations seront enregistrées et analysées. Les animaux qui auront perdu plus de 20% de leur poids initial ou dont l'état général est dégradé (isolement, baisse d'activité, entretien de la fourrure, perte de poils, respiration anormale) sur 2 jours consécutifs seront retirés de l'expérimentation et mis à mort. A noter que les candidats médicaments qui seront testés pour leur efficacité auront déjà été évalués pour leur toxicité au préalable (études in vivo de Tox. et PK/PD faites par les concépteurs des molécules), et que le risque d'effets secondaires liés au traitement est minime. De plus, l'étude sera conduite par des personnels qualifiés et formés au respect des conditions du bien-être des animaux.

Choix des espèces

La souris est largement utilisée par la communauté scientifique dans le cadre de l’étude de la fonction rénale après une ischémie-reperfusion. L’avantage de ce type d’animal est qu’il répond très bien à la procédure d’uninephrectomie + ischémie-reperfusion et constitue un excellent mime pathophysiologique des conditions retrouvées chez l’Homme. De plus, grâce à leur système immunitaire spécifique, les souris ne présentent pas de risque d’infection postopératoire. La procédure sera réalisée sur des animaux disponibles auprès d’élevages agrées (Charles River ou Janvier laboratory). Les animaux utilisés auront atteint l'age adulte, c'est à dire plus de 8 semaines. Le choix de cet âge est basé par la procédure décrite par des études scientifiques précedentes, qui ont identifié que 8 semaines représente l'âge optimal pour la réussite de cette procédure de microchirurgie.

336 souris transgéniques vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour étudier l'apparition de seconds cancers après radiothérapie. Placées en marge d'une zone irradiée cinq jours par semaine pendant sept semaines, elles sont suivies par bioluminescence sous anesthésie répétée, reçoivent un sénolytique par gavage et un examen PET-scan avant mise à mort jusqu'à dix-huit mois plus tard. Le porteur prévoit d'emblée le double des animaux nécessaires pour pouvoir refaire la procédure en cas de problème. Il indique avoir déjà publié des résultats in vitro mais affirme devoir vérifier ces mécanismes dans un organisme doté d'un système immunitaire.

Objectifs

Plus de la moitié des cancers sont traités par radiothérapie, seule ou en combinaison avec de la chimiothérapie ou de la chirurgie. Les radiations utilisées pour le traitement créent des cassures sur les deux brins de la double hélice d’ADN qui sont létales pour les cellules cancéreuses. Bien que les techniques de radiothérapie soient de plus en plus précises, les rayonnements touchent toujours des cellules saines à proximité de la zone traitée ce qui induit des effets secondaires. Certains sont immédiats, comme une réaction inflammatoire, d’autres sont beaucoup plus tardifs, avec un risque de développement d’un second cancer. Les seconds cancers sont extrêmement rares mais souvent sévères, avec un taux de survie à 5 ans compris entre 10 et 40%. Comme ils se développent de nombreuses années après la radiothérapie initiale, ils concernent principalement des personnes ayant souffert d’un cancer durant leur enfance ou leur vie de jeune adulte. Il est donc important et urgent de comprendre les mécanismes responsables du développement de ces cancers afin de pouvoir mieux prévenir leur formation. Lors d’études précédentes réalisées sur des cultures de cellules, nous avons montré que les cellules saines en bordure de zone traitée, recevant uniquement de très faibles doses de rayonnements, subissent aussi des cassures de l’ADN mais seulement sur un brin, ce qui n’est pas létal pour les cellules, mais induit leur sénescence prématurément ce qui se traduit entre autres par un arrêt de prolifération. Puis, quelques rares de ces cellules sénescentes évoluent vers un état pré-tumoral. L’objectif de ce projet est de vérifier les résultats obtenus in vitro dans un organisme complexe, la souris. Il s’agit d’un projet multi-site qui se déroulera au sein de deux établissements utilisateurs identifiés comme EU 1/2 et EU 2/2.

Bénéfices attendus

Ce projet contribuera à une meilleure compréhension des mécanismes responsables du développement des seconds cancers post-radiothérapie. Les résultats seront publiés dans une revue scientifique internationale à comité de lecture. La compréhension de ces mécanismes pourrait doter la clinique de marqueurs prédictifs de risque d’apparition des seconds cancers que pourraient être les marqueurs de sénescence et de cassures simple-brin l’ADN. Des traitements préventifs ciblant les cellules sénescentes pourraient ensuite faire l’objet d’essais cliniques.

Procédures

Ce projet se déroule en une procédure multi-étapes et multi-sites. Après acclimatation d’au moins 1 semaine, l’ensemble des animaux (168 souris) seront endormies par anesthésie gazeuse (2min) afin de tondre une partie de leur pelage au niveau du dos (10 sec) et seront mises en contact via l’application d’un gel d’échographie sur leur peau avec un fantôme qui sera irradié (84 souris) ou non irradié (84 souris) (durée de l’irradiation 68 sec). Les irradiations seront réalisées 5 jours par semaine pendant 7 semaines dans l’EU 2/2. Au cours de et après les irradiations, les souris seront suivies par bioluminescence à raison de 1 fois par semaine les 3 premiers mois puis 1 fois par mois. Pour cela, les 168 souris seront transportées vers l’EU 1/2 où elles recevront une injection d’anesthésiques (30 sec) puis, une fois endormies, une injection de luciférine (30 sec). Après la lecture, les animaux seront réveillés par une injection d’un agoniste des anesthésiques (30 sec ; durée totale de l’anesthésie : 30 min) puis seront retransportées vers l’EU 2/2. Après la fin des irradiations, l’ensemble des souris seront transférées définitivement vers l’EU 1/2, 84 souris recevront un traitement sénolytique et 84 souris recevront un placebo par gavage (durée 30 sec ; 5 jours de traitement / placebo puis 2 semaines de repos puis 5 jours de traitement / placebo). Les souris seront ensuite hébergées sans autre manipulation que les contrôles de leur état et de la bioluminescence (1 fois par mois) jusqu’à 18 mois après les irradiations. En fin de procédure, les souris seront étudiées via une analyse par PET-Scan (anesthésie gazeuse, durée 15min) dans l’EU 1/2 puis seront mises à mort. Pour résumer : Seules les anesthésies gazeuses pour la tonte et les irradiations seront réalisées dans l’EU 2/2. Pendant la période d’irradiation, les souris seront hébergées dans l’EU 2/2. Les actes réalisés dans l’EU 1/2 sont les suivants : anesthésies gazeuses pour la tonte (après la période d’irradiation, anesthésie par injection pour la lecture de bioluminescence (avec injection de luciférine) + injection d’antisedan pour le réveil des animaux, gavage avec le sénolytique (2x5 jours avec une pause intermédiaire de 2 semaines) et anesthésie gazeuse pour la réalisation du PET-Scan avant mise à mort des animaux. Nous prévoyons le double d’animaux, pour pouvoir refaire tout ou partie la procédure et ce, uniquement en cas de problème.

Impact sur les animaux

Les souris n’étant pas directement irradiées (elles seront placées en marge de la zone irradiée), les effets potentiels liés à une irradiation directe (comme les brûlures) ne s’appliquent donc pas aux animaux. Le transport de l’EU 2/2 vers l’EU 1/2 peut engendrer un stress chez les animaux. Pour la lecture de la bioluminescence, les animaux subiront une anesthésie par injection. Le gavage des animaux étant un geste maitrisé par les expérimentateurs, seul un stress au moment de la contention pourra éventuellement être ressenti par les souris. Cependant, le sénolytique utilisé lors du gavage est connu pour avoir un effet toxique sur les mégacaryocytes (Souers et al., 2013). Pour remédier à ce problème, le traitement sera délivré par intermittence, 5 jours de traitement, une pause de deux semaines puis de nouveau 5 jours de traitement.

Devenir

A la fin de la procédure, en raison des traitements qui auront été réalisés sur les animaux et de la nécessité de prélever et d’analyser les organes, l’ensemble des souris seront mises à mort.

Remplacement

Nous avons déjà répondu à l’injonction de remplacement en réalisant des études préalables utilisant des cellules en culture. Nous avons ainsi pu montrer que les radiations touchant les cellules saines situées en bordure d’une zone irradiée induisent des dommages à l’ADN (des cassures simple-brin) qui s’accumulent et de la sénescence cellulaire. Ces résultats ont été publiés dans une revue scientifique internationale à comité de lecture. Cependant, nous ne pouvons pas affirmer que ces évènements (cassures simple-brin de l’ADN, sénescence et cellules sénescentes qui entrent de nouveau dans le cycle cellulaire) auront lieu dans des cellules incluses dans un organisme, avec notamment un système immunitaire qui pourrait éliminer les cellules sénescentes. C’est pourquoi, même si nous avons commencé par remplacer l’expérimentation animale par des études in vitro, nous devons maintenant procéder à des études chez l’animal.

Réduction

Pour déterminer le nombre de souris nécessaires, nous nous sommes tout d’abord basés sur les données de la littérature pour connaitre la fréquence de développement de cancers spontanés et de cancers radio-induits (dans la zone d’irradiation) chez les souris. Ces données montrent une différence très nette entre fréquences des cancers spontanés et des cancers induits par la radiothérapie. Par ailleurs, nous nous sommes basés dans un second temps sur les expériences préliminaires réalisées par le laboratoire concernant l’apparition et le suivi de sénescence également sur les souris p16-Luc. Les analyses montrent qu’il nous faudrait 42 souris par lot (avec au total 4 lots), soit un total de 168 souris. En cas de problème, nous prévoyons le double pour pouvoir refaire les manipulations (uniquement si nécessaire), soit un total de 336 souris.

Raffinement

Les souris seront hébergées dans des cages d’une animalerie thermiquement et hygrométriquement régulée, avec un éclairage alternant jour/nuit. Elles auront accès à l’eau et à l’alimentation à volonté. Leurs cages seront équipées d’une litière et de produits d’enrichissement. Pour les manipulations liées à la tonte, à l’irradiation et au suivi de la bioluminescence, les animaux seront anesthésiés afin de réduire leur stress (anesthésie gazeuse ou chimique). Les manipulations des animaux (mise en cage, anesthésie, irradiation, mise à mort) seront réalisées par un personnel qualifié. Un suivi quotidien des animaux sera réalisé de manière à s’assurer qu’ils ne présentent pas de signes de souffrance nécessitant l’arrêt des procédures et leur mise à mort. La souffrance sera évaluée par l’observation de paramètres de poids, de comportement et d’apparence reportés dans une grille standard permettant d’établir un score à ne pas dépasser. Tout animal dépassant ce score sera exclu du protocole d’irradiation et mis à mort.

Choix des espèces

La souris est une espèce classiquement utilisée en radiobiologie et cancérologie dont la génétique et la manipulation sont bien maitrisées en laboratoire. De plus, nous utiliserons une souche de souris transgénique (p16-Luc : insertion de la luciférase dans le gène p16) qui permet d’analyser facilement les cellules sénescentes sur animaux vivants par bioluminescence permettant ainsi de réduire le nombre d’animaux utilisés. Le sénolytique qui va être utilisé a déjà été testé avec succès chez la souris. Enfin, en lien avec notre problématique, la souris est connue pour développer des cancers lorsqu’elle est soumise à des irradiations. Nous utiliserons des souris adultes jeunes ayant atteint leur taille maximale, soit âgées de 10 semaines. L’acquisition de la taille adulte permettra de placer toujours la souris de la même manière en contact avec le fantôme irradié. La sénescence cellulaire survient avec l’âge. C’est la raison pour laquelle nous utiliserons des souris jeunes pour être le moins possible parasité par la sénescence survenant spontanément avec l’âge.

1 774 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour étudier le rôle d'une protéine dans un modèle de cancer du foie. Elles reçoivent une greffe de cellules tumorales sous la peau puis de multiples injections, jusqu'à dix-huit par voie intraveineuse, avec suivi de la croissance de la tumeur au pied à coulisse. Le porteur mentionne aussi le prélèvement d'un bout de queue pour le génotypage, sans détailler les atteintes liées à la tumeur au-delà de sa croissance. Sur le remplacement, il affirme que la transition d'une cellule endothéliale vers un soutien tumoral "n'est réalisable que sur le modèle animal".

Objectifs

Le cancer primitif du foie est le sixième cancer le plus fréquemment diagnostiqué dans le monde et la troisième cause de mortalité liée au cancer. Le carcinome hépatocellulaire (CHC) représente 75 à 85 % des cancers du foie. Le taux de survie à 5 ans est inférieur à 10 % dans plusieurs pays européens et le nombre de cas et de décès devrait augmenter au cours des 20 prochaines années. Notre laboratoire s’intéresse au rôle d'une protéine durant le développement des organismes et dans des conditions pathologiques, notamment le cancer. Il a été démontré que l’expression de cette protéine est gagnée dans de nombreux cancers. Récemment, nous avons démontré que cette protéine favorise un processus cellulaire favorisant le déplacement des cellules tumorales. Il permet notamment la formation de métastases. Par conséquent, ce mécanisme cellulaire rend les cellules tumorales agressives. Des données préliminaires sur des cellules en culture suggèrent que cette protéine pourrait également moduler un processus cellulaire permettant aux cellules endothéliales qui tapissent l’intérieur du système circulatoire (veines et artères) de migrer et d’acquérir de nouvelles caractéristiques cellulaires (différenciation) qui vont aider la croissance des cellules tumorales. De manière intéressante, cette protéine est connue pour favoriser la croissance tumorale des CHC. Dans ce projet, nous aimerions tester la contribution cette protéine sur la différenciation des cellules endothéliale et son rôle au cours de la progression tumorale des CHC.

Bénéfices attendus

Le cancer primitif du foie est le sixième cancer le plus fréquemment diagnostiqué dans le monde et la troisième cause de mortalité liée au cancer. Le taux de survie à 5 ans est inférieur à 10 % dans plusieurs pays européens et le nombre de cas et de décès devrait augmenter au cours des 20 prochaines années. L’identification de nouvelles thérapies est donc essentielle. Dans ce projet, nous vouons tester la contribution d’une protéine qui pourrait favoriser la production de cellules non-tumorales qui sont connues pour soutenir la prolifération des cellules tumorales. De plus, l’utilisation d’une molécule interférente entre cette protéine et ses récepteurs pourrait ouvrir des nouvelles perspectives thérapeutiques ciblant ces cellules de soutien plutôt que les cellules tumorales qui développent de nombreuses résistances au traitement dans le cas des cancers du foie.

Procédures

Les animaux recevront 3 injections intrapéritonéales, 1 injection sous-cutanée et 3 injections intraveineuses hebdomadaire pour le traitement durant au maximum 6 semaines (maximum 18 injection i.v.). Ces injections durent 5 secondes.

Impact sur les animaux

Dans ce projet, plusieurs nuisances ou effets indésirables sur les animaux sont attendus: - douleur lors du prélevement d'un bout de queue pour le génotypage - Injection sous cutanée de cellules tumorales et croissance d'une tumeur sous cutanée - injection intrapéritonéale - Injections intraveineuses des traitements – contentions lors du suivi de la croissance tumorale avec le pied à coulisse.

Devenir

Ils seront tous mis à mort pour analyse des tissus.

Remplacement

Les expérimentations in vitro sur cellules nous permettent de réaliser beaucoup d'études de mise au point de nouveaux traitements. Cependant, l’étude de la transition d’une cellule endothéliale vers une cellule de soutien à la croissance tumorale n’est réalisable que sur le modèle animal, puisque ce sont les interactions entre les sous-populations cellulaires de la tumeur qui modulent cette transition.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux, nous utiliserons chaque tumeur pour 2 analyses distinctes. Le nombre d’animaux a été défini à l’aide d’un logiciel de calcul de puissance statistique. Par ailleurs, nous réaliserons des expériences pilotes avec peu de souris permettant de tester notre hypothèse. Si elle s’avère négative, nous ne réaliserons pas le reste de la procédure et par conséquent, nous réduirons considérablement les effectifs de souris utilisés.

Raffinement

Toute manipulation susceptible d’entraîner du stress sera réalisée par un expérimentateur formé aux techniques de contention et de manipulation des animaux. Les animaux seront hébergés en groupe (5 par cage) avec dômes et boules de coton dans les cages. Les injections des traitements et des lignées tumorales seront réalisées par un expérimentateur habitué à réaliser ces gestes.Dans le cadre de cette demande de projet, nous avons déterminé des points limittes qui permettent d'éviter toutes souffrances animales.

Choix des espèces

La souris est un organisme modèle qui partage 98% son patrimoine génétique avec l’homme. Ce modèle permet donc d’étudier les mécanismes biologiques que l’on retrouve chez l’homme. Le mécanisme étudié dans cette demande de projet fait intervenir des processus intégrés à l'organisme entier (interaction entre différentes sous-populations cellulaires). Nous réaliserons les procédures sur des animaux jeunes adultes qui est le meilleur age pour la prise de greffe (8 semaines).