Rongeurs

199 animaux non-humains, 162 souris et 37 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les souris reçoivent des matrices implantées sous la peau, les rats une ostéotomie du fémur avec injection d'un gel puis une thoracotomie terminale, pour tester des matériaux à base d'ARNm censés induire la réparation osseuse. Le porteur indique un risque de boiterie après la chirurgie osseuse et décrit la thoracotomie comme une procédure douloureuse réalisée sous fortes doses d'anesthésie en condition péri-mortem. Il affirme qu'aucun modèle in vitro ou in silico ne reproduit la complexité de la réparation osseuse et conclut au recours "nécessaire" à l'animal.

Objectifs

Le processus spontané et naturel de réparation du tissu osseux est pris en défaut lors d’un traumatisme trop étendu, d’une non-consolidation, d’une résection osseuse de grande taille. Dans ces situations, l’autogreffe osseuse est le traitement de référence mais présente des inconvénients de morbidité et de quantité disponible. L’utilisation de biomatériaux est l’alternative usuelle pour la chirurgie orthopédique; néanmoins, ces matériaux inertes sont dépourvus de propriété biologique induisant la formation osseuse (dit ostéo-inductrice) limitant leur efficacité à la réparation de défaut de petite taille. Une approche en médecine régénérative osseuse consiste à rendre ces matériaux implantables biologiquement actifs, en leur associant des molécules induisant la formation osseuse. Les molécules les plus connues pour induire de l’os sont les protéines de la morphogénèse osseuse ou Bone Morphogenetic Proteins (BMPs). La BMP2 délivrée sous forme de protéine est/a été utilisée en clinique dans certaines pathologies mais se heurte à des effets secondaires importants en raison des fortes doses utilisées ; elle a d’ailleurs été retirée du marché dans de nombreux pays. Il est nécessaire d’évaluer de nouvelles alternatives à l’utilisation de BMP-2 sous forme protéique. Le projet propose d’évaluer le potentiel d’induction de formation osseuse de matériaux chargés non pas de protéines mais d’ARNm codant pour les protéines de BMPs (les ARNm sont des molécules, en principe produites dans les cellules, qui permettent de transformer l’information génétique situé dans l’ADN (dans le noyau) en protéines (cf https://www.afm-telethon.fr/glossaire/arn-messager-2717)); dans ce projet, nous synthétiserons l’ARNm codant pour différentes types de BMP et l’associerons à un gel ; l’utilisation d’ARNm présente de nombreux avantages tels que de délivrer des doses infiniment plus faibles qu'en utilisant des protéines de BMP. Une première étape consistera à évaluer le potentiel de différentes types de BMP (sous forme ARNm) à induire du tissu osseux en site sous cutané chez la souris (potentiel ostéoinducteur) ; cette évaluation se fera sur des animaux mâles et femelles pour évaluer l’impact du sexe de l’animal hôte sur la réponse biologique des BMPs. La seconde étape consistera à valider le potentiel de réparation d’u gel chargé d’ARNm codant pour la BMP la plus efficace dans un grand défaut osseux chez le rat.

Bénéfices attendus

D’un point de vue technologique, notre projet donnera des données quant à l’intérêt de cette technologie à base d’ARNm pour une application d’ingénierie tissulaire. Pour la première fois, nous connaitrons le potentiel ostéoinducteur de différents homo- et hétérodimères de BMP (ces protéines sont composées de 2 sous-unités identiques (homodimère) ou différentes (hétérodimère)) délivrés sous forme d'ARNm en comparaison avec la stratégie actuelle en clinique, mais néanmoins controversée, consistant à utiliser la protéine recombinante rhBMP2. Nous obtiendrons aussi des véritables données sur l'influence du sexe de l’animal receveur (et donc présence ou non d’œstrogènes, hormones qui modulent la signalisation des BMP dans les cellules ostéoprogénitrices) sur la réponse des BMPs. Enfin, d’un point de vue médical, ce projet permettra d’évaluer une nouvelle stratégie pour la réparation de grands défauts osseux.

Procédures

Pour les souris : 1-Implantation sous cutanées de matrices ( 1X ; durée ~30 min) 2- Imagerie micro-scanner (μCT) in vivo (4X; durée 15 min) 3- Imagerie en bioluminescence in vivo (8X; durée 40 min) Pour les rats : 1- Osteotectomie diaphysaire fémorale avec injection d’un gel ostéoinducteur (1X, durée 60 min) ; 2- Imagerie micro-scanner (μCT) in vivo (6X; durée 15 min) ; 3- Thoracotomie suivie d'une perfusion intracardiaque d'un agent radio-opaque (1X; durée 30 min)

Impact sur les animaux

Les implantations sous-cutanées sont généralement bien tolérées chez la souris; il sera en éponge de collagène qui s’écrase. Un effet indésirable est l’élimination des points de suture trop rapidement (le lendemain) ; si la cicatrice est belle, rien ne sera fait ; si la cicatrice est mal fermée (> 2 mm), l’animal sera anesthésié sous isoflurane, et les bords seront recoupés et resuturés. Pour les implantations intra-osseuses, un risque est l’apparition d’une boiterie de l’animal post-chirurgie ; les animaux seront étroitement surveillés durant les 3 jours post-chirurgie. Il peut aussi arriver une faillite de l’ostéosynthèse (vis se dévissant); tous les animaux seront scannés toutes les 2 semaines, permettant de contrôler l’ostéosynthèse ; en cas de faillite, nous surveillerons étroitement la démarche de l’animal ; si une persistance de boiterie apparait, il sera mis à mort. Ce projet comprend aussi une thoracotomie en point terminal (ouverture de la cage thoracique pour accéder au coeur). La thoracotomie est une procédure douloureuse, aussi nous utiliserons des doses élevées d’analgésie et d’anesthésie afin que l’animal soit en condition péri-mortem.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort en fin de projet permettant des analyses post-mortem (analyse au μCT à une résolution de 9 μm + histologie des explants ou analyses de l'expression génique)

Remplacement

Aucun modèle de néoformation osseuse in vitro n’est disponible aujourd’hui. La cicatrisation osseuse est un processus séquentiel orchestré complexe impliquant l’interaction de nombreuses populations cellulaires différentes : cellules osseuses, cellules vasculaires, cellules du système immunitaire et cellules des tissus environnant tels que le périoste ou le tissu musculaire; à cela s'ajoute l'impact d'un système hormonal complexe . Les modèles in silico actuels ne peuvent pas reproduire cette complexité cellulaire et moléculaire, d’autant plus que tous les processus intervenants dans la réparation osseuse ne sont pas encore connus. Les modèles in vitro (organoide, co-culture) permettent de reproduire certaines des interactions matrice-cellules ou cellules-cellules, mais n’incluent que 2 ou 3 interactions (ostéoblastes/macrophages par exemple). Les modèles ex vivo (explants osseux) sont les plus proches de la situation physiologique et permettent d’étudier la physiologie osseuse sur quelques jours. Ces modèles, cependant, sont dénués de système vasculaire qui joue un rôle clé dans la réparation osseuse. Pour toutes ces raisons les alternatives non animales actuellement disponibles ne sont pas appropriées pour étudier la réparation osseuse et il est nécessaire d’avoir recours à un modèle in vivo.

Réduction

Les études quantitatives nécessiteront 8 animaux pour obtenir un pouvoir statistique suffisant, compte tenu des variations de résultats pouvant être observées dans les études in vivo. Pour les études en site ectopique 4 implants ou 2 implants seront implantés par souris pour diminuer le nombre d’animaux. Pour les études en site ectopique 4 ou 2 implants seront implantés par souris pour diminuer le nombre d’animaux. L’imagerie noninvasive pour petits animaux (suivi de l’expression d’une protéine modèle luciférase par bioluminescence (phénomène d’émission de lumière telle qu’observée chez les vers luisants) et de la formation osseuse par microscanner) sera utilisée pour suivre les mêmes animaux dans le temps et permet ainsi de réduire le nombre d’animaux.

Raffinement

La souffrance sera limitée par analgésie pré- et post-opératoire toutes les 12 heures pendant les 3 premiers jours. Après chirurgie, les animaux seront surveillés en per-opératoire puis régulièrement (2X/j pendant 3 jours, puis 1X/j pendant 3 jours puis finalement 2 X/semaine jusqu'à la fin de l'expérimentation). Pour chaque analyse (micro-scanner ou bio-imageur) les souris seront anesthésiées par inhalation à l’Isoflurane dont les effets se dissipent 1 à 2 minutes après l’arrêt du contact direct avec le produit. La thoracotomie est une procédure douloureuse, aussi nous utiliserons des doses élevées d’analgésie et d’anesthésie afin que l’animal soit en condition péri-mortem. Un environnement enrichi sera fourni avec briques de bois (usure des dents), dômes et papier afin de contribuer au fouissement des animaux. Les souris et rats initialement hébergés ensemble (3 animaux/cage) le resteront du début à la fin du protocole. La température sera maintenue et contrôlée entre 20 et 22°C et le rythme veille/sommeil sera de 12h/12h. Eau et nourriture seront fournies ad libitum. Les points critiques (plaie, démarche..) seront surveillés, scorés et reportés sur une feuille de score permettant d'objectiver la douleur ou la gêne de l’animal. Les mesures à prendre pour chaque situation clinique (Perte de poids, Comportement général altéré, Apparence extérieure altérée, Site d’implantation infecté, boiterie) et en cas d'atteinte des points limites sont listées sur cette feuille de score.

Choix des espèces

Le modèle animal choisi pour les implantations sous-cutanées est la souris Swiss. Le modèle souris permet d’évaluer le potentiel ostéoinducteur d’implants chargés d’un facteur de croissance induisant la formation osseuse (en particulier la Bone Morphogenetic Protein 2/ BMP2), aussi bien que le rat ; la souris a l’avantage d’être plus petite et moins chère. La souche SWISS est non consanguine ayant une variabilité génétique plus importante qu’un modèle consanguin et donc diminuant le biais d’utiliser une population trop homogène ; par ailleurs, son poids à 8 semaines (~30 g) permet l’implantation de 4 implants par souris sans problème. Le modèle animal choisi pour les implantations intra-osseux est le rat Wistar. La taille du rat est plus pertinente que la souris pour évaluer la réparation d’un grand défaut osseux. La souche Wistar est non consanguine ayant une variabilité génétique plus importante qu’un modèle consanguin. Pour les souris, jeunes adultes de 8 semaines pour avoir des animaux entre 25 et 30g et dont le potentiel de réparation osseux est optimal. Pour les rats, jeunes adultes (12 semaines) car de taille suffisamment importante pour permettre l’implantation en site osseux et leur phase de croissance est terminée.

120 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue par dislocation cervicale pour prélever les tumeurs, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Immunodéficientes, elles reçoivent une greffe de cellules de cancer du sein humain sous les flancs et de l'estradiol dans l'eau de boisson, puis des antiestrogènes, pour étudier une protéine liée à la résistance à l'hormonothérapie chez les patientes. Le porteur indique que la tumeur constitue le point limite, son volume au-delà de 500 mm3 déclenchant l'arrêt du protocole et le prélèvement. Il affirme que les travaux in vitro ne reproduisent pas l'activité de cette protéine et présente la xénogreffe comme "nécessaire".

Objectifs

Les patientes atteintes de cancer du sein présentent une tumeur exprimant le récepteur aux estrogènes ERalpha et sont traitées par hormonothérapie. En clinique les traitements de ces patientes par les antiestrogènes (Tamoxifen et Fulvestrant) diminuent le taux de rechute et améliorent la survie des patientes. Le Tamoxifen est administré chez les patientes pré-ménopausées et en seconde ligne, le Fulvestrant est utilisé dans le traitement du cancer du sein lorsqu'il est localement avancé. L’efficacité de ces thérapies est limitée par la résistance à ces traitements, car jusqu’à 40% de ces tumeurs rechutent après les traitements. Ceci rend nécessaire les études cliniques qui évaluent les bénéfices des traitements sur les rechutes tardives. Nous avons montré qu’une protéine fortement présente dans les tumeurs mammaires module l’activité du récepteur ERalpha dans ces tumeurs et affecte ainsi la réponse des patientes aux traitements. Le traitement par les antiestrogènes induirait l’activité bénéfique de cette protéine chez les patientes sensibles mais pas chez les patientes résistantes. Le modèle murin reproduit la réponse tumorale observée chez les patientes sensibles aux traitements. Ceci permet l’étude des mécanismes de la sensibilité aux antiestrogènes après prélèvement de la tumeur murine. L’objectif du projet est de comprendre le rôle de cette protéine dans la réponse des patientes aux antiestrogènes.

Bénéfices attendus

L'utilisation de ce modèle murin de xénogreffes qui mime la tumeur des patientes hormonosensibles permettra de mieux comprendre la résistance au traitement par le Tamoxifen et par le Fulvestrant et donc d'identifier des biomarqueurs de la sensibilité des patientes à l’hormonothérapie, d’adapter les traitements des patientes ayant un cancer du sein hormonosensible et donc d'entrevoir de nouvelles thérapies.

Procédures

Les animaux sont inoculés avec des cellules tumorales sous la peau des flancs en début des études et sont supplémentés par de l’estradiol dans l’eau de boisson, pour la durée de l'étude. L'injection des cellules tumorales sur les 2 flancs de la souris nécessite 1 minute d'endormissement de l'animal, placé sous anesthésie gazeuse (isoflurane/air). Aucun prélèvement ne sera réalisé sur les animaux vivants. En fin de protocole, après sédation de la souris et dislocation cervicale, les tumeurs seront prélevées post-mortem. Le temps d'endormissement pour la sédation des souris par anesthésie chimique (Kétamine/)Rompun) est de 5 à 10 minutes.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sur les souris sont ceux dus à l’inoculation de cellules tumorales chez des animaux immunodéficients. Le volume tumoral est un point limite (>500 mm3 ) déterminant l’arrêt du protocole et le prélèvement des tumeurs. Les souris sont également supplémentées par des antiestrogènes et par des inhibiteurs de leur activité. Les traitements par les antiestrogènes sont donnés dans l’eau de boisson des souris ou par une injection hebdomadaire sous la peau de l’animal, ce qui limite les interventions par injection.

Devenir

Aucun prélèvement ne sera réalisé sur les animaux vivants. En fin de protocole, après sédation de la souris, les tumeurs seront prélevées post-mortem après dislocation cervicale, afin d'étudier les modifications induites dans les tumeurs des souris recevant les traitements comparativement aux souris non traitées.

Remplacement

Nos travaux menés in vitro dans des cellules de cancer du sein suggèrent l’activité bénéfique d’une protéine dans la réponse aux antiestrogènes chez les patientes atteintes d'un cancer du sein hormonosensible. Ces travaux in vitro ne permettant pas de reproduire l'activité de la protéine telle qu'elle est observée dans les tumeurs chez les patientes, des études in vivo seront faites grâce à un modèle de greffe de cellules humaines de cancer du sein, chez la souris. Ce modèle murin dit de "xénogreffe" mime ainsi la tumeur mammaire humaine et est nécessaire à l’observation des caractères de la tumeur chez les patientes.

Réduction

Les études menées au préalable dans des lignées de cellules de cancer du sein ont permis d'étudier l’effet antitumoral des antiestrogènes. Cependant, ces travaux in vitro n'ont pas reproduit l'activité de la protéine telle qu'elle a été observée dans les tumeurs des patientes. Le recours au modèle de xénogreffe de cellules de cancer du sein chez la souris est nécessaire. La formation de tumeur chez les souris est d’environ 80% dans ce modèle de xénogreffe murin de cellules de cancer du sein hormonosensible. Nous étudierons l'inhibition de la croissance tumorale chez les souris par les traitements aux antiestrogènes et comparerons cette croissance entre les souris traitées et non traitées. Pour mesurer une différence significative des traitements sur la croissance des tumeurs, entre les groupes de souris traitées et celles ne recevant pas le traitement, il faut 10 souris Balbc/Nude par groupe. L'étude comporte 12 groupes et nécessite donc 120 souris.

Raffinement

Les souris cohabitent dans des cages à couvercle filtrant, dans des conditions d’humidité, de lumière et de ventilation adéquates avec un environnement enrichi par les petites cabanes-niches et du coton. sous surveillance journalière. Tout élément rentrant en contact avec la souris est stérile. Le change de la litière et de la cage s’effectue une fois par semaine par le personnel compétent de l’animalerie. Lors de l’injection des cellules tumorales, les souris seront anesthésiées sous isoflurane. Les traitements par les inhibiteurs des antiestrogènes sont adaptés d'après des études de la littérature scientifique qui préconisent l'inoculation de ces inhibiteurs dans l'huile de maïs stérile pour limiter les effets irritants et allergisants. L’observation de signes de douleur ou de mal être (prostration, perte de poids, morsure) entraînera la sortie du protocole de l’animal. En cas de signes de stress associés à un des points limites, les animaux seront mis à mort par dislocation cervicale avec une sédation préalable.

Choix des espèces

La souris Balbc/Nude est couramment utilisée en oncologie car l’inoculation de cellules tumorales humaines n’induit pas le rejet de la xénogreffe dans cette espèce. Les études seront réalisées avec des souris femelles car elles portent sur le cancer du sein et chez des animaux de 8 semaines, car à cet âge, l’ensemble des fonctions est mature.

800 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des composés sont injectés dans le derme puis stimulés par voie électrique ou lumineuse pendant jusqu'à soixante jours, pour poser les bases d'une interface sensorielle destinée à des prothèses humaines. Le porteur indique des nuisances possibles comme une inflammation, des lésions aux sites de stimulation, une modification de la démarche et des signes d'automutilation des doigts, et précise qu'aucun antidouleur ne sera administré car il fausserait la réponse des nerfs mesurée. Il affirme qu'aucune méthode de remplacement n'existe pour ce projet mené pour un client.

Objectifs

Ce projet a pour objectif d’étudier une nouvelle interface sensorielle, c.a.d., étudier la capacité de nouveaux composés à transmettre/moduler localement un signal provenant de l’extérieur, envoyé au système nerveux périphérique sensoriel, lorsqu’ils sont placés au niveau du derme de l’animal (comme un tatouage) et exposés à une stimulation physique en surface de la peau (une stimulation électrique ou lumineuse).

Bénéfices attendus

La vision, l'ouïe, le toucher, l'odorat et la perception gustative nous relient au monde extérieur. La perte de perception sensorielle affecte notre qualité de vie à des degrés divers. Les dispositifs de restauration ou de substitution sensorielle apportent l'espoir de rétablir totalement les fonctions sensorielles déficientes humaine. Par exemple, des personnes ayant perdu l’usage d’un membre et portant une prothèse ont l’espoir de retrouver le sens du toucher. Dans ce contexte, les interfaces nerveuses périphériques sensorielles doivent pouvoir activer chaque fibre nerveuse pour tenter de reproduire le sens du toucher tel qu’il serait ressenti si le membre était intact. Concernant la substitution sensorielle (i.e., l’utilisation d’un sens tel que le toucher ou l’ouïe pour assister ou pour remplacer un autre sens tel que la vision, comme l’écriture braille qui utilise le sens du toucher pour l’écriture et la lecture), l’interface doit être adapté à la quantité d’information à transmettre. Ce projet vise à placer les bases pour la conception d’une nouvelle interface sensorielle en étudiant la possibilité de connecter les composés d’intérêts aux fibres sensorielles situées dans le derme (ce qui permettra d’anticiper la résolution spatiale de l’interface, liée à la densité de connexion) et la vitesse de propagation du signal lorsque ces connexions seront stimulées (ce qui permettra d’anticiper la résolution temporelle de l’interface).

Procédures

L'ensemble des animaux subiront une injection intradermique ou sous-cutanée (1 à 5 sites) sous anesthésie gazeuse. Chaque injection dure environ 2 minutes. Un test pour mesurer la conductivité nerveuse dure au maximum 5 minutes et il est réalisé sous anesthésie gazeuse. 3 stimulations la première semaine (une à J0 (baseline) et deux supplémentaires), et 1 stimulation par semaine pour les semaines suivantes. La durée maximale de l’étude est établie à 60 jours.

Impact sur les animaux

Au vu des interventions subits par les animaux des nuisances peuvent apparaitre comme : une inflammation au niveau du site d’injection, des lésions au niveau de sites de stimulation, une modification de la démarche ainsi hypoactivité. Les animaux pourraient également présenter des signes de mutilation des doigts ainsi qu'une perte de masse qui feront donc l'objet d'un suivi.

Devenir

Tous les animaux sont tous euthanasiés à la fin de la procédure soit parce qu’ils subissent des prélèvements de sang ou de tissus soit en raison du fait qu’ils ont été traités aux composés de recherche dont l’inoccuité à long terme reste inconnu.

Remplacement

Aucune méthode de remplacement n’est disponibleà l’heure actuelle pour étudier la problématique du présent projet, car la réponse du système nerveux périphérique sensoriel à sa stimulation met en jeu des interactions complexes in vivo.Toute fois si des informations supplémentaires nous sont apportés par le client, elles seront intégrées et prises en compte.

Réduction

Nous cherchons toujours un compromis expérimental qui permet de réduire le nombre d’animaux utilisé. Par exemple, nous favorisons le test de plusieurs conditions expérimentales en parallèle (typiquement différents composés sont testés à un ou plusieurs sites d’injection dans une étude pour réduire le nombre d’animaux contrôles). En règle générale, chaque groupe expérimental d’un plan d’étude se compose de 8 animaux afin d’obtenir un résultat statistiquement satisfaisant. De plus, afin de réduire le nombre d’animaux utilisés, nous envisageons également de retirer le groupe contrôle si les différentes études sont basées sur le même véhicule et de prendre les données historiques pour réduire le nombre d’animaux.

Raffinement

Le bien-être des animaux est primordial durant les expérimentations. Ainsi un certain nombre de mesures sont mises en oeuvre notamment une inclusion de phase d’acclimatation (minimum 1 semaine) avant toute expérimentation. Les animaux sont hébergés dans des conditions optimales afin de réduire au maximum le stress lié à la captivité et aux expérimentations. Nous portons une attention particulière à ce que les animaux puissent exprimer certains de leurs comportements propres. L’enrichissement du milieu comporte des tunnels en carton pour permettre aux animaux de se cacher et des boules de bois pouvant servir de jeu et de matériel à ronger. Les animaux sont hébergés en groupes sociaux (2-5 individus). Les manipulations sont faites par du personnel compétent pour détecter les potentielles points limites ou points d’arrêts, l’objectif étant de soustraire l’animal aux souffrances inutiles. Le nombre et durée des tests sont réduits et espacés autant que possible. L’injection des composés et des véhicules mais également les mesures sont réalisées sous anesthésie générale afin d’éviter que l’animal ne bouge pendant le traitement. L’administration d’agents anti-douleur ou anti-inflammatoire n’est pas envisagée lors des études car la prise de ces médicaments pourrait compromettre les résultats de l’étude en modulant eux-mêmes la réponse des nerfs sensoriels par rapport aux valeurs de référence lors des expériences de stimulation.

Choix des espèces

Dans le cadre de ce projet, nous utilisons des rats non transgéniques. Le choix de l’espèce a une importance primordiale dans la recherche à visée médicale. Ce choix prend en compte plusieurs critères mais le critère majeur est la pertinence scientifique du modèle. Nous n’utilisons que des modèles fiables qui présentent une prédictivité reconnue, une bonne reproductibilité et dont l’extrapolation des conclusions à l’homme est largement admise. De plus, cette espèce dispose d’une énorme base d’informations physiopathologiques et d’outils de diagnostiques permettant ainsi de réduire considérablement les expérimentations pilotes. Nous utilisons généralement des femelles car celles--ci présentent un déclin moins prononcé de la fonction du nerf périphérique sensoriel lors du vieillissement comparativement aux mâles. Elles prendront moins de poids que des mâles de la même espèce durant la période du projet (60 jours). En effet, il est connu comme chez l’homme que l‘index de masse corporelle influence la conduction nerveuse.

572 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue pour analyses post-mortem, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Tous subissent une chirurgie d'injection intracérébrale, 180 reçoivent une canule fixée au crâne reliée à une source lumineuse, et 540 sont soumis à une restriction alimentaire jusqu'à douze semaines pour les maintenir à 90 à 95 % de leur poids, afin d'étudier comment le cerveau calcule la valeur d'une décision. Le porteur indique que la chirurgie présente des risques d'infection, d'hypothermie et de douleur. Il affirme que ces fonctions cognitives ne peuvent s'étudier que sur des "organismes entiers" et retient le rat pour ses capacités jugées "plus évoluées que la souris".

Objectifs

Chaque jour, nous prenons des décisions pour maximiser la récompense. Pour y parvenir, nous et les autres animaux devons déterminer la valeur des différentes options. Les preuves suggèrent que cette évaluation n'est pas nécessairement guidée par la valeur absolue ou attendue d'une option, mais au contraire, les valeurs de décision sont souvent relatives et dépendent du contexte dans lequel elles sont présentées. L'objectif de ce projet est de mieux comprendre comment la valeur est calculée dans le cerveau des mammifères pour guider la prise de décision en s'appuyant sur l'existence de processus cognitifs de base similaires chez les rongeurs et les humains.

Bénéfices attendus

Ce projet fournira une compréhension importante de la façon dont la valeur est calculée dans le cerveau pour guider la prise de décision. Un certain nombre de troubles neuropsychiatriques sont caractérisés par des déficits cognitifs, y compris de faibles capacités de prise de décision. Cette recherche nous permet d'examiner comment le cerveau prend des décisions et comment la communication entre les régions corticales oriente nos décisions. Par conséquent, ce projet améliorera non seulement notre compréhension fondamentale des processus cognitifs complexes, mais il pourrait également nous aider à mieux comprendre les troubles neuropsychiatriques impliquant des déficits dans la prise de décision.

Procédures

Dans ce projet, tous les rats subiront une intervention chirurgicale pour une injection intracérébrale et 180 rats seront également implantés avec une petite canule fixée au crâne. Pour ces 180 rats, une source lumineuse sera connectée à la canule pendant la tâche comportementale. Tous les rats seront mis à mort pour des analyses post-mortem. La majorité des rats (540/572) recevront également un entraînement comportemental, qui nécessite une restriction alimentaire pour une durée maximale de 12 semaines.

Impact sur les animaux

Tous les rats subiront une intervention chirurgicale qui présente des risques potentiels d'infection, d'hypothermie, et de douleur. Les tâches cognitives nécessitent une restriction alimentaire légère pendant 12 semaines. Chaque jour, les rats sont pesés et reçoivent une quantité de nourriture allouée pour les maintenir à 90-95% de leur poids normal (~ 12-15 grammes de nourriture par jour).

Devenir

Les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem.

Remplacement

Elucider les bases neuronales de fonctions cognitives complexes ne peuvent, par définition, s’étudier que chez les organismes entiers. L'utilisation d'animaux dans ce projet est nécessaire car nous ne pouvons pas mener ces expériences sur des sujets humains. De plus, les espèces d'invertébrés n'ont pas la capacité pour les comportements décisionnels étudiés dans ce projet et, à l'heure actuelle, ces comportements n'ont été démontrés que chez les mammifères et les corvidés. De même, l’approche in silico faisant appel à la modélisation informatique est utile, mais complémentaire des approches invasives in vivo permettant de vérifier la véracité des modèles prédictifs. Dans ce contexte il demeure nécessaire d’avoir recours à l’expérimentation animale.

Réduction

Nous avons calculé le nombre de rats minimal par groupe (15 rats/groupe) pour obtenir des résultats significatifs et exploitable. Donc le nombre total d'animaux requis pour ce projet est de 512 rats sur 5 ans. Le recours à des méthodes réversibles permet de limiter fortement le nombre d’animaux nécessaire.

Raffinement

Les rats sont hébergés dans des cages collectives avec un milieu enrichi (un tunnel, matériel de nidation, et un bâton à ronger), dans des conditions optimales de température, humidité et lumière (vérifié chaque jour). Pour les procédures chirurgicales, des protocoles appropriés d’analgésie et d’anesthésie seront appliqués. Le suivi post-opératoire sera effectué quotidiennement pour s’assurer de la récupération complète des rats. Des points limites associés à des actions sont identifiés (ex. critères de perte de poids, comportement anormal) pour le cas où les mesures de prises en charge de la douleur et de l’inconfort pouvant résulter de l’étape chirurgicale ne seraient pas suffisantes.

Choix des espèces

D’une façon générale, les rongeurs sont un bon modèle d’étude du système nerveux. Les principes fonctionnels à l’œuvre dans ces circuits sont en effet largement conservés à travers les espèces de mammifères. De plus de nombreuses épreuves comportementales spécifiques permettent de modéliser chez le rongeur des aptitudes cognitives complexes. Les rats ont été sélectionnés pour ce projet car ils sont grégaires, intelligents et présentent de nombreuses capacités comportementales similaires aux sujets humains. Les analyses anatomiques et fonctionnelles détaillées utilisées dans ces expériences s'appuient sur une richesse de connaissances sur la structure anatomique et la neurochimie du rat. Par ailleurs, le rat est généralement considéré comme ayant des capacités cognitives plus évoluées que la souris et la taille supérieure du rat nous permet de réaliser des interventions plus spécifiques au niveau central. Nous utilisons pour ce projet de jeunes adultes âgés de deux mois environ au début des expériences. Le projet consiste à identifier les principes de fonctionnement des circuits neuronaux sous-tendant la prise de décision. Les animaux utilisés seront donc tous adultes âgés de deux mois environ au début des expériences.