Enseignement supérieur

40 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, dans le cadre de travaux pratiques d'étudiants en licence de nutrition animale. Chaque année, 8 à 10 anciennes reproductrices "vouées à la mort" subissent un test de tolérance au glucose ou à l'insuline, avec coupure du bout de la queue et six prélèvements de sang pratiqués par les étudiants. Le porteur affirme n'avoir jamais observé de couinement ou de comportement anormal lors de ces prélèvements et présente le stress de manipulation comme le seul effet négatif. Les souris sont anesthésiées à l'isoflurane puis décapitées par l'enseignant à la fin de la séance.

Objectifs

La présente demande concerne un projet d’enseignement destiné à des étudiants de 3ème année de Licence Professionnelle TCNA Technico-Commerciale en Nutrition Animale. La LP TCNA forme des technico-commerciaux en nutrition/alimantation animale.

Bénéfices attendus

L'analyse de la régulation glucidique chez la souris est une base de travail pour aborder certaines physiopathologies dont les signes cliniques ne sont pas toujours aisés à détecter selon les animaux.

Procédures

Travaux pratiques sur 8 à 10 souris vouées à la mort (vieux reproducteurs...) par an, soumisent à soit un test de tolérance au glucose intrapéritonéal (IGTT) soit à un test de tolérance à l’insuline (ITT); les injections étant pratiquées par l'enseignement qui par ailleurs prend en charge la coupe du bout de la queue de l'animal. Deux microlitres de sang, récupérés en massant délicatement la veine de la queue de l'animal à chaque prise avec un nombre total de 6 par animal (de T0 avant injection à T90 min), est suffisant pour que la détection sur la bandelette de l'appareil de mesure de la glycémie puisse être effectué. Les animaux manipulés en matinée on été mis à la diete par retrait de nouriture le soir précédent.

Impact sur les animaux

La validité de ce test est largement tributaire des méthodes de manipulation des animaux. Les étudiants qui pratiquement cette procédure doivent se familiariser avant le test avec les méthodes de manipulation afin de réduire le niveau d'anxiété de l'animal. Les étudiants qui pratiquent la récupération au bout de la queue de 6 gouttes de sang de 2 µl au cours des 90 min doivent se familiariser avant le test avec les souris afin de réduire le niveau d'anxiété de l'animal. Lors de ce type de prélèvements réalisés anciennement courament au laboratoire de recherche pour des travaux sur les effets de nouveaux neuropeptides dans la régulation de la glycémie, aucune souris n'a émis de couinement ou présentée un comportement anormal indiquant une gène. Concernant la diminution de la glycémie lors du test de tolérance à l’insuline (ITT), si il survient une chute en dessous de 0.5 g/L l'enseignant réalise instantanément une injection du glucose à la souris (2kg/kg de poid corporel).

Devenir

A l'issue des expériences, après la cloture de la séance, les animaux sont euthanasiés par l'enseignant. Les souris sont profondément anesthésiées à l'isoflurane avant décapitation.

Remplacement

L’objectif de ce TP est de familiariser des étudiants de L3 à une technique de diagnostique clinique. Il n’existe pas de modèle de remplacement leur permettant d’acquérir ce type de connaissances. Grâce à leur double compétence scientifique/technique et commerciale, les diplômés apporteront un conseil technique et répondront aux attentes de leurs clients/professionnelles du soin et de l’élevage des animaux.

Réduction

Tous les efforts sont et seront faits pour minimiser le nombre d'animaux utilisés. Afin de réduire le nombre d’animaux, il est à préciser que nous utilisons que des animaux voués à être mis à mort (anciens reproducteurs…). De plus les étudiants travaillent par binôme.

Raffinement

L’enseignant veille tout au long de la séance de TP à ce que les animaux soient manipulés calmement et un dialogue permanent est entretenu entre les participants concernant le bien-être des animaux ainsi que les méthodes d’analgésie, d’anesthésie et du sacrifice des animaux. Il n'est anticipé aucun effet négatif sur les animaux autres que le stress lié à leur manipulation.

Choix des espèces

La souris de laboratoire est un modèle adapté à ce type d’expérience. La manipulation est aisée y compris pour des étudiants. La physiologie de cette espèce est bien connue. La souris présente de nombreux avantages pour l’élevage en animalerie : taille réduite, taux de fécondité important, coûts d’entretien réduit Les animaux seront des adultes.

18 rats mâles Wistar vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures classées légères. Ils reçoivent trois injections d'albumine avec adjuvant de Freund dans les pattes, à quinze jours d'intervalle, puis sont tués par ponction du sang dans l'aorte pour produire du sérum. Le porteur indique qu'une fièvre passagère est possible après immunisation, et destine ce sérum à des travaux pratiques d'immunologie pour environ 80 étudiants par an. Il justifie le recours au rat par le volume de sang nécessaire et par un coût moindre que l'achat de sérum commercial.

Objectifs

- Obtention d'immunsérums en quantité suffisante pour la réalisation de TP par tous les étudiants en formation sur deux années consécutives (environ 80 étudiants/an, soit 160 étudiants sur deux ans). - Sensibilisation des étudiants aux protocoles d'immunisation réalisés sur des modèles animaux de laboratoire.

Bénéfices attendus

- Obtention d'immunsérums en quantité suffisante pour la réalisation de TP par tous les étudiants en formation sur deux années consécutives (environ 80 étudiants/an, soit 160 étudiants sur deux ans). - Sensibilisation des étudiants aux protocoles d'immunisation réalisés sur des modèles animaux de laboratoire.

Procédures

Pour cette expérience, 6 rats Wistar sont immunisés, une année sur deux, par du personnel qualifié niveaux concepteur ou applicateur. A J0, les rats vigiles recevront une première injection d'une solution de Serumalbumine bovine (BSA) ou d'ovalbumine (OVA) en présence d'adjuvant complet de Freund. Pour cela, 200 μL de BSA ou OVA à une concentration de 12,5 mg/mL sont ajoutés à 1,8 mL d'adjuvant complet de Freund, puis 200 μL de cette solution sont administrés aux rats. Le mélange préparé est injecté en intramusculaire au niveau de la patte du rat, à raison de 100 μL à chaque patte postérieure. A J15 (15 jours plus tard), les rats vigiles recevront une deuxième injection (1er rappel), identique à la première (200 μL de BSA ou OVA en présence d'adjuvant complet de Freund en intramusculaire). A J30, les rats vigiles recevront une troisième injection (2eme rappel) d'une solution de BSA ou OVA en présence d'adjuvant incomplet de Freund. Pour cela, 200 μL de BSA ou OVA à une concentration de 12,5 mg/mL sont ajoutés à 1,8 mL d'adjuvant incomplet de Freund, puis 200 μL de cette solution sont administrés aux rats. Le mélange préparé est injecté en intramusculaire au niveau de la patte du rat, à raison de 100 μL à chaque patte postérieure. A J45, les rats vigiles recevront une quatrième injection (3ème rappel), identique à la précédente (200 μL de BSA ou OVA en présence d'adjuvant incomplet de Freund en intramusculaire). A J60, les animaux sont anesthésiés par injection intra-péritonéale d'un mélange kétamine/xylazine (Imalgene 1000 100 mg/kg / xylazine 2% 10 mg/kg) et le sang est collecté au niveau l'aorte abdominale. Les animaux sont tués par exsanguination. Les injections, intramusculaires immunisantes ou intra-péritonéale anesthésiante, seront réalisées par deux techniciennes (une pour la contention, une pour l’injection) en moins d’une minute chacune afin de limiter le temps de contention et le stress de l’animal.

Impact sur les animaux

A priori, de par l’expérience que nous avons sur ce protocole d’immunisation, il ne semble pas y avoir de symptômes secondaires. Cependant, les animaux étant immunisés pourraient développer une fièvre qui pourrait temporairement les rendre moins vigilants et modifier leur comportement naturel de base (prise de nourriture, motricité, posture recluse).

Devenir

Mise à mort de la totalité des animaux par exsanguination par ponction aortique abdominale après anesthésie générale afin de prélever la totalité du sang pour obtenir du sérum en quantité suffisante pour l'ensemble des 80 étudiants en formation.

Remplacement

Le rat est utilisé afin d'avoir un prélèvement de sang total suffisant pour obtenir un volume de plasma en quantité suffisante pour couvrir les besoins en immunsérum pour les TP d’immunologie de 80 étudiants/an. L’utilisation de cet immunsérum en travaux pratiques d’immunologie permet en outre d'obtenir des informations lors de l'analyse des résultats que ne permettraient pas d'obtenir l'achat d'immunsérums commerciaux. Afin d’optimiser l’utilisation des animaux, des organes (prélèvement du foie pour les TP d’histologie) pourront être prélevés pour être utilisés dans d’autres travaux pratiques du BUT. De plus, la sous-traitance auprès d’un tiers implique un coût financier que nous ne pouvons inclure dans le fonctionnement des TP.

Réduction

Un nombre de 6 animaux toutes les deux années sera utilisé. Ce nombre est réparti de la façon suivante : lot BSA : 3 rats - lot OVA : 3 rats. Le nombre de 3 rats par lot ne peut pas être réduit davantage car cela permet d'obtenir suffisamment de volume de sang total et donc d’immunsérum pour tous les étudiants sur deux ans. De plus, cela permet aussi de participer au bien-être animal en recréant des conditions sociales favorables pour les 3 rats (diminution du phénomène dominant/dominé).

Raffinement

Bien-être animal : 3 rats par cage permet de limiter le phénomène dominant/dominé. Les animaux sont hébergés dans une animalerie contrôlée (température, ventilation, hygrométrie, photopériode) et dans le respect de la méthode des 3R, avec un enrichissement adapté à chaque espèce animale. Le milieu sera enrichi en objets permettant aux animaux de créer un environnement propice à leur développement et à leur épanouissement. Les soins sont apportés par du personnel qualifié (concepteur et applicateur des procédures expérimentales), dans le respect du bien-être animal. La nourriture est en quantité suffisante pour que les animaux aient un accès à volonté. Les cages à étage sont utilisées (en plexiglas et munies d’une grille dans sa partie supérieure) permettant une disponibilité à volonté des aliments (bouchons) et de l’eau de boisson ainsi qu'un épanouissement physique des rats. La surveillance quotidienne effectuée au sein de l’animalerie par le personnel qualifié, permettra de vérifier l'état sanitaire des animaux utilisés. En cas de douleur ou de fièvre suite à l'immunisation, on pourra administrer un antalgique antipyrétique type paracétamol (solution buvable) au rat pendant une durée de 3 jours à raison de 30 mg/kg/j. Si le Rat est toujours fiévreux au bout de 3 jours, un avis du vétérinaire référent sera demandé. Le vétérinaire décidera de la médication nécessaire à l’animal et de la suite à donner au protocole d’immunisation de cet animal (interruption définitive/poursuite).

Choix des espèces

Le rat est utilisé afin d'avoir un prélèvement de sang total suffisant pour obtenir un volume de plasma en quantité suffisante pour couvrir les besoins en immunsérum pour les TP d’immunologie de 80 étudiants/an. L’utilisation de cet immunsérum en travaux pratiques d’immunologie permet en outre d'obtenir des informations lors de l'analyse des résultats que ne permettraient pas d'obtenir l'achat d'immunsérums commerciaux. Rats adultes. Ce stade permet d'éviter toute perturbation associée au développement ou au vieillissement

24 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Ils reçoivent pendant huit semaines un régime riche en gras et en sucre pour induire un surpoids, sont mis à jeun, anesthésiés puis tués afin de prélever sang et organes pour des travaux pratiques d'étudiants. Le porteur qualifie l'expérience de peu douloureuse et affirme que la simulation n'est pas une alternative efficace pour la formation. Il revendique la "nécessité" de l'expérimentation animale en recherche.

Objectifs

Le projet consiste à faire prendre du poids à des rats en leur donnant plus de sucre et de gras qu'ils n'en ont besoin pour vivre, afin de mimer ce qu'on observe dans l'obésité chez l'homme. Le poids des rats est suivi chaque semaine le temps de l'expérimentation. Les effets du surpoids sur le métabolisme de ces rats seront étudiés par des étudiants grâce à des analyses biochimiques lors de leurs travaux pratiques.

Bénéfices attendus

Les bénéfices de ce projet d'expérimentation animale sont multiples tant sur le plan de l'enseignement que de l'expérimentation en elle-même. Tout d'abord c'est le seul et unique projet impliquant ce type d'expérimentations lors des trois années de formationdes étudiants (80% des leurs autres TP ne font pas appel aux animaux/expérimentation animale). Les modèles animaux sont utilisés en recherche et sont pertinents pour étudier l'impact de l'alimentation sur la santé. On leur enseigne cet aspect là de la recherche et les analyses associées lors ce TP . De plus ils approfondissent et mettent en pratique des notions vues en cours. Les étudiants s'intéressent aux projets qui ont un sens et pour lesquels une problématique claire est annoncée (lien direct avec la santé humaine). Ils ne vont donc pas seulement faire des dosages mais verront les marqueurs dosés être modifiés et devront analyser cette variation et faire des recherches pour comprendre pourquoi ils évoluent. Nous avons choisi ce régime riche en graisses et en sucre (High fat High Sugar HFHS) car la thématique est abordée en cours (métabolisme des glucides, des lipides, stress oxydant, physiologie de la digestion, phyiologie cardiaque, physiologie hépatique...), et cette pratique n'est pas douloureuse pour les animaux. Ce projet d'expérimentation animale permettra de générer des tissus pour plusieurs années de travaux pratiques (réduction du nombre d'animaux utilisés). Pour résumer les étudiants bénéficieront d'une initiation à l’utilisation de modèle animaux pour tester les effets de l’alimentation sur la santé, à l'étude du métabolisme glucidique et lipidique (analyses associées), à la mise en place d’analyses à partir d’un protocole, à l'acquisition de compétences techniques (pipetage, préparation de tampons, de solutions à pH contrôlé ou non, mise pratique d’expériences à partir d’un protocole), à la mise en forme des résultats, à l'analyse des résultats, au traitement statistique, à la discussion critique des résultats et à la recherche bibliographique associée. Et grâce à une seule expérimentation peu douloureuse/invasive pour les animaux nous pourrons mettre en place ce TP pendant 4 années universitaire. Cette expérience animale ayant déjà été réalisée auparavant, nous savons que la prise de poids (bien que limitée) est significative chez les rats HFHS, et que les marqueurs proposés sont significativement modifiés grâce au régime HFHS.

Procédures

Les animaux seront alimentés avec une nourriture riche en gras et en sucres pendant 8 semaines. A la fin du protocole ils seront anesthésiés avant mise à mort pour prélèvement de sang et organes à la fin de l'étude.

Impact sur les animaux

Le régime riche en sucre et gras fera prendre du poids aux animaux et pourrait les rendre diabétiques (raremant sur une durée de 2 mois). La mise à jeun des animaux la veille du prélèvement pourrait être inconfortable pour les animaux. L'injection de l'anesthésique peut créer un stress pour les animaux.

Devenir

La veille de la fin de l'étude les animaux ne recoivent plus de nourriture. Le lendemain ils sont anesthésiés et mis à mort pour prélèvement de sang et des organes pour faire les travaux pratiques.

Remplacement

Les travaux pratiques ont été modifiés depuis quelques années. La plupart des TP nécessitant des animaux ont été remplacée soit par des modèles in vitro (exemple modélisation de la digestion in vitro, modèles cellulaires, analyse de données et bibliographie, enquêtes diététiques sur les étudiants eux-mêmes...). Les modèles animaux sont utilisés en recherche car nous connaissons leurs caractéristiques physiologiques et leur fonctionnement bien connu permet de mimer ce qui se passe chez l'homme. L'utilisation de l'expérimentation animale que nous pensons nécessaire en recherche, et qui donc doit être vue lors de la formation d'étudiants appliquée à la nutrition, a été réduit à une part minime. La modélisation quand elle est possible et concrète (impliquant des dosages biologiques) est intéressante; Par contre l'utilisation de la virtualisation et la simulation n'est pas une alternative efficace pour la formation des étudiants.

Réduction

Le nombre d'animaux utilisés pour l'étude permet de faire l'étude seulement une fois tous les 3-4 ans et d'optimiser l'analyse des résultats obtenus par les étudiants. Le nombre d'animaux est donc relativement important (24 rats au total) pour une expérimentation mais cette expérimentation au lieu de se dérouler chaque année, se déroule une fois tous les 3-4 ans. Ce qui diminue de ce fait le nombre d'animaux et engendre une optimisation d'utilisation des tissus récoltés.

Raffinement

les animaux traités par le régime HFHS ont un suivi pondéral régulier et un changement de litière adapté en fonction de leurs besoins Les animaux sont anesthésiés pour éviter toute douleur à la fin de l'étude avant la mise à mort.

Choix des espèces

Les rats sont couramment utilisés pour développer des modèles d'obésité/maladies métaboliques grâce aux régimes riches en en graisses et en sucres, sujets développés en cours et lors du TP en question. Les mâles sont utilisés car le statut hormonal peut faire varier la réponse au régime HFHS. La même chose aurait pu être faite sur des femelles. Les mâles sont souvent retrouvés dans les études publiées . Tous les marqueurs qui seront étudiés en travaux pratiques sont fréquemment dosés et étudiés lors de divers travaux publiés sur l'impact d'une alimentation trop grasse et sucrés en santé humaine. En tant qu'enseignants nous avons donc des sources fiables auxquelles nous référer pour construire nos TP et les étudiants eux pourront après formation faire une bibliographie pertinente pour analyser les données lors des TP. Le rat est une espèce utilisée en laboratoire pour la recherche fondamentale et aussi appliquée en industrie. La formation aux techniques utilisées en laboratoire de recherche (publique/privé) fait partie intégrante du cursus des étudiants.

780 rongeurs, 700 souris et 80 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, la plupart tués à l'issue et dix-huit réutilisés pour d'autres entraînements. Des stagiaires s'exercent à la contention, aux injections et aux prélèvements sur animaux vigiles, puis à la mise à mort par dislocation cervicale sur animaux anesthésiés. Le porteur indique qu'aucune limite n'est fixée au nombre de tentatives de gestes techniques par stagiaire, l'animal n'étant remplacé qu'en cas d'agitation. Il décrit cette mise à mort comme un apprentissage à "but pédagogique" et juge le recours aux animaux vivants "indispensable".

Objectifs

● Répondre à des besoins de formation sur l’expérimentation animale. De nombreuses entreprises privées ou institutions publiques nécessitent que leurs personnels soient formés à l’application ou à la conception de procédures/projets pour l’expérimentation animale pour être conforme à la réglementation en vigueur. Cette formation permet de répondre en partie à la demande locale e peut être réalisée dans le cadre de formation initiale ou continue. ● Pédagogique : de nombreux étudiants /doctorants de science, pharmacie ou médecine – de notre université - étudient dans le cadre de leur formation initiale les bases de l’expérimentation animale. Cette formation complémentaire s’inscrit dans la continuité de leur formation initiale et leur permet d’approfondir et valider leurs connaissances théoriques vis-à-vis de l’expérimentation animale. ● Scientifique : Proposer une formation qui permettra aux stagiaires de saisir les enjeux de l’expérimentation animale et de ces limites. Les travaux pratiques répondent à l'ensemble de ces trois points. Ils permettent d’apporter une réelle plus-value à la formation ainsi qu'aux stagiaires. Le stagiaire peut ainsi se familiariser avec les animaux tout en étant encadrer par des intervenants « experts » en expérimentation animale.

Bénéfices attendus

Les stagiaires à la suite de cette formation réglementaire, scientifique et pratique possèdent l’ensemble des pré-requis indispensables à l’application et/ou à la conception des procédures/projets en expérimentation animale. Cela se traduit in fine par des connaissances robustes sur la réglementation française liée à l’expérimentation animale ainsi que les aspects éthiques et scientifiques. La simulation APAFIS permet aux stagiaires d’acquérir des connaissances et expériences suffisantes afin de procéder à l’élaboration et écriture de leur propre formulaire. Les travaux pratiques quant à eux s’inscrivent dans la lignée de ces cours théoriques. La mise en situation est indispensable pour appliquer les aspects théoriques enseignés. Ces TPs sont suffisamment étoffés pour enseigner les techniques d’administration, de prélèvement et de mise à mort les plus couramment utilisés et sont parfaitement adaptés pour rappeler les notions théoriques (réglementation – 3R – points limites…). Ces TPs sont basés sur une démonstration puis l’application des gestes les plus fréquemment rencontrés lors de la manipulation des rongeurs. Sur les précédentes sessions, l’évaluation par les stagiaires nous a confortés sur les bénéfices de notre formation et notamment sur l'importance de préserver des séances de mise en pratiques.

Procédures

Lors des enseignements, les animaux (souris et rats) seront soumis à de la manipulation et contention par les encadrants et stagiaire (30 minutes). Cela n'engendre pas de douleurs physiques aux animaux. Aucune limite n'est fixée sur ces gestes. Cependant, en cas de stress des animaux (agressivité ou prostration), ils seront remplacés. Des injections et prélèvements sur animaux vigiles (30 minutes-1 heure) sont également prévues dans le cadre de ces enseignements. Lors de la démonstration, deux injections et un prélèvement peuvent être réalisés au maximum chez la souris. Les voies d'administration étudiées chez la souris vigile sont : la voie orale - gavage, l'injection intraveineuse caudale, l'injection intrapéritonéale et l'injection sous-cutanée. Les voies de prélèvement enseignées sont : la voie caudale et la voie mandibulaire. Seule la voie intrapéritonéale est enseignée sur le rat. Aucune limite de tentatives de geste technique est fixée pour le stagiaire sur souris vigile. Cependant, les volumes injectés et prélevés resteront en adéquation avec les limites d'usage. En cas d'agitation, l'animal sera remplacé. A noter, que les souris utilisées par les stagiaires pour la pratique en condition vigile seront automatiquement anesthésiées puis mises à mort. À la suite de cette anesthésie (

Impact sur les animaux

La première partie de l'enseignement pratique a pour but d'enseigner la contention et la manipulation et n'engendre pas de douleurs ou effets secondaires aux animaux. Les animaux sont utilisés avec parcimonie. Cependant, la manipulation par des stagiaires inexpérimentés peut induire un stress chez l'animal (agressivité - prostration). Dans ce cas, l’animal expérimenté est substitué. La deuxième partie des travaux pratiques est basée sur l'injection et le prélèvement sur animaux vigiles. La manipulation par les stagiaires sur souris vigile sera supervisée étroitement par un des encadrants (4 encadrants minimum pour 10 étudiants) qui pourra le cas-échéant accompagner le stagiaire dans le bon geste de contention puis d’injection et/ou de prélèvement. Dans le cas d'une mauvaise manipulation par le stagiaire, l’encadrant jugera du besoin de remplacer l’animal, de la mise en place de stratégie antalgique ou de la mise à mort de l'animal en fonction des critères définis. L’administration sera réalisée avec du sérum physiologique au volume adapté au poids de l’animal. Aucun effet pharmacologique n’est attendu. Un maximum de deux procédures d'administration et une procédure de prélèvement sera mis en œuvre par animal. La dernière partie de l'enseignement cible l’injection, le prélèvement et la mise à mort sur animaux anesthésiés. Une souris par étudiant et une souris par encadrant ; pour la démonstration de la mise à mort; seront utilisées pendant cette partie du TP. L'ensemble des animaux utilisé ayant reçu les anesthésiques ne seront pas gardés en vie. La mise à mort sera réalisée par dislocation cervicale par le stagiaire sous supervision d’un encadrant. Dans le cas d'une séance normale, aucun point limite ne sera atteint pendant lors des deux premières parties des enseignements. Les animaux seront alors replacés dans l'animalerie. Un suivi longitudinal des animaux est réalisé quotidiennement pour s'assurer de la récupération des animaux par du personnel qualifié. Cette évaluation est basée sur les grilles d'évaluation de la douleur et de points limites décrits dans l'annexe 1. En fonction des scores de douleurs, des stratégies analgésiques peuvent être mises en place. Si un point limite est atteint, l'animal sera mis à mort par dislocation cervicale.

Devenir

La mise à mort des animaux à la fin de la séance de TP est à but pédagogique afin d’inculquer aux stagiaires les bons gestes. Les souris et rats, non mis à mort seront réutilisés à des buts de formation et d’entrainement de la mise en pratique de ces gestes par le personnels et chercheurs du laboratoire en dehors de la formation de CESU. Dans le cadre du roulement de personnel actif, de nombreux étudiants et post-doc de notre laboratoire s'inscrivent au CESU de niveau A ou de niveau B. À la suite de la formation, ce personnel nécessite de continuer la formation pratique à l'expérimentation à l'aide d'un tuteur diplômé. Les animaux restants sont mis à profit afin qu'ils puissent s'exercer avant de débuter tout projet scientifique. Cet entrainement consiste à la répétition des gestes enseignés sur animaux vigiles. A l'issue, de cet entrainement, l'évaluation des scores de douleurs et points limites sont évalués par le tuteur basée sur l'annexe 1. Le suivi longitudinal quotidien des animaux est poursuivi (basée sur l'annexe 1 également). Les animaux sont mis à mort à la fin de l'apprentissage de ce personnel.

Remplacement

Cet enseignement/apprentissage est indispensable pour la mise en œuvre de futures expérimentations précliniques dans les meilleures conditions possibles. L’emploi d’animaux vis-à-vis des procédures enseignées ne peut être substitué par l’usage de mannequin notamment sur la pratique de gestes complexes tels que la réalisation d'injections ou prélèvement par voie rétro-orbitaire. Les stagiaires sont cependant sensibilisés pendant la formation théorique : 7h00 d’enseignement destiné aux méthodes in silico (ex : modèle pharmacocinétique), in vitro (modèle de tumoroides) ou in vivo chez des espèces alternatives (Drosophiles – Nématodes) et au respect des 3R. De plus, l'évaluation de ces TPs par les stagiaires convergent vers la nécessité les préserver.

Réduction

Ce projet à but pédagogique n’est pas basé sur l’obtention de résultats. Ainsi les méthodes statistiques requises habituellement ne peuvent s’exercer dans ce cas. Le nombre d’animaux est alors évalué en fonction du nombre de stagiaires inscrits à la formation. Ce nombre est donc prévu pour couvrir l’ensemble des TPs (TP1, TP2 et TP3) sur l’animal avec la prise en compte du nombre d’animaux mis à mort et du nombre d’animaux utilisés pour les exercices de contention – injection et prélèvement. L'objectif primaire de ces séances est de fournir une expérience pratique à la fois utile et en adéquation avec les points abordés lors des enseignements théoriques. Nous estimons que l'indépendance et la mise en situation des stagiaires sont des principes indispensables à ce type de formation. Pour cela, tout est mis en œuvre pour diminuer le nombre d'animaux. L'équipe pédagogique et encadrante (conforté par les résultats de satisfaction des séances de TPs par les stagiaires) a évalué qu'une souris par stagiaire était le minimum afin de pouvoir suivre la progression et conseiller les stagiaires individuellement à la pratique des gestes techniques et d'optimiser le temps de pratique pendant les séances. La réalisation de binôme ou trinôme pour l'expérimentation animale ne semble pas adapté du fait : les besoins des stagiaires ne sont pas les mêmes, certains gestes doivent être répétés plusieurs fois pour les "acquérir", ou ne peuvent être réalisés raisonnablement qu'une seule fois (prélèvement intracardiaque). Au-delà de ces considérations liées à l'enseignement, nous nous efforçons de maintenir les règles de distanciation sociale pendant ces séances. Le nombre de rat est adapté aux objectifs du TP1 et TP2 (manutention et injection intrapéritonéale) et au nombre de stagiaires. Pour terminer, les stagiaires se préinscrivent à minima, trois semaines avant le début de la formation, permettant de commander le plus petit nombre d'animaux nécessaire.

Raffinement

Les animaux sont commandés et réceptionnés à minima 14 jours avant le début des séances de travaux pratiques. Lors des journées de TPs : Les animaux seront acclimatés dans la salle de TP, d’une à deux heures avant le début de la séance afin de diminuer leur stress. Dans cet optique, les animaux seront utilisés dans une ambiance sereine et calme favorisant la lumière naturelle dès que possible. Lors du TP1, aucune souffrance physique n'est infligée à l'animal. L'état de stress des animaux (agressivité/prostration) est évalué tout au long de la séance par les encadrants. Si l'animal apparait trop stressé, il sera remplacé. Les injections réalisées pendant le TP2 sont faites avec du sérum physiologique (par voie intrapéritonéale, sous-cutanée, gavage, IV). Les volumes injectées maximales correspondent au volume optimal en fonction du poids de l'animal soit 1mL/100g de souris - 1 à 5 ml/kg de rat. Le choix des dimensions de l'aiguille doit correspondre à la voie d'administration étudiée, l'espèce et au poids de l'animal. Dans le cadre de mauvaise manipulation (injection ou prélèvement par le stagiaire), les encadrants jugeront du maintien de l’animal dans l’expérience, du remplacement ou de la mise à mort de l’animal en se référant à l'annexe 1. Lors du TP3, toute souffrance est évitée par l'anesthésie de l'animal avec des agents médicamenteux adaptés suivie de la mise à mort de l’animal à la fin de l'enseignement. Les animaux ne sont pas utilisés deux jours successifs pour éviter. En dehors des journées de TPs, les animaux sont monitorés quotidiennement par du personnel qualifié en fonction des scores et points limites établis en annexe 1. Les souris et rats sont hébergés sur des portoirs ventilés en groupe (adapté à la masse des animaux et surface de la cage), dans un environnement enrichi (copeaux, dôme, alimentation solide). L'eau et la nourriture sont en accès libres et illimités. Les locaux sont monitorés en permanence avec un suivi de l'hygrométrie et température. Une alternance jour/nuit de 12h est également mise en place.

Choix des espèces

Les souris et les rats sont les principales espèces utilisées pour les études précliniques. Il existe une forte demande de formation vis-à-vis institutions privées ou publiques pour ces deux espèces. Ces espèces sont la base de l'enseignement pour l'expérimentation animale Afin de faciliter la contention, manipulation et injection par les stagiaires les animaux seront adultes. De plus, conventionnellement, l’expérimentation animale est réalisée chez des rongeurs adultes âgés de minimum 6 à 8 semaines.