Recherche appliquée

Injectés à trois mois d'âge par voie intraveineuse, mis à jeun douze heures avant chaque anesthésie, ponctionnés du liquide céphalo-rachidien six à neuf fois, passés quatre à cinq fois à l'IRM pendant une heure trente et sous immunosuppresseur oral pendant toute l'étude : quatorze chiens porteurs d'une mutation reproduisant la maladie de San Filippo A vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le traitement immunosuppresseur peut provoquer diarrhées, vomissements, atteintes cutanées et sanguines, prises en charge par un traitement symptomatique. Le porteur affirme qu'aucun effet indésirable n'est attendu des injections, des prises de sang ni des ponctions de liquide céphalo-rachidien. Trois ou neuf mois après l'injection, les quatorze chiens sont tués pour prélever leurs tissus.

Objectifs

La Mucopolysaccharidose de type IIIA (MPS3A), ou maladie de San Filippo A, est une maladie rare dite de surcharge, et qui affecte 0.7 à 1.8 nouveau-nés pour 100000 naissances en Europe. La maladie survient lorsque des enzymes nécessaires à la dégradation et au stockage de molécules de sucres complexes font défaut à l'organisme : ainsi ce déficit engendre une accumulation toxique de ces molécules dans de nombreux organes dont le foie, la rate et surtout le cerveau. La maladie de San Filippo A est caractérisée par une atteinte sévère du Système Nerveux Central qui débute le plus souvent entre 2 et 6 ans avec un retard du développement psychomoteur, des troubles du comportement, un défaut d'attention, une hyperactivité et une agressivité. La régression des acquisitions intellectuelles est rapide et sévère. Dans la phase finale les patients deviennent grabataires et développent une encéphalopathie profonde. Le décès survient généralement au décours d'une surinfection respiratoire avec une espérance de vie de l'ordre de 15 à 20 ans. Actuellement, aucun traitement approuvé ne peut aboutir à la guérison. Les seuls soins apportés visent à traiter les complications liées à la maladie et améliorer la qualité de vie des malades et de leur entourage. Le produit de thérapie génique que nous souhaitons tester vise à corriger le déficit de l'enzyme à l'origine de la maladie. L'objectif principal de ce projet est de réaliser une étude de biodistribution, d'efficacité et d'évaluation de la tolérance chez le modèle animal du chien MPS3A après administration par injection intraveineuse du produit de thérapie génique, sur un suivi de 3 mois et de 9 mois post-injection.

Bénéfices attendus

Le syndrome de San Filippo A, MPS3A, est la conséquence d'une accumulation de molécules du sucre, partiellement dégradées, dans les tissus de l'organisme. Ceci est le fait d'une mutation génétique qui affecte l'activité d'une enzyme nécessaire pour cette dégradation. Ces molécules mal dégradées, qui ne peuvent pas être éliminées, entravent le développement normal du cerveau puis détruisent les cellules du cerveau. Les premiers symptômes de la maladie associent un retard du développement cognitif associé à une hyperactivité, un comportement autistique et des troubles du sommeil. Chez l'Homme, ils apparaissent habituellement avant l'âge de 3 ans. Par la suite, l'atteinte neurologique entraîne une déficience intellectuelle et une réduction des capacités motrices qui aboutissent à la perte d'autonomie vers l'âge de 10 ans et un décès survenant le plus souvent entre 15 et 20 ans. Actuellement, cette pathologie est incurable, le traitement n'est que symptomatique. L'évaluation d'approches thérapeutiques reste donc essentielle pour évoluer vers la mise en place d'un réel traitement curatif pour ces patients. La thérapie génique est une des approches prometteuses qui permettrait de traiter la cause moléculaire de la maladie. Pour évaluer de telles approches thérapeutiques, avoir un modèle animal pertinent est nécessaire pour pouvoir réaliser des études précliniques nécessaires (preuves de concept de l'efficacité des produits thérapeutiques, études de dose...). Le présent projet vise à évaluer l'efficacité d'un traitement de thérapie génique sur des chiens atteints de la maladie. C'est une étape essentielle dans le développement préclinique qui permettra à terme de proposer un traitement curatif aux patients atteints. Elle permettra ainsi de générer toutes les données précliniques, mais aussi la tolérance globale de l'approche avec le suivi par imagerie par résonnance magnétique, et des bilans sanguins réguliers. Le but global de l'étude est de soutenir la demande d'un essai clinique de phase I/II chez des patients souffrant de la maladie de San Filippo.

Procédures

Chaque animal inclus dans cette étude sera soumis aux interventions suivantes : Procédure d'injection intraveineuse : Effectuée sur animal vigile ou sédaté (si besoin). Durée de l'intervention : environ 30 minutes. Prélèvements sanguins : Effectués soit vigiles sous légère contention (animaux sociabilisés et habitués aux manipulations), soit sous anesthésie (anesthésie destinée à une imagerie par résonance magnétique ou prise de sang). Total de 6 prélèvements sanguins pour les animaux suivis 3 mois, et 9 pour les animaux suivis 12 mois. Durée de l'acte : environ 5 minutes. Prélèvements de liquide céphalo-rachidien : Effectués par ponction, réalisés par des vétérinaires spécialistes sous anesthésie générale et analgésie. Total de 6 prélèvements pour les animaux suivis 3 mois, et 9 pour les animaux suivis 12 mois. Durée de l'acte : environ 10-15 minutes. Imagerie par résonance magnétique : Effectuée sous anesthésie générale et analgésie. Total de 4 examens pour les animaux suivis 3 mois, et 5 pour les animaux suivis 12 mois. Durée de l'acte : environ 1h30. Traitement immunosuppresseur : Administré par voie orale tout au long de l'étude. Durée de l’acte : environ 1 minute.

Impact sur les animaux

L'injection du vecteur thérapeutique par voie intraveineuse et les prélèvements sanguins sont des gestes peu invasifs pour lesquels aucun effet indésirable n'est attendu. Ces 2 actes seront réalisés sur animal vigile, sauf si une anesthésie est déjà prévue pour les autres gestes. Il est à noter qu’un jeûne d’une durée maximale de 12 heures sera mis en place avant leur anesthésie. Une nausée pourrait survenir dans les heures suivant l’anesthésie, cependant il est important de noter que les injections n’auront aucun impact sur leur consommation alimentaire ou hydrique. Avec ce protocole et par les expériences passées, il n'est pas attendu de réaction douloureuse. Les tests d’imagerie, examens non invasifs, seront réalisées sur les animaux anesthésiés. Les ponctions du liquide céphalo-rachidien seront réalisées par des vétérinaires spécialistes maitrisant ce geste technique sous anesthésie générale et analgésie adaptées. Il n'est pas attendu d'effet indésirable. Afin de limiter toute réaction inflammatoire au moment des injections du produit thérapeutique, un protocole d’immunosuppression sera mis en place tout au long de l'étude. Des effets secondaires d'ordre digestif tel que diarrhée et vomissements peuvent parfois être observés ainsi que des atteintes cutanées et hématologiques. Un traitement symptomatique pourra alors être mis en place avec un suivi rapproché des animaux concernés. Le phénotype ne devient dommageable qu'après 18 mois d’âge, voire après. L'évolution de la maladie est très lente. Si le phénotype se déclarait, il restera léger au vu de la période de suivi des animaux. De plus des examens cliniques et spécifiques sont prévus régulièrement et permettront d'adapter les soins.

Devenir

Les 14 animaux inclus dans ce projet seront suivis pendant une période de 3 ou 9 mois post-injection du produit thérapeutique, puis euthanasiés pour permettre le prélèvement de tissus post-mortem. La fin de protocole et euthanasie de tous les animaux est indispensable pour obtenir ces prélèvements, nécessaires à la réalisation des analyses moléculaires et histologiques prévues dans le cadre du projet. Ces analyses ne peuvent être effectuées sur des animaux vivants.

Remplacement

Toutes les études in vitro possibles ont été effectuées en amont de ce projet, en particulier la démonstration de la fonctionnalité des vecteurs. Nous arrivons ici aux dernières étapes précliniques nécessaires pour une demande d'essai clinique de phase I/Il pour lesquelles l'utilisation d'un modèle gros animal, permettant la mise en place d'approche chirurgicale similaire à celle effectuée sur les patients dans l'essai clinique est indispensable et nécessite donc l'utilisation de cette lignée de chiens MPS3A. Il n'existe pas aujourd'hui de méthode alternative pour tester l'effet d'un traitement de thérapie génique in vivo. Nous savons que l'efficacité du transfert du gène dans une lignée cellulaire in vitro n'est pas comparable à ce qui peut se passer in vivo dans un organisme entier. L'animal est le seul organisme vivant permettant d'étudier l'impact d'un transfert du gène dans différents types cellulaires (différents organes) et sur son phénotype, en lien avec le mode d'administration utilisé et la dose administrée. L'utilisation d'un modèle animal, d’autant plus un chien MPS3A, est donc essentielle pour l'évaluation préclinique de produits thérapeutiques pour le traitement de la Mucopolysaccharidose de type 3A.

Réduction

Un total maximum de 14 animaux sera utilisé comprenant : 3 animaux injectés avec du véhicule (2 euthanasiés 3 mois post injection et le troisième euthanasié 9 mois post injection), 9 animaux recevant l’administration du vecteur dont 6 euthanasiés à 3 mois post injection et 3 euthanasiés à 9 mois post injection, et 2 animaux non injectés (un suivi 3 mois et un suivi 9 mois). Ce nombre d'animaux par groupe a été évalué pour être un nombre minimal, sans qu'il soit excessif, permettant d'assurer la robustesse des résultats. Il est basé sur notre expérience de précédents projets et des données sur les autres modèles, lors desquels des résultats cohérents et reproductibles ont pu être obtenus dans des groupes de cette taille. Une analyse statistique sera réalisée pour les mesures où le nombre d'échantillons permettra d'avoir une puissance statistique suffisante.

Raffinement

Les procédures utilisées sont adaptées pour éviter tout inconfort de l'animal, et sont réalisées par du personnel formé et expérimenté. Le bien-être animal passera notamment par : 1. De bonnes conditions d'hébergement selon la réglementation en vigueur. Pour leur bien-être les animaux seront hébergés en groupe et recevront un enrichissement adapté (jeux divers disponibles dans les box, sociabilisation avec présence humaine, éducation, toilettage). Cet enrichissement serait renforcé si un animal se retrouvait en hébergement seul. 2. Un suivi régulier des animaux (observations biquotidiennes, pesées régulières, analyse du comportement). 3. Afin de suivre efficacement l'état de santé des animaux et mettre rapidement en place une action, une liste de points limites a été établie. Elle permet de définir une conduite à tenir afin d'arrêter, minimiser ou diminuer toute souffrance à l'aide de mesures comme un traitement adapté ou une mise à mort anticipée. 4. La mise en place de mesures adaptées en fonction des interventions éventuelles (anesthésie et analgésie si nécessaire, antibiothérapie, immunosuppressions, etc.). De plus, le nombre d'anesthésies sera minimisé en regroupant les procédures (prise de sang - volume adapté à la taille des animaux et validé par le vétérinaire, ponction du liquide céphalo-rachidien ) au sein d'une même anesthésie.

Choix des espèces

Le choix du chien comme modèle d'étude (mix beagle et Zealand Huntaway) est basé sur la prédisposition raciale à la même mutation génétique chez l'homme lors de la Mucopolysaccharidose de type III A. Chez le chien, une anomalie génétique conduit comme chez l'homme au développement anormal du cerveau et à des troubles moteurs. De plus la transmission génétique est la même que chez l'homme en étant autosomale récessive. Le choix de l'espèce est également basé sur son homologie avec l'homme, au niveau des plans anatomiques et fonctionnels du système nerveux central et du point de vue immunitaire (tolérance semblable). Dans l'étude clinique, les enfants seront traités entre 4 et 12 mois. Les animaux seront injectés à l'âge de 3 mois et 15 mois. C'est un âge auquel les animaux sont considérés comme "juvéniles" ou « jeunes adultes », et mimant donc le stade auquel des patients atteints du syndrome de San Filippo pourraient être injectés lors d'un futur essai clinique (enfants de moins de 5 ans).

3 850 souris privées de système immunitaire complet vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées puis disséquées. Chacune reçoit sous la peau un fragment de tumeur prélevé sur un patient métastatique, quelques-unes une injection de cellules tumorales dans le cœur, et celles qui reçoivent un traitement subissent un prélèvement de sang hebdomadaire à la mandibule qui laisse des hématomes plusieurs jours. Le porteur retient des souris dépourvues de poils parce que la tumeur se suit mieux sous la peau et que les poils rayent les lames des microtomes, et prévoit 670 animaux par an rien que pour entretenir les lignées de xénogreffes. Il écrit qu'il n'est pas possible de se passer de ces greffes pour proposer des traitements personnalisés aux patients, tout en notant que ces souris sont plus exposées aux infections opportunistes.

Objectifs

Depuis ces dernières années, l’incidence des cancers augmente de par le monde. Avec l’avancé des traitements, la survie des patients s’est améliorée. Toutefois, la maladie métastatique reste un problème majeur et implique une morbidité et une mortalité importante. Dans le cancer, la maladie métastatique est un problème majeur et une cause importante de décès. Si les chiffres sont difficiles à obtenir, une étude estime que 66.7 pourcent des décès par cancers sont dues à des métastases. Leur traitement est rendu d’autant plus difficile que ces métastases ont tendance à résister aux traitements conventionnels. C'est pourquoi nous cherchons à identifier des biomarqueurs de résistance ou de toxicité aux anti-cancéreux, dans l’optique du développement de nouveaux traitements personnalisés.

Bénéfices attendus

La première partie du projet doit permettre de maintenir et de mettre en place de nouveaux modèles de xénogreffes de tumeurs humaines issues de prélèvements métastatiques de patients. Le recrutement des prélèvements métastatiques greffés est fonction de l'incidence des métastases dans chaque type de cancer. Pour le cancer du sein, qui est aujourd’hui le cancer le plus diagnostiqué et la 5eme cause de décès par cancer dans le monde, la maladie métastatique est responsable de la majorité des décès avec, pour ces cas, une médiane de survie à 5 ans de 30 pourcent. Outre les cancers du sein, les autres types de cancers très pourvoyeurs de métastases sont les cancers de la prostate, du pancréas, du poumon, du rein, le cancer colorectal et le mélanome. Le cancer du poumon, du rein et le mélanome métastatiques ont un pronostique particulièrement sombre avec une survie à 5 ans inférieure à 10 pourcent. Ces modèles de xénogreffe consistent à greffer un fragment tumoral humain sous la peau de la souris et constituent des modèles uniques et particulièrement pertinents pour l'étude de la pathologie humaine. Une fois établis, ces modèles doivent permettre de mieux comprendre les mécanismes de développement des tumeurs humaines, ainsi que permettre de proposer des traitements personnalisés aux patients. La seconde partie; qui consiste à traiter les souris xénogreffées avec des thérapeutiques déjà utilisées dans le cadre du soin, ou de nouveaux composés innovent; doit permettre de proposer des nouvelles alternatives au traitement de ces pathologie, comprendre les mécanismes d'échappement des tumeurs et, dans le cas de nouveaux composés, évaluer leur potentiel thérapeutiques en vue d'essais cliniques. L'objectif étant d'améliorer la prise en charge des patients.

Procédures

Les animaux utilisés sont immundéficients. Leur système immunitaire n'est pas complet ce qui limite les risques de rejets de la greffe. Tous les animaux de ce projet seront greffés avec des tumeurs humaines. La plupart recevront un fragment sous-cutané. A de rares exceptions, certains animaux pourront recevoir une injection sanguine de cellules tumorales. Dans les 2 cas, le geste s'effectue sur animal anesthésié et la durée de l'acte ne dépasse pas les 5 minutes. Les greffes sous cutanées se feront sous analgésie générale. Les injections sanguines de cellules tumorales se feront sous analgésie locale. Une partie des animaux xénogreffés sera traité afin d'évaluer l'efficacité des traitements sur la progression des tumeurs. Dans ce cas, les modalités de traitement varient. Les modalités retenues étant le gavage, l'injection intra-péritonéale et l'injection intraveineuse. Le choix des voies d'injection et des posologies étant soumis à la molécule thérapeutique employée. Les animaux en traitement seront également soumis à un prélèvement de sang hebdomadaire effectué à la mandibule. Le traitement et le prélèvement d'un animal s'effectue sur animal vigile et ne dure pas plus d'une minute.

Impact sur les animaux

La xénogreffes d'une tumeur humaine ; dans la mesure où il s'agit d'insérer un petit fragment tissulaire en sous-cutané ; est un acte peu invasif et peu douloureux. Les injections sanguines présentent un risque hémoragique au moment de l'injection. La croissance des xénogreffes sous cutanées occasionnera une gêne pour l'animal si elle est trop volumineuse. En sous cutanée, les greffes sont peu métastatiques et nous n'avons pas constaté que cela entrainait une diminution du bien-être animal. Les cellules tumorales injectées dans le sang auront une dissémination systémique entrainant la formation de tumeurs dont nous suivrons l'évolution par l'évaluation des signes cliniques de l'animal. Enfin, les traitements qui seront réalisés n'entraineront pas d'effets indésirables majeurs dans la mesure où les doses, les voies et les fréquences d'administration seront établies à partir de la pratique clinique. Les nuisances sont liées à la contention, l'insertion de la canule de gavage et la piqure à l'aiguille. Les prélèvements de sang à la mandibule occasionnent des hématomes localisés pendants quelques jours. Les souris sont immunodéficientes car athymiques, mais nous n'avons pas constaté d'impact de ce caractère sur leur qualité de vie. L'immunodéficience des animaux utilisés peut leur conférer une sensibilité aux infections opportunistes plus grandes.

Devenir

Tous les animaux de ce projet seront euthanasiés à la fin de l'expérimentation. La survenue de l'euthanasie est soumise à l'atteinte des points limites fixés. La dissection complète des animaux est systématique après l'euthanasie. Les prélèvements effectués permettent d'effectuer des analyses histologiques et moléculaires. Le recueil systématique des échantillons participe au raffinement des modèles.

Remplacement

L’objectif de notre projet est de pouvoir étudier les mécanismes de résistance aux traitements de tumeurs métastatiques de patients. Des cultures de cellules peuvent être réalisées dans certains cas mais avec des résultats très variables. Par ailleurs, la culture cellulaire sélectionne un type cellulaire, et on perd donc la richesse et l’organisation structurelle de la tumeur telle qu’elle existe chez le patient. Ceci constitue un biais analytique important car on sait qu'une tumeur est constituée d'une variété de cellules tumorales, plus ou moins sensibles aux agents thérapeutiques. Les cellules et les structures qui entourent les tumeurs jouent également un rôle dans les mécanismes de résistance. C’est pourquoi il n’est actuellement pas possible de nous passer de ces modèles de xénogreffes pour la prise en charge personnalisée des patients et la mise au point de nouveaux agents thérapeutiques.

Réduction

Le nombre d’animaux prévu pour maintien des lignées de xénogreffes a été évalué en fonction de notre expertise de plusieurs années dans le domaine. Pour chaque tumeur, 4 souris sont greffées pour limiter le risque d’échec de prise de greffe. Ce risque varie en fonction de l’agressivité tumorale. Nous utilisons en moyenne 670 souris pour entretenir ces xénogreffes par an. Pour 5 ans, 3350 animaux seront donc nécessaires. Pour les traitements, 10 animaux par groupes est un nombre minimum pour avoir une puissance statistique suffisante. Nous testons une dizaine d’agents ou de combinaisons d’agents thérapeutiques par an, soit 100 animaux traités par an (soit 500 pour 5 ans). Pour 5 ans, 3850 animaux seront nécessaires.

Raffinement

Pour les xénogreffes réalisées en sous-cutanée, les animaux sont anesthésiés. La technique chirurgicale de greffe est peu douloureuse mais une analgésie générale est donnée au préalable. Pour les xénogreffes de cellules tumorales en intracardiaque, les animaux sont anesthésiés durant toute la procédure. La posologie des traitements administrés aux animaux est adaptée des traitements faits chez l’homme. Les doses administrées sont donc bien en dessous des doses létales et la toxicité des molécules se rapproche des effets observés chez l’homme. Les traitements sont administrés par gavage, intraveineuse ou intrapéritonéale. Afin de limiter les nuisances subies par les animaux tout au long du projet, des points limites suffisamment précoces ont été établis. Un suivi quotidien des animaux est opéré par du personnel qualifié. Les animaux sont élevés en groupe sociaux (4-5 par cage) avec enrichissement. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Une surveillance quotidienne est assurée par le personnel de l'animalerie et les membres de l'équipe de recherche. Les souris utilisées sont immunodéficientes mais nous n'avons pas constaté d'impact de ce caractère sur leur qualité de vie. Néanmoins, conformément aux recommandations du fournisseur, les animaux seront hébergés en cages à couvercles filtrant. Le change sera effectué sous atmosphère contrôlée et propre. Enfin, la stérilisation des consommables (litière, enrichissement, eau et nourriture) et des équipements (cages, portoirs, bouteilles, etc.) limitera le risque d'infection chez ces animaux.

Choix des espèces

Ce projet utilise des souris immunodéficientes adultes, de 6 semaines. Le caractère d'immunodéficience limite le risque de rejet de la greffe des cellules humaines Par ailleurs, le choix d’animaux dépourvus de poils nous permet de suivre plus facilement le développement sous cutané de la tumeur. L’évaluation de la taille tumorale est facilitée. L’absence de pilosité est un critère important pour les analyses histologiques. En effet, les poils ont tendance à rayer les rasoirs de microtomes. Les souris xénogreffées sont choisies jeunes adultes afin de maximiser les chances de prise de greffe. En effet, les cellules de la graisse brune situées entre les omoplates constituent un terreau nutritif pour les tumeurs xénogreffées, favorisant leur développement. Cette graisse brune disparait avec l’âge.

Préparer les études réglementaires à venir est la fonction déclarée de ce projet cadre, qui prévoit jusqu'à cinquante études par espèce sur cinq ans, avec trente rats ou cinquante souris par étude. 2 500 souris et 1 500 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, 1 000 d'entre eux étant réutilisés ensuite dans d'autres projets, à des fins de formation ou pour constituer des bibliothèques de tissus, les autres étant tués. Un même animal peut subir une vingtaine d'interventions par semaine, dont douze prélèvements de sang, jusqu'à seize heures en cage métabolique et autant de mise à jeun. Le porteur ne nomme aucun des tests comportementaux employés, désignés par les seuls domaines explorés, locomotion, sociabilité, communication, sensoriel, et fonde le recours au rongeur sur une exigence réglementaire, la norme ICH M3(R2).

Objectifs

Ce projet ne comporte qu’une seule procédure, au sein de laquelle seront réalisées des études exploratoires multidisciplinaires dans un modèle rongeur. Ces études peuvent servir à mettre en évidence la nécessité de travailler avec un type de rongeurs en particulier, en recherchant/vérifiant les homologies avec l'Homme (par exemple vérification de la liaison du candidat médicament à sa cible pharmacologique dans cette espèce). Ces études peuvent permettre de comprendre grâce à des investigations perfectionnées les mécanismes de toxicité (toxicité rénale, hépatique, testiculaire, etc.) ou de carcinogénicité observée dans des études précédentes, d'établir la pertinence de certains effets observés chez le rongeur en comparaison avec l’Homme (ex : effets sur le système immunitaire, recherche de biomarqueurs, effets sur le comportement), avec pour but d'assurer la santé des patients humains (composés pharmaceutiques) et/ou la sécurité des personnes exposées (produits chimiques). Elles permettent également de sélectionner un composé possédant un rapport efficacité/toxicité optimal dans une espèce rongeur. Ces études sont aussi utilisées pour choisir une voie d'administration efficace et adaptée chez le rongeur, ou pour démontrer la validité de nouvelles techniques d'investigations. Il est prévu d'utiliser en moyenne 30 rats, ou 50 souris par étude, et de réaliser jusqu'à 50 études par espèce sur la durée du projet (5 ans).

Bénéfices attendus

Ces études peuvent servir à mettre en évidence la nécessité de travailler avec un type de rongeurs en particulier. De plus ces études permettent d’obtenir des données sur la réponse immunitaire, la toxicité éventuelle du composé, et aussi de bien choisir les doses dans les premières études règlementaires. Ces études permettent d’obtenir une meilleure connaissance du composé et du modèle animal, pour une meilleure conception/design des études réglementaires à suivre, que ce soit du point de vue du choix des doses, mais aussi dans le choix des voies d’administrations, du nombre d’animaux, etc. D’un point de vue éthique, une réduction du nombre d’animaux dans les études futures est potentiellement possible, et la douleur, souffrance, angoisse ou dommages durables sera minimisée au maximum. L’utilisation de tests neurocomportementaux dans le cadre de ce projet permet une approche par des méthodes non invasives, dans le cadre des 3Rs (Raffinement).

Procédures

Les animaux sont traités par différentes voies (principalement orale mais aussi par injection intramusculaire, voies sous- cutanée ou intraveineuse, etc.) de façon journalière ou hebdomadaire avec le composé d’intérêt. La durée de l’administration est généralement rapide (quelques secondes à quelques minutes) et peut atteindre 1 heure maximum, dans le cas de perfusions intraveineuses. La durée des études varie entre 1 jour et 1 an. Des prélèvements sanguins (sur animal vigile placé dans un tube de contention ou sous anesthésie) et des recueils d’urines et /ou de feces sont également possibles pour bilan hémato-biochimique ou hormonal par exemple ; ils sont réalisés à une fréquence et aux volumes conformes aux recommandations éthiques en vigueur. Tout prélèvement dépassant ces recommandations devra être justifié et fera l'objet d'une réévaluation par le comité d'éthique (balance bénéfice/ contrainte pour l'animal). La manipulation des animaux durant les interventions est généralement inférieure à 1 heure par animal par jour (en considérant, par exemple, une journée avec 1 administration + 6 prélèvements sanguins soit environ 30 min). Jusqu’à une vingtaine d’interventions peuvent être réalisées par animal et par semaine (en considérant, par exemple, une administration quotidienne et 12 prélèvements sanguins dans la semaine). Une mise en diurèse en cage métabolique, n’excédant pas 16h est aussi possible. Une mise à jeun temporaire (en présence d’eau) peut être nécessaire (maximum 16h). Pour les tests de comportements, ils sont toujours faits après une administration unique par test, les tests sont non invasifs, avec manipulation et contraintes limitées des animaux et observation par suivi video (domaines explorés : locomotion, sociabilité, communication, sensoriel), d’une durée maximale d’une heure ; un seul test est réalisé par jour maximum et dans la limite de 3 dans la même semaine d’examen, sur une durée d’étude de 3 mois maximum. Dans tous les cas où l’hébergement individuel est requis , les animaux restent en contacts visuels, auditifs et olfactifs avec les autres animaux en hébergement individuel ou non.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus correspondent : - aux effets pharmacologiques du produit administré (ex : action au niveau du système nerveux central), - à l’inconfort, au stress et/ou à la douleur transitoires liés aux procédures (prélèvements, administration répétée, contention, mise à jeun éventuelle) ; - aux effets systémiques du composé testé (ex : pertes de poids, baisse de consommation alimentaire). - à l’hébergement individuel (rare) en cas de nécessité absolue

Devenir

Si l’état de santé des animaux le nécessite, l’avis et/ou l’intervention d’un vétérinaire seront requis, mais si la souffrance d'un animal est jugée trop importante et si aucun soin ne peut lui être apporté, il sera euthanasié selon une procédure éthiquement acceptable. Chaque fois que cela sera envisageable (ex : animaux contrôles), les animaux seront réutilisés dans d’autres projets, ou à des fins de formation, ou pour réaliser des bibliothèques de tissus.

Remplacement

Les explorations dans ce projet s'appuient parfois/souvent sur des études vitro préalables, mais ne peuvent pas être menées in vitro. Il n’existe pas toujours de méthode alternative in vitro pour mettre en évidence certains effets, en raison notamment de la complexité que représente un organisme vivant. Il n'existe pas de méthodes alternatives à l'heure actuelle qui permettent de remplacer les tests neurocomportementaux prévus dans ce projet.

Réduction

Le nombre d’animaux par groupe est très variable en fonction du design de l’étude : un ou deux sexes, animaux satellites ou non pour analyses, nombre de temps intermédiaires pour des sacrifices ou analyses spécifiques, type de marqueurs mesurés (sensibilité des méthodes d’analyse), comparaison avec des composés de référence, etc En se basant sur des tests statistiques, comprenant a minima des tests de normalité, analyse de la variance et tests comparant les moyennes des groupes, le nombre d’animaux utilisés sera le minimum possible en fonction de ces considérations et des objectifs de l’étude.

Raffinement

L'état général des animaux est surveillé quotidiennement. Les paramètres suivants peuvent être contrôlés régulièrement (en fonction des signes attendus) afin d’évaluer l’état de santé des animaux : poids corporel, consommation de nourriture et/ou d’eau, température corporelle, signes cliniques, morbidité/mortalité (liste non exhaustive). Toute anomalie est signalée au Directeur d’étude et si besoin, au vétérinaire selon la sévérité et le degré d’urgence. Si un ou plusieurs points limites sont atteints (perte de poids continue, signes locaux ou généraux ne pouvant être traités/soulagés, etc.), que la douleur de l’animal ne peut être soulagée ou que l’inconfort ne peut pas être suffisamment limité à son minimum, la décision d'interrompre le traitement ou d'euthanasier l'animal sera prise. Des techniques de prélèvement sanguin (ex : via veine caudale, sublinguale, jugulaire, sous-mentonnière, mandibulaire, saphène, etc.) sont utilisées selon les bonnes pratiques vétérinaires et procédures internes validées, quand elles sont compatibles avec les volumes de sang/fréquences à obtenir. Certains traitements sont réalisés sous anesthésie pour éviter le stress, le douleur ou l’inconfort, comme les administrations intramusculaires et intra-articulaire. Les rongeurs sont hébergés en groupe (il doit être évité le plus possible tout hébergement individuel d’individus). Cependant, certaines situations expérimentales exigent l’hébergement individuel et devront être dûment argumentées (comportements antisociaux comme chez la souris mâle, voie d’administration dermale, par exemple). Pour certains produits (exemple : CNS) une période d'habituation aux doses peut être effectuée sur les animaux avant la toute première administration.

Choix des espèces

Au-delà des aspects opérationnels (manipulation), le recours à une espèce rongeur dans le développement préclinique est une exigence réglementaire (ICH M3(R2), CPM/SWP1042). C’est aussi une espèce de laboratoire très largement utilisée en recherche biomédicale (littérature et connaissance très larges) qui permet le classement de produits chimiques dans de nombreuses classifications de dangers. Le rat est souvent utilisé car il reste d'une taille suffisante pour l'observation des lésions (la souris étant petite et plus sujette à variabilité ou parfois plus sensible à certaines classes de produits) ou car il est le seul modèle validé (exemple perturbateur endocrinien). La souris est parfois préférée au rat pour raison d’homologies avec l’homme (exemple paramètres immunologiques). Le choix de l’espèce/souche est dicté par différents facteurs dont notamment : résultats déjà existants, métabolisme vitro et/ou pharmacocinétique/pharmacodynamique, ou incompatibilité avec une autre espèce animale, par exemple. Les animaux ont en général 5 à 12 semaines d’âge en début de traitement pour assurer une administration pendant la phase de croissance. Dans certains modes d'administration, (voie dermale, souris) les animaux pourront être plus âgés de quelques semaines pour répondre à des conditions expérimentales particulières (ex : pour avoir un poids plus élevé, ou un âge en adéquation avec la maturité sexuelle) ou pour des raisons scientifiques (ex : maturité du système immunitaire). Les animaux ne doivent pas être gravides. Cet âge permet, selon les modes d’administration choisis, de réaliser des analyses avant le premier jour de traitement (prises de sang, pesées corporelles, ophtalmologie, etc.) ainsi que de prévoir une période d’acclimatation suffisante après réception des animaux.

Une dizaine de séances d'imagerie sous anesthésie et une injection quotidienne dans le péritoine ou par gavage attendent chaque animal, sur quarante jours de traitement. 3 264 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever la tumeur, le foie, la rate et les poumons. Elles reçoivent des cellules tumorales sous la peau puis dans le sang pour former des métastases pulmonaires, le porteur listant parmi les effets attendus l'irritation et l'infection des points d'injection, l'absence de toilettage, et pour le gavage la suffocation, le saignement et une salivation excessive. L'effectif s'appuie sur des groupes de douze animaux, sans que le RNT indique combien de groupes ni combien de molécules aboutissent à 3 264 souris.

Objectifs

L'objectif de ce projet est d'évaluer l'efficacité de traitements anticancéreux sur différents cancers solides et l'apparition des méstatases (mélanome, cancers gastriques, pancréas et côlon) en utilisant des petites molécules dérivées d'antidiabétiques, seules ou en combinaison avec les thérapies actuelles qui stimule le système immunitaire. Nous allons étudier la potentialité de ces molécules à induire une mort immunogénique (=les cellules cancéreuses sécrétent des facteurs qui permettent l'activation du système immunitaire qui va les éliminer). Ceci permettra de proposer de nouvelles solutions aux patients en échec thérapeutique.

Bénéfices attendus

Ces dernières années des résultats encourageants ont été obtenus un inhibiteur d'une protéine majoritairement altérée dans les mélanomes. Cependant, ces réponses restent transitoires. De nouvelles thérapies, qui réactivent la réponse immunitaire chez les patients, ont aussi été développées. Mais, seul 10 à 30% des patients répondent positivement. Il est donc important de développer de nouvelles molécules pour la mise en place de thérapies ciblées et de combiner ces nouvelles molécules avec les thérapies qui stimulent le système immunitaire, déjà utilisées chez les patients afin de voir si nos dérivés sont capables de potentialiser leurs effets. Grâce à cette étude, nous allons voir les effets de nos composés d’une part sur les tumeurs primitives (mélanome, cancer du pancréas, côlon et gastrique) et d’autre part sur les métastases pulmonaires. Et la mise en place d’une immunité anti tumorale permettra de proposer un nouveau moyen d’éliminer les cellules cancéreuses.

Procédures

Les animaux subiront : - 1 injection sous cutanée de cellules tumorales (5 secondes) - 1 injection/ jour dans le péritoine avec nos molécules ou 1 traitement oral/ jour avec nos molécules (5 secondes) pendant la durée du traitement. - 1 injection en intra veineuse de cellules tumorales (10 secondes) - 1 injection/ jour dans le péritoine avec nos molécules ou 1 traitement oral/ jour avec nos molécules (5 secondes) pendant la durée du traitement L’imagerie des animaux se fera le jour de l’injection des cellules, le lendemain puis tous les 4 jours pendant la durée du traitement. Les souris seront endormies (par inhalation) pendant environ 15 min et subiront une injection dans le péritoine (5 secondes) pour chaque imagerie. Les animaux subiront environ 10 imageries (pour un traitement de 40 jours) - 2 injections en sous cutané des cellules tumorales (5 secondes/ injection) 7 ou 8 injections dans le péritoine (5 secondes/ injection) Aucun prélèvement ne sera effectué sur les souris vigiles.

Impact sur les animaux

Lors des injections des cellules tumorales en sous-cutané, il peut y avoir un risque d’irritation et de gonflement aux zones d’injection. Pour les traitements en injection dans le péritoine, il peut y avoir un risque d’irritation, gonflement, infection aux zones d’injection et absence de toilettage. Pour les traitements oraux, les risques sont la suffocation, saignement et salivation excessive. Pour l’étude des métastases, lors de l’injection intra-veineuse, il peut y avoir gonflement, irritation et infection à la zone d’injection, et absence de toilettage. Lors de l’anesthésie gazeuse pour imager les souris, il peut y avoir hypothermie et prostration au réveil.

Devenir

A la fin de chaque expérimentation, les animaux seront mis à mort. Nous prélèverons la tumeur et les organes (foie, rate, poumons) afin de réaliser les études qui nous apporterons le plus de renseignements possibles sur le fonctionnement de nos nouvelles molécules thérapeutiques.

Remplacement

Nous avons tout d’abord caractérisé et testé nos composés in vitro et sélectionné les plus efficaces sur les cellules tumorales et l’innocuité sur les cellules normales. Il est maintenant nécessaire de passer chez le rongeur afin d’avoir une approche plus physiologique. Nous pourrons ainsi déterminer lesquels de ces traitements sont les plus efficaces avec les modèles cancéreux utilisés (mélanome, cancer du côlon, gastrique et pancréas) sur les tumeurs primaires, les métastases et la mise en place d’une immunité antitumorale. Le passage chez l’animal est crucial avant le développement potentiel de ces molécules chez l’homme, ce qui permettrait une alternative à l’échec thérapeutique des traitements actuels.

Réduction

Avant le début de l’étude, il est important de faire des statistiques prédictives. Il s’agit de trouver le nombre d’animaux minimum à utiliser pour avoir des résultats significatifs. Pour notre étude, des groupes de 12 animaux seront adaptés à ces exigences.

Raffinement

Les souris seront maintenues dans un milieu enrichi (igloo, tigettes qui permettent aux souris de réaliser un nid). Elles seront hébergées en portoirs ventilés à raison de 5 souris par cage. Le suivi quotidien qui est réalisé permet de prévenir toute souffrance ou mal être. L’intervention se fait immédiatement. De plus, lors ce suivi, nous mesurons les tumeurs ainsi que le poids des souris, 3 fois / semaine. Pour la procédure qui nécessite une anesthésie gazeuse : les animaux seront mis sur un tapis chauffant le temps de leur réveil, afin d’éviter l’hypothermie.

Choix des espèces

La souris est un mammifère ayant des similitudes génétiques avec l'homme. Elle a un cycle de vie court, un cycle de reproduction bien établi, ainsi qu'une faible taille, ce qui permet d'avoir des conditions d'hébergement plus faciles. Par ailleurs la souris est un modèle reconnu et déjà validé pour l'étude du développement tumoral et de la mise en place d'une immunité antitumorale. Dans notre étude, les souris sont utilisées à 6 semaines. Elles sont commandées à 5 semaines et acclimatées pendant 1 semaine dans notre animalerie. La croissance tumorale est optimale chez les souris de cet âge et ceci est cohérent avec les expériences déjà effectuées au laboratoire ainsi qu’avec les données de la littérature.

424 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour l'analyse de leurs tissus. Sevrés à un mois, ils reçoivent jusqu'à deux injections sous la rétine sous anesthésie générale, subissent jusqu'à six examens du fond d'œil et trois électrorétinogrammes, et jusqu'à quatre prélèvements de sang à la jugulaire portant chacun sur 10 à 15 % de leur volume sanguin. Le projet teste des outils de thérapie génique contre la maladie de Stargardt et sert aussi, selon les finalités déclarées, à la formation professionnelle. Le porteur justifie le choix du rat par la taille de l'œil, cinq fois plus gros que celui de la souris, qui facilite l'injection et permet, écrit-il, de récolter suffisamment de matériel après la mort de l'animal.

Objectifs

La maladie de Stargardt est une maladie génétique rare qui touche les yeux, et plus particulièrement la rétine, une partie essentielle pour voir. Elle affecte surtout une zone appelée la macula, qui nous permet de voir les détails et de bien voir en plein jour. Environ 1 personne sur 8 000 à 10 000 est concernée par cette maladie. Dans la rétine, il y a des cellules qui réagissent à la lumière, appelées photorécepteurs, qui utilisent de la vitamine A. Mais quand ces cellules captent de la lumière, elles produisent des déchets toxiques. Normalement, une protéine, la ABCA4, aide à se débarrasser de ces déchets. Cependant, quand il y a un problème dans le gène ABCA4, les déchets s'accumulent et détruisent ces cellules, ainsi que d'autres cellules importantes dans l’œil. Pour l’instant, il n’y a pas de traitement pour cette maladie. Des chercheurs essaient d’utiliser une technique appelée thérapie génique pour corriger le gène ABCA4. Ils envisagent d’utiliser CRISPR/Cas9, un outil pour modifier les gènes. Le problème, c’est que le gène ABCA4 est trop grand pour être inséré facilement dans les cellules avec les méthodes actuelles, comme avec des vecteurs viraux (des virus modifiés qui servent de transporteurs). Les scientifiques cherchent donc à améliorer ces vecteurs et à essayer d’autres solutions, comme utiliser des mini-versions du gène ou des "nanoblades", sortes de petites "lames" moléculaires, avec des lentivirus (autres types de transporteurs). Les nanoblades ont déjà été testées dans d’autres parties du corps, mais pas encore dans l’œil. Enfin, un autre souci avec les vecteurs viraux est qu’ils peuvent déclencher une réaction du système immunitaire ou que leur effet ne dure pas assez longtemps. Les chercheurs doivent donc bien évaluer ces nouvelles approches pour trouver la meilleure solution pour traiter la maladie de Stargardt.

Bénéfices attendus

En thérapie génique, plusieurs facteurs peuvent provoquer une réaction du système immunitaire, comme la quantité de vecteur utilisé, le type de gène ajouté, ou la façon dont le traitement est administré. Pour la maladie de Stargardt, le gène ABCA4 est très grand, ce qui complique son insertion dans les vecteurs viraux habituels, comme les AAV (Virus Adéno-Associés). Cette étude vise à trouver la meilleure manière de corriger le gène ABCA4 et s’assurer qu’il n’y a pas de réponse immunitaire après l'insertion du gène dans l’œil. La technique CRISPR/Cas9 (outil moléculaire qui permet de couper des parties ciblées de l'ADN), déjà testée pour une autre maladie des yeux, offre de l’espoir pour traiter la perte de vision due à la maladie de Stargardt. L’utilisation d’un minigène permettrait de réparer plusieurs parties du gène ABCA4 en même temps, ce qui pourrait aider de nombreux patients avec des mutations différentes. En combinant les lentivirus et les nanoblades, les chercheurs espèrent améliorer l’efficacité du traitement, cibler précisément les cellules touchées, réduire la quantité de vecteur viral nécessaire et rendre l’intégration du gène plus sûre dans les cellules. Si cette approche fonctionne, elle pourrait non seulement soigner la maladie de Stargardt, mais aussi d’autres maladies liées à des gènes similaires

Procédures

(i) Injection sous-rétinienne (ISR) : Geste réalisé sous anesthésie générale avec anesthésie locale, durée de la chirurgie 30 minutes maximum. Pour l’évaluation de certaines stratégies, jusqu’à deux ISR seront réalisées, espacées de 3 semaines. (ii) Imagerie rétinienne (FO-OCT : Fond d’œil – Tomographie en Cohérence Optique) : Geste réalisé sous anesthésie générale avec anesthésie locale, durée de l’examen 30 minutes maximum. Si les animaux sont gardés 3 mois (temps maximum post injection), ils auront au maximum 6 FO-OCT. (iii) Imagerie rétinienne (ERG : Electro-Rétinogramme) : Geste réalisé sous anesthésie générale avec anesthésie locale, durée de l’examen 30 minutes maximum. Si les animaux sont gardés 3 mois (temps maximum post injection), ils auront au maximum 3 ERG. (iv) Prélèvements sanguins : Geste réalisé sous anesthésie générale, un volume sanguin correspondant à 10-15% maximum du volume sanguin circulant de l'animal sera prélevé au niveau de la veine jugulaire après anesthésie gazeuse de l'animal. Durée de l’anesthésie 10 minutes maximum. Si les animaux sont gardés 3 mois (temps maximum post injection), ils auront au maximum 4 prélèvements sanguins qui seront espacés d’au moins 2 semaines. Toutes les anesthésies seront espacées d’au moins une semaine pour laisser un temps de récupération à l’animal.

Impact sur les animaux

A ce jour, l’administration sous rétinienne de vecteurs chez le rat n’a pas d’effet délétère notable sur la morphologie et la fonction rétinienne ni sur l’état de santé général de l’animal. Nous nous attendons donc à une douleur minime liée à l’injection. Le modèle rat est un modèle qui tolère bien des injections de fortes doses de vecteur en sous rétinien. Cette douleur ne devrait pas dépasser les 12 heures post chirurgical. Les anesthésies répétées peuvent stresser les animaux mais celles-ci seront espacées d’au moins une semaine et les animaux seront surveillés au moins une heure après leur réveil par l’expérimentateur, la récupération devrait être rapide car les animaux seront soit sous anesthésie gazeuse ou recevront un réversif (en cas d’anesthésie fixe) pour accélérer le réveil et la récupération de l’animal.

Devenir

L'euthanasie des animaux est nécessaire pour obtenir les échantillons de tissus sur lesquels s'appuieront les analyses moléculaires, biochimiques, immunologiques et histologiques réalisées.

Remplacement

Des premiers tests ont été réalisés sur des cellules en laboratoire pour évaluer l'efficacité de différents systèmes de thérapie génique. Cependant, ces modèles en laboratoire ne peuvent pas reproduire toute la complexité des interactions biologiques présentes dans un organisme vivant. Cela rend difficile la reproduction de ces résultats dans un corps vivant. En laboratoire, il est aussi impossible de vérifier la répartition du traitement dans le corps ou son efficacité thérapeutique complète. La rétine de l'œil, qui est une structure complexe faite de plusieurs couches de neurones et de cellules nourricières, ne peut pas être recréée parfaitement en laboratoire. Même avec des méthodes utilisant des cellules souches, il est difficile de tester les interactions complexes du cycle visuel. C'est pourquoi l'utilisation de modèles animaux est essentielle pour étudier comment les gènes se comportent dans la rétine avant de commencer les essais cliniques sur l'homme. Les rats sont préférés aux souris pour ces études car leurs yeux sont cinq fois plus gros, ce qui facilite l'injection et assure une meilleure répartition du traitement. De plus, la taille de leurs yeux permet de récolter suffisamment de matériel pour les analyses après leur mort.

Réduction

Nous utiliserons le nombre minimum d'animaux nécessaire pour nos expériences. Ce nombre est basé sur des tests similaires que nous avons déjà effectués. En examinant les études publiées et notre propre expérience en laboratoire, nous avons déterminé que 8 animaux par groupe sont suffisants pour obtenir des résultats fiables. Après l’expérience, nous nous attendons à obtenir des variables (liées à nos données) ordinales. Nous ne pouvons pas raisonnablement supposer que les données seront normalement distribuées, par conséquent, nous pensons essentiellement utiliser des tests statistiques pour analyser les données générées par l’expérience.

Raffinement

Toutes les interventions sur les animaux seront réalisées sous anesthésie générale et locale pour minimiser la douleur. Si nécessaire, des analgésiques et anti-inflammatoires seront ajoutés. Les animaux seront surveillés chaque jour et le vétérinaire sera informé dès que des signes de détresse apparaîtront pour adapter les soins. Pour leur bien-être, les animaux seront hébergés par paire dans des cages enrichies avec du papier froissé, des bûchettes de bois et des tunnels. Si un animal doit être hébergé seul, nous augmenterons les éléments d'enrichissement pour lui. Ils auront toujours accès à la nourriture et à l'eau en permanence. Nous appliquerons des critères d'arrêt stricts pour intervenir rapidement en cas de souffrance, en fournissant des traitements pour la douleur ou en prenant la décision d'une euthanasie si nécessaire.

Choix des espèces

Nous utilisons des rats Long Evans, qui ne sont pas albinos, car leur vision est moins affectée par l'âge, ce qui est important pour analyser l'effet des traitements sur la structure de la rétine. Pour tester l'efficacité, nous utilisons des rats génétiquement modifiés pour avoir la maladie de Stargardt. Ces rats, provenant de la lignée Sprague Dawley, ont été créés avec la technologie CRISPR/Cas9, qui nous a permis de produire des rats n’exprimant plus le gène ABCA4 (ABCA-/-). Nous avons confirmé que ce modèle présente les caractéristiques attendues de la maladie, avec des problèmes métaboliques dans la rétine similaire à ceux observés chez les patients. Les rats seront des jeunes sevrés (à l’âge d’un mois) pour que leur manipulation soit plus aisée et que l’injection soit plus simple. Plus l’âge augmente plus la taille de l’œil est importante et plus le maintien de l’œil pour l’injection est complexe. Si l’injection est simplifiée, elle prendra moins de temps, l’anesthésie sera de plus courte durée et les résultats seront plus reproductibles.

Implantées dans le crâne après une heure de neurochirurgie, 360 souris reçoivent des stimulations électriques intracérébrales une à deux fois par semaine, sur animal éveillé, pendant des sessions allant jusqu'à quarante minutes. Elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, avec jusqu'à dix injections et vingt prélèvements de sang par animal, et sont hébergées derrière un séparateur qui les isole physiquement de leur congénère pour protéger le système d'enregistrement. Le porteur qualifie l'intensité des stimulations de faible et n'attend une réaction comportementale que dans de rares cas, tout en prévoyant l'administration immédiate de kétamine et de diazépam en cas de crise épileptique. Les dispositifs d'enregistrement n'étant pas amovibles, aucune souris ne sort vivante du projet.

Objectifs

L’objectif aujourd’hui est d’identifier des méthodologies précliniques précoces capables de sélectionner des candidats médicaments sur la base de leur efficacité potentielle chez l’homme. Cela signifie d’appréhender cette problématique par une approche consistant à utiliser les données existantes de la recherche clinique pour construire de nouvelles solutions de recherche préclinique et se baser sur des signes de la maladie dans le cerveau et des tests médicaux utilisables à la fois chez l’animal et chez l’homme. Les activités cérébrales de base sont largement conservées dans l’évolution des mammifères montrant le fort potentiel de transposition de cette méthode du rongeur à l'Homme, et donc l’application chez le rongeur d’observations faites chez le patient et inversement. Dans ce projet, nous étudierons les activités électriques cérébrales chez des animaux. Les différences mises en évidence pourront alors être utilisées pour différents tests médicamenteux afin d’identifier une molécule efficace pour lutter contre la maladie.

Bénéfices attendus

L’optimisation de nouveaux médicaments nécessite d'identifier des signes de la maladie dans le cerveau et des tests transposables entre les études cliniques et précliniques. Ils doivent permettre d’évaluer de façon fiable et robuste l’efficacité des molécules testées. Les activités électriques cérébrales sont largement conservées à travers les mammifères permettant ainsi une transposition fiable entre l’humain et le rongeur. Dans ce projet, nous utiliserons des souris et chercherons à mettre en évidence des spécificités de la maladie qui pourront par la suite être applicable à l'Homme et permettre de tester de nouvelles molécules thérapeutiques. L’identification d’un potentiel nouveau traitement de la maladie d’Alzheimer permettrait d’améliorer les conditions de vie de nombreux patients.

Procédures

L’ensemble des animaux de ce projet vont subir une neurochirurgie d’environ une heure, réalisée sous anesthésie générale. Les animaux sont hébergés après l’implantation dans des cages à deux contenant un séparateur qui favorise le contact olfactif, visuel et auditif mais qui permet de les isoler afin de préserver l’intégrité du système d’enregistrement. Les animaux seront tous soumis à des stimulations intracérébrales répétées de faible intensité qui seront réalisées sur l’animal éveillé une à deux fois par semaine. Chaque session de stimulation durera entre 3 et 40 minutes au maximum. Au préalable de chacune de ces sessions de stimulations, une molécule pharmacologique pourra être administrée à l'ensemble des animaux (injections aigues durant quelques minutes). Pour ces tests pharmacologiques, un maximum de 10 injections sur une période de 5 à 10 semaines seront réalisées. Des prélèvements sanguins sur animal éveillé pourront également être réalisés (20 maximum au total et 15 minutes maximum par animal), tous les animaux du projet sont susceptibles d'être soumis à ces prélèvements.

Impact sur les animaux

Suite à la chirurgie, une diminution de l’activité locomotrice et une déshydratation passagères pourront être observées. Une douleur modérée pourra apparaître dans les heures suivant l’intervention chirurgicale. Lors de la stimulation cérébrale, malgré l’intensité faible utilisée, une réaction comportementale (immobilité, sursaut, clignement des yeux) pourra être induite dans de rares cas. Malgré les études toxicologiques préalablement conduites et exigées avant tout test de composé sur nos animaux, certains effets indésirables non attendus peuvent survenir, notamment une perte de tonus musculaire, une somnolence ou à l’inverse une excitation du fait des mécanismes d’action des molécules testées. Le modèle utilisé présente une stagnation de la prise de poids à partir de 10 mois ainsi qu’une surmortalité très modérée propre au modèle non liée au vieillissement.

Devenir

Ce projet implique l’implantation de dispositifs d’enregistrement de signaux électriques du cerveau qui ne sont pas amovibles, les animaux doivent donc être mis à mort à la fin du projet.

Remplacement

Ce projet nécessite l'utilisation de modèles animaux car il étudie des mécanismes physiopathologiques complexes qui ne peuvent pas être représentés par des modèles plus simples (ex. modèle cellulaire ou informatique).

Réduction

Dans le cas des études de test pharmacologique, chaque animal est son propre contrôle et sera utilisé pour tester différents candidats médicaments, permettant de limiter le nombre d’animaux nécessaire par groupe. Ce type de protocole nous permet d’utiliser des tests statistiques de type appariés. Le nombre d’animaux a ainsi été déterminé de manière à réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés tout en préservant la validité scientifique des expériences menées.

Raffinement

Les souris qui entrent dans ce projet ont au minimum une semaine d’acclimatation à la zone d’hébergement. Une injection d’analgésique sera faite avant la neurochirurgie et sera renouvelée 6 à 8 h après afin de prévenir toute douleur liée à la phase de chirurgie. Après la neurochirurgie, l’état de santé des animaux sera surveillé tout au long des expériences et évalué grâce à une grille codifiant le niveau de douleur et les points limites adaptés. Cela nous permettra d’intervenir immédiatement et de manière appropriée dès le moindre signe de souffrance. Les animaux seront hébergés dans des cages d’hébergement avec enrichissement (coton, maison en carton) pour limiter tout stress dû à l’environnement quotidien. Les stimulations seront interrompues au moindre signe d’inconfort de l’animal (évaluation visuelle comportementale). En cas de survenue d’une crise épileptique : un traitement de kétamine/diazépam sera administré alors immédiatement. Dès l’apparition d’un signe clinique d’alerte (poids, comportement...) nous nous réfèrerons à une grille de cotation interne spécifique permettant de prendre les mesures nécessaires en fonction des points limites identifiés afin de préserver le bien-être animal. L’évaluation est réalisée jusqu’à disparition du signe d’alerte. Lors des injections, une surveillance particulière est portée sur les animaux. Un arbre décisionnel peut être consulté en cas d’altération de l’état général de l’animal après l’injection afin de le soulager.

Choix des espèces

Dans ce projet nous utiliserons des souris. Ces animaux présentent des similarités anatomiques et fonctionnelles avec le cerveau humain et notamment au niveau des activités électriques du cerveau. Ces similarités peuvent être utilisées pour le développement de nouveaux médicaments. La sélection de la souris est aussi basée sur des études précédemment réalisées. Les animaux sont âgés de minimum 3,5 mois puisque nous souhaitons évaluer les modifications des activités électriques chez des animaux adultes. A ce stade, les circuits électriques du cerveau sont matures. Les animaux seront gardés jusqu’à l’âge de 14 mois maximum car le sujet d’étude concerne la maladie d’Alzheimer qui se développe avec le vieillissement.