Troubles musculosquelettiques

Pour tester des outils de thérapie génique contre la dystrophie myotonique de type 1, 2 600 souris issues de deux lignées modifiées pour présenter des signes de la maladie vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une injection unique d'un vecteur viral sous anesthésie, certaines passent un test d'agrippement et un électrocardiogramme, et une partie est opérée pour mesurer la contraction du muscle sous stimulation électrique du nerf, avant d'être tuée sans réveil pour prélever muscles, diaphragme et cœur. Le porteur affirme que ces phénotypes "ne compromettent pas le bien-être des animaux". Il prévoit pourtant de déposer la nourriture au fond de la cage en cas de "faiblesse musculaire importante".

Objectifs

La dystrophie myotonique de type 1 est une maladie fréquente chez l’adulte qui touche principalement les muscles, mais aussi le cœur et certains aspects du fonctionnement du système nerveux. Elle entraîne une faiblesse musculaire, une diminution de la masse musculaire, des difficultés de relâchement des muscles après contraction, ainsi que des troubles cardiaques pouvant être graves. L’importance des symptômes varie fortement d’une personne à l’autre. Cette variabilité dépend notamment de caractéristiques génétiques propres à la maladie, ce qui rend son évolution difficile à prévoir et à prendre en charge. Au cours du temps, la maladie a tendance à s’aggraver progressivement, ce qui contribue à la détérioration de l’état des patients. À l’heure actuelle, il n’existe pas de traitement permettant de guérir cette maladie. Il est donc nécessaire de mieux comprendre ses mécanismes et de développer de nouvelles approches thérapeutiques. Pour cela, l’utilisation de modèles animaux est indispensable. Certains modèles de souris reproduisent une partie des anomalies observées chez les patients, tandis que des modèles plus récents présentent des atteintes plus proches de la maladie humaine, notamment au niveau des muscles et du cœur. Dans ce contexte, ce projet a pour objectif de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques basées sur l’utilisation de vecteurs viraux permettant d’introduire du matériel thérapeutique dans les cellules. Ces approches visent à corriger les dysfonctionnements observés dans les cellules malades. L’objectif est d’améliorer ces outils afin d’identifier les plus efficaces et les plus adaptés à une utilisation future. Le projet comprend plusieurs étapes : (i) tester différentes versions de ces outils chez la souris ; (ii) évaluer des éléments permettant d’en améliorer le fonctionnement ; (iii) comparer plusieurs stratégies issues de cette optimisation ; (iv) analyser les effets à court et à long terme des approches les plus prometteuses après leur administration.

Bénéfices attendus

La dystrophie myotonique de type 1 (DM1) est la maladie musculaire la plus fréquente chez l’adulte (1 personne sur 8000 en moyenne au niveau mondial) et est très invalidante. Il n’y a encore aucun médicament pour cette maladie. L’attente des patients pour un traitement ciblé est donc très forte. L’objectif principal de ce projet est la validation de composés thérapeutiques innovants, développés dans notre laboratoire, qui permettraient une amélioration des symptômes spécifiques à la maladie dans le modèle murin, pour ensuite passer à des essais chez l’homme et avoir un médicament spécifique. Les composés évalués dans ce projet pourraient à terme bénéficier, en théorie, à tous les patients atteints de DM1.

Procédures

Les animaux recevront une injection unique d’un outil thérapeutique transporté par un vecteur viral permettant l’introduction d’un matériel thérapeutique dans les cellules. Cette administration pourra être réalisée soit localement (intramusculaire), soit de manière systémique (dans la circulation sanguine). L’injection est réalisée sous anesthésie générale et dure moins de 2 minutes par animal. Elle n’est pas répétée. Seuls les animaux recevant une injection systémique feront l’objet d’un prélèvement sanguin initial avant administration. Ce prélèvement dure moins de 2 minutes. Les animaux recevant une injection systémique pourront également faire l’objet d’évaluations fonctionnelles non invasives comprenant un test de force musculaire par agrippement (grip test ; durée d’environ 10 minutes par animal) ainsi qu’un électrocardiogramme (ECG ; durée d’environ 5 à 10 minutes par animal sous anesthésie générale légère). Ces examens ne provoquent pas de douleur. Les animaux recevant une injection intramusculaire ou systémique pourront faire l’objet d’une évaluation terminale de la fonction musculaire in situ nécessitant une intervention chirurgicale d’environ 15 à 20 minutes. Cette procédure est réalisée sous anesthésie générale profonde associée à une analgésie adaptée. Elle permet de mesurer les paramètres de contractilité musculaire en réponse à une stimulation électrique du nerf moteur. À l’issue de cette évaluation, les animaux recevant une injection systémique feront l’objet d’un prélèvement sanguin terminal d’une durée inférieure à 2 minutes, réalisé sous anesthésie générale profonde. Les animaux sont ensuite euthanasiés avant leur réveil afin d’éviter toute douleur, souffrance ou gêne post-opératoire.

Impact sur les animaux

Les études précédentes indiquent que l’administration de ces outils thérapeutiques n’entraîne pas de douleur ni d’effets nocifs détectables chez les animaux. Le modèle de souris utilisé dans ce projet présente des caractéristiques proches de la maladie humaine, avec notamment une faiblesse musculaire et des difficultés de relaxation musculaire. Ces manifestations n’ont pas été associées à des signes de douleur, même après plusieurs mois d’évolution. Les effets indésirables attendus sont principalement liés à cet état pathologique ainsi qu’aux différentes manipulations expérimentales. Les manipulations courantes (pesée, injections, anesthésie) peuvent provoquer un stress léger et de courte durée. Les prélèvements sanguins peuvent entraîner une douleur brève, ainsi qu’un faible risque d’hématome ou de saignement au point de prélèvement. Les outils utilisés dans ce projet, ou des approches similaires, ont déjà été testés chez la souris sans effets secondaires notables. Une légère sensibilité locale peut néanmoins apparaître au point d’injection, notamment lors des administrations dans le muscle.

Devenir

Tous les animaux qui entreront dans ce projet (soit un maximum de 2600 souris) seront euthanasiés à la fin de la procédure à laquelle ils seront associés. En effet, dans le cadre de l'évaluation d'approches thérapeutiques comme celles décrites dans ce projet, nous devons vérifier la correction des symptômes moléculaires au niveau des organes atteints. Dans le cas des modèles murins de la maladie que nous étudions (Dystrophie myotonique de type 1), nous devons vérifier l'efficacité de notre traitement au niveau des muscles, du diaphragme et du coeur, ce qui rend strictement nécessaire l’euthanasie en fin de procédure afin de prélever ces organes. Ces marqueurs moléculaires sont très spécifiques à la maladie et corrèlent très bien avec l'état de sévérité et donc également avec l'efficacité du traitement. Ces études d'efficacité seront complétées par l'analyses de marqueurs sanguins pour déceler une éventuelle toxicité.

Remplacement

Dans un objectif de remplacement, les composés thérapeutiques seront d’abord testés sur des cellules en laboratoire, avant toute utilisation chez l’animal. Cependant, ces modèles cellulaires ne reproduisent pas totalement le fonctionnement des muscles adultes. Les fibres musculaires sont des cellules complexes et très spécialisées, difficiles à reproduire en dehors de l’organisme. Il est donc nécessaire d’évaluer ces approches chez l’animal afin de vérifier leur efficacité dans un organisme entier. Pour cela, des modèles de souris reproduisant la maladie humaine seront utilisés. Ces modèles permettent d’étudier les effets des traitements à la fois au niveau biologique et au niveau fonctionnel (muscles, cœur). Seuls les composés ayant montré une bonne efficacité en laboratoire et l’absence d’effets indésirables seront testés chez la souris. Ces composés seront administrés soit localement dans le muscle, soit par voie générale (dans la circulation). Deux modèles de souris seront utilisés, présentant des formes de maladie différentes, afin de mieux refléter la diversité observée chez les patients.

Réduction

Le nombre d’animaux a été limité au strict minimum nécessaire afin de répondre aux objectifs scientifiques du projet. Tous les animaux issus des croisements seront utilisés, sans distinction de sexe. Les animaux ne présentant pas les caractéristiques attendues seront utilisés comme groupes de comparaison, ce qui permet d’éviter d’en utiliser davantage. Le protocole a également été conçu pour tirer le maximum d’informations de chaque animal. Plusieurs types d’analyses seront réalisés sur les mêmes individus et sur différents tissus, afin de limiter le nombre total d’animaux utilisés. Le projet est organisé en plusieurs étapes successives. La poursuite des étapes suivantes dépendra des résultats obtenus aux étapes précédentes. Cette approche permet d’éviter des expérimentations inutiles et de réduire le nombre d’animaux utilisés. Le nombre total d’animaux nécessaires a été déterminé à l’aide d’un calcul préalable, permettant de s’assurer que les résultats obtenus seront fiables tout en utilisant le moins d’animaux possible. Les résultats seront analysés à l’aide de méthodes statistiques adaptées, afin de garantir une interprétation rigoureuse des données. Au total, un maximum de 2600 animaux sera utilisé dans ce projet.

Raffinement

Afin de limiter au maximum le stress et la souffrance animale, toutes les mesures nécessaires seront mises en œuvre tout au long du protocole. Les animaux seront pris en charge par du personnel qualifié. Leur bien‑être sera assuré grâce à un environnement adapté, comprenant des éléments d’enrichissement (matériaux à ronger, abris). Les souris seront hébergées en groupe (jusqu’à six individus), avec un accès libre à l’eau et à la nourriture, et dans des conditions contrôlées de température, d’humidité et de lumière (alternance jour/nuit). L’hébergement individuel sera évité autant que possible. Si cela est nécessaire, des enrichissements supplémentaires seront fournis et une attention particulière sera portée à leurs conditions de vie. Une surveillance quotidienne des animaux sera assurée. Des critères précis permettront de détecter toute altération de l’état général (perte de poids, signes de souffrance). Si nécessaire, les animaux seront euthanasiés afin d’éviter toute souffrance prolongée. Lors des procédures expérimentales, une anesthésie sera utilisée lorsque nécessaire, ainsi qu’un traitement adapté visant à prévenir la douleur. Une surveillance renforcée sera mise en place pendant une à deux heures après chaque intervention. Les manipulations seront réalisées avec précaution afin de limiter le stress et l’inconfort des animaux, notamment lors des manipulations pouvant déclencher des contractions musculaires. En cas de faiblesse musculaire importante, la nourriture sera placée au fond de la cage afin de faciliter l’accès.

Choix des espèces

Différents modèles animaux de cette maladie ont été développés, mais les modèles murins sont les seuls à reproduire de manière fiable les principaux signes observés chez les patients. Dans ce projet, deux modèles de souris présentant des formes différentes de la maladie seront utilisés. Ils reproduisent les principales caractéristiques de la pathologie, notamment des anomalies du fonctionnement musculaire, une faiblesse musculaire ainsi que des atteintes cardiaques. Ces modèles sont donc particulièrement adaptés pour évaluer l’efficacité de nouvelles approches thérapeutiques. Aucun de ces modèles ne présente d’altération majeure de l’état général des animaux. Les animaux seront utilisés au stade adulte (à partir de 8 semaines d’âge), lorsque leur croissance et leur développement sont terminés. Les phénotypes observés dans ces modèles restent compatibles avec un bon état général et ne compromettent pas le bien-être des animaux.

Jusqu'à quinze injections par souris, un prélèvement de tissu à l'oreille sur souris vigile et la séparation répétée des souriceaux de leur mère : 1 440 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Leurs os longs, leurs vertèbres et leur crâne sont prélevés après la mise à mort, pour mesurer l'effet d'un traitement administré avant et après la naissance. L'effectif de 1 440 souris n'est appuyé que sur la littérature et l'expérience du laboratoire, sans calcul rapporté. Le résumé ne nomme ni les maladies osseuses visées, qualifiées seulement de génétiques et rares, ni la molécule testée.

Objectifs

Les pathologies osseuses étudiées sont des maladies génétiques rares. L’objectif du projet est de tester en prénatal et en post-natal un traitement afin de proposer aux patients une prise en charge plus précoce.

Bénéfices attendus

Ce projet préclinique permettra d'envisager un traitement précoce et plus adapté pour ces pathologies.

Procédures

Prélèvement de tissu sur animal vigile (une fois, 5 secondes). Contention pour les injections (maximum 15 fois, une minute). Injections (maximum 15 fois, une minute). Prélèvement sanguin sous anesthésie et analgésie (une fois, 1 minute).

Impact sur les animaux

Le prélèvement à l'oreille provoque une douleur brève. Les injections causent un stress et une douleur légère de courte durée. La contention au moment de l'injection peut aussi provoquer un stress chez les souris. La séparation courte et ponctuelle des souriceaux de la mère pour le geste d'injection peut causer un stress de courte durée.

Devenir

A l’issu du projet les animaux seront mis à mort car nous prélevons les os longs, les vertèbres et le crâne afin d'étudier l'impact du traitement sur le squelette.

Remplacement

L'objectif de ce projet est de tester des molécules thérapeutiques avec un traitement précoce sur l’ensemble du squelette. Aucun modèle in vitro ne peut mimer à ce jour toutes les étapes de développement d’un mammifère dans sa complexité avec les nombreux types cellulaires qui interagissent.

Réduction

Le nombre de souris est réduit à son minimum. Il a été déterminé en accord avec les données de la littérature et d’après notre propre expérience sur le modèle souris.

Raffinement

Les animaux sont maintenus dans un environnement adapté. Les animaux subissant un prélèvement sanguin reçoivent une anesthésie générale. Les animaux sont mis à mort en fin de protocole. Les points limites définis dans le projet seront strictement respectés afin que la douleur soit limitée au minimum. Les animaux présentant des signes de détresse seront immédiatement mis à mort.

Choix des espèces

La souris représente un organisme modèle de choix pour tester un traitement ayant un impact sur le squelette grâce à la similarité de développement et de structure avec l’Homme. Chez la souris, la formation du cartilage débute au stade embryonnaire E14.5 et les anomalies de croissance sont visibles au niveau des os longs et du crâne pendant la période anténatale, il est donc pertinent de commencer un traitement à ce stade de développement pour avoir un impact sur la formation osseuse. La période de traitement s'étend jusqu'à 15 jours après la naissance pour couvrir une longue période de la croissance. Nous disposons de modèles mimant bien les pathologies osseuses étudiées. L'étude de l'impact de la molécule thérapeutique est réalisée en prénatal et post-natal.

292 souris porteuses d'une mutation provoquant une dystrophie musculaire vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Onze gavages quotidiens sous anesthésie légère, jusqu'à 21 tests d'accrochage à une grille, des isolements de trois heures pour collecter l'urine, 48 heures d'isolement pour mesurer les déplacements, trois heures en pléthysmographe, et pour finir une mesure des propriétés contractiles des muscles du mollet de trois à quatre heures sous anesthésie terminale, avant prélèvement du sang total et mise à mort. L'objet est de comparer l'endoxifène au tamoxifène et à la prednisolone à deux âges de la maladie, un essai clinique étant annoncé comme possible dans les trois à cinq ans. Le porteur affirme qu'il s'agit, à sa connaissance, de "la seule approche scientifiquement valide", et écrit par ailleurs que ces souris ont "une maladie très légère pendant l'essentiel de leur vie" du point de vue clinique.

Objectifs

Les myopathies sont des maladies génétiques rares qui touchent les muscles. Les patients sont progressivement paralysés et décèdent prématurément. Aucun traitement efficace n’est disponible à ce jour. Pour développer des traitements avant des essais cliniques, on utilise des souris modèles. Lors d’essais cliniques, le tamoxifène, un médicament connu depuis 40 ans, s’est montré peu efficace. En effet, son efficacité dépend de sa transformation en plusieurs produits dans le foie. Cette étape est variable d’un malade à l’autre. L’endoxifène est le produit final normalement fabriqué dans le foie. Il serait le véritable médicament actif et aurait moins d’effets secondaires que le tamoxifène. On va tester si ce produit final, endoxifène, est efficace contre la myopathie, et est bien toléré. Nous allons évaluer l’endoxifène dans des souris modèles de myopathie et le comparer à deux traitements de référence : le tamoxifène et la prednisolone, le médicament le plus prescrit aux patients myopathes. Nous allons décrire les effets des traitements, seuls ou en combinaison sur les mouvements des animaux, la force musculaire et la composition des muscles.

Bénéfices attendus

Récemment, il a été établi que le tamoxifène est efficace chez des souris, ce qui a donné lieu à un essai clinique chez des garçons atteints de myopathie. Le tamoxifène est bien toléré, les paramètres cliniques se sont améliorés, mais sans atteindre un niveau statistique. Le faible nombre de patients, les fonds limités et des différences dans la capacité de chaque patient à transformer le tamoxifène (peu efficace) en endoxifène (le médicament actif) dans leur foie expliquent probablement les résultats mitigés de l’essai clinique. Nous allons étudier l’endoxifène comme traitement de la myopathie, dans un projet préclinique qui utilisera le moins d’animaux possible. Nous allons déterminer la dose optimale d’endoxifène à 2 âges clés de la maladie chez les souris modèles de myopathie : lorsque la maladie commence, et lorsque la maladie se stabilise et devient chronique. Les effets de l’endoxifène seront comparés à ceux du placébo et de 2 traitements de référence : le tamoxifène et la prednisolone, un médicament couramment prescrit aux myopathes. On étudiera aussi si une combinaison endoxifène + prednisolone est plus efficace que chaque médicament seul. L’étude pourrait conduire à un essai clinique dans les 3-5 prochaines années.

Procédures

Pour la PROCEDURE 1, sur 133 animaux : 11 traitements par gavages quotidiens sous anesthésie légère isoflurane (tranquillisation ; 1 min max) / traitements avec des nourritures supplémentées (pendant 11 jours) / 1 analyse de composition corporelle, non invasive et sans stress (3 min environ) / isolements pour collecte d’urine, 1 à 3 fois si nécessaire (3h max par séance) / 1 injection d’anesthésique réalisée sous anesthésie légère isoflurane (environ 1 min) / collecte de 2 gouttes sang sous 3 des anesthésies mentionnées (environ 1 min) / chirurgie pour prélèvement de sang total (3 min max.) suivi de mise à mort. Pour la PROCEDURE 2A, sur 123 animaux : 21 tests d’accrochage à une grille : 8 entrainements 2 fois par semaines pendant 4 semaines, + 13 mesures expérimentales hebdomadaires (20 min max par séance) / traitements par des nourritures supplémentées (13 semaines) / 2 analyses de composition corporelle, non invasive et sans stress (3 min environ par séance) / 3 isolements pour mesure de la récupération après tests d’accrochage à la grille (20 min environ par séance) / isolements pour collecte d’urine, 2 à 4 fois si nécessaire (3h max par séance) / 1 isolement dans une cage contenant seulement de la litière (peu de stress) pour la mesure des déplacements de la souris (48h) / 1 isolement dans un pléthysmographe pour mesurer les propriétés respiratoires (3h max) / 1 injection d’anesthésique réalisée sous anesthésie légère isoflurane (environ 1 min) / collecte de 2 gouttes sang sous 3 des anesthésies mentionnées (environ 1 min) / sous anesthésie-analgésie terminale : mesure de la perfusion musculaire, mesure des propriétés contractiles des muscles du mollet (procédure de 3-4h), chirurgie pour prélèvement de sang total (3 min max.) suivi de mise à mort. La PROCEDURE 2B, sur 36 animaux, est semblable à la PROCEDURE 2A, sauf : les 13 tests d’accrochage à la grille qui sont remplacés par 1 injection de colorant 24h avant mise à mort.

Impact sur les animaux

La classe de sévérité des animaux passe lentement de normal à la naissance à léger à 6 mois environ, l’âge maximum pour ce projet. Chez les souris myopathes, les contentions fermes pour les prises de sang à la queue et les injections peuvent causer une augmentation des marqueurs de lésions musculaires dans le sang. Malgré l’acclimatation et les mesures prises, certains tests réalisés et les isolements pendant 3-48h pour les collectes d’urine et pour mesurer les déplacements peuvent causer un stress léger aux animaux. Les médicaments testés peuvent ralentir la progression de la maladie, en partie via une adaptation de la composition en fibres musculaires, qui peut se traduire par une légère perte de poids (muscles plus oxydatifs, comme chez les cyclistes ou les marathoniens).

Devenir

A la fin du projet, tous les animaux sont mis à mort pour récupérer des organes et faire des analyses post-mortem.

Remplacement

Les cultures de cellules musculaires ne peuvent pas répondre aux questions que nous nous posons sur les maladies qui touchent le maintien du muscle mature. En effet, les cultures de cellules musculaires permettent de reproduire le développement initial du muscle (par exemple lors du développement embryonnaire), mais elles restent trop immatures pour servir de modèles aux maladies qui touchent le muscle des patients après la naissance. En l’absence de méthodes alternatives non-animales, nous sommes contraints d’utiliser des animaux vivants pour atteindre les objectifs du projet. A notre connaissance, il s’agit de la seule approche scientifiquement valide pour augmenter nos connaissances et pour obtenir des données précliniques pertinentes susceptibles de permettre une transition vers des essais cliniques chez l’Homme pour traiter des maladies neuromusculaires à ce jour toujours fatales.

Réduction

Nous nous sommes basés sur notre expérience et sur les données publiées dans la littérature scientifique. Nous avons réalisé des calculs de puissance statistique afin de déterminer le nombre minimal d’animaux qu’il est nécessaire d’utiliser pour collecter des données scientifiquement pertinentes et suffisamment robustes. Les groupes contrôle contiennent moins d’animaux sains parce qu’ils ont moins de variabilité que les groupes d’animaux myopathes. Il n’est pas possible de réutiliser les tissus d’études antérieures car les muscles utilisés pour les analyses post-mortem sont de très petite taille et les nombreuses analyses à effectuer consomment le matériel biologique. Par ailleurs les différences dans les conditions d’hébergement d’une institution à une autre, le type de nourriture utilisée, interdisent d’utiliser des données précédentes pour épargner un groupe d’animaux dans ce projet.

Raffinement

Des points limites prédictifs et précoces sont mis en place pour mettre en évidence tout problème ou anomalie chez nos animaux et prendre les mesures pour limiter leur douleur, souffrance ou angoisse. Les agents pharmacologiques sélectionnés sont sans danger pour les animaux : le tamoxifène et la prednisolone sont utilisées depuis des décennies chez l’homme et ont été évalués précédemment chez les souris dystrophiques. Des études réalisées avec l’endoxifène montrent qu’il est bien toléré à des doses élevées chez les souris saines. Il est en cours d’évaluation clinique contre le cancer du sein et est bien toléré chez les patientes (moins d’effets secondaires chez les femmes que le tamoxifène). Il n’y a aucune alerte concernant un risque chez les souris. Nous avons sélectionné les procédures expérimentales de sorte à minimiser les risques d’interférence avec la fonction et la structure du muscle tout en optimisant le bien-être des animaux. Les interventions et tests fonctionnels sur l’animal vigile (pour mesurer la résistance à la fatigue musculaire, l’activité locomotrice, la fonction respiratoire, la composition corporelle) sont peu ou pas invasifs ou traumatisants. Les prises de sang, les gavages, les injections et les mesures de contraction musculaire isométrique se pratiquent sur l’animal tranquillisé ou profondément anesthésié selon ce qui convient le mieux. La plupart des procédures employées respectent des Standard Operating Procedures élaborées par le consortium TREAT-NMD, afin que les données collectées puissent être comparées aux données obtenues précédemment ou dans d’autres laboratoires.

Choix des espèces

Les souris dystrophiques utilisées ici sont une référence pour étudier les mécanismes de la myopathie et évaluer les approches thérapeutiques pour cette maladie fatale. Certains aspects (par exemple les défauts de structure des muscles) représentent bien la maladie humaine. Cependant, d’un point de vue clinique (perte de fonction musculaire), ces souris ont une maladie très légère pendant l’essentiel de leur vie. La connaissance du génome de la souris et la multitude de mutants disponibles rend cette espèce particulièrement adaptée pour combiner des facteurs génétiques impliqués dans les maladies rares. Le projet porte sur des souris à 2 âges clés de la dystrophie musculaire : Pour certains animaux, les traitements commencent 10 jours avant le sevrage et s’achèvent 10 jours après le sevrage, vers l’âge de 5 semaines (35 jours). Cela permet de déterminer si les traitements retardent l’apparition de la maladie chez les individus immatures, équivalent des jeunes enfants au début de la maladie. Pour d’autres animaux, le projet porte sur des jeunes adultes entre 3 et 6 mois. Cette période de 3 mois correspond au début de la phase chronique de la maladie, pendant laquelle la myopathie progresse lentement, comme chez l’Homme. C’est la période appropriée pour étudier la mise en place de mécanismes d’adaptation du muscle à la maladie et la réponse des traitements sur le moyen-terme.