Procédures modérées

L'automutilation, les vocalisations ou l'agression des petits par la mère déclenchent l'arrêt du protocole et la mise à mort. 806 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Dès les vingt-quatre premières heures de vie, les ratons passent quatorze jours en atmosphère hyperoxique pour reproduire l'hypertension pulmonaire des grands prématurés, leurs mères échangées tous les jours pour épargner à elles seules la toxicité de l'oxygène, avant des échographies cardiaques, des mesures de pression et une pléthysmographie invasive sous anesthésie. Le porteur justifie la cotation modérée par le fait que les animaux ne seront pas soumis à l'effort, seule situation où la gêne respiratoire s'exacerbe selon lui.

Objectifs

La dysplasie broncho-pulmonaire (DBP) est la principale complication liée à la grande prématurité. La DBP peut se compliquer d’une hypertension pulmonaire (HTP-DBP) responsable d’une mortalité importante dans les 2 ans suivant le diagnostic, par défaillance cardiaque droite. Par ailleurs, les altérations pathophysiologiques présentes pendant la période néonatale persistent dans le temps chez les grands prématurés survivants, augmentant leur risque de développer des maladies respiratoires et cardiovasculaires sévères à l’adolescence et à l’âge adulte. Les mécanismes physiopathologiques à l’origine de l’HTP-DBP sont encore méconnus et il n’existe, à l’heure actuelle, aucun traitement préventif ni curatif de cette maladie. La recherche est donc très active dans l’identification de nouvelles cibles afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Pour cela, des modèles animaux pertinents sont indispensables. Ainsi, dans ce projet, nous utiliserons un modèle animal (rats) d’HTP-DBP expérimentale induite par hyperoxie, classiquement décrits dans la littérature et utilisés au laboratoire de façon à pouvoir s’appuyer sur de nombreuses données déjà acquises. Ces modèles animaux sont les modèles qui reproduisent le mieux la pathologie humaine. Dans ces modèles, nous étudierons de manière longitudinale, l’évolution des altérations pathophysiologiques de l’HTP-DBP à différents âges (J15 etJ60 chez les animaux, ce qui correspond chez l’humain à la période de l’enfance (

Bénéfices attendus

Cette étude permettra de mettre en évidence l’effet thérapeutique de deux molécules pharmacologiques ciblant cible thérapeutique. L’efficacité de traitements préventifs versus curatifs sera comparée ainsi que d’éventuels effets secondaires. Si les études sont positives, des études cliniques pourront être envisagées à plus long terme avec un rapport bénéfice- risque minimum pour les patients.

Procédures

Un groupe sera exposé à l’air ambiant (groupe contrôle) et un 2ème groupe sera maintenu en hyperoxie dans les 24h suivant la naissance, pour une durée de 14 jours (J). Un échange des mères entre les groupes sera effectué toutes les 24h, afin d’éviter l’effet toxique lié à l’oxygène chez ces mères. Des substances pharmacologiques dirigées vers la cible thérapeutique seront injectées soit en intranasal soit en intrapéritonéal pour le protocole préventif et pour le protocole curatif. Après 14 jours, une partie des ratons sera anesthésiée afin de réaliser des échographies cardiaques (10 minutes/animal), des mesures de pressions cardiaques (10-15 minutes/animal) et des mesures de la fonction respiratoire par pléthysmographie invasive (5-10 minutes/animal) pour diagnostiquer la présence d’une HTP-DBP et en évaluer la sévérité. Tous les animaux auront ces différentes mesures avant l’extraction du tissu. Les animaux seront euthanasiés pour l’extraction du tissu. Des prélèvements de sang pourront être effectués sur certains animaux juste après l’euthanasie et avant de récupérer le tissu. L’échographie, les mesures hémodynamiques et les mesures de fonction respiratoire permettront également d’évaluer l’efficacité des traitements thérapeutiques. L’autre partie des animaux sera placée en normoxie seule, en présence d’une mère allaitante jusqu’au sevrage puis en condition d’hébergement classique jusqu’à l’âge de 60 jours. Durant cette période, les animaux auront une échographie cardiaque sous anesthésie générale aux différents temps d’évaluation, y compris ceux qui poursuivent le protocole jusqu’à J60. Ainsi, les animaux explorés à J60 auront au total 2 échographies cardiaques durant le protocole. A l’issue du protocole, les animaux seront anesthésiés afin de réaliser des échographies cardiaques, des mesures de pressions cardiaques, des mesures de la fonction respiratoire et des prélèvements de sang.

Impact sur les animaux

L’HTP-DBP n’induit pas de souffrances élevées mais plutôt une gêne respiratoire exacerbée lors d’un effort. Etant donné que les animaux ne seront pas soumis à l’effort, la souffrance est considérée comme modérée dans ce type de protocole d’induction d’une maladie. Nous avons une grande expérience du suivi notamment respiratoire des animaux sous des atmosphères en oxygène variées au laboratoire et nous serons particulièrement attentifs aux points limites qui constitueront un arrêt des protocoles. Bien qu’il n’y ait pas de perte de poids, il y a une prise de poids moindre lors de la survenue de l’HTP-DBP chez les animaux. Les points d’injection des substances et/ou solvants à tester peuvent développer une inflammation locale. Ils seront donc contrôlés. Etant donné que les substances pharmacologiques sont déjà utilisées en clinique, on ne s’attend pas à l’observation d’effets secondaires importants. Globalement, les nuisances suivantes seront surveillées par les expérimentateurs ou les animaliers : Anesthésies répétées Concentrations potentiellement toxiques en oxygènes Points d’injections à répétition Prise de poids ralentie.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés de façon à récupérer les tissus pour faire diverses analyses.

Remplacement

Il est indispensable de mieux comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires mis en jeu dans cette maladie afin d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques, et seules des expérimentations in vivo chez l’animal pourront permettre d’atteindre ce but. Il est très difficile d’obtenir du tissu de patient souffrant d’HTP-DBP mais des études pourront être réalisées sur des cellules de poumons humains fœtaux en culture, exposées ou non à l’hyperoxie. Ce remplacement du modèle animal par un modèle in vitro permettra d’élucider certains mécanismes intracellulaires sans utiliser d’animaux. Les cellules en culture nous apportent des informations qui doivent être vérifiées in/ex vivo ou in vitro sur des cellules ou des tissus fraichement isolés car le phénotype des cellules change avec les conditions de culture. Par ailleurs, cette pathologie implique plusieurs organes et plusieurs types cellulaires pulmonaires qui interagissent entre eux et seul l’animal entier permet les interactions entre ces différents organes et cellules.

Réduction

Pour limiter le nombre d'animaux, une partie des utilisateurs utilisera le poumon droit et l’autre partie le poumon gauche, une planification des expériences sera établie pour optimiser au mieux les techniques réalisées sur chaque animal et enfin des études seront réalisées sur des cellules d’artères pulmonaires humaines fœtales en culture exposées à l’hyperoxie in vitro pour simuler l’HTP-DBP. Quatre chercheurs/enseignant-chercheurs statutaires (et leurs étudiants) travaillent sur le modèle de ratons HTP-DBP donc l’utilisation des animaux contrôles pourra être optimisée en concertation avec tous les utilisateurs lors de nos réunions d’équipe hebdomadaires afin d’utiliser tous les tissus disponibles. Des précautions seront prises pour éviter les biais expérimentaux (travail en aveugle, partage des tissus et/ou cellules issues de ces tissus). Nous avons besoin de 6 lots différents par condition car les expériences doivent être réalisées sur différentes lots et nos expériences nécessitent de conditionner les poumons différemment, de plus étant donné la petite taille des poumons, nous avons besoin de plusieurs poumons pour réaliser toutes les expériences avec un nombre d’expériences entre 6 et 9 en fonction des expériences. L’estimation du nombre d’animaux est basée sur les analyses des études préalablement menées au laboratoire et en accord avec les données de la bibliographie. Le nombre d’animaux sera ensuite réduit si les résultats obtenus sont statistiquement significatifs (ou résolument non significatifs) avant la fin de la totalité des séries prévues.

Raffinement

Selon la condition, 12 ratons et 1 rate seront placés soit dans l’enceinte à hyperoxie soit dans une cage classique. L’enceinte à hyperoxie et la cage classique contiendront une couche de litière suffisante pour absorber l’humidité, des éléments de nidification (coton, papier kraft) et du matériel d’enrichissement (un tunnel rouge et buchettes de bois). L’accès à l’eau et la nourriture sera ad libitum. Les paramètres ambiants (hygrométrie, température) seront contrôlés quotidiennement par les expérimentateurs ou les animaliers et conservés sur un registre. Un cycle jour/nuit de 12h sera également appliqué. Les signes cliniques de souffrance seront surveillés quotidiennement. Différents paramètres physiologiques (courbe de poids, piloérection, détresse respiratoire) seront surveillés. Un arrêt de la courbe de croissance ou une baisse de poids corporel prolongé dans le temps et non réversible, un comportement anormal des animaux (vocalisation, comportement malveillant vis-à-vis des bébés, automutilation) ou des signes de détresse respiratoire conduiraient à un arrêt du protocole et à la mise à mort de l’animal. L’enceinte d’hyperoxie sera ouverte tous les jours pour l’échange des mères. A cette occasion, les animaux seront observés et seront pesés tous les deux jours. En cas de détection de signe de douleur, dans un premier temps, une administration d’antalgique sera réalisée. En cas de souffrance ou de détresse persistante une procédure d’euthanasie sera mise en œuvre. Une grille de scoring pour le suivi des animaux sera mise en place pour chaque animal. L’ensemble des expérimentations in vivo sera réalisé sous anesthésie générale. Pour les mesures hémodynamiques, un tapis chauffant sera utilisé pour préserver la température corporelle constante durant toute la procédure. Le degré d’anesthésie sera vérifié par l’absence de réflexe palpébral et/ou de retrait de la patte au pincement. Des modifications des paramètres physiologiques et notamment la fréquence cardiaque indiquant une souffrance ou une détresse de l’animal conduiraient à une procédure d’euthanasie.

Choix des espèces

Le rat est une espèce classiquement utilisée pour le développement de modèles d’HTP-DBP. De plus, le laboratoire utilise ces espèces depuis plusieurs années, et dispose donc de nombreuses données sur lesquelles s’appuie le présent projet. De plus, le rat est particulièrement adapté pour modéliser la DBP car au moment de la naissance leurs poumons sont au stade de développement pulmonaire qui correspond au stade de maturation des poumons de nouveau-nés grands prématurés humains et les expérimentations pourront être menées chez des rats nés à terme et ne nécessiteront pas d’induire une naissance prématurée de ces animaux.

30 miniporcs adultes vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un cathéter est glissé dans leur canal rachidien lombaire et relié à un boîtier fixé sur la douzième côte, lors d'une opération de deux heures, puis retiré par une seconde chirurgie après un suivi pouvant aller jusqu'à douze mois. Il s'agit de vérifier qu'un sécrétome plaquettaire humain, injecté directement dans le liquide céphalorachidien, peut être administré sans toxicité avant tout essai chez des malades de sclérose latérale amyotrophique. Le porteur attribue à ce produit une "immense activité neuroprotectrice" dans de nombreux modèles expérimentaux, et annonce comme retombée à court terme des publications scientifiques.

Objectifs

La SLA est une maladie neurodégénérative des neurones moteurs qui entraîne une paralysie progressive conduisant irrémédiablement au décès avec une médiane de trois ans. Nous ne disposons d’aucun traitement permettant d’améliorer de manière satisfaisante l’espérance de vie. Ainsi, nous avons développé une biothérapie à partir de plaquettes sanguines de sujets sains qui a démontré une immense activité neuroprotectrice dans de très nombreux modèles expérimentaux. Il s’agit d’un sécrétome plaquettaire qui est dépourvu de membrane plasmique et qui n’entraine donc aucune réaction contre l’hôte (l’administration de sécrétome plaquettaire humain peut être réalisée dans n’importe quelle espèce (humain, rat, souris, singe, porc, …)). Cependant, il ne passe pas la barrière digestive ni la barrière hématoencéphalique. Il nécessite donc une administration directe au niveau du système nerveux central. L’administration intrathécale permet la meilleure biodistribution au niveau du système nerveux central, et notamment de la corne antérieure de la moelle épinière, particulièrement atteinte dans la sclérose latérale amyotrophique. Avant de débuter l’essai thérapeutique, il est essentiel de valider la faisabilité et l’absence de toxicité dans des conditions les plus proches de l’humain. Le modèle de miniporc permet d’utiliser le même matériel que chez l’humain, ce qui n’est pas possible pour les animaux plus petits. Nous espérons améliorer de manière majeure l’espérance et la qualité de vie des personnes atteintes de SLA et ainsi insuffler un espoir thérapeutique pour une maladie mortelle actuellement incurable.Le projet vise à confirmer la sécurité et la tolérance du dispositif médical (DM) ainsi que la procédure d’implantation chez le miniporc, le bon fonctionnement du matériel implanté dans des conditions similaires à l’humain et la sécurité et la tolérance de la biothérapie chez le miniporc. L’utilisation de miniporcs est extrêmement intéressante afin d’obtenir une meilleure transposition des résultats chez l’homme , notamment sa taille et son espace au niveau du canal rachidien qui en fait un bon candidat pour cette étude.

Bénéfices attendus

A court et moyen termes, ce projet aboutira à plusieurs publications scientifiques internationales. A moyen et long termes, cette étude aboutira à la mise au point d'un sécrétome plaquettaire injectable par voie intrathécale pour ralentir l’évolution de la SLA.

Procédures

Tous les animaux de l'étude seront soumis à une procédure chirurgicale pour la mise en place du dispositif médical et une procédure chirurgicale finale afin d'extraire et d'étudier l'implant et son impact sur l'individu. Pour le miniporc, la chirurgie se tiendra sur une durée estimée de 2 heures maximum.

Impact sur les animaux

Chez le miniporc, les effets indésirables post-opératoires peuvent inclure une douleur ou un hématome au niveau lombaire où pénètre le cathéter intrathécal, de la paroi dorsale et sous-costal (le long du trajet du cathéter), ou au niveau du port qui sera fixé au niveau costal latérale (12ème côte). Une sensation de corps étranger ou une gêne locale liée au cathéter et au port est possible. Plus rarement, des infections superficielles des plaies ou une infection du dispositif peuvent survenir. A noter que la chirurgie se tiendra sur une durée estimée de 2 heures maximum. Les animaux seront suivis au maximum durant 12 mois

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure car les prélèvements de biopsies ne sont pas compatibles avec la survie de l'animal

Remplacement

Dans le cadre de ce projet, l’utilisation d’animaux est strictement limitée à cette étude où aucun modèle alternatif ne permettrait de répondre aux questions scientifiques posées. En amont, de nombreux tests in vitro sur neurones en culture et des expérimentations in vivo sur souris ont été réalisée afin de valider la pertinence et la sécurité de l’approche, réduisant ainsi le nombre d’expérimentations sur le miniporc nécessaires. Cependant, malgré ces efforts, le remplacement total des modèles animaux demeure actuellement difficile. Les interactions complexes entre le dispositif, le traitement et l’environnement biologique ne peuvent être entièrement reproduites par des modèles in vitro ou par des approches alternatives comme les organoïdes ou les simulations informatiques. Les études sur des modèles animaux sont donc indispensables pour évaluer la faisabilité et la tolérance de l’approche dans un organisme vivant, en tenant compte des paramètres neurologiques.

Réduction

Le protocole expérimental est conçu pour minimiser le nombre d’animaux utilisés. Les études seront rationalisées en intégrant plusieurs objectifs dans un même protocole. De plus, les observations seront effectuées en combinant différentes analyses afin d’exploiter chaque modèle au maximum de sa pertinence scientifique, réduisant ainsi le besoin de nouveaux groupes expérimentaux. 24 miniporcs sont prévus dans ce projet avec potentiellement 6 miniporcs supplémentaires en cas de problèmes lors des 3 études préliminaires soit 30 miniporcs au final maximum. Nous avons estimé qu’il s’agit du nombre minimal car en dessous de 4 animaux par sous-groupe de sexe aucune conclusion ne peut être tirée. Ce nombre est très classique pour les études de toxicologie sur les grands animaux comme chez le primate non humain. L’analyse est donc principalement descriptive en termes de surveillance clinique (effets indésirables) et en termes d’analyse histologique (pas d’altération des tissus : pas d’inflammation et pas de prolifération cellulaire notamment au niveau des racines rachidiennes). Il est attendu aucune anomalie pour la dose de 3,45 mL. Une dose supérieure est réalisée pour confirmer le seuil de tolérance et aider à l’interprétation d’éventuelles anomalies.

Raffinement

Afin d’optimiser le bien-être animal, des mesures de raffinement rigoureuses seront appliquées. Les conditions d’hébergement respecteront les normes réglementaires : logement individuel, cycle lumineux de 12 h et enrichissement adapté. Les miniporcs bénéficieront de balles, de Kongs garnis de bouillie, de luzerne et de friandises. Les procédures seront réalisées dans des salles dédiées, distinctes des espaces d’hébergement. Une prise en charge analgésique optimale sera assurée : Fentanyl transdermique (patch Durogésic jusqu’à 1 µg/kg/h, efficacité 3 jours), Buprénorphine (0,5 mL/10 kg IM toutes les 8h), Méloxicam (1 mL/10 kg IM, anti-inflammatoire). Les soins seront réalisés sous avis vétérinaire en cas de complications (infection des cathéters…). Un suivi quotidien, voire pluriquotidien, garantira une évaluation rigoureuse. L’échelle visuelle CNRS VetAgroSup aidera à ajuster les traitements antalgiques. Les critères de retrait immédiat incluront : Douleurs sévères non soulagées sous morphiniques (12 h), Perte de poids excessive (≥20 % chez le miniporc), Infections résistantes après 48h, Prostration, absence de réaction ou escarres. En cas d’infection locale, une réintervention sous anesthésie sera réalisée avec parage chirurgical et rinçage antiseptique. L’analgésie au fentanyl pourra être renforcée. Une infection généralisée nécessitera une antibiothérapie adaptée (amoxicilline/acide clavulanique, oxytétracycline, sulfamides/triméthoprime). Un antiémétique (métoclopramide) sera administré si besoin. Une phase d’adaptation de 10 jours précédera toute expérimentation. Un suivi minutieux de la cicatrisation assurera un rétablissement optimal, garantissant des conditions expérimentales rigoureuses et éthiques. Afin de limiter le risque, 3 animaux seront d’abord traités puis le reste des animaux seront inclus, ces 3 premiers miniporcs seront conservés dans l’étude principale si aucun effet secondaire n'est constaté durant l'étude préliminaire.

Choix des espèces

Il n’existe actuellement aucun modèle in vitro permettant d’éviter le recours aux animaux pour ce projet. Les essais in vivo sont menés sur des espèces décrites dans la littérature. Dans un premier temps, nous avons utilisé des rongeurs pour répondre aux principales questions d’efficacité et de sécurité. La faisabilité de l’implantation, du retrait et de la tolérance doit donc nécessairement être validée chez le miniporc. En effet, la transposition des résultats obtenus chez les rongeurs à l’homme est limitée par leurs différences anatomiques et physiologiques, tandis que le miniporc présente de nombreuses similarités avec l’humain et constitue un modèle bien établi. Contrairement aux miniporcs juvéniles, dont le métabolisme et la croissance rapide peuvent biaiser les résultats, l’utilisation de miniporcs adultes permet d’obtenir des données plus transposables à l’Homme. Nous utiliserons des miniporcs adultes de 20 kg à 30 kg.

Cinquante-six xénopes arrivent dans ce projet en ayant déjà subi une ou deux laparotomies lors d'un projet précédent. 80 femelles adultes au total vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, 58 tuées à l'issue et 22 transférées vers un projet suivant. Chacune peut être ouverte au ventre jusqu'à six fois, sous anesthésie et à un an d'intervalle, pour prélever ses ovocytes, avec à chaque fois une douleur post-opératoire de vingt-quatre heures, une semaine d'isolement le temps de la cicatrisation et un risque d'infection des sutures. Le porteur affirme que la modélisation informatique rend mal compte de la membrane cellulaire et qu'il est "indispensable" de travailler sur cellules vivantes, tout en reconnaissant utiliser aussi des lignées cellulaires, moins robustes selon lui.

Objectifs

Les neurones, cellules du cerveau, communiquent entre eux par le biais de protéines appelées récepteurs. Ces récepteurs jouent un rôle central dans les processus tels que l’apprentissage et de la mémoire. La dysfonction de ces récepteurs est impliquée dans de nombreuses maladies neurologiques et psychiatriques (épilepsie, retard mental, autisme, schizophrénie). Il est donc important de comprendre comment ces récepteurs changent de forme pour s’activer et se désactiver, et comment ces mouvements sont affectés par des petites molécules appelées modulateurs. La compréhension de ces mécanismes est en effet une étape cruciale pour la conception de médicaments ciblant les maladies neurologiques et psychiatriques avec une meilleure efficacité et moins d’effets secondaires. De telles études requièrent l’utilisation de modèles cellulaires in vitro, permettant la caractérisation des récepteurs en conditions contrôlées, mais dans un environnement proche de leur environnement natif. Le projet consiste à utiliser les ovocytes de Xénope comme modèle cellulaire in vitro pour étudier les propriétés moléculaires et pharmacologiques d’une famille de récepteurs du cerveau. De par leur grand nombre, leur grande taille, leur robustesse et leur grande capacité à synthétiser des protéines membranaires, les ovocytes de Xénope sont en effet un modèle très puissant pour l’étude des récepteurs du cerveau. Ce projet devrait permettre des avancées scientifiques sur le fonctionnement de ces récepteurs, ainsi que sur la mise au point de nouveaux agents d’intérêt thérapeutique en neurologie et psychiatrie.

Bénéfices attendus

Les troubles anxieux sont des troubles psychiatriques très répandus qui constituent une préoccupation croissante pour la santé publique mondiale. Une grande majorité de ces troubles s’expliquent par un mauvais fonctionnement des récepteurs neuronaux. Actuellement, un grand nombre de molécules développées pour cibler ces récepteurs échouent en phase clinique à cause d’effets indésirables (somnolence, problèmes de mémoire, hallucinations, toxicité). Une meilleure compréhension des mécanismes induisant un mauvais fonctionnement de ces récepteurs, ainsi que de l’influence de l’environnement chimique de ces récepteurs sur leur fonctionnement permettrait d’améliorer l’efficacité des traitements et limiter les effets secondaires. En outre, ce projet permettra le développement de nouvelles molécules à visée thérapeutique ciblant les récepteurs du cerveau.

Procédures

Les animaux seront soumis à une chirurgie abdominale pour prélèvement d’ovocyte sous anesthésie générale d’une durée d’environ 30 minutes. A la suite de cette procédure, les animaux seront hébergés individuellement durant 7 jours afin de contrôler la bonne récupération/cicatrisation. Cet acte pourra être réalisé au maximum 6 fois par animal avec une période de repos d’au moins une année entre deux actes.

Impact sur les animaux

Nous anticipons les nuisances suivantes sur les xénopes : (i) Hypothermie durant la période d’anesthésie ; (ii) Douleur post-opératoire dans les 24h suivant la laparotomie ; (iii) Inconfort (tiraillements) lié à la cicatrisation de la plaie pour une durée d’environ 7 jours post-chirurgie ; (iv) Dans de très rares cas, éventuelle infection des points de suture ; (v) Léger stress et inconfort lié à la manipulation lors des transferts de l’animal entre les bacs d’hébergement et les bacs d’expérimentation ; (vi) Léger stress lié à l’hébergement individuel post-chirurgie, le temps que la plaie cicatrise.

Devenir

58 animaux seront euthanasiés à l’issue du nombre maximal d’interventions chirurgicales fixé ou avant si leur état de santé ou la taille de leurs sacs ovariens ne permet pas d’atteindre ce nombre. 22 animaux n’auront pas le nombre maximal de chirurgies à la fin du projet et seront donc utilisés dans un projet ultérieur dans le cadre d’une utilisation continue.

Remplacement

Des expériences de modélisation moléculaire in silico seront réalisées pour prédire certaines propriétés moléculaires des récepteurs du cerveau ainsi que les modes de liaisons des composés pharmacologiques s’y liant. Ceci permettra de limiter le nombre d’expériences à réaliser sur les ovocytes de Xénope. Les études in silico ne prennent néanmoins pas en compte la complexité du milieu biologique. En particulier, elles prennent mal en compte la complexité de la membrane cellulaire dans laquelle les récepteurs sont intégrés, et qui joue un rôle fondamental dans le fonctionnement des récepteurs du cerveau. Il est donc indispensable de réaliser des études sur des cellules vivantes pour pouvoir étudier les récepteurs dans un environnement proche de leur environnement natif. Lorsque cela est possible, nous réaliserons aussi des expériences sur lignées de cellules in vitro. Cependant, nous avons constaté au laboratoire que nos récepteurs d’intérêt étaient beaucoup moins toxiques pour les ovocytes de xénopes que pour les lignées cellulaires. Le système ovocyte de Xénope permet donc d’obtenir dans notre cas une meilleure robustesse statistique et une meilleure reproductibilité des résultats scientifiques. En outre, du fait que chaque animal possède un grand nombre d’ovocytes, le modèle xénope implique l’utilisation d’un faible nombre d’animaux pour obtenir la quantité d’ovocytes nécessaires aux expériences.

Réduction

Les sacs ovariens récupérés lors des laparotomies seront divisés en plusieurs lots, conservés à 4 degrés et traités en fonction des besoins pour augmenter la durée de vie des ovocytes. A l’issue du traitement des sacs ovariens, plusieurs centaines d’ovocytes sont récupérés et mutualisés pour les différents projets scientifiques de l’équipe. Ces procédures permettent de limiter la fréquence des interventions. Nous estimons avoir besoin de faire 52 laparotomies par an (1 par semaine), soit 260 laparotomies sur toute la durée du projet. Cette fréquence des laparotomies a été établie sur la base de notre utilisation d’ovocytes au cours des dernières années : nous utilisons les ovocytes de xénopes en continu toute l’année et la durée de survie des ovocytes extraits est d’environ 7 jours. En considérant 56 animaux en utilisation continue depuis un projet précédent ayant subi 1 ou 2 laparotomies et un pourcentage d’animaux dont la procédure s’arrête avant le nombre maximal de laparotomies, nous estimons que le nombre d’animaux utilisés pour ce projet est de 80: 22 animaux resteront en utilisation continue pour un futur projet avec le même projet scientifique et impliquant la même procédure.

Raffinement

Hébergement : Les xénopes sont maintenus en groupes d’individus dans une pièce dont la luminosité et la température sont contrôlées. Les animaux sont hébergés dans un système de recirculation d’eau dont les paramètres de l’eau sont constamment surveillés et ajustés si nécessaire. L’état des animaux (appétit, mobilité, aspect général, état de la peau) est surveillé quotidiennement. Des tubes en plastique servant de cachettes sont mis dans les bacs comme enrichissement de leur milieu de vie. Les animaux sont nourris 3x par semaine avec des granulés pour truite et amphibiens et du cœur de bœuf. Tout animal présentant une altération de son état général est hébergé individuellement dans un bac d’eau saline, hors du système de recirculation pour éviter toute contamination aux autres animaux. Il est traité le cas échéant selon les recommandations du vétérinaire référent, et remis avec ses congénères lorsque son état s’est amélioré. Durant cette période l’état général des animaux hébergés dans le même bac que l’animal malade est surveillé étroitement. Procédure : L’anesthésique utilisé a un effet analgésique, permettant son utilisation unique durant la procédure de chirurgie. D’après nos observations, les xénopes présentent une mobilité normale dès leur réveil sans perte d’appétit ni altération de leur état général dans les jours qui suivent la chirurgie, suggérant une douleur post-opératoire limitée. Un analgésique sera néanmoins appliqué en cas de signes de douleurs post-opératoires. Des mesures non médicamenteuses seront utilisées pour limiter une éventuelle douleur post-opératoire : (i) récupération à l’anesthésie dans un bac avec une faible profondeur d’eau (ne couvrant pas les narines) pour éviter à l’animal de se lever pour respirer; (ii) récupération à l’anesthésie dans une eau saline de concentration proche du milieu interne du xénope, lui permettant de récupérer plus facilement. L’état général du xénope est régulièrement surveillé durant cette période et évalué selon une grille de cotation. Des points limites ont été établis. La taille du groupe de xénopes disponibles dans notre animalerie permet de limiter la fréquence des laparotomies pour chaque animal à une fois par an en moyenne (et maximum 1 fois tous les 6 mois), limitant ainsi les nuisances induites à chaque animal.

Choix des espèces

Le système d’expression en ovocytes de xénopes est très largement utilisé en laboratoire du fait de la grande taille et robustesse des ovocytes facilitant ainsi leur manipulation, et permettant la production de quantité importante de protéines. Le grand nombre d’ovocytes produit par chaque femelle et la robustesse des résultats expérimentaux issus de ce système permettent en outre une grande reproductibilité des expériences tout en utilisant un faible nombre d'animaux. Nous utiliserons des xénopes femelles adultes. Il est nécessaire d’utiliser de tels animaux pour prélever les ovocytes au bon stade de maturation.

Une chirurgie crânienne de quarante ou quatre-vingt-dix minutes, l'injection d'un virus dans le cerveau, puis deux mois d'apprentissage où l'eau n'est accessible que dans le dispositif expérimental : 564 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur range parmi les nuisances la frustration des animaux évacués du dispositif après un temps imposé, de dix secondes à dix minutes selon l'étape. L'objectif est de cartographier le cortex auditif pendant que les souris entendent les vocalises ultrasonores de leurs congénères, présentées comme un possible proto-langage éclairant la dyslexie ou la dysphasie humaines. Le cerveau de chaque animal est prélevé après la mise à mort, et le choix de la souris tient à la maturité des outils d'imagerie calcique et à sa petite taille, qui permet une immobilisation efficace sous le microscope.

Objectifs

Le langage est une fonction cognitive centrale dans le fonctionnement de notre cerveau, qui nous permet de communiquer en société. C’est aussi un élément essentiel de notre vie intérieure et de nos raisonnements. Si l’on connait les aires cérébrales impliquées dans la perception et la reconnaissance du langage chez l’homme, très peu de choses sont connues de l’architecture et du fonctionnement des réseaux de neurones qui les constituent. Quels sont les calculs élémentaires effectués par les cellules de ces réseaux pour identifier les sons spécifiques du langage et les distinguer des autres bruits ? Quels mécanismes au sein de ces assemblées de neurones permettent d’associer ces sons pour percevoir des syllabes, des mots ou des phrases ? Les réponses à ces questions nous permettraient de mieux comprendre l’origine des troubles du langage tels que la dysphasie de compréhension ou la dyslexie. Mais elles nécessiteraient d’être capable d’observer l’activité des cellules à l’échelle individuelles au sein de ces vastes réseaux de plusieurs milliers de neurones pour saisir la logique de leurs circuits. Aucune technique applicable à l’homme ne permet à l’heure actuelle ce type d’observation. Chez la souris en revanche, le développement intense au cours des dernières décennies de nouvelles techniques de microscopie a permis de mesurer l’activité d’ensembles constitués de 1000 à 10 000 cellules simultanément sur l’animal éveillé et en comportement. Les souris émettent elles aussi des vocalises de communication, dans les fréquences ultrasonores, dont la richesse dans différents contextes a été étudiée depuis plus de vingt ans, et qui suggèrent qu’il pourrait s’agir d’un proto-langage. Pourtant, l’existence au sein de leur cortex d’aires spécialisées dans la détection et l’interprétation de ces vocalises sociales reste encore à établir. L’objectif de ce projet consiste à mettre en évidence de telles aires chez la souris et de les imager à l’aide de ces nouvelles approches de microscopie dans un contexte comportemental riche. Il ouvrira ainsi la voie vers une compréhension précise des mécanismes mis en place dans les réseaux de neurones de mammifères pour filtrer et traiter ces sons socialement si importants, et aidera à comprendre à terme l’origine des pathologies du langage chez l’homme.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus du projet relèvent tout d’abord des avancées en neurosciences fondamentales et indirectement pour les applications à la santé humaine. Le projet va permettre de cartographier pour la première fois l’activité des neurones dans le cortex auditif des souris en réponse aux vocalises sociales. Il va permettre d’identifier, si elles existent, des subdivisions au sein du cortex auditif qui pourraient traiter spécifiquement ces vocalises. Dans ces subdivisions, et grâce à la résolution cellulaire de la microscopie infra-rouge, le projet permettra d’identifier les circuits élémentaires qui détectent les caractéristiques telles que la richesse spectrale des vocalises, leurs rythmes saccadés, ou leurs combinaisons au sein de « phrases » élaborées. En offrant l’accès à ces circuits et la possibilité de les manipuler par opto-génétique, le projet ouvre la porte vers une meilleure compréhension des mécanismes d’encodage du langage ou des proto-langages, en contexte normal et pathologique. Du point de vue du développement des méthodes en expérimentation animale, et en particulier des méthodes d’imagerie optique de l’activité cérébrale chez le rongeur en comportement, les bénéfices attendus du projet sont, là aussi, majeurs. L’approche en boîte automatisée s’affranchit des interactions homme-animal, ce qui contribue à réduire le stress engendré chez les animaux (notion de Raffinement dans la règle des 3Rs). Cela contribue aussi à limiter la variabilité des résultats des expériences en éliminant une source importante de variabilité due à l’opérateur humain, et en réduisant le nombre des cohortes nécessaires (notion de Réduction dans la règle des 3Rs). L’entrainement en groupe avec maintien des relations sociales est aussi un facteur de raffinement. Enfin, l’efficacité des protocoles d’entrainement automatisés et collectifs développés dans le projet devrait rapidement les positionner comme méthode de référence chez la souris.

Procédures

Les animaux seront impliqués dans une chirurgie sous anesthésie et analgésie. Deux types de chirurgie, durant 40 minutes pour l’une et 90 minutes pour l’autre seront appliquées, chaque animal n’étant soumis qu’à un seul type de chirurgie. Après récupération, ils suivent un protocole d’apprentissage comportemental. Ce protocole a lieu dans un dispositif connecté à leur cage d’hébergement, dans lequel les animaux peuvent s’engager volontairement aux moments qu’ils choisissent, à la fréquence qui leur convient, et pour des sessions individuelles qui pourront durer de 10 secondes à 10 minutes. Pour une partie des animaux, des mesures d’imagerie sont effectuées pendant certaines sessions comportementales, à l’aide d’un microscope infra-rouge capable d’imager les milieux diffusants. Cumulées sur 24h, ces sessions d’imagerie dureront typiquement 20 minutes. D’autres sessions comportementales seront associées à des interventions optogénétiques susceptibles d’identifier les fonctions cognitives à l’œuvre lors de ces comportements. Ces interventions optogénétiques utilisent un mode « sans contact », uniquement basé sur l’application de lumière sur les animaux. Ces sessions optogénétiques cumulées sur 24h dureront environ 1 minute. Le protocole d’apprentissage, les sessions d’imagerie et d’optogénétique s’étaleront sur une période pouvant aller jusqu’à 2 mois.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables attendus ou envisageables sont les suivants. Stress (estimé faible) lié à l’hébergement, à la manipulation pendant la période précédant le protocole comportemental, à la contrainte d’être maintenu immobile pendant certaines phases du protocole comportemental, à la gêne due à l’implant. Frustration des animaux due à leur évacuation imposée du système comportemental après un temps déterminé (10 sec – 10 min selon les étapes du protocole). Pendant la chirurgie, des évènements rares : anesthésie insuffisante, douleur, écart de température, saignement. En période post-opératoire, des évènements rares : douleur, écart de température, infection, notamment des plaies autour de l’implant, signes neurologiques dus à l’injection de virus. Avant l’anesthésie, des évènements rares : anesthésie insuffisante, douleur.

Devenir

L’euthanasie de tous les animaux dans toutes les procédures est nécessaire afin de permettre le prélèvement du cerveau pour les analyses histologiques post-mortem.

Remplacement

De très nombreux travaux ont été menés en mathématiques et algorithmique pour étudier les caractéristiques sonores de la voix, pour décomposer le langage en briques élémentaires (syllabes, mots, phrases…) et permettre une reconnaissance automatique du langage. Les progrès des approches basées sur l’intelligence artificielle en font aujourd’hui des outils utilisés par un très large public. Cependant l’architecture simplifiée des réseaux de neurones formels sur lesquels reposent ces approches est très éloignée de ce que l’on connait des réseaux de neurones biologiques constitutifs du cortex auditif, beaucoup plus complexes. Une compréhension du fonctionnement des circuits corticaux impliqués dans le traitement du langage et de leurs dysfonctionnents en contextes pathologiques ne peut être obtenue qu’en étudiant des organismes biologiques placés en situation de traitement des signaux vocaux. Il n’est donc pas possible de remplacer pour ce projet l’utilisation de souris en comportement par des systèmes in vitro ou in silico.

Réduction

Deux méthodes mises en œuvre : 1) Automatisation de l’apprentissage : élimination des interactions humaines, sources de variabilité (stress, fluctuations comportementales). Cela permet d’obtenir des résultats robustes avec moins d’animaux. 2) Microscopie à deux photons : mesure de plus de 1000 cellules par animal (dix fois plus qu’en électrophysiologie) permettant un suivi longitudinal des mêmes neurones qui augmente les données exploitables par individu et réduit le nombre d’individus nécessaires au projet. De plus, des analyses effectuées au fur et à mesure de l’obtention des mesures permettront d’ajuster les effectifs en les réduisant au minimum de ce qui s’avèrera nécessaire pour démontrer statistiquement les effets étudiés. Des analyses non paramétriques seront choisies pour leur robustesse statistique. Ainsi, le nombre total d’animaux impliqués dans les trois procédures ne devra pas excéder 564 souris.

Raffinement

Deux méthodes de raffinement principales seront mises en œuvre: 1) Automatisation de l’apprentissage : limitation des interactions homme-animal au minimum, contribuant à réduire le stress qui aurait pu être engendré chez les souris lors des manipulations. 2) Entrainement en groupe : maintenance des relations sociales. Autres mesures de raffinement mises en œuvre : Pour les chirurgies, une médication (anesthésie et analgésie) pré- et post-opératoire et un maintien de la condition d’homéothermie sont assurés. L'ensemble des interventions à pratiquer sur un animal sont regroupées afin de n’y opérer qu’une seule chirurgie. Le suivi post-opératoire est constitué de deux phases, le premier jusqu’au réveil complet de l’animal, le second, les jours suivants pour vérifier que l’animal récupère correctement (activité locomotrice, poids, aspect du pelage, activités sociales). Cette récupération aura lieu en dehors du dispositif de la boîte de comportement et de la cage d’habitation, durera deux semaines et sera effectuée dans des cages de stabulation en portoirs ventilés. Des points limites ont été définis et seront appliqués afin de garantir la minimisation de risque de souffrance des souris les atteignant. L’hébergement, pendant la récupération post-chirurgicale ou pendant l’apprentissage dans le dispositif de comportement, se fera dans des conditions conformes à la réglementation. La température (entre 20 et 24 degrés) et l'hygrométrie seront contrôlées et monitorées, le cycle jour nuit sera automatique (12h/12h). Pendant la phase de récupération, les souris auront un accès ad libitum à l’eau et la nourriture. Pendant la phase d’apprentissage, l’eau ne sera accessible que dans la boîte de comportement et la nourriture sera disponible ad libitum dans la cage d’habitation. Les souris seront hébergées par lots de 10 souris de même sexe. L’hébergement individuel des animaux ne sera mis en place transitoirement qu’en cas de nécessité d’isolement dû à des contraintes zootechniques, par exemple en cas d’agression entre congénères. Les hébergements lors de la récupération et de l’apprentissage auront un milieu enrichi pour la nidification (lanière kraft), la mastication (bâton), et la disponibilité de refuges (hutte). Durant l’apprentissage, une roue d’activité sera disposée dans la cage d’habitation. Pour les animaux en provenance d’un fournisseur extérieur, une période d’acclimatation d’une semaine sera prévue avant leur entrée dans l’une des procédures du projet.

Choix des espèces

La souris est un mammifère, dont l’architecture cérébrale est plus proche de celle de l’homme que celle des modèles aviaires chantants. Comparées aux autres mammifères sociaux vocalisants, comme les marmousets, la souris présente deux avantages. Premièrement c’est une espèce pour laquelle les outils d’imagerie calcique sont matures : les rapporteurs fluorescents d’activité neuronale y sont très optimisés et leur petite taille permet une immobilisation sous le microscope efficace. Deuxièmement la disponibilité de souris transgéniques offre des outils puissants pour identifier la composition des circuits neuronaux en manipulant certains types cellulaires (optogénétique), et comprendre leur rapport structure - fonction. La souris représente donc le meilleur compromis entre proximité avec l’architecture de mammifère du cerveau humain, et adaptation aux méthodes optiques d’enregistrement et de manipulation les plus puissantes. Les souris utilisées seront des souris adultes exclusivement, âgées de 8 semaines au moment des chirurgies et de 9-10 semaines au démarrage de l’apprentissage. Le projet vise à comprendre les mécanismes d'apprentissage de l'adulte, et cherche à cartographier les régions corticales auditives telles qu’elles existent chez l’adulte ayant développé une large gamme de vocalises sociales.

Choisis parce qu'ils sont l'espèce cible du médicament testé, 240 bovins, 240 cochons, 96 chèvres et 96 moutons vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal peut recevoir le produit deux fois par jour pendant sept jours et subir jusqu'à 40 prélèvements sanguins, auxquels s'ajoutent jusqu'à 14 prélèvements de fèces effectués dans le rectum ou à l'anus après stimulation. L'objet reste réglementaire : constituer le dossier d'autorisation de mise sur le marché de médicaments vétérinaires, génériques compris. Le porteur indique que les animaux jugés en bon état après un produit déjà autorisé retourneront au circuit d'élevage ou seront réutilisés ailleurs, que ceux ayant reçu un produit sans autorisation pourront être adoptés sous engagement de ne pas les abattre pour la consommation, et que les autres seront tués.

Objectifs

Les études pharmacocinétiques réalisées chez l'espèce cible du produit à tester permettent de caractériser l'absorption, la distribution, le métabolisme et l'excrétion du ou des principes actifs du produit testé. Ces études sont particulièrement utiles pour établir le régime d'administration (voie d'administration, dose, fréquence et nombre d'administrations, etc.) et à l'adapter à certains paramètres de la population (par exemple l'âge, le stade physiologique ou la maladie). Les études de bioéquivalence ont pour objectif d’obtenir des paramètres pharmacocinétiques permettant la comparaison de les concentrations plasmatiques du ou des principes actifs entre formulations et/ou entre voies d’administration. Lorsqu'il est démontré que le produit testé et le produit de référence sont équivalents sur le plan pharmaceutique et bioéquivalents, ils peuvent être considérés comme équivalents sur le plan thérapeutique. Les études de bioéquivalence sont requises au dossier d’autorisation de mise sur le marché (AMM) des médicaments génériques afin de permettre le rapprochement des données de sécurité et d’efficacité associées à un médicament vétérinaire de référence.

Bénéfices attendus

Les études pharmacocinétiques réalisées chez l'espèce cible sont en règle générale nécessaires au dossier d'AMM des médicaments vétérinaires. L'étude des concentrations plasmatiques permet de déterminer les conditions d'utilisation du produit (doses, fréquence et durée du traitement) chez chaque espèce cible afin d'utiliser les médicaments avec un maximum d'efficacité et de sécurité. Par ailleurs, les études de bioéquivalence permettent de limiter l'utilisation d'animaux puisque les essais de sécurité et d'efficacité ne sont plus nécessaires au dossier d'AMM lorsque le médicament générique a prouvé sa bioéquivalence avec le princeps.

Procédures

Les études de pharmacocinétique et de bioéquivalence impliquent d'administrer à l'animal le produit à tester et/ou un produit de référence. La contention de l'animal sera adaptée à l'espèce et à la voie d'administration. L'administration du produit est réalisée sur animal vigile maintenu en contention. Le nombre maximal d'administrations est de 2 par jour, pouvant se répéter sur un maximum de 7 jours. Les prélèvements de sang et de fèces sont effectués sur animal vigile avec une contention adaptée. Le nombre maximal de prélèvements sanguins sur un même animal est fixé à 40. Les prélèvements de fèces peuvent être répétés jusqu’à 2 fois par jour avec un maximum de 14 prélèvements sur la durée de l'étude. Les prélèvements de lait sont effectués sur le lait collecté lors de la traite quotidienne. Dans la majorité des cas, les prises de sang sont effectuées dans une salle séparée des salles d'hébergement. Quelle que soit l'espèce, la durée de la contention pour l'administration de produits est d'environ 30 secondes, et entre 30 et 60 secondes pour une prise de sang ou une collecte de fèces.

Impact sur les animaux

La seule souffrance attendue correspond à l'administration du produit d'étude et aux prélèvements de sang effectués à intervalles réguliers sur les animaux. La souffrance attendue dépendra du nombre de prélèvements, de leur fréquence, du volume collecté, de l'espèce et du stade physiologique. Dans le cas de prélèvement de lait, la souffrance attendue est nulle puisque les prélèvements sont effectués lors de la traite quotidienne. Les prélèvements de fèces sont faits directement dans le rectum ou à l'anus après stimulation anale au doigt ou avec l'embout d'un thermomètre (pas de douleur attendue). La manipulation des animaux pour les pesées, l'administration des traitements, les prises de sang ou de fecès peuvent induire un stress. La durée de la contention pour les administrations, les prises de sang ou la collecte de feces ou de lait est de moins d'une minute.

Devenir

- Les animaux ayant reçu un produit avec AMM chez l'espèce à la posologie prévue par le fabricant et jugés en bon état général à la fin de la procédure expérimentale par un vétérinaire seront gardés en vie. Ils pourront retourner sur le circuit d'élevage ou éventuellement être réutilisés dans un autre projet. - Les animaux ayant reçus un produit sans AMM chez l'espèce, ou un produit avec AMM chez l'espèce mais à une posologie différente de celle prévue par le fabricant pourront être placés par l'intermédiaire d'une association spécialisée dans la réhabilitation des animaux de laboratoire ou adoptés par des particuliers. Dans les deux cas, le repreneur s'engage à ce que les animaux ne soient pas abattus pour la consommation. - Les animaux ne pouvant pas être replacés dans le circuit d'élevage (parce qu'ils présentent un risque sanitaire) ou ne pouvant pas être ré-utilisés ou ne pouvant pas être adoptés seront euthanasiés en fin de procédure. - Les animaux atteignant les points limites seront euthanasiés dans les plus brefs délais.

Remplacement

L'utilisation de modèles in-vitro, ex-vivo ou de simulations informatiques ne permet pas de répondre aux objectifs du projet. En effet, l'évaluation de la pharmacocinétique ou de la bioéquivalence d'un médicament ne peut être évaluée qu'après administration de celui-ci à des animaux vivants. L'absorption, la distribution, la métabolisation et l'excrétion sont des processus complexes ne pouvant pas être reproduits en globalité par des modèles ex-vivo ou informatiques. Les études de pharmacocinétique ou de bioéquivalence sont nécessaires au dossier de demande d'AMM et doivent être réalisées chez l'espèce cible correspondant aux indications thérapeutiques du produit à tester. Il n'y a donc pas d'alternative à l'utilisation d'animaux.

Réduction

Le nombre d'animaux est généralement fixé par le Donneur d'ordre de l'étude en fonction des données en sa possession (études conduites chez d'autres espèces, études pilotes chez l'espèce cible ou données bibliographiques). En principe, le nombre d'animaux utilisé est calculé de telle sorte que les résultats soient interprétables, en tenant compte de la variabilité biologique individuelle. Il n'y a pas de groupe non-traité dans les études de pharmacocinétiques ou de bioéquivalence.

Raffinement

Les conditions d'hébergement seront adaptées aux besoins physiologiques des animaux et leur permettront d'exprimer le plus possible leur gamme normale de comportements. Sauf indications particulières dans le protocole d'étude, les animaux seront hébergés en groupe d'au moins deux individus. La contention sera réalisée par du personnel expérimenté à l'aide de matériel adapté et visera à minimiser le stress des animaux. Lorsque les conditions le permettent, les animaux seront familiarisés aux procédures expérimentales (administrations, prélèvements, pesées) en amont de l'étude et un système de récompense pourra être mis en place. Le bien-être des animaux sera évalué quotidiennement par le personnel en charge des animaux. Des points-limites adaptés ont été définis afin de limiter et de prendre en charge précocement toute souffrance.

Choix des espèces

Dans le cadre d’essais réglementaires pour la mise sur le marché de médicaments vétérinaires, l’étude doit être menée sur l’espèce cible du médicament à tester. Pour les études de pharmacocinétique, le stade de développement des animaux utilisés doit concorder avec le stade cible d’administration du produit vétérinaire selon la réglementation européenne. Si le produit est destiné à être administré à de jeunes animaux immatures, alors les animaux utilisés devront avoir un âge correspondant à l’âge minimal d’administration visé pour le produit. Sinon, les animaux utilisés sont généralement de jeunes adultes. Pour les études nécessitant des prélèvements de lait, les animaux utilisés seront des femelles en lactation.