Procédures modérées

Des cochons de quatre à cinq mois, pesant 35 à 50 kg, sont choisis pour leur taille, qui permet de les opérer avec les instruments et les voies d'abord employés chez les patients. 40 cochons vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Sous anesthésie générale d'environ deux heures, après injection d'un produit photosensibilisant qui peut brûler la peau exposée à la lumière, ils reçoivent un traitement lumineux qui ferme en partie et pour un temps les vaisseaux autour du pancréas, puis selon les groupes une à quatre séances de contrôle sous anesthésie. Les effets indésirables déclarés se limitent à ceux de l'anesthésie et du réveil. Une chirurgie terminale, à 3, 5 ou 7 jours ou à deux mois, sert à prélever le pancréas et ses vaisseaux, le porteur jugeant que leur retrait en bloc sur des cochons gardés vivants leur "induirait des souffrances inutiles".

Objectifs

Le projet vise à évaluer la sécurité et la performance d’un dispositif d’ablation utilisant la lumière, des vaisseaux qui entourent le pancréas chez le modèle porcin. Certaines formes de cancer peuvent envahir les gros vaisseaux sanguins. Cela rend le retrait de la tumeur techniquement difficile et constitue un problème clinique, en particulier pour les cancers du pancréas. Les cancers hépato-pancréato-biliaires (HPB) sont agressifs et ont tendance à envahir précocement les gros vaisseaux sanguins de la région, ce qui rend la résection avec des marges chirurgicales sans tumeur techniquement difficile, voire impossible. Actuellement, la chirurgie est le seul traitement potentiellement curatif pour les cancers du pancréas (un des plus agressifs). Chaque année, environ 500 000 patients sont diagnostiqués avec un cancer du pancréas dans le monde et 40% des patients ont un cancer du pancréas localement avancé, les rendant inéligibles à la chirurgie curative en raison de l’atteinte vasculaire. Des combinaisons de chimiothérapie systémique et de radiothérapie sont classiquement utilisées pour réduire le stade de la maladie. Les résultats sont encourageants, mais la réduction du stade ne concerne qu’une minorité de patients, au prix de toxicités locales et systémiques. De nouvelles méthodes sont donc mise en place, comme celle de ce projet qui consiste à libérer les vaisseaux de la tumeur à l’aide d’une ablation lumineuse dans la lumière des vaisseaux sanguins préalablement photosensibilisés. Cette technique est possible dans les gros vaisseaux sans qu’elle ne provoque leur rupture, de thrombose ou de sténose.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus du projet sont d’ordre technologique et médical. Il s’agit de tester une nouvelle approche médicale destinée à une utilisation chez l’homme. De nombreux système d’ablations des vaisseaux sanguins existent à ce jour. Les plus communs sont basés sur l’utilisation de la chaleur. Ces effets peuvent provoquer l’occlusion permanente des gros vaisseaux pouvant conduire à des thromboses, une mauvaise circulation sanguine, voir la formation d’un caillot sanguin pouvant induire la mort du patient. Cette technique ne rend pas les ablations par la chaleur favorables pour les patients atteints de ce type de cancers. L’ablation par la lumière serait moins agressive et n’occlurait pas les vaisseaux de manière permanente. Cette méthode permettrait de libérer les vaisseaux sanguins de la tumeur pour réduire le stade clinique des patients, les rendant éligibles à la chirurgie, et améliorer leur survie sans compromettre la fonctionnalité des vaisseaux sanguins après la chirurgie.

Procédures

A J0, Tous les animaux reçoivent un traitement lumineux sous anesthésie générale, permettant de fermer partiellement et temporairement les vaisseaux sanguins autour du pancréas. Cette étape dure environ 2h Ensuite, selon les groupes, des contrôles et suivis cliniques sont réalisés entre 1 et 4 fois par animal (à J3 puis toutes les deux semaines), sous anesthésie générale Cette étape dure environ 45 min. Finalement, à la fin du suivi à J3, J5, J7 ou à 2 mois une chirurgie terminale est réalisée sous anesthégie générale profonde (durée total 1h30)

Impact sur les animaux

Les effets indésirables sur les animaux de l’étude peuvent être causé par plusieurs gestes : - l’induction de l’anesthésie : stress à la contention, injection intramusculaire (douleur transitoire au niveau du site d’injection). – Le réveil de l’anesthésie : nausées, désorientation, hypothermie, irritation trachéale.

Devenir

Mise à mort de l’ensemble des animaux. Celle-ci est nécessaire car une analyse histologique du pancréas et ses vaisseaux est nécessaire pour valider les objectifs du projet. Le retrait en bloc du pancréas induirait des souffrances inutiles aux animaux si nous les gardions vivants. De plus, ils pourraient difficilement être inclus dans un nouveau protocole.

Remplacement

Préalablement, des tests basés sur une stimulation mathématique ont permis d’identifier une plage de doses d'irradiation appropriées, qu’il faut maintenant tester in-vivo. Le recours à l’animal vivant devient alors indispensable, les modèles in vitro sont insuffisants du point de vue scientifique pour envisager des essais cliniques chez l’Homme.

Réduction

Le nombre d’animaux inclus dans ce protocole est un bon compromis entre la puissance statistique et le principe de réduction. Au fur et à mesure de l’avancée du projet, les résultats obtenus sur un vaisseau pourront potentiellement permettre de réduire le nombre d’animaux pour le second vaisseau.

Raffinement

Les porcs sont maintenus en groupe social dans un environnement contrôlé en température et hygrométrie. Ils reçoivent une alimentation adaptée à leurs besoins, de l’eau à volonté, des jouets et dispositifs favorisant leurs comportements naturels, comme le fouissage et mâchouillement. Un temps d’acclimatation avec douches tièdes, promenades et distributions de récompenses permet l’habituation des animaux à l’Homme et aux manipulations. Une équipe compétente, composée de zootechniciens, vétérinaire et médecins, assure au quotidien l’entretien, la surveillance et les soins des animaux. La Structure en charge du bien-être animal accompagne la mise en œuvre des procédures. Avec le vétérinaire désigné, elle conseille les responsables du projet dans l’amélioration de leurs pratiques en faveur du bien-être des animaux et de l’application des 3R. Toutes les interventions (embolisations, contrôles angiographiques, résection) se font sous anesthésie générale avec couverture antalgique. On cherche à prévenir les douleurs par des traitements analgésiques systématiques pré et post-opératoires. Une injection d'antihistaminique précède l’injection de verteporfine afin d’éviter une réaction allergique de l’individu, comme c’est le cas dans certains cas rapportés dans le dossier AMM de cette molécule. Les animaux sont surveillés quotidiennement, une grille d’évaluation de la douleur est établie avec la conduite à tenir en cas de complications. Une vidéosurveillance 24h/24 permet un suivi des comportements en animalerie et une intervention rapide du vétérinaire en cas d’anomalie. Des points limites sont définis pour arrêter la procédure en cas de souffrance. L’injection de la vertéporfine peut induire des brûlures cutanées en cas d’exposition à la lumière. Pour éliminer ce risque, l’animal sera placé sous des champs tout au long de la procédure, et la lumière utilisée en animalerie sera faible pendant 12 à 24h dès le retour des animaux à l’animalerie.

Choix des espèces

Parmi les différentes espèces animales, le porc est l’espèce de choix pour les approches abdominales et les études impliquant de la chirurgie, en raison de sa grande taille et de ses similitudes anatomiques et physiologiques avec l'homme. . Un cochon de 4 à 5 mois, qui pèse entre 35 à 50 Kg, permet d’avoir un modèle pancréatique pertinent pour réaliser des interventions chirurgicales dans les mêmes conditions que chez le patient (taille des instruments, voies d’abord, ergonomie, orientation…).

Carencées en oméga-3 depuis le développement embryonnaire et jusqu'à leur mise à mort, soit jusqu'à 200 jours de régime, 840 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Quarante femelles gestantes subissent une chirurgie abdominale de trente minutes pour une injection dans le cerveau de leurs embryons, quarante nouveau-nés reçoivent une injection cérébrale sous anesthésie locale. Le porteur signale des avortements spontanés possibles après la chirurgie, une prise alimentaire augmentée toute la vie chez les animaux carencés, des défauts de mémorisation et une altération des tâches liées à l'effort, qu'il qualifie de légers alors que la procédure est classée modérée. Il annonce quatre interventions et n'en décrit que trois.

Objectifs

Dans ce projet nous cherchons donc à comprendre l’impact d’un régime carencé en oméga-3 sur le développement des astrocytes et des vaisseaux sanguins cérébraux.

Bénéfices attendus

Notre projet devrait permettre d'apporter un éclairage nouveau sur le rôle des acides gras omega-3 dans le développement et la maturation d'un type de cellules du cerveau, les astrocytes, et des vaisseaux sanguins cérébraux. Cela pourrait permettre d’apporter de nouvelles pistes de compréhension de l’impact des changements alimentaires sur l’apparition de troubles comme les troubles du spectre autistique, la schizophrénie ou encore les troubles d’attention et d’hyperactivité chez les jeunes enfants.

Procédures

4 interventions sont utilisées dans ce projet. 1)Régime alimentaire : les animaux sont soumis depuis leur premier jours de développement jusqu’à leur mise à mort à un régime soit suffisant soit dépleté en omega-3. Nombre d’animaux concernés : l’ensemble des animaux de l’étude. Les animaux auront au maximum ce régime pendant 200 jours. 2)Injection dans le cerveau d’embryon (in utero) suite à une chirurgie abdominale des femelles gestantes. Nombre de femelles concernées : 40. Cette chirurgie n’est réalisée qu’une seule fois (durée: 30 min maximum pour la totalité de la chirurgie par femelle). 3)Injection cérébrale chez des nouveau-nés. Cette injection se fait une seule fois, sous anesthésie locale. Nombre d’animaux : 40 (durée 15min).

Impact sur les animaux

Certains animaux recevront une injection qui peut entrainer une gêne au site d’injection (nuisance légère et de courte durée, 2jours maximum). Un lot de femelles subira une chirurgie in utero abdominale qui peut entrainer des avortements spontanés avec un stress modéré et de courte durée (dans le 3 jours qui suivent la chirurgie) . Des animaux seront carencés en lipides oméga-3 depuis le développement embryonnaire. Il a été montré que cela pouvait induire une légère augmentation de la prise alimentaire tout au long de leur vie. Au niveau du comportement, une légère altération dans les taches liées à l’effort a été observée ainsi que des défauts de mémorisation donc de légères nuisances sur la durée de l’expérience.

Devenir

La mise à mort des animaux est nécessaire pour récupérer les cerveaux afin d’étudier les propriétés des astrocytes et des vaisseaux sanguins

Remplacement

L’expérimentation animale sur un système murin est essentielle, car nous ne pouvons le remplacer par un système in vitro où il est impossible de recréer les multiples interactions cellulaires d’un système complexe en développement. Il n’existe pas non plus d’autres modèles à l’heure actuelle permettant de répondre à nos questions biologiques.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés sera réduit autant que possible et correspond au minimum nécessaire pour obtenir des résultats scientifiques significatifs. D’après nos précédentes études sur le cerveau en développement et mature, il faut obtenir les observations sur au minimum 5 réplicas biologiques pour chaque condition afin de pouvoir obtenir des résultats statistiquement interprétables.

Raffinement

Les élevages sont effectués en groupe avec enrichissement de l’environnement et toutes les précautions sont assurées afin de respecter au mieux le bien-être animal. Par ailleurs, pour les interventions pouvant induire une nuisance éventuelle, des mesures seront adoptées, selon une procédure avec des points limites gradés. En particulier, des points limites intermédiaires permettant la mise en place de soin aux animaux sera mise en place évitant la mise à mort des animaux. 1) Pour les nouveau-nés subissant une injection, ils feront l'objet d'une surveillance accrue pendant la procédure et les jours suivants. 2) Pour le lot de femelles subissant une chirurgie in utero : de l’analgésique est injectée avant et après la chirurgie. Un suivi très régulier dans les 48h qui suivent l’opération est mis en place, permettant d’initier des interventions éventuelles, allant de l’ajout d’analgésique à la mise à mort. 3) Pour l’ensemble des animaux soumis aux régimes, un suivi pondéral est assuré au cours du développement pour vérifier leur bon développement.

Choix des espèces

La souris est un mammifère où les règles et les processus qui régissent le développement du système nerveux central et sa plasticité sont similaires à l'homme. Nous prévoyons 4 stades à étudier : 5, 15, 60 et 200 jours après la naissance. Ces stades ont été choisis sur la base d'études préalables qui montrent que l’Unité Gliovasculaire se met largement en place entre le 5ème et le 15ème jour après la naissance. Il est par ailleurs important de déterminer si ce sont des phénomènes uniquement développementaux (5 et 15 jours après la naissance) ou maintenus chez l’adulte (2 mois et environs 6 mois après la naissance).

Ligature de l'uretère, chirurgie de 30 à 60 minutes, administrations jusqu'à trois fois par jour pendant six mois, prises de sang hebdomadaires et 24 heures en cage métabolique : 5886 souris et 2736 rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, tous tués pour la collecte des tissus. Le porteur décrit perte de poids et d'appétit, déshydratation, démangeaisons, prostration et tremblements dans les jours qui suivent l'induction de l'insuffisance rénale. Il prévoit environ 1710 animaux par an pour tester une trentaine de candidats médicaments, avec 15 animaux par groupe parce qu'il anticipe 30 % de pertes ou de non-réponses. Le projet est justifié par l'échec fréquent des essais cliniques, attribué à des modèles animaux peu représentatifs des pathologies humaines, auxquels le porteur répond par d'autres modèles animaux.

Objectifs

Environ 10 % de la population mondiale est atteinte de maladie rénale chronique, pathologie progressive marquée par des lésions du tissu rénal entraînant une perte de sa fonction. Divers facteurs, notamment les maladies cardiovasculaires et métaboliques (comme l'hypertension et le diabète), ainsi que certains traitements médicamenteux, aggravent l'évolution vers l'insuffisance rénale chronique après des lésions aiguës. Toutefois, les mécanismes biologiques précis responsables de cette progression restent mal compris. A ce jour, il n’existe encore aucune thérapie permettant de soigner ou de limiter l’avancement des maladies rénales. Les recherches pour développer de nouveaux médicaments se heurtent à un taux d’échec élevé en essais cliniques, en grande partie à cause de modèles expérimentaux peu représentatifs des pathologies humaines. En effet, les modèles utilisés couramment ne permettent pas de reproduire les conditions observées chez l’Homme et manque de pertinence physiologique notament par l'absence de pathologies associées comme l'obésité, le diabètes ou le vieillissement. Ainsi, ce projet vise à mettre en place de nouveaux modèles animaux (chez le rat et la souris) d’insuffisance rénale aiguë à chronique afin de mieux évaluer l’efficacité de candidats médicaments dans des contextes pathologiques spécifiques. Les modèles développés mimeront des maladies rénales humaines comme la néphropathie diabétique, la fibrose rénale, lésion rénale induite par l'hypertension artérielle ou médicamenteuse.

Bénéfices attendus

La mise en œuvre et la réussite de ce projet permettront de développer de nouveaux modèles expérimentaux chez l'animal, reproduisant plusieurs troubles physiologiques similaires à ceux observés chez l’être humain. Ce modèle servira à évaluer l’efficacité de nouveaux médicaments contre les maladies rénales, dans des conditions plus proches de la réalité humaine. L’objectif est d’améliorer la pertinence des tests précliniques et de réduire le taux d’échec des candidats médicaments lors des essais cliniques.

Procédures

Le projet se déroulera en deux phases expérimentales : - Phase 1 : Validations des conditions expérimentales. Cette étape vise à optimiser les paramètres du modèle sur un nombre limité d’animaux (n=18 par procédure, 4 procédures, soit 72 animaux au total), en s’appuyant sur des protocoles établis dans la littérature. La durée dépendra de la procédure (3 jours à 6 mois). - Phase 2 : Evaluation pharmacologique. Elle consistera à tester environ 38 candidats médicaments par an, répartis en 3 groupes de 15 animaux par molécule, soit un total d’environ 1 710 animaux/an. Tous les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’au moins 7 jours avant le début des expérimentations. Les interventions prévues incluent : 1) Administrations de traitements (0.5 - 1 min par administration) réalisées sur animaux vigiles, jusqu’à trois fois par jour selon le protocole, pendant une période variant de 3 jours à 6 mois ; 2) Prélèvements sanguins (3 - 5 min par prélèvement, effectués au moins deux fois (avant et après l’induction du modèle d’insuffisance rénale). Pour les études prolongées (>7 jours), des prélèvements hebdomadaires pouurront être réalisés ; 3) Collectes d’urine, réalisée au moins une fois (jusqu'à 3 fois sur un protocole supérieure à 1 mois) par cage métabolique sur 24 heures (2 - 5 min pour la mise en cage) ou directement depuis la vessie au moment du sacrifice (1 - 2 min par animal) ; 4) Procédures chirurgicales (30 - 60 min, réalisées une fois) : effectuées sous anesthésie générale et analgésie, suivies d’un monitoring biquotidien jusqu’à la fin du protocole (5 - 10 minutes par visite/animal) ; 5) Mesures fonctionnelles rénales : incluant la diurèse sur 24h et/ou la filtration glomérulaire sur 1h30 par capteur transdermique ; 6) Euthanasies (5 - 20 min par animal) : réalisées sous anesthésie profonde, suivies du prélèvement de tissus et fluides biologiques pour analyses histologiques, biochimiques et moléculaires. Ces procédures permettront une évaluation complète et rigoureuse des effets des traitements sur la fonction rénale dans un modèle expérimental validé.

Impact sur les animaux

Les animaux impliqués dans ce projet pourront présenter différents effets indésirables liés aux procédures expérimentales : 1) Stress lié à la contention lors des manipulations répétées ; 2) Altération de la fonction rénale, se traduisant par une modification du volume urinaire (augmentation ou diminution), une perte de poids, voire une altération de l’état général (diminution de la vigilance visuelle) ; 3) Douleurs transitoires associées aux interventions chirurgicales ou aux injections médicamenteuses répectées. Au cours des premiers jours suivant l’induction du modèle d’insuffisance rénale, les signes cliniques suivants pourront être observés : perte de poids et d’appétit, déshydratation, démangeaisons, réduction de l’activité locomotrice, prostration ou tremblements. Enfin, certains effets indésirables additionnels (modification du comportement, aspect anormal des fèces, prostration) pourront apparaître lors de l’administration et de l’évaluation toxicologique des candidats médicaments.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure afin de permettre la collecte des fluides biologiques et des tissus nécessaires aux analyses complémentaires.

Remplacement

En parallèle des modèles expérimentaux utilisant des animaux (rats, souris), des modèles in vitro basés sur la culture de cellules rénales humaines sont en cours de développement. Cependant, ces approches in vitro ne permettent pas de reproduire la complexité physiologique et les réponses systémiques observées chez l’animal. Elles constituent donc un outil complémentaire, mais ne peuvent remplacer totalement les expérimentations in vivo, indispensables pour évaluer les effets globaux et la tolérance des candidats médicaments.

Réduction

Les procédures expérimentales seront établies sur la base de protocoles déjà décrits dans la littérature. Le nombre d’animaux par groupe sera limité au strict nécessaire, tout en permettant de prendre en compte la variabilité interindividuelle et de réaliser des analyses descriptives et quantitatives robustes. La première phase de ce projet, dédiée à la validation des modèles et la mise en place des conditions expérimentales, sera menée sur un nombre restreint d'animaux (n=18). Chaque modèle inclura trois groupes de 3 animaux (groupe contrôle, groupe groupe "induit" et groupe traité avec une molécule de référence), soit 18 animaux par espèce, pour un total de 72 animaux (2 espèces, rat et souris). Cette première phase permet également de s’assurer de la robustesse et la reproductibilité de la procédure, d'habituer les expérimentateurs aux gestes techniques (notamment chirurgicaux) et ainsi de réduire le nombre d’animaux nécessaires aux phases ultérieures. Lors de la seconde phase, dédiée aux tests des candidats médicaments, 15 animaux par groupe seront utilisés pour chaque composé testé. Ce nombre a été déterminé en tenant compte d’un taux de perte ou de non-réponse estimé à 30 %. Ainsi, il est prévu qu’en fin d’expérimentation, environ 9 animaux par groupe puissent être exploités pour les analyses, ce qui reste suffisant pour obtenir des résultats scientifiquement et statistiquement pertinents. Les effets des candidats médicaments seront évalués par comparaison avec les groupes témoins traités par le solvant seul. Les animaux seront randomisés afin d’éviter les biais expérimentaux et les données obtenues feront l'objet de tests statistiques appropriés.

Raffinement

Dans le cadre de ce projet, des mesures strictes seront mises en œuvre pour garantir le bien-être des animaux. Le personnel en charge assurera un contact régulier durant la période d’acclimatation afin de familiariser les animaux avec la présence humaine et les manipulations, réduisant ainsi leur stress. Les animaux seront hébergés en groupes sociaux stables de 2 à 5 individus, selon l’espèce, dans le respect de la réglementation en vigueur. Certaines procédures pourront être réalisées sous anesthésie et analgésie appropriées afin de limiter toute douleur ou inconfort. Pendant les interventions chirurgicales, les paramètres physiologiques (température, fréquence cardiaque et respiratoire, coloration des muqueuses) seront surveillés en continu. Les animaux seront installés sur un tapis chauffant pendant et après la chirurgie afin de prévenir l’hypothermie. Un suivi clinique rapproché (2 à 3 fois par jour) sera effectué après l’induction du modèle. Un traitement analgésique pourra être administré par voie sous-cutanée ou via l’eau de boisson durant les jours suivant l’intervention pour atténuer la douleur. Afin de favoriser l’alimentation post-opératoire, des aliments facilement accessibles (croquettes humidifiées, gels nutritifs) seront disposés au fond des cages pour limiter les déplacements. Une réhydratation sous-cutanée sera également réalisée si nécessaire. Un système de scoring clinique et des points limites spécifiques à chaque procédure seront appliqués afin d’évaluer l’état des animaux et de déterminer les seuils de retrait. Les conditions d’hébergement respecteront les standards de bien-être animal : propreté des cages, accès permanent à l’eau, à la nourriture et à des éléments d’enrichissement (tubes, matériaux de nidification, papier absorbant, friandises). Pendant le traitement avec les candidats médicaments, une surveillance quotidienne de la masse corporelle et de l’état général (sutures, pelage, respiration, locomotion) sera assurée. Toutes les observations seront consignées et analysées. En cas de dégradation persistante de l’état général pendant trois jours consécutifs (isolement, apathie, altération du pelage, troubles respiratoires), l’animal sera retiré de l’étude et euthanasié conformément aux règles éthiques et aux procédures validées.

Choix des espèces

Les souris et les rats sont couramment utilisés pour l’étude de la fonction rénale et le développement de modèles d’insuffisance rénale, en raison de leur excellente transposabilité aux pathologies humaines. Les lignées de souris sélectionnées répondent de manière fiable aux procédures d’induction, notamment la ligature de l’uretère, permettant de reproduire la fibrose rénale observée chez l’Homme. Leur statut immunitaire spécifique limite le risque d’infection post-opératoire. Certaines lignées génétiquement modifiées développent spontanément un phénotype d’insuffisance rénale, permettant d’évaluer l’efficacité des traitements sans recourir à des procédures invasives supplémentaires. Les animaux proviendront d’élevages agréés et seront utilisés à l’âge adulte (≥ 7 semaines pour les souris, ≥ 6 semaines pour les rats). Les souris diabétiques seront un peu plus âgées (environ 12 semaines) afin de présenter des atteintes rénales établies, nécessaires à l’évaluation des effets thérapeutiques.

50 macaques à longue queue vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, un émetteur implanté dans l'abdomen et des électrodes placées sous la peau enregistrant leur fonction cardiovasculaire. Ils reçoivent, une fois ou de façon répétée, des molécules en cours de test, et les prises de sang peuvent atteindre 19,5 ml toutes les deux semaines, soit 10 % de leur volume sanguin total. Le porteur écrit que l'implant, dont la durée de vie est d'environ deux ans, rend ces animaux inaptes à toute réhabilitation, et qu'ils seront réutilisés dans d'autres projets ou tués. La finalité est réglementaire : produire le rapport de pharmacologie de sécurité qui accompagne une demande d'essai clinique, étape que le porteur qualifie d'"indispensable" faute de "modèle de substitution".

Objectifs

L’établissement utilisateur est spécialisé dans la conduite d’études de toxicologie/pharmacologie réglementaires, lesquelles sont indispensables pour initier l’évaluation clinique d’un composé thérapeutique (potentiellement futur médicament). La pharmacologie de sécurité est un élément réglementaire indispensable dans le développement préclinique des ces composés. Préalablement aux études cliniques, leurs effets sur les fonctions vitales (respiratoires, neurologiques et cardiovasculaires) doivent être caractérisés chez l’animal en respectant les Bonnes Pratiques de Laboratoire. Du fait de la complexité des organismes vivants, il n’existe actuellement aucun modèle de remplacement pour prédire ces effets pharmacologiques. Seule l’expérimentation animale permet de définir l’innocuité des composés thérapeutiques afin de sécuriser les premiers essais chez l’homme. Pour atteindre cet objectif, et en accord avec les recommandations vétérinaires et pharmaceutiques internationales, la présente autorisation de projet permettra de caractériser les effets adverses de ces composés sur le système cardiovasculaire du macaque. L’évaluation de la fonction cardiovasculaire se fera par l’utilisation d’électrodes sous-cutanée et d’un émetteur placer dans l’abdomen, avant et après administration du composé thérapeutique test. La conduite de ces études de pharmacologie de sécurité conduira à la production d’un rapport décrivant les effets adverses du composé test sur la fonction cardiovasculaire. Ce rapport, requis par la réglementation, fera partie intégrante de la demande d’essai clinique.

Bénéfices attendus

À l’échelle mondiale, les maladies cardiovasculaires demeurent la première cause de décès avec environ 17,9 millions de morts par an, suivies des cancers (10 millions/an), des maladies neurologiques (9 millions/an), des maladies infectieuses (7,7 millions/an), des maladies respiratoires chroniques (3,9 millions/an) et du diabète (1,5 million/an). Pour ces pathologies, il n’existe à ce jour aucune solution thérapeutique satisfaisante. Ce projet vise à couvrir une étape indispensable dans le développement de solutions thérapeutiques. La pharmacologie de sécurité est une phase règlementaire indispensable au développement préclinique, préalable aux études cliniques. Elle permet de caractériser les effets d’un composé thérapeutique sur les fonctions vitales (respiratoires, neurologiques et cardiovasculaires) chez l’animal en respectant les Bonnes Pratiques de Laboratoire. 10 à 12 % des xénobiotiques échouent en essais cliniques en raison de problèmes de sécurité cardiovasculaire. Ces risques cardiovasculaires sont mieux identifiés et anticipés aujourd’hui grâce à l'intégration des études de pharmacologie de sécurité chez le macaque en raison de sa valeur prédictive, notamment dans le cadre des recommandations médicales internationnales. A court terme, le bénéfice premier de ce projet sera l’établissement du profil toxicologique/pharmacologique, spécifique à la fonction cardiovasculaire, d’un composé. A long terme, les données obtenues de ces études de pharmacologie de sécurité feront partie intégrante des dossiers de demandes d’autoristion d’essais cliniques. Ces études réduiront les risques cardiovasculaires lors de ces essais et contribueront à : 1. améliorer la qualité de vie des patients, en permettant à de nouvelles molécules d’entrer en clinique 2. améliorer la sécurité des patients, en identifiant/caractérisant les effets cardiovasculaires indésirables 3. optimiser les doses thérapeutiques en identifiant précocement les doses efficaces optimales et les effets secondaires 4. contribuer à la recherche scientifique. Les résultats de ces projets enrichiront les connaissances scientifiques sur les mécanismes d'action et profils de sécurité de nouvelles familles de molécules 5. réduire les coûts de santé (améliorer la sécurité/efficacité des traitements) 6. répondre aux exigences réglementaires en matière de sécurité.

Procédures

Les animaux seront soumis à l'administration, unique ou répété, d'une molécule thérapeutique en phase de test ou d'un composé de référence (témoin). Chaque administration dure quelques minutes ou quelques dizaines de minutes. Des prélèvements sanguins peuvent être effectués (5 minutes environ). La quantité et la fréquence acceptables dépendent du volume sanguin total (VST). Chez le macaque, il est estimé à 195 ml pour un macaque de 3 kg. Environ 10 % du VST peut être prélevé en toute sécurité toutes les 2 semaines (soit 19.5mL) , 7,5 % tous les 7 jours (15 ml) selon les recommandations internationnales vétérinaires. En cas de cinétique (plusieurs prélèvements rapprochés pour déterminer l'évolution de la concentration de la molécule dans le sang), les temps de prélèvement sont déterminés sont les caractéristiques de la molécule testée tout en respectant le volume maximal possible de 7,5% sur 7 jours glissant. Par exemple : prélèvement avant administration, puis 3h, 6h, 12h et 24h après, 0.5 à 1 ml à chaque temps. Dans une étude standard, 5 administrations sont nécessaires : 1 avec un placebo, 3 avec une doses différentes de la molécule thérapeutique, et une dernière avec le dose la plus importante utilisé afin d'effectuer des dosages de la molécule et s'assurer de la bonne exposition de l'animal.

Impact sur les animaux

Trois catégories de nuisances peuvent être provoqués chez les animaux utilisés dans ce projet. Elles sont toutes prises de manière préventives pour réduire leur impact. - Liées aux manipulations vigiles : en cours d’étude, les observations cliniques, ainsi que certaines voies d’administration, peuvent nécessiter d’une manipulation et une contention manuelle des animaux. Elles sont faites selon les bonnes pratiques vétérinaires mais cela peut néanmoins engendrer un stress. - Liées aux prélèvements/administration : la réalisation de prélèvements de sang et l’administration répétée d'une molécule peut provoquer des lésions locales et un stress des animaux en cas de réalisation incorrectes, d’individus plus fragiles ou bien de l’immobilisation nécessaire pour certaines voies d’administration. De plus, même si ces effets délétères sont rares lorsque le geste est réalisé par un opérateur expérimenté, il existe un risque de lésions ou d’infection lors d’administration intrathécale, intracraniale (lésions neurologiques, paralysie partielle) ou intra-articulaire (boiterie, arthrite). - Liées à une toxicité du xénobiotique testé : il n’est pas attendu d’effets toxiques majeurs dans les études de pharmacologie en raison de la faible dose administrée de xénobiotique ou d'une administration unique.

Devenir

Les animaux utilisés dans le cadre de ce projet ne sont pas aptes à une réhabilitation en raison du système d'enregistrement cardiovasculaire implanté. Le système a une durée de vie d'environ 2 ans. Dans la mesure du possible, les animaux seront ré-utilisés (après validation vétérinaire prenant en compte l'ensemble de la vie de l'animal) dans d'autres projets afin de limiter le nombre total d'animaux utilisés. S'ils ne sont pas aptes à une réutilisation, ils seront euthanasiés.

Remplacement

La pharmacologie de sécurité étudie les interactions entre une molécule étrangère à l’organisme (le composé thérapeutique) et une ou plusieurs cibles liées au système cardiovasculaire (objet de cette DAP). Ces interactions englobent les effets du composé ou de ses produits de dégradation, sur des cibles, mais aussi l’influence éventuelle de ces cibles sur le composé. Une compréhension fine des mécanismes toxique et pharmacologique est donc indissociable d’une connaissance approfondie des mécanismes physiologiques, développementaux, cellulaires et moléculaires. À ce jour, l’ensemble des cibles potentielles et les mécanismes impliqués dans la toxicité cardiovasculaire ne sont pas complètement élucidés et ne peuvent donc pas être modélisés. Il n’existe pas, en conséquence, de modèle de substitution. C’est pourquoi la réglementation impose l’évaluation de la sécurité pharmacologique d’un composé thérapeutique avant toute administration chez l’humain. Les études de pharmacologie réglementaire in vivo sont encadrées par des directives internationnales. Elles peuvent être réalisées chez des espèces rongeurs ou non rongeurs. Le macaque, en raison de sa proximité avec l’humain, est l’une des espèces non rongeurs retenue pour ce type d’étude, lorsque le composé thérapeutique testé est suceptible de déclencher une réaction immunitaire, que sa cible dans l’organisme est présente que chez les primates (dont l’humain) ou que son métabolisme est plus proche de celui de l’humain chez le macaque par rapport aux autres espèces non primates.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux dans les études de pharmacologie cardiovasculaire de sécurité : • nous nous assurerons de la validité et de la prédictivité des données acquises avant de démarrer toute expérimentation, pour ne pas évaluer des composés non pertinents • des études pilotes seront réalisées, si nécessaire, sur un nombre limité d’animaux. L’objectif sera d’identifier les doses les plus favorables et les moins toxiques • un même animal pourra participer à plusieurs études si et seulement si : o les composés testés précédemment n’ont présenté ni effets cardiovasculaires irréversibles, ni effets toxiques oUne période de repos de 15 jours minimum entre la fin de dernière étude et la prochaine. Cette période peut être allongé selon les profils pharmacocinétiques des produits, un avis vétérinaire. o les paramètres biochimiques et hématologiques évalués avant l’étude se situent dans les valeurs de référence attendues pour cette espèce Le nombre d’animaux par étude est de 4 (4 males) et peut aller jusqu’à 8 (4 males et 4 femelles). Ce nombre est considéré comme le minimum acceptable permettant une interprétation statistique pertinente des données, et la caractérisation correcte des effets cardiovasculaires potentiels.

Raffinement

Le raffinement de nos procédures inclue : La gestion du stress et de l’angoisse : à leur arrivé sur site, les animaux seront acclimatés (3 semaines) aux conditions d’hébergement, et suivent un programme d’habituation et d’entrainement aux procédures expérimentales ainsi qu'aux manipulations vigiles, basés sur le renforcement positif. Ils seront également hébergés en collectivité, pour augmenter les interactions sociales, dans un environnement enrichi, validé par la structure en charge du bien-être animal et le service vétérinaire La prise en charge précoce de la souffrance : un opérateur observera a minima matin et soir chaque animal. La douleur sera objectivée en fonction de modifications de l'apparence, de la posture et du comportement selon une procédure interne rédigé par le service vétérinaire. Dès les premiers signes de douleur, une intervention vétérinaire sera effectuée. L’utilisation de grilles de signes cliniques ou de score de douleurs permettra aux opérateurs et aux vétérinaires de mettre en place les mesures les mieux adaptés à l’état de l’animal. Un vétérinaire est toujours présent aux heures ouvrées et une astreinte vétérinaire est disponible 24h/24 et 7j/7 Certaines administrations seront effectuées systématiquement sous anesthésie Des soins vétérinaires adaptés si nécessaires : compléments alimentaires, sérum physiologique, antibiotiques, analgésiques. En fonction des effets attendus ou observés du composé testé sur la fonction cardiaque, des molécules permettant de traiter ces éventuels effets peuvent être utilisées. L’intégration de points limites stricts afin de limiter toutes souffrances prolongées Spécifiquement pour les études de cardiologie, la méthode validée nécessite l'implantation chirurgicale d'un module de télémétrie. Afin de rendre cette technique moins invasive, l'utilisation d'un module externe avec des électrodes de surface et un gilet porté le temps des enregistrements est à l’étude.

Choix des espèces

Les études de pharmacologie réglementaire in vivo sont encadrées par des directives internationnales. Elles peuvent être réalisées chez des espèces rongeurs ou non rongeurs. Le macaque, en raison de sa proximité avec l’humain, est l’une des espèces non rongeurs retenue pour ce type d’étude, lorsque le composé thérapeutique testé est suceptible de déclencher une réaction immunitaire, que sa cible dans l’organisme est présente que chez les primates (dont l’humain) ou que son métabolisme est plus proche de celui de l’humain chez le macaque par rapport aux autres espèces non primates. Les macaques sont inclus dans les études de pharmacologie à partir de 2 ans.

320 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, chacune soumise à sept semaines de régime alimentaire spécifique puis à quatre semaines de traitement dans l'eau de boisson pour détruire la myéline de son cerveau. S'y ajoutent une biopsie de la queue, une anesthésie générale de 45 minutes à 1 h 30, des injections intracérébrales et une chirurgie d'une heure et demie ouvrant une fenêtre d'imagerie. Le porteur affirme que la souris est "le seul modèle" permettant de suivre en temps réel l'effet de la perte de myéline sur des types précis de neurones. Une partie des animaux est tuée sans avoir servi, faute de porter le génotype recherché, les autres le sont pour que leur cerveau soit prélevé.

Objectifs

La myéline est une gaine protectrice qui entoure certaines cellules du cerveau et permet une bonne transmission des messages nerveux. Lorsqu’elle est abîmée, comme dans la sclérose en plaques, cela perturbe non seulement la transmission de l'information, mais aussi la communication entre les cellules du cerveau. Notre projet cherche à mieux comprendre ce lien encore peu exploré entre la myéline et le bon fonctionnement du cerveau. Nous nous intéressons particulièrement à un type de cellule clé dans le traitement de l'information, souvent touché dans ce type de maladie. Ces cellules sont aussi entourées d’une matrice de soutien qui se dégrade quand la myéline est atteinte. Nous pensons que cette double atteinte, à la fois la perte de la gaine protectrice et la dégradation de cette matrice, pourrait fortement perturber le fonctionnement du cerveau. Nous allons donc observer comment les cellules réagissent à la perte, puis à la réparation de la myéline, et comment leur environnement évolue. Ces recherches pourraient ouvrir la voie à de nouveaux traitements, visant à protéger à la fois la myéline et les connexions essentielles entre les cellules du cerveau.

Bénéfices attendus

Ce projet démontrera comment la perte de la myéline altère la communication des neurones et comment la matrice qui les entourent peut les protéger. Ces découvertes éclaireront le fonctionnement des connexions entre neurones dans des individus sains et malades. Elles pourraient mener à de nouvelles thérapies combinant protection de la myéline et de la communication entre neurones, particulièrement pertinentes pour la sclérose en plaques. En révélant ces mécanismes clés, cette recherche ouvre la voie à des traitements innovants préservant les fonctions cérébrales.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : 1) Réalisation de biopsies à la queue (une fois, durant quelques secondes); 2) un traitement alimentaire spécifique de 7 semaines; 3) un traitement spécifique dans l’eau de boisson de 4 semaines; 4) injections sous-cutanées pour les analgésiques; 5) anesthésie générale (durée : 45 minutes à 1h30); 6) injections intracérébrales (durée : 45 minutes); 7) chirurgie pour l’imagerie cérébrale (durée : 1h30); 8) séance d'habituation et d'imagerie (durée : 45 min à 1h); 8) prélèvement des cerveaux pour des analyses.

Impact sur les animaux

La biopsie peut provoquer un stress léger et l’anesthésie générale peut provoquer également un stress léger. Concernant la chirurgie, les nuisances comprennent douleur modérée post opératoire. Concernant les injections sous-cutanées, une douleur légère peut survenir. En ce qui concerne l’imagerie du cerveau, les nuisances peuvent inclure un stress léger de la manipulation.

Devenir

Certains animaux sont mis à mort car ils sont sans génotype d’intérêt pour le projet. Tous les autres animaux seront utilisés pour des expériences et seront mis à mort afin de pouvoir collecter leur cerveau.

Remplacement

Notre compréhension des mécanismes impliqués dans les maladies telles que la sclérose en plaques sera toujours insuffisante si ces mécanismes ne sont pas induits et analysés dans leur milieu naturel complexe. En étudiant les différentes composantes de façon isolée, de nombreux effets émergents de l'activité neuronale et des interactions cellulaires seront obligatoirement négligées. L’utilisation de l’animal est donc primordiale pour obtenir des résultats qui puissent avoir un véritable impact dans le développement de nouvelles thérapies chez l’homme. Les souris sont le seul modèle permettant d'étudier l'effet des altérations de la myéline sur des types spécifiques de neurones par imagerie cellulaire en temps réel.

Réduction

La stratégie que nous avons utilisée pour maintenir la lignée de souris est calculée de manière à minimiser au maximum le nombre de souris. Le nombre de cages pour les élevages a été réduit afin d'obtenir la production minimale nécessaire pour nos expériences. Afin de réduire au strict minimum nécessaire le nombre d’animaux, nous utiliserons une analyse de puissance statistique pour déterminer le nombre d’animaux nécessaires afin d’obtenir un résultat scientifiquement fiable. De plus, les données seront analysées avec des tests statistiques adaptés et si la significativité est atteinte avec un nombre d’animaux plus faible que prévu, les expériences seront arrêtées.

Raffinement

Lors des actes chirurgicaux, les animaux sont anesthésiés et reçoivent des analgésiques en pré- et post-opératoires par voie locale et sous-cutanée. Après l’opération, un apport de fluide est effectué pour réhydrater l’animal, puis celui-ci est placé dans une enceinte chauffée jusqu’à son réveil complet. De la nourriture est placée dans la cage d’hébergement afin de faciliter la récupération; la surveillance des animaux est renforcée afin d’éviter toute souffrance; les animaux sont observés régulièrement et une grille précise d’évaluation des points limites est utilisée. Tout signe de douleur est soulagé avec des analgésiques.

Choix des espèces

Les expériences seront réalisées chez des souris génétiquement modifiées. La souris a été choisie car c’est un excellent modèle pour étudier la physiologie des mammifères dans une population homogène d’animaux. Les souris présentent un système nerveux suffisamment développé pour permettre une extrapolation des résultats à l’espèce humaine. Une autre raison pour utiliser la souris est la possibilité de manipuler de types précis de cellules chez des animaux transgéniques. Pour le génotypage et les biopsies, les souriceaux ont entre 5 et 10 jours. L'expérimentation est menée sur des animaux adultes entre 2 à 5 mois ce qui nous permet de faire nos protocoles et traitements.

Greffées sous la peau du flanc droit avec des cellules cancéreuses de pancréas, les souris reçoivent une chimiothérapie puis, pour 1280 d'entre elles, une immunothérapie injectée trois fois par semaine pendant trois semaines. 1920 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées, soit lorsqu'un point limite est atteint, soit pour le prélèvement de la tumeur. Le porteur indique que la tumeur peut gêner leurs mouvements et provoquer perte de poids, posture douloureuse, léthargie et arrêt du toilettage. Il affirme qu'aucun effet des traitements sur l'état général n'est attendu et annonce que l'apparition d'éventuels points limites sera recherchée, sans dire lesquels.

Objectifs

Le cancer du pancréas est l'un des cancers les plus courants et les plus mortels. Il est souvent traité par chimiothérapie, mais cette approche n’entraîne pas toujours une guérison complète, surtout dans les formes avancées. On sait que le système immunitaire joue un rôle clé dans l'efficacité de la chimiothérapie, c’est pourquoi on essaie parfois de combiner celle-ci avec de l’immunothérapie (anti-PD-1) pour améliorer les résultats. Cependant, cette combinaison ne fonctionne pas pour le cancer du pancréas, ce qui montre qu’il y a des résistances qu’il faut comprendre. Une molécule, l'IL-1β, est impliquée dans les réponses inflammatoires et peut influencer la façon dont les traitements contre le cancer fonctionnent. Son rôle dans la réponse aux traitements est complexe et n’est pas totalement compris. Le projet a pour but d'étudier l'impact de l’IL-1β sur l’efficacité des traitements combinés chimiothérapie et immunothérapie contre le cancer du pancréas chez la souris. En examinant les cellules immunitaires présentes dans les tumeurs, l’objectif est de voir comment la présence ou l'absence d’IL-1β affecte les résultats des traitements et de mieux comprendre les raisons pour lesquelles certains traitements ne fonctionnent pas.

Bénéfices attendus

Le but de ce projet est d’évaluer le rôle de la voie IL-1β/IL-1R1, sur l’efficacité anti-tumorale des chimio-immunothérapies, utilisées en clinique dans différents modèles de cancers murins. Ce projet permettra également de déterminer les cellules cibles et les cellules produisant cette cytokine. En invalidant l’expression de l’IL-1β soit dans les cellules cancéreuses, soit dans les cellules de l’hôte, nous déterminerons son origine. En invalidant l’expression de IL-1R1 soit dans les cellules cancéreuses, soit dans les cellules de l’hôte, nous déterminerons quelle est la cible cellulaire de l’IL-1β. Dans ce projet, nous évaluerons l’efficacité des traitements sur la croissance tumorale. Etant donné que certaines cellules du système immunitaire peuvent contribuer à l’élimination des cancers, nous étudierons leur présence et leur état d’activation au niveau des tumeurs, chez les souris traitées ou non par chimio-immunothérapie. L’intérêt de ce travail est donc de mieux comprendre les mécanismes immunologiques associés aux tumeurs et de rechercher des moyens de potentialiser la chimio-immunothérapie, jusqu’alors peu efficaces dans le traitement du cancer.

Procédures

- Injection des cellules cancéreuses murines : - Geste réalisé sous anesthésie générale gazeuse - Une seule injection par animal - Durée : 5 minutes - Nombre de souris : 1920. - Traitements par chimiothérapie ou PBS : - Geste réalisé sur animal vigil - Une seule injection par animal - Durée : 1 minute - Nombre de souris : 1920 - Traitements par immunothérapie : - Geste réalisé sur animal vigil - Une injection trois fois par semaine pendant 3 semaines par animal - Durée : 1 minute - Nombre de souris : 1280

Impact sur les animaux

L’injection de cellules tumorales en sous-cutané génère une masse tumorale au niveau du flanc droit pouvant gêner la liberté de mouvement de l’animal. Une altération de l’état général est possible, du fait de la pathologie cancéreuse induite (perte de poids, posture douloureuse, léthargie, absence de toilettage ). Aucun effet des traitements utilisés sur l’état général de la souris n’est attendu.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure. Les souris utilisées pour les expériences de croissances tumorales seront mises à mort lorsqu’un point limite sera atteint. Les souris utilisées pour les expériences d’analyse du système immunitaire seront mises à mort afin de prélever la tumeur.

Remplacement

Le cancer est une maladie complexe impliquant des mécanismes de contrôle et des interactions possibles seulement dans un organisme vivant. En effet, la recherche a permis de comprendre l’importance de l’environnement dans lequel le cancer se développe et les multiples interactions avec le système immunitaire, le stroma tumoral, le système vasculaire et le métabolisme. En conséquence, pour être prédictifs, l’évaluation de l’efficacité ou de l’échec de nouvelles combinaisons thérapeutiques en oncologie doit être réalisée sur les organismes vivants. Nous réalisons à ces fins des études translationnelles sur des modèles d‘animaux greffés avec des cellules tumorales.

Réduction

Les groupes seront constitués de 10 animaux (suivis de croissance) ou de 5 animaux (immunomonitoring) afin de considérer les variabilités inter-individuelles. Les expériences ne seront réalisées que deux fois ce qui permet donc de réduire le nombre d’animaux de l’étude tout en en conservant la puissance statistique nécessaire. Le test statistique utilisé sera celui de Kruskal-Wallis en raison de la présence de nombreux groupes. Les 2 modèles utilisés dans ce projet sont nécessaires. En effet, des mutations intrinsèques des cellules cancéreuses utilisées, le microenvironnement tumoral sont différents et peuvent affecter la réponse aux traitements. Les expériences de croissances tumorales seront réalisées en premier. Si aucune différence entre les différents groupes n’est observée pour un ou plusieurs modèles, les expériences d’immunomonitoring ne seront pas réalisées sur ces mêmes modèles. Si certains groupes de traitements (par exemple FOLFIRIONOX ou Gem/N-PTX) n’ont aucun effet démontré dans la partie I, ces groupes ne seront pas utilisés dans la partie II.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des conditions qui répondent à leurs besoins (en groupes, dans un environnement enrichi avec mise à disposition des matériaux pour leur permettre de faire leurs nids). Les animaux seront habitués aux techniques de préhension de contention et de pesées. Une anesthésie générale gazeuse (isoflurane 3% + oxygène 1.5L/min) sera réalisée avant chaque greffe et pour les traitements intra-tumoraux. Durant toute l’expérience, suivi du poids et évaluation de la NEC (Note d’Etat Corporel) au minimum trois fois par semaine. L’apparition d’éventuels points limites sera recherchée. Le volume tumoral sera déterminé trois fois par semaine, afin d’appréhender au plus tôt d’éventuels signes de souffrance.

Choix des espèces

Les souris présentent des caractéristiques physiologiques qui permettent une variété de techniques d’administration et de prélèvement présentant des analogies avec ce qui est réalisé en recherche clinique sur l’homme. Diverses souches de souris immunocompétentes sont disponibles pour l’établissement de modèles tumoraux syngéniques, indispensables à la recherche préclinique en immuno-oncologie. De plus, l’existence des souris C57BL/6 génétiquement modifiées pour ne plus exprimer l’IL-1R1 ou l’IL-1β renforce le choix de cette espèce. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 8 et 12 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles avec des animaux possédant un système immunitaire mature et un poids corporel > 20g.