Procédures modérées

Jusqu'à deux administrations par jour, sept semaines de suite, par gavage, sous la peau ou dans l'abdomen, et jusqu'à quatre prélèvements sanguins sous anesthésie : 994 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Génétiquement modifiées, elles développent dès deux semaines une obstruction du flux biliaire et une fibrose du foie, et servent à cribler des candidats-médicaments contre la cholangite sclérosante primitive. Le porteur qualifie de mineurs les symptômes attendus, léthargie et jaunisse transitoire, tout en indiquant que la mise à mort à douze semaines au plus tard leur évitera des symptômes sévères liés à leur modification génétique. Toutes sont tuées pour le prélèvement d'organes et de sang.

Objectifs

La cholangite sclérosante primitive (PSC) fait partie des maladie auto-immunes du foie et est caractérisée par une dégénérescence des canaux biliaires internes et externes au foie, entrainant une accumulation de bile. Cette accumulation provoque du stress oxydant, de l’inflammation, de la fibrose (surproduction de fibres de collagène réduisant la fonctionnalité d’un organe) et mène ultimement à la cirrhose du foie et à une insuffisance hépatique (perte de fonctionnalité de l’organe). La PSC ne présente pas de symptômes au stade précoce, mais les personnes atteintes présentent progressivement un état de fatigue, des démangeaisons, de la jaunisse, des douleurs articulaires ou abdominales et des diarrhées. L’estimation de la survie moyenne à partir du diagnostic de la maladie est de 15 à 20 ans ; celui-ci est le plus souvent posé chez des hommes entre 30 et 40 ans, mais 15 à 20 % des diagnostics sont pédiatriques. A ce jour, aucun traitement n’a été approuvé, et il est urgent de développer de nouvelles solutions permettant de traiter et d’améliorer la qualité de vie des patients touchés par cette pathologie. Cela implique la nécessité de trouver de nouvelles cibles thérapeutiques afin de découvrir ou repositionner des molécules et comprendre les mécanismes qui jouent un rôle dans la survenue et l’évolution de la maladie. C’est dans ce contexte que s’inscrit ce projet : composé d’une étape de caractérisation du modèle d’étude de la maladie (souris génétiquement modifiées), puis d'une phase de screening de molécules thérapeutiques, il permettra l’évaluation de plusieurs candidats-médicaments avant une éventuelle évaluation clinique chez l'humain. Ce projet a donc pour objectif l’évaluation de l'efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques pour la PSC, dans le modèle génétique considéré aujourd'hui comme celui reproduisant au mieux les caractéristiques de la maladie humaine.

Bénéfices attendus

Ce projet en général se focalise sur l’étude et la validation, dans un contexte physiopathologique pertinent, de l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques ou de molécules déjà approuvées pour une autre indication pouvant avoir un effet dans la PSC. Si le screening de molécules dans le modèle révèle des candidats médicaments prometteurs, ce projet débouchera sur l’étude de leur mécanisme d’action dans le contexte de la pathologie et permettra l’évaluation des meilleures molécules avant une éventuelle utilisation en clinique chez l’homme. Ainsi, cette étude supportera la recherche de nouveaux médicaments potentiels dont les effets seraient supérieurs aux traitements purement symptomatiques actuellement délivrés pour la PSC, et qui ralentiront ou stopperont l'évolution de la maladie.

Procédures

Afin d'évaluer de potentielles molécules thérapeutiques dans le modèle, puis de déterminer la dose, la fréquence et la voie d'administration permettant un effet optimal du composé, les animaux pourront recevoir un traitement administré une à sept fois par semaine, jusqu’à 2 fois par jour (en fonction de la molécule étudiée et de la voie d’administration), pendant 7 semaines maximum. Le mode d’administration du composé dépendra de la nature de la molécule, de son mécanisme d’action et de la cible thérapeutique. En effet, notre approche étant exploratoire, nous devons envisager plusieurs voies d’administration afin d’optimiser l’efficacité du traitement. Nous n’attendons pas de nuisance liée à la nature des traitements (doses non toxiques selon les études de toxicologie préliminaires ou la littérature). L’administration des traitements par gavage entrainera un stress dû à la manipulation et une irritation liée à la sonde ; l’administration par voie intra-péritonéale ou sous-cutanée entrainera un stress dû à la manipulation et une douleur liée à la piqûre. Des prélèvements de sang en cours de procédure pourront être réalisés sous anesthésie gazeuse à raison d'un prélèvement toutes les deux semaines au maximum (soit 4 prélèvements par animal au maximum sur toute la durée de la procédure), d’un volume conforme aux recommandations éthiques. Le sang sera récupéré et l’animal sera remis dans sa cage pour son réveil.

Impact sur les animaux

Bien que les marqueurs sanguins et l'imagerie du foie révèlent l'apparition d'une altération du flux biliaire et d'une fibrose du foie dès 2 semaines, les animaux ne montrent pas de symptômes avant 8 à 12 semaines. Les symptômes documentés survenant dans cette période et leur impact sur le bien-être animal sont mineurs : petites altérations du comportement (léthargie/activité réduite), jaunisse transitoire. Cependant, l'état des animaux sera suivi 2 fois par semaine en observant la survenue de ces symptômes, en vérifiant la prise de nourriture, et en mesurant le poids des animaux. Nous n’attendons pas de nuisance liée à l’administration des traitements (doses non toxiques selon les études de toxicologie préliminaires ou la littérature) en dehors de celle induite par la piqûre. De plus, les prélèvements sanguins seront réalisés sous anesthésie gazeuse.

Devenir

A l'issue de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés. Certains organes seront alors récupérés et des prélèvements sanguins seront réalisés afin de pratiquer différentes analyses qui nous permettront d'évaluer l'efficacité des candidats-médicaments dans ce modèle de PSC. De plus, l'euthanasie des animaux à 12 semaines maximum empêchera les animaux de subir des symptômes sévères liées à la modification génétique.

Remplacement

Des expériences sur cellules pourront être réalisées en amont selon le mode d'action documenté ou envisagé des molécules testées. Cependant, l’étude de l’efficacité de molécules pouvant agir sur l’inflammation et/ou sur la fibrose est bien plus pertinente dans ce modèle dont l’ensemble des caractères anatomiques, physiologiques et immunitaires reproduit la majorité des aspects de la PSC humaine. Cette souche de souris est le modèle génétique de référence pour l'étude préclinique de la PSC, et modélise tout à la fois une altération du flux biliaire, une infiltration de cellules immunitaires en périphérie des canaux biliaires, une fibrose autour des canaux biliaires dite en "peau d'oignon" caractéristique de la PSC, ainsi qu'un déséquilibre des acides biliaires et de la flore intestinale. Nos procédures expérimentales ont un caractère de stricte nécessité et ne peuvent pas être remplacées par d’autres méthodes alternatives n’impliquant pas l’utilisation d’animaux vivants et susceptibles d’apporter le même niveau d’information. Pour évaluer et déterminer l’effet d’un traitement sur tous les facteurs précités, il est essentiel d’examiner l’animal vivant entier.

Réduction

Pour nos expérimentations, nous nous sommes appuyés sur les données de la littérature pour déterminer un nombre d’animaux nécessaire afin de garantir une puissance statistique adéquate pour l’analyse des résultats et d’inclure un nombre suffisant de contrôles internes permettant de conclure de manière robuste sur l’efficacité des traitements. L’analyse des données impliquera la comparaison de 8 groupes de 7 animaux pour chaque étude et bénéficiera d'une analyse statistique appropriée.

Raffinement

Pour minimiser l'impact sur les souris, une étude préliminaire sera menée sur un petit nombre d'animaux afin d'optimiser les études de screening ultérieures. L'implantation des puces d’identification et les prélèvements sanguins sont réalisés sous anesthésie à l’isoflurane, un anesthésique volatile reconnu pour son induction et son réveil rapide, minimisant ainsi le stress et l’impact sur l’animal. L’implantation de la puce est une procédure rapide (quelques secondes) et bien que légèrement invasive, elle ne provoque qu’un inconfort transitoire. Les prélèvements sanguins sont effectués de manière à limiter le traumatisme local pour minimiser la douleur et l’inflammation post-procédure. Toutefois, les animaux seront surveillés attentivement après chaque intervention. Si des signes de douleur ou d’inconfort prolongés étaient observés (léthargie, prostration, diminution de l’alimentation), un analgésique sera administré. Les animaux seront également suivis et pesés 2 fois par semaine afin d’anticiper tout signe de souffrance. Si les points limites sont atteints et que des signes de souffrance sont avérés chez l’animal, il sera sorti du protocole et euthanasié. Les procédures seront réalisées dans une pièce calme, différente de la pièce d’habitation. Pour limiter le stress, la peur et l’angoisse des animaux, ils seront manipulés avec délicatesse et sociabilisés (habitués à l’expérimentateur) avant le début de l’étude, leur environnement sera enrichi avec du matériel de nidification et de divertissement afin que les animaux puissent exprimer leur comportement naturel. Une manipulation des animaux à l'aide d'un tunnel ou avec les mains en coupe sera privilégiée pour éviter la contention des souris par la queue. Afin d’optimiser l'expérience, les animaux seront randomisés selon leur poids et/ou selon un marqueur sanguin déterminé au cours de l'étude préliminaire. L’objectif est de préserver le bien-être des animaux, la satisfaction de leurs besoins physiologiques et comportementaux permettant également d’éviter tout biais sur les résultats des expérimentations.

Choix des espèces

Ce modèle de souris génétiquement modifiées exprime un ensemble de caractères anatomiques, physiologiques et immunitaires très proche de la cholangite sclérosante primitive. Il s'agit du modèle génétique de référence dans la littérature ou les entreprises de recherche préclinique afin de tester l’efficacité de nouveaux traitements pour cette maladie. Dans le cadre de ce projet, nous nous intéresserons à la phase précoce (semaines 4 à 12 de la vie des animaux) de la maladie pendant laquelle se développent l'altération du flux biliaire, l'inflammation en périphérie des canaux biliaires et la fibrose du foie qui seront les principaux paramètres que nous chercherons à diminuer par l'administration de candidats-médicaments. Lors de cette phase, la pathologie est en cours de développement, ses caractéristiques sont encore modérées mais suffisamment développées pour permettre l'évaluation d'un candidat-médicament. Ne pas poursuivre l'étude sur les animaux au-delà de 12 semaines nous permettra d'obtenir des résultats suffisants pour démontrer l'efficacité de nos molécules tout en réduisant l'impact que la modification génétique pourrait avoir sur le bien-être des animaux.

Trois ou quatre injections et jusqu'à sept prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse par animal : 36 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour des analyses post-mortem. Ils reçoivent de fortes doses d'un vecteur viral de thérapie génique, puis une molécule qui détruit une partie des cellules immunitaires de leur foie. Le projet existe précisément parce que ces doses abîment le foie des patients et font perdre aux rats l'expression du gène transféré. Le porteur écrit pourtant que l'injection intraveineuse du vecteur "est connue pour ne provoquer aucun effet indésirable", et ne décrit aucune conséquence de la destruction des cellules hépatiques.

Objectifs

Les virus adéno-associés recombinants (AAVr) sont de petits virus modifiés utilisés comme « véhicules » pour transporter des gènes dans les cellules. Ils servent aujourd’hui dans plusieurs thérapies géniques, notamment pour traiter des maladies de l’œil, du foie, des muscles ou du système nerveux. Sept traitements basés sur ces vecteurs sont déjà disponibles pour les patients. Pour certaines maladies plus complexes, il faut injecter de grandes quantités d’AAVr. Mais à fortes doses, ces traitements peuvent provoquer des effets secondaires, en particulier au niveau du foie, qui peut être endommagé. Notre équipe a mis au point un modèle de rat pour mieux comprendre ce problème. Nous avons injecté de fortes doses d’AAVr contenant un gène fluorescent . Nous avons observé que certains rats perdaient l’expression de ce gène dans leur foie, comme cela se produit parfois chez les patients. On ne sait pas encore si cette perte vient d’une toxicité directe ou d’une réaction du système immunitaire. L’objectif de notre étude est donc d’analyser le rôle des cellules immunitaires du foie dans cette toxicité. Pour cela, nous utiliserons une molécule (le clodronate) capable d’éliminer certaines de ces cellules. En parallèle, nous testerons des versions « inoffensives » du gène fluorescent pour disposer d’un bon contrôle.

Bénéfices attendus

Le projet devrait permettre de mieux comprendre les mécanismes responsables de l’immuno hépatotoxicité observée chez les patients après utilisation de fortes doses d’AAVr dans des modèles précliniques. Cette étude pourrait contribuer à mieux comprendre et mieux anticiper l’impact potentiel de l’immunotoxicité du transfert de gènes sur l’efficacité et la sécurité du traitement dans les essais cliniques.

Procédures

24 rats subiront trois injections ainsi que 3 prélèvements sanguins. 12 rats subiront quatre injections et 7 prélèvements sanguins. Des protocoles d'anesthésie et d’analgésie seront mis en place selon la procédure. Les injections et les prélèvements sanguins se dérouleront sous anesthésie gazeuse de courte durée (environ 5 à 10min). L’état général et l’alimentation des animaux seront surveillés quotidiennement par les techniciens animaliers et le vétérinaire.

Impact sur les animaux

Pour les prélèvements sanguins et les injections, les animaux seront sous anesthésiés gazeuse. Les animaux ressentiront au réveil, une légère douleur au point du prélèvement sanguin et au point d’injection , due à la pénétration de l’aiguille. Par ailleurs, l’injection intraveineuse d’un vecteur chez le rongeur est connue pour ne provoquer aucun effet indésirable. Pour l'euthanasie, que ce soit pour la perfusion hépatique terminale ou le prélèvement sanguin terminale au niveau de la veine cave, cela n’engendrera pas de stress ou de douleur pour les animaux, puisque cet examen sera réalisé sous anesthésie générale renforcée par une analgésie ce qui limitera une éventuelle douleur liée au geste invasif.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure pour des études post-mortem.

Remplacement

L’enjeu majeur des protocoles de thérapie génique développés à l’aide de virus consiste à s’affranchir de la réponse immunitaire anti-vecteur observée chez l’humain. À ce jour, il n’est pas possible de reproduire in vitro un système immunitaire et encore moins de le combiner avec des cellules d’autres organes (également transduits par le vecteur de thérapie génique). Le modèle animal demeure donc incontournable. Pour ce protocole précis, nous avons choisi un modèle de rat , car c’est le seul modèle de petit animal, qui développe une réponse immunitaire contre le virus et une immunotoxicité vis-à-vis du virus similaire à celle observée chez l’humain.

Réduction

Chez l’homme, l’apparition d’une réponse immune dirigée contre le vecteur de thérapie génique ainsi que son intensité varient d’un individu à l’autre. Cette variabilité a également été observée dans une étude précédente réalisée au laboratoire où environ 60% des rats injectés développent une réponse immunitaire. Le nombre d’animaux par groupe 6 est donc basé sur nos expériences précédentes lors desquelles nous avons pu obtenir des résultats cohérents et reproductibles dans des groupes de cette taille, pour les analyses qui seront réalisées ici (biodistribution du vecteur, analyses biochimiques et analyses histologiques). Cela semble être un nombre minimal qui permette d’assurer la robustesse des résultats sans qu’il soit excessif en termes d’animaux à inclure. Afin d’obtenir des résultats statistiquement interprétables, le nombre d’animaux par groupe devra être porté à au moins 6.

Raffinement

Toutes les interventions sur animaux se feront sous anesthésie générale et locale renforcée si nécessaire par des compléments analgésiques appropriés, pour réduire la contrainte imposée aux animaux. Le bien-être animal passera également par : 1) de bonnes conditions d'hébergement selon la réglementation en vigueur (animaux hébergés à plusieurs par cage, dans la limite réglementaire ; accès à la nourriture et à l’eau ad libitum) avec un enrichissement du milieu (mise à disposition d’éléments d'enrichissement comme des carrés de coton, des tunnels en carton, des sizzle dry (papier) et des morceaux de bois) 2) un suivi régulier des animaux (observations quotidiennes, pesées régulières, analyse du comportement) 3) l'instauration de points limites pertinents et la mise en place de mesures adaptées si nécessaire (anesthésies, traitements analgésiques ou autre, ou euthanasie si pas d'autre alternative). 4) Une grille de scoring de la douleur sera mise en place dès que celle-ci s'avère nécessaire afin de pouvoir détecter précocement tout point limite et mettre en place les actions adéquates. 5) la mise en place de mesures adaptées en fonction des interventions éventuelles (anesthésie et analgésie si nécessaire).

Choix des espèces

Dans la majorité des études de thérapie génique ou d'immunologie, une espèce mammifère est requise pour avoir une pertinence clinique. Récemment, nous avons développé un modèle de rat dans lequel nous observons une réponse cellulaire et de l’hépatotoxicité après injection de fortes doses de vecteur. Ce modèle semble reproduire les effets secondaires observés chez l’homme dans les essais cliniques après injection à forte dose. L'utilisation du rat est donc justifiée par la preuve de concept de modélisation de la réponse immune et de l’hépatotoxicité. De plus, l’utilisation du modèle rat permet de constituer des groupes suffisamment larges pour effectuer des analyses statistiques. Les rats seront injectés entre 7 et 8 semaines, à l’âge adulte afin d’avoir un système immunitaire mature.

840 femelles, 756 souris et 84 rates, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tuées dès la fin de l'opération sans attendre le réveil. Chaque animal reçoit deux injections en étant conscient, puis subit une ovariectomie de quarante-cinq minutes, laparotomie, dissection, ligature des vaisseaux, ablation des ovaires et sutures, avec un risque d'hémorragie si l'hémostase du stagiaire est insuffisante. Un animal par participant, quarante participants par session, quatre sessions par an pendant cinq ans : le compte est celui d'une obligation réglementaire de formation, pas d'une recherche. Le porteur indique que les stagiaires s'entraînent d'abord sur des substituts synthétiques, des pièces de boucherie et des cadavres de rongeurs, avant de conclure que la maîtrise du geste "nécessite" un animal vivant.

Objectifs

Les personnes amenées à concevoir ou à réaliser des interventions chirurgicales sur des animaux dans le cadre des projets scientifiques, ont l’obligation réglementaire de suivre un enseignement théorique et pratique à la chirurgie expérimentale. Le projet concerne les travaux pratiques d’une formation aux bases de la chirurgie expérimentale à destination de ces personnes. Elle s’adresse à des personnes ayant validé préalablement une formation initiale à l’expérimentation animale (niveau applicateur ou concepteur). Chaque session de formation totale (formation théorique + formation pratique) dure 22h. Au cours de celle-ci, les participants sont préalablement sensibilisés à tous les aspects théoriques à l’occasion des cours et travaux dirigés. La formation pratique vise en particulier, sur un exemple pratique d’ovariectomie réalisée chez le rongeur, 1/ à leur dispenser les moyens de raffiner les procédures chirurgicales et à réduire le nombre d’animaux nécessaires, 2/ à acquérir les gestes nécessaires au bon déroulement d’une intervention chirurgicale réalisée dans le respect du bien-être animal. Cette formation a pour vocation de dispenser tous les concepts inhérents et indispensables à toute chirurgie expérimentale (asepsie, anesthésie, analgésie, respect des structures anatomiques, choix du matériel, principe des sutures, suivi des animaux). Elle enseigne ainsi dans le respect des 3R les différentes étapes d’une intervention chirurgicale incluant la préparation de l’animal, l’anesthésie, les soins péri- et post-opératoires, la bonne conduite de l’analgésie, la maitrise de la technique opératoire.

Bénéfices attendus

Chaque participant recevra ainsi une formation pratique pour mener à bien une intervention chirurgicale prenant en compte le respect du bien-être animal et la règle des 3R. La qualité de ces formations contribue ainsi à court terme à la maitrise des gestes chirurgicaux permettant d’obtenir à moyen terme des résultats scientifiques plus fiables et reproductibles tout en réduisant au maximum le stress et la souffrance des animaux et leur nombre.

Procédures

Chaque animal recevra en vigile une injection sous-cutanée (analgésique) 15s, puis une injection intrapéritonéale (anesthésique)15s. Ces gestes induisent un stress/et ou douleur légère de courte durée (15s) chez les animaux. L'anesthésie peut également être réalisée par anesthésie gazeuse. Il subira ensuite une intervention chirurgicale (ovariectomie) réalisée sous anesthésie d'une durée totale de 45 minutes de douleur modérée consistant en une laparotomie, une dissection atraumatique, une ligature vasculaire, une exérèse d’organes et des sutures dans le plan musculaire et cutané. La mise à mort des rates sera réalisée par injection intrapéritonéale réalisée sous sédation (15s)

Impact sur les animaux

Chaque animal recevra en vigile une injection sous-cutanée (15s) puis une injection intrapéritonéale (15s). Ces gestes induisent un stress/et ou douleur légère de courte durée chez les animaux. L'anesthésie peut également être réalisée par anesthésie gazeuse à l'isofluorane ( 3-4% en induction 30 secones à 2 min pour les souris et 1 à 3 minutes pour les rates puis 1,5-2% ). Il subira ensuite une intervention chirurgicale (ovariectomie) réalisée sous anesthésie d'une durée totale de 45 minutes au maximun.. L’animal peut être victime d’une hémorragie en cas d’une hémostase insuffisante. La couverture analgésique proposée permet de réduire au maximum la douleur liée à l’intervention chirurgicale.

Devenir

42 animaux mis à mort par session de formation soit au total 840 animaux sur 5 ans Un seul animal par participant permettra la réalisation d’une chirurgie complète (rat ou souris). L’utilisation d’animaux supplémentaires sera de 2 animaux/session grâce à l’entrainement préalable que les participants recevront en amont, diminuant ainsi le risque d’échecs. Au maximum, 4 sessions de cette formation réglementaire seront réalisées par an dans cet établissement et le nombre de stagiaires par session de formation est limité à 40 participants. Le nombre d’animaux pour la durée du projet sera donc de (1 animal /participant X 40 participants/session X 4 sessions/an X 5 ans) + 2 animaux supplémentaires/session X 4 sessions/an X 5 ans) = 800+40 soit 840 animaux pour la durée du projet.

Remplacement

La formation est réalisée de telle façon que les participants peuvent s’entraîner et répéter, à leur rythme, les gestes chirurgicaux, sans avoir le stress de la surveillance du respect de l’asepsie, de l’anesthésie et des fonctions vitales de l’animal vivant en utilisant des substituts synthétiques inertes, des pièces de boucherie ou des cadavres de rongeurs euthanasiés indépendamment des besoins de la formation. Cela favorise la sérénité́ et la confiance dans l’apprentissage de la chirurgie expérimentale. La maitrise des gestes associés à une procédure chirurgicale nécessite cependant dans l’état actuel des connaissances un entrainement pratique sur modèle animal.

Réduction

De notre expérience, 75 à 95% des animaux nécessaires à cette formation sont couverts par des animaux de surplus et donc destinés à être euthanasiés dans l’établissement utilisateur accueillant cette formation. Seuls 5 à 25% maximum des animaux nécessaires à cette formation nécessiteront une provenance d’un fournisseur. Ce qui contribue à la réduction. Afin de réduire le nombre total d’animaux utilisés, et grâce à l’entrainement préalable que les participants recevront en amont, un seul animal par participant permettra la réalisation d’une chirurgie complète (rat ou souris). En effet, le passage à la chirurgie pratique ne sera pas réalisé tant que l’apprentissage des gestes n’est pas suffisamment bien maîtrisé, diminuant ainsi le risque d’échecs et l’utilisation d’animaux supplémentaires.

Raffinement

Les animaux sont gardés dans une salle d’hébergement à part et ne sont amenés en salle de travaux pratiques qu’au dernier moment afin de réduire au maximum le stress des animaux. Les gestes réalisés sur animaux vigiles (sous cutanée, intrapéritonéale) sont normalement maitrisés par les participants qui ont validé au préalable une formation initiale à l’expérimentation animale niveau applicateur ou concepteur, limitant ainsi le stress et la douleur liés à la réalisation de ces gestes techniques. Les encadrants ayant sensibilisé les participants aux différentes phases de l’anesthésie, s’assurent que chaque participant réalise l’intervention chirurgicale sous anesthésie générale conformément aux bonnes pratiques de narcose, myorelaxation et analgésie. Un analgésique est administré 30 min avant le début de la procédure chirurgicale en quantité suffisante pour limiter toute douleur per-opératoire, sa durée d’action couvrant la totalité de la procédure chirurgicale. Les animaux sont euthanasiés dès la fin de la chirurgie sans attendre le réveil, leur évitant ainsi toute douleur post-opératoire. Enfin, l’encadrant veille tout au long de la séance de travaux pratiques au respect des bonnes pratiques, il sensibilise en continu les stagiaires au raffinement des techniques chirurgicales. Cette procédure chirurgicale sera réalisée dans un ratio encadrant/ participant (1/4) permettant de détecter précocement tout signe de souffrance des animaux ou une couverture anesthésique insuffisante et de prendre les mesures correctives adéquates (prolongation de l’anesthésie ou mise à mort précoce).

Choix des espèces

Cette formation a pour vocation de dispenser tous les concepts inhérents et indispensables à toute chirurgie expérimentale (asepsie, anesthésie, analgésie, respect des structures anatomiques, choix du matériel, principe des sutures, suivi des animaux). Les notions enseignées sont applicables à toutes les espèces de mammifères utilisés à des fins scientifiques. Les rongeurs étant très majoritairement utilisés dans la recherche, ces travaux pratiques sont réalisés sur rongeurs. Le choix de l’espèce (souris ou rat) est fait en fonction de l’agrément de l’établissement d’accueil de la formation, et des besoins pédagogiques exprimés par les participants. Pour les travaux pratiques de chirurgie, la procédure chirurgicale enseignée étant une ovariectomie, des femelles sont utilisées.

Valider un geste chirurgical, pas produire des connaissances : 10 rongeurs diurnes vont subir une opération d'une heure et demie sous anesthésie générale, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des électrodes sont implantées après incision du scalp, puis chaque animal reste seul en cage pendant une semaine. Le porteur indique que la plaie peut s'enflammer au point que l'animal se gratte et arrache ses points de suture, et qu'une infection reste possible. Les dix animaux sont tués pour autopsie, afin de vérifier ce que la chirurgie a fait à leurs tissus, et le RNT ne nomme pas leur espèce.

Objectifs

Ce projet s'inscrit dans un projet de recherche plus large visant à étudier les effets de la lumière ambiante sur le cycle veille/sommeil au cours des 24 h. Les expériences seront menées en parallèle chez un modèle animal nocturne et chez un modèle animal diurne. Le projet de recherche scientifique se propose de tester l’hypothèse selon laquelle l'exposition à la lumière optimise le cycle veille/sommeil chez les espèces diurnes et nocturnes, par deux processus temporellement cohérents qui sont 1) les effets dépendants des horloges circadiennes et 2) les effets directs de la lumière sur les états de vigilances. Pour tester cette hypothèse il sera nécessaire d'enregistrer le cycle veille/sommeil sur les animaux au moyen d'électrodes d'enregistrement. L'objectif du présent projet est l'acquisition et la validation de la compétence nécessaire à la mise en oeuvre de ces enregistrements sur l'espèce diurne. Cette étape vient en amont de la mise en oeuvre de l'étude scientifique.

Bénéfices attendus

L’identification des effets directs de la lumière sur le cycle veille/sommeil pourrait permettre de participer à la prévention des troubles du sommeil et de leurs conséquences comme les troubles de l'humeur, les troubles métaboliques comme le diabète ou l’obésité, par des approches de photothérapie ciblée et par des recommandations sur des horaires d’exposition à la lumière qui seraient à éviter. Le transfert et la validation de l'approche sur l'espèce diurne permettra à la partie du projet scientifique relative à l'étude du sommeil de démarrer dans des conditions qui garantissent le bien-être des animaux, la qualité des données enregistrées et donc leur exploitation statistique.

Procédures

Les animaux seront soumis à une procédure chirurgicale d'une durée de 1h30 réalisée sous anesthésie générale et analgésie. Les animaux seront placés en cage individuelle à l'issu de la chirurgie pendant une semaine.

Impact sur les animaux

La chirurgie peut induit une douleur modérée, de l'inflammation au niveau de la plaie cutanée (incision du scalp) ce qui peut conduire l'animal à se gratter et à arracher les points de suture. Dans de très rares cas, une infection pourrait survenir. La contention nécessaire à la mise en place de l'anesthésie pourrait induire un stress léger transitoire. A l'issu de la chirurgie, les animaux seront placés en cage individuelle enrichie pendant une semaine pendant laquelle le suivi de l'état de santé des animaux sera réalisé. Cette situation pourrait induire un stress léger chez les animaux.

Devenir

Les animaux seront mis à mort pour autopsie afin de vérifier macroscopiquement les conséquences tissulaires de la procédure chirurgicale.

Remplacement

La régulation du cycle veille/sommeil et la mesure des effets de la lumière sur ce cycle implique plusieurs stuctures nerveuses et horloges cérébrales qui fonctionnent en réseau interconnectés et l'intégrité de la rétine qui leur relaie l'information lumineuse. Ainsi est-il impossible de réaliser ces études sur des organes isolés ou des cultures cellulaires in vitro ou de modéliser in silico la réponse de ce circuit multi-structures.

Réduction

Il n'y aura pas d'analyse statistique des résultats car il s'agit d'acquisition de compétences. Le nombre d'animaux a été défini sur la base de la complexité de la chirurgie, des connaissances du modèle animal et de sa physiologie et du risque anesthésique du fait que ces animaux qui sont diurnes seront opérés de jour moment où ils sont normalement actifs et au pic de leur métabolisme contrairement au rat et à la souris. Dèss que l'approche chirurgicale aura été validée comme reproductible la procédure sera stoppée.

Raffinement

La chirurgie sera réalisée sous anesthésie générale et analgésie adaptée à l'espèce. Tout au long de la chirurgie, les animaux seront maintenus sur tapis chauffant thermostaté (température de 38°C) muni d'une sonde rectale pour éviter de placer l'animal en hypothermie. Les yeux seront recouvert de gel oculaire hydratant pour éviter le déssèchement de la cornée. La chirurgie sera réalisée en conditions aseptiques. Après la chirurgie, les animaux seront réhydratés par injection d'une solution saline isotonique et stérile puis placés sous lampe chauffante jusqu'à leur complet réveil et sous surveillance. La douleur sera prise en charge avant, pendant et après la chirurgie par la mise en place d'un traitement analgésique post-opératoire par prise de médicaments dans l'eau de boisson. La prise hydrique quotidienne sera alors mesurée. Dès le lendemain de la chirurgie, l'état de santé des animaux sera évalué quotidiennement à l'aide d'une grille de score pemettant d'objectiver des points limites pertinents suffisamment précoces pour interrompre dès que nécessaire la procédure et ainsi limiter la souffrance animale. A l'issu de la chirurgie, les animaux seront hébergés pendant une semaine dans seuls des cages enrichies avec plus du matériel de nidification pour aider à la thermorégulation et un bâton à ronger. Nous validerons que l'ajoût d'un tunnel en verre dans la cage est compatible avec la pose d'électrodes et d'un connecteur à la surface du crâne, afin de garantir l'intégrité du dispositif implanté qui permettra de collecter les données scientifiques et donc d'obtenir un résultat exploitable (principe de réduction).

Choix des espèces

Il s'agit d'un projet de formation visant à transférer une compétence chirurgicale à un modèle de rongeur diurne afin de permettre l'enregistrement du sommeil sur cette espéce. Le sommeil sera étudié sur de jeunes adultes lorsque les structures nerveuses impliquées sont mâtures.

Dix jours d'hébergement à 4 °C, ou deux mois à 30 °C, jusqu'à sept injections et cinq prélèvements sanguins : 226 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Certaines ont 24 mois, un âge auquel le porteur prévoit des décès liés à la vieillesse et gonfle ses groupes en conséquence. La méthode mise au point est présentée comme une imagerie "non invasive" du tissu adipeux brun, et le porteur affirme que visualiser ce tissu dans un "organisme entier" rend le recours à l'animal "indispensable". Toutes les souris sont tuées à l'issue pour récupérer leur sang et leurs organes.

Objectifs

Avec l'augmentation de l'espérance de vie, améliorer ou préserver la santé et la qualité de vie des personnes afin qu'elles puissent être autonomes le plus longtemps possible représente un enjeu majeur de santé publique. L'objectif actuel est de promouvoir le vieillissement en bonne santé en déterminant des paramètres biologiques permettant de mesurer et de prédire son évolution. Le métabolisme énergétique est un régulateur clé de la longévité et de l’allongement de la vie en bonne santé. Les tissus adipeux jouent un rôle très important dans le maintien de l’homéostasie énergétique de l’organisme et leur dysfonctionnement pourrait contribuer à l’altération des fonctions de l’organisme au cours de l’âge. Alors que les tissus adipeux blancs sont spécialisés dans le stockage et la libération de l’énergie, les tissus adipeux bruns (et beiges) dissipent l’énergie sous forme de chaleur. Il est clairement admis que la quantité et l'activité du tissu adipeux brun déclinent avec l'âge. Il est aussi aujourd'hui bien démontré que les tissus adipeux bruns sont associés de manière positive à la santé cardiométabolique chez l'homme. Il est donc important de pouvoir visualiser de manière non invasive le tissu adipeux brun pour définir des trajectoires de santé à l'échelle des individus. Plusieurs méthodes d'imagerie du tissu adipeux brun existent à l'heure actuelle. Elles sont pour la plupart basée sur la détection de sondes marquées et des techniques d'imagerie adaptées. Cependant, les sondes utilisées sont souvent des métabolites comme par exemple le glucose. L'intensité du marquage peut fluctuer en fonction de l'activité du tissu (et de l'état de santé métabolique de l'individu comme en cas d'insulinoresistance) et peut générer des faux positifs par l'activité métabolique d'autres tissus. Dans ce projet, nous proposons une nouvelle méthode d'imagerie pour détecter de manière non invasive des protéines membranaires exprimées par le tissu adipeux brun, in vivo chez la souris. Ceci reposera sur l'injection d'anticorps bioconjugués et de sondes marquées avec des fluorochromes pour une détection du tissu adipeux brun par imagerie en fluorescence in vivo.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mettre au point une nouvelle méthode de visualisation du tissu adipeux brun in vivo de manière non invasive. Etant donné que ce tissu décline avec l'âge et dans des contextes de désordres métaboliques, mesurer sa quantité chez un individu pourrait permettre de définir des trajectoires de santé. La méthode utilisée dans ce projet pourrait aussi être élargie à d'autres tissus et d'autres pathologies. En effet, la basigine est surexprimée par de nombreux types de cellules cancéreuses et la méthode proposée dans ce projet pourrait tout à fait être utilisée pour évaluer le développement de certains types de tumeur. Enfin, la méthode développée dans ce projet pourrait être adaptée pour détecter d'autres cibles protéiques, élargissant ainsi l'intêret et les bénéfices liés à ce projet.

Procédures

Les animaux subiront des prélèvements : soit 1 prélèvement sanguin (juste avant la mise à mort) soit 5 prélèvements sanguins (soit sur 2 jours (5 min, 3 heures, 6 heures, 24 heures et 48 heures) soit sur 7 jours (1, 2, 3, 4 et 7 jours)). Les animaux subiront des injections : soit 1 injection, soit 2 injections (1 injection et 1 injection au minimum 24 heures après) soit 3 injections (1 injection, 1 injection au minimum 24 heures après, et 1 injection 1 heure après), soit 7 injections (1 injection quotidienne pendant 5 jours consecutifs, 1 injection 7 jours après et 1 injection 1 heure après). Certains animaux seront soumis à des modifications dans leurs conditions d’hébergement (température d’hébergement de 4°C pendant 10 jours ou de 30°C pendant 2 mois).

Impact sur les animaux

Certaines nuisances ou effets indésirables sont attendus au cours de ce projet : - le stress des animaux au moment de leur réception, - des problèmes liés à l’anesthésie, - le stress lié à l’isolement et à l’individualisation des animaux en cas d’agressivité, - le stress lié aux températures d’hébergement - le stress lié à la contention nécessaire pour les injections, - les stress liés à l’injection des molécules - et le stress lié aux prélèvements sanguins. Les souris invalidées génétiquement ne présentent pas de phénotype dommageable dans les conditions d’hébergement utilisées dans cette étude.

Devenir

Au terme de chaque procédure, tous les animaux seront mis à mort afin de récupérer le sang et les organes d'intéret pour des analyses ultérieures.

Remplacement

Notre objectif est de visualiser le tissu adipeux brun dans un organisme entier, de manière non invasive. Le recours à l'animal est donc indispensable. Cependant, des tests préalables pour valider l'anticorps et sa reconnaissance par les tétrazines auront été réalisés in vitro.

Réduction

Au regard de la bibliographie concernant des études similaires et de tests statistiques, des groupes de 6 souris par condition seront formés afin de mettre en évidence des différences statistiques. Dans les expériences effectuées sur des animaux de 24 mois, un nombre initial de 10 animaux sera prévu pour pallier aux décès potentiels liés à l’âge. Le nombre d’animaux utilisés dans le projet est réduit au minimum pour obtenir dans chaque groupe étudié un nombre d’individus suffisant pour réaliser les tests statistiques et avoir des données fiables. Mettre moins d’animaux dans chaque groupe serait prendre le risque de devoir refaire ces expériences pour pouvoir obtenir des différences significatives entre les différents groupes. Nous proposons une stratégie de suivi longitudinal de marquage sur les mêmes animaux qui permettrait d’éviter l'euthanasie des animaux à différents temps donnés et ainsi de réduire le nombre d’animaux utilisés. Les tissus et organes prélevés suite à l'euthanasie seront utilisés pour un grand nombre d’expériences différentes. Nous avons en effet mis au point des conditions de préparation des tissus qui nous permettrons, à partir du même échantillon, de faire plusieurs analyses en parallèle. Ceci permet d’optimiser et de réduire le nombre d’animaux utilisés dans notre projet. Par ailleurs, chaque étude est discutée avec l’ensemble de l’équipe de recherche afin de garantir la pertinence de chaque expérience et de partager les prélèvements le cas échéant.

Raffinement

Les procédures seront réalisées dans le respect du bien-être animal pour limiter la souffrance, la douleur ou l’angoisse des animaux, en respectant les points limites préalablement définis. Les animaux seront placés en zone d’acclimatation lors de leur arrivée à la zootechnie. Ils seront pris en charge par le personnel compétent de la zootechnie qui vérifie leur état et place de l’enrichissement dans les cages pour diminuer le stress du transport et permettre aux animaux de faire un nid. Les animaux mâles issus de différents cartons de transport ne seront jamais mélangés lors de la répartition dans les cages d’hébergement. Le caractère grégaire des souris sera respecté puisqu’elles ne seront jamais seules en cage (sauf si un isolement est nécessaire pour cause d’agressivité et de bagarres). Les souris seront surveillées quotidiennement par le personnel de la zootechnie pour repérer des problèmes éventuels ainsi que surveillées une à plusieurs fois par semaine par une personne impliquée dans le projet. De plus, toutes les procédures engendrant de la douleur seront réalisées sous anesthésie générale et un analgésique sera utilisé en parallèle pour minimiser toute douleur. Une grille de score comprenant différents points limites a été établie et dès lors que le score atteindra la valeur seuil, les animaux seront mis à mort.

Choix des espèces

Nous avons décidé de travailler sur la souris puisque cette espèce est un modèle bien établi pour l’analyse des fonctions métaboliques et du vieillissement et dans lequel la biologie du tissu adipeux brun a été particulièrement bien étudiée. Par ailleurs, la cinétique du vieillissement est bien décrite chez la souris, et cette espèce permet de réduire le temps d'expérimentation car elle a une espérance de vie plus courte (2 à 3 ans) que celle du rat (2 à 3.5 ans) ou encore du cobaye (4 à 8 ans). En plus de souris sauvages (contrôles), nous utiliserons une souche de souris génétiquement modifiée. Nous utiliserons des souris sauvages âgées de 2 mois (certaines auront 4 mois en fin de protocole). Les souris âgées de 2 mois, sont matures sexuellement, et présentent un tissu adipeux brun bien développé. L'hébergement à 30°C sera réalisé chez des souris âgées de 2 mois pendant 2 mois (temps efficace pour inactiver le tissu adipeux brun comme montré par les travaux précédents de l'équipe). L'exposition au froid sera réalisée chez des souris âgées de 3 mois et 20 jours, pendant 10 jours. Des travaux précédents de l'équipe ont montré qu'à 24 mois, les animaux présentent des défauts métaboliques importants dans le tissu adipeux brun, c'est la raison pour laquelle nous avons choisi cet âge pour les souris "âgées". Les souris génétiquement modifiées et leurs contrôles seront utilisées à l'âge de 4 mois, ce qui nous permettra de comparer les résultats avec les souris hebergées aux différentes températures.

Tester un additif alimentaire destiné à l'aquaculture industrielle conduit à soumettre 225 truites arc-en-ciel à dix jours de stress d'entassement, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le volume d'eau du bassin est réduit une heure par jour, les poissons sont sortis de l'eau dix fois en trois mois pour être pesés, et chacun subit une prise de sang. Le porteur indique que cette période provoque perte de poids, refus de s'alimenter et pertes partielles d'écailles au niveau des nageoires pectorale et caudale. Toutes les truites sont tuées à l'issue pour prélèvements, dans une étude dont le porteur annonce qu'elle améliorera le "bien-être" des poissons d'élevage et le rendement des rations.

Objectifs

L’industrie aquacole, confrontée à une demande croissante, fait face à des défis majeurs tels que les épidémies et la résistance aux antibiotiques, qui menacent sa pérennité. Les antibiotiques sont utilisés depuis longtemps en aquaculture, pour leur grande efficacité dans le traitement et la prévention des maladies. Cependant, les préoccupations croissantes concernant la résistance aux antibiotiques ont conduit les chercheurs à se tourner vers des additifs alimentaires naturels et des produits immunostimulants sûrs et efficaces, susceptibles de soutenir des pratiques aquacoles durables. Parmi ces additifs, les probiotiques (micro-organisme vivants (bactéries ou levures)) et les postbiotiques (composés non vivants produits par les probiotiques) suscitent un intérêt considérable en raison de résultats encourageant sur la croissance, la résistance aux maladies, la réduction des réponses au stress, le renforcement des réponses immunitaires et le bien-être général des animaux aquatiques. Par ailleurs, contrairement aux probiotiques, les postbiotiques sont stables pendant le traitement des aliments, y compris l’extrusion à haute température, ce qui les rend particulièrement adaptés aux aliments aquacoles commerciaux. Dérivés de micro-organismes probiotiques, les postbiotiques comprennent des cellules probiotiques inactivées, des composants cellulaires bactériens et des métabolites microbiens, offrant des bénéfices potentiels pour la santé des animaux aquatiques. Cependant, si les postbiotiques sont très prometteurs, il reste encore à comprendre pleinement leurs mécanismes d'action et à déterminer les niveaux de supplémentation optimaux. L’objectif de ce projet est de tester chez la truite arc en ciel un postbiotique dont les effets sur la modulation de la réponse immunitaire et la santé intestinale ont déjà été démontrés chez d’autres espèces animales comme le porcelet.

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet permettront, à court terme, de mieux comprendre le mécanisme par lequel les effets de la supplémentation alimentaire permettent d'améliorer la capacité des truites arc-en-ciel à faire face à des conditions de stress. En évaluant différents niveaux d'inclusion, cette étude permettra d'identifier le dosage optimal pour améliorer la résilience, la fonction immunitaire et la santé intestinale des poissons. La diffusion de ces résultats et leur interprétation dans le contexte de l'aquaculture commerciale permettront aux producteurs de poissons d'adopter des stratégies non pharmaceutiques plus efficaces pour améliorer le bien-être des poissons. À terme, cela contribuera à des pratiques piscicoles plus durables, plus efficaces et plus accessibles, tout en réduisant le recours aux antibiotiques et en favorisant la protection de l'environnement.

Procédures

Les animaux seront soumis à la procédure (stress d’entassement) pour une durée de 10 jours. Au cours du stress, le volume d'eau dans le bassin sera diminué une heure par jour pendant 10 jours. Les animaux seront sortis hors de l’eau pour les pesées et le prélèvement (10 fois en trois mois ; moins de 30 secondes). Un prélèvement de sang sera réalisé une fois par animal avec un temps de prélèvement qui ne dépassera pas une minute.

Impact sur les animaux

Durant la période de stress : Perte de poids, diminution de l’indice corporel, refus de s’alimenter, dégradation de l’état corporel (pertes partielles des écailles au niveau de la nageoire pectorale et caudale en fin de période de stress). Douleur transitoire à l'endroit du prélèvement de sang réalisé une fois par animal.

Devenir

Tous les animaux entrant dans la procédure expérimentale seront mis à mort afin de réaliser des prélèvements biologiques. Ces prélèvements permettront de mieux appréhender l'effet de l’inclusion d’un postbiotique sur la résistance des poissons au stress d'élevage et d'optimiser de ce fait les rations alimentaires pour leur bien-être.

Remplacement

La procédure expérimentale est nécessaire et ne peut être remplacée par une autre stratégie n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants. Il n'existe aucun modèle in vitro ou in silico capable de reproduire tous les facteurs cellulaires et acellulaires impliqués dans la stimulation du système immunitaire pour faire face au stress d'élevage subi par les poissons.

Réduction

Des calculs statistiques détaillés ont été réalisés afin de déterminer le nombre d'animaux adéquat pour ce projet. Les calculs ont été faits sur la base de résultats obtenus dans d'autres études sur la réponse au stress d’élevage lors de l’utilisation du complément alimentaire chez d’autres espèces aquatiques. Le nombre d'animaux à utiliser permettra d'apporter de bonnes conditions d'élevage en favorisant une hiérarchie sociale essentielle au bien-être des animaux et d'obtenir des données scientifiquement robustes. Des analyses post-mortem seront réalisées sur les tissus de chaque animal afin de générer le maximum d'informations possibles par animal.

Raffinement

Avant toute manipulation, les truites arc-en-ciel seront anesthésiées. Le stress dû à la capture, à la sortie des bassins et aux prises de sang sera réduit par une manipulation délicate des animaux par les applicateurs, un séchage modéré des poissons, le port de gants, l’utilisation d’un mousse humide pour poser l’animal sur le support de contention et d’un point de pression sur le site de prélèvement, comme décrit dans la procédure qui définit le volume limite de sang et les périodes de récupération nécessaires. Pour protéger le bien-être des animaux, ils seront suivis au moyen de grilles d'évaluation du bien-être animal, et des points limites adaptés seront appliqués immédiatement si un animal semble éprouver des effets indésirables imprévus. Les conditions d’hébergement des animaux sont définies de telle sorte à ce que la densité des animaux par bassin, les paramètres environnementaux (température) ou encore la qualité d’eau procurent le maximum de confort aux animaux, et répondent à la législation en vigueur. Aucun animal ne reste isolé sans contact visuel ou tactile avec ses congénères, ceci afin de réduire au minimum l’angoisse et le stress des animaux.

Choix des espèces

L'espèce utilisée est la truite arc-en-ciel, comme modèle animal des salmonidés. La truite est un bon modèle pour les salmonidés car elle est taxonomiquement proche du saumon et les résultats sont transposables au saumon. La truite est également un animal plus résistant aux conditions d'élevage et aux maladies, avec un taux de croissance plus élevé. Au début de l'étude, les truites pèseront 250 ± 10 grammes après 9 semaines d'élevage. Puis, à 280 g, elles seront soumises à un stress chronique pendant 10 jours. Enfin, une période de récupération de 8 jours sera envisagée pour atteindre une taille finale de 350 g.

2 064 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une réaction allergique leur est provoquée, avec une inflammation locale ou généralisée, un inconfort respiratoire transitoire et une baisse de la température corporelle mesurée trente minutes après chaque administration d'antigène, puis elles reçoivent des substances une à deux fois par semaine pendant cinq à huit semaines et subissent deux à trois prélèvements sanguins. La mise à mort sert à prélever poumons, intestin, peau et ganglions, le porteur indiquant que ces analyses ne peuvent pas être faites sur des animaux vivants. L'objet reste l'optimisation d'une molécule immunomodulatrice, dont il compare plusieurs versions pour la rendre "plus facile à produire", tout en affirmant qu'aucune alternative au modèle murin n'est disponible et que la souris demeure "incontournable".

Objectifs

Ce projet a pour but de mieux comprendre et d’optimiser une approche innovante pour traiter les allergies. Il repose sur trois grands axes : 1.Observer comment une molécule testée agit sur certaines cellules du système immunitaire, en particulier celles qui fabriquent les anticorps. 2.Vérifier si cette approche pourrait prévenir ou soulager les différents allergies, en l’essayant dans différents modèles d’allergie chez la souris. 3.Améliorer cette stratégie en comparant plusieurs versions de la molécule, pour la rendre plus efficace, mieux tolérée, plus stable dans le temps et plus facile à produire.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour but d’explorer une approche immunomodulatrice innovante dans un contexte allergique, et de caractériser de manière approfondie les mécanismes immunitaires sous-jacents, afin de mieux comprendre leur implication dans l’efficacité thérapeutique. Ces pathologies, en forte augmentation dans les pays industrialisés, touchent aujourd’hui jusqu’à 30 à 40 pourcents de la population mondiale et représentent un fardeau important en termes de santé publique et de coût socio-économique (arrêts de travail, baisse de qualité de vie, consommation de soins). En étudiant les effets immunologiques de cette approche, notamment sur la production d’anticorps et la régulation de la réponse immunitaire, ce projet a pour objectif d’identifier de nouvelles stratégies thérapeutiques, plus efficaces, mieux tolérées et adaptées aux besoins des patients allergiques. Les retombées attendues concernent principalement la santé humaine, avec un potentiel impact à long terme sur la prévention et la prise en charge des maladies allergiques. Ce projet contribue également à une meilleure compréhension des mécanismes de régulation immunitaire, ce qui pourrait bénéficier à d’autres pathologies inflammatoires ou auto-immunes.

Procédures

Les animaux seront soumis à différentes interventions non chirurgicales, réparties sur plusieurs semaines selon le modèle expérimental. Celles-ci incluent des administrations de substances (1 à 2 fois par semaine, quelques minutes, sur une période totale de 5 à 8 semaines, sur animaux vigiles ou sous anesthésie courte), la mesure des paramètres respiratoires (1 fois pendant le projet, environ 20 minutes, sur animaux vigiles avec contention douce) et des prélèvements sanguins (2 à 3 fois par animal sur l’ensemble du protocole, environ 5 minutes, sur animaux vigiles).

Impact sur les animaux

L’induction d’une réaction allergique chez les souris peut provoquer une réponse inflammatoire locale ou généralisée, pouvant entraîner une gêne physique passagère, ainsi qu’un état temporaire de mal-être. Selon le modèle allergique utilisé, cette réaction peut également s’accompagner d’un inconfort respiratoire transitoire. Par ailleurs, cette phase d’induction est susceptible de provoquer une baisse modérée de la température corporelle (stress thermique), nécessitant une surveillance spécifique. Les nuisances attendues incluent le stress lié à la contention temporaire nécessaire pour les injections et administrations, ainsi qu’à la réalisation de mesures de paramètres respiratoires. Ces manipulations peuvent entraîner un inconfort transitoire, sans conséquences durables pour les animaux. Les prélèvements sanguins répétés, indispensables pour le suivi de la réponse immunitaire, peuvent occasionner une douleur brève ainsi qu’un risque localisé d’irritation ou d’hématome. La contention temporaire nécessaire à ces procédures est également susceptible de générer un stress ponctuel, en raison de la restriction de mouvement qu’elle implique.

Devenir

À l’issue des différentes procédures expérimentales, les animaux seront euthanasiés afin de permettre la récupération des tissus nécessaires aux analyses scientifiques. Cette étape est indispensable pour atteindre les objectifs du projet, qui nécessitent l’étude fine des organes impliqués dans les réponses allergiques (poumons, intestin, peau, ganglions, etc.). Les prélèvements post-mortem permettent de réaliser des analyses de type histologique, immunologique, transcriptomique ou moléculaire, qui ne peuvent pas être effectuées sur des animaux vivants sans entraîner une souffrance importante ou des biais expérimentaux. L’euthanasie est donc justifiée scientifiquement et a été retenue comme la seule solution éthique permettant d’obtenir des résultats fiables tout en respectant le bien-être animal.

Remplacement

La souris est un modèle valide en immunologie et particulièrement dans les études visant à mieux décrire les mécanismes modulant la réponse immunitaire. Aucune alternative à l'utilisation d'un modèle murin n'est disponible pour cette recherche. Avant d’avoir recours à l’expérimentation animale, des approches alternatives ont été utilisées en amont du projet, notamment des cultures cellulaires et des tests de stimulation in vitro pour étudier certaines voies de signalisation. Ces modèles ont permis de mieux cibler les conditions expérimentales, de réduire le nombre d’animaux nécessaires et d’optimiser les doses utilisées. Toutefois, ces approches ne permettent pas d’évaluer l’efficacité globale d’une immunothérapie ou l’impact d’une modulation immunitaire dans le cadre d’une pathologie systémique comme l’allergie. La souris a donc été retenue comme modèle, en raison de sa pertinence en immunologie et de la disponibilité de lignées transgéniques bien caractérisées, qui permettent une exploration fine des mécanismes impliqués. Ainsi, malgré les efforts de remplacement mis en œuvre, l’utilisation d’un modèle murin reste à ce jour incontournable pour répondre aux objectifs scientifiques de ce projet.

Réduction

Dans le cadre de ce projet, un total de 2064 souris est prévu sur une durée de 5 ans. Ce nombre représente le minimum nécessaire pour atteindre les objectifs scientifiques, tout en respectant le principe de réduction inscrit dans la règle des 3R. Le nombre d’animaux par groupe expérimentale a été défini à partir de calculs de puissance statistique, en se basant sur les données issues de nos travaux antérieurs, afin de garantir une puissance suffisante pour détecter des différences biologiquement significatives. Pour limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés, plusieurs mesures de réduction ont été mises en œuvre : Optimisation des protocoles expérimentaux à partir de données issues de cultures cellulaires et d’études préliminaires in vitro. Planification raisonnée des groupes expérimentaux, en tenant compte à la fois de l’objectif scientifique et des contraintes de stabulation. L’ensemble de ces stratégies permet de réduire au strict nécessaire le nombre d’animaux impliqués, sans compromettre la validité scientifique des résultats attendus.

Raffinement

Des mesures spécifiques sont appliquées à chaque étape du protocole pour réduire douleur, stress et souffrance. Une surveillance clinique quotidienne est effectuée, incluant l’observation du comportement dans l’environnement habituel afin de détecter précocement tout signe de mal-être. Lors de la phase d’induction allergique, une chute de température corporelle pouvant survenir (stress thermique), une mesure systématique est réalisée 30 minutes après l’administration de l’antigène. Un suivi clinique quotidien est effectué. Des critères d’arrêt stricts sont définis. Les prélèvements sanguins répétés sont réalisés à l’aide de techniques peu invasives, et la contention est brève et maîtrisée afin de minimiser la gêne. Les animaux sont hébergés en groupe dans des portoirs ventilés, à température et hygrométrie contrôlées, avec accès ad libitum à l’eau et à la nourriture, et un cycle lumineux de 12 heures par jour. L'environnement est enrichi. L’ensemble de ces mesures vise à réduire au strict minimum les contraintes imposées aux animaux, en garantissant leur bien-être tout en assurant la fiabilité et la qualité des données expérimentales. Les procédures peuvent générer un inconfort passager lié à la contention ou aux manipulations, sans effets durables. Toutes les interventions seront réalisées par du personnel expérimenté, dans des conditions visant à limiter le stress et à préserver le bien-être des animaux.

Choix des espèces

L’utilisation de la souris dans ce projet se justifie par son statut de modèle validé en immunologie, particulièrement adapté aux études portant sur les mécanismes de régulation du système immunitaire et le développement de nouvelles stratégies d’immunothérapie. La souris offre une excellente reproductibilité des résultats, grâce à sa standardisation génétique, à la disponibilité d’outils immunologiques spécifiques, et à l’existence de nombreux modèles expérimentaux bien caractérisés. Les animaux seront utilisés à un stade adulte jeune, entre 6 et 8 semaines d’âge. Ce choix correspond à un stade de développement où le système immunitaire est pleinement mature, ce qui est essentiel pour étudier les réponses immunitaires induites dans le cadre du projet.