Procédures modérées
Modèles nutritionnels pour l’induction de désordres métaboliques chez la souris, le rat et le hamster.
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
Rats : 500
Hamsters dorés : 1500
Une souris, un rat ou un hamster immobile, au poil hérissé ou au dos courbé est mis à mort sur-le-champ, et une perte de plus de 20 % du poids en trois jours, associée à d'autres signes, conduit à la mise à mort ou à une adaptation de la dose. Au total, 4 750 rongeurs vont être utilisés (2 750 souris, 500 rats et 1 500 hamsters dorés), tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. À partir de quatre ou six semaines d'âge et jusqu'à 34 semaines, ils reçoivent des régimes hypercaloriques, parfois avec des boissons enrichies en fructose, en éthanol ou en composé pro-inflammatoire, des traitements une à deux fois par jour et trois prises de sang, puis passent une échographie du cœur et 24 heures isolés sur grille en cage métabolique. Ces régimes doivent permettre de tester des molécules contre l'obésité, le diabète ou la stéatose hépatique. Le porteur retient le hamster pour l'alcool parce qu'il en "consomme spontanément", et invoque la hausse de la consommation pendant les confinements liés au COVID-19.
Objectifs
L’augmentation de l'urbanisation dans le monde, combinée à la consommation d'aliments contenant des quantités importantes de graisses, d’acides gras saturés et de fructose sont considérés comme les principaux responsables des troubles métaboliques. Les mécanismes physiologiques ancestraux favorisant le stockage de l'énergie sous forme de graisse dans le tissu adipeux, le foie et le sang pour assurer la survie de l’individu en cas d’absence de nourriture, sont maintenant associés à l’obésité, la résistance à l'insuline, au diabète de type 2 et la Stéatose Hépatique Non-Alcoolique (NASH) . Dans ce contexte, un effort de recherche continu est engagé pour développer un ou des traitement (s) pour lutter contre ces dysfonctionnements. Ces dysfonctions métaboliques sont très complexes et sont liées entre elles, les études in vitro servent pour cibler le potentiel thérapeutique des molécules mais il est essentiel de pouvoir tester ces molécules sur des modèles animaux proche de l'Homme. Il est important de mesurer les dysfonctions métaboliques, cardiaques et rénales car à ce jour, il n’y a pas de thérapies efficaces pour les traiter. En outre, ces modèles animaux ne tiennent pas compte du fait que les patients atteints de NASH consomment également de l'alcool. Il a été démontré que la consommation d'alcool favorise la progression de la NASH vers des formes plus sévères. De plus, cette consommation d'alcool a considérablement augmenté dans la population générale depuis la pandémie de COVID-19, à cause des périodes de confinements. Par conséquent, il est important d'inclure la contribution de l'alcool dans les complications hépatiques liées à l'obésité et la NASH afin de mieux modéliser le contexte humain. Si les modèles d'alcool chez le rat ou la souris ne sont pas très pertinents car ces deux espèces ne sont pas naturellement attirées par l’alcool, le hamster est un modèle intéressant car il consomme spontanément et métabolise efficacement l'éthanol. Cette capacité serait liée à l'anatomie particulière de l'estomac du hamster, qui se compose de deux compartiments où la fermentation alcoolique des aliments ingérés, a lieu dans la poche pré-gastrique. Ces modèles seront utiles pour tester des thérapeutiques potentielles ciblant l'obésité, le diabète, la dyslipidémie, la stéatose, la NASH, la fibrose et l'inflammation.
Bénéfices attendus
L'intérêt de ce projet est le développement de modèles nutritionnels ressemblant à la réalité humaine occidentale (sédentarité et régime hyperénergétique avec ou sans alcool) qui permettront de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans le développement des maladies métaboliques et ainsi de tester et valider plus rapidement de nouvelles thérapies pour le traitement de l'obésité, de la NASH, de la fibrose, des maladies cardiovasculaires et rénales associées aux maladies métaboliques, qui sont parmi les maladies les plus problématiques pour la santé publique française et mondiale.
Procédures
Pour induire des dysfonctions métaboliques chez la souris, le rat et le hamster, des régimes hypercaloriques associés ou non à des boissons enrichies en fructose et/ou en éthanol et/ou en composé chimique pro-inflammatoire seront mis à disposition dans les cages d'hébergement à partir de 4 ou 6 semaines d'âge en fonction de la procédure et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 34 semaines). Les composés à tester/de référence seront administrés une à deux fois par jour par toutes voies possibles : orale, sous-cutanée et intrapéritonéale sur animal vigile et intraveineuse sur animal anesthésié. L'administration dure environ 1 minute sur animal vigile et 5 minutes sur animal anesthésié. Trois prélèvements de sang seront réalisés au cours de la vie de l’animal (en début, milieu et fin de projet) afin de suivre des paramètres biologiques ou l’élimination des produits testés. Un prélèvement de sang dure environ 2 minutes par animal. Dans le cas de prélèvements de sang visant à quantifier des paramètres métaboliques, les animaux seront mis à jeun 6h maximum avant le prélèvement. Un test de tolérance au glucose et un test de tolérance à l’insuline pourront être effectué la semaine précédant la fin de projet. La surcharge en glucose ou en insuline pour un animal diabétique induit une difficulté de retour à l’euglycémie. Si l’animal montre des signes de détresse, nous pourrons l’aider à retrouver une glycémie normale en administrant soit du glucose soit de l’insuline. Afin de déterminer si le traitement a un impact sur la fonction cardiaque, nous ferons des échocardiographies sur animal anesthésié en fin de projet (durée inférieure à 30 min). Pour mesurer l'impact sur la fonction rénale des animaux, nous mesurerons le débit de filtration glomérulaire (GFR) en début et en fin de projet et la mesure de divers paramètres urinaires en cage métabolique uniquement en fin de projet. La GFR consiste à administrer un composé fluorescent par voie veineuse (sous anesthésie pendant environ 10 minutes) et de mesurer sa distribution via un capteur posé sur la peau pendant 2h (animal vigile). Pour faire les échographies et les GFR, nous devrons au préalable épiler les animaux, sous anesthésie pendant environ 10 minutes. Les récoltes d'urine se feront sur 24h en cage métabolique.
Impact sur les animaux
Les animaux seront nourris à partir de 4 ou 6 semaines d'âge en fonction de la procédure et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 34 semaines) avec des régimes enrichis en graisse et ou en sucre, cela va modifier leur métabolisme. Les effets indésirables sont les dysfonctions métaboliques : obésité, diabète, stéatose hépatique qui peuvent engendrer de la douleur. Les administrations et les prélèvements peuvent engendrer un léger stress et une douleur légère. Les animaux auront des mises à jeun alimentaires de 6 heures maximum. Certaines techniques nécessitent une anesthésie légère, l’animal peut mettre quelques minutes à récupérer. Durant les récoltes urinaires, les animaux seront isolés et hébergés sur grille pendant 24h.
Devenir
En fin de projet, tous les animaux seront euthanasiés pour récupération de tissus et de sang, et évaluation de critères d’efficacité des composés (histologie, immuno marquages et expression de gènes dans le foie, paramètres métaboliques et de fonction hépatique dans le sang...)
Remplacement
Des projets de cultures ainsi que de co-cultures cellulaires sont de plus en plus développées pour tenter de mimer les différents organes. Ce seront des alternatives à l'utilisation de l'animal, notamment pour les études de screnning, de toxicité et d'efficacité sur l’organe cible. Cependant, ces modèles ne sont encore suffisamment développés et ne sont pas un miroir suffisamment fiable de ce qu'il se passe dans la complexité de l’organisme. Les dysfonctions métaboliques associées aux complications hépatiques, cardiovasculaires et rénales ne peuvent être envisagées et reproduites que dans un système in vivo pour le moment.
Réduction
Avec un nombre final d'animaux égal à 10 par groupe de traitement, une différence de +/- 30% est théoriquement détectable. La stratégie expérimentale consiste à mesurer les valeurs de chaque paramètre mesurable de façon longitudinale (taux de lipides, glycémie, taux de transaminases, marqueurs inflammatoires dans le sang/plasma), l'animal est donc son propre contrôle, dans la mesure du possible, ce qui permettra de réduire le nombre d'animaux par groupe.
Raffinement
Plusieurs types d'enrichissements seront placés dans les cages hébergeant les animaux : des objets en bois seront systématiquement ajoutés pour permettre aux rongeurs de les mordiller. En effet, le régime gras est assez mou contrairement aux croquettes classiques, donc cet enrichissement est très adapté. La durée de ces projets étant souvent longue, nous alternerons les enrichissements au fil du temps (petits ou gros tunnels, boules ou briquettes en bois, lanières de papier ou morceaux de coton). L'état des animaux sera contrôlé quotidiennement, le poids corporel, la prise alimentaire et la prise hydrique seront mesurés par du personnel compétent afin de s'assurer de leur bien-être. Si un animal ne suit pas la courbe de poids attendue, une recherche approfondie d’éventuels symptômes sera faite. Les points limites de ce projet seront les suivants : absence de mouvement, piloérection et dos courbé. Si un animal présente des signes de stress ou de douleur, il sera pris en charge par l'équipe zootechnique et la structure du bien-être animal. Des soins tels que : hydratation et mise en place de nourriture dans la litière si nécessaire seront effectués. Si l'animal présente une dermatite, par exemple, un protocole de soin sera effectué (nettoyage / désinfection / cicatrisation). Si l'état de l'animal ne s'améliore pas dans les 48 heures, les expérimentateurs compétents excluront l'animal de l'étude et l'euthanasieront. Si un animal atteint l'un des points limites, il sera euthanasié immédiatement. Pendant la phase de traitement, si la perte de poids est supérieure à 20% en l'espace de 3 jours et associée à d'autres signes tels que la prostration, le dos courbé et l'absence de toilettage, l'animal doit être euthanasié ou la dose et la fréquence de traitement adaptées.
Choix des espèces
Les souris et les rats sont suffisamment caractérisés pour l'étude des maladies métaboliques. Les hamsters présentent un métabolisme du cholestérol et des acides biliaires semblable à celui des humains. Les rats et les hamsters peuvent aider à étudier les effets de médicaments potentiels pour les complications cardiovasculaires (dysfonctionnement diastolique) et rénales. Chez les hamsters, la combinaison d'un régime riche en graisses, en cholestérol et en fructose et de la consommation d'alcool peut imiter le mode de vie de certains patients atteints de NASH, notamment pendant et après le confinement lié à la pandémie COVID-19. Si le modèle associé à la consommation d'alcool chez le rat ou la souris n'est pas très pertinent, le hamster est un modèle intéressant car il consomme et métabolise l'éthanol très facilement. Cette capacité serait liée à l'anatomie particulière de l'estomac du hamster, qui se compose de deux compartiments où la fermentation alcoolique des aliments ingérés a lieu dans la poche prégastrique. Les animaux sont utilisés à partir de 4 ou 6 semaines d’âge afin d'être similaire à la problématique humaine (sédentarité et alimentation hyper énergétique) dès le jeune âge.
Etude des altérations de la signalisation calcique mitochondriale au cours de la progression de l’insuffisance cardiaque à fraction d‘éjection préservée
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Nourries d'un régime riche en gras et en sucre, complété pour certaines d'un traitement qui provoque une hypertension, des souris prennent rapidement du poids et développent un cœur plus gros qui se remplit mal. Au total, 162 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, avec jeûnes de six heures, prises de sang à la queue, test d'endurance sur tapis de course et, sous anesthésie, mesure de la pression dans le cœur par une sonde juste avant la mise à mort. Le porteur écrit vouloir "supprimer toute souffrance ou douleur liées aux injections et prélèvements", et indique que ces mêmes injections et prises de sang "peuvent entrainer un stress et une douleur". Toutes sont tuées à l'issue pour l'analyse de leurs organes.
Objectifs
Le diabète est en pleine expansion dans notre société. Or le diabète entraine très souvent des complications cardiaques avec notamment l’apparition d’un mauvais fonctionnement du cœur, appelé cardiopathie diabétique, et pouvant mener à l’insuffisance cardiaque. Une meilleure compréhension des mécanismes impliqués dans cette dysfonction représente un challenge important pour les chercheurs et les cliniciens afin d’améliorer la qualité de vie des patients. La mitochondrie, source d’énergie au sein de la cellule cardiaque, a été montrée comme altérée dans cette maladie, notamment au niveau de la communication du signal calcium. Une structure appelée uniport est en charge de l’entrée du calcium dans la mitochondrie. L’uniport est un complexe composé de différents constituants protéiques. Une modification de la composition de l’uniport altère sa fonction, pour laisser entrer plus ou moins de calcium dans la mitochondrie. L’objectif de cette étude est de déterminer quelles sont les altérations de la composition et des interactions des différents constituants de l’uniport, son impact sur sa fonction et d’identifier des déterminants moléculaires pouvant l’expliquer (changement de composition lipidique…) au cours de l’évolution de la pathologie de cardiomyopathie diabétique. Ces informations permettront de proposer de nouvelles stratégies thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Notre étude permettra de préciser les modifications de la structure dans la mitochondrie en charge de la communication du signal calcium au cours de la progression de la maladie au niveau cardiaque, mais aussi dans les autres organes, afin d’envisager à terme le développement de nouvelles molécules plus spécifiques et avec une meilleure efficacité pour un plus grand nombre de patients insuffisants cardiaques.
Procédures
Le protocole dure au total 16 semaines. Les souris seront mises sous régime standard, sous régime enrichie en lipides et en sucrose (développement d’un stade précoce de la dysfonction contractile) ou sous régime enrichie en lipides et en sucrose complémenté par un traitement hypertenseur (développement d’un stade avancé de la dysfonction contractile). Le développement du diabète chez les souris sera mesuré par un test à 10 semaines. Pour cela, les souris seront mises à jeun pendant 6 heures, puis une injection de glucose ou d'insuline, selon le test, sera réalisée et la glycémie sera mesurée toutes les 15 minutes pendant 1 heure par prélèvement d’une goutte de sang à l’extrémité de la queue (durée prise de sang : quelques secondes). Un test d’endurance sera également effectué à 15 semaines sur tapis de course (durée du test : 2 min d’habituation sur 3 jours consécutifs et 20 min maximum de mesure le jour du test). Une échographie sera effectuée à 12 et 14 semaines sous anesthésie légère (durée examen :
Impact sur les animaux
Nous nous attendons durant ce régime riche en sucre et en gras à une prise de poids corporelle importante et rapide, ainsi qu’à un dysfonctionnement cardiaque caractérisé par un cœur plus gros et un remplissage du cœur par le sang diminué, raison de l’étude. Toutefois, l’obésité et la dysfonction cardiaque/métabolique n’entrainent pas de surmortalité et n’empêchent pas la prise alimentaire et hydrique. L’ajout d’un traitement hypertenseur entraine une hypertension modérée qui aggrave la dysfonction cardiaque, sans entrainer de surmortalité, ni de dysfonctionnement alimentaire ou métabolique supplémentaire. Aucun effet indésirable n’est attendu en réponse aux examens échographiques (non invasifs) réalisés sous anesthésie générale. Le test sur tapis pourra entrainer un léger essoufflement. Lors des tests métaboliques, les injections et prises de sang peuvent entrainer un stress et une douleur.
Devenir
Les animaux sont mis à mort en fin d’expérimentation pour permettre l’analyse (moléculaire et cellulaire) des différents organes.
Remplacement
Le recours à l’animal vivant est nécessaire pour cette étude car pour obtenir un modèle de cardiomyopathie diabétique impliquant un mauvais fonctionnement contractile du cœur suite à un dérèglement d’origine métabolique et multi-organe, un régime riche en gras et en sucre doit être mis en place sur plusieurs mois et l’analyse du diabète et de la fonction cardiaque doit être réalisée sur un animal vivant.
Réduction
Le nombre d’animaux par procédure a été calculé à l’aide d’un logiciel de statistiques afin de déterminer le plus précisément possible le nombre minimal d'animaux permettant d'obtenir des résultats statistiquement exploitables, soit au maximum 162 animaux sur 3 ans. Par ailleurs, les prélèvements des autres organes en parallèle du cœur ont été mutualisés sur chaque procédure afin de limiter le nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Afin de supprimer toute souffrance ou douleur liées aux injections et prélèvements, ceux-ci seront réalisées sous prémédication analgésique et anesthésique local. L’examen échographique sera réalisé sous anesthésie générale. Par ailleurs, des points limites et critères d’arrêt adaptés à chaque procédure ont été définis. Les souris sont soumises à une période d’habituation sur le tapis de course et une stimulation par la voix et à l’aide d’un pinceau a été mise en place en remplacement des stimulations par flux d’air. La mise à jeun courte de 6h avant les tests métaboliques ou 4h avant le sacrifice est réalisée au matin, ce qui correspond au début de période diurne pour les animaux (c’est à dire à leur période de plus faible activité et en situation post-prandiale). Pour la stabulation, les animaux sont placés à maximum 5 souris par cage et en respectant les groupes sociaux, dans un environnement enrichi (boules de coton, dôme) avec un change réalisé toutes les deux semaines quel que soit la diète utilisée.
Choix des espèces
La physiologie de la souris étant « proche » de celle de l’Homme, pour la problématique étudiée ici, nous avons choisi de réaliser l’ensemble de nos expériences chez cette espèce animale. Les animaux auront 5-7 semaines lors de la mise en place du régime alimentaire pour 6 mois, menant à un âge de 21-23 semaines à l'issue de la procédure. La mise en place du régime dès cet âge permet le développement d’une cardiopathie diabétique.
Caractérisation du phénotype métabolique de la lignée de souris POMC-Cre:SELENOTfl/fl – Etude fonctionnelle du rôle de la SELENOT dans la régulation du métabolisme énergétique sous régime hyperlipidique
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Jusqu'à dix prises de sang à la queue en une demi-journée : 624 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, certaines menées sous anesthésie sans réveil. Chez celles qui reçoivent un régime riche en graisses, le porteur attend surpoids et hyperglycémie, et les tests imposent un jeûne d'une nuit, des injections de glucose ou d'insuline et un isolement qui peut durer un mois pour mesurer ce qu'elles mangent. Le projet étudie le rôle de la SELENOT, une protéine antioxydante, dans l'obésité et le diabète de type 2, chez une lignée génétiquement modifiée, POMC-Cre:SELENOTfl/fl. Seuls des mâles sont utilisés, car inclure des femelles imposerait de caler les expériences sur leur cycle œstral, ce qui selon le porteur "augmenterait fortement le nombre d'animaux".
Objectifs
La SELENOT est une nouvelle protéine anti-oxydante impliquée dans le contrôle du stress des cellules neuroendocrines. Elle est notamment impliquée dans la production des hormones la pro-opiomélanocortine (POMC) et de l’insuline, suggérant que cette protéine anti-oxydante pourrait jouer un rôle dans le maintien de l’homéostasie énergétique et qu’un défaut de son activité pourrait contribuer au développement de l’obésité et ses comorbidités. En effet, il est maintenant bien établi que le cerveau obèse est stressé et que le stress cellulaire dans l'hypothalamus joue un rôle central dans la résistance à la leptine et le développement de l'obésité. Lors d'un régime riche en graisses (high fat diet, HFD) chronique, les neurones hypothalamiques développent un stress cellulaire qui induit une résistance à la leptine et à l'insuline, et conduit à un gain de poids. Les données récentes ont permis d’établir que le développement des neurones POMC et la maturation de la POMC sont altérés par le stress cellulaire qui est associé à l'obésité, entraînant une diminution de la production et de la sécrétion d'alpha-MSH dérivé de la POMC, le régulateur central de l'équilibre énergétique. Ces observations suggèrent que les neurones POMC hypothalamiques pourraient être avantageusement ciblés pour le traitement des dysfonctionnements des neurohormones causés par le stress du RE et associés à l'obésité.
Bénéfices attendus
L'obésité et le diabète de type 2 connaissent une progression significative et synchrone depuis 30 ans de sorte que la pandémie de "diabesity" actuellement observée au niveau mondial constitue un réel enjeu de santé publique. Des études récentes ont révélé que l’hypothalamus de sujets obèses est soumis à un stress oxydatif et inflammatoire permanent, suggérant que des facteurs de contrôle de ce stress pourraient être impliqués dans l’homéostasie énergétique et constituer des cibles thérapeutiques potentielles pour le traitement de l’obésité associée au diabète de type 2. La SELENOT que nous avons mise en évidence pour ses fonctions protectrices des cellules sécrétrices présente plusieurs avanatges qui peuvent en faire une cible thérapeutique très intéressante pour combattre l'obésité et le diabète de type 2 qui lui est associé. En effet, la SELENOT réduit le stress du reticulium endoplasmique et le stress oxydant en général. Elle peut agir aussi bien au niveau central que dans des tissus périphériques impliqués dans le contrôle du métabolisme énergétique. Les études intégrées que nous projetons de réaliser avec les souris d'intérêt requièrent des analyses in vivo qui pourront déboucher sur des applications chez des patients atteints d'obésité et de diabète de type 2.
Procédures
La perfusion intracardiaque durera environ 20 min par animal. Les injections intrapéritonéales dureront moins d'une minute par animal. Les tests de tolérance au glucose et à l'insuline dureront environ 1 h. Des prélévements de sang seront effectués à partir de la queue des animaux vigiles comme décrit dans les différentes procédures (10 maximum par animal sur une demi-journée, chacun des prélévements prendra moins d'une minute). Pour la mesure de la tolérance au glucose, les souris reçoivent une injection de glucose par voie intrapéritonéale. Après anesthésie, une goutte de sang est prélevée au niveau caudal et est déposée sur une bandelette glycémique pour la lecture de la glycémie. Pour la mesure de l’insulinosensibilité, le même type de méthode de mesure de la glycémie est effectué après administration d’insuline.
Impact sur les animaux
Le protocole de nutrition qui sera utilisé entraine un surpoids et une hyperglycémie chez la souris constituant un modèle d'obésité et de diabète de type 2 chez l'animal. Ce modèle est très largement utilisé dans la littérature scientifique. Les souris seront mises à jeun pendant une nuit, une procédure largement utilisée pour la mesure de la glycémie basale et de tolérance au glucose et qui est bien tolérée par l'animal qui récupère son poids normal au bout de quelques heures post-jeûne. Pour les mesures de prise de nourriture, les animaux sont placés individuellement dans des cages de vie normales avec sciure et enrichissement pendant toute la durée de l'expérimentation (jusqu'à 1 mois). Ces cages sont équipées de mangeoire muni d'une balance pour peser la nourriture. Par conséquent, nous n'attendons pas de manifestations particulières chez les animaux qui seront utilisés dans ces études. L'éventuel stress relatif à l'individualisation des souris peut être évalué selon un barême de mal-être.
Devenir
Toutes les souris seront mises à mort à la fin des expérimentations afin de prélever des organes.
Remplacement
Seule l’utilisation d’un modèle mammifère intégré, donc in vivo chez l’animal entier, peut nous permettre de comprendre, de façon globale, le rôle de la SELENOT dans le contrôle de l’homéostasie énérgétique au cours de l’obésité associée au diabète de type 2 et d’établir des comparaisons pertinentes avec des données qui pourraient être obtenues chez l’homme.
Réduction
En accord avec des expériences antérieures et pour limiter le nombre d'animaux utilisés, les processus physiologiques étudiés seront analysés sur des lots de 12 souris par condition de traitement. Ces effectifs nous assureront d’obtenir des données statistiquement analysables. De plus, les procédures, n’impliquant pas d’effet néfaste à long terme, pourront être menées successivement sur les mêmes animaux intercalées avec une période de repos de 5 jours au cours desquelles les paramètres physiologiques et le bien-être des souris seront régulièrement évalués.
Raffinement
L’ensemble des actes pouvant entrainer une douleur (pose des puces de traçabilité, incision, actes chirurgicaux) sera réalisé sous anesthésie (locale ou générale selon la méthode la plus adaptée) afin d’en minimiser l’impact au maximum. De plus, les animaux recevront un traitement analgésique avant l'acte qui peut être poursuivi après l'acte si nécessité pour prévenir la douleur. Le bien-être de l’animal sera évalué quotidiennement par la mesure des prises de nourriture et de boisson, et le suivi du poids de chaque animal. Au cours des expérimentations, une observation continue des animaux nous permettra d’arrêter le protocole en cas de souffrance.
Choix des espèces
Seule l’utilisation d’un modèle mammifère intégré, donc in vivo chez l’animal entier, peut nous permettre de comprendre, de façon globale, le rôle physiologique de la SELENOT dans le contrôle de l’homéostasie énérgétique au cours de l’obésité associée au diabète de type 2 et d’établir des comparaisons pertinentes avec des données qui pourraient être obtenues chez l’homme. La souris présente de nombreux avantages pour l’élevage en animalerie : taille et coûts d’entretien réduits, fortes performances reproductives. De plus, la souris est un modèle animal largement utilisé pour les études physiopathologiques permettant une comparaison aisée de nos données avec celles d’autres équipes. Au cours de cette étude, la physiologie adulte sera étudiée. Les souris seront donc âgées d’au moins 8 semaines lors des expérimentations. Les protocoles seront mis en place chez des souris mâles et non chez des femelles pour nous affranchir de toutes variations dues aux modifications de sécrétion des hormones gonadiques au cours du cycle oestrien qui peuvent impacter significativement les résultats. L'utilisation de souris femellles nous obligerait à effectuer toutes les expériences à un stade précis de l'oestrus, ce qui complixiefirait lourdement l'étude et augmenterait fortement le nombre d'animaux.
ISOLEMENT DE SOUCHE DE T.GONDII A PARTIR DE PRELEVEMENTS BIOLOGIQUES CHEZ LA SOURIS
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
1250 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent par voie intrapéritonéale des prélèvements biologiques humains ou animaux pour isoler et collectionner des souches de toxoplasme, puis sont tuées pour récupérer les tissus où le parasite s'est enkysté. Le porteur indique surveiller les signes d'infection dans les 72 heures et ne traiter qu'en cas de signes limites, l'infection restant le plus souvent asymptomatique. Sur le remplacement, il affirme que la culture cellulaire n'atteint pas la même sensibilité et conclut qu'il n'y a "pas d'alternative in vitro" à la souris.
Objectifs
La toxoplasmose est une parasitose dont la prévalence chez l’Homme, en France, est d’environ 40% dans la population générale. Il s’agit dans plus de 80% des cas d’une infection asymptomatique et bénigne. Plus rarement, cette infection peut revêtir un caractère de gravité, et un traitement médicamenteux peut être mis en place pour limiter les conséquences de la toxoplasmose. Ainsi, chez la femme enceinte,l’infection par ce parasite peut être responsable d’une toxoplasmose congénitale par atteinte du foetus (transmission transplacentaire). Le diagnostic de toxoplasmose congénitale réalisé à la naissance, repose sur la sérologie et l’analyse du placenta et du sang de cordon/sang de bébé. Seule la présence formelle du parasite dans ces liquides biologiques, par biologie moléculaire, permet de déterminer si les prélèvements sont positifs. Dans ce cas, ces prélèvements (liquide amniotique, placenta ou sang de cordon/bébé) venant de toute la France, sont envoyés pour isolements des souches. Le modèle murin, sensible à l’infection par le toxoplasme est donc le plus approprié et le seul disponible, il n'y a pas d'alternative in vitro. Dans le cadre de la recherche, l’inoculation par voie intrapéritonéale à la souris, d’échantillons biologiques permet aussi l’isolement et la collection des souches de toxoplasmes en vue de leur caractérisation phénotypique et génotypique.
Bénéfices attendus
Cette caractérisation contribue à l’étude de la biodiversité du parasite et permet une recherche fondamentale (identification de marqueurs de virulence, de résistance thérapeutique…).
Procédures
Inoculation intrapéritonéale, 2 fois, 30sec - prélèvement à la queue, 1 fois, 1minute
Impact sur les animaux
Dans de très rares cas, l’infection peut être suspectée sur des signes d’infection précoce (poils hérissés, gonflement de l’abdomen).
Devenir
L’euthanasie des animaux est nécessaire pour la récupération des tissus où se sont enkystés les parasites. La réutilisation ou l'adoption de l’animal n'est pas envisageable du fait du traitement préalable. Toutes les souris sont euthansiées.
Remplacement
Le modèle murin est le plus sensible à l’infection par le toxoplasme et est le seul actuellement disponible. Des essais antérieurs au sein du laboratoire n'a pas permis d'obtenir d'isolement de souches par culture. Cependant, des essais supplémentaires sont continuellement effectués pour améliorer la sensibilité de culture cellulaire permettant l'isolement des souches . A l'heure actuelle, il n'y a donc pas d'alternative in vitro.
Réduction
Suite à une comparaison d’efficacité, nous avons transposé ce protocole de diagnostic clinique pour l’isolement de toxoplasmes à partir d’autres prélèvements (animaux ou humains) puis optimisé le protocole en réduisant le nombre de souris nécessaire pour l’obtention de souches de toxoplasmes : le nombre de 2 ou 4 souris par prélèvement permet une optimisation entre la diminution du nombre de souris et la sensibilité de l’isolement. Il n' y aura pas de tests statistiques d'effectuer. Deux animaux pour les petits de volumes de prélèvements et 4 animaux pour des plus gros volumes.
Raffinement
Une surveillance accrue est effectuée dans les 72 heures après inoculation. En cas de signes cliniques limites (points limites) 72h après l’inoculation, laissant supposer une atteinte toxoplasmique, un traitement traitement anti-toxoplasmique sera institué. Ce traitement permet une amélioration des signes cliniques dans les jours suivants. Dans la majorité des cas, le traitement n'est pas nécessaire car il n'y a pas d'apparition de signes cliniques (asymptomatique). Le traitement anti-toxoplasmiques reste exceptionnel. Des copeaux et rouleaux de carton sont ajoutées dans la cage.
Choix des espèces
L’isolement à partir de prélèvements (animaux ou humains) pour l’obtention de souches de toxoplasmes ne peut être que la souris. La comparaison avec la culture cellulaire n'a pas permis d'avoir une sensibilité comparable que l'inoculation à l'animal. Souris de 8 semaines 20g, à ce stade de développement le système immunitaire est bien en place et fonctionnel.
Etude de l’induction de structures lymphoïdes tertiaires par virothérapie dans des modèles de souris humanisées
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
743 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des tumeurs leur sont implantées dans le flanc ou les poumons, suivies de traitements par virus oncolytique et d'injections intrapéritonéales répétées jusqu'à 36 fois, les tumeurs pulmonaires pouvant gêner la respiration. Fortement immunodéprimées, ces souris humanisées sont plus sensibles aux infections, ce que le porteur décrit comme un phénotype dommageable. Il veut induire des structures lymphoïdes dans les tumeurs pour améliorer le pronostic des patients et affirme qu'aucune alternative, pas même les organoïdes, ne remplace le modèle animal.
Objectifs
Les structures lymphoïdes tertiaires (TLS) représentent une cible nouvelle dont le contrôle de la formation est devenu un enjeu en immunothérapie. En effet, les TLS sont à l’origine du développement de réponses immunitaires adaptatives favorables chez les patients atteints de cancers. Il a, récemment, été montré que certaines molécules pouvaient être à l’origine de leur induction. Notre projet vise à évaluer la capacité de ces molécules, exprimées par un virus capable d’infecter la tumeur (virus dit oncolytique), à induire la formation de TLS dans les tumeurs, dans des modèles de souris présentant un système immunitaire humain afin de se rapprocher au mieux de la physiopathologie humaine.
Bénéfices attendus
Notre projet a pour objectif de manipuler les structures lymphoïdes tertiaires (TLS) à visée thérapeutique afin de les induire chez des patients atteint d’un cancer présentant peu ou pas de TLS, et d’augmenter ainsi leur pronostic vital. Pour répondre à cette problématique, il nous est impossible d’avoir recours à d’autres alternatives que les modèles animaux. En plus de nous permettre d’établir une nouvelle stratégie thérapeutique des cancers, les résultats issus de ce projet nous permettront d’approfondir nos connaissances sur les mécanismes fondamentaux et les molécules intervenant dans la formation de TLS. Si un effet probant est observé, le projet pourra se poursuivre vers un développement clinique.
Procédures
Des tumeurs seront implantées dans le flanc ou dans les poumons des souris par injection de cellules tumorales en sous-cutané ou intraveineuse, respectivement. L’intervention n’aura lieu qu’une fois, durera moins d’une minute et sera réalisée sur souris vigile. L’administration du traitement par voie intra-tumorale ou par voie intraveineuse sera aussi réalisée sur souris vigile, à une seule reprise, et ne durera pas plus d’une minute. L’administration du traitement par instillation intranasale se fera cette fois-ci sur souris anesthésiées et tenues à la verticale. L’opération durera environ 5 min par souris et sera répétée un jour sur deux pendant six jours. Le suivi de la croissance tumorale sous-cutanée se fera pas mesure du volume tumoral au pied à coulisse, 2 fois par semaine, sur souris vigile, et ne durera que quelques secondes. Les injections intrapéritonéales d’un inhibiteur de point contrôle immunitaire seront réalisées 3 fois par semaines en alternant de côté, sur souris vigiles et ne dureront pas plus d’une minute. Les souris seront systématiquement manipulées sous un poste de sécurité microbiologique (PSM) en raison de leur forte immunodéficience (sensibilité élevée aux infections).
Impact sur les animaux
La douleur potentielle liée aux actes d’injections des cellules tumorales et des virus oncolytiques se limitera à l'introduction de l'aiguille au site d'injection et aura lieu au maximum à 2 reprises par animal et par procédure. Il en est de même pour l’injection intrapéritonéale de l’inhibiteur de point de contrôle immunitaire qui aura lieu au maximum 36 fois par animal. La contention des animaux peut procurer un stress ponctuel (quelques minutes). La croissance des tumeurs sous-cutanées pourra générer une gêne physique et des difficultés à la mobilité. La croissance des tumeurs pulmonaires pourra occasionner une gêne respiratoire. Les tumeurs métastasées sont rarement observées. Cependant, si elles surviennent, elles pourraient entraîner de la douleur, perturber le fonctionnement des organes, causer des complications physiologiques, altérer l'alimentation et la nutrition, ainsi qu'impacter la qualité de vie des animaux concernés. Les anesthésies peuvent être associées à des risques d'hypothermie, d'hypoventilation ou encore d'arrêt cardio-respiratoires. Les souris utilisées ont un phénotype dommageable en raison de leur forte immunodépression, elles sont donc plus sujettes aux infections et peuvent être plus sensibles à certains traitements que des souris immunocompétentes.
Devenir
Toutes les souris de ce projet seront euthanasiées afin de prélever les tumeurs et d’analyser l’infiltrat immunitaire du microenvironnement tumoral après chaque procédure.
Remplacement
Nos travaux portent sur l’induction de structures lymphoïdes tertiaires au sein de tumeurs. Ce mécanisme fait intervenir plusieurs paramètres dynamiques et complexes (système immunitaire, systèmes vasculaire et lymphatique) qui ne peuvent pas être modélisés ailleurs que dans des modèles in vivo, pas même dans des modèles d’organoïdes. De plus, dans ce projet nous souhaitons valider de nouveaux virus oncolytiques candidats. Il est donc primordial d’utiliser des modèles in vivo afin d’appréhender leurs interactions potentielles avec l’organisme hôte.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans le projet est réduit à son minimum sans compromettre les objectifs du projet. Différents prélèvements seront faits sur les animaux destinés à être euthanasiés, afin d’évaluer la pharmacologie des virus et des substances anti-tumorales utilisés et de réduire ainsi le nombre d’animaux nécessaire. Du fait de la variabilité de la croissance tumorale entre les animaux, particulièrement élevée dans les modèles de souris humanisées, nous utiliserons 12 souris par groupe traité et nous réduirons le nombre de souris à 10 dans le groupe non traité. Nous répéterons jusqu’à trois fois les expériences car la reproductibilité des résultats est une question centrale dans les bonnes pratiques des laboratoires. Tous les groupes expérimentaux seront réalisés simultanément pour réduire le nombre d’animaux contrôles dans le projet. La taille des effectifs a été établie grâce à un calcul de puissance. Les résultats seront analysés avec des tests statistiques pour une interprétation fiable des résultats. Nous utiliserons au maximum 743 animaux dans ce projet.
Raffinement
Les souris seront hébergées dans des portoirs ventilés (6 souris maximum par cage) et ne seront expérimentées qu'après une semaine minimum de stabulation. Notre structure a un programme d'enrichissement (placement de nids végétaux et de tunnels en carton dans les cages) lors d'expérimentations supérieures à 15 jours. La stabulation sera conventionnelle et conforme à la réglementation (litière normale, cages ventilées individuellement, 6 animaux maximum par cage de type-IIL, éclairage alterné jour et nuit 12h-12h de 6h-18h), et celles-ci recevront un régime alimentaire classique (nourriture libitum et eau par abreuvage automatique). Compte tenu de leur caractère immunodéficient, les souris seront maintenues dans un environnement stérile (cages individuellement ventilées, change sous hotte, aliment/litière irradiée, autoclavage, etc.). Les animaux seront surveillés quotidiennement par les expérimentateurs et animaliers pendant la durée de chaque expérience. Les animaux seront pesés deux fois par semaine et leur état de santé sera reporté sur une grille de suivi individuel. La présence de points limite définis permettra de stopper les expériences en cas d’atteinte de ceux-ci. Les actes d’instillation intranasale seront réalisés sous anesthésie.
Choix des espèces
Les souris humanisées représentent le seul modèle d’étude préclinique d’une réponse immunitaire de cellules humaines, in vivo. De plus, les propriétés oncolytiques des virus de la vaccine sont nettement supérieurs dans les cellules cancéreuses humaines que dans les cellules cancéreuses murines. Un tel modèle permet d’apprécier à la fois les propriétés oncolytiques directes des virus oncolytiques sur des tumeurs humaines, la capacité d’un armement avec des molécules humaines à stimuler les défenses immunitaires anti-tumorales humaines et, d’appréhender la pharmacocinétique des virus face à un système immunitaire humain afin de mieux extrapoler les effets thérapeutiques du traitement à l’homme. Les souris humanisées seront reçues à l'âge de 22 semaines, puis mises en stabulation pendant une semaine minimum avant de débuter l'expérimentation. La tranche d’âge des souris a été choisi car à ce stade de développement, les souris sont sevrées, ont atteint une taille adulte. Les expériences, visant en partie à mesurer la survie des animaux en réponse à un traitement, dureront au maximum 3 mois ou jusqu’à l’apparition de signes de souffrance, dans le respect de la règle des 3R.
Développement d’un implant olfactif chez le rat
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
100 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sans réveil ou modéré. Ils reçoivent une injection destinée à provoquer une anosmie durable, subissent l'implantation chronique d'électrodes dans le cerveau lors d'une chirurgie d'environ une heure et demie, puis une restriction alimentaire pour les tests de discrimination des odeurs. Le porteur développe un implant olfactif visant à restaurer l'odorat et indique laisser un rat sentant auprès des rats rendus anosmiques pour atténuer les effets de la perte d'odorat. Sur le remplacement, il affirme que l'étude de paramètres comportementaux et de physiologie intégrée impose le recours au rat vivant.
Objectifs
L'anosmie, ou perte complète de l’odorat, est une maladie qui affecte gravement la qualité de vie, étant donné l’importance de ce sens pour la prise alimentaire et les interactions sociales. L'anosmie est également liée à un risque accru de dépression et de décès, et peut handicaper les individus face aux dangers (nourriture avariée, fuite de gaz…). Les données épidémiologiques concernant sa prévalence sont rares, cependant il a été estimé que 5% de la population générale est anosmique. Par rapport à d'autres pertes sensorielles telles que la cécité ou la surdité, l'anosmie a attiré peu d'attention en partie parce qu'il s'agit d'une condition socialement « invisible ». La pandémie de COVID-19 a considérablement augmenté l'incidence de cette maladie et a également sensibilisé le grand public à ce sujet. Toutefois, il n'existe actuellement aucun traitement pour l'anosmie de longue durée, en dehors de l'entraînement olfactif, qui a un bénéfice significatif mais limité, principalement pour les dysfonctions olfactives post-infectieuses. L'implant olfactif représente une approche prometteuse pour traiter l'anosmie, toutefois il est nécessaire d'évaluer un tel dispositif sur des modèles animaux in vivo. Notre objectif est d’induire une anosmie à long terme chez des rats ce qui nous permettra de tester des dispositifs de récupération olfactive. Nous avons choisi le rat, qui a un système olfactif dont l’organisation est proche de celle de l’Humain.
Bénéfices attendus
Ce projet nous permettra de tester les paramètres permettant de valider un dispositif de récupération olfactive chez le rat. Cette validation nous permettra de développer de tels dispositifs pour l'homme.
Procédures
Nous réaliserons des chirurgies pour l’implantation chronique d'électrodes de stimulation et d'enregistrement chez le rat éveillé (chirurgie environ 1h30). La stimulation du bulbe olfactif sera ajustée pour ne pas générer d'inconfort chez le rat (objectif de la procédure numéro 3). Pour le test comportemental de discrimination olfactive (environ 1 séances de 20 min par jour pendant 8-10 jours) la quantité de nourriture donnée aux animaux est diminuée dans la cage d'hébergement, diminution contrebalancée par la récompense obtenue dans la cage de comportement, l'eau est donnée ad libitum.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pourront se produire lors de l'injection de methimazole, lors de la chirurgie cérébrale, lors de la mise en restriction alimentaire pour le test comportemental. La toxicité du composé sera évaluée post-mortem après prélèvement de la muqueuse olfactive et du cerveau, toutefois les données de la littérature indiquent que l'inflammation à court terme est spécifique de l'épithelium olfactif. L’anosmie chez le rat peut perturber la prise alimentaire, celle-ci ainsi que le poids des animaux devront être contrôlée quotidiennement suite au traitement. Les animaux seront hébergés en groupes (au moins 2 animaux) et nous laisserons au moins un animal normosmique en compagnie des rats anosmiques, ce qui pourra atténuer les effets négatifs de la perte d'odorat. Les tests olfactifs seront réalisés en condition de restriction alimentaire en s'assurant au préalable que l'état des animaux le permet. La chirurgie peut entrainer un saignement important au niveau du crâne de l'animal et entrainer douleur et problème de récupération.
Devenir
Mise à mort pour tous les animaux afin de prélever des tissus pour analyses.
Remplacement
Dans le cadre de notre projet , nous devons utiliser des rats in vivo. Tout d'abord, nous ne pouvons pas réaliser ces expériences in vitro ou sur cultures de cellules puisque pour notre étude nous avons besoin d'observer les paramètres comportementaux et de physiologie intégrée.
Réduction
Les groupes expérimentaux ont été créés en considérant la variabilité biologique entre individus et la complexité des procédures envisagées. Le nombre d'animaux utilisé est fortement lié à la puissance statistique afin de s'assurer avec certitude de la validité des résultats obtenus.
Raffinement
Le soin apportés aux animaux par le personnel zootechnique et les expérimentateurs a pour but d'améliorer le bien-être des rats, et de réduire, supprimer ou soulager les douleurs dans les procédures invasives en particulier. Pour chaque source potentielle de stress, des mesures bioéthiques sont prises afin de minimiser toute gêne pour l’animal. Les sources de souffrance et l’angoisse des animaux pourraient provenir des conditions d’hébergement. L’accueil est effectué dans une structure d’animalerie agréée en matériel et en personnel. Le milieu de vie en cages d’hébergement est enrichi par des objets adéquats, comme un nid en coton et des batons de bois. Une visite quotidienne de l’animalerie est organisée pour vérifier l’absence d’anomalie pour les cages, les biberons, les rations alimentaires et le comportement des animaux. Nos protocoles ont été mis au point de façon à veiller au bien-être animal en améliorant leur environnement et en surveillant leur état de santé: notamment nous chercherons à éviter et limiter la douleur et la souffrance, à assurer des soins pré-, per- et postopératoires adéquats, à recourir à l'anesthésie et à l'analgésie, à appliquer les points limites établis préalablement et, enfin, à utiliser les procédures réglementaires et appropriées de mise à mort.
Choix des espèces
La rat a une taille de crâne adaptée à la chirurgie que nous souhaitons mener. Les rats Wistar et Long Evans seront utilisés, ils ont de très bonnes capacités olfactives, ils peuvent apprendre facilement les odeurs. Les animaux sont utilisés à l'age adulte (à partir de 3 mois) afin que les réseaux neuronaux soient bien établis et que les expériences ne soient pas perturbées par une plasticité neuronale accrue.
Impact de la dérégulation de métabolites-cibles déficitaires au cours du vieillissement dans la mise en place de la sarcopénie et des désordres métaboliques liés à l’âge et potentiel thérapeutique de leur supplémentation – EU2/2
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système musculosquelettique
2 060 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance léger à modéré. Elles reçoivent des gavages ou injections quotidiens jusqu'à deux mois, des prises de sang à la queue et passent des tests de force et d'endurance musculaires, rotarod, grille inversée et tapis roulant, avec des isolements de 48 heures en calorimétrie et des mises à jeun. Le porteur étudie le rôle de métabolites du tissu adipeux dans la perte musculaire liée à l'âge et l'intérêt de les supplémenter chez la souris âgée. Sur le remplacement, il affirme que seule une approche intégrée in vivo rend compte de l'action systémique de ces métabolites entre organes.
Objectifs
Avec l'augmentation de l'espérance de vie, améliorer ou préserver la santé et la qualité de vie des personnes âgées afin qu'elles puissent être autonomes le plus longtemps possible représente un enjeu majeur de santé publique. La sarcopénie, qui se caractérise par une perte de la masse et de la force musculaire avec l’âge, joue un rôle critique dans la perte de mobilité du sujet âgé. Si le vieillissement d’un tissu a une origine intrinsèque, il peut également résulter du vieillissement global de l’organisme, notamment via des altérations de la communication entre les organes. Or, il a récemment été montré que le vieillissement du tissu adipeux blanc (TA) pouvait avoir un impact délétaire sur la fonction musculaire, soulevant l’intérêt de comprendre la communication TA-muscle au cours du vieillissement. Parmi les médiateurs de cette communication, on retrouve les métabolites, de petites molécules organiques intermédiaires du métabolisme. Or, nos données préliminaires ont permis de mettre en évidence un défaut de production de certains métabolites par le TA âgé qui corrèle avec une diminution de leur concentration circulante et intra-musculaire chez la souris âgée. Compte tenu de leur importance dans le maintien de l'intégrité musculaire, un défaut d’approvisionnement des métabolites du TA vers le muscle au cours du vieillissement pourrait participer au développement du processus sarcopénique ainsi qu’aux désordres métaboliques qui lui sont associés (intolérance au glucose, résistance à l’insuline). Ainsi, l'objectif de ce projet est 1. de tester si une carence en métabolites-cibles identifiés comme sous-produits par le TA avec l’âge participe à la faiblesse musculaire et aux désordres métaboliques qui lui sont associés. 2. de tester si supplémenter ces métabolites - individuellement ou en combinaison - chez la souris âgée (afin de restaurer leur disponibilité systémique) permet de prévenir/contrecarrer la mise en place de la sarcopénie et des désordres métaboliques liés à l'âge. Cette procédure sera réalisée à la fois dans l’Etablissement Utilisateur 1/2 (US006/CREFRE Inserm/UPS/ENVT Zootechnie Expérimentale Langlade, EU0583 APAFiS N°#45674) et dans l’Etablissement Utilisateur 2/2 (US006/CREFRE/INSERM/UPS/ENVT/Rangueil, EU0549 APAFiS N°#45663), certains équipements nécessaires au phénotypage de nos animaux n’étant disponibles que dans l’EU1 ou que dans l’EU2.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux comprendre la physiopathologie de la sarcopénie liée à l’âge en évaluant l’impact d’une carence en métabolites-cibles (précédemment identifiés comme étant déficitaires au cours du vieillissement) sur la mise en place des désordres musculaires et métaboliques associés à l’âge. Le potentiel thérapeutique de leur supplémentation chez la souris adulte/âgée devrait nous permettre d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques pour prévenir/contrecarrer le développement du processus sarcopénique ainsi que les désordres métaboliques qui lui sont associés.
Procédures
Certains animaux recevront un traitement pharmacologique quotidien soit par gavage (moins de 15 secondes par souris), soit par injection intra-péritonéale ou sous-cutanée (moins de 15 secondes par souris) pour une durée maximale de 2 mois (EU1/2). D'autres animaux seront supplémentées avec les métabolites-cibles de façon non invasive pour une durée de 2 à 6 mois en intégrant ces molécules à leur eau de boisson ou à leur nourriture (EU1/2). Ces animaux pourront être soumis à des prises de sang à la veine de la queue (espacées d'au moins 6 semaines, durée approximative d'intervention : 10 minutes par souris) (EU1/2). Leur composition corporelle sera mesurée de façon non invasive grâce à un système de résonance magnétique nucléaire (RMN) (temps de mesure moyen par souris : 90 secondes) et leur dépense énergétique par calorimétrie indirecte (isolement en cage individuelle pendant 48h) (EU2/2). Leur fonction musculaire pourra être évaluée à l'aide de différent tests non invasifs (mesure de l'équilibre avec le système Rotarod (durée: 5 minutes maximum, répétée 2 fois avec 15 minutes de repos entre 2 essais ; analyse de leur démarche lors d'une marche spontanée à l’aide d’un test de distribution pondérale cinétique (KWB) (durée approximative: 5 minutes), mesure de leur force musculaire grâce à un dynamomètre relié à une grille (durée totale approximative: 5 minutes, 3 mesures consécutives séparées par 1 min de repos, expérience répétée une fois après 15 min de repos), test de suspension sur une grille inversée (durée dépendante des capacités de l'animal: de quelques secondes à 30 minutes), course sur tapis roulant (durée dépendante des capacités de l'animal: de quelques minutes à 45 minutes) (EU1/2). Des tests de tolérance au glucose (GTT) et à l'insuline (ITT) pourront également être réalisés (prélèvements de sang durant les GTT/ITT pour la mesure de la glycémie à 8 temps donnés espacés de 15 minutes minimum (8 x 5 secondes) suite à un gavage au glucose (moins de 15 secondes par souris) pour la GTT ou une injection intra-péritonéale d'insuline (moins de 15 secondes par souris) pour l'ITT (EU1/2). L'ensemble de ces tests pourront être répétés jusqu'à 4 fois dans la vie de l'animal, avec une période minimale de 6 semaines entre deux tests.
Impact sur les animaux
Plusieurs nuisances ou effets indésirables sont attendus au cours de ce projet : 1. stress des animaux au moment de leur réception (une période d’acclimatation d’au moins une semaine sera respectée); 2. L’isolement des souris pour la calorimétrie indirecte (48h au total, acclimatation puis mesure) est une source de stress. Les animaux gardent toutefois un contact visuel avec leurs congénères dans les cages voisines et sont rapidement remis dans leur cage d’origine.; 3. stress au moment des manipulations pour les tests de caractérisation de la fonction musculaire et métabolique (habituation des animaux aux expérimentateurs ainsi qu'aux dispositifs expérimentaux); 4. Des gavages répétés quotidiennement peuvent induire une irritation de l'oesophage et des injections intra-péritonéales ou sous-cutanées répétées quotidiennement une douleur au niveau du point d'injection (les sites d'injection seront changés chaque jour) 5. la mise à jeun des animaux représente une source de stress (le temps de jeûne sera limité à 6 heures). 6. les prises de sang à la queue sont source d'inconfort (prélèvement d'un volume restreint de sang (80ul) espacé de 15 jours au minimum)
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure afin de collecter leurs tissus et de procéder à des analyses métaboliques, biochimiques ou d'expression de gènes. Ces études permettront de mieux comprendre les mécanismes tissulaires et cellulaires mis en jeu dans les phénomènes observés.
Remplacement
Ce projet vise à mieux comprendre la physiopathologie de la sarcopénie liée à l'âge et des désordres métaboliques qui lui sont associés, ainsi que leur potentielle amélioration par des stratégies de supplémentation en métabolites-cibles. Ceci nécessite de prendre en compte l'action systémique des métabolites-cibles administrés, ainsi que la contribution relative des différents organes métaboliques au phénotype, ce qui ne peut être réalisé que par une approche intégrée in vivo. Lorsque possible, une partie de l’étude sera réalisée sur des lignées immortalisées de cellules musculaires humaines afin de répondre à des questions plus ciblées ne nécessitant pas une approche intégrée.
Réduction
Le nombre d’animaux nécessaire pour répondre aux différentes problématiques scientifiques exposées dans ce projet a été déterminé en se basant à la fois sur les données bibliographiques actuelles et sur des études préliminaires déjà réalisées par le porteur du projet. Compte tenu de la variabilité des capacités physiques et des paramètres métaboliques généralement observée au sein d’un groupe homogène, des groupes de 10 animaux seront formés afin de pouvoir mettre en évidence des différences statistiques. Ce nombre d’animaux est classiquement utilisé dans la littérature pour réaliser ce type d'études, en particulier dans un contexte de vieillissement, où la variabilité inter-individuelle tend à augmenter avec l'âge. Dans un souci de réduction, le projet a été designé de façon à réaliser plusieurs expériences sur les mêmes groupes d'animaux dès lors qu’elles ne sont pas susceptibles d’interférer les unes avec les autres. De plus, une veille bibliographique sera effectuée afin d'éviter de refaire des expérimentations déjà réalisées par d'autres équipes de recherche sur les mêmes molécules. Les tissus et organes prélevés seront utilisés non seulement pour l’analyse du métabolome (par spectrométrie de masse) mais aussi pour des analyses transcriptomiques, protéomiques et biochimiques. Nous avons en effet mis au point des conditions de préparation des tissus (lyophilisation, pulvérisation) qui nous permettront, à partir de la même poudre, de faire plusieurs analyses en parallèle. Ceci permet d’optimiser et de réduire le nombre d’animaux utilisés dans notre projet.
Raffinement
Les procédures seront réalisées dans le respect du bien-être animal pour limiter la souffrance, la douleur ou l’angoisse des animaux, en respectant les points limites préalablement définis. Lors du transport des animaux, l’enrichissement de leur cage sera multiplié afin de les occuper pendant le trajet (coton salivaire et bouts de bois à ronger en plus du matériel de nidification). Les animaux seront protégés en permanence des intempéries, des rayons du soleil ou des écarts de température. Leur exposition au bruit et aux vibrations sera limitée au maximum et les souris ne seront jamais transférées en présence d’espèces différentes – hors rongeurs – dans le même véhicule. Lors de leur arrivée à la zootechnie, les animaux seront placés en pièce d'acclimatation. Ils seront pris en charge par du personnel de la zootechnie compétent qui vérifie leur état et place de l'enrichissement dans les cages pour amoindrir le stress du transport et permettre aux animaux de faire un nid. Les animaux issus de différents cartons de transport ne seront jamais mélangés lors de la répartition dans les cages d'hébergement. Le caractère grégaire des souris sera maintenu puisque les animaux ne seront jamais seuls en cage (sauf si un isolement est nécessaire pour cause de bagarres). Les cages seront passées en revue deux fois par semaine pour repérer les blessures éventuelles, un comportement anormal (isolement, pas de reflexe de fuite lorsque l'on vient attraper l'animal), maigreur, problème de dentition, et pesés au moins une fois par semaine. Les tests fonctionnels seront réalisés suite à une habituation des animaux aux expérimentateurs ainsi qu'aux dispositifs expérimentaux utilisés, afin de réduire le stress engendré et améliorer la reproductibilité des résultats. De plus, en ce qui concerne la stratégie de supplémentation en métabolites-cibles, une approche physiologique non invasive via leur eau de boisson/nourriture sera privilégiée afin d'améliorer le bien-être animal et réduire le stress lié aux expérimentations. Chaque étude est discutée avec l’ensemble de l’équipe de recherche afin de garantir la pertinence de chaque expérience.
Choix des espèces
Nous avons décidé de travailler sur la souris car cette espèce est un modèle bien établi pour l’analyse des fonctions métaboliques et sa cinétique de vieillissement est elle aussi bien documentée. De plus, dans la mesure où nous travaillons sur la problématique du vieillissement, la souris nous permet de réduire le temps d'expérimentation car elle a une espérance de vie plus courte (1 à 3 ans) en comparaison au rat (2 à 3.5 ans) ou au cobaye (4 à 8 ans). Pour cette étude, nous utiliserons des souris de différents âges : 3-6 mois pour les souris « jeunes», 10-14 mois pour les souris adultes d'âge moyen et 18-24 mois pour les souris « âgées » afin de caractériser la contribution d'un déficit en métabolites-cibles dans la mise en place de la sarcopénie et des désordres métaboliques qui lui sont associés au cours du vieillissement.
Détermination de l’effet anti-cancer de molécules dans des modèles in vivo de cancer chez la souris.
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
7 230 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance modéré à sévère, plus de la moitié en sévère. Elles reçoivent une greffe de cellules tumorales par injection ou chirurgie, puis des traitements et un suivi par imagerie, développant tumeurs, métastases ou ascites pouvant affecter leur survie. Le porteur teste l'effet anticancéreux de molécules nouvelles ou repositionnées dans le développement préclinique de médicaments, présenté comme "indispensable" avant tout essai chez l'humain. Sur le remplacement, il affirme qu'aucun modèle cellulaire ne reproduit un organisme entier permettant le développement de cancers et de métastases.
Objectifs
Les études précliniques permettent d’acquérir les premières connaissances sur le comportement d’un candidat médicament, indispensable avant les essais chez l’homme. Le développement préclinique fait en particulier appel à l’expérimentation animale, qui est une étape indispensable à la connaissance d’un futur médicament avant de l’administrer à l’homme. Au cours du développement préclinique, un grand nombre d’études sont effectuées afin de qualifier le candidat médicament sur le plan de la pharmacocinétique, de la toxicologie ou encore de l’efficacité. Ces études sont constitutives d’une partie du dossier de demande d’autorisation de mise sur le marché (AMM) du futur médicament et sont donc indispensables. Le cancer affecte des millions de personnes chaque année. Cette pathologie a donc des impacts sociaux et économiques majeurs sur les patients et le système de santé. Les thérapies actuellement disponibles pour traiter le cancer ont une efficacité limitée pour certaines indications comme par exemple le cancer du pancréas et les effets secondaires des traitements limitent considérablement leur utilisation. Il y a donc un besoin urgent de trouver de nouvelles molécules efficaces ayant un effet anti-cancéreux démontré. C’est dans ce contexte que s’inscrit ce projet.
Bénéfices attendus
Des thérapeutiques efficaces et/ou aux effets secondaires limités sont manquants dans le traitement ou la prévention de cancers. Avec ces modèles, il est possible de mesurer les effets anti-cancer relatifs de nouvelles molécules ou de molécules en repositionnement. Les retombées attendues incluent le screening in vivo de molécules efficaces, l’étude si besoin de leur mécanisme d’action et l’évaluation des meilleurs candidats avant une éventuelle utilisation en clinique chez l’homme. Ce projet en général se focalise sur l’étude et la validation, dans un contexte physiopathologique pertinent, de l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques ou de molécules déjà approuvées pour une autre indication pouvant avoir un effet sur e développement des cancers.
Procédures
Les animaux recevront une greffe de cellules tumorales (soit par injection, soit par chirurgie). Au cours de l’expérience, les animaux recevront des traitements pour tester leur efficacité sur le développement du cancer. En fonction de la lignée de cellules cancéreuses injectées (luciférase), le système d’imagerie non invasive in vivo IVIS Spectrum sera utilisé une à deux fois par semaine pour une vingtaine de minutes par animal, après une anesthésie. Tous les animaux seront manipulés et observés plusieurs fois par semaine pour déterminer les scores des points limites.
Impact sur les animaux
Du fait de l’implantation de cellules cancéreuses, en fonction de l’origine des cellules cancéreuses et de la voie d’administration, l’animal va développer des métastases, des tumeurs solides ou liquides (cancer du sang) associés ou non à des ascites (accumulation de liquide dans l'abdomen), pouvant affecter sa survie (pour la procédure classée sévère). Nous n'attendons pas de nuisance liée à l'administration des traitements (doses non toxiques) ou de l'analgésique (cas des procédures chirurgicales) en dehors de celle induite par la piqure. De plus, les prélèvements de sang éventuels se feront en phase terminale sous anesthésie générale.
Devenir
Euthanasie pour récupérer les tumeurs, ascites liquides (accumulation de liquide dans l'abdomen) et différents organes pour analyses
Remplacement
Ce projet se focalise sur un modèle intégré nécessitant l’utilisation d’un modèle animal. Ce système est indispensable pour reproduire la physiologie d’un organisme entier permettant le développement de cancer liquide/solide et la dissémination de métastases. Il n'existe pas de modèle cellulaire reproduisant ces procédures expérimentales. Ce projet nécessite l’utilisation d’animaux pour pouvoir tester l’effet de traitements dans un contexte physiologique.
Réduction
Pour les expérimentations, il a été prévu un nombre suffisant d’animaux en accord avec la littérature existante ou nos expériences précédentes, pour garder une puissance statistique dans le traitement des résultats et pour avoir le nombre de contrôles internes suffisant, afin de pouvoir conclure sur l’efficacité du traitement (test non paramétrique). Ce protocole ne sera mis en place qu’avec des molécules thérapeutiques qui auront montré une efficacité lors d’études précédentes afin de limiter l’utilisation des animaux.
Raffinement
Les animaux seront sous surveillance rapprochée avec surveillance plus fréquente lorsqu’une croissance tumorale rapide est attendue, si les tumeurs approchent du point final ou si l’état de l’animal se détériore. Lorsque la tumeur est externe, sa taille sera mesurée 2fois par semaine avec habituation à la contention et à l’apposition du pied à coulisse. Un diamètre maximal de 20mm est considéré, sous réserve d’euthanasier pour raison éthique. L’état et l’emplacement de la tumeur seront également inspectés régulièrement. De plus, la procédure non invasive IVIS sera utilisée pour suivre la croissance tumorale de toute lignée cancéreuse exprimant le gène de la luciférase. Les animaux trouvés dans des conditions moribondes et les animaux montrant une douleur sévère et montrant des signes de détresse seront mis à mort immédiatement. Les points limites sont définis selon les Directives de l’OCDE: perte de poids supérieure ou égale à 20%, distension abdominale avec prise de poids ne pouvant excéder +50%, hypothermie, absence prolongée de réponse volontaire à un stimulus externe, problèmes ambulatoires empêchant l’animal d’accéder à la nourriture ou à l’eau, difficulté à respirer, automutilation, blessure/ulcération de la peau. Avec certaines tumeurs, la masse corporelle n’est pas un indicateur idéal et dans ce cas l’atrophie musculaire ou l’émaciation seront les points limites considérés. Un tableau de suivi a été mis en place permettant de définir les points limites adaptés. Il y aura 5-6 souris par cage selon le poids de l’animal, avec nourriture et eau à disposition et enrichissement du milieu. Toutes les procédures induisant une douleur seront réalisées sous anesthésie (chirurgie) durant toute la procédure expérimentale. Les procédures de chirurgie seront effectuées par une personne habilitée et formée. Les animaux recevront un analgésique administré en phase pré- et post-opératoire. Afin d’optimiser l'expérience, les animaux seront randomisés selon la croissance tumorale ou selon le poids des animaux ; en plus de la tumeur/ des métastases/ de l’ascite, certains organes comme le foie, la rate et les poumons seront récupérés à la fin de l’étude et analysés. Les animaux sont sociabilisés (habitués à la présence des expérimentateurs) avant le début de l’étude.
Choix des espèces
Les souris sont des modèles d’études très développés et caractérisés, du fait de leurs tailles et leurs spécificités, ils permettent l’étude et le suivi du développement tumoral d’un point de vue morphologique, histologique et moléculaire. Ils sont communément utilisés pour les études en cancérologie en accord avec les recommandations internationales et la littérature. Différentes souches de souris pourront être utilisées. Des animaux immunodéficients sont classiquement utilisés pour ce type d’étude, ce qui permet l’implantation de cellules tumorales humaines sans rejet. Il s’agit d’un modèle non dommageable à l’état basal. Si les cellules greffées sont d’origine murine, des animaux immunocompétents seront utilisés. Ce sont des modèles de laboratoire bien connus avec suffisamment de données historiques. Ces projets permettront le suivi de l’impact de traitements sur la formation de cancer solide/liquide ou la dissémination de métastases après greffe de cellules cancéreuses chez la souris. Les animaux seront âgés de 5 à 8 semaines au moment de l’injection des cellules tumorales, à un stade de jeune adulte où le pouvoir prolifératif des cellules reste important sans avoir à toucher au développement normal de l’animal.
Mise au point , validation du modèle d’administration intracérébrale et de développement de l’atlas cérébral chez le miniporc
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
50 miniporcs vont être utilisés, une partie tués et 20 réutilisés, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance léger à modéré. Ils subissent une IRM et une injection intracérébrale sous anesthésie générale de six heures, avec prélèvement de liquide céphalorachidien sans réveil pour les animaux autopsiés et prélèvements sanguins sur animal vigile. Le porteur veut valider l'administration intracérébrale chez le miniporc pour évaluer la sécurité de thérapies du système nerveux central, en remplacement du primate non-humain. Il présente le miniporc comme proche de l'humain sur le plan phylogénétique et affirme qu'aucune alternative non animale ne permet cette validation.
Objectifs
L’objectif de ce projet est la mise point et validation du modèle d’administration intracérébrale chez le miniporc. Ce modèle sera validé grâce à l’injection d’un produit de contraste et d’un élément d’essai (dont la biodistribution sera évaluée) et via une évaluation histopathologique complète afin de confirmer que la procédure d’administration intracérébrale sera compatible avec une étude de toxicologie générale. Une fois validé ce modèle sera utilié dans l'évaluation préclinique et permettra de répondre aux exigences réglementaires dans le cadre de l’évaluation de la sécurité des produits pharmaceutiques utilisant des stratégies thérapeutiques innovantes du système nerveux central qui seront injectées par voie intracérébrale chez l’homme. De plus, un atlas morphologique du cerveau du miniporc sera développé en utilisant l’imagerie par résonance magnétique (IRM), ce qui permettra notamment de faciliter le ciblage cérébral dans le cadre d’étude préclinique évaluant les effets neurotoxiques d’un médicament administré par voie intracérébrale.
Bénéfices attendus
La validation du modèle d’administration intracérébrale chez le miniporc permettra d'évaluer la sécurité de futurs thérapies administrés par voie intracérébrale et contribuera à améliorer la sécurité des patients d'essais clinqiues. De plus, la validation pourra contribuer à la mise sur le marché de nouvelles thérapies sûres pour les patients atteints de pathologies du système nerveux central (exemple : maladies de Parkinson et Alzheimer).
Procédures
Pour les procédures 1 et 2, l’imagerie IRM et l’injections intracérébrale (1 occasion, d’une durée d’envion 6 heures) seront réalisée sous anesthésie générale volatile (après intubation endotrachéale) avec surveillance anesthésique et analgésie périopératoire (induction anesthésique via une injection intramusculaire) et antibiothérapie pour l’injections intracérébrale. Pour la procédure 3, l’imagerie IRM (1 occasion, d’une durée d’envion 2 heures) sera réalisée sous anesthésie générale volatile (après intubation endotrachéale) avec surveillance anesthésique. La procédure d’injection intracérébrale sera réalisée sous anesthésie générale volatile avec surveillance anesthésique et une antalgie suffisante. Des prélèvements de liquide céphalo-rachidien (LCR) seront réalisés en fin de procédure (avant mise à mort, d’une durée d’environ quelques minutes), sur animaux anesthésiés (sans réveil). Des prélèvements sanguins seront réalisés à raison de 3 temps (prédose, durant la phase d’observation et à la mise à mort). Dès que possible, les prélèvements sanguins seront réalisés sur animal anesthésié à l’occasion des prélèvements de LCR. Pour les autres occasions, les prélèvements sanguins seront de courte durée (quelques minutes).
Impact sur les animaux
Les procédures d’administration intracérébrale sont pratiquées sur animaux anesthésiés qui seront mis à jeun la veille de la procédure. Lors du réveil anesthésique une désorientation/perte d’équilibre et une hypothermie peuvent être observées temporairement. En cas d’hypothermie, une prise en charge par lampe chauffante (et/ou coussin chauffant) sera mise en place. Des évènements anesthésiques liés à l’anesthésie volatile peuvent survenir (apnée). Des signes locaux (œdème) peuvent être observés au niveau cutané ainsi que des ulcères cornées liés à la durée de l'anesthésie. Pour les prélèvements sanguins (PS) qui seront réalisés sur animaux vigiles, ceux-ci pourraient être associés à des sensations désagréables de ponction mais seulement pendant une courte durée et des hématomes post-prélèvement. Les signes cliniques suivant pourraient être observés en cas de réaction exagérée au produit pharmaceutique de référence : • Troubles de la coordination des mouvements • Diminution de l’appétit • Somnolence • Vomissement • Diarrhée. Ces signes cliniques devraient être seulement transitoires et seront surveillés.
Devenir
Procédure 1 et 2 : Les animaux seront autopsiés à la fin de la procédure afin d’évaluer l’impact de la procédure d’administration intracérébrale d’un point de vue histopathologique et biodistribution. Ceci afin de valider le modèle, dans le contexte des études réglementaires de toxicologie. Procédure 3 : A la fin de la procédure, l’animal sera replacé en étude après une période de repos ou en stock. L’acquisition d’images IRM du cerveau n’étant ni invasive ni impactante pour les animaux, ceux-ci peuvent être réutilisés pour d’autres études.
Remplacement
Actuellement, il n’existe pas d’alternative non animale permettant d’évaluer la sécurité et la toxicité, notamment systémique et neurocomportementale des futurs candidats médicaments dans le cadre du développement de thérapies innovantes, telle que la thérapie génique. Il n’existe pas non plus d’alternative non animale pour valider que la technique d’administration intracérébrale aboutit à une exposition de l’animal au produit pharmaceutique de référence et que celle-ci est bien tolérée (analyse histopathologique). Le miniporc est un modèle animal pertinent car il est proche de l'Homme d’un point de vue phylogénétique et transcriptomique, permettant le développement de candidats médicaments et/ou de formulations innovantes dans les études de toxicologie.
Réduction
Le nombre d’animaux dans ce projet a été défini sur la base du nombre minimum d’animaux requis pour pouvoir conclure à la validation de la technique (pharmacocinétique et la biodistribution du produit réference). De plus, dans les études réglementaires de toxicologie 3 animaux par groupe sont généralement utilisés. Au total, 50 animaux seront utilisés dans ce projet : 6 animaux pour l’étude pilote, 24 animaux pour l’étude principale et 20 animaux pour l’atlas cérébral. La Procédure No. 1, sur un nombre limité d’animaux, va permettre de mettre au point et valider la technique d’administration intracérébrale et avant le démarrage de la Procédure No. 2, qui a pour but de déterminer la toxicité d’un candidat médicament sur un nombre plus important d’animaux.
Raffinement
Le produit de contraste sera injecté à une seule occasion et à une dose pour laquelle aucun effet toxique n’est attendu. Le volume injecté est maitrisé et a été déterminé pour ne pas être associé à une mauvaise tolérance. Des points limites basés sur les examens neurologiques, l’état clinique et la perte de poids sont définis. Les animaux auront une période d’acclimatation aux conditions environnementales avant le début du projet. Un entrainement pour la pesée corporelle et des interactions positives avec le personnel seront mis en place. Pour limiter le stress des animaux lors des injections et prélèvements, les animaux seront manipulés régulièrement par les personnes en charge des procédures expérimentales (contention, suivi du poids). Des récompenses alimentaires seront distribuées après les actes contraignants (tel que les prélèvements de sang sans anesthésie et les contentions).Une protection mécanique préventive des yeux et des soins locaux (ocrygel) seront mise en place en pré-opératoire afin de réduire le risque d’ulcéres cornéens du à la durée de la procédure chirurgicale. L’injection intracérébrale sera réalisée sous anesthésie générale volatile (après intubation endotrachéale) avec surveillance anesthésique. Une analgésie et antibiothérapie préventive sera mise en place avant et après administration du produit de contraste et élément d’essai. Des mesures de prévention de l’hypothermie seront appliquées pendant l’anesthésie et au réveil. En raison du potentiel impact de l’administration intracérébrale, une évaluation neurocomportementale sera réalisée duant le pretest et à deux occasions après adminisration (+4h et +24h post-procédure). La mise à mort sera considérée pour les signes cliniques suivants : • convulsions ne rétrocédant pas spontanément ou à l'administration d'anti-convulsivants ou convulsions répétées dans la même journée • Incapacité prolongée de l'animal à se déplacer ou pertes d'équilibres durables impactant la qualité de vie de l'animal • perte d'appétit ne rétrocédant pas aux mesures de soutien • perte de poids supérieur à 20% • infection des plaies chirurgicales ne rétrocédant pas aux soins.
Choix des espèces
Les études réglementaires de toxicologie doivent se faire chez une espèce pertinente pour l’évaluation de la sécurité des futurs candidats médicaments. De nombreuses nouvelles stratégies thérapeutiques actuelles du système nerveux central (SNC) sont basées sur des produits biologiques ou de thérapie génique (oligonucléotide) qui nécessitent une homologie phylogénétique ou transcriptomique importante avec l’Homme afin d’évaluer les propriétés pharmacodynamiques du produit mais également les potentiels effets toxiques. Par conséquent, l’utilisation d’un modèle non-rongeur est nécessaire dans ces études. Actuellement, le primate non-humain est la principale espèce « non-rongeur » utilisée pour évaluer les effets neurotoxiques d’un médicament administré par voie intracérébrale. L’objectif est donc de développer et valider l’administration intracérébrale chez l’espèce miniporc en remplacement du primate. La validation du modèle d’administration intracérébrale ne nécessite pas de pré-requis d’âge et se fera sur jeunes adultes/adultes comme pour les études de toxicologie réglementaire.
FORMATION DES CHIRURGIENS A LA REALISATION DE MODELES DE RONGEURS OPERES
- Formation professionnelle
Rats : 1250
2 500 animaux non-humains vont être utilisés, moitié souris moitié rats, tous tués, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sans réveil ou modéré. Chaque animal subit une chirurgie unique de trente minutes à une heure et demie sous anesthésie, avec parfois des injections répétées et un hébergement isolé jusqu'à 21 jours, pour entraîner des techniciens à produire des modèles chirurgicaux standardisés. Le porteur présente cette formation comme un moyen de fournir aux chercheurs des modèles prêts à l'emploi et de mieux prendre en charge la douleur des animaux opérés. Il indique commencer l'entraînement sur cadavres et simulateurs quand la technique le permet, mais juge l'apprentissage sur animal vivant nécessaire pour valider la viabilité du modèle dans le temps.
Objectifs
L’objectif de ce projet est d’assurer le développement et le maintien des techniques du personnel dédié à la réalisation de modèles de rongeurs opérés pour répondre aux besoins des chercheurs dans le cadre de leurs études et protocoles de recherche. Ces formations s’adressent à des techniciens habilités et dédiés aux activités de chirurgie. Les techniciens sont considérés comme habilités après avoir participé à la formation réglementaire en chirurgie expérimentale et avoir reçu, en interne, la formation théorique commune à tout modèle chirurgical par le formateur du service ou le vétérinaire désigné: anatomie générale du rongeur, formation à l’anesthésie et l’analgésie et leur gestion per opératoire, formation à l’asepsie.
Bénéfices attendus
La formation de chirurgiens, selon des procédures et des protocoles prédéfinis, permet de proposer à la communauté scientifique, des modèles d’intérêts prêt à l’emploi, leur permettant d’accroître leurs connaissances et leurs compréhensions sur différents domaines (mécanismes physiologique, physiopathologiques, essais thérapeutiques, recherche fondamentale, prévention…) tout en réduisant les nuisances possibles sur l’animal. Elle permet aussi de proposer des modèles standardisés et homogènes dont la communauté scientifique a besoin pour leurs études. La formation initiale du chirurgien à un modèle cible est nécessaire au préalable à toute mise à disposition d’un modèle chirurgical permettant une bonne anticipation de la procédure, une meilleure reproductibilité par la suite du modèle ainsi qu’une meilleure prise en charge per opératoire de l’animal, contribuant à son bien-être et à la minimisation des nuisances subies.
Procédures
Tous les animaux dans le cadre de ce projet analgésiés, anesthésiés et non réveillés ou analgésiés, anesthésiés puis réveillés seront soumis à une procédure chirurgicale unique d’une durée d’une demi-heure à une heure et demi sous anesthésie général. Selon le modèle et en cas de besoin (douleur, récupération post oépratoire difficile), les animaux pourront être soumis à des injections sous cutanées ou intra péritonéales (maximum 10 injections par jour). Un hébergement isolé peut être nécessaire pour les besoins du projet pour une durée maximale de 21 jours.
Impact sur les animaux
Douleur, stress et perte de poids pouvant être provoqué par les contentions, les procédures chirurgicales, la présence du matériel implanté pour les modèles de cathétérisation et d’implantation et la récupération post-opératoire (48-72h). Hébergement individuel jusqu’à 21 jours si besoin selon le modèle (par exemple : cathétérisation vasculaire couplé à un harnais, partie externe pouvant être dégradée par un congénère).
Devenir
Les animaux sont mis à mort.
Remplacement
La formation des chirurgiens a pour objectif d’acquérir des gestes techniques permettant de mettre à disposition des modèles rongeurs opérés reproductibles et standardisés prêts à l’emploi pour les scientifiques. Les animaux opérés sont intégrés dans des programmes de recherche ou d’études précliniques. Avant tout entraînement sur un modèle animal, une formation théorique basée sur l’utilisation de supports papiers et vidéos est effectuée. Lorsque cela est possible, l’entrainement pour certains gestes techniques pourront être réalisés sur des supports inertes (simulateur de suture, mannequin de formation). Pour les différents modèles, la validation du chirurgien sera évaluée sur la technique dans un temps imparti, sur la viabilité et la fonctionnalité du modèle dans le temps : cette partie ne peut être réalisé in vitro.
Réduction
Le nombre d’animaux défini dans notre procédure et utilisé pour la qualification et la requalification de chaque modèle est basé sur la criticité et la technicité du modèle (faible / moyen / forte) ainsi que les expériences précédentes Ce nombre est composé d’un minimum (3 pour la formation, 1 pour la reformation) et d’un maximum (de 25 pour la formation, 10 pour la reformation) afin de pouvoir qualifier le chirurgien lorsque la technique est maîtrisée, dès lors que le nombre minimum est atteint. Cela nous permet également d’avoir un nombre maximum au-delà duquel le technicien n’est pas considéré comme formé. La formation ou reformation s’arrête dès lors qu’un taux de réussite de 100% est atteint pour un lot de 3 ou 1 animaux respectivement, même si le nombre maximum d’animaux n’a pas été effectué. Lors d’une qualification ou requalification sur cadavre ou sur animal analgésié, anesthésié et non réveillé, nous pouvons utiliser un animal pour l’entraînement de plusieurs gestes techniques de plusieurs modèles, ce qui contribue à réduire le nombre d’animaux utilisés. Ces animaux peuvent être les surnuméraires non opérés de commandes ou surplus de stock, ce qui contribue aussi à la réduction.
Raffinement
Les animaux utilisés seront hébergés dans un environnement adapté à l’espèce, au nombre et à l’âge, et dans un milieu enrichi et des points limites en fonction des spécificités du modèle en formation seront appliqués. La première phase de qualification sera effectuée sur des cadavres frais, dès lors que la technique le permet puis sur des animaux analgésiés, anesthésiés et non réveillés. Après les gestes maîtrisés, les chirurgiens effectueront une phase d’entraînement sur animaux analgésiés, anesthésiés et réveillés. Après évaluation de la douleur possible induite par le modèle, le contrôle de la douleur est réalisé par une administration d’analgésique avant la chirurgie et lors du post-opératoire ainsi qu’en cas de besoin (signes d’inconfort ou de douleur, absence de fécès). L’utilisation complémentaire d’anesthésique local peut être effectuée, si nécessaire (ouverture invasive, ouverture de la cavité abdominale, ouverture au niveau de la région crâniale). Une injection systématique sous-cutanée de sérum physiologique de réhydratation est pratiquée pour tous les animaux avant réveil. Pour nos modèles chirurgicaux dont le taux de survie est inférieur ou égal à 80%, une habituation par la manipulation des animaux est effectuée dès la phase d’acclimatation. Une observation quotidienne de l’état clinique général des animaux est réalisée tout au long de la procédure. Des soins spécifiques sont apportés en cas de signes cliniques (traitements médicamenteux, soins locaux, ajout d’enrichissement, mesures de réhydratation ou de réchauffement, ajout d’aliment, de gel hydratant, de litière ou d’eau complémentée ou non directement dans la cage afin d’en améliorer l’accès). En cas de détection d’un point limite, l’animal est immédiatement mis à mort. Des points limites spécifiques sont établis et raffinés au fur et à mesure des observations. Ces observations sont facilitées par l’utilisation d’outils internes de suivi de type grille de score et document qualité d’enregistrement permettant une traçabilité.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce et de la souche pour ce projet est directement lié au modèle chirurgical ciblé pour la formation. Ce sont des mammifères dont l’anatomie et la physiologie sont proches de l’homme, la disponibilité de données historiques chez ces espèces permet d’obtenir des informations fiables et pertinentes. Ne sont concernés ici que les animaux sevrés à partir de 3 semaines, dont la taille et le poids sont compatibles avec le modèle d’intérêt en formation, selon les recommandations éthiques en vigueur.
Production de sérums caractérisés et spécifiques aux différents variants du SARS-CoV2 pour une meilleure compréhension des relations antigéniques entre ces variants
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
210 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque groupe de six est infecté par un variant du SARS-CoV-2 par voie intranasale sous anesthésie, puis mis à mort à 21 jours par ponction cardiaque terminale pour prélever le sérum, avec une perte de poids attendue les premiers jours. Le porteur veut produire des sérums de référence associés à un variant connu, impossibles à obtenir chez l'humain, et prévoit 35 variants sur cinq ans. Sur le remplacement, il affirme qu'en l'absence de sérums humains exploitables il est nécessaire de passer par le hamster, présenté comme le modèle de choix pour le COVID-19.
Objectifs
Le SARS-CoV-2 continue d'évoluer et d'échapper aux réponses des anticorps produits suite à la vaccination ou à une infection passée. Il devient de plus en plus important de comprendre les relations antigéniques entre les variants et de pouvoir tester les échappements possibles des nouveaux variants aux vaccins et aux anticorps utilisés pour le traitement des malades. Or, Il est actuellement impossible d’avoir des sérums humains pour lesquels le variant à l’origine de la production des anticorps serait connu et ce, du fait des campagnes de vaccination et surtout des vagues successives de variants qui ont touchées à plusieurs reprises la population. En conséquence, et en l’absence de solution de substitution, il est nécessaire de passer par le modèle animal qui est le hamster pour le COVID-19. Malgré le facteur limitant associé à la petite taille des animaux qui limite les volumes de sang collectés, ce projet permettra de produire des quantités de sérum suffisantes pour répondre aux besoins de la communauté scientifique. Par ailleurs, la collecte d’autres organes permettra d’obtenir du matériel nécessaire à la mise au point de nouvelles méthodes diagnostic. Ainsi, dès l’identification d’un nouveau variant d’intérêt par les pouvoirs publics (en fonction du nombre de personnes infectées), un groupe de 6 hamsters sera infecté avec ce variant par voie intra-nasale, puis les animaux seront mis à mort après 21 jours. Une prise de sang terminale sera effectuée pour collecter du sérum utilisé pour la caractérisation antigénique de chaque variant. Cela consiste à évaluer pour chaque nouveau variant la protection conférée par les anticorps produits après une infection par les anciens variants. En se basant sur la fréquence d’apparition annuelle de variant, et en prenant en compte les variants actuellement disponibles au laboratoire, on estime que 35 variants seront testés au cours des 5 années du projet.
Bénéfices attendus
La caractérisation des sérums issus de chaque infection par un nouveau variant va permettre de comprendre les relations antigéniques entre ces variants et de pouvoir tester les échappements possibles des nouveaux variants aux vaccins et aux anticorps monoclonaux.
Procédures
Les hamsters seront infectés une seule fois par voie intra-nasale (40μl - animaux anesthésiés - durée = 15 secondes environ). Durant l'anesthésie, les hamsters seront identifiés à l'aide d'une puce implantée sous la peau, entre les omoplates (5 secondes). Une prise de sang intracardiaque sous anesthésie profonde (+ traitement anti-douleur) est effectuée sur tous les hamsters (durée 3 minutes).
Impact sur les animaux
Une perte de poids, progressive et s’étalant sur une période allant jusqu'à 6 jours après l'infection, est attendue chez les hamsters infectés avec du SARS-CoV2. Hormis cette perte de poids, il n’y a pas de symptômes cliniques attendus durant la période d’infection. L’infection n’aboutit jamais à des décès non désirés. 7 jours après l'infection, les animaux commencent à reprendre du poids.
Devenir
Mise à mort pour ponction totale de sang et collecte d'organes.
Remplacement
Il est actuellement impossible d’avoir des sérums humains pour lesquels le variant à l’origine de la production des anticorps serait connu du fait des campagnes de vaccination et surtout des vagues successives de variants qui ont touchées à plusieurs reprises la population. En conséquence, et en l’absence de solution de substitution, il est nécessaire de passer par le modèle animal qui est le hamster pour le COVID-19. Les sérums produits seront issus d’une infection unique des hamsters par un variant bien identifié.
Réduction
35 variants seront testés au cours des 5 années du projet, soit un total de 210 hamsters (35 x 6). Le nombre de hamsters pour chaque variant testé a été déterminé de façon à obtenir les volumes nécessaires de sérum pour pouvoir mener à bien les techniques qui permettront la caractérisation antigénique pour chaque variant. Aucune analyse statistique n’est réalisée. Par ailleurs, une collecte d’autres organes sera effectuée sur l’ensemble de ces hamsters afin de disposer de matériel de référence qui sera utilisé dans le cadre d'un autre projet.
Raffinement
Les hamsters seront hébergés en cage de 2 individus avec un enrichissement composé de nombreux tunnels, abris (afin de satisfaire leur besoin de cachette), cellulose, et de bâtonnets de bois à ronger. Un contrôle de leur état de santé sera assuré tous les jours. Des points limites précis et suffisamment précoces pour leur éviter toute souffrance prolongée et inutile ont par ailleurs été définis.
Choix des espèces
Les études scientifiques menées sur le SARS-CoV-2 ont maintenant largement démontré que le hamster doré était un modèle expérimental qui présentait une forte sensibilité au virus (atteintes respiratoires, perte de poids) ainsi qu'une forte réceptivité (multiplication du virus dans les poumons). Le hamster est donc un modèle d’infection de choix. De précédentes expérimentations ont permis de caractériser la réceptivité et la sensibilité des hamsters adultes vis-à-vis des souches SARS-CoV-2 utilisées au laboratoire. Des hamsters adultes de 6 semaines à réception seront utilisés
Etude de la distribution tissulaire d’un médicament radiomarqué par imagerie après une injection intracrânienne chez des rats adultes mâles et femelles.
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
18 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent une chirurgie d'administration intracrânienne, un isolement de 24 heures, un examen d'imagerie sous anesthésie et quatre prélèvements sanguins, dont trois sur animal vigile sans analgésique pour ne pas fausser les dosages, afin de suivre un médicament radiomarqué injecté dans le cerveau. Le porteur indique avoir mené en amont des analyses in silico, in vitro et sur organe artificiel, mais affirme qu'elles ne reproduisent pas la distribution réelle dans un organisme vivant. L'étude ne comporte que 18 animaux, répartis en une phase pilote de deux rats et une phase principale conditionnée à ses résultats.
Objectifs
L’objectif de notre projet est d’étudier la distribution dans l’organisme entier d’un médicament pour traiter les patients souffrant de certaines pathologies neurologiques. L’objectif est de vérifier la bonne libération du médicament marqué par radioactivité après l’avoir administré directement dans le cerveau grâce à un suivi par imagerie .
Bénéfices attendus
Ce médicament testé est conçu grâce à de nouvelles technologies qui devraient permettre d’accroître sa sécurité d’utilisation (moins d’effets secondaires) et d’améliorer son efficacité dans le traitement de certaines pathologies neurologiques .
Procédures
Les 18 animaux subiront tout d’abord une procédure chirurgicale pour permettre une administration intracrânienne d'un composé (20 minutes environ). Suite à cela, ils seront placés durant 24 heures maximum (durée totale de l’étude) en cage individuelle. ils auront un examen d'imagerie durant 15 min maximum sous anesthésie générale .Un prélèvement sanguin effectué en 1 minute environ sera réalisé sur ces 18 animaux dans la veine de la queue à 3 reprises, puis un dernier prélèvement juste avant la mise à mort.
Impact sur les animaux
La procédure chirurgicale pourra induire une souffrance des animaux. L’hébergement en cage individuelle des rats opérés, nécessaire après la procédure chirurgicale et pour le suivi par imagerie durant 24h maximum, pourrait conduire à un stress par la limitation des interactions sociales directes. Les 3 prélèvements sanguins s’effectueront sur animal vigile sans aucune médication, analgésique ou anti-inflammatoire pour ne pas perturber l’activité des animaux et les dosages réalisés. L’anesthésie générale est susceptible de causer une hypothermie.
Devenir
Tous les animaux nécessaires à la réalisation de ce projet seront mis à mort à la fin du suivi par imagerie à la fin de la procédure expérimentale (24H maximum).
Remplacement
Les alternatives non animales ne peuvent être envisagées dans le cadre de ce projet, car la détection et la mesure du médicament radiomarqué, dans le cerveau et d'autres organes d'intérêt nécessitent un suivi temporel sur un animal vivant avec toute la complexité du système biologique dans son ensemble (organes, sang, environnement et microenvironnement, …). Avant la planification de ce projet, des alternatives non animales et des méthodes de remplacement partielles ont également été utilisées. Des analyses in silico avec des simulations pharmacocinétiques ont été utilisées pour prédire la formulation et la biodistribution du médicament. Des analyses in vitro sur des échantillons de tissus isolées ont été également réalisées pour analyser la distribution du médicament et son mécanisme d’action. Pour l’imagerie, une simulation avec un organe artificiel a été utilisé en amont pour vérifier la faisabilité et la pertinence du protocole au vue des quantités très faibles du médicament administré. Ces approches de remplacement ont permis d’avoir une évaluation préliminaire précieuse. Cependant, l'utilisation d'organes artificiels, d’échantillons tissulaires et cellulaires ou de modèles informatiques ne permettent pas de reproduire fidèlement les conditions réelles de distribution dans un organisme vivant.
Réduction
Nous utilisons le nombre minimum d’animaux nécessaire à la réalisation du projet qui nous permettront néanmoins d’obtenir des résultats représentatifs Pour la Phase 1 de faisabilité de notre étude, nous allons tester notre méthodologie sur 2 animaux, un rat mâle et un rat femelle. Pour déterminer le nombre de points temporels nécessaires et optimaux pour les examens, afin de suivre le passage du médicament radiomarqué de manière séquentielle : une analyse de régression est envisagée. La phase 2 ne sera réalisée que si, et seulement si la phase 1 et concluante. Pour la Phase 2 : Le nombre d’animaux a été calculé en envisageant un niveau de signification α à 0,05 et une puissance de 0,80. Pour comparer la biodistribution entre deux sites d'injection (ICV vs. IPC), un test t de Student est envisagé. Pour analyser la dosimétrie, un test de variance (ANOVA) est utilisé pour comparer la captation du médicament entre les différents organes.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages standards répondant aux normes européennes actuelles avec un enrichissement (papier kraft), ils auront un accès non restreint à de la nourriture et de l’eau. Leur bien-être sera suivi bi-quotidiennement par du personnel qualifié 5j/7 et quotidiennement pendant les week-ends et jours fériés. Une attention toute particulière sera portée aux animaux pendant la chirurgie qui sera réalisée dans des conditions d’asepsie strictes (analgésie pré-opératoire, anesthésie générale, maintien de la température corporelle, désinfection et anesthésie locale du site d’incision) ainsi qu’après (analgésie post-opératoire). Durant les examens, les animaux seront placés sur un lit chauffé avec une surveillance permanente de leur respiration et rythme cardiaque par un expérimentateur qualifié qui pourra intervenir si nécessaire. Les prélèvements sanguins seront effectués par du personnel ayant les compétences requises et une observation régulière des animaux sera effectuée après réalisation de chaque prélèvement. Si un animal présente des signes de souffrance ou détresse qui ne peuvent être soulagés, il sera immédiatement euthanasié dans des conditions éthiques.
Choix des espèces
Le choix du rat comme espéce utlisé est un choix technique imposé par la résolution spatiale de notre appareil d'imagerie afin de mieux visualiser la biodistribution du radiotraceur de façon objective dans le carveau et les autres organes . Les animaux seront des rats âgés de 3 mois à leur arrivée au laboratoire, les expérimentations déburteront 1 semaine après leur arrivée. Cela correspond à des rats adultes pour être dans des conditions identiques à celles souhaitées chez l’Homme .