Procédures sévères
Étudier les cellules immunitaires infiltrant le Glioblastome après chirurgie
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Cancers
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Injection de cellules tumorales dans le cerveau, puis résection chirurgicale de la tumeur trois semaines plus tard, avant des prélèvements sanguins jusqu'à trois fois par semaine: 425 souris subissent ce protocole reproduisant la prise en charge du glioblastome. Le RNT classe 423 d'entre elles en souffrance sévère et prévoit leur mise à mort pour analyses. L'étude vise une sous-population de cellules immunitaires supposée favoriser la récidive après chirurgie. Le choix se porte sur des souris immunodéficientes, qui acceptent les cellules humaines sans rejet.
Objectifs
Les glioblastomes (GBM) sont les tumeurs cérébrales les plus fréquentes et les plus agressives chez l’adulte. Malgré une prise en charge lourde associant chirurgie, radiothérapie et chimiothérapie, la survie moyenne des patients n’excède pas huit mois, en raison de l’apparition quasi systématique de récidives. Le principal facteur supposé responsable de ces récidives est la repousse de cellules hautement invasives se propageant à partir de la masse tumorale initiale. L’environnement protecteur de ces cellules empêche leur élimination par les traitements conventionnels, rendant la récidive le plus souvent létale. Certaines populations de cellules immunitaires ont déjà été identifiées comme jouant un rôle pro-tumoral, notamment en réduisant l’efficacité de la chimiothérapie. Cette étude vise à étudier l’effet supposé délétère d’une sous-population particulière de cellules immunitaires, particulièrement abondante dans le glioblastome après la chirurgie. L’objectif est de montrer que l’inhibition ou la suppression de cette population améliore la réponse au traitement. Une telle découverte permettrait d’affiner notre compréhension des mécanismes de résistance thérapeutique et d’ouvrir la voie à de nouvelles stratégies de prise en charge des glioblastomes chez les patients.
Bénéfices attendus
Le glioblastome est la forme la plus fréquente et la plus agressive des tumeurs cérébrales malignes chez l’adulte. Malgré un protocole thérapeutique complet mêlant chirurgie, chimio- et radio- thérapie, le pronostic reste très défavorable avec une survie médiane de 8 mois. Ce mauvais pronostic est en grande partie dû au très haut taux de récidive de la maladie qui apparait dans 80% des cas au même endroit que la tumeur initiale. Cette résistance au traitement fait du glioblastome un véritable défi médical et scientifique, nécessitant le développement de nouvelles approches thérapeutiques. Ce projet vise à mieux comprendre et à prévenir la repousse des cellules tumorales résiduelle après une chirurgie du glioblastome. Les connaissances obtenues pourraient permettre de limiter la récidive de la maladie, qui constitue aujourd’hui l’un des principaux obstacles au succès des traitements. À court terme, ce travail apportera des informations précieuses sur les mécanismes qui permettent à certaines cellules de survivre aux thérapies actuelles et de reformer une tumeur. Ces découvertes pourront orienter le développement de nouvelles approches thérapeutiques plus efficaces, ciblant spécifiquement les cellules immunitaires. À long terme, les résultats de ce projet pourraient contribuer à améliorer la survie et la qualité de vie des patients atteints de glioblastome, en rendant les traitements plus durables. Les bénéfices dépasseront le cadre de cette maladie : les connaissances acquises pourraient également être utilisées pour d’autres types de cancers dont le protocole de soin inclut une résection chirurgicale.
Procédures
Dans cette étude, les animaux subiront plusieurs interventions Tout d’abord, une première intervention consistera en l’injection de cellules tumorales directement dans le cerveau des animaux sous anesthésie générale. Cette procédure, réalisée une seule fois par animal, durera environ 10 à 15 minutes. Un premier lot d’animaux ne subira que cette intervention. Les autres lots subiront une résection chirurgicale, environ trois semaines après l’injection des cellules tumorales, sous anesthésie générale. Cette intervention, qui vise à mimer la prise en charge clinique du glioblastome chez l’humain, durera environ 30 à 45 minutes. Un lot d’animaux ne subira que cette résection. Les autres lots subiront en plus de la chirurgie un traitement, dont l’administration est effectuée sur animaux non anesthésiées (=vigiles) (geste inférieur à 10 sec). Ces traitements seront administrés avant, pendant et un jour après chirurgie pour un lot, ou un jour et deux jours après chirurgie dans un autre lot. Parallèlement, des prélèvements sanguins seront effectués une à trois fois par semaine afin de mesurer l’évolution de la tumeur sur tous les lots de souris vigiles. Chaque prélèvement, réalisé en quelques secondes sur une veine de la queue, permettra de limiter le stress des animaux. Enfin les animaux seront opérés sous anesthésie générale profonde juste avant leur mise à mort (durée de l’anesthésie : 15 min). Les animaux ne reprendront pas conscience après cette anesthésie.
Impact sur les animaux
Lors de l’injection des cellules tumorales : Les animaux greffés avec les cellules tumorales vont développer une tumeur cérébrale qui peux entrainer une perte de poids et de coordination. Lors la résection : L’os du crane étant peu innervé, la craniotomie est à l’origine d’une douleur mesurée. La résection de la tumeur en elle-même ne provoque pas de douleurs puisque le cerveau ne possède pas de terminaisons nerveuses. Cependant, la craniotomie peut engendrer un changement de pression intracrânienne et la résection en elle-même peut être à l’origine de petites hémorragies. Suite à cette intervention, une réduction des mouvements et de la mobilité de l’animal, une perte de coordination peuvent subvenir dans les heures qui suivent la chirurgie. Dans les jours suivant, une perte de poids peut également être observée. Lors de l’injection des thérapies ciblée : Les nuisances attendues suite à l’injection des traitements seront celles liées à l’injection (stress et douleur légers, de courte durée). D’après la littérature disponible, aucun effet secondaire n’est décrit pour les drogues envisagées. De fait, aucune douleur n’est attendue suite à l’administration de ces traitements. Lors du suivi de la croissance tumorale : Les prélèvements sanguins réalisés au niveau de la queue de l’animal provoqueront une douleur légère et un stress de courte durée chez la souris.
Devenir
Les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem
Remplacement
En amont de ce projet, notre laboratoire a réalisé un travail bioinformatique (in silico) d’analyse des données générées par d’anciens projets afin d’identifier des cibles / vulnérabilités potentielles post-chirurgie. Ces cibles ont ensuite été testées dans un modèle in vitro développé par notre laboratoire pour mimer de manière réductionniste les effets de la chirurgie sur les cellules immunitaire de type macrophage. Seuls les meilleurs candidats ayant démontré des résultats convainquant in silico et in vitro et susceptibles d’apporter des améliorations considérables dans le traitement du glioblastome ont été retenus. Le microenvironnement tumoral est complexe et les effets de la chirurgie sur ce dernier sont multiples et peu compris. Dans ce contexte, seule la validation en modèle souris peut permettre de valider nos découvertes en prouvant leur réalité biologique et leur potentiel translationnel.
Réduction
Afin de réduire le nombre d’animaux, nous avons effectué un travail de recherche bibliographique rigoureux. De plus, notre expérience passée nous permet de limiter le nombre d’animaux. En effet: ⁃Dans un précédent projet, nous avons identifié le nombre de cellules à injecter pour obtenir une tumeur qui sera résécable environ un mois après l’injection. Nous ne testerons donc pas différentes concentrations de cellule. ⁃Nous maitrisons la résection de la tumeur ⁃Nos connaissances des changements biologiques induits par la chirurgie et de leur temporalité nous permet de rationaliser le choix des points temporel d’injection des divers traitements, limitant ainsi les injections et les tests préalables. ⁃Protocole expérimental basé sur des expériences pilotes qui permettent de décider de continuer ou non les expériences, et de diminuer le nombre de groupe d’animaux à tester ⁃Les analyses requièrent une faible quantité de matériel et permettent donc de réduire le nombre d’animaux utilisés. ⁃Les effectifs seront déterminés et les résultats analysés avec des tests statistiques adaptés.
Raffinement
Les interventions invasives sont réalisées sous anesthésie générale et les animaux reçoivent systématiquement des traitements analgésiques appropriés pendant et après les opérations. Les interventions chirurgicales sont réalisées dans des conditions de stérilité maximale par un personnel spécialement formé. Les animaux bénéficient d'une prise en charge standardisée de la douleur et sont régulièrement suivis après l'opération grâce à une évaluation objective à l’aide d’une grille de cotation. Après injection des cellules tumorales, les animaux seront suivis 2 à 3 fois par semaine pendant les deux premières semaines, puis une surveillance quotidienne sera mise en place dès le développement de la tumeur. L’objectif est de détecter précocement toute perte de poids ou signe de souffrance. Le développement de la tumeur est suivis de manière précise et peu invasive via l’utilisation d’un marquage sanguin fiable. Si nécessaire, des soins supplémentaires, tels que des analgésiques ou réhydratation, compléments alimentaires seront apportés. Si aucun soulagement n’est possible, les animaux seront mis à mort. Certains traitements envisagés par cette étude sont à administrer par voie orale. Nous utiliserons la méthode MDA (administration de traitements guidée par micropipette) comme alternative au gavage classique. Cette méthode consiste à proposer aux souris une solution diluée de lait concentré sucré à l'aide d'une micropipette classique, après une courte période d'habituation et un temps d'entraînement minimal, elles la boivent volontairement. En permettant l'administration orale de substances en toute sécurité et sans stress, la MDA représente un raffinement conséquent pour les animaux. Cette méthode a également le potentiel d'augmenter la robustesse scientifique et la reproductibilité en étant plus précise et répétable et en supprimant les biais importants introduits par le stress, la douleur ou l'inflammation.
Choix des espèces
Nous mènerons nos expériences en utilisant des souris, espèce de choix pour les études de cancérogenèse et les expériences menées en thérapeutique du cancer. Elles ont depuis longtemps servi à l'étude de thérapies antitumorales, notamment parce que leur physiologie est proche de celle de l'Homme. La connaissance complète du génome murin permet d'utiliser de nombreux outils bien caractérisés, dont les souris immunodéficientes, qui permettent l'implantation de cellules humaines sans rejet et offrent un modèle pertinent pour évaluer la croissance tumorale et les effets des traitements anticancéreux in vivo. Adultes de 7-8 semaines, un âge qui permet une bonne prise tumorale. De plus, les animaux à cet âge supportent mieux l’anesthésie et la chirurgie.
Le nerf vague comme modulateur de l’arthrose : effets de son activation ou de son absence chez la souris.
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Section du nerf vague dans l'abdomen, pose d'une électrode autour de ce nerf dans le cou, puis injection ou section d'un ligament du genou pour provoquer une arthrose: 1758 souris enchaînent ces interventions sur sept à huit semaines. Le RNT classe 576 d'entre elles en souffrance sévère et les 1182 autres en souffrance modérée. Les opérations sur le nerf vague sont décrites comme pouvant entraîner une douleur modérée à importante, et l'induction de l'arthrose une douleur au genou avec gonflement et démarche modifiée. Toutes seront tuées à la fin du protocole, sans réutilisation.
Objectifs
L’arthrose est une maladie très fréquente qui provoque des douleurs articulaires chroniques et une perte progressive de mobilité. Elle résulte d’un déséquilibre entre les processus de dégradation et de réparation des tissus articulaires, souvent associé à une inflammation locale et générale. Ce projet vise à mieux comprendre comment le système nerveux peut influencer l’inflammation et la douleur dans l’arthrose, en particulier à travers le nerf vague, qui relie le cerveau à plusieurs organes et joue un rôle important dans la régulation des réponses inflammatoires. Pour cela, plusieurs modèles expérimentaux d’arthrose seront utilisés chez la souris. Dans certains cas, le nerf vague sera interrompu chirurgicalement pour étudier les conséquences de sa suppression. Dans d’autres, une stimulation électrique contrôlée sera appliquée sur ce même nerf pour observer ses effets sur la douleur et l’évolution de la maladie. À plus long terme, ce travail pourrait contribuer au développement de stratégies innovantes visant à améliorer la qualité de vie des personnes souffrant de douleurs articulaires chroniques, en limitant le recours aux anti-inflammatoires classiques et leurs effets secondaires.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus concernent plusieurs aspects : – une meilleure compréhension du rôle du système nerveux dans la régulation de l’inflammation et de la douleur ; – la mise en évidence de mécanismes biologiques pouvant être ciblés pour ralentir ou limiter la dégradation du cartilage ; – l’évaluation d’une technique de stimulation électrique pouvant, à terme, être adaptée pour des applications cliniques chez l’humain. À moyen terme, les résultats obtenus pourraient ouvrir la voie à des traitements complémentaires ou alternatifs aux anti-inflammatoires classiques, mieux tolérés et sans effet secondaire systémique.
Procédures
Les animaux seront soumis à plusieurs types d’interventions visant à étudier le rôle du nerf vague dans la régulation de la douleur et de l’inflammation au cours de l’arthrose. Toutes les procédures seront réalisées sous anesthésie générale et feront l’objet d’un suivi rigoureux pour assurer le bien-être des animaux. – section du nerf vague pratiquée au niveau de l’abdomen. Durée: environ 25 minutes et est suivie d’une période de récupération de 7 jours, avec une double analgésie systématique et une surveillance quotidienne. – implantation d’une électrode autour du nerf vague dans le cou. Durée environ 20 minutes, également sous anesthésie générale, et est suivie d’une semaine de récupération avant le début des stimulations. – dans certains groupes, une injection au niveau du genou sera réalisée sous anesthésie, pour reproduire une inflammation articulaire ou une dégradation du cartilage, selon différents modèles expérimentaux d’arthrose. Ce geste est très rapide (environ 2 minutes) et provoque une gêne légère et transitoire. Pour d'autres groupes, l'induction de l'arthrose se fera par la section d'un ligament du genou sous anesthésie (durée : environ 15 minutes).– Évaluations comportementales : des tests non invasifs (mesure de la sensibilité mécanique et de l’activité motrice) permettront d’évaluer la douleur et la mobilité. Pour la sensibilité mécanique (tests sur la voûte plantaire), l'évaluation consiste en une moyenne de 5 mesures successives par animal, répétée 4 ou 5 fois selon le modèle d’arthrose. Pour l’activité motrice (locomotion), le test dure 5 minutes (1 fois 5 min) par animal, répété également 4 ou 5 fois selon le modèle. Ils sont réalisés dans un environnement calme afin de limiter le stress. Chaque animal participe à une seule séquence expérimentale. La durée totale, incluant chirurgie, récupération et suivi, varie de 7 à 8 semaines selon les groupes.
Impact sur les animaux
Effets liés aux chirurgies : Les opérations réalisées (section du nerf vague ou pose d’une petite électrode autour de ce nerf) sont invasives et peuvent entraîner une douleur modérée à importante après l’intervention. Les animaux peuvent également présenter une activité réduite, une légère perte de poids, ainsi que de petits troubles digestifs passagers (appétit diminué, transit ralenti). Durant les premiers jours, un inconfort au niveau de la zone opérée est possible, lié à la cicatrisation (tiraillements, démangeaisons). Effets liés à l’arthrose expérimentale : Les différentes méthodes utilisées pour provoquer une arthrose entraînent toutes une douleur au niveau du genou, un gonflement et une démarche modifiée.
Devenir
À la fin de chaque procédure expérimentale, tous les animaux seront mis à mort. Aucun animal ne sera réutilisé ni maintenu au-delà de la durée prévue pour chaque protocole. La mise à mort sera toujours effectuée sous anesthésie générale profonde, suivie d’une injection intrapéritonéale d’un agent euthanasique . Cette méthode garantit une perte de conscience rapide et irréversible, sans douleur ni stress. Le décès sera confirmé par l’absence de respiration et de battement cardiaque avant tout prélèvement.
Remplacement
Avant d’avoir recours à l’expérimentation animale, toutes les alternatives possibles ont été envisagées. Des modèles informatiques et des cultures cellulaires permettent d’étudier certains aspects de la biologie du cartilage et de l’inflammation. Cependant, ils ne reproduisent pas l’ensemble des interactions entre les systèmes nerveux, immunitaire et musculo-squelettique impliqués dans l’arthrose. L’objectif de ce projet étant de comprendre comment la stimulation du nerf vague influence la douleur et l’inflammation au niveau de l’articulation, il est indispensable d’utiliser un organisme vivant. Seul le modèle animal permet d’évaluer ces phénomènes dans leur complexité, en tenant compte de la circulation sanguine, de la transmission nerveuse et des réponses physiologiques globales. Le choix de la souris repose sur plusieurs critères : la connaissance approfondie de son système immunitaire et nerveux, la disponibilité de modèles d’arthrose bien caractérisés et reproductibles, et la possibilité d’appliquer des procédures chirurgicales miniaturisées avec un impact limité sur l’animal. Ce projet ne sera donc mené sur des animaux que dans la mesure où il n’existe pas de méthode alternative permettant d’obtenir des informations équivalentes. Les résultats obtenus pourront toutefois servir, à terme, à réduire l’expérimentation animale en orientant plus précisément les futures études vers des mécanismes identifiés comme pertinents. Ainsi, l’expérimentation animale n’est utilisée ici qu’en dernier recours, lorsque l’étude de phénomènes complexes tels que la communication entre nerfs et organes ou la régulation de l’inflammation ne peut être reproduite autrement.
Réduction
Le projet a été conçu de manière à limiter autant que possible le nombre d’animaux utilisés, tout en garantissant la fiabilité scientifique des résultats. Les effectifs ont été calculés à partir d’analyses statistiques préalables, afin de détecter des effets réels sans multiplier inutilement le nombre d’animaux. Chaque expérience sera réalisée en deux séries indépendantes pour assurer la reproductibilité des observations. Si les résultats de la première série sont jugés concluants, la seconde pourra être interrompue, conformément au principe de réduction. Les protocoles ont été harmonisés pour permettre de recueillir plusieurs types de données (comportementales, histologiques, immunologiques et biochimiques) à partir du même animal. Cette approche intégrée maximise la quantité d’informations obtenues par individu et évite de reproduire plusieurs études séparées. Les groupes expérimentaux ont été limités aux comparaisons indispensables : animaux soumis à la stimulation vagale ou non, avec ou sans induction d’arthrose, et distinction entre mâles et femelles pour identifier d’éventuelles différences biologiques. L’ensemble des procédures suit une planification rigoureuse : chaque manipulation, chaque point temporel et chaque prélèvement ont été définis pour répondre à une question précise, évitant toute répétition ou surconsommation d’animaux. Enfin, les connaissances acquises à partir de ce projet permettront d’affiner les futurs protocoles expérimentaux, contribuant ainsi à une utilisation plus raisonnée et plus parcimonieuse des animaux dans la recherche biomédicale.
Raffinement
Toutes les mesures ont été prévues pour réduire au maximum la douleur, le stress et l’inconfort des animaux tout au long du projet. Les interventions chirurgicales seront effectuées sous anesthésie générale , avec une analgésie préventive administrée avant l’opération et un traitement antalgique prolongé après celle-ci. Les doses et les durées d’administration ont été définies pour assurer un confort optimal tout en évitant toute interférence avec les paramètres étudiés. Les soins post-opératoires incluent une surveillance rapprochée, une hydratation sous-cutanée, une alimentation enrichie et un hébergement dans des cages propres et chauffées jusqu’à récupération complète. Les animaux seront observés plusieurs fois par jour pendant les premiers jours, puis quotidiennement. Une grille de suivi précise permettra de détecter rapidement tout signe de douleur, de perte de poids ou d’altération du comportement. Les procédures chirurgicales seront réalisées par du personnel formé et expérimenté, utilisant du matériel microchirurgical stérilisé, des incisions limitées et des sutures fines pour réduire les traumatismes tissulaires. La durée des anesthésies et des manipulations sera strictement contrôlée pour limiter les risques. Les conditions d’hébergement (température, humidité, rythme jour/nuit) seront maintenues stables. Les animaux bénéficieront d’un enrichissement du milieu (matériaux de nidification, abris) et d’un environnement calme afin de réduire le stress. Les points limites sont clairement définis : tout animal présentant des signes persistants de douleur ou de souffrance non soulagée sera immédiatement euthanasié sous anesthésie profonde. Enfin, les protocoles seront régulièrement réévalués au sein de la structure en charge du bien-être animal afin d’ajuster les pratiques et d’intégrer toute amélioration permettant de réduire encore la contrainte imposée aux animaux. Ce dispositif complet garantit que chaque étape du projet est menée dans le respect le plus strict du bien-être animal et des principes éthiques européens.
Choix des espèces
Le choix de la souris comme espèce expérimentale repose sur plusieurs critères scientifiques, éthiques et pratiques. La souris est largement utilisée dans les recherches biomédicales car son système immunitaire, nerveux et musculo-squelettique est bien connu et partage de nombreuses similitudes avec celui de l’être humain. Cela permet de modéliser avec fiabilité des maladies complexes telles que l’arthrose et d’évaluer de manière pertinente les effets de nouvelles approches thérapeutiques. Les modèles d’arthrose développés chez la souris sont bien établis, reproductibles et validés à l’échelle internationale. Ils permettent de reproduire les principaux mécanismes impliqués dans la douleur et la dégradation du cartilage tout en limitant la durée et la gravité des symptômes. L’utilisation de cette espèce garantit ainsi une obtention de données fiables avec un minimum d’animaux, conformément au principe des 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement). Les animaux seront utilisés à un stade adulte jeune, entre 10 et 12 semaines d’âge, correspondant à une maturité physiologique complète et à une bonne tolérance aux interventions chirurgicales. Ce stade permet également d’éviter toute variabilité liée à la croissance ou au vieillissement des tissus articulaires. L’emploi d’animaux plus jeunes ou plus âgés n’est pas approprié : les sujets immatures présentent une croissance active du cartilage rendant les résultats non comparables, tandis que les animaux plus âgés présentent des troubles métaboliques ou des altérations spontanées du cartilage. La souris représente donc le compromis le plus adapté entre pertinence scientifique, faisabilité technique et respect du bien-être animal. Ce choix permet de limiter au strict nécessaire l’utilisation d’animaux plus grands ou plus sensibles, tout en obtenant des informations essentielles sur les mécanismes de la douleur et de l’inflammation articulaire.
Evaluation de la virulence de 2 souches récentes de virus de la septicémie hémorragique virale sur alevins de truites arc en ciel
- Recherche appliquée
- Maladies animales
Plongés trois heures dans une eau chargée de virus, 600 alevins de truite arc-en-ciel subissent une infection expérimentale, dont 480 dans des procédures classées au niveau de souffrance sévère, tous tués à l'issue. L'épreuve reproduit deux souches récentes du virus de la septicémie hémorragique virale et provoque une mortalité pouvant être importante. Sur les survivants, une prise de sang sous anesthésie précède la mise à mort. Le porteur justifie l'infection par un objectif de surveillance sanitaire, ces souches ayant été détectées en France en 2024 et 2025.
Objectifs
Cette étude a pour objectif d’investiguer l’impact épidémique potentiel de 2 souches du virus de la Septicémie Hémorragique Virale (vSHV) récemment détectées en France (2024 et 2025). Malgré des conditions environnementales propices à l’expression et l’amplification virale, une de ces 2 souches a été détectée sans observation de signes cliniques évocateurs de la maladie dans un élevage infecté. Les difficultés à amplifier ces souches au laboratoire sur des lignées cellulaires habituellement sensibles au vSHV, couplées à l’observation de mutations inhabituelles dans les séquences génétiques soulèvent des interrogations quant à leur niveau de virulence . L’infection expérimentale contrôlée d’alevins de truites arc-en-ciel issus d’une lignée hypersensible par ces 2 souches de terrain comparée à un témoin positif hautement pathogène permettra de caractériser le potentiel de virulence de ces souches dans un environnement aquatique en forte évolution (réchauffement des eaux). La mise en oeuvre de 2 voies d'infection (balnéation ou injection intrapéritonéale) permettra de mieux caractériser le potentiel de pathogénicité des 2 souches et leur capacité à infecter l'hôte par voie naturelle (passage de la barrière naturelle via peau / branchies).
Bénéfices attendus
Cette étude permettra de mieux comprendre la circulation du virus sur le terrain et son évolution. En caractérisant le pouvoir pathogène de 2 souches atypiques récemment détectées en France en élevage, elle apportera des clés pour les études épidémiologiques menées lors de la découverte de foyers de SHV.
Procédures
Les animaux seront infectés avec les souches virales par immersion dans un volume d’eau réduit hyperoxygéné pendant environ 3 heures. En fin de procédure, des prises de sang seront réalisées sur les survivants (moins d'1 minute par animal) avant mise à mort afin d'étudier la réponse immunitaire spécifique de l'hôte (analyse des plasmas par séroneutralisation ciblant les anticorps anti-SHV).
Impact sur les animaux
La phase de balnéation dans un volume d’eau réduit hyperoxygéné (3 heures) génère un stress pour les animaux, limité du fait que le volume disponible est largement suffisant pour permettre leur mobilité. L’épreuve infectieuse virale constitue un stress sévère puisqu’elle induit l’apparition de signes cliniques et d’une mortalité pouvant être significative. La prise de sang, sous anesthésie, génère une légère douleur. L'injection par voie intrapéritonéale génère également une légère douleur, sous anesthésie.
Devenir
Mise à mort pour raison sanitaire.
Remplacement
Cette étude vise à étudier le caractère pathogène de 2 souches atypiques de vSHV récemment isolées sur le territoire français. Le virus de la SHV est un virus réglementé, faisant l’objet d’un plan National d’Eradication et de Surveillance mis en place par les autorités Françaises depuis 2017. Malgré des conditions environnementales propices à l’expression du virus, une des 2 souches étudiée ici a été détectée dans un élevage en l’absence de signes cliniques évocateurs de la maladie. Le diagnostic in vitro engagé en premier lieu ne se substitue pas à des essais in vivo qui eux seuls pourront permettre d’évaluer la virulence d’un agent pathogène suspecté.
Réduction
Le nombre de poissons et de bassins par condition a été réduit à son minimum en intégrant la variabilité inter-bassin fréquemment observée, les mortalités pouvant survenir sur les stades alevins et de façon à assurer une fiabilité statistique des résultats. Pour l’infection à virus vSHV, 90 animaux seront utilisés pour les 2 souches testées, 60 pour les contrôles, pour chacune des voies d'infection évaluées (balnéation ou injection intra-péritonéale), soit un total de 600 animaux.
Raffinement
Différents types d’enrichissement sont proposés aux animaux (couvercles sur les bassins et bullage leur permettant d'avoir des zones d'ombre et de turbulence). L'état de santé général des poissons sera évalué quotidiennement en utilisant une grille de points limites adaptée intégrant plusieurs paramètres (nage, comportement, état physique). En fonction des scores obtenus avec cette grille, des actions pourront être mises en place comme des mesures de surveillance accrue et/ou une mise à mort compassionnelle.
Choix des espèces
La truite arc en ciel est l'espèce d'eau douce la plus produite en France. Les stades alevins sont les plus sensibles au vSHV.
MODIFICATION : Etudes des effets toxiques de xénobiotiques (médicament) chez le primate non humain
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Macaques à longue queue : 1120
2240 primates, macaques crabiers et ouistitis, vont être utilisés dans des tests de toxicité de médicaments en développement, dont 480 dans des procédures classées au niveau de souffrance sévère. Ils subissent des prélèvements de sang répétés, des prélèvements d'urine et d'autres fluides, et l'administration répétée des substances testées, la contention étant reconnue comme stressante pour ces espèces non domestiques. La grande majorité, environ 2020 individus, est tuée pour l'analyse anatomopathologique exigée par les autorités, 200 étant réutilisés et 20 maintenus. L'établissement mène ces études pour le compte des laboratoires qui développent les médicaments et les qualifie d'"indispensables", les présentant comme imposées par les lignes directrices réglementaires.
Objectifs
L’établissement utilisateur est spécialisé dans la conduite d’études de toxicologie/pharmacologie indispensables à l’évaluation clinique de xénobiotiques pour le compte de laboratoires les développant. Ce projet vise à d’évaluer la sécurité et la toxicité de xénobiotiques avant l’administration à l’humain, selon les lignes directrices OECD/ICH/EMA, chez deux espèces de primates non humains : le macaque Macaca fascicularis et le oustiti Callithrix jacchus. Dans le cadre d’une utilisation de primates non humain, ces xénobiotiques sont uniquement des médicaments en cours de développement. Leur évaluation est effectuée conformément aux exigences des autorités réglementaires (ICH, EMA). Elle constitue la phase « pré-clinique » du développement de médicaments, qui est un pré-requis aux essais cliniques de phase I, II et III chez l’humain et nécessaires pour l’obtention d’une AMM. Pour chaque xénobiotique, afin de caractériser ses potentiels effets toxiques, d’identifier ses organes cibles et de définir ses marges de sécurité, plusieurs études complémentaires et séquentielles sont nécessaires : - Des études préliminaires de détermination du range de doses (DRF, dose range finding) ou de la dose maximale tolérée (MTD - Maximal tolerable dose) qui constituent la première étape des évaluations toxicologiques. Elles permettent d’identifier la dose appropriée pour les études réglementaires ultérieures, notamment la toxicité à dose unique et à doses répétées. Elles aident également à déterminer les effets pharmacologiques et toxiques afin de confirmer les études règlementaires et de garantir le succès du dépôt d'une demande d'autorisation de mise sur le marché. - Des études de toxicologie réglementaires BPL (bonnes pratiques de laboratoire) qui ont pour objectif de déterminer le niveau exempt d'effets toxiques ou le niveau sans effet indésirable observé (NOAEL) en fonction de la durée du traitement et de l’espèce animale, de collecter des données sur la sécurité, l’efficacité et/ou la toxicité, de candidats médicament avant administration chez l’humain ou chez l’animal. Par ailleurs, le projet s’inscrit dans une démarche d’amélioration continue du bien-être animal en appliquant les principes des 3R. Les procédures sont optimisées pour limiter le nombre d’animaux requis, agir en étapes progressive pour raffiner le choix des doses et réduire la douleur et la contrainte, notamment par l’utilisation de techniques moins invasives et la validation d’approches alternatives.
Bénéfices attendus
Les études de toxicologie (préliminaires et règlementaires) ont pour objectif de déterminer le niveau de dose exempt d'effets toxiques ou sans effet indésirable observé (NOAEL), en fonction de la durée du traitement, de sa voie d’administration et de l’espèce animale utilisée. Ces études permettent de collecter des données de toxicologie et pharmacocinétique de candidats médicament avant administration chez l’humain. Ces données sont des prérequis règlementaires avant le passage aux essais cliniques chez l’humain ainsi que pour la constitution du dossier d’autorisation de mise sur le marché (AMM). Le projet favorisera l’application des principes des 3R (Remplacer, Réduire, Raffiner), en optimisant les protocoles d’étude pour limiter l’impact sur le bien-être animal, ce qui renforcera la qualité scientifique des résultats et la conformité aux normes éthiques et réglementaires. On estime jusqu’à 4 études de toxicologie réglementaire par espèce et par an sur 5 ans (40 études règlementaires maximum) et jusqu’à 4 études préliminaires par espèce et par an sur 5 ans (40 études préliminaires maximum) pourront être réalisées.
Procédures
Les animaux sont soumis dans ce projet : - des prélèvements de sang réguliers réalisés dans le cadre de recommandations vétérinaires, vigiles (sauf en cas d'anesthésie prévus pour d'autres prélèvements, cf ci-dessous), dans un système de contention adaptée à l’espèce. Chaque prélèvement dure quelques minutes, le nombre total est établi en fonction des caractéristiques du produit testé et limité en suivant les recommandations vétérinaires internationales. -des prélèvements d'urine, de manière passif (isolement jusqu’à diurèse ou bien de 4h maximum), ou échoguidé sous sédations (quelques minutes). Généralement, un prélèvement au début et un prélèvement en fin d’étude sont suffisants. - prélèvement d’autres fluides biologiques (liquide céphalorachidien, liquide synovial) : jusqu’à une fois par semaine, sous anesthésie profonde d’une quinzaine de minutes environs - des biopsies d’organes par ponction échoguidée (mini invasive), sous anesthésie profonde (10 minutes environ) - des contention manuelle, notamment dans le cadre d'examen clinique pour détecter des effets toxiques, d’environ 10 minutes. Afin d’éviter la répétition d’actes anesthésiques, les prélèvements peuvent être réalisés au cours d’une même anesthésie, permettant, en 10 à 15 minutes, de recueillir plusieurs échantillons de tissus et liquides biologiques. A chaque étude, tous ces prélèvements ne sont pas effectués, à l’exception des prélèvements de sang et d’urine qui sont systématiques. Ils sont choisis selon la nature du produit testé et les données préliminaires déjà connues (in vivo ou in vitro). Les administration dans le système nerveux centrale peuvent se faire par chirurgie (30 minutes à 2h).
Impact sur les animaux
Trois catégories de nuisances peuvent être provoqués chez les animaux utilisés dans ce projet. Elles sont toutes prises de manière préventives pour réduire leur impact. - Liées aux manipulations vigiles : en cours d’étude, les observations cliniques, ainsi que certaines voies d’administration, peuvent nécessiter d’une manipulation et une contention manuelle des primates. Elles sont faites selon les bonnes pratiques vétérinaires mais cela peut néanmoins engendrer un stress chez ces espèces non domestiques - Liées aux prélèvements/administration : la réalisation de prélèvements de tissus biologiques (principalement de sang) et l’administration répétée du xénobiotique peut provoquer des lésions et un stress des animaux en cas de réalisation incorrectes, d’individus plus fragiles ou bien de l’immobilisation nécessaire pour certaines voies d’administration. De plus, même si ces effets délétères sont rares lorsque le geste est réalisé par un opérateur expérimenté, il existe un risque de lésions ou d’infection lors d’administration intrathécale, intracraniale (lésions neurologiques, paralysie partielle) ou intra-articulaire (boiterie, arthrite). Enfin, les animaux sont placés en cage individuelle pendant la phase d’évaluation de la diurèse (prélèvement d’urine, durée limitée à 4 heures maximum). - Liées à une toxicité du xénobiotique testé : les études de toxicologie visent à évaluer la toxicité d’une molécule. Ce type de nuisances est difficilement estimable, mais selon le mécanisme d’action du xénobiotique (anticorps, anticancéreux, neurologique, etc), la voie d’administration, ou encore sa biodistribution, des effets toxiques sont possibles (neurologique, immunologiques, inflammation, métabolique, etc).
Devenir
Les études de toxicologie nécessitent une analyse pathologie et donc la mise à mort des animaux d'après les recommandations des instances pharmaceutiques et médicales internationales. Néanmoins, pour chaque étude, 2 animaux peuvent être inclus dans la phase de préparation uniquement sans recevoir le produit testé et donc maintenus en vie en fin d'étude et inclus après validation vétérinaire dans d'autres études dans le cadre d'une même procédure (utilisation continue). Sans produits administrés, ou bien dans le cas où une mise à mort n'est pas utile d'un point de vu scientifique,ils peuvent être réutilisés dans d'autres procédures, ou bien placés. L'établissement travaille avec des associations pour replacer ces animaux en parc zoologique.
Remplacement
Actuellement, il n'existe pas de méthodes alternatives permettant d'obtenir toutes les informations collectées grâce à ces études. Selon les lignes directrices des instances médicales et pharmaceutiques, il est nécessaire de recourir à des modèles in vivo.
Réduction
Concernant les études de toxicologie règlementaire, le nombre d’animaux par groupe est fixé au minimum permettant de garantir la fiabilité des données obtenues d’après les lignes directrices des instances médicales et pharmaceutiques. Ce nombre est considéré comme le minimum acceptable permettant une interprétation pertinente des données et la caractérisation correcte des effets toxiques potentiels. Afin de le réduire, des animaux peuvent faire plusieurs études préliminaires après une période de repos (wash-out) et une validation vétérinaire entre chaque étude, dans le cadre d’une utilisation continue. De plus, chez les primates, selon la nature du produit, les études préliminaires peuvent être restreintes à une étude de détermination du range de doses (DRF - dose range finding), pour limiter le nombre d’animaux utilisés. Enfin, la réutilisation d’animaux issus d’autres procédures expérimentales de gravité réelle ‘’légère’’ ou ‘’modérée’’ est possible pour les procédures de gravité réelle "modérée" tant que ces animaux n’ont pas reçu de xénobiotique en cours de test. Cela permet de réduire le nombre global d’animaux utilisé au sein de l’établissement et d’utilisés des animaux bien habitués aux manipulations liées aux études. Cette réutilisation est validée par un vétérinaire et la SBEA.
Raffinement
Une période d’acclimatation de 15-21 jours est respectée à réception des animaux, suivie de 1- 2 semaines de training. Les animaux bénéficient d’un programme de training par renforcement positif pour réduire le stress/favoriser la coopération (habituation aux systèmes de contention -boîtes taxi, chaises, gilets- et manipulations progressives reproduisant les gestes techniques de l’étude). Un programme d’enrichissements validé par la SBEA est appliqué quotidiennement pour garantir des conditions de vie optimales/minimiser les impacts des expérimentations. Les animaux sont hébergés collectivement, sauf exceptions (bagarre, blessure), avec des enrichissements adaptés à leurs besoins. L’isolement est validé par un vétérinaire et fait l’objet d’un suivi SBEA. Les animaux sont hébergés en groupes sociaux compatibles pour réduire le stress/le risque de blessures liés à un réallotement. Les animaux sont observés quotidiennement pour détecter tout signe clinique anormal et prendre rapidement les mesures nécessaires (réhydratation, isolement pour soin). Toute anomalie est rapportée au vétérinaire, qui prescrit un traitement si nécessaire. Un suivi clinique et pondéral est en place, un fois par semaine pendant la phase d’administration du principe actif. L’examen clinique complet est effectué par un personnel formé pour évaluer les fonctions motrices, nerveuses, cardiaques, respiratoires, la température et l’état général des animaux. Un vétérinaire est présent aux heures ouvrées, et une astreinte vétérinaire est disponible 24h/24 et 7j/7. À leur inclusion dans le projet, tous les animaux font l’objet d’un examen clinique par un vétérinaire pour s’assurer de leur bon état de santé et exclure ceux jugés inaptes. Une traçabilité des animaux/des actes est assurée pour permettre leur suivi et analyse lors des bilans rétrospectifs. L’établissement développe des techniques les moins invasives possibles. Ex : des gilets de télémétrie pour les marmousets, permettant d’analyser les fonctions cardiaques, respiratoires et l’activité sans contrainte physique ou pose d’implant. Des systèmes de contention adaptés sont développés pour limiter les manipulations directes et la contention manuelle des primates vigiles (chaise à contention pour perfusions intraveineus, boîte taxi pour macaques, tube à contention pour marmousets). Les volumes prélevés/administrés respectent les guidelines des bonnes pratiques de prélèvements/administration élaborés par des vétérinaires et des chercheurs.
Choix des espèces
Ces animaux sont des espèces reconnues pour leur aptitude à prédire les effets pharmacologiques, indésirables et/ou toxiques de xénobiotiques destinés à devenir des médicaments humain. Les lignes directrices des instances médicales et pharmaceutiques requièrent généralement deux espèces (rongeurs et non rongeurs) selon la nature du produit à tester (molécule chimique de synthèse, peptide, protéine, anticorps monoclonal ou produit de thérapie génique ou cellulaire). Les primates non humains sont utilisés comme espèce non rongeur lorsque les études ne peuvent pas utiliser d’autres espèces. Les principales raisons justifiant ce choix sont : - Le caractère immunogène du xénobiotique à tester susceptible d’induire une réaction de rejet ou la formation d’anticorps chez d’autres espèces, - La cible du xénobiotique est présente uniquement chez les primates non humains, - Le métabolisme du xénobiotique est plus proche de celui de l’humain chez le primate non humain que chez les autres espèces. Selon ces lignes directrices, il convient d’utiliser de jeunes animaux sains ; les macaques sont utilisés à partir de 2 ans, les marmousets à partir d’un an.
Thérapie génique pour la gestion de la spasticité après lésion médullaire sur le modèle rongeur adulte
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Sectionnées au niveau de la moelle épinière par une chirurgie de trente minutes, 130 souris vont être utilisées dans des procédures classées au niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Une à quatre semaines plus tard, elles reçoivent une injection de vecteur viral dans les pattes, puis des injections quotidiennes pendant quatre jours et des séances d'enregistrement de l'activité musculaire. Le porteur décrit des troubles urinaires nécessitant une vidange manuelle de la vessie pendant environ trois semaines, une douleur possible, une perte de poids et un risque d'automutilation. L'objectif est de tester une thérapie génique contre la spasticité qui suit ce type de lésion.
Objectifs
L'objectif principal de cette étude est de trouver un traitement efficace pour réduire la spasticité. La spasticité est un trouble moteur qui survient après lésion de la moelle épinière. La spasticité se manifeste par des muscles rigides et difficiles à étirer, parfois accompagnés de spasmes et d’une réaction exagérée à des sensations normalement anodines (comme un simple toucher). Ce phénomène est dû à un déséquilibre entre les signaux nerveux qui activent ou qui freinent l'activité des cellules nerveuses dans la moelle épinière. Des recherches récentes ont montré qu’un certain type de canaux présents à la surface des neurones moteurs, appelés canaux potassiques KCNQ étaient impliqués dans ce phénomène. Ils sont ainsi à la base d'une thérapie génique qui sera mise en place dans ce projet. Ils feront l'objet d'une étude fonctionnelle et structurelle approfondie dans l’espoir de réduire l’hyperactivité des neurones moteurs et donc la spasticité.
Bénéfices attendus
En utilisant un outil génétique pour agir sur un canal potassique spécifique chez la souris adulte, nous pourrons obtenir des informations solides qui pourraient ensuite être appliquées à la recherche clinique. L’étude permettra d’identifier la dose optimale et le meilleur moment pour administrer le vecteur AAV qui est un virus inactivé servant de véhicule pour transporter vers la cellule nerveuse le matériel génétique nécessaire à la fabrication de canaux potassiques afin de réduire la spasticité et améliorer les mouvements. Actuellement, les traitements disponibles sont limités, peu efficaces et provoquent souvent des effets secondaires. Ce projet pourrait donc offrir de nouvelles solutions thérapeutiques plus ciblées et durables pour les patients souffrant de spasticité. Enfin, les résultats bénéficieront à toute la communauté scientifique travaillant sur ce trouble.
Procédures
Une lésion de la moelle épinière est réalisée à l’âge adulte (durée de la chirurgie 30 min). Une dose unique de vecteur viral est injectée dans les 2 pattes postérieures de l'animal à 1 ou 4 semaines après la chirurgie. 2 prélèvements sanguins sont effectués, le premier sur animal vigile après la chirurgie en début de procédure , l'autre en phase terminale sous anesthésie. Les animaux reçoivent dans l'abdomen, une injection par jour pendant 4 jours consécutifs d'un agent activateur des canaux potassiques (3 doses différentes et 1 dose de solution saline comme contrôle) par session expérimentale. Les animaux effectuent 2 à 4 séries de 4 sessions d'enregistrements électromyographiques (EMG) qui permettent l'examen de l'activité électrique des muscles et des nerfs d'une durée de 2x20 min, ou ont deux séries de 4 sessions d'enregistrements de l'activité locomotrice dans une enceinte d'une durée de 10 min, plus un enregistrement vidéo de 2 min en vue latérale pour une analyse du mouvement de la cheville. l'étude se déroule sur 8 à18 semaines maximum.
Impact sur les animaux
Afin d'induire une hyperexcitabilité spinale et des symptômes de spasticité, nous procédons à une transection complète de la moelle épinière chez les souris. Ces symptômes apparaissent après plusieurs semaines. Les souris montrent des troubles de la vessie persistants, nécessitant une vidange manuelle jusqu’à la restauration complète de la fonction urinaire (généralement trois semaines après la lésion). Une autre conséquence de la chirurgie peut être l’émergence de la douleur. Suite à l’intervention, une perte de poids (10 à 15%) peut être observée. Des risques d'infections urinaires sont à prévoir ainsi qu'un risque de mutilation. L'isolement des animaux opérés qui est nécessaire le temps de la cicatrisation du site d'incision, peut induire du stress. Les manipulations et les changements de lieux, des animaux pour les enregistrements électromyographiques et vidéos peuvent également engendrer du stress. Les injections répétées dans l'abdomen peuvent induire localement une irritation cutanée.
Devenir
Tous les animaux de la procédure seront utilisés pour prélèvement tissulaire.
Remplacement
Les données préliminaires de ce projet ont été obtenues précédemment à partir de tests sur des lignées cellulaires et d'une étude ultérieure dans laquelle le choix de la construction du vecteur viral a été validé , ce qui a conduit à proposer ce projet avec un nombre restreint d'animaux. Néanmoins, l'expérimentation sur l'animal lésé demeure essentielle, en effet, le modèle de spasticité chez le rongeur possède les principales caractéristiques de la spasticité chez l'homme. Comme la compréhension de ces mécanismes ne peut être obtenue par une exploration fonctionnelle directe chez l'humain, le modèle rongeur, reste pour le moment, indispensable.
Réduction
Le projet prévoit un maximum de 130 animaux. Tous les animaux serviront également pour les analyses histologiques. Les effectifs sont calculés au strict nécessaire en tenant compte des contraintes expérimentales. Les données seront analysées avec des méthodes statistiques adaptées aux mesures répétées.
Raffinement
Les animaux reçoivent un traitement antidouleur pendant au moins 24 heures après la chirurgie. Comme la lésion peut entraîner des troubles urinaires temporaires, la vidange de la vessie est faite manuellement deux fois par jour jusqu’à récupération. La température et l’hydratation sont régulièrement vérifiées, et la douleur est évaluée avec une grille spécifique qui prend en compte l’apparence, le poids, le comportement, pour un suivi objectif afin de proposer un traitement antalgique adapté, avec avis favorable du vétérinaire ou du responsable du bien-être animal. Quelques jours après l’intervention, les souris sont logées par deux ou trois, dans des cages enrichies (tunnels, abris, éléments en bois), avec un accès illimité à l’eau et à la nourriture. Elles sont également habituées progressivement aux manipulations liées aux tests.
Choix des espèces
Le choix du modèle rongeur pour l’étude de la spasticité repose sur une validation scientifique robuste. Il reproduit fidèlement les principales caractéristiques physiopathologiques observées chez l’humain, constituant un outil clé pour l’identification d'un nouvel outil thérapeutique. Comme l’exploration fonctionnelle directe chez l’humain n’est pas possible, une partie des recherches a été réalisée sur des cellules en culture, mais l’expérimentation sur l’animal lésé reste indispensable. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte permettant une évaluation de la transposition thérapeutique à des stades matures.
Etude de la biocompatibilité des dispositifs médicaux (DM) sur la santé humaine par l’utilisation d’un modèle de souris
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Pour répondre à une obligation réglementaire avant la mise sur le marché de dispositifs médicaux, 1488 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dont 1120 dans des procédures classées au niveau de souffrance sévère. Elles reçoivent les substances par gavage, par voie cutanée sous pansement ou par injection intraveineuse, pour des tests de toxicité aiguë et de sensibilisation. Le porteur décrit des signes de toxicité générale pouvant aller jusqu'aux convulsions, aux tremblements et à la mort. Le choix de l'espèce et les tests sont imposés par des normes, non par une question scientifique ouverte.
Objectifs
Les professionnels de santé utilisent aujourd’hui des dispositifs médicaux (prothèse, pansement, produit dentaire, crème…). Le but du projet est d’évaluer la biocompatibilité de ces dispositifs. Autrement dit nous devons déterminer si les dispositifs, qui vont avoir un contact direct et indirect avec les tissus et fluides interne, sont compatibles avec le corps humain. Parmi les paramètres à étudier pour évaluer la biocompatibilité d’un dispositif médical, il faut évaluer les risques de toxicité aiguë ainsi que le potentiel sensibilisant. Pour répondre aux obligations règlementaires avant mise sur le marché de produit, nous réaliserons des tests de toxicité systémique aigüe ainsi qu’un test de sensibilisation sur le modèle souris.
Bénéfices attendus
Le projet permet d’obtenir des données expérimentales utilisées pour conclure sur la sécurité biologique d’un dispositif médical, et par conséquent sa biocompatibilité. Le projet découle d’une évaluation du risque réalisée au préalable en tenant compte de l’utilisation des dispositifs médicaux et des données fournies par le client. Ce projet fait donc partie intégrante de l’évaluation biologique des dispositifs médicaux, une exigence essentielle en matière de sécurité requise par le Règlement Européen et exigée par les organismes notifiés afin d'accorder ou non la mise sur le marché. Ces tests pré-cliniques voués à évaluer la biocompatibilité des dispositifs médicaux ont donc pour but d’obtenir une autorisation de mise sur le marché sans risque pour la santé de l’Homme.
Procédures
- Toxicité par voie orale : traitement unique par gavage (30seconde/animal). Pesée à J0, J2, J7 et J14. Observations cliniques quotidiennes. Injection intrapéritonéale ou dislocation cervicale pour l'analgésie et la mise à mort - Toxicité systémique par voie cutanée : traitement 24h unique local par patchage / dépatchage (mise d’un pansement puis retrait). Pesée à J0, J2, J7 et J14. Observations cliniques quotidiennes. Injection intrapéritonéale ou dislocation cervicale pour l'analgésie et la mise à mort. - Toxicité systémique aigüe par voie intraveineuse et/ou intrapéritonéale : traitement unique par injection intraveineuse ou intrapéritonéale (1minute/animal). Pesée de J0 à J3. Observations cliniques quotidiennes. Injection intrapéritonéale ou dislocation cervicale pour l'analgésie et la mise à mort. - Sensibilisation cutanée : 3 applications locales sur les oreilles (30secondes/animal) et 2 mesures de l’épaisseur de l’oreille (10secondes/animal) sur animaux vigiles. Pesée à J0 et J6. Une injection intrapéritonéale à J5 sur animaux vigiles (30secondes/animal). Injection intrapéritonéale pour l'analgésie et la mise à mort.
Impact sur les animaux
→ Concernant les études de toxicité systémique, les réactions attendues sont des signes cliniques généraux relevant d’une toxicité systémique : augmentation/diminution de l’activité spontanée des animaux ; diminution du réflexe de Preyer (mouvement involontaire des oreilles lors d’une stimulation auditive) ; augmentation/diminution de la respiration, de la température corporelle, et du tonus musclaire ; limitation du réflexe de retournement ; aspect anormale de la ptose palpébrale (abaissement de la paupière supérieure), de l’aspect de la pupille, de l’aspect du poil ; observation de convulsions, tremblements, salivation, et larmoiement. La toxicité systémique peut également aboutir à la mort de l’animal. S’il y a atteinte des points limites alors l’animal peut être mise à mort pour raison éthique avant la fin de l’étude. Pour le test de toxicité par voie dermique, en plus des effets systémiques, des réactions locales limitées à la zone de traitement peuvent être observées (sécheresse cutanée, perte de souplesse de la peau, érythème pouvant aller jusqu’à la formation d’escharre et/ou de croûte, desctruction de l’épidermes et du derme, œdème). Pour le test de sensibilisation, en plus des effets systémiques, des réactions locales limitées à la zone de traitement peuvent également être observées (sécheresse cutanée, érythème, œdème). De plus les animaux sont hébergés seuls. Il nous est impossible d’estimer ou de prédire la durée de ces nuisances car elles seront dépendantes du produit testé. En revanche, des grilles d’évaluation sont mises en place en parallèle pour suivre le bien-être de l’animal, s’il y a atteinte des points limites alors l’animal sera mis à mort pour raison éthique avant la fin de l’étude. De plus les animaux traités par voie orale seront avant le test mis à jeûn pendant plusieurs heures (max 4h), les animaux traités par voie dermique seront isolés pendant la durée de l’application (24 heures) et les animaux utilisés pour le test de sensibilisation seront hébergés en cage individuelle.
Devenir
- Toxicité par voie orale et toxicité systémique par voie cutanée : autopsie générale, suite à la mise à mort, avec observation particulière des sites de traitement (estomac et peau du dos, respectivement) - Toxicité systémique aigüe par voie intraveineuse et/ou intrapéritonéale : mise à mort. - Sensibilisation cutanée : nécessité de prélever les ganglions lymphatiques auriculaires pour la préparation de suspensions cellulaires.
Remplacement
L’ensemble des procédures d’évaluation de la toxicité aiguë visent à assurer, pour l’utilisateur final, la sécurité biologique et la biocompatibilité d’un dispositif médical. Ces procédures ne sont réalisées que si les informations rassemblées lors d’une analyse de risques biologiques, réalisée en amont, ne sont pas suffisantes pour considérer le risque comme négligeable (identité et structure chimique des composants, propriétés physico-chimiques, résultats obtenus dans tous les autres essais de toxicité in vitro et in vivo sur le dispositif ou ses composants, données toxicologiques de substance structurellement apparentées et l’usage escompté). A ce jour aucun modèle in vitro permettant d’évaluer la toxicité systémique aiguë d’un dispositif médical n’est décrite dans les normes communément accepté par les autorités réglementaires pour autoriser la mise sur le marché. Concernant l’évaluation du potentiel sensibilant d’un dispositif, là encore, à l’heure actuelle aucun modèles in vitro n’est assez élaborés pour être représentatif d’un organisme vivant et donc accepté par les autorités réglementaires pour accorder une mise sur le marché.
Réduction
Ces tests ne sont réalisés que sur un seul sexe afin de limiter le nombre d’animaux. Des femelles sont préférentiellement utilisées car elles sont moins agressives. Nous n’utiliserons des mâles que si le dispositif médical à tester est exclusivement pour un usage masculin. Pour l’étude de toxicité aiguë TAIs, afin de limiter le nombre d’animaux encore davantage nous essayons au maximum de grouper plusieurs études afin de ne réaliser qu’un seul groupe témoin. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étape est fixé par les normes spécifiques aux procédures. Et ne peut donc pas être réduit. En effet pour établir ces normes des tests statistiques ont été réalisés pour établir le nombre d’animaux nécessaire pour statuer sur la toxicité d’un produit. Ces tests statistiques ne sont donc plus faits en routine. Le nombre de test annuel est basé sur une estimation au vu du nombre de tests effectués les années précédentes. Aucun test statistique ne sera effectué dans ces projets.
Raffinement
A leur arrivée, les animaux sont mis en cage par groupe de 5 animaux, par l’animalier qui effectue un premier contrôle de leur état de santé. Seuls les animaux participant au test de sensibilisation sont hébergés individuellement. En vue de leur acclimatation aux conditions du laboratoire, les animaux sont gardés pendant au minimum 5 jours avant le début des procédures, pour garantir leur bien-être. La taille des cages est adaptée aux critères de bien être animal, elles sont transparentes avec une grille perforée sur le dessus et contiennent de la litière constituée de copeaux de bois résineux déshydratée puis tamisée, ainsi que des frisottis, une balençoire et un tunnel en carton comme enrichissement. Les animaux ont un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau et la litière souillée est remplacée par de la litière propre 2 fois par semaine. Les cages des souris hébergées en individuel sont placées les unes à côté des autres pour permettre un lien visuel (paroi transparente) et olfactif et auditif (grille pour fermer la cage au-dessus) entre les animaux. Pour le test de sensibilisation un essai préliminaire, sur un nombre le plus réduit possible d’animaux, est effectué afin de déterminer la dose non irritante qui sera testé lors de l’essai définitif sur un plus grand nombre d’animaux. S’il y a atteinte des points limites alors l’animal sera mis à mort pour raison éthique avant la fin de l’étude. Les points limites sont définis pour ces tests afin d’éviter toute souffrance inutile aux animaux. Enfin, une permanence est effectuée les week-ends et jour fériés par le personnel du laboratoire. Au vu du but de ces tests (évaluation des effets toxiques ou sensibilisant d’un dispositif) aucune médication ne pourra être mis en place durant la phase expérimentale car cela biaiserait les résultats des études. Les seules étapes de soins pouvant être mis en place sont l’isolement de l’animal afin de mieux l’observer (comportements, selles, alimentation), mise en place d’une lampe chauffante dans le cas d’une diminution de la température, nourriture mouillée et broyée pour faciliter la prise alimentaire, désinfecter une blessure, réhydratation par injection de sérum physiologique. L’ensemble de ces étapes sera mis en place sur conseil et avec l’accord du vétérinaire.
Choix des espèces
La souris, reste le modèle de choix utilisé pour ces essais, cela est décrit dans des normes réglementaires. Ce sont ces normes qui imposent l’espèce a utilisé en fonction du test. Des souris d’espèces différentes sont utilisé pour les tests de toxicité et pour le test de sensibilisation. Ces normes imposent également le stade de développement des animaux qui est de 7 à 12 semaines. Les femelles utilisées sont nullipares et non gravides.
Identification de biomarqueurs moléculaires du neurolupus à partir de co-cultures primaires issues du modèle murin MRL/lpr
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Génétiquement prédisposées à développer un lupus, 726 souris de la lignée MRL/lpr vont être utilisées dans des procédures classées au niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. À partir de dix à onze semaines, elles développent d'elles-mêmes une maladie auto-immune généralisée, avec atteintes des reins, de la peau, des articulations et des vaisseaux, dont la gravité culmine vers dix-sept semaines. Le porteur écrit qu'aucun prélèvement ni acte chirurgical n'est prévu sur ces animaux. La souffrance sévère tient donc au fait de les laisser développer la maladie jusqu'à son plein établissement avant de les tuer pour prélèvement.
Objectifs
Ce projet de recherche fondamentale vise à mieux comprendre les mécanismes de l’inflammation du système nerveux (neuroinflammation) et de la dégradation de la myéline (démyélinisation) dans le contexte du neurolupus, une forme neurologique du lupus. Le projet utilise la souris MRL/lpr, un modèle reconnu du lupus humain. Ces animaux développent spontanément des symptômes similaires à ceux observés chez les patients : atteintes rénales, production d’auto-anticorps, gonflement des ganglions lymphatiques, activation excessive du système immunitaire et troubles du comportement. Ces caractéristiques rendent ce modèle particulièrement adapté à l’étude des formes neurologiques du lupus. L’autorisation demandée concerne le maintien d’un élevage de souris MRL/lpr afin de disposer de tissus cérébraux pour la préparation de cultures cellulaires. Ces cultures permettront d’étudier, dans un environnement contrôlé, les mécanismes impliqués dans le neurolupus et d’autres maladies neuroinflammatoires. Ce travail contribuera à la réduction du recours à l’expérimentation animale in vivo, grâce à la création de cultures primaires et de banques de cellules réutilisables. Le projet respecte ainsi les principes des 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement) et vise à limiter au maximum l’impact sur les animaux utilisés.
Bénéfices attendus
Ce projet présente des bénéfices scientifiques et médicaux. Il vise à identifier des marqueurs moléculaires et cellulaires spécifiques du neurolupus, afin d’améliorer le diagnostic précoce et de favoriser le développement de nouvelles approches thérapeutiques. Il permettra également de mieux comprendre les interactions entre cellules microgliales et oligodendrocytaires, deux types de cellules cérébrales impliquées dans la réponse immunitaire et la formation de la myéline. Ces connaissances pourraient contribuer à limiter la neuroinflammation et à favoriser la réparation des tissus nerveux. À plus long terme, ce travail pourrait conduire à la mise au point de traitements ciblés pour le neurolupus, une complication neurologique sévère du lupus érythémateux disséminé, et bénéficier également à la recherche sur d’autres maladies neuroinflammatoires comme la sclérose en plaques. Retombées potentielles pour la santé humaine ou animale : Les retombées concernent principalement la santé humaine. Les résultats pourraient améliorer la compréhension des atteintes neurologiques du lupus et d’autres maladies auto-immunes, et contribuer au développement de thérapies plus efficaces et mieux tolérées. De façon indirecte, ces avancées profiteront aussi à la santé animale en améliorant la connaissance des mécanismes inflammatoires communs à plusieurs espèces.
Procédures
Aucun prélèvement ni procédure chirurgicale sur ces animaux n'est prévu.
Impact sur les animaux
À partir de 10 à 11 semaines d’âge, les souris MRL/lpr développent spontanément un phénotype de type lupus reproduisant plusieurs caractéristiques du lupus érythémateux disséminé humain, avec notamment une réponse auto-immune entraînant une inflammation généralisée et à des lésions touchant divers organes,tels que les vaisseaux, la peau, les articulations et les reins. La sévérité de l’atteinte évolue avec l’âge : elle est modérée entre 10 et 14 semaines, puis s’aggrave à partir de 15 semaines, pour atteindre un pic à 17 semaines et le plein établissement du phénotype lupique. Les animaux sont identifiés précocement par tatouage, sans recours au génotypage, les croisements étant réalisées exclusivement entre individus de la même lignée (MRL/lpr × MRL/lpr). et suffisamment sévère, avec une inflammation systémique marquée et des atteintes d’organes bien développées, notamment rénale, cutanée et articulaire. Cela permet d’évaluer les mécanismes physiopathologiques et/ou l’efficacité des interventions dans un contexte de maladie avérée, plus proche des formes cliniquement significatives du lupus humain, tout en conservant une fenêtre d’intervention compatible avec le bien-être animal et les points-limites définis.
Devenir
Mise à mort pour prélèvement
Remplacement
Pour étudier le fonctionnement des cellules cérébrales, il est nécessaire de prélever du tissu cérébral chez la souris. Avant de choisir ce modèle, différentes alternatives ont été examinées. À ce jour, aucune méthode informatique (in silico), aucun organoïde cérébral ni aucune lignée cellulaire existante ne permet de reproduire fidèlement les interactions complexes entre les microglies et les oligodendrocytes dans le contexte d’une maladie auto-immune spontanée comme le lupus. L’utilisation de tissus provenant de souris MRL/lpr reste donc la méthode la plus adaptée pour atteindre les objectifs scientifiques de ce projet.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera strictement limité aux besoins expérimentaux définis par le protocole. Les prélèvements de tissus seront mutualisés afin de réaliser plusieurs analyses à partir d’un même animal. Les protocoles d’isolement cellulaire seront optimisés pour maximiser la viabilité et le rendement des cellules, ce qui permettra de limiter les répétitions et d’exploiter pleinement chaque prélèvement. De plus, la mise en place d’une banque de cellules cryoconservées assurera la disponibilité d’un matériel biologique durable, permettant des analyses complémentaires sans recourir à de nouveaux animaux. Sur la base des besoins expérimentaux, il est estimé qu’un effectif de 12 animaux par mois sera suffisant pour couvrir l’ensemble des analyses, conformément au principe de Réduction des 3R.
Raffinement
Les conditions d’hébergement des souris sont adaptées à leurs comportements naturels. Les animaux sont maintenus en groupes sociaux et les cages sont enrichies avec des matériaux favorisant le comportement naturel : éléments de nidification (ouate de cellulose, frisure de papier kraft), tunnels et bâtonnets à ronger. Ces enrichissements stimulent l’activité motrice, les interactions sociales et la thermorégulation grâce à la construction de nids. Les cages sont placées sur des portoirs ventilés et les animaux bénéficient d’une période d’acclimatation d’au moins 15 jours. Cette période permet de réduire le stress lié au transport, de favoriser l’adaptation au nouvel environnement et de détecter précocement toute anomalie comportementale ou posturale. Après acclimatation, les accouplements sont réalisés dans les conditions habituelles d’élevage. La durée totale des études ne dépasse pas 17 semaines.
Choix des espèces
La souris constitue un modèle de choix pour l’étude des pathologies neurologiques et immuno-inflammatoires en raison de la forte homologie génétique avec l’humain (≈ 99 %), d’une neuroanatomie bien caractérisée et d’une physiopathologie largement documentée. Elle offre une excellente reproductibilité expérimentale, une facilité de manipulation et permet d’obtenir des résultats transposables aux neuropathologies humaines dans des délais compatibles avec les contraintes expérimentales. Parmi les lignées disponibles, le modèle MRL/lpr est particulièrement reconnu et validé pour reproduire fidèlement les caractéristiques cliniques et immunologiques du lupus érythémateux disséminé, y compris ses formes neuropsychiatriques (neurolupus). Ce modèle présente une activation spontanée des réponses auto-immunes et une atteinte neurologique progressive, ce qui en fait un outil particulièrement pertinent pour l’étude des mécanismes de neuroinflammation et de démyélinisation dans un contexte auto-immun spontané. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte à 17 semaines, période correspondant au pic de développement de la pathologie lupique dans le modèle MRL/lpr. Cet âge a été déterminé sur la base de la littérature scientifique et correspond à la phase où les manifestations cliniques et immunologiques du lupus sont pleinement établies. Ce choix garantit la pertinence biologique du modèle et la reproductibilité des résultats expérimentaux.
Etude pilote pour tester l’implantation de cellules cancéreuses par chirurgie orthotopique dans un modèle d’allogreffe syngénique de cancer du pancréas
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Toutes tuées à l'issue pour récupérer leurs tumeurs, 12 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. Six reçoivent une injection de cellules de cancer du pancréas dans l'abdomen, six autres une greffe par chirurgie de vingt minutes, puis toutes passent par des imageries sous anesthésie et développent une tumeur pouvant provoquer malnutrition, perte de poids et détresse sévère. Cette étude pilote vise à améliorer le taux de prise de greffe pour, selon le porteur, "réduire" le nombre d'animaux des protocoles suivants. Douze souris sont donc rendues gravement malades au nom d'expériences encore à venir.
Objectifs
Cette étude pilote vise à déterminer si en modifiant notre méthodologie de transplantation des cellules cancéreuses, nous parvenons à améliorer le taux de prise de greffe (et donc à réduire le nombre d’animaux à impliquer dans les prochaines procédures), à contraindre le développement tumoral aux limites de l’organe ciblé (le pancréas), sans que ces actes chirurgicaux supplémentaires ne détériorent le bien-être animal ou ne perturbent le compartiment immunitaire antitumoral des souris.
Bénéfices attendus
A court terme, notre étude pilote devrait permettre de raffiner notre méthodologie d’implantation des cellules pancréatiques dans nos modèles précliniques. De ce fait, cela réduira le nombre d’indivdus nécessaires aux protocoles tout en diminuant les nuisances subies (tumeur limitée au pancréas). A plus long terme, cette étude s’inscrit dans un projet de recherches translationnelles visant à améliorer les stratégies thérapeutiques disponibles pour les patients atteints de cancer du pancréas.
Procédures
Les 12 souris de cette étude seront transplantées avec des cellules tumorales pancréatiques. 6 d’entre elles via une injection péritonéale qui engendrera une brève douleur légère, les 6 autres via une intervention chirurgicale de 20min sous anesthésie. Le développement tumoral sera évalué une fois par semaine (4x au total) par imagerie non invasive mais nécessitant l’anesthésie des animaux (10minutes/souris). Enfin, les 12 animaux subiront également 2 prélèvements sanguins (durée = moins d’une minute) à l’aide de matériel dédié aux rongeurs, un avant transplantation et un second à l’arrêt de l’étude. Ces 2 prélèvements seront réalisés sous anesthésie gazeuse de même que la mise à mort des animaux.
Impact sur les animaux
Les animaux développeront une pathologie tumorale potentiellement grave pouvant engendrer une détresse sévère repérable par l’apparition de malnutrition, d’une perte de poids et d’une réduction de l’activité. Les manipulations et les anesthésies peuvent être source d’angoisses.
Devenir
Afin de caractériser l’efficacité et la spécificité pancréatique des méthodes de transplantations, nous devons récupérer en fin d’expérience les tumeurs de l’ensemble des animaux.
Remplacement
Notre projet avant d’impliquer des souris, fait appel à différents modèles expérimentaux développés in vitro à partir de cultures de cellules. Cependant, l’analyse du rôle du métabolisme mitochondrial dans le dialogue entre les cellules tumorales et leur environnement immunitaire dans le contexte ou non d’une thérapie, ne peut être étudiée de manière satisfaisante que sur des animaux.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre minimum nécessaire pour être en mesure de mettre en évidence une différence statistiquement significative sur le taux de prise de greffe et la nature de l’infiltrat immunitaire intra tumoral. Ainsi, il ressort que 6 animaux/groupe seront nécessaires.
Raffinement
Les animaux feront l’objet d’une surveillance quotidienne et une pesée à minima bihebdomadaire, par du personnel compétent afin de détecter précocement toute altération du bien-être animal. L’apparition de signes d’inconfort ou d’éventuelle souffrance nous conduira à choisir l’action appropriée (comme par exemple l'apport d'un analgésique) à mener en fonction d’une grille de score du bien-être et de points limites prédictifs et spécifiques au projet. Les greffes, les prélèvements et l’imagerie seront réalisées sous anesthésie gazeuse et sur tapis chauffant, afin de réduire à son strict minimum le stress et la souffrance des animaux. Une analgésie per-opératoires sera appliquée lors de la chirurgie. Enfin, le suivi du développement tumoral se fera par des mesures cinétiques utilisant un procédé non invasif à savoir des acquisitions de bioluminescence par imagerie optique sous anesthésie volatile.
Choix des espèces
Le recours aux animaux est indispensable pour ce projet préclinique s’inscrivant dans un programme global d’étude physiopathologique du dialogue systémique entre les cellules tumorales pancréatiques et leur environnement immunitaire qui ne peut se faire que dans un organisme vivant. Le projet nécessite l’utilisation d’une espèce de la classe des mammifères proche de l’humain pour sa physiologie. L’accessibilité à des lignées cellulaires murines constitue aussi un avantage déterminant pour le développement de notre approche, permettant la transplantation de cellules cancéreuses dans des souris receveuses de même fond génétique et l’étude du système immunitaire antitumoral. Les souris receveuses seront implantées avec des cellules cancéreuses pancréatiques murines à l’âge de 6 à 10 semaines, ce qui est un âge classique pour ce type de modèle expérimental de tumeur induite par greffe de cellules cancéreuses.
Caractérisation du fonctionnement des réseaux neuronaux de la mémoire
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Cinq heures d'implantation d'électrodes dans le cerveau, précédées d'une injection intracérébrale de trois heures, 120 rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, tous mis à mort pour l'analyse de leur cerveau. Les animaux naviguent ensuite dans un grand labyrinthe pendant que des électrodes enregistrent leur activité cérébrale et que l'optogénétique module certains neurones. Le projet cherche à comprendre comment le cerveau encode et stocke la mémoire spatiale. Le porteur revendique plus de vingt ans d'expérience sur ce type d'implantation et présente le rat comme peu coûteux et facile à héberger.
Objectifs
Notre projet de recherche fondamentale vise à comprendre comment le cerveau encode et mémorise les informations. Pour cela, nous utilisons une approche expérimentale basée sur l’étude de rats, soumis à une procédure permettant d’explorer le fonctionnement de leur cerveau au cours de tâches mnésiques. Chez le rongeur, l’environnement est représenté dans des réseaux de neurones répartis dans différentes régions du cerveau, principalement le cortex et l’hippocampe. Les informations encodées circulent à travers ces circuits avant d’y être stockées de façon plus ou moins durable. Cependant, les mécanismes précis de cette circulation et de cette stabilisation de l’information restent encore mal connus. Par ailleurs, plusieurs études, y compris les nôtres, suggèrent que le thalamus jouerait un rôle essentiel dans le transfert d’informations entre l’hippocampe et le cortex, mais les processus impliqués demeurent à élucider. Pour communiquer entre eux, les neurones utilisent une activité électrique, sous forme de potentiels d’action et d’oscillations des potentiels de champ. En implantant des électrodes dans l’hippocampe, le thalamus et le cortex, nous enregistrons ces signaux. Des outils mathématiques, notamment issus du machine learning, nous permettent ensuite de les décoder lorsque les animaux effectuent des tâches de mémoire spatiale. Nous combinons cette approche avec des techniques d’optogénétique, qui permettent de moduler spécifiquement l’activité de certains groupes de neurones, afin de déterminer comment ces trois régions cérébrales coopèrent pour encoder et consolider les informations. Un tel projet est essentiel pour mieux comprendre l’activité cérébrale à la base de la mémoire. Il s’agit d’un enjeu majeur non seulement pour la recherche fondamentale, mais aussi pour la santé publique : les pathologies affectant la mémoire, dont l’impact social et humain est croissant, restent encore mal prises en charge en raison d’une compréhension insuffisante des mécanismes cérébraux sous-jacents.
Bénéfices attendus
En enregistrant et en manipulant les réseaux neuronaux impliqués dans l’apprentissage et la consolidation de la mémoire spatiale, ce projet apportera à court terme des avancées majeures en recherche fondamentale sur les mécanismes cérébraux qui sous-tendent la mémoire. À plus long terme, ces connaissances contribueront à mieux comprendre les pathologies affectant la mémoire, dont l’impact social et humain est croissant, et à ouvrir de nouvelles pistes pour améliorer leur prévention et leur prise en charge. Ce projet représente ainsi un enjeu essentiel, à la croisée de la recherche fondamentale et de la santé publique.
Procédures
Deux chirurgies (injection intracérébrale, 3h environ, et implantation d'électrodes intracérébrales, 5h environ) sont réalisées sous anesthésie générale
Impact sur les animaux
Les deux interventions invasives prévues seront réalisées sous anesthésie générale, et un traitement complet sera mis en place avant, pendant et après l’opération afin de prévenir toute douleur ou inconfort. Notre équipe dispose de plus de vingt ans d’expérience dans l’implantation de ce type d’électrodes. Nous opérons généralement un à deux rats dans une même série (à quelques jours d’intervalle), ce qui permet un suivi attentif et individualisé de leur état. La cicatrisation après ce type d’intervention est habituellement rapide, et les animaux sont en général prêts à participer aux tâches comportementales environ une semaine après la chirurgie. L’injection de l’outil optogénétique est très ciblée : elle permet d’introduire dans une région précise du cerveau, et dans un type de neurones défini, une protéine (appelée opsine) qui réagit uniquement à une stimulation lumineuse délivrée localement par une microfibre optique. Le vecteur viral utilisé n’est pas pathogène : il s’agit simplement d’une enveloppe inoffensive servant à transporter la séquence génétique nécessaire à l’expression de l’opsine. La tâche de mémoire proposée consiste à naviguer dans un grand labyrinthe pour retrouver le chemin menant à une récompense. Cette tâche a été conçue pour s’inspirer du comportement naturel du rat. Afin de réduire tout stress susceptible d’altérer les performances et le bien-être des animaux, ceux-ci sont longuement habitués à l’expérimentateur et à l’environnement du labyrinthe avant le début des expériences.
Devenir
en fin de procédure, tous les animaux sont euthanasiés afin de collecter les cerveaux pour des analyses anatomiques
Remplacement
L’objectif de ce projet est de comprendre comment le cerveau traite et stocke les informations liées à la mémoire. À ce jour, ces mécanismes restent encore largement méconnus et ne peuvent pas être étudiés sans observer le fonctionnement du cerveau dans un organisme vivant. Il n’existe actuellement aucune méthode alternative permettant de reproduire de manière fiable l’ensemble des processus cérébraux impliqués dans la mémoire, notamment les interactions dynamiques entre différentes régions du cerveau au cours du comportement. Les approches non animales, telles que les modèles informatiques, les cultures de cellules ou les organoïdes cérébraux, sont utiles pour répondre à certaines questions spécifiques, mais elles ne permettent pas d’étudier la mémoire telle qu’elle s’exprime dans un cerveau intact, en interaction avec le corps et l’environnement. L’expérimentation animale reste donc indispensable pour atteindre les objectifs de ce projet. Le rat est utilisé comme modèle expérimental car il s’agit de l’espèce la plus pertinente pour ce type d’étude. De nombreuses recherches ont montré que les structures cérébrales impliquées dans la mémoire, ainsi que leur organisation générale, sont largement conservées entre les rongeurs et l’être humain. Les connaissances acquises chez le rat constituent ainsi une base essentielle pour comprendre les mécanismes de la mémoire humaine et favoriser, à terme, une meilleure prise en charge des troubles de la mémoire.
Réduction
La mémoire étant un processus propre à chaque individu, chaque rat constitue une unité expérimentale à part entière. À l’heure actuelle, les mécanismes précis de la mémoire restent encore mal connus et de nombreux facteurs peuvent influencer les résultats. Il n’est donc pas possible de prévoir à l’avance l’ampleur des effets observés ni de calculer précisément le nombre d’animaux nécessaires par des méthodes statistiques classiques. Afin de limiter le recours aux animaux, nous procédons par étapes. Les expériences débutent avec de très petits groupes de rats (un à trois animaux par condition expérimentale, incluant les groupes contrôles et les groupes soumis à différentes manipulations). Cette approche progressive permet d’évaluer rapidement la variabilité des résultats et d’ajuster les protocoles si nécessaire, sans utiliser un nombre excessif d’animaux. Lorsque les résultats le justifient, les groupes sont complétés progressivement jusqu’à atteindre un effectif minimal permettant des analyses statistiques fiables (au moins huit animaux par groupe). Des méthodes statistiques adaptées sont alors utilisées pour comparer les groupes et identifier uniquement les différences réellement significatives. Cette stratégie permet d’arrêter les expériences dès que des conclusions robustes peuvent être tirées, évitant ainsi l’utilisation d’animaux supplémentaires non nécessaires.
Raffinement
Ce projet met en œuvre de nombreuses mesures visant à réduire au maximum la douleur, la souffrance et le stress des animaux tout au long de l’expérimentation. Des points limites clairement définis et suffisamment précoces sont intégrés à chaque étape de la procédure afin de garantir une prise en charge rapide et adaptée en cas de difficulté. Toutes les interventions invasives sont réalisées sous anesthésie générale, associée systématiquement à des traitements antalgiques avant, pendant et après la chirurgie. Ces mesures permettent de prévenir efficacement la douleur liée aux interventions. Après chaque opération, les animaux reçoivent une hydratation sous-cutanée et sont maintenus au chaud jusqu’à leur réveil complet, afin de favoriser une récupération rapide et confortable. Une alimentation adaptée, sous forme de nourriture ramollie et appétente, est mise à disposition durant les premiers jours suivant la chirurgie pour limiter la perte de poids et faciliter la convalescence. L’état de santé des animaux est surveillé quotidiennement à l’aide d’examens cliniques simples incluant notamment le suivi du poids et de paramètres physiologiques. Cette surveillance permet de détecter précocement tout signe de douleur ou de mal-être. En fonction des observations, des traitements antalgiques complémentaires peuvent être administrés. Si nécessaire, les animaux peuvent être temporairement retirés du protocole expérimental afin de leur laisser le temps de récupérer. En cas d’atteinte d’un point limite majeur, une euthanasie est réalisée après sédation, conformément aux recommandations en vigueur. Le bien-être animal est également pris en compte dans les conditions d’hébergement et de manipulation. Les rats sont logés en groupe dans des cages spacieuses, avec un accès libre à l’eau et à la nourriture, et bénéficient d’un enrichissement de leur environnement (matériaux de nidification, tunnels et objets variés). Un temps important est consacré à l’habituation et à la manipulation douce des animaux par les expérimentateurs, afin de réduire le stress et de respecter au mieux le comportement naturel de l’espèce.
Choix des espèces
Ce projet utilise des rats comme modèle expérimental qui est l'espèce de référence dans le cadre de l’étude des mécanismes de la mémoire. Les régions cérébrales impliquées sont conservées entre les rongeurs et l’humain. De nature très curieuse et de par leur cacapités d'exploration innée pour l'espèce, le rat est l'espèce de choix pour intéroger la mémoire spatiale. De plus, le rat est une espèce peu couteuse et facile d’approvisionnement et d’hébergement.
Etude de l’implication de récepteurs neuronaux dans les mécanismes de développement de douleur chronique
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Le nerf sciatique lésé par chirurgie pour installer une douleur neuropathique, 3 820 souris vont être utilisées dans des procédures dont la plupart, 3 200, atteignent un niveau de souffrance sévère. Aucun antidouleur ne peut leur être administré, la sensibilité à la douleur étant le paramètre mesuré, et toutes sont mises à mort à la fin pour ne pas prolonger cette douleur. Le projet étudie un récepteur neuronal comme cible contre les douleurs chroniques, sur la base de résultats déjà publiés et brevetés. Le porteur limite chaque expérience à un mois après la lésion, seule borne posée à une souffrance délibérément entretenue.
Objectifs
Une douleur qui dure plus de trois mois est définie comme chronique et en tant que telle représente un problème majeur de santé publique à l’échelle mondiale. Les douleurs chroniques affectent environ 20% de la population adulte, et sont pour la plupart résistantes aux traitements thérapeutiques actuels. De plus, l'utilisation de la morphine, molécule de référence pour le traitement de la douleur, est limitée en raison de l'apparition d'effets secondaires et de phénomènes de tolérance. Nous avons démontré que l’activation d’un récepteur neuronale est nécessaire et suffisant pour générer expérimentalement une douleur neuropathique (douleur liées aux nerfs) chez les rongeurs. Plus important encore, nous avons montré que, lorsque l’état de douleur neuropathique était installé, l'inhibition de ce récepteur suffisait à annuler les symptômes douloureux. De plus, nos découvertes récentes étendent le champ d’application aux maladies douloureuses habituellement traitées avec des morphiniques, mais également aux douleurs inflammatoires. Ces résultats ont été publiés et fait l’objet de plusieurs brevets. Dans ce projet, l'implication de ce récepteur, nouvelle cible innovante dans les douleurs chroniques, sera étudiée. De façon plus précise, notre projet s’intéresse à mieux comprendre le rôle de ce récepteur dans différents modèles de douleur et notamment de mieux caractériser son rôle dans les mécanismes de chronicisation douloureuse, de maintien et de récupération, tant au niveau sensoriel qu’émotionnel. Le rôle de ce récepteur sera également étudié en lien avec un récepteur aux opioides dont l’implication a déjà été bien caractérisé dans ces processus.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but, dans un premier temps, de compléter nos connaissances sur la mise en place de douleur et son maintien, ainsi que d’amener de nouvelles clés à la compréhension des mécanismes autour de la douleur chronique. Ce travail, mené depuis maintenant plusieurs années, nous a déjà permis de mettre en avant un acteur essentiel dans les douleurs provoquées par un dysfonctionnement nerveux, mais surtout une cible potentielle pour de nouveaux composés thérapeutique. Le manque évident de traitement pour ce type de douleur agit comme motivateur principal à ces travaux de recherche. Au vue de l’avancée de cet étude, il convient maintenant d’approfondir nos connaissances sur la mécanistique de ce récepteur et les mécanismes associés à l’apparition et le maintien de la douleur, pour en parallèle avoir la possibilité d’avancer des candidats pré-cliniques pour le traitement des douleurs chroniques et réaliser ensuite des études cliniques chez l’homme.
Procédures
Les animaux pourront être soumis à 3 types de procédures chirurgicales différentes, induisant des douleurs neuropathiques ou inflammatoires. Les deux premières induisent des douleurs neuropathiques chez la souris et portent atteinte au nerf sciatique de manières différentes en fonction de la procédure, ces interventions durent entre 5 et 10 minutes et se font sur animaux anesthésiés par inhalation. La quatrième se fait également sur la souris et induit une douleur inflammatoire par une simple incision de la voûte plantaire, cette intervention dure 5 minutes et se fait sur animaux anesthésiés par inhalation.
Impact sur les animaux
La sensibilité étant le paramètre étudié aucun anti-douleur ne peut être utilisé dans ce projet. Cependant, les procédures comprenant une anesthésie par inhalation (voir 5.6.1) seront précédées par l’application d'un spray d’un anesthésique local à 5%, qui sera étalé sur la zone d’injection ou de chirurgie. D’autre part, des tests de toxicologie in vitro sont systématiquement réalisés sur nos composés avant tout test sur l’animal pour garantir la sûreté de nos produits. Aucun des composés déjà testés n’ont montré de problème de toxicologie, ni l’apparition d’effets secondaires sur l’animal. De ce fait, la douleur induite par nos différents modèles sera la seule nuisance pour les animaux. En cas de troubles comportementaux, les animaux seront euthanasiés sans délai afin de prévenir toute souffrance inutile. En cas de lésions dues à des attaques entre les animaux, ceux-ci seront séparés et/ou le milieu enrichi par ajout d’igloo. Si les attaques continuent et/ou les lésions sont trop importantes ou douloureuses pour l’animal, celui-ci sera euthanasié sans délai.
Devenir
La douleur chronique étant étudiée, et donc induite, chez ces animaux, le devenir de ceux-ci en fin de procédure expérimentale sera systématiquement la mise à mort afin de ne pas prolonger inutilement la douleur. Aucun placement ou mise en liberté n’est donc prévu pour ce projet.
Remplacement
A ce jour, il n'y a pas de modèles non animaux permettant d'étudier les mécanismes du système nerveux impliqués dans la transition entre douleur aiguë (court terme) et douleur chronique (long terme). Les effets pharmacologiques des molécules utilisées sur la chronicisation douloureuse, l'analgésie et l'état émotionnel, doivent être évalués au travers de systèmes intégrés par différents tests comportementaux, qui viennent appuyer et confirmer les données obtenues par des approches cellulaires. Il est donc indispensable d'avoir recours à des investigations sur l'animal afin de proposer des alternatives thérapeutiques pour une amélioration de la prise en charge de la douleur. La souris étant un mammifère dont la physiopathologie est proche de l'Homme, cette espèce sera utilisée dans le cadre du projet.
Réduction
Le nombre de souris par lot a été déterminé sur la base d’expérimentations précédentes réalisées. Ce nombre a été confirmé par le calcul de puissance via une analyse a priori à l’aide d’un logiciel.
Raffinement
Précédent chaque expérimentation, une habituation de minimum une semaine est réalisée au cours de laquelle les animaux sont placés dans la pièce expérimentale pendant minimum 1h et exposés aux différents tests sans application du stimulus. Cela permet aux animaux de s’habituer à l’environnement et à l'expérimentateur limitant ainsi l’impact du stress (angoisse) lié à la procédure expérimentale. Ces périodes d’habituation sont fondamentales afin d’assurer une reproductibilité des tests et donc de limiter l’hétérogénéité des animaux, réduisant ainsi le nombre d’animaux utilisés. Par ailleurs, afin de limiter la douleur chez les animaux, toute expérience est limitée dans le temps (maximum 1 mois après la lésion). Un animal partage sa cage avec les autres animaux de la même portée ; ils bénéficient également d'un enrichissement du milieu de leur cage (copeaux, igloos en plastique, bâtonnets de cellulose). Un suivi hebdomadaire de l’animal sera mis en place où seront relevés : le poids de l’animal, l’aspect de son pelage, ses comportements ainsi que sa vitesse de respiration. Ces paramètres pourront nous indiquer les potentiels soins à apporter aux animaux.
Choix des espèces
La souris étant un mammifère dont la physiopathologie est proche de l'Homme, cette espèce sera utilisée dans le cadre du projet. Les souris utilisées seront adultes et auront entre 6 et 12 semaines afin que les animaux ne soient ni en croissance ni en phase de vieillissement.
Effet du rôle de certains globules blancs sur la résistance aux immunothérapies dans des modèles murins de cancer du sein.
- Recherche fondamentale
- Oncologie
4 032 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, la moitié dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. Chaque animal reçoit une greffe de cellules de cancer du sein, une injection destinée à provoquer des métastases pulmonaires pouvant gêner la respiration, et jusqu'à quarante-deux administrations de traitements. Le projet teste l'association de deux médicaments déjà autorisés en clinique, dans l'espoir d'améliorer la réponse aux immunothérapies. Toutes sont mises à mort pour prélever poumons et tumeurs, le porteur qualifiant cette mise à mort de garantie contre "toute souffrance inutile".
Objectifs
Ce projet vise à évaluer l’efficacité d’une nouvelle stratégie thérapeutique pour le traitement du cancer du sein, une maladie qui peut évoluer vers des formes agressives et entraîner la formation de métastases, notamment dans les poumons. Nos travaux préliminaires suggèrent que la combinaison de deux types de traitements déjà utilisés en clinique – l’un stimulant les défenses naturelles de l’organisme et l’autre aidant le système immunitaire à mieux reconnaître et attaquer les cellules cancéreuses – pourrait améliorer la capacité de l’organisme à lutter contre la tumeur. L’objectif de ce projet est de confirmer l’efficacité de cette combinaison de traitements dans des modèles expérimentaux de cancer du sein et d’évaluer son impact sur la progression de la maladie et le développement des métastases pulmonaires. L’un des avantages de cette approche est qu’elle repose sur des médicaments déjà approuvés pour une utilisation clinique. Leur repositionnement pourrait permettre d’accélérer le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques et d’ouvrir la voie à des traitements plus efficaces pour les patientes atteintes de cancer du sein, notamment dans les formes associées à un risque élevé de récidive ou de métastases.
Bénéfices attendus
Si ce projet aboutit, il pourrait ouvrir de nouvelles perspectives thérapeutiques pour le traitement du cancer du sein, en particulier dans les formes résistantes aux immunothérapies actuelles. En ciblant les mécanismes de résistance associés au microenvironnement tumoral et au système immunitaire, cette approche pourrait améliorer l’efficacité des traitements et limiter le développement des métastases pulmonaires. Les résultats de ce projet pourraient conduire au développement de stratégies thérapeutiques innovantes combinant les immunothérapies anti-PD-1 avec le G-CSF, dans le but de renforcer la réponse immunitaire anti-tumorale. Par ailleurs, ce travail contribuera à une meilleure compréhension des mécanismes immunitaires impliqués dans la résistance aux traitements, ce qui pourrait bénéficier à la recherche sur d’autres types de cancers et à la réduction du risque de récidive.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : • Injection de cellules tumorales pour induire le développement de la tumeur primaire : 1 intervention par animal – durée environ 4 minutes. • Injection de cellules tumorales pour induire le développement de métastases pulmonaires : 1 intervention par animal – durée environ 1 minute. • Administration de traitements expérimentaux : entre 14 et 42 interventions par animal selon les groupes expérimentaux – durée environ 20 secondes par intervention. • Mesure du poids corporel : environ 3 interventions par animal – durée environ 15 secondes par intervention. • Mesure de la taille des tumeurs primaires : environ 3 interventions par animal – durée environ 30 secondes par intervention.
Impact sur les animaux
Les interventions peuvent entraîner les effets indésirables suivants : • Contention de l’animal suivie d’une injection avec une seringue, pouvant provoquer un stress léger et une douleur légère de courte durée. • Injection de cellules tumorales pour induire la formation d’une tumeur, pouvant entraîner une gêne locale légère à modérée pendant la durée de développement de la tumeur. • Développement de tumeurs pulmonaires, pouvant provoquer dans certains cas une difficulté respiratoire modérée et une diminution de l’activité, apparaissant progressivement au cours de l’expérience. • Croissance de la tumeur primaire, pouvant entraîner une gêne locale modérée et une limitation des déplacements pendant la durée de l’expérience. • Manipulation des animaux pour les mesures expérimentales, pouvant provoquer un stress léger et transitoire.
Devenir
À l’issue de chaque procédure, les animaux seront mis à mort pour permettre le prélèvement des tumeurs et l’analyse post mortem des échantillons. Les poumons, ainsi que le sang, seront prélevés pour des analyses histologiques et biochimiques afin de répondre aux objectifs scientifiques du projet. Les critères d’analyse incluront : 1. Le nombre et le volume des tumeurs et métastases pour évaluer l’invasion tumorale. 2. La présence de cellules immunitaires dans les lésions tumorales, afin de confirmer leur implication dans la réponse aux immunothérapies anti-PD-1. 3. La fibrose tumorale, qui correspond à l'épaississement et au durcissement des tissus autour de la tumeur, pour comprendre comment ces transformations du tissu peuvent favoriser la résistance aux immunothérapies anti-PD-1. Ces analyses permettront de valider ou d’infirmer les hypothèses du projet, notamment en ce qui concerne l’efficacité des inhibiteurs et anticorps testés pour améliorer l’efficacité des immunothérapies anti-PD-1. En résumé, la mise à mort des animaux est essentielle pour atteindre les objectifs expérimentaux, tout en garantissant que les animaux ne subissent aucune souffrance inutile à l’issue de la procédure.
Remplacement
Avant d’avoir recours à l’expérimentation animale, nous avons utilisé des modèles expérimentaux en laboratoire ne nécessitant pas d’animaux afin d’étudier les interactions entre cellules tumorales et cellules du système immunitaire. Ces approches ont permis d’identifier certains mécanismes impliqués dans la progression des tumeurs. Cependant, ces modèles ne permettent pas de reproduire la complexité des interactions biologiques présentes dans un organisme vivant, notamment les interactions entre les cellules tumorales, les cellules immunitaires et les tissus environnants. L’utilisation d’un modèle animal est donc nécessaire pour étudier ces phénomènes dans un contexte physiologique complet.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet a été déterminé à l’aide de calculs statistiques permettant d’identifier l’effectif minimal nécessaire pour obtenir des résultats fiables et interprétables. Ces estimations reposent sur des données scientifiques déjà publiées et sur nos travaux préliminaires. Plusieurs stratégies ont été mises en place afin de limiter le nombre d’animaux utilisés, notamment l’optimisation du plan expérimental et la comparaison de plusieurs conditions expérimentales au sein d’une même étude. Ces approches permettent d’obtenir des résultats robustes tout en réduisant le nombre d’animaux nécessaires.
Raffinement
Plusieurs mesures sont mises en place afin de réduire la douleur, la souffrance et le stress des animaux pendant toute la durée de l’étude. Les animaux sont hébergés en groupe dans des cages enrichies comportant du matériel de nidification et des abris permettant l’expression de comportements naturels. Les manipulations sont réalisées par du personnel formé, dans un environnement calme afin de limiter le stress. Les injections sont réalisées à l’aide d’aiguilles fines et par des techniques d’injection sous-cutanées, reconnues comme moins invasives. Lors des injections intraveineuses, les animaux sont placés sur un tapis chauffant afin de faciliter la vasodilatation et de réduire l’inconfort. Une surveillance clinique régulière est réalisée à l’aide d’une fiche de suivi permettant d’évaluer différents paramètres tels que l’état général, le comportement, le poids et les signes éventuels de douleur ou de détresse. Si des signes de douleur sont observés, un traitement analgésique peut être administré. Lorsque les critères prédéfinis indiquant une altération importante du bien-être sont atteints, l’animal est retiré de l’étude et euthanasié conformément aux méthodes réglementaires, afin d’éviter toute souffrance prolongée.
Choix des espèces
L’objectif de ce projet est d’étudier le rôle du système immunitaire dans la progression du cancer du sein et dans la réponse aux traitements. Pour cela, le modèle de la souris est particulièrement adapté, car il présente de nombreuses similitudes génétiques et physiologiques avec l’être humain, notamment en ce qui concerne le fonctionnement du système immunitaire. L’utilisation d’un modèle animal permet d’étudier, dans un organisme entier, les interactions complexes entre les cellules cancéreuses, les cellules du système immunitaire et les tissus environnants. Ces interactions ne peuvent pas être reproduites de manière complète dans des modèles expérimentaux réalisés uniquement en laboratoire. Dans ce projet, des souris adultes âgées de 7 à 9 semaines seront utilisées. À cet âge, les animaux ont atteint une maturité physiologique comparable à celle d’un adulte, ce qui permet d’étudier le développement de la tumeur et la réponse du système immunitaire dans des conditions proches de celles observées chez l’adulte. L’utilisation d’animaux adultes permet également d’éviter les variations biologiques importantes observées chez les animaux plus jeunes ou plus âgés, et garantit ainsi une meilleure reproductibilité des résultats expérimentaux. Ce modèle permet donc d’étudier de manière fiable la progression de la maladie et l’efficacité potentielle de nouvelles stratégies thérapeutiques, dans des conditions proches de celles rencontrées chez les patients.
Modèle murin de fibrose pulmonaire pour l’évaluation de molécules thérapeutiques anti-inflammatoires
- Recherche appliquée
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système respiratoire
Les souris qui perdent plus de 20 % de leur poids ou dont la respiration se dégrade sont mises à mort avant la fin. 1 200 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Une fibrose pulmonaire est déclenchée par un agent instillé dans le nez, suivie de traitements quotidiens pendant quatre semaines et de prélèvements sanguins hebdomadaires par ponction derrière l'œil sous anesthésie. Le porteur décrit des difficultés respiratoires, une toux et une perte de poids comme des atteintes de la maladie induite, le seuil des 20 % déclenchant l'arrêt pour les animaux les plus dégradés.
Objectifs
La fibrose pulmonaire (et plus particulièrement la fibrose pulmonaire idiopathique, FPI) est considérée comme un problème de santé publique. Il s'agit d'une maladie chronique, progressive, et souvent diagnostiquée tardivement. La fibrose pulmonaire est une maladie complexe et souvent mortelle, caractérisée par une cicatrisation progressive du tissu pulmonaire. Il n’existe pas de guérison aujourd’hui, mais plusieurs options thérapeutiques ralentissent la progression de la pathologie. Malgré les avancées de la recherche, les mécanismes exacts de cette maladie ne sont pas encore entièrement élucidés, et les traitements actuels sont limités. Les modèles murins de fibrose pulmonaire sont indispensables pour (i) comprendre les mécanismes pathogéniques, (ii) identifier de nouvelles cibles thérapeutiques, (iii) évaluer l'efficacité de nouvelles thérapies et (iv) étudier l'évolution de la maladie: La gestion de l'inflammation est cruciale pour prévenir les complications et améliorer la qualité de vie des patients.
Bénéfices attendus
Bénéfices à court terme (0-2 ans): Le projet devrait permettre une meilleure compréhension des mécanismes de l'inflammation dans la fibrose pulmonaire. On s'attend à identifier de nouvelles voies moléculaires impliquées dans le processus de cicatrisation anormale. Cela pourrait conduire à la découverte de biomarqueurs. Bénéfices à moyen terme (2-5 ans): Valider des cibles thérapeutiques identifiées à court terme, et de nouveaux candidats médicaments. De plus, le projet pourrait contribuer au développement de protocoles thérapeutiques combinés, associant des traitements anti-inflammatoires à des thérapies déjà existantes, pour une efficacité accrue. Bénéfices à long terme (5 ans et plus): l'impact le plus significatif serait la mise sur le marché de nouveaux traitements curatifs ou du moins plus efficaces que ceux actuellement disponibles. Ces avancées thérapeutiques amélioreraient considérablement la qualité et l'espérance de vie des patients atteints de fibrose pulmonaire idiopathique. Le projet pourrait également ouvrir la voie à une médecine plus personnalisée, où les traitements seraient adaptés au profil inflammatoire spécifique de chaque patient, optimisant ainsi les résultats. Enfin, ces découvertes pourraient servir de base pour la recherche sur d'autres maladies pulmonaires ou fibrotiques.
Procédures
Tous les animaux expérimenteront une administration unique d'agent inducteur de fibrose en intranasal (30 sec). Les animaux seront traités au maximum une fois par jour pendant 4 semaines par le candidat médicament (intrapéritonéal 10 sec, intranasal 15 sec, sous-cutané 15 sec, gavage 20 sec). Un prélèvement sanguin (20 sec) de 100 μl par semaine pendant 4 semaines consécutives. Les prélèvements sanguins se feront dans le sinus rétro-orbitaire sur animaux anesthésiés, alternativement sur l'œil gauche puis droit.
Impact sur les animaux
L'agent inducteur de fibrose provoque une lésion pulmonaire qui va évoluer vers une fibrose. Cela peut causer des difficultés respiratoires, une toux, et un inconfort général pour la souris. Les traitements administrés peuvent également causer de l'inconfort ou de la douleur. Les injections peuvent être douloureuses au point d'injection, et le gavage (per os) peut être stressant. La perte de poids est un indicateur clé de la dégradation de l'état de santé de l'animal et est une nuisance en soi, reflétant la maladie et le stress métabolique. Le suivi quotidien du poids est une mesure de l'impact de la fibrose. Les prélèvements sanguins hebdomadaires par ponction rétro-orbitaire, même sous anesthésie, sont invasifs. Cette technique peut potentiellement causer des lésions oculaires, des saignements et un stress post-procédural pour l'animal. L'administration d'un analgésique est nécessaire pour atténuer la douleur.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort en fin de procédure afin de réaliser des prélèvements de sang et d'organes à des fins analytiques, avec pour objectif de quantifier les effets protecteurs des molécules administrées pendant l'étude.
Remplacement
Il existe plusieurs alternatives non animales dans la recherche sur les maladies inflammatoires, mais elles ne peuvent pas remplacer totalement les tests sur les animaux utilisés dans ce projet. 1. Modèles in vitro : Les cultures cellulaires humaines ou animales permettent d’étudier des interactions cellulaires et des réponses inflammatoires. Cependant, elles ne peuvent pas reproduire la complexité d'un organisme entier, notamment les interactions multicellulaires complexes et la réponse immunitaire systémique. 2. Modèles ex vivo : Les tissus humains ou animaux (biopsies, organes) permettent d’étudier des processus biologiques en conditions plus réalistes, mais il manque des interactions entre plusieurs systèmes organiques, essentiels pour comprendre les maladies inflammatoires. 3. Modèles organoïdes et organes sur puce : Ces systèmes imitent des organes comme les poumons ou les reins pour étudier les réponses biologiques. Cependant, ils ne peuvent pas reproduire la réponse systémique d'un organisme complet. 4. Modélisation informatique : Les simulations informatiques peuvent modéliser certaines interactions immunitaires, mais elles ne peuvent pas simuler toutes les réactions biologiques complexes d'un organisme vivant. Ces alternatives ne peuvent pas complètement remplacer les animaux, pour les raisons suivantes : • Complexité biologique : Les modèles non animaux ne peuvent pas reproduire la complexité d’un organisme vivant complet, limitant leur capacité à simuler des réponses biologiques globales. • Interactions systémiques : Les maladies inflammatoires nécessitent l'étude des interactions complexes entre les systèmes biologiques, ce qui ne peut être simulé sans un modèle vivant.
Réduction
De façon systématique des analyses statistiques sont effectuées pour déterminer le nombre optimal d’animaux afin de produire des résultats robustes pour chaque point de mesure. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux.
Raffinement
Dans les expérimentations sur les maladies inflammatoires, la fréquence de surveillance des animaux est essentielle pour garantir leur bien-être. Les signes de détérioration de l’état de santé, tels que perte de poids, modifications de la mobilité, ou respiration laborieuse, sont particulièrement surveillés. Après l'administration de l'inducteur d'inflammation, une surveillance rapprochée (toutes les 2 à 4 heures) est mise en place. Si des signes de stress apparaissent, nous ajusterons l'environnement pour améliorer le bien-être des souris et notamment stimuler leurs sens et leurs comportements naturels. Nous augmenterons l’enrichissement physique par l’apport de cachettes (boîtes, tunnels) et de matériaux pour la construction de nids (papier déchiqueté, fibres) ainsi que l’enrichissement sensoriel par la modification régulière de la disposition de leur cage et des éléments à l’intérieur de la cage pour offrir de la nouveauté. L'introduction de nouveaux enrichissements se fera progressivement pour éviter un stress supplémentaire. Des critères d'arrêt stricts sont définis pour éviter la souffrance excessive des animaux. Par exemple, une perte de poids de plus de 20%, l’apparition de signes cliniques tels qu'une respiration difficile, ou une perte de réponse à un stimulus, ou une lésion irréversible oculaire conduiront à l’interruption immédiate de l’expérience. L’objectif est de garantir que l’état de l’animal est constamment suivi et que des soins vétérinaires sont fournis dès que nécessaire. La prévention du stress est intégrée au protocole expérimental par l'utilisation d'une anesthésie gazeuse et administration d'analgésique au préalable des gestes douloureux à chaque fois que cela sera nécessaire.
Choix des espèces
La souris est un modèle privilégié pour le modèle de fibrose pulmonaire idiopathique car elle permet de reproduire en seulement 21 jours les mécanismes clés de la fibrose humaine, notamment l'activation du TGF-beta et l'accumulation excessive de collagène. Sa proximité génétique et physiologique avec l'humain offre une base solide pour étudier les lésions alvéolaires et les remaniements tissulaires caractéristiques de la pathologie Les souris seront âgées de 6 à 8 semaines car nous souhaitons utiliser des animaux adultes.