Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 2024-01-26 00:00:00
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-402882)
4 166 souris vont être utilisées, toutes tuées à l’issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Elles subissent des biopsies de la queue, des prélèvements sanguins étalés jusqu’à dix-huit mois, une batterie de tests moteurs (arène, suspension à une grille, mesure de la force musculaire, barre crantée, tapis roulant) et des injections dans le cerveau ou la moelle épinière de trente à soixante-dix minutes, avant d’être tuées pour les analyses. Le porteur décrit une lignée transgénique reproduisant la sclérose latérale amyotrophique et annonce des symptômes moteurs « très peu probables ». Il affirme que l’évaluation de la motricité et le choix de la voie d’administration imposent le recours aux animaux, tout en poursuivant ses modèles in vitro et ex vivo.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
La sclérose latérale amyotrophique (SLA) est une maladie neurodégénérative progressive mortelle qui affecte les neurones moteurs du cerveau et de la moelle épinière. La dégénérescence de ces neurones moteurs entraîne une atrophie et une sclérose musculaires qui se traduisent par une perte progressive de la capacité de parler, de manger, de bouger et de respirer. Il s’agit d’une maladie au pronostic sombre, dont l’issue est fatale après trois à cinq ans d’évolution en moyenne. Malgré d’importants efforts de recherche, il n’existe aujourd’hui aucun traitement capable de lutter de façon efficace la progression de cette maladie. Le développement de nouvelles approches thérapeutiques est donc essentiel pour permettre la prise en charge des patients atteints de cette maladie. Parmi ces nouvelles approches prometteuses se trouve la thérapie génique, dont l’objectif est de délivrer aux cellules un gène à action thérapeutique (transgène) qui exprime une protéine d’intérêt pour la maladie. Ce transgène est transporté dans les cellules grâce à un vecteur médicament, capable de cibler plus ou moins spécifiquement certains types cellulaires. Notre projet a pour but (1) de caractériser le modèle murin utilisé pour l’étude et (2) de déterminer la stratégie thérapeutique optimale pour soigner ces animaux.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet permettra de réaliser les études préliminaires au développement d’un traitement curatif pour les patients atteints de sclérose latérale amyotrophique (SLA), maladie neurodégénérative mortelle pour laquelle aucun traitement n’existe aujourd’hui. Le projet décrit permettra (1) de déterminer les paramètres qui seront utilisés pour l’évaluation de l’efficacité thérapeutique du traitement et (2) de déterminer la stratégie thérapeutique optimale pour le traitement testé (expression maximale dans les régions et les cellules d’intérêt -sans inflammation associée – avec une efficacité thérapeutique confirmée sur les signes neuropathologiques). Ces études sont donc une étape cruciale et permettront d’obtenir des résultats indispensables pour la poursuite du développement du traitement envisagé pour la SLA.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Une biopsie de l’extrémité de la queue sera réalisée sur les animaux produits autour de 10 jours, afin de déterminer la présence de la maladie (durée : 1 s). Pour une première partie des animaux, un prélèvement sanguin sera réalisé sous anesthésie et analgésie à 2, 5, 9 et 18 mois d’âge (durée : 3 s). Une deuxième partie des animaux sera soumise à 4 sessions maximum de tests comportementaux, chacune de ces sessions se répartira sur 13 jours. Avant ces tests comportementaux, les animaux seront habitués à être manipulé entre 3 et 5 min par jour pendant 16 jours maximum (4 jours x 4 sessions). Pour analyser leur locomotion spontanée ils seront placés dans une arène pendant 10 min, 4 fois maximum, ils seront ensuite maintenus par la base de la queue pendant 10 s, 4 fois maximum pour l’évaluation d’un réflexe, indicateur de l’état neurologique. Les animaux seront aussi soumis à des tests pour évaluer leur force musculaire. Les 2 premiers seront des tests de suspension (à une grille ou à un fil), (durée : 3 min maximum par test, 4 répétitions maximum). Le troisième test permet de mesurer la force musculaire, (durée : 2 s par essai avec 4 essais pour les pattes avant et 4 pour les 4 pattes, 4 répétitions maximum). La coordination motrice sera évaluée grâce à un premier test dans lequel les souris devront réaliser 5 traversées d’une barre crantée (durée : 6 min, 4 répétitions maximum). Le deuxième test de coordination motrice comprend 4 essais de 5 minutes maximum par jour et est réalisé 12 jours maximum (3 jours x 4 sessions maximum). Enfin, les souris sont placées sur un tapis roulant pour évaluer leur locomotion forcée, pendant 1 min et 30 s, 4 fois maximum. Ces animaux seront ensuite soumis à un prélèvement sanguin unique réalisée sous anesthésie et analgésie à 13 mois d’âge (durée : 3 s). Pour la dernière partie des animaux, une injection sera réalisée entre 1 et 2,5 mois d’âge (injection dans le cerveau, dans une cavité située à l’arrière de la tête entre le crâne et la première vertèbre, dans les ventricules du cerveau, ou au niveau de la moelle épinière entre les vertèbres). Ces injections ont des durées comprises entre 30 et 70 min et sont réalisées sur animal anesthésié et analgésié. Afin d’éviter la douleur en post-chirurgie, les animaux reçoivent une prise en charge analgésique au cours des 48 heures suivant la chirurgie. Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure par une méthode règlementaire.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Deux types de nuisances peuvent subvenir lors de notre étude : 1) des nuisances directement liées au développement de la maladie chez la souche utilisée (très peu probables) et 2) des nuisances induites par nos procédures. Les nuisances inhérentes au modèle utilisé sont très peu probables (non observées par le fournisseur de la lignée). Il pourrait s’agir d’une faiblesse musculaire voire de l’apparition progressive d’une paralysie. Les nuisances induites par nos procédures sont les suivantes : une légère et brève douleur de l’extrémité distale de la queue au moment du prélèvement pour le génotypage, une angoisse ou appréhension ainsi qu’une fatigue musculaire lors de la réalisation des tests comportementaux (les tests envisagés sont non douloureux mais sortent l’animal de son environnement habituel), une sensibilité au niveau des oreilles suite à l’utilisation des barres d’oreilles (appareil chirurgical), des démangeaisons au niveau des sutures, une angoisse ou appréhension après les procédures chirurgicales, des douleurs post-opératoires ainsi que des risques anesthésiques (stress thermique, risque cardio-respiratoire, etc.).
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Les souris inclues dans les différentes études seront euthanasiées entre 2 et 18 mois d’âge, pour les différentes études histologiques et biomoléculaires. Les animaux produits qui ne seront pas inclus dans les études seront euthanasiés, de même que les reproducteurs à l’issue de la période de reproduction.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Le développement de thérapies pour la Slérose Latérale Amyotrophique est essentielle car actuellement, aucun traitement ne permet de lutter efficacement contre la progression de cette maladie au pronostique sombre. Les premières étapes du projet (validation et raffinement de la thérapie développée) ont été réalisées sur des modèles in vitro (lignées cellulaires) et ex-vivo (cellules de patients). Cependant, ce type de modèle ne permet pas de réaliser l’ensemble des étapes nécessaires au développement du traitement. L’analyse de l’effet du traitement sur la motricité est un paramètre essentiel à l’évaluation du bénéfice thérapeutique, qui nécessite l’utilisation d’animaux. De même, la sélection de la voie d’administration optimale pour la thérapie requiert également l’utilisation d’animaux. Toutefois, nous continuons d’utiliser nos modèles in vitro et ex-vivo pour tous les aspects du projet auxquels ces modèles peuvent répondre.
2. Réduction
Le nombre total d’animaux pour l’ensemble de l’étude est 4166. Les effectifs des différentes procédures correspondent aux effectifs minimaux d’animaux nécessaires pour une comparaison de moyennes entre les différents groupes. Ces effectifs ont été calculés grâce à une analyse a priori réalisée à l’aide d’un logiciel statistique adapté. Les analyses seront réalisées au fur et à mesures, et les résultats obtenus conditionneront la poursuite des différentes sous-études, afin de ne pas utiliser des animaux si les premiers résultats ne sont pas concluants. Cette stratégie permettra de réduire le nombre total d’animaux utilisés pour l’étude.
3. Raffinement
Nos souris suivent les protocoles d’hébergement établis par la responsable et le personnel de l’animalerie. Les animaux sont hébergés en groupe de 5 maximum et jamais isolés (sauf cas exceptionnel, traitement particulier suite à une blessure ou agression). Ils bénéficient d’un enrichissement dans la cage (maisonnette et matériaux pour confection du nid). La pièce d’hébergement a un accès restreint afin de limiter le bruit et les perturbations dues à la présence humaine. Un examen des animaux sera effectué quotidiennement par le personnel de l’animalerie, permettant de s’assurer du bien-être des animaux. Toute anomalie (aspect ou comportement anormal, blessure ou apparition inattendue des symptômes de la maladie (i.e.début de paralysie)) sera signalée au responsable du projet. En cas de signalement, de l’alimentation sera ajoutée directement dans la cage ainsi que de l’hydrogel pour permettre à l’animal de continuer à s’alimenter et s’hydrater correctement et un contrôle approfondi et une pesée seront réalisés quotidiennement par la personne en charge du projet jusqu’à résolution de l’anomalie. Les animaux seront également pesés toutes les semaines. Des protocoles d’anesthésie et d’analgésie, définis et validés par une équipe vétérinaire, seront mis en place pour les différentes procédures. Un suivi renforcé des animaux sera réalisé en post-chirurgie : l’état de la cicatrisation, l’aspect du poil, l’expression faciale, la structure du nid, l’activité locomotrice, les vocalisations ainsi que la perte de poids seront scorées de manière à guider la prise en charge d’une douleur potentielle, grâce à un arbre décisionnel validé par notre vétérinaire. Un traitement analgésique sera administré en cas de signe de douleur. Si cette douleur devait persister, les animaux seraient euthanasiés pour éviter toute souffrance inutile. Pour chacune des procédures, des points limites adaptés ont été définis. Les animaux seront immédiatement euthanasiés par inhalation de dioxyde de carbone si un point limite est atteint.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Afin de tester différentes approches thérapeutiques pour traiter les différentes maladies neurodégénératives, il est nécessaire de disposer d’animaux modèles. A ce jour, seules les souris transgéniques pour la Sclérose Latérale Amyotrophique permettent de mimer suffisamment fidèlement la pathologie et donc d’être utilisés dans des études d’efficacité thérapeutiques. Une biopsie de la queue sera prélevée autour de dix jours d’âge pour réaliser un test permettant de vérifier la présence de la maladie. Pour caractériser la progression des signes neuropathologiques et investiguer la présence de marqueurs de dégénérescence neuronale dans le sang, nous utiliserons des animaux de différents âges : 2, 5, 9 et 18 mois. D’autres animaux seront étudiés à 2, 5, 9 et 12 mois d’âge pour tenter de déterminer des signes fonctionnels de la maladies (symptômes moteurs). Ces différents signes ou marqueurs serviront ensuite à évaluer l’efficacité de notre approche thérapeutique. Enfin, des animaux seront injectés entre 4 et 10 semaines d’âge (début de l’apparition des signes neuropathologiques), et euthanasiés entre 2 semaines et 5 mois après injection (soit, 7.5 mois d’âge maximum) pour les analyses, afin de déterminer la stratégie thérapeutique optimale pour soigner ces animaux, et in fine les patients.