Autre recherche fondamentale

Anesthésiées chaque semaine pendant deux mois pour servir de repas de sang à des moustiques anophèles, des souris sont ensuite tuées, comme toutes celles que l'équipe infecte avec des parasites Plasmodium de rongeurs. Au total, 2 670 animaux non-humains, soit 2 595 souris, 55 rats et 20 lapins, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Les rongeurs sont tous tués, et les 20 lapins, anesthésiés chaque semaine pendant six mois pour nourrir les moustiques, sont ensuite placés à l'adoption. Le projet fournit des colonies de moustiques et des stocks de parasites à d'autres équipes, et prend des souris dès trois semaines parce que leur "système de défense est encore immature". Le porteur écrit que ces procédures "n'apportent pas de résultats qui devront être soumis à des tests statistiques", sans dire comment se répartit l'effectif de 2 595 souris.

Objectifs

Le paludisme reste une maladie grave et mortelle, qui touche surtout l’Afrique subsaharienne et cause chaque année plusieurs centaines de milliers de décès, principalement chez les enfants de moins de cinq ans. Après des années de recul, le nombre de cas repart à la hausse, en raison de la résistance du parasite aux traitements, de la résistance des moustiques aux insecticides et des effets du changement climatique. Le parasite responsable de cette maladie se transmet à l’homme par la piqûre de moustiques infectés. Son cycle de vie est complexe : il comporte un passage dans le moustique, puis une phase chez l’hôte, avec des étapes dans le foie et dans le sang, avant de revenir dans un moustique. Le projet vise à mieux comprendre ce cycle, en fournissant à la communauté scientifique des ressources biologiques, des colonies de moustiques vecteurs et un modèle animal. Plus concrètement, il s’agit d’élever et de maintenir des colonies de moustiques vecteurs, de cultiver les différentes formes du parasite dans des conditions contrôlées, et de reproduire l’infection chez un rongeur. Ces modèles permettront de vérifier que les moustiques peuvent bien transmettre le parasite, d’étudier le développement du parasite chez l’hôte et chez le moustique et d’explorer les interactions entre le parasite et le microbiote du moustique. Ce projet permettra également de produire différentes colonies de moustiques femelles du genre Anopheles pour l’étude des interactions Plasmodium-Anopheles. Selon les questions scientifiques, il s’agira soit de colonies bien établies, soit de nouvelles lignées récemment établies voire à établir à partir de populations sauvages. L’utilisation d’animaux vivants est ainsi indispensable pour obtenir des outils biologiques afin de faire progresser la recherche sur le paludisme.

Bénéfices attendus

Ce projet permet de maintenir différentes colonies d’anophèles de notre plate-forme couvrant une partie significative des zones d’endémies du paludisme, de conserver des stocks de différents parasites Plasmodium contrôlés afin de pouvoir réaliser l’évaluation de leur infectiosité mais aussi de la qualité des moustiques, en vérifiant leur capacité à être infectés par ces parasites de rongeur et leur aptitude à permettre leur développement chez l’anophèle. Ces contrôles garantissent la fiabilité des moustiques fournis aux équipes de recherche et assurent la reproductibilité de leurs expériences.

Procédures

Les animaux utilisés dans ce projet seront soumis à des interventions légères et modérées, conçues pour minimiser leur inconfort et respecter leur bien-être. Voici les principales interventions prévues : 1. Prélèvements sanguins : o Des micro-prélèvements de sang (quelques gouttes) seront effectués sur des souris et des rats éveillés, à l’extrémité de la queue. Ces prélèvements dureront quelques secondes par animal et seront réalisés une fois par jour pendant 3 à 5 jours consécutifs, selon les besoins de suivi. Cette intervention permet de surveiller l’évolution de l’infection sans causer de douleur significative. 2. Injections : o Des injections seront pratiquées sur des souris et des rats éveillés, soit dans la cavité abdominale (injection intrapéritonéale), soit dans une veine de la queue (injection intraveineuse). Ces injections dureront quelques secondes et seront réalisées une fois par animal, sauf dans le cas de tests spécifiques nécessitant des répétitions limitées. Elles permettent d’administrer des substances ou des agents infectieux de manière précise et contrôlée. 3. Anesthésie pour gorgement de moustiques : o Des souris et des lapins seront anesthésiés pour servir de source de sang à des moustiques femelles. L’anesthésie durera environ 20 à 30 minutes par animal et sera réalisée une fois par semaine pendant une période maximale de 2 mois pour les souris et 6 mois pour les lapins. Pendant cette intervention, les animaux seront endormis et insensibles à la douleur, puis surveillés jusqu’à leur réveil complet. Une crème apaisante sera appliquée sur la peau des lapins après chaque exposition pour limiter les irritations. 4. Suivi de l’infection : o Les souris et les rats infectés seront observés quotidiennement pour détecter tout signe de malaise ou de maladie. Cette surveillance durera quelques minutes par animal et par jour, pendant toute la durée de l’infection (généralement 3 à 7 jours). 5. Mise à mort : o À la fin des procédures, les animaux seront mis à mort de manière rapide et indolore. Cette intervention durera quelques secondes.

Impact sur les animaux

Les animaux vigiles ne subiront qu’un inconfort passager lié aux injections (dans le ventre, dans la peau ou dans une veine) ainsi qu’aux prélèvements d’une goutte de sang au niveau de la queue. Chaque animal bénéficiera d’aiguilles à usage unique et d’un matériel de taille adaptée. Les animaux peuvent présenter les premiers effets indésirables de la maladie, qui se manifestent progressivement : poils hérissés, mouvements ralentis ou prostration, pâleur de la peau témoin d’une anémie. Cela correspond au premier niveau d’une grille d’évaluation de la douleur, du stress et de l’inconfort.

Devenir

À la fin des différentes étapes de ce projet, les animaux sont soit placés en adoption, soit euthanasiés de manière rapide et indolore, selon les besoins scientifiques et le bien-être animal. Pour les lapins, utilisés comme source de nourriture pour les moustiques, leur adoption est organisée après six mois d’utilisation. Ce choix s’explique par le fait que ces animaux ne développent pas de maladie grave et conservent un bon état de santé général. Leur placement en adoption permet de leur offrir une seconde vie dans un environnement adapté, tout en évitant une euthanasie inutile. En revanche, les souris et les rats sont systématiquement euthanasiés à la fin de chaque procédure. Cette décision est motivée par plusieurs raisons. D’abord, ces animaux sont exposés à des parasites spécifiques, qui, bien que non dangereux pour l’homme, peuvent provoquer des symptômes graves chez eux si l’infection n’est pas maîtrisée. Ensuite, les procédures réalisées (comme les prélèvements sanguins ou les infections contrôlées) peuvent entraîner un stress ou une fatigue physiologique, même si tout est fait pour limiter leur inconfort. Enfin, leur réutilisation pour d’autres expériences n’est pas possible, car cela risquerait de fausser les résultats scientifiques en raison des modifications physiologiques induites par les premières manipulations. Pour les souris utilisées dans les procédures de nourrissage des moustiques, leur euthanasie est réalisée après une période d’utilisation de deux mois maximum. Cette durée est choisie pour éviter tout risque de développement de complications liées aux piqûres répétées, tout en garantissant que les moustiques reçoivent une alimentation de qualité. Les souris infectées par des parasites sont également euthanasiées dès que leur taux d’infection atteint un niveau prédéterminé, afin d’éviter toute souffrance liée à l’évolution de la maladie. Dans tous les cas, les méthodes d’euthanasie utilisées sont validées par les autorités compétentes et garantissent une mort rapide et sans douleur. Elles sont appliquées par du personnel formé, qui veille à respecter les protocoles en vigueur pour assurer le bien-être des animaux jusqu’à leur dernier instant. Cette approche permet de concilier les impératifs scientifiques avec les principes éthiques de l’expérimentation animale, en limitant au maximum les souffrances et en offrant une fin de vie digne aux animaux concernés.

Remplacement

Le choix de nourrir les moustiques sur animaux est guidé par la difficulté de lignées à prendre un repas de sang artificiel sur membrane et l’impact potentiel d’altérer la reproduction chez certaines d’entre elles. En effet le comportement et la physiologie du moustique sont très sensibles à l’origine du sang, aux odeurs émises par les animaux et au mode de piqûre. Les parasites étudiés dans ce projet suivent un cycle de vie complexe, nécessitant deux types d’hôtes : un mammifère (rongeur) et un insecte vecteur (moustique). À chaque étape, le parasite se transforme et se multiplie sous différentes formes, chacune jouant un rôle clé dans sa transmission et son développement. À ce jour, il n’existe pas de méthode permettant de reproduire intégralement ce cycle en laboratoire, sans recourir aux animaux. Les moustiques et les rongeurs sont indispensables pour obtenir les formes parasitaires infectieuses transmises lors de la piqûre, ainsi que pour étudier les mécanismes de l’infection. En effet, certaines étapes du développement du parasite, notamment sa multiplication dans les globules rouges, ne peuvent être simulées en culture cellulaire. Les expériences prévues ne nécessitent pas d’atteindre un niveau élevé d’infection chez les animaux, limitant ainsi les risques de complications. Par ailleurs, les interactions entre le parasite et son hôte au début de l’infection sont extrêmement complexes. Elles impliquent de multiples types de cellules et d’organes (peau, ganglions, vaisseaux sanguins, foie, rate), dont les dynamiques ne peuvent être reproduites dans leur globalité en dehors d’un organisme vivant. Ces modèles animaux, utilisés depuis des décennies, ont permis des avancées majeures dans la compréhension de la maladie et le développement de stratégies préventives ou thérapeutiques, comme les vaccins ou les médicaments antipaludiques. Certaines analyses, comme l’étude du phénotype des parasites, peuvent être réalisées en laboratoire sur des cellules isolées. Cependant, ces approches ne reflètent pas toujours fidèlement les mécanismes observés chez l’animal et ensuite chez l’Homme. Il est donc nécessaire de valider ces résultats dans un modèle vivant pour garantir leur pertinence et leur fiabilité.

Réduction

Nous avons optimisé nos protocoles pour réduire au strict nécessaire le nombre d’individus utilisés, tout en garantissant la fiabilité des résultats. Optimisation des protocoles d’infection Fort de plus de vingt-cinq années d’expérience dans ce domaine, nous avons affiné nos méthodes pour standardiser chaque étape de production des parasites. Cela inclut l’utilisation de doses d’infection précises, des contrôles qualité systématiques et des techniques de quantification rigoureuses. Ces améliorations permettent de minimiser les variations expérimentales et, par conséquent, le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des résultats reproductibles. Adaptation des modèles animaux Pour le maintien des colonies d’anophèles, un même lapin est utilisé jusqu’à 6 mois, période au-delà de laquelle résulterait une production réduite de moustiques incompatible avec les objectifs scientifiques du fait de l’apparition d’un taux trop élevé d’anticorps anti-salive de moustiques ayant pour conséquence une perte de qualité des repas sanguin pour les moustiques et donc une perte en nombre de descendants moustique. Quand la lignée de moustiques le permet, ce repas sanguin se fera sur souris saine voire sur membrane quand c’est possible afin de réduire le nombre d’animaux utilisés. Pour l’obtention de sang parasité, nous privilégions l’utilisation de rats plutôt que de souris lorsque c’est nécessaire car leur volume sanguin plus important permet de réduire le nombre total d’animaux. Cette approche, combinée à une planification rigoureuse des expériences, limite les répétitions inutiles et évite le gaspillage de ressources biologiques. Collaboration avec des expert·e·s en statistiques Les procédures de ce projet n’apportent pas de résultats qui devront être soumis à des tests statistiques mais cependant il est revu par des spécialistes en biostatistique pour s’assurer de déterminer le nombre minimal d’animaux requis. Amélioration continue des méthodes Nous explorons en permanence des pistes pour diminuer davantage le recours aux animaux, notamment en développant des techniques d’imagerie non invasives. Ces innovations permettent de diminuer le nombre d’animaux à utiliser. Enfin, ce projet s’inscrit dans une logique de mutualisation des ressources : en centralisant la production de parasites et en fournissant des outils standardisés à d’autres équipes de recherche, nous évitons la duplication d’expériences préliminaires, réduisant ainsi l’impact global sur les animaux.

Raffinement

Les cages sont enrichies avec des éléments favorisant le confort des animaux (matériaux de nidification, cachettes, accessoires stimulants). L’alimentation et l’hydratation sont assurées en continu. Les rongeurs sont utilisés pour nourrir et infecter des moustiques et produire des parasites, en limitant strictement leur nombre au minimum nécessaire. Les mesures appliquées visent à prévenir toute souffrance évitable et à garantir le respect des principes éthiques en expérimentation animale. Lors des expérimentations, les rats et souris sont exposés à un agent infectieux spécifique aux rongeurs, administré par des méthodes rapides et maîtrisées. Leur état de santé est suivi quotidiennement à partir du troisième jour, en s’appuyant sur des critères objectifs (aspect du pelage, activité, signes de fatigue ou d’anémie). Si des signes de détérioration apparaissent, des mesures correctives sont immédiatement mises en place : amélioration des conditions d’hébergement (chauffage, enrichissement supplémentaire), adaptation de l’alimentation (compléments nutritionnels) ou, en dernier recours, mise à mort avant l’apparition de symptômes sévères. Cette dernière est réalisée selon un protocole validé, garantissant une mort rapide et sans souffrance. Pour certaines manipulations, une anesthésie est pratiquée afin d’éviter toute douleur ou stress inutile. Par exemple, lorsque les animaux servent de source de nourriture pour infecter des moustiques, ils sont endormis avant la procédure et les animaux infectés sont euthanasiés sans réveil, conformément aux protocoles approuvés.

Choix des espèces

Le choix des lapins et souris pour élever des moustiques anophèles repose sur la qualité du sang fourni, certaines lignées ne se gorgeant pas suffisamment via une membrane, ce qui réduit la taille des progénitures. L’usage du lapin pourrait être réévalué au profit des souris. Les rongeurs (souris, rats) sont largement utilisés en recherche sur le paludisme, car les parasites étudiés infectent naturellement des rongeurs africains. Adaptés depuis des décennies aux modèles de laboratoire, ils offrent un système fiable pour étudier la maladie. Ces modèles permettent d’analyser des aspects clés du paludisme humain, comme la réponse immunitaire ou l’efficacité des vaccins, avec une pertinence scientifique reconnue. Les avancées obtenues chez la souris, notamment en vaccinologie, ont souvent été confirmées chez l’Homme, validant leur utilité pour accélérer la recherche tout en limitant les essais cliniques. Leur usage s’inscrit dans une démarche éthique et scientifique rigoureuse. Les animaux seront utilisés à différents stades de leur développement, choisis en fonction des besoins spécifiques de chaque étape expérimentale, afin d’optimiser les conditions d’étude tout en limitant les contraintes physiologiques ou immunitaires susceptibles d’influencer les résultats. Pour la reproduction des lignées d’anophèles, seront utilisés des souris âgées de 1 mois à 3 mois ou un lapin adulte jeune pour plus de faciliter à être «piqué» par les anophèles et avec un poids modéré facilitant leur manipulation. Les hôtes naturels des parasites de rongeurs sont les thamnomys et gramnomys, espèces sauvages de rongeurs africains. L'utilisation de souris et de rats de laboratoires est moins efficace, c’est pourquoi pour l’établissement de modèles d’infection, des animaux jeunes à partir de 3 semaines seront sélectionnés. Ce choix repose sur des observations montrant que leur système de défense est encore immature, ce qui facilite l’installation du pathogène étudié et permet d’obtenir des résultats reproductibles. Cette approche est couramment utilisée dans ce type d’études pour garantir une infection efficace et homogène. Ces critères de sélection, fondés sur des pratiques reconnues et adaptées aux objectifs scientifiques, visent à concilier pertinence des résultats, bien-être animal et conformité aux exigences éthiques et réglementaires.

Pour entretenir en laboratoire le parasite et les moustiques qui le transmettent, le porteur prévoit de réemployer des canaris déjà passés par d'autres procédures "légères", après deux semaines de repos. 753 canaris vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, pour étudier les stades dormants du paludisme aviaire. Ils sont infectés par injection dans le muscle ou la graisse du ventre, ou exposés aux piqûres de moustiques infectés sur les pattes, puis prélevés de deux à onze fois, certains servant de donneurs de sang parasité. La narration prévoit de replacer après autorisation les canaris porteurs d'une souche locale, et le champ structuré compte 519 oiseaux rendus sur 753. Ceux infectés par une lignée absente d'Europe sont systématiquement tués, comme un lot destiné au prélèvement d'organes.

Objectifs

Les parasites du paludisme aviaire (Plasmodium) sont au premier plan de la recherche sur la conservation des oiseaux depuis l'introduction accidentelle de Plasmodium relictum dans les îles Hawaï au début du XXe siècle, qui a entraîné le déclin et l'extinction de plusieurs espèces d'oiseaux indigènes. En raison de l'augmentation prévue de l'occurrence, de la distribution et de l'intensité du paludisme aviaire associée au changement climatique en cours, ces parasites sont considérés comme une menace permanente pour la biodiversité et la conservation des oiseaux. L'une des clés du succès de l'invasion de ces parasites est leur capacité à produire des stades dormants qui se "cachent" pendant de très longues périodes (mois ou années) dans des organes internes tels que le foie, les poumons ou le cerveau. Lorsque les conditions environnementales favorisant leur transmission s'améliorent (par exemple présence de moustiques qui les transmettent), les stades dormants recolonisent le sang, où ils peuvent reprendre leur multiplication et être transmis à un nouvel hôte par des moustiques lors d'un repas sanguin. De ce fait, ces stades dormants ont des implications cruciales pour l’épidémiologie de la maladie. Cependant, en raison de leur localisation dans les tissus profonds, nous n’en savons encore très peu sur la biologie fondamentale de la dormance chez les parasites responsables du paludisme aviaire. Ce projet utilisera une combinaison d'approches moléculaires et expérimentales pour fournir l'une des études les plus complètes à ce jour de la biologie moléculaire des stades dormants de ces parasites et des mécanismes sous-jacents de leur réactivation leur permettant de retourner dans le sang.

Bénéfices attendus

Les stades dormants de Plasmodium représentent des défis cruciaux pour le contrôle et l'élimination des parasites du paludisme aviaire, lesquels sont responsables du déclin et de l'extinction de plusieurs oiseaux sauvages endémiques, ainsi que d'épidémies répétées dans les zoos du monde entier. Il est important de noter que la dormance a également été identifiée comme un obstacle majeur au contrôle de Plasmodium vivax, la deuxième cause la plus importante de paludisme humain dans le monde. Malgré cela, et malgré des décennies de recherche, les facteurs qui influencent la biologie, la persistance et l'activation des stades dormants sont encore mal compris. Plus important encore, peu d'observations ont été faites sur la triade hôte-pathogène-vecteur et son impact sur la dormance, ce qui est uniquement possible dans le cas du paludisme aviaire. Le projet aura un impact scientifique considérable, en étendant l'analyse comparative de la dormance au-delà des parasites du paludisme humain et simien et en générant des connaissances cruciales sur ce stade de la vie du parasite ouvrant la voie au développement de thérapies curatives à la fois en santé humaine et animale.

Procédures

Minimum 5 jours après leur réception les canaris subiront un prélèvement équivalent à une petite goutte de sang afin de les diagnostiquer pour le paludisme aviaire et exclure ce qui sont déjà infectés, car nous devons contrôler les infections. Selon les expériences, ils seront infectés par le parasite du paludisme aviaire soit de façon directe par injection intramusculaire ou dans la masse graisseuse du ventre, soit par exposition à des moustiques infectés au laboratoire, le moustique étant l’insecte qui transmet naturellement le parasite au cours d’une piqûre. Le suivi de la parasitémie est effectué par des prélèvements équivalent à une petite goutte de sang allant de 2 à 11 espacés d’un à dix jours selon les expériences et les paramètres de l’infection étudiés. Certains canaris infectés serviront de donneurs de sang parasité et seront soumis à un prélèvement plus important autorisé par la règlementation, afin d’infecter d’autres canaris. Pour tester les facteurs susceptibles de déclencher la réactivation des stades tissulaires du parasite et d’en caractériser les mécanismes, des lots de canaris infectés recevront un traitement antipaludéen ciblant spécifiquement les parasites circulant dans le sang. Ils seront ensuite soit exposés à des piqûres de moustiques, soit recevront des composés plasmatiques jouant un rôle dans la communication du parasite, isolés à partir de sang infecté. Enfin, un lot de canaris sera euthanasié pour prélever les organes où se « cachent » le parasite pour des analyses.

Impact sur les animaux

Dans de très rares cas, les infections par Plasmodium chez le canari peuvent, provoquer des anémies sévères, se manifestant par une léthargie, une prostration ou un plumage ébouriffé. La manipulation et la contention nécessaires lors des expérimentations peuvent induire un stress, susceptible d’affecter le bien être des oiseaux, bien que nous appliquions toutes les mesures pour le minimiser. Les injections, comparables à douleur due à une piqûre d’aiguille, peuvent provoquer une gêne passagère, tandis que les piqûres de moustiques peuvent entraîner des réactions inflammatoires locales.

Devenir

Les canaris infectés naturellement ou expérimentalement avec des souches locales du parasite seront replacés après autorisation des autorités compétentes. Les oiseaux qui seront infectés avec une lignée de parasite ne circulant pas en Europe seront systématiquement euthanasiés pour éviter le risque de sa propagation. Quelques oiseaux pourront être gardés plusieurs mois afin de maintenir cette lignée nécessaire à la poursuite de recherches. Cette mesure permet de limiter l'utilisation de nouveaux animaux. Un lot d’oiseaux sera euthanasié en fin de procédure pour prélever les organes afin d’y étudier les stades dormants du parasite.

Remplacement

Les parasites du paludisme aviaire sont des parasites intra-cellulaires. Si des cultures d’autres espèces de ce genre de parasite (notamment celui du paludisme humain), a donné de bons résultats, malheureusement aucun laboratoire n’a réussi à cultiver les parasites aviaires in vitro. A ce jour malheureusement il n’est pas possible de s’affranchir de l’expérimentation animale dans l’étude du paludisme aviaire afin de comprendre les interactions complexes du parasite avec l’organisme de son hôte.

Réduction

Dans chacune de nos manipulations, nous veillons à réduire au maximum le nombre de canaris utilisés, tout en préservant la puissance statistique de nos analyses. Afin de déterminer le nombre minimal d’oiseaux expérimentaux nécessaires pour obtenir des résultats statistiquement robustes, nous avons réalisé une analyse statistique basée sur des données similaires obtenus dans notre laboratoire. Lorsque cela est possible, par exemple pour la maintenance au laboratoire du parasite aviaire vivant et du moustique qui le transmet, nous sélectionnons des individus ayant déjà participé à d’autres procédures classées comme « légères », en respectant une période de repos minimal de deux semaines. De même, dans nos expériences, nous cherchons à infecter deux ou trois oiseaux expérimentaux à partir d’un seul oiseau donneur, limitant ainsi le nombre total d’oiseaux utilisés.

Raffinement

Les méthodes utilisées sont soigneusement conçues et raffinées afin de maximiser le bien être des canaris et de limiter leur stress. Lors des expositions aux moustiques, l'ensemble du corps à l'exception des pattes est protégé des piqûres. Pendant les expérimentations les cages des canaris sont recouvertes d’un tissu afin de réduire le stress lié à la présence des expérimentateurs et la capture des oiseaux voisins. Nous accordons une attention particulière à l’enrichissement des conditions de vie des oiseaux, notamment l’utilisation de baignoires pour l’entretien du plumage, l’apport de branches de millet à picorer, constituant une friandise et contribuant à lutter contre l’ennui, à réduire le stress et à améliorer le bien-être global des oiseaux.

Choix des espèces

Le choix du canari se justifie par : (1) le fait que le paludisme aviaire est bien toléré chez les canaris infectés, avec pour seul effet visible une anémie et une légère perte de poids au pic de l’infection. Il n'y a pas de signe de détresse évident, ni de modification du comportement mis en évidence pendant l’infection et la mortalité est très occasionnelle. (2) La facilité de la prise d'un repas sanguin par les moustiques sur les pattes des canaris. (3) La rapidité avec laquelle les infections expérimentales produisent des stades transmissibles aux moustiques au cours d'un repas sanguin. (4) La facilité de stabulation de cette espèce communément domestiquée. Les canaris (mâles et femelles) que nous utilisons ont environ 1-2 ans (les infections expérimentales fonctionnent bien à cet âge et les oiseaux en récupèrent facilement).

18 360 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré. Les interventions prévues vont du gavage quotidien pendant quatorze jours à l'irradiation aux rayons X suivie d'une greffe de moelle osseuse, en passant par l'inoculation intranasale du virus de la grippe, l'injection de cellules cancéreuses et jusqu'à vingt-quatre séances d'imagerie par animal. Les tumeurs pulmonaires ou sous-cutanées qui en résultent provoquent une perte de poids, une baisse d'activité et une gêne respiratoire croissante, et toute souris perdant plus de 20 % de son poids est mise à mort. L'objectif reste la connaissance fondamentale du rôle de séquences virales anciennes intégrées au génome, et le porteur présente l'effectif de 18 360 comme minimal au terme d'analyses de puissance dont aucun résultat n'apparaît.

Objectifs

L’objectif de ce projet est de mieux comprendre comment certaines molécules (rétroéléments endogènes, séquences génétiques issues d’anciens virus, intégrées naturellement dans notre génome lors d’infections passées, et généralement inactives) modulent les réponses immunitaires. Ces séquences peuvent être réactivées dans des cellules infectées ou cancéreuses et produire des signaux capables d’alerter le système immunitaire et d’activer les défenses naturelles du corps.L’ampleur avec laquelle ces signaux influencent le fonctionnement du système immunitaire et les mécanismes biologiques impliqués restent encore mal compris. Ce projet utilisera un modèle d’infection respiratoire par le virus de la grippe chez la souris. Ce modèle bien caractérisé permet d’étudier l’impact des rétroéléments endogènes sur le système immunitaire dans un contexte où les mécanismes immunitaires impliquées dans la défense contre les virus sont fortement activés. Ce projet poursuivra 3 objectifs principaux : 1. Définir si une infection respiratoire par le virus de la grippe favorise la réactivation des rétroéléments endogènes et étudier les mécanismes par lesquels le système immunitaire détecte cette réactivation. 2. Identifier et caractériser les populations de cellules immunitaires impliquées dans la reconnaissance des rétroéléments endogènes réactivés et dans les réponses immunitaires qui en découlent. 3. Évaluer dans quelle mesure les réponses immunitaires déclenchées par la détection de ces rétroéléments endogènes sont susceptibles d’influence la capacité de l’organisme à limiter l’apparition ou la progression du cancer. En intégrant des modèles d’infection, des approches génétiques et des modèles de cancer chez la souris, ce projet établira un cadre mécanistique reliant infection virale, activation des rétroéléments endogènes et protection immunitaire. Les résultats attendus permettront de faire progresser les connaissances fondamentales sur la manière dont le système immunitaire détecte des signaux de danger internes et sur la façon dont les réponses contre les virus peuvent influencer la protection contre le cancer. Ces découvertes pourraient contribuer au développement d’immunothérapies améliorées ou de stratégies vaccinales exploitant les voies de détection par le système immunitaire des rétroéléments endogènes afin de renforcer la protection contre les infections et le cancer.

Bénéfices attendus

Ce projet générera des connaissances fondamentales sur la manière dont certaines molécules (rétroéléments endogènes) façonnent la fonction immunitaire lors d’infections virales et dans le contexte du cancer. Les rétroéléments endogènes sont des séquences génétiques issues d’anciens virus, intégrées naturellement dans notre génome lors d’infections passées, et généralement inactives. Ces séquences peuvent toutefois être réactivées dans des cellules infectées ou cancéreuses. Comprendre comment ces éléments sont détectés par le système immunitaire et comment ils modulent les défenses naturelles du corps est essentiel pour mieux comprendre les mécanismes qui relient infection et réponse immunitaire contre les virus et contre les tumeurs. En identifiant les cellules et les mécanismes impliqués dans la détection des rétroéléments endogènes, ce projet permettra de mieux connaître comment le système immunitaire intègre des signaux de danger provenant à la fois de microbes pathogènes et du génome de l’organisme hôte. Il permettra également de déterminer si les réponses immunitaires induites lors de l’infection par un virus peuvent influencer la reconnaissance et le contrôle des cellules cancéreuses. Les bénéfices scientifiques attendus sont multiples : - identifier les mécanismes par lesquels la réactivation des rétroéléments endogènes conduit et contribue à l’activation du système immunitaire ; - améliorer les connaissances sur les cellules à l’origine des signaux immunitaires induits par les rétroéléments endogènes ; - mieux comprendre l’impact de la réactivation des rétroéléments endogènes lors d’une infection virale sur la surveillance immunitaire contre les tumeurs et le développement du cancer. Ce projet aura également des retombées biomédicales importantes en améliorant la compréhension du rôle des éléments étudiés dans plusieurs pathologies humaines, notamment les infections virales, les maladies inflammatoires et les cancers. Les connaissances acquises fourniront des bases scientifiques pour le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques ou vaccinales exploitant les mécanismes naturels de détection par le système immunitaire pour renforcer les réponses protectrices contre les virus ou pour le contrôle du cancer.

Procédures

- Administration orale par gavage d’un traitement : souris vigiles, quelques secondes, quotidienne pendant 14 jours maximum. - Injection intrapéritonéale (dans la cavité abdominale) d’un produit permettant d’étudier le renouvellement des cellules : souris vigiles, quelques secondes, jusqu’à 4 injections espacées de 24 heures. - Administration intranasale unique d’un virus respiratoire ou de bactérie : souris anesthésiées, quelques secondes. - Administration intranasale unique de molécules mimant une infection virale : souris anesthésiées, quelques secondes. - Injection intrapéritonéale d’un produit bloquant la migration des cellules immunitaires : souris vigiles, quelques secondes, quotidienne pendant 16 jours maximum. - Injection intrapéritonéale d’un produit permettant la déplétion spécifique d’une population de cellules immunitaires : souris vigiles, quelques secondes, jusqu’à 3 injections espacées de 24 heures. - Administration intranasale de ce même produit : souris anesthésiées, quelques secondes, jusqu’à 3 injections espacées de 24 heures. - Exposition à des rayons X : souris vigiles, jusqu’à 2 doses de rayons X espacées de 3-4 heures. - Injection intraveineuse unique de cellules de moelle osseuse : souris anesthésiées, quelques secondes. - Injection intraveineuse unique de cellules cancéreuses : souris anesthésiées, quelques secondes. - Injection intrapéritonéale unique d’anticorps: souris vigiles, quelques secondes. - Injection intranasale unique d’anticorps: souris anesthésiées, quelques secondes. - Injection intrapéritonéale d’anticorps: souris vigiles, quelques secondes, 2 fois par semaine pendant 4 semaines maximum. - Imagerie in vivo : souris anesthésiées, environ 15 min, au maximum 3 fois par semaines pour un nombre maximum de 24 sessions. - Injection sous-cutanée unique de cellules cancéreuses : souris vigiles, 1 min. - Injection intraveineuse unique de cellules immunitaires : souris anesthésiées, quelques secondes. - Prélèvement sanguin: souris vigiles, 1 min, fréquence variable (au maximum 2 fois par semaine pendant 3 semaines maximum ou une fois toutes les 2 semaines pendant 14 semaines maximum). - Injection sous-cutanée préopératoire d’un médicament anti-douleur : souris vigiles, quelques secondes. - Injection sous-cutanée d’un anesthésique local avant incision : souris anesthésiées, quelques secondes. - Prélèvement sanguin terminal par ponction cardiaque : souris anesthésiées.

Impact sur les animaux

Ce projet sera attentif aux 5 libertés individuelles de l’animal. Cependant, certaines procédures décrites dans ce projet peuvent induire divers effets indésirables, dont l’intensité et la durée dépendent de la nature de l’intervention. De manière générale, les effets les plus fréquemment observés sont une douleur et/ou un inconfort de courte durée (quelques secondes) liée à la manipulation et la contention et aux différentes administrations (gavage, injections), ainsi qu’aux prélèvements sanguins. L’administration par la voie nasale du virus de la grippe, du virus respiratoire syncytial ou de la bactérie Streptococcus pneumoniae ne provoque pas de douleur au moment du geste mais peut entraîner, dans les jours suivants, une infection pulmonaire transitoire chez l’animal. Celle-ci peut se manifester par un pelage ébouriffé, une posture voûtée, une diminution de l’appétit, une perte de poids, une baisse d’activité et, dans certains cas, une respiration plus difficile. Ces signes apparaissent généralement entre 2 et 7 jours après l’administration. Une récupération de l’animal est ensuite observée, avec une reprise progressive du poids et de l’activité. Plus rarement, une aggravation de l’état clinique peut être observée. L’administration de cellules cancéreuses, qu’elle soit réalisée sous la peau ou dans la circulation sanguine, conduira au développement de tumeurs au niveau du poumon ou sous la peau, respectivement. Le développement des tumeurs entraînera une altération progressive de l’état général, associée notamment à une perte de poids et une diminution de l’activité. Dans le cas de tumeurs pulmonaires, elles peuvent provoquer à terme une gêne respiratoire croissante. Dans le cas des tumeurs sous la peau, elles peuvent devenir visibles et palpables, entraîner une gêne locale liée à leur volume, une sensibilité de la zone concernée, et parfois une limitation des mouvements selon leur localisation. L’irradiation des souris suivie de la transplantation de moelle osseuse peut provoquer une faiblesse générale, une diminution de l’activité et une perte de poids pendant quelques jours après cette procédure. Une amélioration progressive de l’état des animaux est ensuite attendue.

Devenir

Toutes les procédures expérimentales nécessitent l’analyse des cellules immunitaires présentes dans différents organes, dont les poumons. La seule façon d’effectuer ces analyses est de mettre les animaux à mort à la fin de chaque expérience.

Remplacement

Les objectifs scientifiques de ce projet nécessitent l’étude du système immunitaire dans son environnement physiologique complet, incluant les interactions entre différents types de cellules, plusieurs organes et différents tissus dans le contexte d’une infection ou d’un cancer. À l’heure actuelle, ces interactions ne peuvent être intégralement reproduites ni in vitro ni in silico. Des méthodes substitutives seront néanmoins mises en œuvre chaque fois que possible. Des cultures cellulaires, des organoïdes et des approches fondées sur des simulations informatiques seront utilisés en complément afin d’explorer certains mécanismes moléculaires et de limiter le recours aux animaux. Toutefois, ces modèles ne permettront pas d’étudier de façon intégrée les interactions complexes entre plusieurs populations de cellules au sein de différents organes dans le contexte d’un organisme tout entier au cours d’une infection par virus ou d’un cancer. En l’état actuel des technologies disponibles, l’utilisation d’animaux vivants demeure donc indispensable pour atteindre les objectifs scientifiques décrits dans ce projet.

Réduction

Le nombre d’animaux a été soigneusement déterminé à partir d’analyses de puissance statistiques basées sur des jeux de données antérieures, afin de garantir l’utilisation du nombre minimal d’animaux nécessaire pour obtenir des résultats valides et fiables. Des groupes témoins seront partagés entre différentes procédures chaque fois que possible. Les lignées de souris génétiquement modifiées seront élevées de manière à limiter les surplus, et des animaux contrôles issus de la même portée seront utilisés afin d’optimiser les données recueillis pour chaque groupe. Toutes les expériences seront réalisées avec un nombre suffisant de réplicas biologiques pour tenir compte de la variabilité, tout en évitant toute répétition inutile.

Raffinement

Les procédures expérimentales nécessitant une anesthésie seront réalisées sous anesthésie générale appropriée dont la durée aura été optimisée pour faciliter une récupération rapide des animaux. Pour les manipulations répétées (prélèvements sanguins, injections), des méthodes peu invasives seront privilégiées et les sites d’injection ou de prélèvement seront alternés lorsque cela est possible, afin de limiter les irritations locales. Les animaux feront l’objet d’un suivi clinique régulier tout au long des procédures expérimentales avec une surveillance renforcée après infection ou injection de cellules cancéreuses. Leur état général, leur activité, leur comportement et leur poids seront suivis afin de repérer rapidement tout signe de souffrance ou d’altération de leur état de santé. La taille et l’aspect des tumeurs sous-cutanées feront également l’objet d’un suivi attentif. En cas de besoin, des mesures de raffinement supplémentaires seront systématiquement mises en œuvre afin d’optimiser le bien-être des animaux. Celles-ci incluront notamment la mise à disposition d’une litière douce, le renforcement de l’enrichissement du milieu, le maintien de conditions thermiques appropriées (avec apport de chaleur si nécessaire, en particulier pour les animaux fragilisés), ainsi que l’administration de supports nutritionnels adaptés (gel nutritif). Des points limites précis, spécifiques et précoces pour chaque protocole expérimental seront établis : tout animal présentant des signes de détresse ou de douleur persistante (léthargie, piloérection, perte de poids supérieure à 20%, difficultés respiratoires) sera mis à mort immédiatement selon les procédures appropriées.

Choix des espèces

La souris est un modèle particulièrement pertinent pour étudier les interactions entre infection virale, immunité et développement tumoral, en raison de son utilisation largement répandue dans les domaines de la virologie, de l’immunologie et de la cancérologie. Son système immunitaire, bien caractérisé, présente de nombreuses similitudes fonctionnelles avec celui de l’être humain. Des modèles murins d’infection par le virus de la grippe A et de tumeurs pulmonaires transplantables sont déjà bien établis, facilitant l’étude des interactions entre infection virale, immunité et développement tumoral. De plus, la disponibilité de nombreuses lignées de souris génétiquement modifiées permet d’explorer précisément le rôle de gènes ou d’éléments génomiques, comme les rétroéléments endogènes, dans la régulation immunitaire. Enfin, la petite taille des souris facilite également la constitution de cohortes expérimentales de taille appropriée tout en limitant l’impact sur le bien-être animal, comparativement à des espèces de plus grande taille. Les souris seront utilisées à l’âge adulte (6-12 semaines), car il correspond à une période où le système immunitaire est mature et pleinement fonctionnel. Ce choix permet d’obtenir des résultats plus reproductibles, en limitant les variations liées à la croissance, au développement ou à l’immaturité de certains systèmes biologiques observés chez les animaux plus jeunes. Ce stade est également le plus adapté pour étudier les interactions entre infection virale, activation des rétroéléments endogènes et développement tumoral, ainsi que leurs conséquences sur l’immunité dans des conditions proches d’un fonctionnement physiologique stable. Par ailleurs, les animaux adultes tolèrent généralement mieux les différentes interventions prévues au cours de ce projet, ce qui contribue à limiter les contraintes et à préserver leur bien-être. L’utilisation de souris adultes permet ainsi de répondre aux objectifs scientifiques du projet tout en assurant des conditions expérimentales appropriées et compatibles avec le respect de l’animal.

Jusqu'à cinq injections par semaine pendant huit semaines, une biopsie de la queue, puis 48 heures en cage métabolique où le porteur décrit inconfort, froid et isolement. 13 696 souris vont être utilisées ainsi, toutes tuées pour prélèvement de tissus, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Le résumé consacre une phrase à l'objectif, comprendre l'interaction entre deux protéines dans le développement d'une maladie bénigne de la prostate, et une phrase aux bénéfices attendus. Rien n'y rattache l'effectif de 13 696 souris, le porteur indiquant seulement avoir calculé ses stratégies d'accouplement d'après des expériences antérieures.

Objectifs

L’objectif du projet est de comprendre l’interaction entre deux protéines dans le développement d’une maladie bénigne de la prostate.

Bénéfices attendus

Le principal bénéfice attendu du projet est de participer à l’accumulation de connaissances sur le développement d’une maladie bénigne de la prostate tout en proposant de nouvelles approches thérapeutiques.

Procédures

Biopsie – 1 (1 seconde) ; Injection – jusqu’à 5 par semaine durant 8 semaines (quelques secondes) ; Cage métabolique – 1 (48h).

Impact sur les animaux

Biopsie de queue : Douleur légère et rapide (une seconde). Injection: Stress et douleur légère et rapide (quelques secondes). Cage métabolique : Inconfort, froid et isolement pendant 48h

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort pour permettre le prélèvement des tissus d'intérêt.

Remplacement

Selon le principe du Remplacement, des études préliminaires ont été menées sur des modèles cellulaires in vitro afin d’évaluer la pertinence et la durée des traitements choisis. Pour répondre à ces questions, l’utilisation de modèles de souris est indispensable car aucun système in vitro ne permet de reproduire le développement de cette maladie de la prostate, ni les interactions avec les différentes cellules immunitaires qui ont une grande dynamique au sein d’un même organe et dans le corps.

Réduction

Les stratégies d’accouplements ont été calculés selon des expériences antérieurs pour générer un nombre suffisant d’animaux pour réaliser au mieux les expériences. En outre, les croisements ont été optimisés pour produire les animaux d’intérêt. Le nombre de souris utilisé sera réduit au minimum tout en permettant une analyse statistique fiable des résultats.

Raffinement

Les animaux sont maintenus dans des groupes de plusieurs individus dans un environnement enrichi. Les souris seront sous surveillance quotidienne de la part de l’équipe professionnelle de zootechnie et lorsque cela est nécessaire une grille de score adaptée sera mise en place et rempli de manière hebdomadaire. Toutes les étapes du projet sont soumises à des points-limites de gravité variable qui conduisent à une décision immédiate ou différée, qui peut inclure, le renforcement de la surveillance des animaux, l'augmentation de l'enrichissement et/ou à la mise à mort. Les injections sont effectuées avec des aiguilles adaptées. Si une infection apparait sur la zone d’injections répétée, de la pommade antiseptique sera appliqué jusqu’à disparition des symptomes.

Choix des espèces

La souris permet l’étude d’animaux génétiquement modifiés particulièrement informatifs pour la compréhension des mécanismes physiopathologiques. Il existe en effet d’un modèle de souris ayant une maladie begnine de la prostate représentant fidèlement la pathologie humaine. De plus, les modèles animaux créent le lien indispensable entre les tests in vitro et les études cliniques. De nombreux outils d’analyse ont été développés et bien caractérisés dans cette espèce animale. Pour l’approche pharmacologique, il sera utilisé des animaux âgés de 3 mois, stade précoce du développement de la maladie begnine de la prostate et de 6 mois, âge où la pathologie est bien installée. Ceci permettra d’étudier le rôle de l’inhibition du récepteur étudié ou de l’un de ses ligands sur la pathogénèse ou en potentiel traitement.

Une partie des souris reçoit dans le cerveau des molécules destinées à y produire un stress oxydant, après une opération de vingt minutes sous anesthésie, puis passe jusqu'à deux heures sous les appareils d'imagerie. 472 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées à l'issue, du sang étant prélevé sous anesthésie juste avant. Il s'agit de mettre au point des molécules qui deviennent visibles en imagerie quand un stress oxydant est présent, et d'évaluer leur toxicité en prélevant les tissus après la mort. Le résumé ne nomme ni les molécules injectées, ni la région du cerveau visée, ni la nature de l'opération de vingt minutes, et ne dit pas combien de souris passent dans chacun des deux groupes.

Objectifs

Le stress oxydant correspond ? un d?s?quilibre dans l?organisme qui peut endommager les cellules et les tissus. Il joue un r?le important dans de nombreuses maladies fr?quentes comme les maladies cardiaques, certaines maladies c?r?brales ou encore les cancers. Aujourd?hui, il est difficile de d?tecter ce ph?nom?ne ? un stade pr?coce de ces maladies chez un ?tre vivant sans faire de pr?l?vements. Ce projet a pour objectif de d?velopper une nouvelle m?thode permettant de d?tecter ce stress oxydant de mani?re non invasive, c?est-?-dire sans avoir besoin d?effectuer un pr?l?vement ou une biopsie. Pour cela, nous utilisons des mol?cules sp?cialement con?ues pour devenir visibles en imagerie uniquement lorsqu?un stress oxydant est pr?sent. L??tude men?e chez la souris vise ? v?rifier si ces nouvelles mol?cules permettent de localiser et de mesurer ce ph?nom?ne dans le cerveau. Elle permettra ?galement d??valuer leur s?curit? d?utilisation. ? terme, ces travaux pourraient contribuer ? am?liorer le diagnostic pr?coce de certaines maladies et ? faciliter le d?veloppement de nouveaux traitements.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif de d?velopper de nouvelles mol?cules permettant de d?tecter le stress oxydant de mani?re non invasive, c?est-?-dire sans avoir besoin d?effectuer un pr?l?vement ou une biopsie. A court terme cette m?thode pourrait permettre de suivre un m?me individu dans le temps sans avoir recours ? des analyses n?cessitant de multiples pr?l?vements, ainsi qu?une m?thode plus fiable d??valuation du stress oxydant. Cela pourrait contribuer ? r?duire le nombre d?animaux utilis?s en recherche. ? plus long terme, cette approche pourrait am?liorer la compr?hension de nombreuses maladies fr?quentes, notamment celles qui touchent le cerveau, les maladies cardiovasculaires ou encore certains cancers. Elle pourrait aussi contribuer au d?veloppement de nouveaux traitements en permettant de mieux ?valuer leur efficacit?.

Procédures

Un groupe d'animaux subira seulement une injection de moins de 2 minutes. L'autre groupe sera soumis ? une proc?dure chirurgicale sous anesth?sie et analg?sie d'une dur?e de 20 minutes puis ? une injection et ? diff?rents examens d'imagerie non invasifs sous anesth?sie qui dureront au maximum deux heures. Pour l'ensemble des animaux, du sang sera pr?lev? sous anesth?sie g?n?rale et analg?sie (moins d'une minute) avant la mise ? mort.

Impact sur les animaux

L?injection dans le cerveau de mol?cules g?n?rant un stress oxydant cause un stress et une douleur l?g?re de courte dur?e. L?injection des mol?cules d?imagerie et l?administration d?analg?siques peuvent provoquer un stress et une douleur l?g?re de courte dur?e.

Devenir

L?ensemble des souris seront mises ? mort afin de pr?lever certains tissus pour des analyses permettant d??valuer l??ventuelle toxicit? des mol?cules utilis?es pour l?imagerie, ainsi que la r?partition de ces mol?cules dans diff?rents organes et tissus (en plus du cerveau).

Remplacement

Des ?tudes ont d?abord ?t? r?alis?es en laboratoire sur des cellules afin de v?rifier que les mol?cules utilis?es ne sont pas toxiques et pour s?lectionner les plus prometteuses. Cependant, ces mod?les ne permettent pas de reproduire le fonctionnement complet d?un organisme vivant. Ils ne permettent pas non plus de savoir comment ces mol?cules se distribuent dans le corps ni d??valuer leur comportement dans le cerveau. M?me si leur capacit? ? d?tecter le stress oxydant a d?j? ?t? d?montr?e sur des cellules, il est n?cessaire de confirmer ces r?sultats dans un organisme vivant, o? ce ph?nom?ne peut ?tre reproduit de mani?re contr?l?e. ? l?heure actuelle, il n?existe pas de m?thode alternative permettant de r?pondre ? ces questions sans avoir recours ? l?animal.

Réduction

Les effectifs ont ?t? ramen?s au minimum permettant toutefois d?avoir un effet statistique significatif. Nous avons utilis? un outil informatique pour calculer le nombre minimum d'animaux n?cessaire en utilisant les donn?es pr?liminaires.

Raffinement

Toutes les mesures sont mises en place pour limiter au maximum la douleur, le stress et l?inconfort des animaux. Les animaux re?oivent syst?matiquement des m?dicaments contre la douleur avant, pendant et apr?s les interventions. Les proc?dures chirurgicales et d?imagerie sont r?alis?es sous anesth?sie g?n?rale afin qu?ils ne ressentent pas de douleur ou de stress, et une anesth?sie locale est ?galement mise en place avant la chirurgie. Apr?s les interventions, les animaux sont surveill?s r?guli?rement jusqu?? leur r?veil, puis tout au long de l??tude afin de d?tecter rapidement tout signe de souffrance. Une grille de score est mise en place et des points limites adapt?s aux interventions ont ?t? d?finis afin de prendre en charge de mani?re pr?coce et adapt?e la douleur qui pourrait ?tre ressentie par les animaux inclus dans l??tude. En cas d?atteinte de points limites, une administration d?analg?sique sera mise en ?uvre. Enfin, des crit?res d?arr?t de souffrance ont ?galement ?t? d?termin?s et aboutiront ? la mise ? mort des animaux.

Choix des espèces

La souris est l'animal classiquement d?crit dans litt?rature pour ce type d?exp?rimentation. Dans ce projet, son utilisation est notamment li?e au fait que les ?quipements disponibles sont sp?cialement con?us pour des animaux de petite taille comme la souris ou le rat, et ne permettent pas d??tudier des esp?ces plus grandes. Une lign?e de souris ? pelage clair est utilis?e afin de faciliter les injections, qui sont ainsi plus facilement r?alis?es et moins stressantes pour les animaux. Enfin, des souris adultes pesant de 17 ? 22 g sont utilis?es car leur taille est adapt?e aux appareils d?imagerie employ?s, permettant de r?aliser les examens dans des conditions ad hoc.