Système nerveux

Deux injections dans le cerveau, une heure d'opération chacune, puis une chirurgie terminale deux mois plus tard : 64 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour analyse du cerveau. Seize d'entre elles subissent en plus trois prélèvements sanguins alors qu'elles sont éveillées. Le projet teste un vecteur viral censé apporter une copie fonctionnelle d'un gène défectueux, première étape déclarée vers une thérapie génique de certaines formes d'autisme. Toute souris dépassant un score de 15 sur la grille de surveillance est tuée, ce que le porteur présente comme la garantie qu'aucun animal ne subira de "souffrance prolongée".

Objectifs

Certaines maladies du spectre autistique sont des troubles graves qui affectent le développement et le fonctionnement du cerveau. Ces troubles comprennent des problèmes sociaux, des comportements répétitifs et des crises d'épilepsie, qui apparaissent dès l'enfance et affectent grandement la qualité de vie des individus et de leur famille. Aujourd’hui, les traitements ne font que réduire ces symptômes, mais ne réparent pas la cause du problème. Ce projet cherche une nouvelle solution appelée thérapie génique. L’idée est d’ajouter une “bonne copie” d’un gène défectueux pour aider le cerveau à mieux fonctionner. L’étude a trois objectifs : 1.Vérifier que le traitement atteint les bonnes cellules : Nous allons observer quelles cellules du cerveau peuvent recevoir cette nouvelle copie du gène. 2.Tester si le gène fonctionne bien : Nous vérifierons si les neurones traités produisent correctement la protéine dont ils ont besoin. 3.S’assurer que le traitement est sûr : Nous nous assurerons qu’il n’y a pas d’effets secondaires graves ou de dommages au cerveau, pour qu’un jour ce traitement puisse être utilisé chez l’homme. Ce projet pourrait constituer une étape majeure vers un traitement innovant et personnalisé pour les personnes atteintes de ces troubles.

Bénéfices attendus

1. Un nouveau traitement pour l’autisme : ce projet cherche une nouvelle façon de soigner certaines formes d’autisme causées par un problème dans un gène. Il vise à réparer ce dysfonctionnement dans le cerveau pour aider les neurones à mieux fonctionner. Ce traitement pourrait aussi servir pour d’autres maladies du cerveau. 2. Mieux comprendre l’autisme : en étudiant comment un gène défectueux affecte le cerveau, les chercheurs pourront mieux comprendre pourquoi certaines personnes développent de l’autisme ou de l’épilepsie. Ces découvertes aideront à améliorer les traitements et à mieux soigner d’autres troubles du développement cérébral. 3. Un pas vers un véritable remède : si les résultats sont positifs, ce projet pourrait mener à des tests sur l’homme et, à terme, à des traitements personnalisés. En résumé, cette recherche pourrait changer la vie des personnes atteintes d’autisme d’origine génétique et ouvrir la voie à de nouveaux traitements pour d’autres maladies du cerveau.

Procédures

Toutes les souris recevront deux injections intracérébrales (l'opération dure une heure), et après deux mois, pour le prélèvement du cerveau, une chirurgie terminale sous anesthésie sera réalisée. Une partie des souris, (16 animaux au total), feront l'objet d'une procédure de prélèvement sanguin (avec les animaux éveillés, cette manœuvre dure 30 secondes par animal), trois fois pendant la durée du projet.

Impact sur les animaux

Douleur et inconfort après l'opération. Les animaux peuvent ressentir une légère douleur au niveau de la tête ou de la mâchoire pendant environ 12 heures après l'opération. Stress associé à la manipulation, risque d'infection. Réactions locales à la plaie. La petite plaie à la tête pourrait s'infecter ou s'enflammer. Risque pour les connexions neuronales. Il existe un très faible risque que l'injection perturbe d'importantes connexions cérébrales, ce qui pourrait affecter certains mouvements.

Devenir

Dans cette étude, tous les animaux seront euthanasiés avec un chirugie terminale sous anesthésie à la fin de la procédure. Cette étape est nécessaire pour permettre l’analyse approfondie de leurs organes, notamment du cerveau, afin de mieux comprendre les mécanismes biologiques étudiés. Ces analyses, réalisées selon des techniques histologiques précises, sont indispensables pour obtenir des résultats fiables et avancés, contribuant ainsi à la recherche scientifique et médicale. Cette approche garantit également que les animaux ne subissent aucune souffrance prolongée, en accord avec les principes de bien-être animal et les réglementations en place.

Remplacement

Malgré les efforts continus pour développer des modèles alternatifs, l'utilisation de souris reste indispensable dans les études sur les maladies neurologiques, en raison de la complexité des processus biologiques impliqués et de la nécessité d'examiner ces mécanismes au sein d'un organisme vivant. Bien que les cultures de cellules souches neurales et les organoïdes cérébraux fournissent des informations précieuses sur les réseaux neuronaux, ils ne reproduisent pas entièrement le microenvironnement cérébral complexe, en particulier les interactions cruciales entre les différents types de cellules. Ces interactions sont essentielles pour comprendre les altérations des réseaux neuronaux dans des conditions telles que l'épilepsie ou certains comportements associés aux troubles du spectre autistique. Les progrès de la modélisation informatique permettent des simulations utiles de certains aspects des réseaux neuronaux, mais ces modèles sont limités par des données restreintes et la complexité des mécanismes neuronaux. Les souris, bien qu'elles ne reproduisent que partiellement les comportements et les altérations des réseaux humains, sont particulièrement utiles dans leurs versions génétiquement modifiées pour des gènes spécifiques. Ces modèles constituent une base précieuse pour l'étude du rôle de certaines protéines, permettant aux chercheurs de tester comment moduler ou restaurer l'expression des gènes dans le cadre de pathologies telles que l'épilepsie ou l'autisme, et ainsi de mieux comprendre des mécanismes similaires chez l'homme et de développer des traitements potentiellement plus efficaces. Dans le cadre de ce projet, nous évaluerons d'abord chaque vecteur viral en culture cellulaire pour nous assurer qu'il exprime correctement les protéines. Seuls les vecteurs qui passent ce contrôle de qualité en culture seront ensuite utilisés sur des animaux vivants, ce qui réduira la nécessité d'utiliser des modèles animaux uniquement lors des étapes cruciales de validation.

Réduction

Nous avons analysé les données antérieures de notre laboratoire et examiné la littérature existante afin de déterminer le nombre minimum d'échantillons nécessaires pour obtenir des résultats statistiquement fiables. Étant donné que nous incluons des animaux mâles et femelles et que nous comparons trois conditions différentes en utilisant des techniques d'histologie, nous avons soigneusement calculé la taille de l'échantillon nécessaire. Plutôt que de commencer avec un nombre fixe, par exemple 10 par groupe, nous optimisons le nombre d'animaux sur la base de notre expérience antérieure et des études publiées. Cette approche nous permet d'utiliser le moins d'animaux possible tout en maintenant la validité scientifique de nos résultats.

Raffinement

Tout au long du projet, toutes les mesures nécessaires seront mises en œuvre pour éviter tout impact négatif sur le bien-être des animaux. L'expérience respectera les impératifs éthiques, en intégrant des méthodes d'hébergement appropriées, l'enrichissement de l'environnement et la prévention de toute douleur, inconfort, stress ou détresse des animaux. Ils sont placés dans des avec une maison en carton, de la laine de coton et une roue d'exercice, afin de répondre à leurs besoins physiologiques et comportementaux. Les animaux seront surveillés quotidiennement et leur poids sera vérifié une fois par semaine. Des anesthésiques et des analgésiques seront utilisés pendant les procédures pour réduire la douleur. Après les procédures, de la nourriture gélifiée et de l'eau seront placées sur le sol pour faciliter l'alimentation. Enfin, des points limites précis ont été établis pour suivre de près les effets des interventions. Les animaux présentant l'un des points limites ou un score supérieur à 15 dans ce tableau seront systématiquement euthanasiés.

Choix des espèces

L’objectif principal de ce projet est de développer un nouveau traitement. Avant d’y parvenir, nous devons d’abord tester la sécurité et l’efficacité de notre vecteur viral chez des souris. Nous utilisons de jeunes souris adultes âgées de 2 à 3 mois, car elles offrent plusieurs avantages. À cet âge, leur cerveau est complètement formé et elles sont en bonne santé, ce qui garantit des résultats fiables. Leur crâne est également suffisamment stable pour permettre des injections précises dans les régions spécifiques du cerveau. Cela nous aide à analyser où le vecteur se distribue et quels neurones il cible, ce qui est crucial pour améliorer la précision et la validité des résultats. Ce travail est une étape essentielle pour développer des solutions thérapeutiques innovantes pour des maladies complexes.

Deux séjours de quarante-huit heures seule en cage d'enregistrement pour 292 souris, une chirurgie d'injection intracérébrale de trente minutes pour 242 d'entre elles, puis une chirurgie terminale sous anesthésie pour prélever le cerveau : 350 souris au total vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le projet cherche à relier un gène de l'hypothalamus antérieur au sommeil et à la thermorégulation, en s'appuyant sur les troubles du sommeil observés chez les personnes diabétiques. Les atteintes annoncées restent vagues, avec des "perturbations du rythme de sommeil" envisagées et une sensibilité après chirurgie dont les animaux "récupèrent habituellement en quelques heures". Le régime riche en graisses qui rend ces souris obèses et diabétiques figure dans la liste des effets néfastes, sans apparaître parmi les procédures décrites.

Objectifs

Les variations de glycémie liées à un diabète mal contrôlé sont fréquemment associées à des troubles du sommeil (sommeil fragmenté, cauchemars, apnées du sommeil, fatigue diurne) et à des défauts de thermorégulation (sueurs, hypothermie). L’hypothalamus antérieur contrôle plusieurs fonctions telles que le sommeil et la thermorégulation. Nous avons observé qu’un gène connu pour contrôler la synthèse de l’insuline en réponse au glucose dans le pancréas est également présent dans l’hypothalamus antérieur. Ce projet expérimental a pour but : (1) de caractériser anatomiquement et fonctionnellement les neurones exprimant ce gène dans l’hypothalamus ; (2) d’étudier le rôle de ce gène dans l’hypothalamus antérieur et sa régulation par le glucose; (3) d’établir dans quelle mesure la régulation de ce gène pourrait être responsable des troubles du sommeil et de la thermorégulation.

Bénéfices attendus

L’ensemble de ce travail apportera une meilleure connaissance des réseaux neuronaux contrôlant le sommeil et la thermorégulation ainsi qu’un éclairage moléculaire nouveau sur le lien entre le diabète et certaines de ses comorbidités dans le système nerveux central. Ces connaissances fondamentales sont susceptibles d'ouvrir des pistes thérapeutiques nouvelles pour le traitement des troubles du sommeil associés au diabète, en ciblant par exemple les modifications post-traductionnelles de ce facteur de transcription.

Procédures

enregistrement de l'activite veille/sommeil en cage individuelle ( 2x 48h, n=292 souris ) procédure chirurgicale injection intracerebrale ( n= 242 animaux , durée de l'intervention : 30 minutes + 1h de reveil) chirurgie terminale sous anesthésie sans réveil en vue du prélèvement du cerveau (n=242 animaux durée analgesie 30 minutes avant +15 minutes)

Impact sur les animaux

En l’absence de stimulation, aucun phénotype dommageable n’a été rapporté les lignées murines utilisées dans ce projet. L’effet de la stimulation de ces quelques neurones de l'hypothalamus antérieur est transitoire (1h) et son effet sur les animaux sera suivi en continu. Des perturbations du rythme de sommeil sont envisagées. Les chirurgies sont susceptibles d’entrainer une sensibilité post chirurgie. Les animaux récupèrent habituellement en quelques heures. Le sommeil des animaux est enregistré en en cages individuelles. Le régime alimentaire riche en graisse induit une obésité et un diabète.

Devenir

les animaux sont mis a mort pour permettre l'analyse post-mortem de leur cerveau (expression de gènes et de protéines d'interêt)

Remplacement

Il n’est pas possible d’étudier une fonction physiologique complexe comme la régulation du sommeil hors d’un organisme vivant.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé est optimisé pour permettre de mettre en évidence le résultat de façon statistiquement significative (puissance du test 80% risque alpha 5%) tout en minimisant le nombre d’animaux requis . La taille des groupes est donc calculée dans chacune des procédures en fonction des effets attendus. Dans le cas de l'étude anatomique, uniquement descriptive, le nombre retenu (n=10) est celui généralement mentionné dans les publication anatomiques comparables. La séquence expérimentale est optimisée (ex : étude anatomique suivant les test de sommeil) de façon a minimiser le nombre d’animaux nécessaires à l’étude.

Raffinement

Les modèles conditionnels dans lesquels les modifications génétiques sont restreintes à quelques neurones de l’hypothalamus antérieur permettront d’éviter des phénotypes plus dommageables. Pour les enregistrements (48h), les animaux sont placés avec les memes elements d'enrichissement en cages individuelles où ils gardent un contact visuel entre eux. Les approches non invasives sont systématiquement privilégiées. L’administration par voie orale se fera, après habituation, en proposant le principe actif dans un petit volume de gélatine aromatisé aux fruits rouges. Lorsqu’une expérimentation nécessite une intervention chirurgicale, en plus de l’anesthésie générale, des anesthésiques locaux et des analgésiques seront systématiquement administrés en péri-opératoire.

Choix des espèces

L’existence et la disponibilité de souris génétiquement modifiées qui n’existent dans aucune autre espèce de vertébrés homéothermes (dont la température est régulée) nous permet d’entreprendre l’étude des mécanismes physiologiques complexes du système nerveux central tels que l'alternance veille /sommeil avec une approche causale du rôle d’un gène pour une fonction étudiée. Le rythme de sommeil, initialement très irrégulier avant le sevrage, mature progressivement. Le rythme de sommeil est considéré comme de type adulte 5 à 6 semaines après la naissance. De même, la thermorégulation, absente chez les souriceaux nouveaux-nés, se met en place progressivement. Nous enregistrerons donc le sommeil lorsqu’il est stable, sur des souris adultes, mais pas âgées, entre 2 et 6 mois.

Une pompe diffusant un agent hypertenseur est implantée sous la peau et des constricteurs sont posés pour réduire le flux sanguin cérébral. 45 souris vont être utilisées de cette façon dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, avec des examens IRM sous anesthésie répétés toutes les deux semaines pendant trois mois, puis une ponction de liquide céphalorachidien avant leur mise à mort. Parmi les complications possibles, le porteur énumère des accidents vasculaires cérébraux, des infarctus, un globe oculaire percé, une hémorragie non contrôlée et des lésions du cerveau ou de la moelle épinière. Il rappelle par ailleurs que l'IRM "ne génère aucun signe de souffrance visible".

Objectifs

La maladie des petits vaisseaux (SVD en anglais) est particulièrement fréquente chez les personnes âgées, même sans accident vasculaire cérébral ni démence, et peut représenter les stades précoces de ces affections. L’objectif du projet est de mettre au point un protocole d’imagerie non-invasive, par Imagerie par Résonance Magnétique, similaire à celui appliqué chez l’homme pour détecter les anomalies cérébrales induites par la SVD chez le petit animal, et ainsi pouvoir évaluer l’efficacité de traitements.

Bénéfices attendus

La prévalence des maladies neurodégenératives présentant des démences vasculaires augmente constamment avec le vieillissement de la population. L’utilisation de modèles murins pathologiques permet de valider le protocole IRM similaire à celui appliqué chez l’homme pour détecter les anomalies cérébrales. Ce projet permettra d’évaluer la sensibilité de détection de ces anomalies pour tester ensuite des traitements innovants contre les troubles neurologiques associés à la SVD.

Procédures

Pour créer une hypertension, une pompe diffusant un agent hypertenseur sera posé en sous-cutané des souris (durée 10 min). Pour créer une hypoperfusion cérébrale, les animaux auront une implan-tation de constricteurs sous anesthésie générale gazeuse (durée 10 min). Trois semaines après, tous les animaux subiront des examens IRM sous anesthésie générale. Ces examens seront répétés 2 semaines plus tard, jusqu’à 3 mois d’observation. Après le dernier examen IRM, un traceur fluorescent sera injecté dans la circulation sanguine (geste réalisé en 1 min), puis du liquide céphalo rachidien sera prélevé (5 minutes) avant leur euthanasie. Toutes les actes seront effectués sous anesthésie générale.

Impact sur les animaux

L'hypertension artérielle générée et la baisse de flux sanguin (hypoperfusion ) sont des pathologies asymptomatiques. Les complications aigues seront des accidents cérébro-vasculaires (l'animal montre des changements de mobilité, souvent un déplacement en cercle) ou des infarctus cardiaques (animal reste prostré peu vigile). Les injections peuvent entrainer les événements suivants: globe oculaire percé, hémorragie importante non contrôlée. Le prélèvement du liquide céphalorachidien peut provoquer des saignements au niveau du site de ponction, en particulier si les vaisseaux sanguins sont endommagés pendant l'intervention. Un prélèvement excessif peut perturber l'équilibre du liquide, pouvant affecter la fonction cérébrale ou induire une pression intracrânienne anormale. Le prélèvement peut potentiellement provoquer des dommages aux structures cérébrales sous-jacentes ou à la moelle épinière, pouvant entraîner des troubles neurologiques transitoires.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés en fin de procédure, pour vérifier que les anomalies détectées par IRM sont réellement présentes sur les coupes histologiques.

Remplacement

Ce projet sera réalisé en utilisant des modèles murins qui reproduisent des lésions neurologiques du cerveau décrites dans les maladies neurovasculaires, ainsi que des signes cliniques associés à ces maladies. Il est nécessaire de visualiser par imagerie non-invasive les altérations du cerveau de l’animal vivant, afin de limiter les analyses post-mortem qui nécessitent l’emploi de nombreux animaux. Le recours à un être vivant, mammifère, présentant des caractéristiques partagées avec l'homme est donc nécessaire et les rongeurs représentent un modèle de choix pour réaliser des modèles pathologioques.

Réduction

Il y aura 2 groupes de souris : hypertendues ou avec une perfusion sanguine cérébrale diminuée. Nous pensons que les anomalies crérébrales induites vont être détectées facilement sur les images IRM. L’avantage de l’IRM est son caractère non-invasif, permettant de suivre les animaux de façon longitudinale. Ainsi, chaque animal est son propre contrôle, ce qui réduit le nombre d’animaux à utiliser. Ceci devrait permettre d’avoir un nombre suffisant par groupe pour déterminer la sensibilité de détection des différentes anomalies par IRM et obtenir des résultats statistiques.

Raffinement

Les animaux seront élevés en groupe dans des cages avec libre accès à l’eau et à la nourriture. De l’enrichissement sera placé dans la cage : maisonnette, coton, batônnets de bois à ronger. Tous les actes sur les animaux seront réalisés sous anesthésie générale gazeuse. Les animaux sont surveillés par la visite quotidienne du zootechnicien. En cas de problème de santé des animaux, l'expérimentateur est immédiatement alerté. L’administration de l’hypertenseur sera réalisée grâce à l’implantation de pompes en sous-cutané, permettant de limiter au maximum les injections répétées. L'utilisation d'anesthésies gazeuse, la présence d'un tapis chauffant permettant de maintenir la température interne des animaux, et un ballonnet pour le contrôle de la respiration lors des examens IRM permettent d'assurer un réveil rapide des animaux et donc de pratiquer plusieurs anesthésies par animal. De plus, une réhydratation des animaux après les sessions d’imagerie sera réalisée. Du gel ophtalmologique sera appliqué à chaque anesthésie pour compenser la sécheresse oculaire. Il est à rappeler que l’expérience d’IRM en elle-même ne génère aucun signe de souffrance visible et est classée légère en degré de gravité. Une grille de scorage a été établie pour permettre de suivre l’état des animaux tant au niveau de l’apparence physique, du comportement, du poids de corps et de signes cliniques généraux.

Choix des espèces

La souris est est un modèle de mammifère à sang chaud dont l'organisation structurale du réseau vasculaire à de forte ressemblance avec celui décrit chez l'homme. Les modèles d'hypertension artérielle et de modification de flux sanguin cérébral ont été développés et validés pour cet espèce. Nous utiliserons des souris adultes (10 semaines minimum) c'est à dire, lorsque la maturation du réseau vasculaire cérébral est atteinte.

Vérifier que des molécules injectées dans le sang atteignent bien le cerveau : c'est le seul objet de ce projet, pour lequel 20 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une injection intraveineuse alors qu'elle est éveillée, maintenue à la main quinze à trente secondes, avec un risque de lésion et d'hématome au point d'injection. Trente à cent vingt minutes plus tard, elles sont anesthésiées puis tuées pour que leur cerveau soit analysé. Le porteur indique que la complexité d'un "organisme entier" ne se reproduit pas in vitro, après avoir pourtant sélectionné ces molécules sur des cultures de neurones.

Objectifs

La maladie de Huntington (MH) est une maladie génétique neurodégénérative. Les principales manifestations cliniques de cette maladie sont les mouvements choréiques, un déficit cognitif et des troubles psychiatriques. La neuropathologie de la MH affecte préférentiellement une région du cerveau impliqué dans le contrôle des mouvements volontaires. Il n’existe aucun traitement curatif de la MH si bien que la maladie progresse inexorablement vers la mort. Nous nous intéressons aux mécanismes moléculaires et cellulaires impliqués à la fois dans les symptômes moteurs et psychiatriques afin de proposer des cibles thérapeutiques que nous testons chez la souris. Nous avons plusieurs cibles thérapeutiques associées à des stratégies thérapeutiques que nous avons déjà étudiées dans un précédent projet et qui montrent des effets bénéfiques sur le comportement cognitif et moteur. L'objectif du projet proposé ici est de confirmer le passage des molécules thérapeutiques dans le cerveau suite à une administration intra-veineuse.

Bénéfices attendus

Les résultats générés par cette étude permettront de compléter et de publier une étude prometteuse sur de nouvelles cibles thérapeutiques dans la maladie de Huntington (MH). La stratégie adoptée au cours de ce projet est un point de départ important dans l’optique d’une thérapie efficace et durable chez les patients atteints de la MH qui concerne 18 000 cas répertoriés en France.

Procédures

Au cours du projet, les animaux seront soumis à une injection unique en intra-veineuse sur animal vigile, immobilisé par contention manuelle (15-30 secondes maximum). Après un temps de maintien compris entre 30 et 120 minutes, une anesthésie est effectuée suivi d’une euthanasie par une méthode réglementaire.

Impact sur les animaux

L’administration intraveineuse pourra entrainer un stress lors de la contention nécessaire à l’administration ainsi qu’une douleur de courte durée au site d’injection. Une lésion au site d’injection est possible ainsi que la formation d’un hématome. En fin de période de maintien (30 à 120 minutes après l’injection des molécules), les animaux seront anesthésiés puis euthanasiés. L’anesthésie peut induire un stress thermique et dans de rare cas une détresse respiratoire.

Devenir

Les souris utilisées dans cette procédure seront toutes euthanasiées à la fin de la période de maintien prévue, en vue des analyses biochimiques nécessaires pour répondre à la question scientifique.

Remplacement

Un organisme vivant est nécessaire pour étudier le passage de la barrière hémato-encéphalique (BHE) par nos petites molécules. Il n’est pas possible de recréer in vitro la complexité d’un organisme entier avec tous les acteurs cellulaires rentrant en jeu. Les molécules testées ont été au préalable sélectionné pour leurs effets bénéfiques sur des cultures primaires de neurones modélisant la pathologie cellulaire de la Maladie de Huntington. Ces tests concernaient la régulation des gènes et aussi la formation d’agrégats et la survie neuronale

Réduction

Le projet impliquera 20 animaux au maximum. Ce projet sera réalisé uniquement sur des souris commerciales de façon à réduire le nombre d’animaux utilisés au cours de ce projet. Les résultats observés chez les souris disposant d’une barrière hémato-encéphalique intègre et fonctionnelle devrait permettre de démontrer le passage de nos petites molécules de la circulation sanguine jusqu’au cerveau. Nous limitons également au maximum le nombre d’animaux par groupe avec seulement 2 animaux/groupe soit 10 animaux par expérience. Nous incluons toutefois la possibilité de réaliser une seconde expérience pour pallier aux éventuels problèmes méthodologiques et/ou pour confirmer les résultats obtenus soit un total maximal de 20 animaux pour l’ensemble du projet. Les molécules seront quantifiées dans les cerveaux des souris contrôles et traitées. Il s’agira de détecter ou non la présence de ces molécules (pas de test statistique).

Raffinement

Dans la réalisation de ce projet, l’ensemble des procédures a été mise au point afin de permettre une interprétation fiable dans le respect du bien-être animal, en limitant la douleur et le stress tout en permettant d’atteindre les objectifs scientifiques. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation, les animaux disposent de nourriture et d’eau ad libitum. Le milieu est enrichi à l’aide de coton de nidification. Nous nous efforçons à chaque instant de raffiner nos procédures afin de garantir le bien-être des animaux en cours de procédure grâce à une surveillance attentive (point limite) et des soins adaptés (anesthésie local/générale, analgésie). Les animaux seront habitués à être manipulés afin de limite le stress lors de l’administration intra-veineuse du composé. L’injection sera effectuée après anesthésie locale par un personnel très expérimenté et ne devrait pas prendre plus de quelques instants. Les animaux seront étroitement surveillés durant les minutes suivants l’injection.

Choix des espèces

Justification de l’espèce : Le projet sera mené sur un modèle de rongeur mus musculus reconnu comme modèle animal idéal pour la translation vers les thérapies. La structure de la barrière hémato-encéphalique, les régions cérébrales, les types de neurones et les circuits neuronaux sont largement conservés entre le rongeur et l'être humain. Justification des stades de développement : Les animaux seront utilisés à l’âge de 10 semaines, après une période d’acclimatation d’une semaine minimum. Cet âge permet d’avoir une barrière hémato-encéphalique parfaitement intègre et fonctionnelle de manière à optimiser nos résultats.

Toutes mises à mort sous anesthésie pour que leurs organes soient prélevés, 65 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune est mise à jeun six heures, reçoit une injection d'analgésique puis d'anesthésique, subit une laparotomie, une ligature de l'œsophage, un cathétérisme du canal biliaire et un prélèvement sanguin intracardiaque. L'objet du projet est de mesurer les sécrétions digestives de souris privées du récepteur des lipides dans les papilles gustatives, pour préciser le rôle de la langue dans le goût du gras. Le porteur affirme qu'aucun modèle cellulaire ne peut se substituer à l'animal vivant, décrit sa lignée comme "indispensable", et annonce une étude pilote sur cinq mâles reproducteurs pour vérifier que la chirurgie est faisable à quatre mois.

Objectifs

Il a été rapporté que le goût du gras représente une sixième modalité gustative aux côtés du sucré, du salé, de l'amer, de l'acide et de l'umami. C’est plus précisément les récepteurs gustatifs, exprimés par les cellules des bourgeons du goût (de type 1, 2, et 3) qui permettent la détection des saveurs. Les récepteurs de lipides exprimés dans les papilles gustatives sont responsables non seulement de la perception lipidique mais également du renforcement de la préférence alimentaire pour les repas riches en gras. Le signal gustatif est transmis au cerveau par les nerfs gustatifs, conduisant à une augmentation des sécrétions digestives préparant le corps à l'arrivée des aliments. On parle alors de l’axe langue – cerveau – intestin. Les études réalisées chez les souris n’exprimant pas le récepteur principal des lipides ont démontré qu’elles perdent la perception du goût du gras, due à une altération de l’axe langue – cerveau – intestin, avec notamment une diminution des sécrétions digestives déclenchées lors d’une application linguale de lipides. Comme ce récepteur est exprimé dans plusieurs tissus et organes, il a été difficile de déterminer chez ces souris, le rôle oral dans les effets observés. Ainsi, des souris génétiquement modifiées qui n’expriment pas le récepteur principal des lipides uniquement dans les papilles gustatives ont été générées. Le but de ce projet est de continuer d’étudier le rôle du récepteur principal aux lipidessur la langue dans l’activation des sécrétions digestives chez les souris qui n’expriment pas ce récepteur dans les papilles gustatives.

Bénéfices attendus

A court terme, ce projet permettra la description d’une nouvelle souche de souris génétiquement modifiées qui n’exprime pas le récepteur principal des lipides dans les papilles gustatives et qui pourra donc servir de modèle animal pour de nouvelles questions sur le « gout du gras ».

Procédures

L’ensemble des souris sera nourri avec un régime standard et sera pesé de façon hebdomadaire. Six heures avant la manipulation, les souris seront mises à jeun (de nourriture seulement). Lors de la manipulation, une injection sous-cutanée d’analgésiant puis une injection intrapéritonéale d’anesthésiant seront effectuées. Un anesthésique local sera également appliqué. Les souris endormies seront tondues au niveau de l’abdomen. Une laparotomie, une ligature de l’œsophage et cathétérisation du canal biliaire seront réalisés sous anesthésie générale. Un prélèvement sanguin intracardiaque (sous anesthésie toujours) sera réalisé puis les souris seront mises à mort (toujours anesthésiées). Après euthanasie, les organes d’intérêt seront prélevés.

Impact sur les animaux

Le projet requiert de mettre à jeun les souris pendant 6 heures (phase diurne) avant la procédure chirurgicale sous anesthésie, ce qui peut engendrer un stress pour les animaux. Ils auront toutefois un accès ad libitum au biberon d’eau pendant cette période. Les souris peuvent subir des douleurs causées par la chirurgie d’où l’utilisation d’analgésiques (buprénorphine + carprofene) en amont de l’anesthésie. Les animaux peuvent subir une peur des suites de la contention nécessaire pour les injections sous-cutanées (analgésiques) et intrapéritonéales (anesthésiques). Une douleur est également à prévoir lors de cette injection sous-cutanée et lors de cette injection intrapéritonéale.

Devenir

Les animaux seront mis à mort pour réaliser des prélèvements d’organes.

Remplacement

La sécrétion pancréato-biliaire est une étude faisant intervenir une communication inter-organes ainsi qu’une sécrétion pancréatique in vivo. C’est un paramètre métabolique qui ne peut s’étudier que sur des animaux vivants, ceci expliquant la nécessité de toute la partie expérimentation in vivo. Ainsi, aucun modèle cellulaire ne peut être utilisé pour substituer l’utilisation de modèles animaux

Réduction

L’utilisation de lignées cellulaires in vitro nous a permis de réduire le nombre d’animaux dont nous aurions initialement eu besoin pour les études mécanistiques. Le nombre d’animaux nécessaire à cette étude correspondra au nombre minimum permettant une étude statistique valable . Ainsi, après estimation confirmée, la taille des groupes minimale est de 15 animaux.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupes dans les conditions habituelles de l’animalerie, le calme sera maintenu tant que possible dans la salle d’hébergement et une visite quotidienne sera réalisée. Pour le bien être des souris, du matériel d’enrichissement permettant la construction de nid sera fourni en permanence avec un accès libre à la nourriture et la boisson. De plus, habituer les souris à la contention permettra de diminuer le stress induit par le geste. Pour maximiser l’asepsie, plusieurs précautions seront prises, notamment la tenue du manipulateur, la désinfection des surfaces, l’utilisation d'un champ stérile, la stérilisation des outils de dissection, la tonte de la zone d’incision et la désinfection de la peau.

Choix des espèces

Du point de vue scientifique, la souris reste le modèle de choix qui est assez documenté sur la phase post-ingestive et le comportement alimentaire. Bien que techniquement plus difficile que l’utilisation du rat, notre modèle animal génétiquement modifié est réalisé seulement chez la souris, c’est pourquoi ce modèle est indispensable. D’un point de vue technique, la disponibilité des outils contribue au choix de modèle de souris. De plus, l’élevage et l’induction de la modification génétique étant plus facile sur les souris, cette espèce est un modèle de choix quant à notre étude. Les souris mâles utilisées auront minimum 4 mois car avant 8 semaines, les souris sont trop petites pour effectuer une chirurgie. Dans le DAP précédent, l’âge minimum était 2 mois. Cela concorde avec les expériences précédemment réalisées (avec l’utilisation de ces animaux et avec les différents articles qui mentionnent cette chirurgie) mais les souris étaient toujours trop petites. Pour maximiser les chances de succès des chirurgies, nous choisissons des souris de 4 mois minimum. Tout de même, une étude pilote sera réalisée en amont sur 5 males reproducteurs pour s’assurer de la faisabilité de la chirurgie sur des animaux de 4 mois.

Jusqu'à quarante séances d'imagerie de deux heures sous anesthésie générale et quarante injections par animal : 500 souris et 100 rats vont être utilisés ainsi, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. L'objectif déclaré tient à la mise au point de protocoles d'imagerie par bioluminescence et par fluorescence, et à la formation de nouveaux utilisateurs de ces machines, en amont des projets scientifiques des équipes. Le porteur signale des phénotypes dommageables possibles, perte de motricité empêchant l'animal de s'alimenter, crises convulsives, amaigrissement, tumeur de plus d'un centimètre cube gênant l'alimentation ou provoquant une douleur permanente. Il présente ce projet de plateforme comme un moyen de réduire le nombre d'animaux utilisés ailleurs, en évitant de lancer de grandes études dont les résultats ne seraient pas satisfaisants.

Objectifs

L’imagerie par bioluminescence ou par fluorescence du petit animal sont des techniques non invasives qui permettent de suivre des cellules spécifiques en temps réel et au cours de plusieurs sessions (suivi longitudinal). Ce suivi longitudinal est notamment utilisé pour le suivi de la progression d'une maladie ou d'un traitement thérapeutique, la validation de nouveaux biomarqueurs, l’étude du trafic cellulaire, la surveillance des cellules transplantées et les modèles d’expression génique. L’objectif de ce projet consistera d’une part à mettre au point différents protocoles d’imagerie pour répondre par la suite aux besoins des équipes de recherche, et d’autre part à la formation des nouveaux utilisateurs à cette technique. Pour atteindre cet objectif, des expériences en conditions réelles sur animaux anesthésiés doivent être menées.

Bénéfices attendus

Du point de vue scientifique, ce projet permettra de proposer des techniques à la pointe de la technologie pour répondre à des questions scientifiques diverses (suivi au cours du temps de la progression d'une maladie ou d'un traitement, la validation de nouveaux marqueurs, la surveillance des cellules transplantées). Ce projet permettra de mettre en place ou d’optimiser des protocoles d’imagerie par bioluminescence ou par fluorescence sur des lots d’animaux pilotes. A la fin de chaque étude, nous pourrons estimer sa faisabilité avec la méthode choisie et l’équipement disponible, ce qui permettra de ne pas initier d’études impliquant un grand nombre d’animaux lorsque les résultats obtenus ne seront pas satisfaisants. Au contraire, l’acquisition de ces données préliminaires lorsqu’elles sont robustes et pertinentes pourraient être utilisées pour justifier les futures demandes d’autorisation de projets à portée scientifique.

Procédures

Les examens d’imagerie seront réalisés sous anesthésie générale. Nous réaliserons 40 séances maximum par animal (2h maximum par séance) avec minimum 48h entre chaque imagerie. Les injections de molécule pour détecter la bioluminescence seront réalisées sur animal éveillé ou endormi en fonction des nécessités : 40 injections maximum (durée inférieure à 1 minute), avec minimum 48h entre chaque injection. Tous les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire

Impact sur les animaux

L’anesthésie générale nécessaire pour les examens d’imagerie sera associée à une hypothermie, un risque de difficultés cardiorespiratoires, et un risque rare de non-récupération de la vigilance suite à l’anesthésie. Les injections seront associées à une brève et légère douleur au point d’injection, avec un risque d’hématome possible très localement. En ce qui concerne les phénotypes dommageables, nous pourrons observer une perte de motricité empêchant l'alimentation, des crises convulsives, un amaigrissement, un développement d'une tumeur supérieur à1cm3 gênant l'alimentation et/ou l'hydratation et/ou entraînant une douleur permanente.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés afin de prélever puis analyser des tissus d’intérêt

Remplacement

Les développements méthodologiques et optimisations des protocoles existants seront réalisés dans un premier temps sur des échantillons de tissu ou de cellule. Seules les études nécessitant un organisme vivant complexe seront intégralement développées sur l'animal. En effet, les premières étapes permettent de valider des cibles d’intérêt puis l’utilisation d’un organisme vivant dans sa globalité permet d'étudier la complexité des échanges que ce soit au niveau cellulaire, structurel ou entres organes.

Réduction

Le nombre total d’animaux utilisé (600) est réduit au maximum. Selon les études, entre 5 et 10 animaux par lots pourront être utilisés pour valider les protocoles. Cinq animaux est le minimum nécessaire pour obtenir une preuve de concept en validant la faisabilité de la méthode. Un maximum de 10 animaux par lots sera utilisé pour avoir un échantillon suffisant et plus représentatif. L’imagerie par bioluminescence ou par fluorescence est de fait une méthode non invasive pouvant être répétée pour un suivi au cours du temps, évitant ainsi certaines euthanasies à des temps d’intérêt en récoltant les données par ce moyen. De plus afin de limiter le nombre d’animaux, les équipes seront formés avec les animaux utilisés pour les études pilotes quand cela sera possible. Ce projet permettra également de réduire le nombre d’animaux utilisés à une échelle plus globale en réalisant des études pilotes pour des projets scientifiques, ce qui permettra de n’engager qu’un faible effectif d’animaux pour la mise au point des imageries. Ainsi si les résultats ne s’avéraient pas concluants un plus nombre d’animaux ne seraient pas engagés.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des conditions contrôlées de température, hygrométrie et éclairage. Les cages sont enrichies (nids, bâtonnets de bois à ronger). Les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une semaine à leur arrivée. Ils sont laissés au calme pendant une demi-heure dans la salle d’expérimentation pour qu’ils s’habituent à ce nouvel environnement. Lors de l’anesthésie générale nécessaire pour réaliser l’imagerie, du gel oculaire sera appliqué sur les yeux des animaux pour éviter tout dessèchement oculaire. De plus, leur température corporelle sera maintenue durant toute la durée de l’anesthésie à l’aide d’une chambre d’induction et de réveil chauffées et d’un plateau chauffant intégré au système d’imagerie. Les animaux seront remis dans leur cage d’origine une fois qu’ils seront parfaitement réveillés. Ils seront à nouveau examinés sous 24 heures pour vérifier leur récupération et plus si le besoin s’en fait ressentir. Nous limiterons le nombre d’imagerie dans la vie de l’animal et nous assurerons d’un délai de récupération de 48h minimum entre chaque session tout en vérifiant au préalable son bon état de récupération. Les animaux seront observés quotidiennement par la zootechnie et une fois par semaine par un membre de l’équipe.

Choix des espèces

Les rongeurs (souris et rat) sont les seules espèces utilisées dans ce type de machine pour acquérir des images capables de donner des détails anatomiques et fonctionnels qui contribuent à répondre aux questions scientifiques posées. Dans notre contexte, les projets de recherche porteront sur l’étude des maladies neurodégénératives, les cancers ou les maladies du foie ou du poumon, pathologies pour lesquelles il existe de nombreux modèles de rongeurs déjà développés. Les animaux pourront être imagés entre 3 semaines et 18 mois, en fonction du protocole des équipes utilisatrices ou de la réutilisation au cours du temps des animaux. Nous essaierons donc de nous placer dans un stade physiologique similaire aux pathologies étudiées afin d’obtenir les meilleures chances de réussite de la transposition de nos résultats à l’Homme. Néanmoins, en l’absence de besoin spécifique pour le développement de la méthode, les animaux utilisés seront de jeunes adultes (âgés de 2 à 6 mois) afin d'avoir des conditions physiologiques les plus courantes possibles pour nos tests.

Pour décrire la maturation des mitochondries des astrocytes qui bordent les vaisseaux sanguins du cerveau, 120 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Trois injections intrapéritonéales consécutives leur sont administrées dès le premier jour après la naissance, sans anesthésie, le porteur les décrivant comme sans douleur tout en signalant une irritation possible au point d'injection. Toutes sont ensuite tuées sous anesthésie générale à cinq, quinze, trente et soixante jours de vie pour prélever leur cerveau. L'effectif ne repose sur aucun calcul de puissance, le porteur reconnaissant ne pas disposer d'assez de données et retenant cinq animaux par expérimentation d'après ses résultats antérieurs et la littérature.

Objectifs

Le système nerveux central, dont fait partie le cerveau, est composé de plusieurs types cellulaires : les neurones mais également les cellules gliales dont les astrocytes. Ces derniers sont reconnus comme des acteurs essentiels à la physiologie cérébrale. Ces cellules possèdent deux interfaces, une communicante avec les neurones et une autre avec les vaisseaux sanguins. Des études récentes ont montré que les mitochondries astrocytaires sont importantes pour la mise en place des synapses au cours du développement post-natal. Cependant aucune étude ne s'est intéressée à l'interface avec les vaisseaux sanguins. Dans ce projet nous souhaitons caractériser la maturation de ces mitochondries dans les astrocytes bordant les vaisseaux. Toutes nos analyses seront réalisées à plusieurs stades de la naissance jusque chez l'adulte.

Bénéfices attendus

Aucune étude à ce jour n'a étudié l'importance des mitochondries astrocytaires sur le développement du réseau vasculaire. Or les mitochondries jouent un rôle important dans le métabolisme des cellules et permettent leur bon développement. Cette étude permettra d'identifier de nouvelles cibles spécifiques de ces mitochondries astrocytaires et ainsi apporter de nouvelles connaissances sur le développement cérébral et vasculaire.

Procédures

Deux interventions seront utilisés dans ce projet. 1) Trois injections intrapéritonéale consécutives chez des nouveau-nés à partir du 1er jour post-natal, ce geste dure 1 minute au maximum (temps d'injection et délai avant de retirer l'aiguille pour que la solution ne sorte pas). Il est sans douleur et ne nécessite pas d'anesthésie. 2) Les animaux inclus dans la procédure 1 seront ensuite mis à mort sous anesthésie générale à des stades de développpements différents. Le temps de procédure comprend à la fois l'induction (analgésie/anesthésie) et la perfusion, cette procédure n'excède pas 30 minutes.

Impact sur les animaux

Les animaux subiront trois injections intra-péritonéales pouvant entraîner une lègère irritation au point d'injection. La manipulation des animaux sera minimisée afin d'éviter tout rejet par la mère.

Devenir

Les animaux utilisés pour les différentes études (histologiques, biochimiques, biomléculaires) seront mis à mort afin de prélever les cerveaux et de faire nos analyses.

Remplacement

L’expérimentation animale sur un système murin est essentielle, car nous ne pouvons le remplacer par un système in vitro où il est impossible de recréer les multiples interactions cellulaires d’un système complexe en développement. Il n’existe pas non plus d’autres modèles à l’heure actuelle permettant de répondre à nos questions biologiques

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés sera réduit autant que possible et correspond au minimum nécessaire pour obtenir des résultats scientifiques significatifs. Nous ne possédons pas assez de données pour réaliser une analyse de puissance. Ainsi, le nombre d’animaux utilisés dans ce projet (nombre d’animaux par expérimentation : 5) a été évalué au regard de nos données antérieures et de la littérature disponible.

Raffinement

Les élevages sont effectués en groupe avec enrichissement de l’environnement et toutes les précautions sont assurées afin de respecter au mieux le bien-être animal. Pour tout protocole nécessitant une anesthésie, des analgésiques seront coadministrés pour limiter toute souffrance à l’animal. En plus de l'anesthésie, une analgésie sera mise en place. Le personnel est formé sur l’ensemble de la prise en charge des animaux (gestion optimale de l’élevage, injection intrapéritonéale, gestion de l’anesthésie/analgésie). Les animaux subiront trois injections intrapéritonéale pouvant entraîner une lègère irritation au point d'injection. Une observation particulière des animaux les jours suivants sera réalisée. La manipulation des animaux sera minimisée afin d'éviter tout rejet par la mère. Pour vérifier la bonne tolérance des animaux à l'injection répétée du produit chimique, une procédure avec des points limites gradés a été mise en place adaptée à l'âge étudié (Annexe 1). Elle est bassée sur l'apparence physique (manque de toilettage, poil ébouriffé), la mobilité des animaux (prostataion), l'absence de lésion ou saignement, la présence d'un nid dans la cage. Ces points limites intermédiaires permettent la mise en place de soins des animaux évitant la mise à mort des animaux.

Choix des espèces

La souris est un mammifère où les processus qui régissent le développement du système nerveux central et sa plasticité sont similaires à l'Homme. Les animaux seront utilisés à 4 stades de développement post-nataux à 5, 15, 30 et 60 jours après la naissance. Ces stades correspondent à des moments clés du développement cérébral et en particulier des astrocytes et de leurs interactions avec les vaisseaux sanguins.