Organes sensoriels

Des plaies de compression provoquées par deux aimants pincés sur un pli de peau, plusieurs heures par jour: 576 des 1 296 souris subissent ce protocole, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Les autres sont dépilées, anesthésiées à répétition, soumises à des piqûres au bout de la queue pour mesurer la glycémie, et 120 reçoivent un implant sous le crâne. Toutes sont ensuite tuées pour prélever peau et organes, l'étude portant sur l'effet des édulcorants et du sucre sur la cicatrisation chez des souris diabétiques. Les souris blessées sont isolées jusqu'à la fin de l'expérience pour éviter que leurs congénères n'aggravent les plaies.

Objectifs

Ce projet est un projet de recherche fondamentale sur la compréhension des processus de cicatrisation et des réponses vasculaires de la peau dans un état pathologique tel que le diabète. Les plaies chroniques sont généralement des plaies de pression qui apparaissent chez les patients diabétiques. Ces plaies persistent dans le temps, ne cicatrisent pas et mettent la survie ou la qualité de vie du patient à risque, pouvant entraîner de graves complications voire un décès. L’objectif de ce projet est de caractériser la durée et de la qualité de la cicatrisation de la peau après application d’une pression chez des souris diabétiques, mâles et femelles en fonction des différents régimes alimentaires que l’on peut rencontrer dans les populations humaines.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont une meilleure compréhension de l’impact de la consommation d’édulcorants sur la fragilité cutanée ainsi que les différences de réponses vasculaires de la peau chez des personnes obèses et/ou diabétiques.

Procédures

Toutes les souris seront pesées vigiles au moment de leur arrivée à l’animalerie, puis toutes les semaines jusqu’à la fin de l’expérimentation. Durée de la manipulation : 30 secondes. Toutes les souris seront dépilées au moins une fois durant la période de l’expérimentation. Afin d’éliminer les poils à la surface de la peau, les souris seront anesthésiées pendant 5 minutes. Toutes les souris recevront une injection lors de chaque test du sucre dans le sang (moins de 10 secondes). Toutes les souris subiront un prélèvement d'une goutte de sang au bout de la queue pour les mesures de glycémie, lors des tests du sucre dans le sang (5 gouttes de sang par test). Chaque prélèvement dure moins de 5 secondes. Pour 576 souris, des plaies de compression seront réalisées, sous anesthésie générale gazeuse, par application de deux aimants en face en face sur un pli de peau du dos (3h par jour durant 3 jours pour les compressions chroniques et 3 x 2h dans une journée pour les compressions aiguës). Une mise en cage isolée des souris est nécessaire pour préserver les plaies induites et éviter des sur-blessures liées à ses congénères. 720 souris seront anesthésiées 2 fois durant toute la période de l’expérimentation. La première anesthésie durera 5 minutes pour la dépilation et la seconde anesthésie durera 50 minutes environ pour réaliser des mesures physiologiques non invasives au niveau de la peau du dos. Afin de faciliter l’entrée des molécules dans la peau des 720 souris, l’application d’un faible courant au niveau du dos peut induire un léger inconfort durant la stimulation électrique (picotements locaux) ; cet inconfort est temporaire et se termine à l’arrêt de la stimulation (durée entre 20 secondes et 60 secondes). Pour 120 souris, il est nécessaire de poser un implant sous la peau du crâne ; cette pose d’implant sera réalisée sous anesthésie en même temps que la dépilation.

Impact sur les animaux

La pesée des souris pour le suivi du poids ou avant anesthésie n’induira qu’un stress minime. La manipulation des souris lors de la dépilation et de la pose d’un implant est réalisée sous anesthésie gazeuse pour limiter le stress. Les nuisances pour l’animal lors de la dépilation sont minimes. Pour les 120 souris nécessitant la pose d’un implant, une petite incision est réalisée et refermée par 2 points de suture pouvant engendrer une douleur. Lors du test de sucre dans le sang, les souris recevront une injection pouvant engendrer une légère douleur au point d’injection. Les souris auront un prélèvement d'une goutte de sang au bout de la queue pour les mesures de glycémie (5 gouttes de sang par test du sucre dans le sang). Ces prélèvements peuvent engendrer une légère irritation au point de prélèvement. Sous anesthésie générale, les souris seront soumises à deux plaies de compression (3h de compression par jour durant 3 jours pour les plaies chroniques ou 3 x 2h dans une journée pour les plaies aiguës). L’induction des plaies peut engendrer une douleur. La répétition d’anesthésie gazeuse pour l’induction des plaies de compression et le suivi des plaies par photo (5min) peut fragiliser les souris. L’induction des plaies peut engendrer une douleur et une légère perte de poids. La mise en cage isolée suite à l’induction des plaies engendre une perte d’interaction sociale, palliée par un enrichissement du milieu des cages. Les souris sont isolées juste après la dépilation et jusqu’à la fin de l’expérimentation pour éviter toute sur-blessure. L’anesthésie générale par injection peut générer une douleur modérée au point d’injection. Aucune nuisance n’est attendue lors des différentes mesures réalisées sous anesthésie durant l’expérimentation. Seule la réponse à l’application d’un faible courant au niveau du dos peut induire un léger inconfort durant la stimulation électrique (picotements locaux) ; cet inconfort est temporaire et se termine à l’arrêt de la stimulation (durée entre 20 secondes et 60 secondes). Ce faible courant électrique est nécessaire pour faciliter l’entrée des molécules dans la peau.

Devenir

Il sera réalisé une mise à mort en fin d’expérimentations et un prélèvement des tissus cutanés et d’organes. Cette étude vise à étudier le processus de cicatrisation selon le régime suivi (régime alimentaire contrôle associé à différents « sucres » ou régime alimentaire riche en lipides associé à différents « sucres ») ainsi que les différences de réponses de la peau en fonction de ces régimes alimentaires. Pour cela plusieurs prélèvements terminaux doivent être réalisés, en particulier pour analyser l'effet des différents régimes alimentaires sur la peau (peau, tissus adipeux, foie, estomac, vaisseaux, plasma).

Remplacement

La cicatrisation est un processus naturel qui permet à la peau de se refermer. Souhaitant étudier les défauts de cicatrisation liés au diabète (régime alimentaire enrichi en sucre/gras), notre projet requiert une approche intégrée qui n’est rendue possible que par l’utilisation du modèle souris. Aucune méthode alternative ne peut se substituer à l’utilisation des animaux. Ce projet de recherche fait suite à des résultats cellulaires obtenus et des travaux in vitro se poursuivent en parallèle.

Réduction

Le nombre total de souris prévues pour ce projet est de 1296 incluant les 2 sexes. Le nombre d'animaux par lot a été défini a minima afin que les résultats puissent être statistiquement interprétables. De plus, afin de réduire le nombre d'animaux, plusieurs mesures seront couplées sur chaque animal. Nous prévoyons de valoriser au maximum les animaux utilisés, en constituant des banques de matériel biologique qui pourront être utilisées pour répondre à d'autres questions sur ces mêmes modèles.

Raffinement

Les souris seront observées tous les jours et pesées 1 fois par semaine. Les points limites sont clairement définis, afin de détecter précocement tout signe de souffrance. Toutes les anesthésies seront gazeuses à l’exception de l’anesthésie pour l’étude des réponses de la peau nécessitant une anesthésie plus longue. Des analgésiques seront administrés avant toute induction de plaies et au minimum 24h après. Pour les manipulations sous anesthésie générale, les souris seront placées dans une enceinte chauffée pour maintenir un confort thermique.

Choix des espèces

Les modèles murins, bien que présentant certaines limites par rapport à la physiologie humaine, restent largement utilisés pour étudier l’intégrité fonctionnelle de la peau. Cette espèce possède une physiologie vasculaire proche de celle de l'Homme et permet d'étudier la fonction vasculaire par les mêmes techniques, tout en complétant l'analyse jusqu'aux étages cellulaire et moléculaire. Nous réaliserons les manipulations sur des souris âgées de 26 semaines lorsque leur système sensoriel et vasculaire est développé.

Deux aimants comprimant un pli de peau du dos trois heures par jour pendant trois jours : 576 des 1 296 souris subissent ces plaies de compression, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Le projet compare la cicatrisation selon des régimes riches en sucres ou en graisses, chez des souris rendues obèses ou diabétiques. Les animaux porteurs de plaies sont isolés pour éviter que leurs congénères les aggravent. La mise à mort finale sert à prélever la peau, le foie, l'estomac et les vaisseaux.

Objectifs

Ce projet est un projet de recherche fondamentale sur la compréhension des processus de cicatrisation et des réponses vasculaires de la peau dans un état pathologique tel que le diabète. Les plaies chroniques sont généralement des plaies de pression qui apparaissent chez les patients diabétiques. Ces plaies persistent dans le temps, ne cicatrisent pas et mettent la survie ou la qualité de vie du patient à risque, pouvant entraîner de graves complications voire un décès. L’objectif de ce projet est de caractériser la durée et de la qualité de la cicatrisation de la peau après application d’une pression chez des souris diabétiques, mâles et femelles en fonction des différents régimes alimentaires que l’on peut rencontrer dans les populations humaines.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont une meilleure compréhension de l’impact de la consommation d’édulcorants sur la fragilité cutanée ainsi que les différences de réponses vasculaires de la peau chez des personnes obèses et/ou diabétiques.

Procédures

Toutes les souris seront pesées vigiles au moment de leur arrivée à l’animalerie, puis toutes les semaines jusqu’à la fin de l’expérimentation. Durée de la manipulation : 30 secondes. Toutes les souris seront dépilées au moins une fois durant la période de l’expérimentation. Afin d’éliminer les poils à la surface de la peau, les souris seront anesthésiées pendant 5 minutes. Toutes les souris recevront une injection lors de chaque test du sucre dans le sang (moins de 10 secondes). Toutes les souris subiront un prélèvement d'une goutte de sang au bout de la queue pour les mesures de glycémie, lors des tests du sucre dans le sang (5 gouttes de sang par test). Chaque prélèvement dure moins de 5 secondes. Pour 576 souris, des plaies de compression seront réalisées, sous anesthésie générale gazeuse, par application de deux aimants en face en face sur un pli de peau du dos (3h par jour durant 3 jours pour les compressions chroniques et 3 x 2h dans une journée pour les compressions aiguës). Une mise en cage isolée des souris est nécessaire pour préserver les plaies induites et éviter des sur-blessures liées à ses congénères. 720 souris seront anesthésiées 2 fois durant toute la période de l’expérimentation. La première anesthésie durera 5 minutes pour la dépilation et la seconde anesthésie durera 50 minutes environ pour réaliser des mesures physiologiques non invasives au niveau de la peau du dos. Afin de faciliter l’entrée des molécules dans la peau des 720 souris, l’application d’un faible courant au niveau du dos peut induire un léger inconfort durant la stimulation électrique (picotements locaux) ; cet inconfort est temporaire et se termine à l’arrêt de la stimulation (durée entre 20 secondes et 60 secondes). Pour 120 souris, il est nécessaire de poser un implant sous la peau du crâne ; cette pose d’implant sera réalisée sous anesthésie en même temps que la dépilation.

Impact sur les animaux

La pesée des souris pour le suivi du poids ou avant anesthésie n’induira qu’un stress minime. La manipulation des souris lors de la dépilation et de la pose d’un implant est réalisée sous anesthésie gazeuse pour limiter le stress. Les nuisances pour l’animal lors de la dépilation sont minimes. Pour les 120 souris nécessitant la pose d’un implant, une petite incision est réalisée et refermée par 2 points de suture pouvant engendrer une douleur. Lors du test de sucre dans le sang, les souris recevront une injection pouvant engendrer une légère douleur au point d’injection. Les souris auront un prélèvement d'une goutte de sang au bout de la queue pour les mesures de glycémie (5 gouttes de sang par test du sucre dans le sang). Ces prélèvements peuvent engendrer une légère irritation au point de prélèvement. Sous anesthésie générale, les souris seront soumises à deux plaies de compression (3h de compression par jour durant 3 jours pour les plaies chroniques ou 3 x 2h dans une journée pour les plaies aiguës). L’induction des plaies peut engendrer une douleur. La répétition d’anesthésie gazeuse pour l’induction des plaies de compression et le suivi des plaies par photo (5min) peut fragiliser les souris. L’induction des plaies peut engendrer une douleur et une légère perte de poids. La mise en cage isolée suite à l’induction des plaies engendre une perte d’interaction sociale, palliée par un enrichissement du milieu des cages. Les souris sont isolées juste après la dépilation et jusqu’à la fin de l’expérimentation pour éviter toute sur-blessure. L’anesthésie générale par injection peut générer une douleur modérée au point d’injection. Aucune nuisance n’est attendue lors des différentes mesures réalisées sous anesthésie durant l’expérimentation. Seule la réponse à l’application d’un faible courant au niveau du dos peut induire un léger inconfort durant la stimulation électrique (picotements locaux) ; cet inconfort est temporaire et se termine à l’arrêt de la stimulation (durée entre 20 secondes et 60 secondes). Ce faible courant électrique est nécessaire pour faciliter l’entrée des molécules dans la peau.

Devenir

Il sera réalisé une mise à mort en fin d’expérimentations et un prélèvement des tissus cutanés et d’organes. Cette étude vise à étudier le processus de cicatrisation selon le régime suivi (régime alimentaire contrôle associé à différents « sucres » ou régime alimentaire riche en lipides associé à différents « sucres ») ainsi que les différences de réponses de la peau en fonction de ces régimes alimentaires. Pour cela plusieurs prélèvements terminaux doivent être réalisés, en particulier pour analyser l'effet des différents régimes alimentaires sur la peau (peau, tissus adipeux, foie, estomac, vaisseaux, plasma).

Remplacement

La cicatrisation est un processus naturel qui permet à la peau de se refermer. Souhaitant étudier les défauts de cicatrisation liés au diabète (régime alimentaire enrichi en sucre/gras), notre projet requiert une approche intégrée qui n’est rendue possible que par l’utilisation du modèle souris. Aucune méthode alternative ne peut se substituer à l’utilisation des animaux. Ce projet de recherche fait suite à des résultats cellulaires obtenus et des travaux in vitro se poursuivent en parallèle.

Réduction

Le nombre total de souris prévues pour ce projet est de 1296 incluant les 2 sexes. Le nombre d'animaux par lot a été défini a minima afin que les résultats puissent être statistiquement interprétables. De plus, afin de réduire le nombre d'animaux, plusieurs mesures seront couplées sur chaque animal. Nous prévoyons de valoriser au maximum les animaux utilisés, en constituant des banques de matériel biologique qui pourront être utilisées pour répondre à d'autres questions sur ces mêmes modèles.

Raffinement

Les souris seront observées tous les jours et pesées 1 fois par semaine. Les points limites sont clairement définis, afin de détecter précocement tout signe de souffrance. Toutes les anesthésies seront gazeuses à l’exception de l’anesthésie pour l’étude des réponses de la peau nécessitant une anesthésie plus longue. Des analgésiques seront administrés avant toute induction de plaies et au minimum 24h après. Pour les manipulations sous anesthésie générale, les souris seront placées dans une enceinte chauffée pour maintenir un confort thermique.

Choix des espèces

Les modèles murins, bien que présentant certaines limites par rapport à la physiologie humaine, restent largement utilisés pour étudier l’intégrité fonctionnelle de la peau. Cette espèce possède une physiologie vasculaire proche de celle de l'Homme et permet d'étudier la fonction vasculaire par les mêmes techniques, tout en complétant l'analyse jusqu'aux étages cellulaire et moléculaire. Nous réaliserons les manipulations sur des souris âgées de 26 semaines lorsque leur système sensoriel et vasculaire est développé.

Pour tester une thérapie brevetée censée accélérer la cicatrisation, 132 souris subissent l'induction chirurgicale d'une plaie sur le dos, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Chaque animal est ensuite hébergé seul pendant trois à dix jours pour l'empêcher d'arracher les pansements, et voit sa plaie photographiée tous les deux jours sous anesthésie. Un dernier prélèvement de sang est réalisé sous anesthésie profonde avant la mise à mort. Le porteur affirme que le remplacement par des modèles in vitro "n'est pas envisageable", ce premier essai visant à préparer un développement chez l'être humain.

Objectifs

Les plaies cutanées chroniques représentent un problème de santé publique important avec en France près de 50 000 patients atteints d’ulcère de jambe, 40 000 diabétiques avec une plaie du pied et 350 000 escarres. Leur prise en charge induit des coûts importants liés à la chronicité de ces plaies. Les soins sont prolongés, le matériel est parfois coûteux, le temps infirmier nécessaire est important, les arrêts de travail et les hospitalisations sont longues. De plus, ces plaies chroniques ont toujours un retentissement majeur sur la qualité de vie du patient. L’objectif de ce projet est d’évaluer chez la souris une nouvelle thérapie dans le but d’accélérer la cicatrisation de plaies cutanées. Des études in vitro sur des modèles cellulaires ont permis de démontrer une augmentation du nombre de cellules, et sur des modèles de peau reconstruite de démontrer des activités sur la cicatrisation et sur la vascularisation du principe actif breveté, laissant envisager une régénération accélérée et donc une cicatrisation plus rapide de plaies cutanées. Ce projet constituera la toute première évaluation sur un modèle de plaie cutanée chez la souris de cette nouvelle thérapie, en comparaison avec un produit inactif (placebo). Le traitement ne sera effectué qu’une seule fois aussitôt après l’induction des plaies cutanées. Au cours de l’étude, 3 jours et 10 jours après traitement, les plaies cutanées seront prélevées pour la réalisation d’un ensemble d’analyses, après un prélèvement de sang. Un ensemble d’organes sera également prélevé pour la réalisation d’un ensemble d’analyses. Les résultats de ce projet permettront de sélectionner la ou les formulations à l’une des 3 doses utilisées montrant la meilleure efficacité sur les phases initiales de la cicatrisation pour en poursuivre leur développement chez l’animal et envisager par la suite un développement chez l’Homme afin de proposer une nouvelle thérapie pour le traitement de plaies cutanées chroniques.

Bénéfices attendus

La cicatrisation des plaies cutanées est un phénomène naturel de reconstruction de la barrière cutanée mais si les plaies sont mal soignées, cela peut aboutir à des complications. La cicatrisation cutanée fait intervenir différentes phases qui entrainent la disparition de la lésion et la régénération des cellules. Les plaies chroniques représentent un fardeau pour les patients, les professionnels de la santé et les systèmes de soins de santé, affectant plus de 40 millions de patients et induisant des coûts d’environ 50 milliards d’euros annuellement, et avec un taux de mortalité plus élevé que dans la population générale, pouvant atteindre jusqu’à 20% en fonction de la pathologie considérée. Il est donc très important de tester de nouvelles substances, de nouveaux pansements ou de développer de nouvelles thérapies sur des modèles de plaies simples et chroniques représentatifs chez l’animal qui pourront être utilisés par la suite chez l’Homme et ainsi permettre d’améliorer la cicatrisation de ces plaies, surtout les plaies chroniques. Nous allons donc évaluer l’efficacité d’une nouvelle thérapie expérimentale brevetée, tout d’abord sur un modèle de plaie simple, dans la perspective de réalisation par la suite d’études d’efficacité sur des modèles de plaies cutanées chroniques chez la souris. Cette nouvelle thérapie pourrait ainsi à terme, être utilisée chez l’Homme, pour le traitement de plaies cutanées chroniques qui ne cicatrisent pas ou très difficilement.

Procédures

Les 132 souris seront soumises à une procédure chirurgicale pour l’induction d’une plaie cutanée sur une région du dos, procédure effectuée sous anesthésie générale, en 15 minutes environ. Un traitement analgésique sera administré avant l’induction de la plaie cutanée puis réitéré après si nécessaire. Les plaies cutanées, protégées par un pansement de couverture, seront observées et photographiées tous les 2 jours sous anesthésie générale, en 10 minutes environ. Un maintien des souris en cage individuelle est nécessaire après induction des plaies cutanées et traitement de celles-ci, pendant 3 à 10 jours au maximum, pour éviter qu’elles ne s’arrachent entre elles le pansement de couverture et les sparadraps protégeant les plaies cutanées et permettant le maintien des traitements au contact de celles-ci, mais avec un enrichissement de leur milieu pour assurer leur bien-être. Des cages transparentes ouvertes seront utilisées pour maintenir un contact social visuel, olfactif et auditif entre les souris d’un même portoir. Un prélèvement de sang terminal sera effectué sous traitement analgésique et anesthésie générale profonde à la fin de l’étude et avant euthanasie des animaux, en 2 minutes environ.

Impact sur les animaux

L’induction d’une plaie cutanée peut induire une souffrance mais limitée dans le temps. L’hébergement en cage individuelle des souris est nécessaire après induction et traitement des plaies cutanées pour éviter qu’elles ne s’arrachent entre elles le pansement de couverture et les sparadraps permettant la protection de ces plaies cutanées. Cet hébergement en cage individuelle des souris, pendant une durée de 3 à 10 jours maximum, peut conduire à un stress par la limitation des interactions sociales directes. Le change de pansement, effectué tous les 2 jours sous anesthésie gazeuse, pourra également induire un stress d’une courte durée.

Devenir

Les 132 souris nécessaires à la réalisation de ce projet seront euthanasiées et des prélèvements de peau, au large de la région d’induction de la plaie cutanée et des traitements, de sang et d’un ensemble d’organes, seront effectués pour réaliser un ensemble d’analyses.

Remplacement

Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet. Il n’est en effet pas possible d’utiliser des modèles in vitro ou ex vivo permettant d’évaluer l’efficacité de traitement sur le processus cicatriciel dépendant de mécanismes physiologiques complexes. L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal vivant.

Réduction

Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux nécessaire à la réalisation de ce projet et permettant d’effectuer l’ensemble des analyses envisagées et d’obtenir des résultats prédictifs et représentatifs. Ce nombre a été déterminé sur la base de résultats d’études in vitro sur cultures cellulaires et à partir des résultats d’études précédemment menées par notre laboratoire sur ce modèle de plaie cutanée chez la souris ayant montré des effets importants de traitements sur la cicatrisation. Des analyses statistiques des résultats obtenus seront réalisées à la fin de l’étude.

Raffinement

Une attention toute particulière sera portée aux animaux lors de l’induction des plaies cutanées (analgésie pré-opératoire, maintien des conditions d’asepsie, maintien de la température corporelle) puis après réalisation de celle-ci (analgésie post-opératoire) et de leur traitement ou non. Les animaux seront observés quotidiennement tout au long de l’expérimentation, leur poids sera mesuré tous les 2 jours lors de chaque observation des plaies cutanées. En cas d’atteinte d’un point limite, ceux-ci seront euthanasiés dans des conditions éthiques. Les souris seront hébergées dans des cages de taille adaptée. Des petites briques de bois, des carrés de papier absorbant et une balançoire seront placés dans chaque cage de souris comme dispositifs d’enrichissement pour assurer leur bien-être, et seront remplacés lors de chaque change de litière (2 fois par semaine). L’utilisation de cages transparentes ouvertes permettra de maintenir un contact social visuel, olfactif et auditif entre les souris d’un même portoir.

Choix des espèces

La souris est l’espèce animale la plus adaptée pour réaliser ce projet, en raison de sa taille ne nécessitant pas l’utilisation d’un gros volume de nouvelle thérapie très coûteuse à produire, de sa facilité de manipulation, et du modèle de plaie cutanée validé dans cette espèce qui pourra être utilisé pour la poursuite de ce projet avec des études d’efficacité sur des modèles de plaies chroniques chez la souris. Les animaux seront de jeunes souris mâles et femelles âgées de 6 semaines et d’un poids de 18-20 g à l’arrivée au laboratoire et de 7 semaines et d’un poids de 20-22 g pour la réalisation des expérimentations. Cela correspond à l’âge et au poids de souris utilisées lors de précédentes études sur ce modèle de plaie cutanée ayant donné des résultats significatifs.

Pour créer un modèle de glaucome, 1 635 souris reçoivent dans l'œil des microbilles aimantées qui bloquent l'évacuation du liquide oculaire et font monter durablement la pression, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit jusqu'à deux chirurgies d'induction, une injection de thérapie candidate et huit séances de tests visuels et d'imagerie, certaines sous anesthésie. Le porteur décrit une irritation possible de l'œil après l'injection des particules. Toutes les souris sont tuées à l'issue pour analyser la rétine et le cerveau, les techniques sur animal vivant étant jugées insuffisantes.

Objectifs

Le glaucome est une pathologie chronique et irréversible du nerf optique, caractérisée par une atteinte des cellules de la rétine et une altération progressive du champ visuel. Elle touche plus de 60 millions de personnes dans le monde, dont 1,6 million en France. Son principal facteur de risque est l’augmentation de la pression dans l’œil. Les traitements actuels visent à abaisser cette pression par des collyres, laser ou chirurgie. Une nouvelle piste, la neuroprotection, cherche à préserver les cellules de la rétine indépendamment de la pression de l’œil, mais la complexité des mécanismes biologiques mis en jeu freine le développement de thérapies efficaces. Dans ce projet, notre équipe vise à étudier le glaucome en utilisant un modèle chez la souris qui imite de façon très fidèle ce qui se passe dans le glaucome humain. Pour créer ce modèle, on injecte dans l’œil de la souris de petites billes aimantées. Celles-ci bloquent l’évacuation normale du liquide présent dans l’œil (l’humeur aqueuse). Cela provoque une augmentation durable de la pression à l’intérieur de l’œil et entraine la mort progressive des cellules nerveuses de la rétine, l’activation de cellules immunitaires dans l’œil, comme on le voit chez les personnes atteintes de glaucome. Ce modèle permet d’étudier la maladie dans un environnement contrôlé et sans inflammation inutile, ce qui est important pour des résultats fiables. Une étude chez l’animal est indispensable ici, car les interactions complexes entre la pression dans l’œil, l’inflammation et la mort des neurones ne peuvent pas être reproduites en laboratoire dans une simple boîte de culture. Nous suivrons l’évolution du glaucome chez différentes lignées de souris, nous analyserons finement les tissus pour comprendre ce qui se passe tout au long des voies visuelles. Les objectifs sont donc de comprendre le rôle des cellules inflammatoires dans le développement du glaucome et tester de nouvelles approches de protection des neurones dans le glaucome, administrées directement dans l’œil.

Bénéfices attendus

L’objectif final est de comprendre pourquoi et comment les cellules de la rétine meurent dans le glaucome, et trouver de nouveaux traitements capables de protéger la vue. Pour cela, nous utiliserons un modèle de glaucome chez la souris qui reproduit très bien ce qui se passe chez l’humain : la pression dans l’œil augmente lentement et durablement, comme dans la vraie maladie. Cela permet d’observer étape par étape comment l’inflammation et les dérèglements locaux abîment les neurones de la vision. En analysant finement le fonctionnement de la rétine et en observant les tissus au microscope, l’équipe pourra comprendre la chaîne d’événements qui mène à la perte de vision, ce qui est essentiel pour savoir où et quand intervenir pour sauver les cellules visuelles. Dans ce projet nous testerons de nouveaux traitements afin de voir s’ils peuvent empêcher la mort des cellules de la rétine. Le développement ultérieur de ces traitements chez l’Humain permettrait de retarder ou empêcher la perte de vision, là où les traitements actuels ne font que réduire la pression oculaire.

Procédures

La chirurgie d'induction du glaucome est réalisée deux fois par animal (initiale et à la quatrième semaine de la première injection) chez une partie des animaux sur cinq ans, sous anesthésie locale et générale, pour une durée de quinze minutes par animal. L'injection de thérapies candidates est effectuée une fois par animal, une semaine après la première injection de microbilles, chez une partie des animaux sur cinq ans, sous anesthésie locale et générale, pour une durée d'environ cinq minutes par animal. Les examens fonctionnels et d'imagerie sont réalisés chez tous les animaux avant la première injection, puis à une, trois, quatre, six, huit, dix et douze semaines. Le test d'acuité visuelle est mesuré sur animal vigile et dure environ dix minutes. La mesure de la pression intraoculaire est réalisée sur animal vigile, avec trois mesures successives par œil, indolores, pour une durée d'environ cinq minutes par animal. L'imagerie rétinienne est réalisée sous anesthésie générale et dure environ trente minutes. En résumé, chaque souris subit au maximum deux chirurgies d'induction, une injection et huit séances de tests visuels et d'imagerie, dont certaines sous anesthésie. Toutes ces procédures sont réalisées avec analgésie adaptée et surveillance systématique. Les animaux seront euthanasiés en fin de période de maintien selon deux méthodes réglementaires différentes en fonction des analyses à effectuer.

Impact sur les animaux

Toutes les interventions prevues dans ce projet sont realisees sous anesthesie generale. Les produits anesthésiants peuvent provoquer une legere gene au point d’injection, ainsi qu’un faible stress passager. Comme pour toute anesthesie, il existe de rares risques de complications, tels qu’un ralentissement du cœur ou de la respiration, ou une baisse de la temperature corporelle. L’injection des particules etudiees dans ce projet à l’interieur de l’œil peut entrainer une irritation de l’oeil. Les examens d’imagerie necessitent egalement une anesthesie et peuvent, dans certains cas, entrainer une legere irritation de la surface de l’œil.

Devenir

Tous les animaux utilisés dans ce projet seront euthanasiés de manière reglementaire en fin de procédure, car des prélèvements et analyses post-mortem sont nécessaires. En effet, les techniques fonctionnelles et d’imagerie utilisées sur l’animal vivant ne permettent actuellement qu’une analyse incomplète et superficielle des phenomènes impliques dans la physiopathologie du glaucome.

Remplacement

L’étude des phénomenes inflammatoires lies au glaucome nécessite de travailler sur un organisme vivant complet. En effet, il n’existe pas aujourd’hui de modele en laboratoire capable de reproduire avec précision les interactions complexes entre les cellules nerveuses, les cellules immunitaires et la circulation sanguine dans l’œil. Ce projet vise egalement à tester des traitements susceptibles de proteger les cellules nerveuses et de moduler la reponse inflammatoire. Pour cela, certaines analyses doivent être réalisees sur des tissus oculaires et cérébraux, préleves apres que les animaux aient été endormis puis euthanasiés sans souffrance. L’utilisation du modele animal, en particulier chez la souris, est donc indispensable pour répondre à ces questions scientifiques. Ces recherches sont une étape nécessaire pour mieux comprendre la maladie et, à terme, pour developper des approches therapeutiques efficaces chez l’être humain.

Réduction

Ce projet, prévu sur une durée de cinq ans, utilisera au maximum 1 640 souris. Ce nombre a ete soigneusement calculé pour obtenir des résultats fiables tout en respectant la règle de réduction. Le nombre d’animaux nécessaires a été déterminé à partir des résultats d’études précédentes et de calculs de puissance statistique précis. Pour chaque souris, plusieurs structures de la voie visuelle seront analysées afin d’optimiser au maximum les prélèvements et limiter le recours à d’autres animaux. Comme seule une partie des souris développe une élévation stable de la pression oculaire, il faut environ 20 animaux par groupe pour garantir des résultats scientifiquement solides tout en limitant leur utilisation. Les données seront ensuite analysées à l’aide de tests statistiques adaptés pour vérifier la fiabilité des résultats. Ce travail permettra de tirer des conclusions robustes tout en maintenant le plus haut niveau d’exigence éthique et scientifique.

Raffinement

Avant toute experience, les animaux disposent d’une periode d’adaptation d’au moins cinq jours pour s’habituer à leur nouvel environnement. Ils sont hebergés dans des cages ventilées, enrichies avec du materiel favorisant leur confort (comme des abris en carton et baton à ronger), avec de la nourriture et de l’eau disponibles en permanence. Le nombre d’animaux par cage est limite à cinq, afin de garantir leur bien-etre. Les conditions d’élevage respectent la réglementation en vigueur : la temperature et le taux d’humidité sont controlés et conforme à la législation en vigueur. Les animaux sont observés chaque jour par du personnel qualifie. En cas d’anomalie ou de signe de souffrance, des mesures adaptées sont prises selon un protocole validé par le comité du bien-être animal : cela peut aller d’un simple traitement à l’arrêt de l’expérimentation, voire à l’euthanasie si necessaire pour éviter toute douleur. Les expérimentations sont effectuées sous anesthesie genérale chaque fois que nécéssaire, avec des traitements antidouleur administres avant, pendant et après l’intervention le cas échéant. Un système de suivi individuel par des étiquettes accollées aux cages permet de garantir un suivi adapte constant de l’animal afin de s’assurer du bien-etre animal tout au long du projet.

Choix des espèces

L’utilisation de la souris se justifie parce qu’elle permet de créer et d’étudier des lignées d’animaux modifies genetiquement. Dans ce projet, nous utiliserons des souris entre 8 et 12 semaines d’âge, afin d’eviter les effets liés au vieillissement, qui pourrait fausser les analyses sur les cellules nerveuses et immunitaires. Les souris utilisées seront soit des souris commerciales, soit des souris porteuses de modifications specifiques du système immunitaire permettant de reproduire la pathologie humaine étudiées dans ce projet. Ces modeles permettront d’observer très precisement et au fil du temps comment differentes cellules inflammatoires apparaissent et se deplacent dans l’oeil.

4443 souris vont être utilisées pour une zone de peau fibrosée de moins d'un centimètre carré dans le bas du dos, chacune recevant des injections répétées d'un agent inflammatoire cinq jours par semaine pendant deux semaines. Toutes relèvent d'un niveau de souffrance modéré et seront tuées pour analyses. Le projet observe comment la rigidité du tissu modifie la migration des cellules immunitaires dans la peau. L'effectif de plus de quatre mille animaux n'est rattaché qu'à un objectif de connaissance fondamentale, sans justification détaillée du nombre.

Objectifs

La peau est le plus grand organe du corps humain, indispensable à notre survie. Elle agit comme une barrière protectrice et joue un rôle crucial dans notre système immunitaire. La peau est composée de trois couches. 1)L’épiderme, la couche la plus superficielle 2)Le derme, la couche intermédiaire, contient des fibres de collagène et d’élastine qui lui donnent élasticité et fermeté. Il abrite également des vaisseaux sanguins, des nerfs, ainsi que des follicules pileux. 3) l’hypoderme est la couche la plus profonde de la peau et est essentiellement composée de tissus adipeux et conjonctif. Elle fournit une isolation thermique. Dans le derme et l’épiderme, les cellules immunitaires patrouillent à la recherche de pathogènes ou de signaux de danger pour la mise en place d’une réponse immunitaire efficace, qu’elle soit spontanée suite à une infection ou à l’apparition d’une tumeur, ou induite par un vaccin par exemple. Ce processus est aussi essentiel pour le maintien de la tolérance immunitaire, et ainsi éviter les maladies auto-immunes. Certaines cellules immunitaires (les cellules dendritiques) se déplacent dans les tissus en prélevant des échantillons de leur environnement. Elles migrent ensuite vers les ganglions lymphatiques drainant leur tissu d’origine. Ces 2 étapes (échantillonnage en périphérie et migration vers les ganglions) sont clefs dans la mise en place de la réponse immunitaire et le maintien de la tolérance. Dans les tissus, la migration des cellules dendritiques est guidée par des signaux chimiques et physiques, qui sont profondément modifiés en cas d’inflammation. Notre projet vise à comprendre comment la modification des propriétés mécaniques de la peau modifie la migration et l’efficacité des cellules immunitaires dans la peau et dans les ganglions. La compréhension de ces mécanismes mis en jeu pourra s’appliquer à d’autres pathologies dans lesquelles la modification de la structure du tissu est majeure. La modification de la structure tissulaire et de ses propriétés physiques est maintenant connue dans de nombreuses pathologies notamment au sein de divers cancers, où le la modification du collagène semble favoriser la survenue de métastases en inhibant la réponse immunitaire.

Bénéfices attendus

Comprendre comment l’installation d’une fibrose modifie les propriétés mécaniques des tissus et la migration des cellules immunitaires permettra d’obtenir des connaissances fondamentales sur la migration des cellules dans les tissus. Nous focalisons nos recherches sur les cellules dendritiques, cellules sentinelles du système immunitaire indispensable pour le déclenchement d’une réponse immunitaire spécifique. Nos premiers résultats mettent en évidence une accumulation de cellules dendritiques en cas de fibrose, qui sont incapables de migrer au ganglion lymphatique. Nous souhaitons adapter cette DAP afin de préciser les mécanismes moléculaires mis en cause dans ce défaut de migration. Ces mécanismes pourront être utilisés dans de nombreuses autres pathologies où la modification de la structure du collagène joue un rôle majeur dans la progression de la maladie et la réponse immunitaire, notamment en cas de cancer, où la migration des cellules dendritiques est également défectueuse. La modification proposée permettra d’identifier des mécanismes précis qui régulent la migration des cellules dendritiques, et pourra s’appliquer à d’autres pathologies (cancer).

Procédures

Dans un premier lot, les animaux anesthésiés recevront des traitements par injection à raison de maximum 1 injection par jour, 5 jours par semaine pendant 2 semaines (durée de chaque anesthésie de 5 minutes maximale). Certains de ces animaux recevront également un second traitement soit par injection à raison d’1 injection par jour pendant 5 jours consécutifs au maximum (durée du geste inf à 10sec) soit par application cutanée (application unique – durée du geste de 3 minutes). Dans un second lot, les animaux vigiles recevront une application cutanée unique de produit (durée du geste inférieure à 3 minutes).

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues lors des injections de produits seront celles liées à la piqûre (douleur de courte durée). L’injection d’un agent inflammatoire induira une inflammation chez les animaux. L’inflammation se caractérise par la douleur, le gonflement, la rougeur et la chaleur qui peuvent entraîner une gêne chez l’animal. Néanmoins, il s’agit ici d’une inflammation locale et non générale, et modérée. La gêne est caractérisée par l’apparition d’une desquamation principalement entre les 12e et 16e jours après injection, et la présence d’un érythème dont l’intensité est maximale du 9e au 14e jour. Les animaux seront suivis pendant 6 semaines afin d’étudier la résolution de l’inflammation, mais nous ne nous attendons pas à des effets rémanents après la fin des injections. La surface attendue de la zone fibrotique de la peau du bas du dos de la souris est inférieure à 1cm. Nous porterons notre attention spécifique sur cette zone. Nous ne nous attendons pas à des conséquences sur la mobilité des souris, la zone fibrotique étant à distance des articulations des membres supérieurs et inférieurs. Un éventuel effet sur la mobilité n’a d’ailleurs pas été décrit dans la littérature.L’application cutanée d’un marqueur fluorescent sans addition de molécule pro-inflammatoire induira une réaction locale éventuelle (mais non décrite dans la littérature). L’application cutanée d’un marqueur fluorescent associé à une molécule proinflammatoire pourra induire un aspect inflammatoire local (rougeur, chaleur).

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem.

Remplacement

L’influence du microenvironnement tissulaire sur la migration des cellules immunitaires a été démontré par de nombreuses équipes au cours de la dernière décennie. Ces cellules répondent à des signaux de dangers, largement étudiés in vitro , comme par exemple la présence de composants bactériens. Néanmoins, il s’agit d’un effet direct d’un agent inflammatoire sur les cellules, qui ne prend pas en compte le contexte complexe et la réponse du tissu, qui répond également à la présence de signaux de dangers. Il n’est donc pas possible d’extrapoler ces données sans avoir une description précise et quantitative des propriétés du microenvironnement in vivo. L’utilisation de différents modèles in vitro (matrice en fibres 3D) ou ex vivo (explants de peau humaine) ne permettent pas de reconstituer la complexité du tissu cutané : - Sa structure en 3 couches (épiderme, derme, hypoderme) et la structure des fibres de collagène formant le tissu de soutien aux cellules. - Nombreux types cellulaires présents : kératinocytes dans l’épiderme, fibroblastes dans le derme, adipocytes (manquant dans les modèles in vitro), extrémités neuronales (non présents dans les modèles in vitro) et l’infiltrat immunitaire comportant de multiples types cellulaires différents. L’objectif de ce projet est de fournir cette description, afin ensuite de pouvoir établir des modèles in vitro conformes aux propriétés des tissus observées in vivo. Cela permettra alors d’isoler les propriétés du tissu une par une et de tester leur effet individuel sur les cellules immunitaires, afin d’identifier les paramètres les plus importants. Par ailleurs, Le modèle in vivo est indispensable pour déchiffrer le dialogue entre différentes cellules immunitaires et la migration d’un organe à l’autre, dans un organisme vivant intégré dont le système immunitaire est proche de celui de l’homme, comme la souris. L’utilisation du modèle Souris reste indispensable pour le présent projet, afin d’avoir un tissu et un système immunitaire complets et fonctionnels.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux utilisés, les expériences de mise au point seront réalisées sur des échantillons prélevés sur des animaux utilisés pour d’autres expériences (mise à mort pour prélèvement d’autres organes que la peau). Une première expérience sera réalisée afin de déterminer les meilleurs temps expérimentaux à utiliser. Les échantillons issus de cette expérience seront également utilisés pour les analyses des procédures suivantes. Le maximum d’échantillons d’intérêt a été et sera prélevé lors de la mise à mort des souris (peau, ganglions, sérum) et conservés pour des analyses ultérieures. Cela permettra de concentrer ensuite la caractérisation sur ces conditions expérimentales et donc de limiter le nombre total d’animaux utilisés. Grâce à nos résultats préliminaires, nous avons pu supprimer une procedure initialement prevue qui n’a plus de rationnel scientifique. A partir de données publiées et accessibles, nous avons ici déterminé le nombre d’animaux nécessaire comme étant le plus petit nombre d’animaux permettant de mettre en évidence une différence significative dans notre modèle expérimental (induction de fibrose cutanée).

Raffinement

En accord avec les recommandations internationales, les animaux sont suivis attentivement afin d’assurer leur bien-être, et les expérimentations sont arrêtées avant la souffrance des animaux. Pour cela : -Les souris sont habituées à l’animalerie (accoutumance après transfert) et habituées à être manipulées par le même expérimentateur avant le début de la procédure, afin de limiter le stress après le début de la procédure. -Un suivi clinique renforcé sera réalisé pendant les 30 min suivant l’injection sous-cutanée, puis 6h après, puis une fois par jour pendant 10 jours, puis deux fois par semaine jusqu’à la fin de la procédure. -Une grille de score est mise en place pour évaluer de façon objective l’état des animaux. En cas d'atteinte d'un point limite, les animaux seront sortis de la procédure (traitement antalgique, mise à mort). -Le suivi des animaux pour les procédures suivantes sera adapté en fonction de ce qui a été observé dans les procédures antérieures (au fur et à mesure de l’avancée du projet). Nous n’avons pas observé d’effet secondaire inattendu lors des premières expériences réalisées. Pour éviter l’inconfort et la douleur lors des procédures, des anesthésiques et analgésiques adaptés seront utilisés.

Choix des espèces

La souris est le modèle de choix pour les expériences menées en immunologie. La forte similitude des systèmes immunitaires humains et murins en font un modèle idéal. Par ailleurs, nous utilisons des modèles murins génétiquement modifiés déjà développés et bien caractérisés qui sont les plus adaptés à ce projet. Les souris seront utilisées entre 8 et 16 semaines, afin d’avoir un système immunitaire adulte.

360 souris génétiquement modifiées pour reproduire le syndrome de Wolfram vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Anesthésiées à plusieurs reprises pour des examens du fond d'œil, de la rétine et des électrorétinogrammes, une partie reçoit à la naissance une injection dans la veine temporale. Le porteur décrit des effets possibles du modèle, démarche instable, tremblements, désorientation et comportement anxieux. Il affirme que ce modèle est le "seul moyen" d'explorer les mécanismes de la maladie et le seul à pouvoir tester des traitements sur la rétine, présentant cette irremplaçabilité comme un fait acquis.

Objectifs

Le projet porte sur le Syndrome de Wolfram, une maladie qui entraine une perte de la vision progressive due à une perte de la fonction du nerf optique qui permet de relier l’œil au cerveau. Il n’existe actuellement pas de traitement pour traiter cette maladie. Nous avons donc généré un modèle animal pour reproduire la maladie et tester des traitements. Ce modèle animal reproduit fidèlement les atteintes retrouvées chez les patients. Il est important de noter que ce modèle représente le seul moyen d'explorer les mécanismes responsables de la maladie. Ce modèle est également le seul modèle qui puisse être utilisé pour tester des traitements sur la rétine. Nous développerons 2 approches : 1) une étude sur les cellules de la rétine qui sont défectueuses que nous mettrons en culture afin d’étudier leur croissance en réponse à plusieurs traitements. 2) Nous développerons un axe de recherche sur les animaux vivants, auxquels nous injecterons une forme fonctionnelle de la protéine défectueuse afin de protéger leur rétine. Nous mesurerons le bénéfice de cette thérapie sur la fonction visuelle des animaux au cours du temps.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mettre en évidence si notre traitement est capable de protéger la vision des animaux. A long terme, ce projet permettra de proposer un traitement de thérapie génique chez les patients atteints de perte de fonction du nerf optique.

Procédures

90 animaux seront anesthésiés pendant 30 minutes, deux fois, avec une semaine d’intervalle, lorsqu’ils auront 1 mois. Pendant l’anesthésie, ils passeront : • un examen du fond d’œil (10 min), • une analyse des couches de la rétine (10 min), • un électrorétinogramme (10 min). Parmi eux, 60 auront reçu une injection dans la veine temporale à la naissance. 90 autres animaux seront anesthésiés pendant 30 minutes, quatre fois en tout : deux fois à 1 mois (à une semaine d’intervalle) et deux fois à 3 mois (à une semaine d’intervalle). Ils passeront les mêmes examens que ci-dessus. Parmi eux, 60 auront reçu une injection dans la veine temporale à la naissance. 180 animaux seront anesthésiés pendant 30 minutes, six fois en tout : deux fois à 1 mois, deux fois à 3 mois et deux fois à 6 mois (toujours à une semaine d’intervalle à chaque âge). Ils passeront les mêmes examens que ci-dessus. Parmi eux, 120 auront reçu une injection dans la veine temporale à la naissance.

Impact sur les animaux

Les tests fonctionnels pour mesurer la vision sont indolores et pratiqués couramment en ophtalmologie humaine. L’injection des virus peut induire une courte douleur (moins de 2 min). Une partie des tests se fera sous anesthésie générale. Lors du réveil les souris peuvent être désorientées et stressées. Après chaque exploration (test), les souris seront observées quotidiennement. Les effets indésirables liés au modèle de souris peuvent être une démarche instable, des tremblements, une incapacité à grimper, une désorientation, un comportement anxieux.

Devenir

Les animaux seront tous euthanasiés pour prélèvement de tissus post-mortem. De plus, la plupart des animaux utilisés étants génétiquement modifiés et/ou infectés par des virus génétiquement modifiés eux aussi, il nous est impossible de replacer ou de faire adopter ces animaux. Ils seront donc euthanasiés à la fin de chaque procédure.

Remplacement

Nous avons généré une souris reproduisant une maladie qui entraine une baisse progressive de l’acuité visuelle due à la perte du nerf optique. Il n’y a pas de traitement. Il est important de noter que ce modèle représente le seul moyen d'explorer les mécanismes responsables de la maladie et de tester des traitements. Dans le cadre d'essais cliniques de thérapie génique, le recours à la souris est nécessaire et permet d’apporter une indication de l’efficacité du traitement.

Réduction

Notre projet étudie toutes les souris qu’elles soient porteuses de mutation ou non. Nous avons également constaté une différence d’atteinte chez les mâles et les femelles, de ce fait notre étude prend en compte mâles et femelles. Les mêmes animaux seront étudiés à 1, 3 et 6 mois avant leur euthanasie. Les effectifs ont été ramenés au minimum permettant d’avoir un effet statistique significatif.

Raffinement

Toutes les mesures biologiques pour étudier la vision et l’audition sont effectuées sur l’animal sous anesthésie. Les animaux sont placés sur une couverture chauffante (37°C) jusqu'au réveil. Après toutes analyses, les souris seront observées quotidiennement. Si des animaux montrent des signes de douleurs ou de souffrances, nous évaluerons cette souffrance et nous prendrons les décisions nécessaires afin de réduire la durée et l’intensité de la souffrance pour y mettre fin.

Choix des espèces

Le projet utilise la souris, car c’est le modèle mammifère de référence pour étudier l’impact d’une mutation d’un gène sur l’organisme. Les souris modèles que nous utilisons portent des mutations retrouvées chez les patients atteints de Syndrome de Wolfram et reproduisent les caractéristiques cliniques de la maladie chez l’homme. Ces souris sont donc de très bons modèles animaux pour tester des traitements. Les animaux utilisés pour faire des cultures de cellules rétiniennes seront des animaux de 3 jours après la naissance. Ce stade est le stade utilisé pour avoir les meilleurs résultats (rendement en quantité de cellules). Des traitements seront testés sur ces cellules afin d’identifier des molécules protectrices des cellules ganglionnaires de la rétine. Les animaux génétiquement modifiés reproduisant la maladie seront traités par thérapie génique à la naissance et leur vision sera explorée au cours du temps (à 1,3 et 6 mois) afin d’évaluer le bénéfice thérapeutique de l’approche de thérapie génique. Des prélèvements de rétines seront réalisés sur les animaux de 1,3 et 6 mois après euthanasie afin d’évaluer l’effet du traitement sur la morphologie de la rétine.