Recherche appliquée

Jusqu'à deux chirurgies cérébrales de quatre heures et des séances répétées d'IRM et de TEP sous anesthésie générale sur un an: 60 macaques à longue queue vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Des protéines pathologiques humaines sont injectées dans leur cerveau pour y reproduire une maladie de Parkinson ou d'Alzheimer et suivre l'apparition de troubles moteurs et cognitifs. Le porteur juge le primate "indispensable" au motif que les rongeurs ne reproduisent pas les symptômes cognitifs. Tous les cerveaux sont prélevés après la mise à mort pour analyse.

Objectifs

Les maladies neurodégénératives comme la maladie de Parkinson, la maladie d’Alzheimer ou la paralysie supranucléaire progressive se caractérisent par l’accumulation progressive d’agrégats protéiques spécifiques dans le cerveau. Avec l’évolution de la maladie et le vieillissement cellulaire, ces agrégats deviennent toxiques, entraînant la mort des neurones et l’apparition de symptômes moteurs et cognitifs. Il est donc essentiel de comprendre le rôle de ces agrégats dans le développement des déficits, d’évaluer leur impact fonctionnel et d’explorer des stratégies thérapeutiques visant à favoriser leur élimination, telles que les immunothérapies. Les modèles animaux classiques, notamment les rongeurs, permettent de reproduire certaines lésions mais ne reflètent pas pleinement les symptômes, en particulier cognitifs. Cette limite pourrait s’expliquer par les différences anatomiques entre le cerveau humain et celui des rongeurs. Ainsi, l’utilisation d’un modèle animal phylogénétiquement proche de l’Homme apparaît indispensable pour étudier les conséquences fonctionnelles de l’accumulation de protéines pathologiques. Des travaux récents montrant le caractère « infectieux » de certaines protéines ont ouvert la voie au développement de modèles chez le primate non humain. Ces modèles animaux permettent de reproduire les mécanismes d’agrégation protéique et d’induire des troubles moteurs et cognitifs similaires à ceux observés chez les patients même à des stades précoces de la maladie. Ils offrent également la possibilité d’un suivi longitudinal (au cours du temps) des lésions et du comportement grâce à des techniques d’imagerie non invasives directement applicables à l’Homme telles que l’IRM, les examens ophtalmologiques et la tomographie par émission de positons (TEP). L’objectif du projet est double: développer des modèles de maladies neurodégénératives chez le primate non humain par différentes approches (surexpression de protéines pathologiques humaines ou de protéines de synthèse), et suivre in vivo l’évolution des agrégats protéiques en lien avec l’apparition et la progression des déficits moteurs et cognitifs.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre de développer de nouveaux modèles animaux plus robustes et pertinents d’un point de vue biologique des principales maladies neurodégénératives, telles que la maladie de Parkinson, la maladie d’Alzheimer ou la Paralysie Supranucléaire Progressive. L’utilisation de méthodes non-invasives similaires à celles utilisées dans les hôpitaux va permettre une meilleure application à l’Homme. Sur le long terme, ces nouveaux modèles animaux permettront de valider des thérapies innovantes ou des biomarqueurs diagnostiques ciblant ces maladies neurodégénératives.

Procédures

Les animaux seront anesthésiés pour inoculer des protéines mutées synthétisées in silico ou isolées et amplifiées à partir de cerveaux de patient. . Un maximum de deux chirurgies de 4h maximum espacées de 6 mois sont prévues. Les animaux seront ensuite réévalués à 6 mois et 12 mois post injection. Les animaux seront évalues de la façon suivante à 3 temps espacés de 6 mois : - Comportement moteur spontané sans restriction alimentaire ou hydrique (1h/j/4j à 4 temps différents maximum). - Comportement cognitif sur écran tactile avec renforcement positif et sans restriction alimentaire ou hydrique (1h/j/4j à 4 temps différents maximum). - Imagerie IRM sous anesthésie générale pendant 1 à 3 heures maximum par session avec un minimum de 1 session et un maximum de 3 sessions espacées d’au moins une semaine par temps et un maximum de 4 temps. - Imagerie TEP sous anesthésie générale durant 2 à 4 heures maximum par session avec un maximum de 3 sessions espacées d’une ou deux semaines (voir renouvelée une fois à 6 mois) en fonction de la nécessité de réaliser des prélèvements sanguins (tous les traceurs TEP ne demande pas des prélèvements de sang pour l’interprétation des résultats). Un maximum de 3 temps 12 mois. - Imagerie ophtalmique sous anesthésie générale durant 1 à 3 heures maximum par session avec un maximum de 3 sessions espacées d’au moins une semaine et un maximum de 3 temps sur 12 mois. - Un prélèvement sanguin et de LCR sous anesthésie (15min).. Ces prélèvements sont couplés à l’un des examens d’imagerie pour réduire le nombre total d’anesthésies.

Impact sur les animaux

L’administration de vecteurs viraux ou des protéines entraine une douleur locale, de courte durée et légère. La délivrance de ces composés dans le cerveau entraine une douleur locale due à l’ouverture de la peau et la rétraction du muscle. Les anesthésies, qu’elles soient de courte durée ou plus longues, génèrent un risque d’hypothermie (stress thermique) si la température n’est pas contrôlée. De plus, la mise à jeun la nuit qui précède l’anesthésie et la manipulation des primates avant anesthésie pourraient induire un stress jusqu’à leur réveil, nourrissage et remise en groupe social. Les anesthésies de longue durée nécessitent la pose d’un cathéter veineux pour maintenir une anesthésie en continue et une intubation ce qui entraine une douleur locale, légère, et de courte durée. Pour les chirurgies et les examens d’imagerie, la nécessité d’immobilisation peut entrainer une nuisance locale transitoire au niveau du canal auditif jusqu’au retrait du cadre. Le maintien de l’œil ouvert lors des examens ophtalmologiques peut entrainer une douleur locale transitoire. Les anesthésies répétées peuvent induire une perte de poids, raison pour laquelle un suivi du poids sera réalisé tous les mois pendant toute la durée de l’expérience.

Devenir

Tous les animaux du projet seront euthanasiés à la fin du projet afin de pouvoir prélever leurs cerveaux. Des analyses histopathologiques et biochimiques seront réalisées afin de caractériser l'expression des protéines aberrantes dans les différentes régions du cerveau, ainsi que l’inflammation, afin de valider les résultats obtenus in vivo.

Remplacement

Pour ce projet, le recours à l’animal est nécessaire, car aucun milieu de culture, organoïdes ou système synthétique, ne permet aujourd’hui de reproduire la complexité architecturale et fonctionnelle du système nerveux au point de prédire la cinétique d'accumulation des protéines anormales et leur impact fonctionnel. Par ailleurs, la réaction du système immunitaire suite à la surexpression d’une protéine doit aussi être évaluée dans un modèle animal proche de l’Homme pour augmenter sa valeur prédictive en termes de sureté et absence d’effets adverses.

Réduction

Une veille de la littérature est faite pour éviter de refaire des expériences déjà publiées. Le nombre d’animaux prévu dans ce projet a été réduit au minimum afin de pouvoir exploiter correctement les résultats. Un calcul statistique de puissance a été réalisé afin de dimensionner les groupes expérimentaux. De plus, le suivi longitudinal chez le même individu par des méthodes d’évaluation fonctionnelle non-invasives (imagerie et comportement) permet de réduire le nombre d’animaux en évitant l’euthanasie pour une confirmation histologique à différents temps, et sans compromettre la possibilité d’observer un effet pathologique significatif.

Raffinement

Afin de minimiser le stress et l’angoisse des animaux d’élevage importés pour des utilisations scientifiques, les primates seront acclimatés pendant au moins un mois en dehors de la quarantaine et avant la date de début du protocole. Le protocole d’anesthésie pour la réalisation des études comporte des analgésiques pour minimiser l’inconfort. La surveillance rapprochée suite aux anesthésies et plus particulièrement après les chirurgies à l’aide d’une grille d’évaluation péri-opératoire, l’évaluation du comportement moteur tous les 6 mois à l’aide d’une grille adaptée au modèle , le suivi régulier du poids, l’interaction avec la Structure chargée du Bien Être des Animaux (SBEA) et la mise en place de points limites clairs permettent de limiter les nuisances liées aux interventions. De plus, le nombre d’interventions ainsi que leur durée sont réduits au maximum. L’interaction positive au quotidien avec les personnels impliqués dans l’étude constitue aussi une forme d’enrichissement.

Choix des espèces

Le macaque adulte est retenu comme modèle d'étude sur les critères suivants : - il n'est pas possible de reproduire tous les signes pathologiques des maladies neurodégénératives dans les modèles cellulaires/organoïdes ou les modèles rongeurs, et par conséquent, il est difficile de prédire l'effet d'une thérapie chez l'Homme. - il permet d'intégrer des méthodes d'évaluation fonctionnelle, telles que l'imagerie, le comportement et les signes cliniques, qui peuvent être directement extrapolés à l'Homme dans une démarche translationnelle et utilisant des équipements d’imagerie et de tests comportementaux identiques ou similaires à ceux utilisés en clinique. - sa ressemblance anatomique et fonctionnelle du cerveau par rapport à l’Homme. La taille et la structure du cerveau permettent des analyses anatomiques et fonctionnelles strictement comparables à celles réalisées dans les mêmes conditions que chez les patients. Les animaux seront adultes (6 ans ou plus) pour mieux mimer le stade auquel les maladies neurodégénératives donnent lieu à des signes cliniques et pour éviter toute plasticité cérébrale présente chez les jeunes individus.

100 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, chacune subissant deux chirurgies de la moelle épinière à un mois d'intervalle, des injections modulant l'activité neuronale, puis des tests moteurs et une mesure de conduction nerveuse sous anesthésie, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Le modèle reproduit une sclérose en plaques pour observer si stimuler les neurones aide à réparer la myéline. Les prélèvements de cerveau et de moelle épinière imposent la mise à mort de tous les animaux. Les retombées annoncées pour les patients, limiter la progression du handicap, restent renvoyées au conditionnel et au long terme.

Objectifs

La sclérose en plaques est une maladie inflammatoire, dégénérative du système nerveux central (cerveau et moelle épinière) et la première cause d’handicap neurologique non traumatique chez les jeunes adultes. Dans cette maladie, on observe des phases de démyélinisation (il s’agit d’une perte de la myéline, substance permettant de favoriser les influx nerveux et la protection des neurones) dans lesquelles l’organisation des neurones est altérée, conduisant à des déficits fonctionnels chez les patients. Un mécanisme de réparation existe, mais il est incomplet et très variable selon les patients. Les cellules immunitaires du cerveau et de la moelle épinière (microglie) sont activées précocement lors de la démyélinisation et participent à la réparation de la gaine de myéline. La microglie contacte par ailleurs les neurones et cette interaction peut influencer positivement la réparation post-démyélinisation. Nous avons mis en place une technique permettant de moduler l’activité neuronale lors de la phase de rémission dans un modèle murin de sclérose en plaques pour étudier l’impact de cette modulation sur les interactions entre les cellules immunitaires du cerveau et les neurones, afin de favoriser la réparation tissulaire et la récupération fonctionnelle. Le présent projet vise à mesurer par des tests comportementaux et des mesures de conduction nerveuse chez la souris si la modulation de l’activité neuronale facilite la récupération fonctionnelle dans nos modèles et si cela dépend de l’interaction neurone-microglie.

Bénéfices attendus

La sclérose en plaques touche plus de 100 000 personnes en France et se déclenche majoritairement chez le jeune adulte. La réparation de la myéline (remyélinisation) est essentielle dans cette pathologie, mais reste partielle, d’où une perte neuronale à long terme et des déficits irréversibles chez les patients. L’activité neuronale a été montrée comme favorisant la remyélinisation. Ce projet permettra de mieux comprendre l’impact biologique obtenu de l’activité neuronale sur les interactions neurones-cellules immunitaires et leur rôle dans un modèle murin de sclérose en plaques. A plus long terme, la mise en évidence d’effets bénéfiques de l'activité neuronale sur la réparation via une modulation directe du dialogue neurones-cellules immunitaires pourrait permettre d'envisager des stratégies thérapeutiques visant à limiter la progression du handicap chez les patients.

Procédures

Tous les animaux seront soumis à deux procédures chirurgicales sous anesthésie générale avec une prise en charge analgésique adaptée, afin de réaliser une injection au niveau de la moelle épinière (chirurgies séparées d’un mois, durée 15 minutes chacune). Tous les animaux recevront à l’état vigile deux injections (moins d’une minute) séparées de 3h pour moduler ou non l’activité neuronale. Tous les animaux participeront à des tests comportementaux visant à mesurer leurs compétences motrices (sessions de 2h30 incluant des pauses entre les tests). Des mesures de la vitesse de conduction nerveuse seront effectuées sous anesthésie générale avec traitement analgésique en fin d’étude (maximum 45 minutes), avant euthanasie par une méthode réglementaire pour réaliser différents prélèvements tissulaires.

Impact sur les animaux

Les chirurgies engendreront un inconfort temporaire lors du réveil après anesthésie (environ 30 min d’inconfort au réveil) et un risque de douleurs post-opératoires. Il existe un risque rare de complications liées à la chirurgie : infections, hémorragie. L’anesthésie générale sera associée à des risques d’hypothermie, de sécheresse oculaire et de défaillance cardiorespiratoire. Les injections seront associées à un risque de légère et brève douleurs et d’inconfort de courte durée. Le traitement modulateur d’activité neuronale peut occasionner un trouble locomoteur et une gêne dans les 3 heures maximum suivant l’injection. Les tests comportementaux peuvent induire un stress léger.

Devenir

Des prélèvements tissulaires (cerveau et moelle épinière) sont réalisés post mortem, ce qui implique l’euthanasie de l’ensemble des animaux pour répondre à nos objectifs scientifiques. L’euthanasie est réalisée par une méthode réglementaire.

Remplacement

Dans un objectif de remplacement, nous travaillons en première approche avec des modèles in vitro et ex vivo, qui nous ont permis d’établir le rôle positif de l’activité neuronale dans le dialogue neurone-microglie pour limiter l’aspect pro-inflammatoire de ces cellules après démyélinisation. Les modèles murins in vivo sont ultimement nécessaires pour l’étude fondamentale de la Sclérose en plaques, car ils permettent d'étudier la démyélinisation et la remyélinisation dans un contexte intégré, impliquant des interactions entre tissus nerveux, effecteurs de l’immunité circulante et apports métaboliques par le réseau sanguin, qui sont des composantes importantes de la sclérose en plaques. Le présent projet nous permettra d’avoir une lecture fine de l’impact de l’activité neuronale sur la réparation et la part de cet effet dûe au dialogue neurone-microglie dans nos modèles démyélinisants in vivo.

Réduction

Des approches statistiques permettront d’optimiser le nombre d’animaux utilisés après l’utilisation des premiers lots d’animaux afin de réduire au strict minimum le nombre d’animaux nécessaires : ce nombre sera calculé pour chaque groupe d’expériences à l’aide d’un calcul statistique après utilisation initiale de 5 à 6 animaux par condition. Au maximum nous utiliserons 100 animaux pour ce projet. Des tests statistiques seront utilisés pour l’analyse des résultats obtenus, adaptées à chaque expérience et réalisées en partenariat avec des biostatisticiens.

Raffinement

Les animaux sont hébergés dans des conditions conformes à la réglementation en vigueur pour l’espèce. Les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une semaine à leur arrivée avant leur entrée en procédure. L’eau et la nourriture sont fournies à volonté. Un environnement enrichi est fourni aux animaux, comprenant nidification (carré de coton, kraft) et bâton à ronger. Les animaux sont manipulés uniquement par un personnel qualifié et sensibilisé au bien-être animal. Ils seront observés quotidiennement, toute anomalie sera gérée en collaboration entre notre équipe, la structure chargée du bien-être animal et nos vétérinaires afin d’assurer une prise en charge adaptée pour chaque animal. Des points-limites sont définis, ainsi qu’un suivi par l’équipe de recherche pour éviter la souffrance de l’animal. Les animaux soumis aux procédures chirurgicales sont placés sous anesthésie générale (durée maximale de 30 minutes), avec une prise en charge analgésique adaptée. Nous nous assurerons du maintien de la température des animaux durant toute la durée de l’anesthésie. Un gel de protection oculaire sera appliqué sur leurs yeux. En post-chirurgie, les animaux auront un accès facilité à la nourriture et à l’eau pour faciliter leur récupération. Nous mettrons également en place une surveillance renforcée post-chirurgie. Avant les tests comportementaux, les animaux auront un temps d’acclimatation. La mesure de la conduction nerveuse sera réalisée sur un animal anesthésié. L’animal ne sera pas réveillé ensuite et euthanasié au cours de son anesthésie générale.

Choix des espèces

La souris est l'espèce de choix pour générer des modèles de maladies humaines. Son anatomie, sa physiologie et sa génétique sont bien connues et sont relativement proches de l'Homme. L’âge adulte est requis pour pouvoir faire les actes chirurgicaux et les mesures d’activité neuronale envisagées dans ce projet.

Infectées par le nez avec des bactéries responsables de pneumonies, Streptococcus pneumoniae ou Klebsiella pneumoniae, sous anesthésie, 5 778 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. L'infection peut entraîner une perte de poids et une dégradation de l'état général, un score clinique déclenchant l'arrêt pour les animaux les plus atteints. Les souris sont ensuite tuées pour dénombrer les bactéries dans les poumons, la rate et la moelle osseuse. Le porteur reconnaît disposer déjà de tests in vitro, mais juge la souris "nécessaire" pour reproduire la complexité de l'infection.

Objectifs

Les infections des voies respiratoires demeurent un problème de santé publique majeur. Les bactéries, en particulier Streptococcus pneumoniae et Klebsiella pneumoniae, comptent parmi les principales responsables d’infection du tractus respiratoire et peuvent induire une pneumonie. Celle-ci peut évoluer vers une maladie invasive lorsque les bactéries pénètrent dans la circulation sanguine. Dans le cas de Streptococcus pneumoniae, la sévérité de la maladie est exarcerbée chez les patients infectés par le virus de la grippe. Des vaccins existent contre Streptococcus pneumoniae, mais leur efficacité est limitée, tandis qu’aucun vaccin n’est actuellement disponible contre Klebsiella pneumoniae. Ces bactéries sont considérées comme prioritaires par l’Organisation mondiale de la Santé (OMS) en raison de l’apparition de souches très virulentes et/ou résistantes aux antibiotiques, qui rendent certains traitements inefficaces. Ces observations montrent la nécessité de développer de nouvelles approches thérapeutiques. Stimuler le système immunitaire apparaît comme une piste prometteuse pour surmonter les limites des traitements actuels. Pour se faire, il est donc essentiel de mieux comprendre comment l’organisme se défend contre les infections à Streptococcus pneumoniae et Klebsiella pneumoniae. Lors d'une infection bactérienne, les tissus détectent les pathogènes grâce à des récepteurs du système immunitaire et déclanchent rapidement de nombreux mécanismes de défense, contre lesquels les bactéries développent difficilement des résistances. Stimuler ces réponses représente donc une piste prometteuse pour traiter les infections respiratoires. Associée aux antibiotiques, l’immunothérapie pourrait offrir une stratégie plus durable, améliorant la prise en charge des patients tout en limitant la progression de l’antibiorésistance. Le projet comporte les objectifs suivants : 1- Identifier les mécanismes immunitaires activés par Streptococcus pneumoniae et Klebsiella pneumoniae, afin d'identifier ceux qui jouent un rôle protecteur. 2- Identifier les éléments de Streptococcus pneumoniae et Klebsiella pneumoniae qui déclanchent ou modulent ces réponses immunitaires 3- Utiliser ces connaissances pour proposer une nouvelle stratégie de traitement de ces infections respiratoires

Bénéfices attendus

Le principal objectif de ce projet est de mieux comprendre comment le système immunitaire réagit aux infections respiratoires. Identifier les composantes protectrices de cette réponse pourrait permettre de développer des immunothérapies capables de renforcer les défenses de l’organisme, utilisées seules ou en combinaison avec des antibiotiques. En parallèle, identifier les éléments des bactéries qui modulent cette réponse pourrait, à plus long terme, ouvrir la voie à de nouveaux vaccins. Ces avancées pourraient améliorer la prévention et la prise en charge des infections, réduire les complications et les décès, limiter l’usage des antibiotiques et ralentir l’antibiorésistance, avec un impact majeur pour la santé publique.

Procédures

Pour mimer l’infection pulmononaire, les animaux recevront la bactérie Streptococcus pneumoniae ou Klebsiella pneumoniae par administration intranasale sous anesthésie par injection intrapéritonéale. Ce geste dure moins d’une minute et conduit à une anesthésie courte qui maintient l'animal en sommeil environ 20 minutes. Pour mimer l’infection invasive à Klebsiella pneumoniae, les animaux recevront la bactérie par administration intrapéritonéale, geste qui dure moins d’une minute. Certaines analyses nécessiteront un prélèvement sanguin, geste qui dure moins d’une minute, et qui sera réalisé sur des animaux sous anesthésie gazeuse. L’efficacité des immunomodulateurs associés ou pas à des antibotiques sera également testé contre une infection pulmonaire à Streptococcus pneumoniae ou Klebsiella pneumoniae. Ces traitements peuvent être soit une injection intrapéritonéale soit un gavage oral, soit une injection intraveineuse sous anesthésie gazeuse, chacun de ces gestes durant moins d’une minute. L’anesthésie gazeuse dure moins de 5 minutes.

Impact sur les animaux

Les expériences comprennent une étape d’infection pulmonaire avec la bactérie Streptococcus pneumoniae ou Klebsiella pneumoniae. Des analyses seront effectuées à des temps précoces, avant la survenue d’effets indésirables dûs à l’infection. Néanmoins, à des temps plus tardifs, les bactéries peuvent provoquer une infection respiratoire chez la souris qui peut se traduire par une perte de poids et/ou une altération de l’état général. Des critères d’arrêts de l’étude, évalués grâce à un score clinique, ont été définis afin de contrôler le bien-être des animaux. Ainsi, la mesure du poids de l’animal et l’inspection des signes physiques (pelage, respiration) et du comportement (mobilité) seront effectués de façon quotidienne, afin de détecter le plus précocément possible l’apparition de signes de souffrance. Les expérimentateurs sont formés à ces observations et procèdent à l’euthanasie des animaux si ces paramètres sont significativement détériorés, quel que soit le groupe expérimental. La dernière partie du projet consiste à traiter les animaux avec un immunomodulateur associé ou pas à un antibotique, pour ralentir/prévenir la survenue d’une infection pulmonaire. Dans ce cas, on s'attend à une amélioration de l’état général des animaux traités en comparaison à des animaux non traités.

Devenir

L’ensemble des animaux sera euthanasié afin d’analyser la réponse immunitaire dans différents tissus et/ou de déterminer le nombre de bactéries dans les poumons, la rate, la moelle osseuse. Les animaux développant des signes sévères d’infection seront euthanasiés.

Remplacement

Des études in vitro sont déjà en place pour étudier les interactions entre les cellules immunitaires et les bactéries. Néanmoins, à ce jour, la complexité des processus infectieux et immunitaires ne peut pas être intégralement reproduite dans des tests in vitro et l’utilisation de souris sera donc nécessaire pour atteindre les objectifs du projet, dans le respect des stratégies de réduction et de raffinement ci-dessous.

Réduction

- Modélisation in vitro : Des approches sont déjà en place pour analyser les interactions entre les cellules immunitaires isolées d’animaux et les bactéries. Une veille bibliographique sera réalisée afin d’identifier d’éventuels nouveaux protocoles d’isolement de cellules immunitaires, pour étudier leur interaction avec les bactéries. - L’utilisation de souris génétiquement identiques dans nos expériences permet d’obtenir des résultats expérimentaux plus reproductibles et donc de diminuer le nombre d’animaux utilisés pour avoir des résultats robustes. - La taille des groupes d'animaux dans les expériences réalisées est déterminée par des méthodes statistiques afin d’utiliser le strict nécessaire pour répondre à la question scientifique.

Raffinement

Lors de l’euthanasie, de multiples tissus (poumons, ganglions drainants, rate, moelle osseuse, sang) seront prélevés sur chaque animal afin de rassembler un maximum de données exploitables pour chaque animal. L’utilisation de techniques de mesures à moyen et haut débit (qui mesure plusieurs paramètres par échantillon) permettra également d’obtenir des données multiples sur chaque échantillon et de raffiner les analyses.

Choix des espèces

Le modèle de la souris est aujourd’hui l’un des plus utiles pour étudier comment le corps se défend contre les infections respiratoires. Nous disposons de nombreuses souris génétiquement modifiées, ce qui permet de mieux comprendre le rôle de certains mécanismes du système immunitaire. De plus, il existe des outils très performants pour analyser les cellules chez la souris, ce qui facilite l’étude détaillée de ces défenses. Pour les souris obtenues auprès de fournisseurs agréés, des animaux adultes âgés de 7 à 12 semaines en début d’expérience seront utilisés. Pour les animaux provenant de l’élevage local, les animaux pourront être âgés de 7 à 20 semaines. A ces âges, le système immunitaire des souris est considéré comme compétent. Enfin, la détermination des doses de bactéries nécessaire à l’infection pulmonaire a déjà été établi par l’ensemble de la communauté scientifique.

Prélevés par ponction à la jugulaire et par sondage gastro-œsophagien pour recueillir leur fluide ruminal, sans anesthésie ni sédation, 1 000 agneaux vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. L'objectif est de repérer des prédicteurs de l'impact environnemental de l'élevage ovin, les animaux recevant par moments une alimentation entièrement à base de concentrés qui risque de provoquer une acidose du rumen. Le porteur écarte les alternatives au motif que la variabilité individuelle des émissions ne se mesure pas autrement. À la fin des prélèvements, les agneaux ne sont pas tués dans le projet mais poursuivent leur carrière de production, donc rejoignent la filière.

Objectifs

Notre projet a pour objectif d’identifier des prédicteurs de l’impact environnemental de l’élevage d’ovins allaitants. Les impacts seront étudiés sous l’angle de l’ingestion (aliments et eau) et des émissions de gaz à effet de serre. Nous utilisons des agneaux mâles et femelles de race Romane, descendants de béliers sélectionnés pour valoriser efficacement (ou peu efficacement) ce qu’ils ingèrent, une valorisation efficace signifiant que les individus ingèrent moins que les autres tout en ayant le même niveau de production. Le projet portera sur l’étude des 5ème et 6ème génération de sélection. Après 4 générations de sélection, la divergence est bien marquée : les agneaux issus de béliers efficaces ingèrent 10% de moins de concentré que les agneaux issus de béliers peu efficaces, tout en ayant des performances de croissance identiques. Ces différences sont très réduites bien que significatives, avec un régime plus riche en fourrages. La connaissance des émissions de gaz à effet de serre dans chacune des lignées et sous deux régimes différents nous renseignera sur les liens génétiques entre l’efficacité alimentaire et l’impact environnemental. Chaque année, une centaine d’agneaux de chacun des deux sexes (50% issus de béliers efficaces et 50% issus de béliers peu efficaces) seront mesurés pour leurs émissions de gaz et leurs ingestions d’aliments et d’eau. Les différents outils de mesures reposent sur l’identification électronique des animaux qui sont ainsi mesurés tout en étant maintenus dans leurs lots d’élevage. L’impact environnemental sera évalué sous deux régimes alimentaires différents : un régime 100% concentré basse énergie quand les agneaux auront entre 3 et 5 mois d’âge, puis un régime plus riche en fourrages quand les agneaux auront entre 6 et 9 mois d’âge. Enfin, l’enregistrement en routine des émissions de gaz et des quantités ingérées est peu envisageable à grande échelle, à des fins de sélection. Nous rechercherons donc des prédicteurs de ces caractères dans différents tissus/fluides : le plasma sanguin, le fluide ruminal et les fèces. Les prélèvements de chacun de ces fluides seront réalisés au maximum 2 fois dans la vie de chaque animal, à l’issue de chacune des phases d’alimentation, avec un délai de 3 à 4 mois entre les deux prélèvements. Les émissions de gaz à effet de serre sont principalement dues aux fermentations ruminales, donc l’étude du microbiote ruminal sera central dans ce projet en lien avec le microbiote fécal.

Bénéfices attendus

Notre projet propose d’étudier des animaux sélectionnés sur leur efficacité alimentaire et de répondre à la question suivante : des animaux plus efficaces émettent-ils plus de gaz à effet de serre que des animaux moins efficaces ? La sélection sur chacun des caractères pourra alors être différente en fonction des résultats obtenus, de façon à ce que l’impact environnemental de l’élevage ovin soit limité, tout en maintenant la rentabilité économique pour les éleveurs. De plus, l’ensemble des prélèvements sera utilisé pour rechercher des prédicteurs des émissions de méthane, car ces dernières restent encore peu accessibles en élevage conventionnel. Ces prédicteurs pourront être utilisés par les organismes de sélection, pour inclure l’efficacité alimentaire et/ou les émissions de gaz à effet de serre dans leurs programmes de sélection

Procédures

Pour ce protocole, les agneaux mâles auront chacun deux séries de prélèvements, espacées de 3 mois minimum. Les femelles ne seront prélevées qu’un seule fois, après la phase d’alimentation fourragère. Pour ces prélèvements, les animaux ne seront ni anesthésiés ni sédatés. Chaque année, les 200 animaux étudiés seront prélevés. Sur la totalité du projet, ce seront ainsi 1000 animaux qui seront échantillonnés. Ces prélèvements correspondent à une prise de sang à la jugulaire, un prélèvement de fèces au niveau rectal, et un prélèvement de fluide ruminal par sondage gastro-oesophagien. L’ensemble de ces 3 prélèvements est réalisé en moins de 10 minutes, sans isoler l’animal de ses congénères. Chaque mâle aura donc 2 prises de sang, 2 prélèvements de fèces et 2 prélèvements de fluide ruminal. Les prélèvements sont faits à 5 mois et 8 mois d’âge, pour les mâles. Les femelles n’auront qu’une prise de sang, un prélèvement de fèces et un prélèvement de fluide ruminal, lorsqu’elles auront environ 8 mois d’âge. Pour le prélèvement à la jugulaire et le prélèvement rectal, l’animal sera en attente dans un couloir. Un animalier lui soutiendra la tête pendant qu’un autre animalier fera le prélèvement de sang à la jugulaire. Suite à la prise de sang, un baume antiseptique et cicatrisant pourra être appliqué en massage sur les veines. Ensuite, environ 5g de fèces seront prélevés directement dans le rectum par un animalier dont le gant sera enduit de lubrifiant, un second animalier soutenant toujours la tête de l’animal. Enfin, l’animal passera du couloir au restrainer, matériel de contention adapté aux ovins. Celui-ci portera l’animal jusqu’au poste de prélèvement du fluide ruminal. La tête de l’animal sera maintenue par un animalier, pendant qu’un second animalier fera descendre la sonde gastro oesophagienne souple (12 mm de diamètre et 100 cm de longueur) par la bouche jusqu’au rumen. Une fois la sonde placée, la pompe à vide (reliée à l’autre extrémité de la sonde) sera activée et environ 40 mL de fluide ruminal sera prélevé. La pompe sera ensuite éteinte et la sonde retirée avec précaution. L’ensemble de ce prélèvement (de l’introduction de la sonde à son retrait) n’excède pas deux minutes. Un renforcement positif par distribution manuelle de concentré sera réalisé à la fin du prélèvement de fluide ruminal.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables pendant la première phase de contrôle pourraient être liés à l’alimentation 100% concentrés (à base de céréales) à volonté lors du premier contrôle, avec des risques d’acidification importante du milieu ruminal. L’aliment concentré a été formulé pour respecter des recommandations élevées en fibres et il a été enrichi en bicarbonate, pour prévenir cette acidose ruminale. Les soigneurs sont habitués à l’élevage de ruminants et connaissent ce trouble digestif et ses symptômes. En cas d’acidose aigüe, ils ont à leur disposition des traitements à administrer par voie orale. Ils sont formés à ce geste. Lors des phases d’adaptation prévues dans le projet, les animaux qui auraient du mal à se familiariser avec les automates d’ingestion sont entraînés par les animaliers, avec un renforcement positif par distribution manuelle de concentré. Tout animal qui ne parvient pas à s’adapter aux automates n’est pas conservé pour le protocole. Durant toute la phase d’élevage et d’expérimentation, en cas de signes de maladie (fièvre >40°C, problèmes respiratoires, décubitus prolongé, anorexie, perte de poids…), ou d’impact sur l’état général des animaux, une intervention vétérinaire aura lieu et un traitement adapté (antidouleurs, anti-inflammatoires, antibiotiques) sera mis en place (l’animal sortira du protocole si nécessaire). En cas de non réponse aux traitements et sur décision vétérinaire, l’animal sera euthanasié.

Devenir

Les agneaux poursuivront leur carrière de production suite à la procédure expérimentale.

Remplacement

Notre projet porte sur l’impact environnemental de la sélection sur l’efficacité alimentaire. Les principales émissions de gaz à effet de serre proviennent de la digestion des fibres dans le rumen, par les ruminants. Ces émissions de gaz poduits dans le rumen ont des origines génétiques et alimentaires complexes. Cette variabilité individuelle ne peut être étudiée en dehors des animaux eux-mêmes. De plus, nous cherchons des prédicteurs biologiques de ces émissions de gaz, donc il est indispensable de prélever des échantillons sur les animaux mesurés afin d’avoir le lien direct entre les mesures et les prédicteurs testés. Le recours à l’animal ne peut donc être évité.

Réduction

Notre projet repose sur le phénotypage de 200 agneaux par an, soit 1000 agneaux sur 5 ans. Ces effectifs ont été calculés pour nous permettre d’observer des différences faibles entre nos deux lignées d’animaux, sur des caractères autres que la consommation résiduelle. Nous avons choisi de travailler sur les deux sexes, afin d’appliquer le modèle de transmissibilité aux caractères que nous étudions. Ce modèles nécessite des trios (parents-descendants) phénotypés à un âge identique entre les générations. L’estimation des paramètres génétiques repose sur l’analyse de nombreux animaux (au moins 700). Les enregistrements issus de ce projet viendront compléter des bases de données issues de projets antérieurs de façon à avoir les effectifs suffisants nous permettant les analyses génétiques des nouveaux caractères.

Raffinement

Durant notre projet, les animaux sont élevés en lots pour exprimer leurs comportements sociaux. Les mesures réalisées reposent sur l’utilisation d’automates que les animaux fréquentent selon leurs besoins. Toutes les données sont gérées en temps réel et intégrées par un logiciel dédié. Le suivi des animaux est quotidien, par cet outil informatique, par des caméras, mais aussi par les nombreux passages des animaliers pour un suivi visuel. Les temps d’occupation des automates sont régulièrement contrôlés pour s’assurer que chaque animal se nourrisse à volonté. Tout animal qui ne parvient pas à s’adapter aux automates n’est pas conservé pour le protocole. Les animaux sont logés sur des aires de copeaux de bois, pour nous assurer qu’ils ne mangent pas leur litière, ce qui fausserait l’étude. Des disques à mordiller seront suspendus dans les parcs. Les animaux sont habitués dès leur plus jeune âge au contact humain, et en particulier à être manipulés. Afin de limiter le stress de contention, les prélèvements sont réalisés par du personnel qualifié à l’aide de matériel de contention adapté aux ovins et auquel les animaux sont habitués. Les prélèvements de fèces, sang et de contenu ruminal se font successivement lors de la même contention, afin de réduire au maximum le temps de contention. Les prélèvements de sang et de fèces sont similaires à ceux qui peuvent être réalisés en élevage classique pour du génotypage, de la prophylaxie ou du diagnostic de parasitisme gastro-intestinal. Pour les prises de sang, les agneaux pouront être tondus au niveau du coup pour faciliter la visualisation de la veine jugulaire. Un baume antiseptique et cicatrisant pourra être appliqué en massage sur les veines. Une attention particulière sera portée aux veines jugulaires pour repérer tout signe éventuel de phlébite. Les prélèvements de contenu ruminal ne sont pas des prélèvements habituels en élevage ovin. Néanmoins, le personnel de l’établissement utilisateur a été formé et pratique ce type de prélèvement depuis plusieurs années. A la fin des prélèvements, une poignée de granulés est donnée à l’animal pour un renforcement positif. Ils font l’objet d’une surveillance visuelle toute particulière au moment des prélèvements et après ceux-ci. Les ingestions et les poids sont encore enregistrés sur les deux jours suivants les prélèvements, pour avoir une indication de leur état de santé.

Choix des espèces

L’étude des émissions de gaz à effets de serre est primordiale pour l’espèce bovine qui en est la principale responsable. Néanmoins, l’espèce ovine présente 2 avantages au sein des ruminants pour l’étude de l’impact environnemental des ruminants : des troupeaux avec de grands effectifs (mêmes conditions d’élevage), une sélection génétique opérationnelle. Le rumen est l’élément central de notre projet, donc l’espèce ovine est toute indiquée pour être support de ce travail. Notre projet porte ainsi sur l’utilisation d’ovins allaitants de race Romane sélectionnés sur leur efficacité alimentaire. Cette efficacité alimentaire est évaluée lors de la phase de croissance dans un premier temps. Les agneaux entrent en halle de phénotypage entre 10 et 12 semaines d’âge, afin de débuter la phase de contrôle autour de 90 jours d’âge, et ont 8 à 9 mois d’âge en fin de projet.

Identifiées par un poinçon à l'oreille, traitées aux antibiotiques par quatorze gavages puis recevant des selles humaines par douze gavages supplémentaires, 60 souris vont être utilisées pour étudier l'effet du microbiote humain sur le foie, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Les gavages répétés, les pesées et le prélèvement sanguin à la queue provoquent stress et douleurs passagers. Toutes sont tuées à l'issue pour collecter leur sang et leurs tissus. Le porteur affirme qu'aucune méthode alternative ne reproduit les interactions entre microbiote transplanté et métabolisme du foie.

Objectifs

Des travaux précédents ont mis en évidence que : -chez l’Homme, plus l’accumulation de graisse dans le foie est sévère, plus le taux sanguin d’un métabolite, appelé ici X, est élevé ; -chez la souris, le métabolite X, lorsqu’il est administré par gavage, peut à lui seul provoquer l’accumulation de graisse dans le foie. Comme ce métabolite X est produit par le microbiote intestinal, nous souhaitons comprendre si le microbiote humain est directement responsable de sa production et donc de l’accumulation de graisse dans le foie. Pour répondre à cette question, nous allons réaliser des transplantations fécales chez la souris. Cela consiste à transférer le microbiote de donneurs humains (personnes en bonne santé ou patients atteints de foie gras, présentant soit de faibles soit de forts taux de métabolite X dans le sang) dans des souris dépourvues de leur propre microbiote. L’objectif est de vérifier si le microbiote humain suffit à reproduire chez la souris des taux sanguins similaires de métabolite X (faibles ou élevés) et s’il peut entraîner, selon l’origine des selles, une accumulation plus ou moins importante de graisse dans le foie. L’expérience comportera plusieurs étapes : 1. une phase d’acclimatation des animaux ; 2. une élimination du microbiote intestinal des souris grâce à un traitement antibiotique d’une semaine ; 3. la transplantation fécale, 4. un prélèvement de sang sous anesthésie pour mesurer les concentrations du métabolite X, suivi de la collecte des tissus nécessaires aux analyses.

Bénéfices attendus

À court terme, ce projet permettra de déterminer si le microbiote de patients avec la maladie du foie gras ayant des taux élevés de métabolite X peut, à lui seul, augmenter ce métabolite et provoquer une accumulation de graisse dans le foie chez la souris, comparé à des microbiotes de sujets sains ou de patients présentant de faibles taux. Cela établira un lien direct entre certaines bactéries, le métabolite X et les atteintes du foie. À plus long terme, ces résultats pourront guider le développement de stratégies visant à réduire les bactéries responsables de la surproduction du métabolite X, ouvrant la voie à de nouvelles approches pour prévenir ou traiter la maladie du foie gras.

Procédures

Identification : les 60 souris recevront un unique petit poinçon au niveau de l’oreille pour permettre leur identification (durée : < 30 s, contention comprise). Traitement antibiotique : les 60 souris seront traitées pendant 7 jours consécutifs par un cocktail d’antibiotiques administré deux fois par jour (à 8 h d’intervalle). Chaque animal recevra donc 14 gavages (durée : ~30 s par gavage, contention comprise). Transplantation fécale : les 60 souris recevront des suspensions de selles humaines par gavage 1 fois par jour pendant 3 jours consécutifs (lundi, mardi, mercredi), et ce durant 4 semaines, soit 12 gavages par animal (durée : ~30 s par gavage). Pesées : les 60 souris seront pesées 2 fois par semaine sur toute la durée de l’étude, soit 10 pesées par animal (durée : ~30 s par manipulation). Analgésie et anesthésie : les 60 souris recevront une injection d’antidouleur (durée : ~30 s, 1 seule fois avant euthanasie), suivie 30 minutes plus tard d’une injection d’anesthésiant (durée : ~30 s, 1 seule fois avant euthanasie). Jeûne : les 60 souris seront soumises à un jeûne nocturne avant la mise à mort afin de stabiliser les paramètres métaboliques et permettre au mécanisme identifié par lequel le métabolite induit un stockage de lipides de se mettre en place. Prélèvement sanguin : les 60 souris subiront une petite incision (< 1 mm) au bout de la queue permettant de recueillir quelques gouttes de sang (durée : ~1 min pour l’incision et le prélèvement).

Impact sur les animaux

L’identification par poinçonnement de l’oreille peut provoquer une douleur légère et transitoire. Le traitement antibiotique d’une semaine est susceptible d’entraîner une légère perte de poids. Les gavages induisent un stress et un inconfort temporaires. Les pesées génèrent un stress léger. Les injections nécessaires à l’anesthésie et à l’analgésie provoquent une légère douleur momentanée. La période de jeûne nocturne peut entraîner un inconfort supplémentaire, et le prélèvement sanguin à la pointe de la queue s’accompagne d’une douleur passagère. Aucun effet indésirable n’a été observé lors de protocoles similaires menés dans notre laboratoire.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de la procédure afin de collecter le sang et les tissus nécessaires aux analyses.

Remplacement

L’objectif du projet est d’évaluer la capacité d’un microbiote humain à induire la production du métabolite X et à déclencher l’accumulation de graisse dans le foie. Aucune méthode alternative ne permet aujourd’hui de reproduire l’ensemble des interactions complexes entre le microbiote transplanté, l’absorption intestinale, le métabolisme du foie et la régulation du métabolite X. Les cultures cellulaires ne permettent pas de modéliser le transfert des métabolites, la dynamique hôte–microbiote ni les conséquences. Le modèle souris reste donc le seul modèle pertinent pour établir un lien causal entre composition du microbiote, production du métabolite X et altérations du foie.

Réduction

Le nombre de souris par groupe a été déterminé à partir d’un calcul de puissance statistique, en utilisant des données issues de protocoles antérieurs menés chez des patients atteints de la maladie du foie gras pour lesquels le métabolite X a été mesuré en circulant. Ce calcul indique qu’un effectif de 20 animaux par groupe est nécessaire pour détecter une différence significative entre groupes. Par ailleurs, un maximum de tissus sera prélevé et conservé lors de la mise à mort, afin d’être utilisés pour des analyses complémentaires ou partagés dans le cadre de collaborations, permettant ainsi d’éviter la répétition inutile d’expérimentations animales.

Raffinement

Les animaux seront surveillés cinq fois par semaine, avec un suivi individuel du poids à J0 et deux fois par semaine et une mesure de la consommation alimentaire deux fois par semaine par cage. Ces suivis réguliers permettront d’identifier précocement tout signe de perte de poids excessive. Les gavages seront réalisés exclusivement par du personnel expérimenté, afin de garantir un geste précis et rapide minimisant stress et inconfort. Une sonde souple sera utilisée pour les gavages pour réduire le risque d’irritation ou de lésion de l’œsophage. Après chaque gavage, chaque animal sera observé durant au moins 5 minutes pour vérifier l’absence de douleur ou de détresse. Les volumes administrés par gavages seront strictement limités au minimum compatible avec la procédure pour réduire l’inconfort. Un enrichissement supplémentaire des cages sera mis en place durant la semaine de traitement antibiotique, ainsi que pendant la nuit de jeûne, afin d’atténuer le stress et maintenir un comportement normal. Les antibiotiques seront administrés par gavage plutôt que dans l’eau de boisson, afin de préserver une prise alimentaire et hydrique optimale et d’éviter une perte de poids excessive durant la phase d’antibiothérapie. Une seule incision de moins de 1 mm à l’extrémité de la queue sera réalisée pour recueillir les quelques gouttes nécessaires à l’évaluation du métabolisme du sucre. Les volumes injectés pour l’anesthésie et l’analgésie seront réduits au strict minimum efficace. Avant le prélèvement sanguin final, les animaux seront anesthésiés par injection avec analgésie complémentaire. La mise à mort sera ensuite réalisée par dislocation cervicale. Enfin, des points limites prédéfinis et adaptés au modèle seront appliqués afin d’interrompre la procédure dès l’apparition de signes précoces de souffrance ou de détérioration de l’état général.

Choix des espèces

La souris constitue l’espèce la plus appropriée pour répondre à la question scientifique posée. En effet, elle permet de réaliser des transplantations fécales dans des conditions contrôlées et reproductibles, tout en offrant une physiologie de l’intestin et du foie bien caractérisée et comparable à celle de l’Homme. Les modèles souris sont de référence pour étudier les interactions hôte–microbiote, la production de métabolites d’origine bactérienne et leurs conséquences. De plus, les procédures de traitements avec les antibiotiques et de transplantation de selles humaines sont validés dans cette espèce, rendant la souris le modèle le plus fiable pour établir un lien causal entre microbiote humain, métabolite X et altérations du foie. Des souris âgées de 10 semaines seront utilisées. À cet âge, les animaux ont terminé leur phase de croissance, présentent une physiologie stable et offrent une meilleure homogénéité des réponses. Par ailleurs, des souris de cet âge tolèrent bien les traitements antibiotiques nécessaires à l’élimination du microbiote, ce qui garantit la fiabilité et la reproductibilité du protocole.