Recherche appliquée

Les dindes qui développent des signes respiratoires sévères sont mises à mort immédiatement. 40 dindes âgées de 4 à 6 semaines vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour récolter leur sang. Elles reçoivent deux inoculations de métapneumovirus aviaire et subissent jusqu'à six prises de sang espacées d'une semaine, afin de produire quatre antisérums de référence qui serviront à identifier le sous-type en cause dans les élevages de dindes malades. Le porteur reconnaît qu'un groupe plus petit pourrait être proposé, et en retient 40 pour constituer un stock utilisable au moins trois ans.

Objectifs

Nous travaillons dans les moyens de surveillance et de diagnostique de maladies infectieuses des élevages de volailles. Les métapneumovirus aviaires provoquent la rhinotrachéite chez la dinde. Ce projet a pour objectif de produire des sérums de dinde contenant des anticorps dirigés contre les 4 sous-types de métapneumovirus aviaires nommés A, B, C et D. Ces sérums seront produits par infection des dindes avec l’un des sous-types de métapneumovirus aviaire. Ceci sera effectué pour tous les sous-types. Ces sérums nous servirons ensuite de sérums de référence afin de déterminer par quel sous-type de métapneumovirus aviaire est infecté un élevage de dinde malade et si les anticorps produits par ces dindes sont protecteurs vis-à-vis du virus. Cette étude ne nécessite pas d'analyses statistiques.

Bénéfices attendus

Ce travail nous permettra de poursuivre nos activités de diagnostique et de recherche dans le cadre des infections de dindes par les virus métapneumovirus aviaires.

Procédures

Tous les animaux de la procédure seront soumis aux interventions suivantes : manipulation des animaux pour les prises de sang, l’inoculation du virus et la mise à mort. Il y aura au maximum 6 prises de sang espacées d’une semaine et 2 inoculations de virus. Chaque intervention durera autour de 2 minutes.

Impact sur les animaux

Nous nous attendons à ce que des symptômes respiratoires légers surviennent dans nos conditions expérimentales. Cependant, nous ne pouvons pas exclure formellement l’apparition de symptômes plus importants. Ces pourquoi les dindes seront surveillées cliniquement. Si des signes respiratoires sévères sont observées, les dindes concernées seront mises à mort immédiatement afin de limiter leur souffrance. D'autres nuisances liées aux interventions humaines sont également attendues, comme le stress passager des animaux lors des manipulations par les personnes impliquées dans l’essai et lors du nettoyage des animaleries.

Devenir

En fin de procédure, tous les animaux seront mis à mort pour récolter le sang et ainsi produire un nouveau stock d’antisérum anti-aMPV-A, anti-aMPV-B, anti-aMPV-C ou anti-aMPV-D.

Remplacement

L’intérêt de l’antisérum anti-aMPV est qu’il soit produit par les mêmes animaux qui seraient naturellement infectés par ce virus, c’est-à-dire les dindes. A ce jour il n’existe pas de méthode alternative pouvant mimer le système immunitaire de dinde pour produire ce type d’antisérum de référence. Le recours à l’expérimentation sur dinde est donc indispensable.

Réduction

La quantité d’animaux prévus, à savoir 40 (10 par sous-type d’antisérum anti-aMPV), permettra de produire un stock utilisable sur au moins 3 ans. Un plus petit groupe d’animaux pourrait être proposé, mais cela réduirait d’autant de temps le stock utilisable. Etant donné que chaque stock d’antisérum subit divers tests de contrôle d’activité et de spécificité entre autres, il est préférable de constituer un plus gros stock de manière à limiter la quantité d’antisérums utilisée uniquement pour ces tests.

Raffinement

Les animaux seront hébergés à une densité respectueuse de la réglementation en vigueur. Ils seront nourris et abreuvés à volonté. Leur environnement sera également enrichi par l’ajout d’un perchoir. Ceci afin de leur permettre d’exprimer certains comportements naturels et importants pour leur bien-être. Les stratégies appliquées pour réduire la douleur, la souffrance et l’angoisse en cours de procédure sont la surveillance quotidienne des animaux, la définition d’un point limite à partir duquel il est impératif de mettre à mort l’animal afin de limiter au maximum le temps de souffrance ainsi que l’organisation des interventions sur animal afin de limiter les manipulations de chaque animal.

Choix des espèces

Les métapneumovirus aviaires infectent et rendent malades les dindes. Afin de disposer d’antisérums de référence qui serviront par la suite au diagnostic de la maladie, il est impératif que ces antisérums soient produits par des dindes. Les dindes utilisées ici auront leur système immunitaire parfaitement mature car elles seront âgées de 4 à 6 semaines.

Une séance d'imagerie par semaine, chacune sous anesthésie gazeuse pendant quarante minutes, avec injection d'un agent de contraste dans la veine de la queue : 180 souris transgéniques qui développent spontanément des tumeurs mammaires vont être utilisées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une semaine sur deux s'y ajoutent trois prélèvements de sang à la queue en trente minutes. Le porteur liste les conséquences des anesthésies répétées, affaiblissement, perte de poids, déshydratation, hypothermie, et celles des ponctions répétées à la queue, lésions locales, risque d'infection, gêne pour se déplacer. Chaque semaine, quelques souris sont tuées après leur séance pour que leur tumeur soit analysée au microscope, et aucune ne reste en vie à la fin du projet.

Objectifs

Le cancer du sein est l’une des principales causes de mortalité chez les femmes, et son incidence continue d’augmenter. Aujourd’hui, son diagnostic et son suivi reposent en grande partie sur des examens utilisant des rayons X ainsi que sur des biopsies (prélèvements de tissu), qui sont invasives, parfois douloureuses et sources de stress pour les patientes. Ce projet vise à développer une alternative basée sur l’échographie, une technique : non invasive (sans chirurgie), sans rayonnement, plus confortable pour les patientes, et moins coûteuse. À terme, cela pourrait permettre de réduire le recours aux biopsies et d’améliorer significativement le confort et la prise en charge des patientes. Aujourd’hui, des informations essentielles pour évaluer une tumeur (comme sa rigidité, son réseau de vaisseaux sanguins ou l’organisation de ses fibres tissulaires) ne peuvent être obtenues qu’après prélèvement et analyse au microscope. L’IRM permet d’accéder partiellement à ces informations sans intervention, mais cette technique reste coûteuse, peu accessible, et contraignante pour certaines patientes. L’échographie ultrarapide, en revanche, est une technologie : plus accessible, portable, et adaptable à un usage à grande échelle. Elle pourrait donc permettre d’obtenir ces informations de manière simple et non invasive. Les avancées développées dans ce projet pourraient avoir plusieurs impacts majeurs : Améliorer le diagnostic en distinguant plus facilement les tumeurs bénignes des tumeurs malignes, Mieux caractériser les tumeurs pour choisir un traitement adapté, • Suivre plus rapidement l’efficacité des traitements, et éviter des thérapies inutiles ou inefficaces, • Réduire les contraintes pour les patientes, en limitant les examens lourds, invasifs ou stressants.

Bénéfices attendus

Le cancer du sein représente un enjeu majeur de santé publique. Les méthodes actuelles de diagnostic reposent sur des examens contraignants, incluant des biopsies invasives et des techniques d’imagerie coûteuses ou irradiantes. Ce projet vise à développer une approche d’imagerie par ultrasons non invasive, sans rayonnement et accessible, permettant de mieux caractériser les tumeurs. À terme, cette technologie pourrait réduire le recours aux biopsies, améliorer le confort des patientes et faciliter un diagnostic plus précoce et plus précis. Elle permettrait également d’adapter plus rapidement les traitements en identifiant précocement les thérapies inefficaces, contribuant ainsi à une médecine plus personnalisée. Enfin, grâce à son faible coût et à sa portabilité, cette approche pourrait être déployée à grande échelle, améliorant l’accès au diagnostic et la prise en charge des patientes.

Procédures

Les procédures réalisées dans ce projet impliquent des manipulations limitées et sont effectuées sous anesthésie ; Pour les acquisitions hebdomadaires d’imagerie de 40min environ, une injection intraveineuse sera réalisée au niveau de la queue de l’animal anesthésié. Cette injection concernera un agent de contraste utilisé en imagerie, ainsi qu’une solution de glucose, suivie d’une petite quantité de solution saline. Ces injections peuvent entraîner une gêne légère et transitoire liée à la manipulation et à l’injection. Dans le cadre de l’étude du métabolisme, 3 prélèvements d’une goutte de sang seront réalisés toutes les 10min sur une courte période (30 minutes). Ces prélèvements sont effectués à partir de la queue et représentent un volume total limité. Ils peuvent entraîner une gêne modérée liée aux manipulations répétées. Ils ne seront réalisés qu’une fois sur deux afin de permettre à l’animal de récupérer deux semaines entre deux séries de prélèvements.

Impact sur les animaux

Plusieurs effets indésirables peuvent survenir au cours de ce projet. Le transport pour faire venir les animaux, le changement d’environnement et les manipulations répétées peuvent être source de stress pour les animaux, pouvant se traduire par des modifications de comportement. Les séances d’imagerie nécessitent une anesthésie générale par voie gazeuse. Bien que maîtrisée, cette anesthésie peut entraîner : • un affaiblissement transitoire, • une perte de poids au fil des séances, • un risque de déshydratation, • ainsi qu’un risque d’hypothermie, en particulier lors d’anesthésies prolongées. Les injections intraveineuses et prélèvements répétés au niveau de la queue peuvent également entraîner : • des lésions locales, • un risque infectieux au site d’injection, • et une gêne pouvant affecter la mobilité de l’animal, • une difficulté à récupérer entre les séances. Un risque exceptionnel mais grave d’embolie gazeuse existe en cas d’injection accidentelle d’air dans la circulation sanguine, pouvant entraîner la mort de l’animal. Enfin, le modèle animal utilisé développe des tumeurs mammaires, ce qui peut induire : • une douleur liée au développement tumoral, • une gêne locomotrice, • une altération de l’état général (perte de poids, diminution de l’activité), • et des modifications du comportement (isolement, agressivité, diminution de la prise alimentaire ou hydrique).

Devenir

Les animaux seront réutilisés chaque semaine pour imagerie, la procédure d’imagerie étant peu sévère et l’anesthésie limitée à 40min. Un petit nombre d’animaux sera euthanasié à l’issue de la séance d’imagerie chaque semaine pour prélèvement de la tumeur et analyse histologique. Aucun animal ne sera gardé en vie à la fin du projet.

Remplacement

Dans le cadre du développement de ces techniques d’imagerie, des méthodes alternatives à l’expérimentation animale sont utilisées autant que possible. Des modèles in vitro sont notamment mis en œuvre, tels que des gels (agar ou gélatine) dont les propriétés (rigidité, organisation interne) peuvent être contrôlées. Ces modèles permettent de tester et d’optimiser les techniques d’imagerie dans des conditions maîtrisées. Des simulations numériques peuvent également être utilisées dans certains cas. Cependant, ces approches ne permettent pas de reproduire la complexité d’une tumeur dans un organisme vivant. En particulier, elles ne permettent pas de représenter fidèlement : • l’organisation et le fonctionnement des vaisseaux sanguins, • les interactions entre la tumeur et les tissus environnants, • ni l’évolution dynamique de la tumeur dans le temps. Or, ces éléments sont essentiels pour répondre aux objectifs du projet, qui visent à caractériser les tumeurs dans des conditions proches de la réalité physiologique.

Réduction

Le projet est conçu de manière à utiliser le nombre minimal d’animaux nécessaire pour atteindre les objectifs scientifiques. L’imagerie ultrasonore utilisée est peu invasive, ce qui permet de réaliser des mesures répétées chez les mêmes animaux au cours du temps. Cette approche longitudinale (une séance d’imagerie par semaine) permet de suivre l’évolution des tumeurs sans multiplier les groupes expérimentaux, et donc de réduire significativement le nombre total d’animaux. Une phase initiale de mise au point sera réalisée afin d’optimiser les paramètres d’imagerie et d’éviter la réalisation d’expériences non exploitables. Cette étape permettra de garantir la fiabilité et la reproductibilité des mesures, en particulier pour l’étude de nouveaux biomarqueurs. Par ailleurs, l’expérience acquise lors de projets précédents utilisant le même modèle animal permet de limiter les ajustements nécessaires, notamment concernant le modèle biologique, contribuant ainsi à réduire le nombre d’animaux utilisés pour les phases préliminaires. Enfin, le nombre d’animaux prévu est volontairement estimé de manière prudente. Toutefois, une adaptation en cours d’étude sera mise en place : si les résultats obtenus sont suffisants avant d’atteindre l’effectif initialement prévu, les expériences seront arrêtées de manière anticipée, permettant de réduire encore le nombre d’animaux utilisés.

Raffinement

Des mesures de raffinement sont mises en œuvre afin de réduire la douleur, le stress et l’inconfort des animaux. Les animaux sont acclimatés à leur environnement, manipulés de manière douce (tunnels, prise à la main) et hébergés en groupe dans des cages enrichies. Les souris développant des tumeurs font l’objet d’une surveillance quotidienne, avec des points limites définis entraînant l’arrêt de l’expérimentation si nécessaire. Les procédures sont réalisées sous anesthésie, avec maintien de la température corporelle et surveillance des paramètres physiologiques. Les sites d’injection sont désinfectés et traités pour limiter la douleur. Après les séances, les animaux bénéficient d’un réveil encadré en environnement chauffé et sont remis avec leurs congénères après récupération complète. Une évaluation régulière de l’état de l’animal est réalisée : administration de substances à effet analgésique (Meloxicam) si nécessaire, et euthanasie anticipée en cas de douleur persistante ou importante.

Choix des espèces

L’étude nécessite un modèle in vivo, car les caractéristiques des tumeurs (vascularisation, structure et interactions avec les tissus environnants) ne peuvent être reproduites en dehors d’un organisme vivant. La souris est choisie comme modèle expérimental car elle permet : • la mise en œuvre de modèles tumoraux pertinents, incluant des tumeurs apparaissant dans un environnement physiologique, • la possibilité d’études longitudinales, • et l’utilisation de modèles génétiques bien caractérisés. Ce modèle transgénique est particulièrement adapté à l’étude du microenvironnement tumoral, qui est central dans ce projet, car il permet d’étudier le développement spontané d’une tumeur dans son environnement. Par ailleurs, le laboratoire dispose d’une expertise solide sur ce modèle, ainsi que de l’ensemble des équipements adaptés à l’imagerie du rongeur. Nous avons choisi d’accueillir les souris au stade pré-pubère pour avoir le temps de les acclimater et de réaliser l’imagerie sur des petites tumeurs, avant qu’elles deviennent palpables.

Un prestataire de services en recherche préclinique vend l'évaluation de candidats médicaments sur des rats à qui il greffe une tumeur dans la vessie, protocole qu'il doit d'abord mettre au point : 1 200 rats vont être utilisés sur cinq ans, tous tués en fin d'étude parce qu'ils portent des tumeurs, dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance modéré. Chaque rat reçoit un transpondeur sous la peau, subit une chirurgie d'induction tumorale de moins d'une heure trente, puis une seconde chirurgie pour poser un cathéter dans la vessie, et reste isolé de un à dix jours pendant l'infusion du traitement, opération répétable. Les effectifs par groupe vont de trois à quinze rats selon les paramètres évalués. À cela s'ajoutent jusqu'à 30 % de rats supplémentaires, prévus parce que les deux chirurgies sont "des phases critiques techniquement complexes".

Objectifs

En 2020, le GLOBOCAN estimait à environ 573 000 nouveaux cas de cancer de la vessie dans le monde; en 2022, les estimations dépassent 600 000 cas. Ce cancer est parmi les dix plus fréquents, avec de fortes disparités régionales et une prévalence nettement plus élevée chez les hommes; l’incidence est largement liée au tabagisme et augmente dans régions en lien avec vieillissement. L’objectif global de ce projet est d’améliorer la prise en charge clinique au travers du développement de nouvelles thérapies efficaces contre ce type de cancer par l’intermédiaire d’un modèle préclinique pertinent : - Comprendre la biologie : mécanismes moléculaires, voies de signalisation, hétérogénéité tumorale et résistance aux traitements. - Découvrir des cibles et biomarqueurs : identifier de nouvelles cibles thérapeutiques et des marqueurs pronostiques/prédictifs. - Développer et optimiser des traitements : criblage de petites molécules, anticorps, immunothérapies, thérapies combinées et stratégies de délivrance locale (instillations intravésicales). - Évaluation de la toxicité et pharmacocinétique : sécurité systémique et locale avant essais cliniques. - Réduction des échecs en clinique : validation robuste des hypothèses pour mieux sélectionner candidats et schémas thérapeutiques. - Individualisation des soins : tests ex vivo (organoïdes, cultures primaires) pour prédire réponse et guider thérapie personnalisée. - Aspects translationnels et réglementaires : définir biomarqueurs d’effet, critères d’inclusion pour essais et preuves préalables exigées par autorité L’objectif de ce projet est de développer un modèle de cancer de vessie chez les rongeurs (rats), le plus prédictif possible afin de refléter la pathologie cancéreuse et de pouvoir évaluer des composés thérapeutiques dans un contexte pathologique le plus proche possible de l’homme et d’arriver, avant les essais cliniques, à établir une réelle évaluation de l’efficacité de molécules destinées à traiter les tissus cancéreux localisés chez l’homme. Une fois le modèle établi, une évaluation complète des candidats médicament pourra aussi être réalisée avant de lancer un potentiel essai clinique chez l’homme.

Bénéfices attendus

Notre société, prestataire de services en recherche préclinique propose un panel de modèles in vivo nécessaires à l’évaluation de nouveau composés thérapeutiques pour la recherche contre le cancer. Ce projet a pour finalité de sélectionner des molécules thérapeutiques grâce à des modèles précliniques les plus prédictifs possibles afin de pouvoir transposer l’utilisation de ces molécules chez l’homme lors d’essais dans différentes phases cliniques. Pour cela, les expériences chez l’animal, qui représentent un système d’essai physiologiquement proche de l’homme, permettent d’évaluer l’efficacité, la toxicité, la pharmacocinétique et la pharmacodynamique de nouveaux candidats médicament préalablement aux essais qui pourraient être ensuite mené chez l’homme. Au cours des expériences réalisées, il sera possible d’étudier les mécanismes de croissance d’une tumeur dans un environnement mimant la pathologie chez l’homme, d’étudier les mécanismes de résistance après des traitements avec de nouvelles molécules ou des molécules déjà utilisées en clinique, et les mécanismes de progression tels que la formation de métastases et également les voies d’administration telles que le mise en place d’un cathéter intra vésical par voie antérograde mime déjà pratiqué chez l’homme. Grâce à ces études dans un environnement adapté, il sera aussi par exemple possible de suivre la réaction du système immunitaire de l’hôte face à la progression de la maladie, de moduler et/ou orienter le système immunitaire afin de donner à l’organisme les moyens de se défendre contre le cancer

Procédures

L’implantation de transpondeur pour identifier l’animal sous la peau est réalisée sous anesthésie générale 0-3 jours avant le début de l’étude (inférieur à 5min). Chirurgie permettant l’induction tumorale est réalisée sous anesthésie générale (inférieur à 1h30). Avant les traitements, les animaux sont sélectionnés pour former des groupes homogènes en poids et/ou volume tumoral (stress léger durant 1 à 2 jours). Au cours des études, des méthodes d’imagerie non invasives peuvent être réalisée, potentiellement après un transport (inférieur à 2h). Des méthodes d’imagerie non invasives (indolore) pourront être réalisées sous anesthésie générale (inférieur à 1h). Mise en place d’un cathéter par chirurgie nécessaire à la mise en œuvre des traitements sera réalisée sous anesthésie générale (inférieur à 1h30). Les animaux seront traités par un système d’infusion continue nécessitant le recours à l’isolement temporaire des animaux durant le traitement (1 à 10 jours répétable). La palpation des tumeurs nécessitera une contention des animaux (inférieur à 30s, stress léger). Des prélèvements de sang, pourront être faits sous anesthésie générale . Des prélèvements d’urine pourront être réalisés en hébergeant individuellement les animaux moins d’une heure ou par légère pression sur le ventre sous contention (inférieur à 5min, stress léger). En fin d’étude, tous les animaux sont euthanasiés

Impact sur les animaux

La chirurgie d’induction tumorale pourra engendrer une douleur modérée sur 1-2j et un stress modéré. Un traitement antidouleur sera appliqué aux animaux durant cette période. Le développement de la tumeur dans la vessie pourra également engendrer une gêne. L’implantation chirurgicale d’un cathéter dans la vessie pour la mise en œuvre des traitements pourra engendrer une douleur modérée sur 1-2j et un stress modéré. Un traitement antidouleur sera appliqué aux animaux durant cette période. Les animaux seront maintenus en hébergement individuel durant le temps d’infusion, ce qui pourra engendrer un stress léger. Les périodes de traitements pourront engendrer un stress modéré. Les technique d’imagerie non invasive (IRM ou bioluminescence) pourront induire un stress léger. Au cours d’une étude, les animaux seront manipulés. Les mesures de poids et de volume tumoral pourront entraîner un stress que l’on peut considérer comme faible, et qui diminue avec l’habituation.

Devenir

Du fait que les animaux sont porteurs de tumeurs, ils seront tous mis à mort en fin de procédure

Remplacement

Les méthodes alternatives ne permettent pas, à ce jour, de prévoir l’efficacité in vivo de potentiels candidats-médicaments, car les étapes nécessaires au développement d’un médicament pour lesquelles il est nécessaire d’étudier les interactions du médicament dans un contexte global ne peuvent pas être étudiées dans un système alternatif (in vitro par exemple). Des méthodes alternatives de reconstruction d’organes ou de tumeurs en 3D sont utilisées mais sont toutefois marginales

Réduction

Dans chaque étude, les animaux seront répartis en groupes expérimentaux selon les critères définis dans l’étude. Le nombre de groupes sera ajusté à la question scientifique posée et aux paramètres étudiés. Les variations de ces paramètres et de la mortalité entre les groupes contrôles et traités seront comparées pour évaluer les composés testés. La validité scientifique nécessite d’utiliser un nombre minimum d’animaux par groupe pour que les tests statistiques soient valides et représentatifs d’éventuelles variations inter-individus. L’analyse statistique sera effectuée au moyen d’un test d'analyse de la variance (ANOVA). Une étude peut être composée de 2 à 10 groupes (au minimum un groupe avec tumeur, non traité et un groupe avec tumeur, traité; plusieurs groupes traités possibles pour évaluer différents traitements, doses etc). Le nombre d’animaux par groupe variera généralement entre 3 (biodistribution) à 15 (dans le cas de multiples paramètres d’efficacité à évaluer) par dose de produit. Jusqu’à 30% d’animaux excédentaires pourront être inclus initialement pour la mise en place du modèle au moment des chirurgies avant la sélection des animaux. La chirurgie d’implantation du cathéter et d’induction tumorale sont des phases critiques techniquement complexes qui nécessitent un nombre d’animaux excédentaires prenant en compte la complexité de la mise en place du modèle. Avec la pratique et l’amélioration continue des techniques, ce nombre pourra être réduit au cours du temps. Pour réduire le nombre d’animaux utilisés dans ces procédures, il sera toujours proposé d’utiliser des biomarqueurs et des techniques faiblement invasives d’imagerie chez le petit animal

Raffinement

La chirurgie d’induction tumorale et l’implantation du catheter par chirurgie en intravesicale sont réalisées sous anesthésie générale avec couverture analgésique (antidouleur) durant toute la procédure et durant les 3 jours suivants celle-ci. Les chirurgies seront réalisées de façon aseptique, avec maintien de la température corporelle et surveillance jusqu’au réveil. Les chirurgies seront effectuées le matin pour surveiller les animaux durant la journée après leur réveil. L’induction tumorale et l’implantation du cathéter pourront se faire au cours de la même chirurgie. Dans le cas où l’induction tumorale et la mise en place du cathéter ne sont pas réalisés en même temps, un délai compris entre 5 et 12 jours devra être respecté avant la seconde intervention chirurgicale. La seconde intervention chirurgicale sera menée sous l’autorité du vétérinaire de l’établissement afin de s’assurer que les animaux est bien eu le temps nécessaire pour récupérer de la première intervention. Les prélèvements de sang seront effectués suivant les recommandations vétérinaires (anesthésie, volume, fréquence, antalgie). Les expérimentateurs sont formés pour reconnaître les signes de souffrances et les points limites. Les personnes en charge du bien-être et du soin des animaux veillent au respect des points limites. Pour raffiner, il sera toujours proposé d’utiliser des biomarqueurs et de l’imagerie faiblement invasives permettant d’atteindre l’objectif plus tôt et de sortir l’animal de la procédure. Un enrichissement adapté aux animaux sera disposé dans chaque cage d’aniamux. Des animaux adultes seront utilisés. Une évaluation précise de l’état sanitaire des animaux sera mis en place de manière individuelle à l’apparition des premiers signes cliniques d’évolution de la maladie. Dans toutes les cages, une nourriture adaptée et de l’eau gélifiée seront rajoutés, la quantité de nourriture en fond de cage sera augmentée en fonction des besoins des animaux. Les scores cliniques les plus élevés, l’accumulation de scores intermédiaires et les pertes de poids élevées ou prolongées constitueront des points limites à l’experience.

Choix des espèces

Les petits rongeurs, outre l’avantage lié à leurs caractéristiques physiologiques, sont les seules espèces animales disponibles pour l’expérimentation présentant un statut immunodéprimé (avec des mutations spontanées ou génétiquement modifiées) indispensable à l’implantation de cellules tumorales humaines dans le cadre de la recherche en oncologie. De plus, les rats autorisent une variété de techniques d’administration, de prélèvement et de chirurgie présentant des analogies avec ce qui peut être réalisé en recherche clinique sur l’homme. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (7-8 semaines lors de leur première manipulation). Des animaux adultes sont utilisés afin qu’ils aient leur poids et leur morphologie adulte pour faciliter l’injection des cellules tumorales et l’implantation du cathéter en intra vésical. Les animaux adultes pourront mieux supporter les effets secondaires des composés à tester. Les effets du développement tumoral sera plus facilement supporté par des animaux adultes.

Jusqu'à seize prélèvements de sang en sept jours, dont douze possibles sur vingt-quatre heures, et des ponctions d'urine directement dans la vessie sur un animal vigile maintenu sur le dos : 150 chats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Aucun n'est tué, le porteur indiquant qu'ils sont tous gardés en vie et pourront être réutilisés dans d'autres projets. Les molécules testées visent le marché du médicament vétérinaire félin, et le porteur écrit qu'"il est indispensable de recourir à l'animal" faute de méthode reproduisant la diffusion d'un produit dans le sang au niveau de l'"organisme entier". Le nombre de chats par étude dépend du Donneur d'Ordre, qui ne réalise pas toujours d'approche statistique.

Objectifs

L'objectif de ce projet est de pouvoir tester différents principes actifs et véhicules chez le chat et d'obtenir des données pharmacocinétiques et pharmacodynamiques. La pharmacocinétique et la pharmacodynamie sont des disciplines qui étudient le devenir de la molécule dans l’organisme. Le devenir du médicament selon les doses utilisées, sa voie d'administration et sa concentration sont étudiés chez l'animal: son absorption, sa distribution dans l'organisme, son métabolisme, son élimination. Les chats sont régulièrement utilisés pour la recherche biomédicale dans les domaines de santé animale (espèce pour laquelle le médicament est prévu). L'objectif est de pouvoir générer de nouveaux médicaments pour la médecine vétérinaire.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont de pouvoir déterminer les paramètres pharmacocinétiques des éléments tests pour pouvoir ensuite générer de nouveaux médicaments pour la médecine vétérinaire principalement destinés à la médecine féline.

Procédures

Les animaux seront soumis à des administrations uniques ou répétées de molécules tests selon les études (1 administration à 5 administrations espacées d'au moins 1 semaine). Pour cela les animaux seront vigiles et auront une contention manuelle. Cette contention est facilitée par les entrainements réguliers des animaux à tenir ces positions (par exemple: assis sur la table, ouverture de la cavité buccale, tête légèrement orientée vers le haut, allongés sur le dos pour des prélèvements de cystocentèse). La durée d'une administration est inférieure à la minute. Des prélèvements sanguins seront réalisés sur les animaux vigiles. Pour une période de 7 jours, le nombre de prélèvements sanguins sera limité à 16 maximum (volume environ égale à 1 mL par temps) et engendrera une période de récupération de 7 jours minimum, la durée du prélèvement est inférieure à la minute. Sur cette période de 7 jours, un total de 12 prélèvements sanguins maximum peuvent être réalisés sur 24h. Certains animaux peuvent être soumis à un recueil d'urine. Dans ce cas, cela se fera soit par miction spontanée ne nécessitant pas de manipulation de l'animal. Les animaux sont pour cela mis en hébergement individuel comprenant des bacs à litière spécifique pour le recueil d'urine. La durée de la mise en individuel peut être de 24h, soit le prélèvement urinaire peut se faire par ponction d'urine dans la vessie sur un animal vigile avec une contention manuelle. La durée du prélèvement est de l'ordre de la minute, l'animal est alors allongé sur le dos. Un maximum de deux prélèvements d'urine dans la vessie sur 24h est accepté, espacées d'au moins 6h. Cela se fait sous échographie pour eviter tout risque de blessure.

Impact sur les animaux

Toutes administrations des différents éléments tests vont engendrer une contention de l'animal. Malgré un entraînement régulier, toute contention peut engendrer un stress ou un inconfort. Les prélèvements de sang ou prélèvements d'urine peuvent également entraîner un stress, un inconfort si c'est un prélèvement dans la vessie directement. Cela se pratiquera sous échographie pour éviter tout risque de blessure

Devenir

Tous les animaux sont gardés en vie à la fin du projet et de chaque protocole en accord avec le vétérinaire responsable. Les animaux pourront être réutilisés dans le cadre d'autres projets.

Remplacement

Aucune méthode alternative ne permettant actuellement de reproduire la diffusion d’un produit dans le sang des animaux au niveau de l'organisme entier, il est indispensable de recourir à l’animal. Les essais in vitro sont des tests de cinétique de dissolution et de désagrégation d'un produit. Les essais ex vivo sont des tests qui s'effectuent directement sur des organes ou tissus isolés. La possibilité de mettre en place ces techniques de remplacement seront évaluées avant la mise en place de chaque projet.

Réduction

150 animaux sont inclus dans ce projet pour une durée de 2 ans. Cela représente en moyenne 75 animaux par an soit en moyenne 7 études par an comprenant une moyenne de 10 à 12 individus par protocole. Un délai minimum de 4 semaines sera respecté entre chaque étude. Si aucune approche statistique n'est réalisée par le Donneur d'Ordre, on calculera pour chaque produit à tester le nombre d’animaux nécessaire, il sera, pour chaque protocole, toujours réduit au minimum, en tenant compte de la variabilité des résultats attendus, un minimum de 3 animaux par produit est nécessaire pour une interprétation des résultats exploitables. Ce nombre peut être augmenté pour obtenir une meilleure fiabilité des résultats, palier à une grande variabilité inter-individuelle ou être homogène dans le sex-ratio des animaux.

Raffinement

Les chats seront hébergés par groupe de 2 à 4 animaux par groupe, par sexe et par affinité dans le respect du plan d'hébergement et de la règlementation en vigueur. De l'enrichissement du milieu (exemple: griffoir, coussin,plateformes à différentes hauteurs, balles ou cordelettes) est présent dans chaque box. Un suivi quotidien est mis en place pour l'observation générale des animaux et la détection précoce de signe clinique pour une prise en charge rapide d'éventuels effets secondaires (observation de l'état de santé général, observation des sites de prélèvement, observation du comportement de l'animal...). Une visite hebdomadaire par le vétérinaire désigné ou son suppléant est réalisée pour évaluer la stabilité et l'équilibre social de tous les groupes de chats.

Choix des espèces

Espèce cible pour les médicaments vétérinaires. MODIFICATION : élargir la tranche d'âge des animaux à partir de 6 mois et plus. Certaines applications médicamenteuses pourront être évalués et à viser thérapeutiques à partir de 6 mois d'âge. Jeunes adultes stérilisés ayant atteint leur taille adulte et un système immunitaire et métabolique mature.

Ouvertes par laparotomie pendant une heure pour atteindre les embryons, les femelles gestantes servent de voie d'accès à une greffe d'interneurones humains injectés in utero. D'autres souris sont greffées à deux ou quatre jours de vie, brièvement séparées de leur mère, d'autres encore à l'âge adulte par une chirurgie de trois heures qui ouvre le crâne et y scelle une fenêtre permanente. Suivent des séances d'imagerie répétées, tête immobilisée, sur des souris parfois éveillées, à un, trois et sept mois après la greffe. 998 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue, le prélèvement du cerveau interdisant, écrit le porteur, toute réutilisation, replacement ou adoption.

Objectifs

Ce projet vise à comprendre comment un gène propre à l’être humain, influence la formation et le fonctionnement des réseaux cérébraux. L’objectif général est de déterminer comment ce gène modifie la survie, la migration, la maturation, l’intégration synaptique et l’activité d’interneurones humains greffés dans un cerveau vivant. Ces cellules jouent un rôle de « frein » et limitent les excès d’activité. Deux contextes pathologiques seront étudiés séparément : la schizophrénie et la maladie d’Alzheimer. Dans l’axe « Schizophrénie », le projet s’appuie sur les associations génétiques rapportées entre le gène et cette pathologie. La schizophrénie est associée à des anomalies de maturation des circuits corticaux inhibiteurs. Le projet testera si la présence, l’absence ou le dosage de ce gène modifie le développement d’interneurones humains greffés avant ou juste après la naissance, en étudiant leur migration, leur maturation, leur capacité à établir des connexions et l’organisation de leur activité. Dans l’axe « Maladie d’Alzheimer », les effets de ce gène seront étudiés dans un cerveau adulte présentant un environnement amyloïde. Le projet déterminera si le gène augmente ou réduit la vulnérabilité fonctionnelle et moléculaire de ces cellules. Le projet n’a pas d’objectif comportemental, car le nombre de cellules humaines greffées est insuffisant pour modifier le comportement de la souris. Les conclusions reposeront sur des analyses cellulaires, histologiques, transcriptomiques et sur des mesures répétées de l’activité calcique, complétées par des analyses du cerveau en fin d’étude. Les bénéfices attendus sont l’identification de mécanismes reliant le gène à la fragilité ou à la résistance des circuits, ainsi que de signatures pouvant orienter les stratégies ciblant les réseaux impliqués dans la schizophrénie et la maladie d’Alzheimer.

Bénéfices attendus

À l’échelle du projet, les bénéfices attendus sont d’abord mécanistiques. Dans l’axe « Schizophrénie », les expériences permettront de déterminer si le gène étudié modifie la migration, la maturation, l’identité et l’activité d’interneurones humains pendant des fenêtres précoces du développement cérébral. Elles permettront de distinguer un effet sur la survie d’un effet sur la vitesse ou la qualité de maturation. Dans l’axe « Alzheimer », le plan déterminera si le gène étudié modifie spécifiquement la réponse des interneurones humains à un environnement amyloïde, notamment les programmes de stress, de maturation synaptique et l’activité calcique. La combinaison de l’histologie, de la transcriptomique et de l’imagerie longitudinale doit produire des résultats interprétables à plusieurs niveaux : localisation et maturation des cellules, mécanismes moléculaires et fonctionnement au cours du temps. Les résultats pourront identifier des signatures de vulnérabilité ou de résilience dépendantes de ce gène et améliorer la pertinence des modèles précliniques portant sur le récepteur α7, puisque les souris ne possèdent pas naturellement de ce gène. Aucun bénéfice thérapeutique immédiat ni effet comportemental n’est attendu. À plus long terme, les mécanismes identifiés pourront orienter des études pharmacologiques ciblant l’axe étudié et aider à sélectionner des marqueurs cellulaires ou fonctionnels pour de futurs projets. L’utilisation des animaux imagés pour les analyses terminales maximise les informations obtenues et pourra réduire les effectifs de travaux ultérieurs.

Procédures

- Chirurgie abdominale chez la souris gestante. Chaque chirurgie dure environ 60 min, en excluant les temps de préparation de l’animal et les temps post-opératoires. - Greffe de cellules chez l’embryon de souris au dernier tiers de gestation : injection 30 secondes au total. - Greffe de cellules chez la souris nouveau-né au dernier tiers de gestation : injection 45 secondes au total par hémisphère. - Greffe de cellules chez la souris adulte par injection dans le cerveau : injection 60 min /souris. - Pour les animaux inclus dans le suivi d’imagerie longitudinale, une fenêtre crânienne chronique est implantée au moment de l’intervention adulte; la chirurgie complète (craniotomie, injection éventuelle, pose de fenêtre et fixation) dure au maximum 3 heures, hors préparation et réveil.

Impact sur les animaux

Chez les nouveau-nés, les effets indésirables attendus sont liés à la manipulation et au geste d’injection d’une durée courte (quelques minutes) : stress transitoire associé à une courte séparation d’avec la mère (et réciproquement, stress de la mère vis-à-vis de la portée), ainsi qu’une douleur modérée (de quelques jours, lié à la chirurgie). Chez les femelles gestantes subissant une chirurgie abdominale (laparotomie pour accès in utero), les nuisances attendues comprennent une douleur post-opératoire modérée et une gêne transitoire liées à la cicatrisation. Chez les adultes subissant une chirurgie stéréotaxique, les effets indésirables attendus correspondent principalement à une douleur post-opératoire modérée, une baisse transitoire d’activité et, plus rarement, une perte de poids modérée immédiatement après l’intervention. Pour les animaux qui sont inclus dans la procédure d’imagerie avec fenêtre crânienne, des nuisances additionnelles sont attendues. Dans les jours suivant la craniotomie et la pose de la fenêtre, certains animaux peuvent présenter un inconfort local et un grattage autour de la zone opérée ou du matériau de scellement ; ce comportement est généralement transitoire et diminue au cours de la première semaine. Enfin, l’imagerie in vivo nécessite une phase d’habituation (manipulations répétées, installation sur le dispositif et, lorsque l’enregistrement est réalisé chez l’animal éveillé, contention légère et immobilisation de la tête). Ces étapes peuvent entraîner un stress et un inconfort léger, surtout lors des premières séances, parfois suivis d’une irritabilité transitoire.

Devenir

À l’issue de chaque procédure, tous les animaux seront mis à mort. Les objectifs du projet reposent sur l’analyse détaillée du cerveau ce qui nécessite le prélèvement des tissus cérébraux et donc ne permet pas de conserver l’animal en vie. En conséquence, les animaux ne peuvent pas être réutilisés, replacés ni proposés à l’adoption, car le prélèvement du cerveau est indispensable pour répondre aux objectifs scientifiques du projet.

Remplacement

L’objectif central du projet est de recréer un contexte cérébral in vivo pour analyser le développement, l'intégration et le fonctionnement de neurones d'origine humaine au sein de réseaux nerveux intacts, et leur modulation dans des contextes pathologiques pertinents pour la maladie d'Alzheimer et la Schizophrénie. Ce niveau d'organisation (architecture tridimensionnelle, vascularisation, interactions cellulaires, connectivité à longue distance, activité des circuits) n'est pas accessible in vitro. Les protocoles nécessitent des méthodes standardisées chez les rongeurs, avec des outils robustes. La souris est un modèle de choix : élevage maîtrisé, lignées génétiques, suivi longitudinal. La xénogreffe de neurones humains permet d'étudier des gènes humains dans un cerveau vivant, indispensable pour relier mécanismes cellulaires et phénotypes de réseau. Les organoïdes cérébraux et les systèmes microphysiologiques sont des avancées majeures, mais ne reproduisent pas un cerveau fonctionnel intact. Ils modélisent certaines étapes du développement et des interactions locales, mais sans vascularisation perfusée, système immunitaire, innervation périphérique ou interactions systémiques. Ces limites restreignent leur maturation et empêchent d'étudier la connectivité à longue distance, la régulation neurovasculaire, les réponses métaboliques/hormonales et les propriétés pharmacocinétiques/pharmacodynamiques. Outils complémentaires in vitro, ils demeurent insuffisants pour la dynamique fonctionnelle, la plasticité et les interactions de réseaux dans un cerveau vivant. Les approches in vivo restent indispensables pour comprendre l'intégration de cellules humaines dans un environnement cérébral complet, en conditions physiopathologiques réalistes.

Réduction

Le projet combine des approches transversales (prélèvements terminaux à des temps définis pour différents analyses) et longitudinales (suivi répété des mêmes animaux, notamment par imagerie fonctionnelle), afin de maximiser l’information obtenue par animal. Une partie des animaux suivis longitudinalement est ensuite utilisée pour les analyses terminales, ce qui permet de relier des phénotypes fonctionnels à des mesures tissulaires et moléculaires sans augmenter les effectifs. Les tissus non immédiatement analysés peuvent être conservés dans des conditions adaptées afin d’éviter de nouveaux prélèvements. Les analyses sur cellule ou noyau unique reposent sur des protocoles déjà établis, capables de générer une grande quantité d’information à partir d’un nombre limité d’échantillons, ce qui contribue directement à la réduction du nombre d’animaux. Pour les greffes in utero, la taille des portées permet de limiter le nombre de femelles gestantes nécessaires. Le stade d’injection retenu a été optimisé lors d’études précédentes et assure une bonne survie de la progéniture. Les mâles et les femelles sont inclus avec une répartition aussi équilibrée que possible. Les animaux sont mis à mort en fin de protocole car les objectifs nécessitent le prélèvement du cerveau ; ils ne peuvent donc pas être réutilisés.

Raffinement

Les chirurgies seront réalisées dans un laboratoire dédié exclusivement à la chirurgie. L’élevage sera en cage individuelle par portée et des mesures seront prises pour éviter tout animal isolé au-delà d’une période de 24h. Les animaux seront placés sur dispositif chauffant pour maintenir une bonne température corporelle avant, pendant et après l’expérience et seront étroitement surveillés après chirurgie sous anesthésie et analgésie multimodale. Les points limites spécifiques et précoces pour chaque étape du projet serons appliqués. Dans les procédures expérimentales, les souris feront l’objet d’une surveillance renforcée, de soins pré- et post-opératoires adaptés, des mesures de gestion de la douleur seront entreprises pour réduire au minimum les nuisances sur le bien-être des souris. De façon générale et pour l’ensemble des protocoles de chirurgies sous anesthésie, nous rechercherons à minimiser la douleur par antalgiques, ajout de gel hydrique, par un réchauffement continu des animaux, et par des solutions de réhydratation maintenues à la température corporelle. Un renforcement des mesures de bien-être animal sera systématiquement appliqué à chaque étape. Il inclut une surveillance accrue durant la période critique post-opératoire, une évaluation plus fréquente de la douleur et de l’état général des animaux, et l’intervention rapide en cas de signes de gêne ou de souffrance. Le renforcement de l’enrichissement des cages sera intensifié par l’ajout de matériaux de nidification, de dômes en carton et d’éléments favorisant le comportement naturel. L’utilisation et l’état des cotons et nids seront surveillés pour s’assurer du confort thermique et comportemental des animaux.

Choix des espèces

L’évaluation du rôle du système nicotinique et d’un récepteur particulier chez l’homme dans les processus associés à la maladie d’Alzheimer et la Schizophrénie ne peut être réalisée autrement que sur animaux vivants, présentant des niveaux de développement cognitif et de capacités mnésiques suffisants pour représenter un modèle d’étude pertinent. Les protocoles décrits ne peuvent s’effectuer que chez les rongeurs (rat ou souris) du fait des outils disponibles (taille des appareillages), et de la manipulation plus aisée. La souris représente un des meilleurs modèles, jusqu’à présent, sur lesquels on peut étudier les comportements liés à la psychiatrie, dont l’élevage et le maintien en bonnes conditions reste pratique à réaliser en laboratoire, et dont on sait également analyser et manipuler le génome (pour étudier notamment le rôle des sous-unités nicotiniques dans le cadre de ce projet). La Procédure 1 utilise des femelles adultes en fin de gestation. Cette intervention permet l’accès aux embryons à E17.5 et la réalisation des greffes in utero décrites dans la Procédure 2. Les descendants sont ensuite analysés à 1, 3 et 7 mois post-greffe. Ces temps correspondent respectivement à la prise de greffe et à la migration initiale, à une phase intermédiaire de différenciation et de maturation, puis à une maturation plus avancée et à l’intégration fonctionnelle. La Procédure 3 utilise des souriceaux à P2-P4. Ce stade postnatal précoce reste compatible avec une forte plasticité cérébrale, tout en permettant d’étudier la survie, la maturation et l’intégration d’interneurones humains dans un hôte immunodéficient permissif. Les analyses sont réalisées aux mêmes temps, à 1, 3 et 7 mois post-greffe. La Procédure 4 utilise des souris adultes âgées d’au moins 2 mois, dont les circuits cérébraux sont établis. Les analyses à 3, 4 et 7 mois post-greffe permettent d’évaluer successivement l’intégration initiale, les réponses précoces, puis les effets plus tardifs sur la maturation et l’activité des cellules greffées. Les modèles embryonnaire, néonatal et adulte répondent ainsi à des questions complémentaires et ne seront pas interprétés comme une comparaison reposant uniquement sur l’âge de greffe.

Mises à mort par exsanguination après un unique prélèvement sanguin, pour que leurs organes soient prélevés un à un, 640 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une injection sous anesthésie gazeuse ou une administration orale sur animal vigile, d'une molécule radiomarquée dont la répartition dans le corps est suivie par imagerie. L'objet est de choisir la dose et la voie d'administration avant une future étude d'efficacité contre les tauopathies, dont la maladie d'Alzheimer. Le porteur écrit compter cinq rongeurs par type d'analyse et dix souris par groupe d'imagerie, sans que ces chiffres rendent compte des 640 prévus.

Objectifs

Il s’agit d’un projet de recherche fondamentale en vue d’une application en santé humaine. Les objectifs du projet sont de compléter un programme initial de développement de nouvelles thérapies pour le traitement des tauopathies telles que la maladie d’Alzheimer. Un nouvel agent a en effet permis de diminuer le développement de la tauopathie dans un modèle de souris malades. En utilisant maintenant une version de la molécule associée à un traceur radioactif (molécule radiomarquée), nous souhaitons évaluer les paramètres pharmacocinétiques de cette molécule et déterminer sa biodistribution dans l’organisme de la souris par imagerie. L’ensemble de ses informations sont nécessaires afin de sélectionner la dose et la voie d’administration pour mener par la suite une étude d’efficacité thérapeutique de la molécule.

Bénéfices attendus

Aucun traitement curatif n'existe actuellement pour le traitement des tauopathies, ensemble de maladies neurodégénératives caractérisées par l’accumulation dans les neurones d’agrégats toxiques de la protéine Tau, et dont la plus connue est la maladie d'Alzheimer. Cette étude intervient dans le développement de nouvelles thérapies pour ces pathologies n'ayant montré que peu d'effet lors des essais cliniques. Ce projet permettra de définir l’action d’une nouvelle classe de composés à visée thérapeutique sur les tauopathies en étudiant leurs paramètres pharmacocinétiques et de biodistribution dans un organisme entier afin de pouvoir initier la mise en place d’un premier dossier clinique pour démarrer des essais cliniques chez l’humain.

Procédures

Un opérateur spécialisé réalisera une injection (30 secondes) sur animal sous anesthésie gazeuse ou une administration orale (30 secondes) sur un animal vigil. Un seul prélèvement de sang (1 minute) sera réalisé par animal sous analgésie et anesthésie chimique générale puis les animaux seront mis à mort par exsanguination afin de prélever les différents organes.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables relatifs à la manipulation sont potentiellement une douleur au niveau du site d’injection ou un stress lié à la contention des animaux lors de l’administration orale.

Devenir

Tous les animaux sont euthanasiés à l’issue de la procédure car l’étude de la biodistribution de la molécule nécessite de prélever les organes.

Remplacement

De premières manipulations réalisées en laboratoire sur des cellules de neurones ont permis de diminuer les taux des protéines impliquées dans le développement la maladie d’Alzheirmer. Cependant, la maladie d’Alzheirmer est une maladie humaine et la souris est la seule espèce mammifère qu’il est possible de modifier génétiquement pour qu’elle exprime cette maladie, il est donc indispensable d’utiliser ces animaux pour développer des médicaments utilisables chez l’homme par la suite.

Réduction

Les résultats sont considérés comme statistiquement significatifs à partir de 5 rongeurs par type d’analyse. Pour l’étude des tissus par imagerie, nous avons réduit au strict nécessaire le nombre d’animaux par groupe (n=10 : 5 mâles et 5 femellesDe plus, dans le but de réduire le nombre d'animaux, seule la dose de la molécule et la voie d’administration optimales sélectionnées à l’issu des expériences sur les souris saines seront testées sur les souris développant la maladie d’alzheimer.

Raffinement

La douleur engendrée lors des administrations est de courte durée et limitée par l’utilisation d’une anesthésie gazeuse lorsque cela est possible. Les prélèvements présentent une douleur potentiellement plus importante, ils seront donc réalisés sous analgésie et anesthésie chimique générale. Bien qu’il n’y ait pas, à priori, de douleur, souffrance et angoisse associées à l’administration des composés, les animaux seront sous surveillance accrue durant les 24H de la manipulation et donc au moment même de l’apparition du moindre problème.

Choix des espèces

La tauopathie est une maladie humaine et la souris est la seule espèce mammifère qui peut être modifiée génétiquement pour modéliser la maladie d’alzheimer. (Ce modèle est disponible chez les éleveurs agréset est reconnu par la communauté scientifique, il a déjà été utilisé dans de nombreux projets scientifiques et est bien caractérisé. Les études de pharmacocinétique seront réalisées chez la souris, portant un fond génétique proche des souris porteuses de la maladie. Nous utiliserons des souris adultes car dans ce modèle la phase précoce de la tauopathie, apparaît entre 2,5 à 4 mois. Le projet prévoit l'utilisation des 2 sexes (même nombre d'animaux dans les deux sexes), la tauopathie étant décrite pour se développer de manière légèrement différente chez les mâles et les femelles dans le modèle.