Troubles respiratoires

70 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Elles reçoivent par voie nasale, sous anesthésie, une bactérie responsable de pneumonie grave, puis leur survie est suivie pendant sept jours pour tester l'effet protecteur d'un probiotique. Le porteur indique que les souris infectées sans protection peuvent perdre du poids et présenter douleurs, mobilité réduite voire inactivité, une analgésie étant administrée en cas de douleur effective. Il affirme ne pas pouvoir répondre à la question par des cultures cellulaires et conserve donc le modèle animal.

Objectifs

Pseudomonas aeruginosa (PA) est une bactérie responsable d’infection pulmonaire grave chez les patients atteints de mucoviscidose et chez les patients en réanimation. Cette bactérie, au gré de successives antibiothérapies, devient résistante à tous les antibiotiques habituellement utilisés. Aussi il est capital de rechercher des alternatives thérapeutiques aux antibiotiques comme les probiotiques. Les probiotiques sont des microorganismes qui, administrés en quantités adéquates, confèrent un bénéfice à la santé de l’hôte. Lors d’une étude précédente, l’analyse du microbiote respiratoire de patients atteints de mucoviscidose a permis de mettre en évidence un genre bactérien particulier : Porphyromonas. Ce genre bactérien et plus particulièrement Porphyromonas cationae (PC) semble être prédictif de l’infection à PA. Il a été montré chez ces patients, que ceux qui avaient moins de Porphyromonas dans les poumons, avaient plus de risque de se coloniser à PA. Par la suite, il a également été montré que la quantité de PC pulmonaire venait à diminuer, voire disparaître, préalablement à la colonisation à PA alors que PC restait stable chez les patients non colonisés. Précédemment, nous avons testé une souche clinique de Porphyromonas catoniae isolée de patients atteints de mucoviscidose qui semblerait plus efficaces in vivo. Nous avons réalisés 2 expérimentations indépendantes qui ont permis de valider l’effet bénéfique observée ; (réduction significative de la quantité de Pseudomonas aeruginosa à 24h post infection) avec la souche clinique de Porphyromonas catoniae. Nous souhaitons donc poursuivre ces expérimentations afin d’évaluer la survie à l’infection, en complément des diminutions de charge bactérienne, avec un modèle murin d’infection pulmonaire à PA avec ou sans prophylaxie à PC.

Bénéfices attendus

La réalisation de ce projet permettra de recueillir des données sur l’intérêt de l’utilisation de souches cliniques de Porphyromonas comme potentiels bactéries bénéfiques (probiotiques) à visée anti-Pseudomonas aeruginosa, pathogène clé de plusieurs pathologies respiratoires humaines dont la mucoviscidose.

Procédures

Les animaux recevront deux suspensions bactériennes par instillation nasale à 18h d’écart sous anesthésie gazeuse, La durée de chaque instillation dure moins d'une minute. A la suite de quoi, une courbe de survie sera réalisée sur 7 jours.

Impact sur les animaux

L’installation intranasale de bactérie peut induire un stress chez les animaux. L’utilisation d’anesthésie gazeuse lors de l’instillation permet de diminuer significativement le stress chez les animaux, par ailleurs un geste maitrisé par l’expérimentateur, une surveillance accrue (deux fois par jour minimum) des animaux avec un score validé par une publication et l’administration d’un antalgique en cas de dégradation de l’état des animaux permettent également une diminution de ces effets. Lors de la réalisation de la courbe de survie, le groupe témoin recevant seulement PA peut être sujet à une perte de poids, des douleurs, une mobilité réduite voire, une inactivité. Ces derniers seront gérés en accord avec le score choisi, induisant une antalgie en cas de douleur effective. Pour les groupes essais et témoin PC recevant du Porphyromonas, aucun effet indésirable n’est attendu au vu des expérimentations précédentes.

Devenir

A l'issue de la procédure, toutes les souris seront mises à mort afin d'analyser les différents groupes, réaliser les courbes de survie et procéder aux tests statistiques permettant de démontrer le bénéfice thérapeutique d'une proxylaxie par Porphyromonas lors d'une infection à Pseudomonas aeruginosa.

Remplacement

Compte tenu des résultats obtenus in vitro montrant une réduction de la quantité de Pseudomonas aeruginosa souche PAO1 (PAO1) en présence de Porphyromonas cliniques ainsi que les premiers résultats positifs in vivo pour la souche clinique, nous souhaitons poursuivre sur cette voie en confirmant la capacité protectrice de Porphyromonas, ainsi qu’évaluer sa persistance dans le poumon après instillation. Nous ne pouvons pas répondre à cette question scientifique en utilisant des outils de culture cellulaire et tissulaire (culture in vitro et ex vivo), nous choisissons donc de conserver le modèle animal.

Réduction

L’analyse de la survie sera réalisée par comparaison du pourcentage de survie au 7eme jour. Dans l’hypothèse d’une mortalité de 100% dans le groupe des souris infectées par Pseudomonas aeruginosa (souche PA01) et d’une mortalité de 60% dans le groupe des souris ayant reçu une administration prophylactique de Porphyromonas cationae clinique (PC 103) et infectées par PA01 (Groupe PC 103+PA 01) ; le nombre de souris nécessaire par groupe est de 20 souris (risque alpha=0.05, puissance du test 1-béta=90%) Afin de réduire le nombre d’animaux, nous choisissons de limiter le groupe contrôle (Sérum physiologique) à 10 souris car nous n’attendons pas de mortalités Le nombre total de souris sera donc de (3*20) + (1*10) soit 70 souris. Par ailleurs, nous nous limitons à une seule souche de Porphyromonas (P. catoniae ou PC) alors que plusieurs espèces sont décrites dans le poumon. La souche PC103 utilisée lors de ce projet a été préalablement sélectionnée parmi les 7 autres souches cliniques isolées lors d’une précédente étude menée au laboratoire. PC103 a été sélectionnée sur sa capacité à réduire in vitro la croissance de PAO1, sa production d’acides gras à chaines courtes, et son action sur des macrophages, également in vitro.

Raffinement

Avant toutes instillation intranasale, les animaux seront préalablement anesthésiés (isoflurane gazeux), une analgésie est mise en place en cas de dépassement du score M-CASS 11 (de la buprénorphine pour réduire la douleur). Une mise à mort par CO2 sera pratiquée en cas de besoin au cours du suivi ou à la fin du protocole pour les animaux ayant survécus. De plus, les points limites seront monitorés régulièrement afin de réduire la douleur, la souffrance et l’angoisse des animaux.

Choix des espèces

Les souris C57BL6/J ont été choisies, car leur sensibilité à P. aeruginosa permet de provoquer une pneumonie tout en évitant une mortalité trop importante. Par ailleurs ce modèle a déjà été étudié au sein de notre équipe de recherche à plusieurs reprises. Les animaux utilisés seront âgés de 6 à 8 semaines, car c’est l’âge des souris du même modèle retrouvé dans la littérature. C’est également l’âge des souris utilisées dans de précédentes expérimentations réalisées dans notre équipe, ce qui nous permettra de conserver le même modèle d’étude pour l’interprétation de nos résultats. Les animaux seront utilisés après 1 semaine d’acclimatation à l’animalerie.

2 160 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Elles sont infectées par le métapneumovirus humain par voie nasale, puis reçoivent des vaccins ou des antiviraux, l'infection provoquant une perte de poids importante et une prostration avant euthanasie par dislocation cervicale. Le porteur écarte tout analgésique au motif qu'il modifierait la réponse immunitaire, et s'appuie sur un suivi clinique pour euthanasier les animaux atteints. Il affirme qu'aucun test in vitro ne permet de valider une approche vaccinale contre ce virus.

Objectifs

Nos expérimentations reposent sur l’expertise acquise par l’équipe concernant des approches similaires mises au point pour lutter contre l’infection par le virus respiratoire syncytial (VRS). La stratégie de vaccin inerte contre le VRS a fait l’objet de 2 brevets et de financements. La stratégie de vaccin vivant atténué fait l’objet d’un financement ANR. Différents antiviraux ont montré un potentiel inhibiteur sur la réplication du VRS en culture cellulaire ainsi qu’in vivo chez la souris. Etant données les fortes homologies entre VRS et HMPV, des antiviraux actifs contre ces 2 virus ou spécifiques du HMPV sont en cours d’étude. Etant données les fortes homologies entre VRS et le métapneumovirus humain (HMPV), des antiviraux actifs contre ces 2 virus ou spécifiques du HMPV sont en cours d’étude. Les objectifs du projet sont de i/ caractériser les réponses immunitaires induites par ces différents vaccins (production d’anticorps protecteurs, inflammation), et ii/ valider l’efficacité de la vaccination contre les infections par le HMPV.

Bénéfices attendus

Il n'existe à ce jour aucun vaccin ni traitement pour lutter contre les infections par le Meétapneumovirus. Ces projets visent à identifier des vaccins permettant d'induire une réponse immunitaire efficace chez l'hôte et/ou des molécules antivirales actives in vivo. Ces données constituent un préalable afin d'envisager des tests pré-cliniques de potentiels vaccins ou antiviraux.

Procédures

Les animaux réceptionnés à l'animalerie seront marqués à l'oreille. Nos protocoles consistent à infecter les animaux par le HMPV et adiministrer des traitements (vaccins ou antiviraux). Les animaux seront infectés par administration de 50 µl de virus par voie intranasale. Dans le cadre des essais de vaccins, ceux-ci pourront être administrés par voie intranasale, ou sous-cutanée, ou intrapéritonéale. En cours de protocole (J0, J15, J30 et J34), un prélèvement de sang par ponction à la joue sera réalisé. Les protocles de vaccination pourront durer de 30 à 65 jours. Dans le cadre de l'administration d'antiviraux, ceux-ci pourront être administrés par voie intranasale, intrapéritonéale ou gavage, 2 administrations quotidiennes seront considérées en fonction de la demi-vie des composés. Les traitements seront réalisés sous anesthésie (kétamine (50mg/kg)/xylazine (10 mg/kg), ou isofluorane). La durée des protocoles visant à tester l'activité antivirale de composés sera comprise entre 5 et 8 jours. Une contention des animaux sera réalisée lors de l'anesthésie ainsi que lors des traitements. D'autre part, un suivi quotidien des animaux sera réalisé, nécessitant la pesée des animaux. En fin de protocole, une dislocation cervicale sur animaux anesthésiés sera réalisée.

Impact sur les animaux

L’infection par le HMPV induit rarement la mort de l’animal mais peut induire une souffrance chez l’animal. La sévérité des symptômes peut varier en fonction de la souche virale et la dose de virus inoculée. Le principal signe clinique est une perte de poids importante, ainsi qu’une modification du pelage et du comportement (prostration)

Devenir

A l'issue de chaque procédure les animaux seront euthanasiés par dislocation cervicale, des prélèvements devant êtres réalisées sur les animaux en fin de protocole. En fin de protocole de vaccination sont prévus un prélèvement final de sang et lavage broncho alvéolaire après euthanasie. Lors de test d'antiviraux, des prélèvement d'organes (poumons, rate, foie, vessie, rein cerveau) seront effectués en fin de protocole afin de valider l'inocuité des molécules (analyse histopathologique).

Remplacement

Il n’existe pour l’instant aucun test in vitro pour valider l’efficacité et la qualité d’une approche vaccinale contre le HMPV. Il est également nécessaire de valider in vivo l’efficacité de traitements antiviraux préalablement testés in vitro sur cellules infectées, ces systèmes simplifiés ne permettant pas de déterminer leur potentielle efficacité et innocuité à l’échelle de l’organisme.

Réduction

Nous utiliserons des virus luminescents permettant le suivi de l’infection chez un même individu sur plusieurs jours. Des doses de virus permettant de quantifier l’infection in vivo tout en limitant la sévérité des symptômes liés à l’infection seront administrées. Des pré-tests seront réalisés sur cellules afin d’évaluer l’efficacité et l’absence de toxicité des molécules antivirales, limitant le nombre de composés présentant un potentiel intérêt. L’analyse de nos résultats reposera sur des tests statistiques non paramétriques Mann-Withney. La puissance du test est fixée à 80% avec un risque fixé de 5%. Le nombre d’animaux estimé pour répondre à ces contraintes statistiques est de 10 animaux par groupe de traitement.

Raffinement

Les animaux seront eleves dans une animalerie ventilée à température et luminosité contrôlées, avec accès à volonté à eau et nourriture. Des morceaux de bois et une feuille de cellulose pour la nidification seront ajoutés pour enrichir le milieu. La vaccination par voie intranasale, sous-cutanée ou intra-péritonéale n’entraine à priori pas de souffrance visible des animaux. De même, l’administration de composés antiviraux par voie intranasale, intrapéritonéale ou gavage n’entraine pas de souffrance dans la mesure où des doses non toxiques de composés sont utilisées. Toutefois, pour toute manipulation pouvant entrainer un stress ou une souffrance de l’animal (administration intranasale, prélèvements), les animaux seront anesthésiés (injection intrapéritonéale de mélange kétamine (50 mg/kg) / xylazine (10 mg/kg) ou anesthésie gazeuse par isofluorane). Nos protocoles ne permettent pas l’utilisation d’analgésique qui peut induire une modification des réponses de l’hôte lors de l’infection. Certaines souris pouvant s’avérer sensibles aux traitements ainsi qu’à l’infection par HMPV, un suivi quotidien des souris sera donc réalisé. La sévérité des symptômes sera évaluée par analyse des signes cliniques en utilisant une grille de scores spécifique (poids, comportement, apparence poils). En cas d’apparition de signes cliniques significatifs, l’animal sera euthanasié.

Choix des espèces

La souris Balb/c est un bon modèle pour étudier la vaccination contre le HMPV, car ce virus peut se multiplier dans les poumons des souris. De plus, l’infection par le HMPV induit chez les animaux une pathologie similaire à celle observée chez l’homme et constitue un modèle d’étude privilégié pour l’étude de l’efficacité d’antiviraux. Enfin, les souris Balb/c permettent la détection de luminescence et par conséquent le suivi de l’infection avec des virus luminescents, sur animal vivant. Les animaux utilisés au cours de ces procédures seront adultes (8-10 semaines). Ce stade de développement est le plus utilisé dans la littérature, ce qui permettra de comparer nos résultats aux données publiées dans la littérature.

2 000 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Elles subissent l'induction d'un asthme sévère ou d'un syndrome de détresse respiratoire par instillation de bactéries ou de toxines dans la trachée, avec une gêne respiratoire pouvant évoluer vers la détresse et une perte de poids allant jusqu'à 25 %. Le porteur fixe des points limites, notamment la mise à mort au-delà de 25 % de perte de poids ou d'une température tombant à 33 degrés, et prévoit une ventilation forcée pouvant léser les poumons avant euthanasie. Il justifie l'animal par la difficulté de recréer in vitro une pathologie impliquant plusieurs types de cellules et de tissus.

Objectifs

L’objectif de ce projet est de développer des modèles d’inflammation pulmonaire afin de tester des composés chimiques ou biologiques pour le traitement des pathologies associées, notamment un modèle d’asthme sévère résistant aux traitements par les stéroïdes ainsi qu’un modèle de syndrome de détresse respiratoire aigüe (SDRA). L'asthme est défini comme une dyspnée ou gêne respiratoire. Il s'agit d'une maladie multifactorielle où l'allergie joue un rôle important. L'asthme allergique est une maladie inflammatoire des bronches qui débute essentiellement avant l’âge de 20 ans : il représente plus des 2/3 des asthmes chez l'enfant et 1/3 des asthmes chez l'adulte. L'asthme allergique est lié à l'inhalation d'allergènes de l'environnement, même si des facteurs non spécifiques (pollution, tabac, effort, stress...) peuvent le favoriser ou l'aggraver. De même, l’infection par des virus ou des bactéries induit une exacerbation de l’asthme et est associée à une inflammation neutrophilique au niveau des voies aériennes. Près de 20 à 30% des patients présentent un asthme neutrophilique et répondent très mal aux traitements conventionnels, à savoir les corticoïdes. Il est donc nécessaire de développer de nouveaux modèles animaux pour évaluer l’efficacité de nouvelles stratégies thérapeutiques pour ces patients. Le SDRA (Syndrome de détresse respiratoire aigüe) est une réaction pulmonaire sévère amenant souvent à une hospitalisation, se produisant en réponse à des facteurs pulmonaires (infections bactériennes ou virales, quasi noyade, aspiration de contenu gastrique, traumatisme thoracique), et/ou non pulmonaires (sepsis extra thoracique, traumatisme abdominal, choc, brûlures étendues…). Ce syndrome se manifeste de manière brutale et est associé à une inflammation et des lésions importantes de l’épithélium et endothélium alvéolaires, et à une accumulation de fluides dans les alvéoles pulmonaires (œdème pulmonaire), ce qui cause une détresse respiratoire et une hypoxie chez le patient. Selon sa gravité, ce syndrome entraine la mort chez 27% (SDRA léger) à 45% (syndrome sévère) des patients concernés (JAMA, 2012). A ce jour, la stratégie thérapeutique principale se base uniquement sur une oxygénothérapie et une gestion symptomatique des complications. Il est donc crucial de développer des stratégies thérapeutiques pour ces patients via des modèles animaux de ce syndrome.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de tester de nouvelles molécules candidates pour une utilisation en préventif ou en curatif sur l’asthme résistant aux stéroïdes ou sur le SDRA. A terme, cela permettra l’introduction en clinique de nouvelles stratégies thérapeutiques pour ces deux maladies pour lesquelles les options sont pour le moment limitées.

Procédures

Induction d’asthme allergique : Sous anesthésie générale à l’isoflurane, J0: Sensibilisation à l’OVA par voie IP J12 & J13: administration d’OVA par voie intra-nasale J14: inoculation des bactéries Haemophilus Influenzae ou Chlamydia pneumoniae par voie intratrachéale. J32-33-34: Traitement aux corticoïdes par voie IP J33-34: sensibilisation à l’OVA par voie intra-nasale Euthanasie au plus tard à J35. Induction de SDRA : sous anesthésie générale, administration intratrachéale de LPS ou de Streptococcus pneumoniae. Euthanasie au plus tard une 7j après. Test de composés chimiques ou biologiques: Administrations intra-nasales sous anesthésie générale, maximum 25µL par narine Administrations intratrachéales sous anesthésie générale, maximum 50 µL Administrations IV, IM, IP, SC et ID sous anesthésie générale si nécessaire Implantation de mini-pompes osmotiques en sous-cutané pour administrer les composés, sous anesthésie générale, avec administration d’analgésiques : AINS vétérinaire (Meloxicam) ou dérivé morphinique si contre-indication de l’AINS (Buprénorphine). Désinfection de la plaie régulière et application d’un cicatrisant (Dermaflon crème). Si besoin, suture reprise sous anesthésie à l’isoflurane Administration per os: gavage sous contention Prélèvements: Sang: Si peu invasifs: sous anesthésie générale à l’isoflurane (veine faciale, jugulaire, caudale, ou sinus rétro-orbitaire…) Piqure à la veine caudale potentiellement uniquement sous contention Prélèvement terminal (grand volume de sang) par ponction cardiaque ou par prélèvement sinusal sous anesthésie générale profonde. Puis constat de la mort de l’animal et si nécessaire dislocation cervicale Liquide céphalorachidien (10 µL pour une souris) sous anesthésie générale Biopsie tissulaire: anesthésie générale et conditions aseptiques Prélèvements de tissus et lavages broncho-alvéolaires post mortem Mesures de la mécanique pulmonaire : sous anesthésie générale, la souris est intubée puis reliée à un appareil de ventilation mécanique forcée qui mesure des paramètres mécaniques (pression, volume) des poumons. Puis euthanasie. Euthanasie : - Overdose d’anesthésique + méthode physique. - Dislocation cervicale - Sur animaux inconscients, sans reprise de conscience avant de mourir: prélèvement de sang terminal et dislocation cervicale

Impact sur les animaux

Dans les deux modèles, nous nous attendons à observer chez les souris des signes de difficulté respiratoire (dyspnée), pouvant potentiellement évoluer jusqu’à la détresse respiratoire et l’hypoxie. Un suivi clinique longitudinal sera effectué par du personnel compétent. Une grille de scoring clinique, et des points limites adaptés seront mis en place. Nous nous attendons par ailleurs à observer une perte de poids transitoire chez les animaux, se résolvant en quelques jours ( à 25% ou persistantes (entre 20 et 25% pendant 3 jours consécutifs) constitueront un point limite. Concernant le modèle de SDRA, nous nous attendons par ailleurs à observer au cours des 2 premiers jours une chute de température corporelle de 5 à 10%. Les animaux seront équipés de puces de mesure de température sous cutanées (mises en place sous anesthésie) afin de pouvoir suivre la température des animaux. Les pertes de températures atteignant 33°C constitueront un point limite. Si des baisses de températures sont observées (entre 1 et 3°C), du coton et du sizzle dry seront rajoutés dans la cage afin que les animaux puissent s’y réchauffer. Concernant les mesures de saturation, peu d’effets indésirables pour l’animal sont attendus, puisque la mesure est peu invasive et indolore et seront réalisées sur animal anesthésié (Isoflurane) Concernant les mesures de paramètres mécaniques par ventilation forcée, elles peuvent potentiellement créer des lésions pulmonaires, c’est pourquoi elles seront réalisées sous anesthésie profonde avec analgésie (Xylazine et Buprénorphine) et suivies d’une euthanasie sans réveil. Les administrations de traitement se feront sous anesthésie générale, sauf pour les administrations pour lesquelles le stress engendré serait inférieur au stress d’une anesthésie, et pour les administrations incompatibles avec une anesthésie (gavage).

Devenir

Après les deux procédures, les animaux seront mis à mort afin de pouvoir procéder à la récupération des organes et de grands volumes de sang, ainsi qu’à des lavages broncho-alvéolaires et des mesures de compliance pulmonaire, nécessaires pour évaluer l’efficacité des composés testés sur les maladies d’intérêt.

Remplacement

Les molécules chimiques ou biologiques qui seront évaluées dans ce projet auront dans la mesure du possible été au préalable sélectionnées dans des tests in vitro afin de s’assurer de leur efficacité, de leur spécificité et de leur absence de toxicité apparente. Elles auront si possible aussi été sélectionnées sur leurs propriétés pharmacocinétiques in vivo. Cependant, l’ensemble de ces données est insuffisant pour prédire l’efficacité in vivo des molécules, car recréer in vitro une pathologie complexe est difficile, notamment lorsque différents types cellules et/ou tissus sont impliqués. L’efficacité réelle des meilleures molécules devra donc être vérifiée in vivo en choisissant le modèle animal se rapprochant le plus de la pathologie telle que décrite chez l’homme.

Réduction

Un nombre minimum de 8 animaux adultes par groupe sera nécessaire si une réduction significative de l’inflammation pulmonaire doit être observée suite à un traitement préventif ou curatif. Ce nombre pourra monter jusqu’à 15 en fonction d’autres paramètres devant être mesurés comme le dosage des cytokines, l’histologie et/ou l’expression de gènes dans les poumons. Cette analyse sera effectuée au moyen du test ANOVA.

Raffinement

S’agissant de modèles d’inflammation pulmonaire, les animaux pourraient présenter de la dyspnée. Si celle-ci évoluait vers la détresse respiratoire (position d’orthopnée, mouvements respiratoires anormaux) ou la suffocation, cela constituerait un point limite avec euthanasie dans les plus brefs délais. Du fait de l’inflammation générée, nous nous attendons aussi à ce que les animaux perdent du poids. En conséquence, les animaux seront pesés 2 fois par semaine avant induction de la maladie, puis une fois par jour à partir de l’induction de la maladie. A partir de 10% de perte de poids, une réhydratation sous-cutanée sera mise en place. -Entre 10 et 15% du poids au J0 du protocole : les animaux seront réhydratés avec du Ringer Lactate par voie sous-cutanée, 0.5mL, une fois par jour. -Entre 15 et 25%% du poids au J0 du protocole : les animaux seront réhydratés avec du Ringer Lactate, 0.5mL par voie sous cutanée, deux fois par jour. En cas de perte de poids constatée supérieure à 10% sur certains animaux, un gel nutritif ou de l’eau gélifiée et de la nourriture seront placés au fond de toutes les cages. En cas de suspicion de toxicité du composé chimique ou biologique administré, les traitements seront interrompus.

Choix des espèces

- La réponse asthmatique allergique est aussi très bien caractérisée chez la souris. - Les challenges OVA et infections avec Haemophilus influenzae ou Chlamydia pneumoniae chez la souris sont bien documentés. - Les inductions de SDRA par le LPS ou Streptococcus pneumoniae sont bien documentés chez la souris. - Les études de toxicité pour toute nouvelle molécule chimique ou biologique devant être réalisées à minima sur une espèce rongeur (par exemple la souris), la connaissance de la dose active dans un modèle rongeur (par exemple la souris) est une donnée critique qui permet de calculer la fenêtre thérapeutique entre la dose active sur la pathologie pulmonaire et la dose toxique dans la même espèce. Des animaux sevrés (jeunes adultes de plus de 6 semaines) seront utilisés pour procédures d’induction d’asthme résistant aux corticoïdes et de SDRA, ces modèles étant bien décrits chez les animaux adultes.