Procédures sans réveil

2 384 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance allant de l'anesthésie sans réveil au modéré. Des modèles transgéniques de troubles neurodéveloppementaux subissent des enregistrements cérébraux de quatre heures sous anesthésie, des tests de réaction aux sons et au toucher et des administrations par gavage ou injection. Une partie des souris est tuée sous anesthésie pour prélever le cerveau, tandis que le porteur indique en garder 540 vivantes pour des expériences ultérieures. Il affirme que le modèle animal est "absolument nécessaire" et qu'aucun remplacement in vitro ou in silico n'est possible.

Objectifs

Les troubles neurodéveloppementaux (TN) touchent environ 1 enfant sur 60. Les facteurs génétiques, ainsi que les facteurs environnementaux, jouent un rôle important dans l'étiologie de ce trouble complexe. Certains TN se caractérisent par des déficiences en matière de communication et d'interaction sociale ainsi que par des comportements stéréotypés répétitifs. Les personnes atteintes de ce trouble présentent souvent une réponse inappropriée aux stimuli sensoriels. Cette sensibilité anormale peut avoir un impact dévastateur sur leur vie quotidienne (par exemple, incapacité à porter certains vêtements, à tolérer le bruit ou la lumière dans un centre commercial ou une école) et peut entraîner des inégalités dans l'accès à l'éducation, etc. A ce jour, il n'existe aucun traitement permettant d'améliorer la vie de ces personnes. L'objectif de notre projet actuel est de mieux comprendre les processus neurobiologiques qui sous-tendent les défauts de traitement de l'information sensorielle dans les modèles murins de la TN. Nous effectuerons des enregistrements cérébraux et des tests comportementaux afin de tester la capacité de molécules potentiellement thérapeutiques à corriger les défauts de traitement sensoriel dans le cerveau.

Bénéfices attendus

Notre projet s'attaque à des défis importants pour comprendre la base neurobiologique de l'expérience sensorielle atypique dans les TN (et sa remédiation). Les innovations particulières de notre approche sont (1) l'utilisation d'un système cérébral qui est hautement conservé entre les souris et les humains, fournissant ainsi un système modèle idéal pour les études translationnelles. (2) Nous utilisons une approche thérapeutique basée sur un mécanisme, soutenue par de solides données préliminaires et publiées et par la génétique humaine. Notre proposition aborde un certain nombre de défis importants en suspens dans la recherche sur les TN, y compris la pertinence de développer des approches expérimentales comparables dans les modèles de recherche humains et rongeurs, et le rôle critique des caractéristiques sensorielles altérées dans les TN. De plus, comme les caractéristiques sensorielles sont fortement déterminantes pour d'autres symptômes des TN, toute approche thérapeutique ciblant le traitement atypique de l'information sensorielle a le potentiel d'améliorer d'autres symptômes de ce trouble.

Procédures

Nous effectuerons des enregistrements cérébraux sur des souris anesthésiées qui recevront une analgésie tout au long de l'expérience pour gérer toute douleur. La durée de cette expérience sera de 4 heures. Nous effectuerons des tests comportementaux pour observer la capacité exploratoire des souris et leur réaction aux sons et au toucher. Les souris seront manipulées et habituées avant ces tests comportementaux. Les tâches comportementales seront effectuées pendant 10 jours, à raison de 20 minutes maximum par jour. Pour certains tests, les souris reçoivent un produit médicamenteux par injection intrapéritonéale ou par gavage. Chaque prise de médicament durera environ 5 seconds.

Impact sur les animaux

Les animaux subiront à des test de comportement. Certains de ces tests sont légèrement anxiogènes, ou implique une contention de l'animal. Certains animaux reçoivent une drogue expérimentale. Cela implique une injection intraperitonéale ou l'adminsitration par gavage. L'administration par voie i.p. peut provoquer une légère douleur au site d'injection. Le gavage peut conduire à une irritation au niveau de l'oesophage. L'administration d'anesthésique implique également une injection qui est légèrement douloureuse.

Devenir

Pour certaines procédures, les souris seront gardées en vie pour des expériences ultérieures afin de réduire le nombre d'animaux utilisés dans les études futures. Pour les expériences impliquant les enregistrements cérébraux, les souris seront euthanasiées humainement alors qu'elles sont encore sous anesthésie et leur cerveau sera collecté pour un examen morphologique des neurones. Pour les expériences comportementales, les souris seront euthanasiées humainement par une personne formée et selon les méthodes réglementaires approuvées.

Remplacement

Le modèle animal est absolument nécessaire pour reproduire la complexité des interactions neuronales nécessaire pour le traitement de l’information sensorielle qui demande un système intact. Le remplacement par les méthodes in vitro ou in silico n’est pas possible à ce jour. Cependant, certaines expériences préliminaires visant à tester le potentiel des nouvelles molécules thérapeutiques seront réalisées in vitro avant l'application de ces molécules chez l’animal.

Réduction

Pour les enregistrements cérébraux, notre stratégie d’expérimentation nous permet d’effectuer une analyse précoce de nos données au fur et a mesure et de modifier la taille d’echantillon si besoin. Pour les tests comportementaux, la taille de nos échantillons est similaire à celle suggérée par d'autres études similaires. Nous ne pouvons pas utiliser les mêmes souris dans les groupes non traités, administrés avec le véhicule et administrés avec le traitement, car cela aurait pour conséquence que les mêmes souris subissent chaque test comportemental plusieurs fois, ce qui pourrait confondre nos résultats comportementaux, comme cela a été rapporté dans plusieurs études précédentes. Il s'agit d'une considération particulièrement importante dans nos tests, car nous examinerons l'accoutumance sensorielle, qui pourrait être affectée par la répétition des mêmes tests sur les souris plusieurs fois. En outre, nous effectuerons certaines études pilotes pour tester, a priori, la faisabilité technique de certaines manipulations. Cela nous permettra de poursuivre nos études dans les meilleures conditions expérimentales, afin de limiter le nombre d'animaux utilisés dans l'ensemble de notre étude.

Raffinement

Avant expérimentation: Surveillance quotidienne et vérification de l’état de l’animal (posture, comportement, vivacité, état de pelage). Pendant les enregistrements cérébraux: Le séance d'enregistrement se fait sous anesthésie générale. Le mélange anesthésique utilisé a une action analgésique. Un crème ophtalmique est appliqué aux yeux. L'animal est maintenu sur tapis chauffant. Durant la séance d’enregistrement la température de l’animal est contrôlée grâce à une sonde rectale. Pour les enregistrements longs: injection s.c. d'une solution physiologique. Réduire au maximum l’angoisse : Hébergement de manière à correspondre aux besoins de l’animal – mise à disposition du matériel pour la construction d’un nid. Utilisation d'un tube de transfert afin de limiter le stress lié à l'interaction avec l'expérimentateur.

Choix des espèces

Ce modèle (la souris) a été choisi car les rongeurs ont un système sensoriel très développé et sont considérés comme une espèce modèle pour les études concernant le traitement de certains types d'informations sensorielles. De plus, la souris est actuellement la seule espèce de mammifère dont il est possible de modifier le génome en routine pour créer des modèles de maladies humaines. 4 à 16 semaines, selon le type de manipulation prévu. Justification : Nous nous appuyons sur des études antérieures réalisées au sein de notre laboratoire ou de celui de nos collaborateurs pour définir les meilleures conditions expérimentales afin d'assurer le bon déroulement de nos expériences.

960 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, une partie étant maintenue sous anesthésie jusqu'à la mort. Elles sont placées 21 jours dans un caisson à 9 % d'oxygène pour induire une hypertension pulmonaire, ou reçoivent de l'élastase dans la trachée par chirurgie pour provoquer un emphysème, avec mesure de la pression cardiaque et de la fonction pulmonaire sous anesthésie. Le porteur indique une perte de poids modérée et un stress liés aux manipulations, ainsi qu'une douleur légère au poinçonnage de l'oreille servant à l'identification. Il mène en parallèle des cultures de cellules humaines mais affirme que la souris génétiquement modifiée reste "incontournable" pour étudier l'effet à l'échelle d'un "organisme entier".

Objectifs

Le vieillissement des vaisseaux sanguins avec diminution du nombre de capillaires est un élément clé du vieillissement de l'organisme, ce qui réduit l'apport de nutriments et d'oxygène aux tissus. Ce phénomène semble lié à la diminution d'un facteur synthétisé par les cellules endothéliales des vaisseaux. L’action de ce facteur serait perturbée par une protéine. En absence de ce facteur sécrété par les cellules endothéliales, celles-ci vieillissent plus rapidement, avec un arrêt de leur multiplication et la libération de facteurs nocifs pour le poumon. Il a été démontré qu'un nombre élevé de cellules endothéliales vieillissantes est associé au vieillissement prématuré du poumon et à plusieurs maladies pulmonaires. Notre objectif est de comprendre comment l'absence de ce facteur contribue à ce vieillissement prématuré entrainant des maladies comme l'hypertension et/ou l'emphysème pulmonaires. Pour cela, nous étudierons la protéine, le vieillissement des cellules endothéliales pulmonaires, la fonction pulmonaire et la densité des vaisseaux sanguins chez des souris jeunes et âgées, avec ou sans maladies pulmonaires. De plus, nous travaillerons avec des souris génétiquement modifiées pour produire plus du facteur synthétisé par les cellules endothéliales afin de prévenir l’action de la protéine le perturbant, et ainsi protéger les souris du vieillissement prématuré du poumon.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’évaluer et de décrire le lien suspecté entre la diminution de l'action du facteur VEGF et le vieillissement des vaisseaux pulmonaires. Nous étudierons ce lien au cours du vieillissement et dans deux maladies, l'hypertension artérielle et l'emphysème pulmonaires. A l’issue de ce projet, nous souhaitons tester le sVEGFR1 comme un marqueur du vieillissement et de la sévérité de la maladie pulmonaire chez des patients atteints d’emphysème.

Procédures

Les animaux seront placés dans un caisson à hypoxie, dans lequel la quantité d'oxygène est diminuée (9%) en continu (21 jours) permettant d’induire l’hypertension artérielle pulmonaire observée chez les patients. A l'issue de la procédure d'hypoxie, les animaux seront profondément anesthésiés pour la mesure de la pression au niveau du coeur droit. D’autre part, afin d’induire un emphysème pulmonaire, les animaux seront traités à l’élastase (ou contrôle sans effet) par injection dans la trachée sous anesthésie générale lors d'une intervention rapide (5 minutes). Une petite incision à partir de la base du cou est effectuée afin de visualiser la trachée, la souris est maintenue anesthésiée tout au long de l'injection. Une fois le traitement effectué, un point de suture à l’aide d’un fil résorbable sera réalisé. A la fin de la procédure d'injection d'élastase et au bout de 21 jours suite au traitement, nous mesurerons les fonctions pulmonaires à l’aide d'un appareil (Flexivent) durant 15 minutes environ pour chaque souris sous anesthésie générale, connectées grâce à une sonde. Les différents animaux subiront une biopsie non invasive (1 seul geste) par poinçonnage d'oreille, effectuée au moment du sevrage (1 mois), nécessaire à leur identification.

Impact sur les animaux

Une perte de poids modérée est attendue pour les souris exposées à l'hypoxie chronique, sans apporter de douleur à l'animal. Les souris ne montrent aucune difficulté respiratoire liée à l'hypoxie, seulement une légère fatigue. Les différentes procédures (hypoxie, instillation intratrachéale, Flexivent) peuvent générer un stress chez l'animal, notamment lors de la manipulation au cours des pesées, de la préhension de l'animal lors des anesthésies ou encore lors des déplacements de cages. De plus, ces différentes manipulations sont effectuées durant la journée, moment au cours duquel les souris sont en phase de sommeil, cela induit alors également un stress. Les différents animaux subiront une biopsie non invasive (un seul geste) par poinçonnage d'oreille, effectuée au moment du sevrage (1 mois). Cette méthode d'identification peut causer une douleur légère de courte durée.

Devenir

L'étude nécessite le prélèvement du sang et des organes (poumons, coeur, foie rein, rate) afin de mesurer différents paramètres biologiques (quantification des marqueurs de sénescence, expression de différents gènes) et histologiques (évaluation de dommages structurels au niveau du poumon), ainsi les animaux seront mis à mort à la fin des procédures.

Remplacement

En parallèle des études menées sur la souris, une étude sera portée sur des cellules issues d’échantillons pulmonaires obtenus lors d'une chirurgie chez des patients avec ou sans emphysème. La culture de cellules endothéliales permet d’étudier et de comparer des cellules de patients vs témoins sur différents critères. L’étude de souris génétiquement modifiées semble néanmoins incontournable afin d’étudier à l’échelle d’un organisme entier l’effet de l’augmentation du VEGF sur des souris avec des maladies pulmonaires, nous permettant ainsi d’accéder à des données essentielles à la caractérisation de ces maladies.

Réduction

Nous choisissons d'étudier des groupes de 8 souris. Dans la mesure du possible, les groupes seront constitués de souris de même sexe, même âge, même fratrie pour réduire au maximum la variabilité des différentes mesures. Suite à la collecte des résultats, nous analyserons les données avec des tests statistiques.

Raffinement

L'état de santé des animaux sera surveillé quotidiennement par du personnel compétent présent à l’animalerie ainsi que par les responsables de ce projet. L'environnement des souris sera composé de maisons ou tube en carton, du papier craft et du coton pour jouer. Les zootechniciens et responsables du projet seront en contact concernant le bien-être et la santé des animaux. Les points suivants seront considérés comme points limites pour les animaux qui seront mis à mort: 1. incapacité prolongée ou irréversible à se nourrir ou à boire 2. Modification du comportement, douleur intense, détresse ou souffrance 3. perte de poids trop importante, blessures diverses... Le poids des animaux sera mesuré chaque semaine et contrôlé au cours des différentes procédures, cependant nous nous attendons à une perte de poids chez les souris porteuses d'hypertension pulmonaire. Aucune perte de poids supérieure à 10% n'est attendue.

Choix des espèces

Les modèles de maladies pulmonaires que nous souhaitons utiliser sont bien maitrisés et ont déjà largement été utilisés, ils ont fait l'objet de plusieurs publications. Nous utiliserons des souris à partir de l’âge de 2 mois. Le développement pulmonaire continue chez la souris après la naissance, et nous considèrons que ces animaux ont des poumons matures à partir de 2 mois. Nous suivrons leur évolution tout au long des différentes procédures, afin d'étudier l'effet des maladies pulmonaires sur les souris génétiquement modifiées. Nous étudierons également des souris âgées de plus de 18 mois pour étudier l’effet de l'augmentation de cellules vieillissantes chez ces souris mutantes.

100 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sans réveil ou modéré. Ils reçoivent une injection destinée à provoquer une anosmie durable, subissent l'implantation chronique d'électrodes dans le cerveau lors d'une chirurgie d'environ une heure et demie, puis une restriction alimentaire pour les tests de discrimination des odeurs. Le porteur développe un implant olfactif visant à restaurer l'odorat et indique laisser un rat sentant auprès des rats rendus anosmiques pour atténuer les effets de la perte d'odorat. Sur le remplacement, il affirme que l'étude de paramètres comportementaux et de physiologie intégrée impose le recours au rat vivant.

Objectifs

L'anosmie, ou perte complète de l’odorat, est une maladie qui affecte gravement la qualité de vie, étant donné l’importance de ce sens pour la prise alimentaire et les interactions sociales. L'anosmie est également liée à un risque accru de dépression et de décès, et peut handicaper les individus face aux dangers (nourriture avariée, fuite de gaz…). Les données épidémiologiques concernant sa prévalence sont rares, cependant il a été estimé que 5% de la population générale est anosmique. Par rapport à d'autres pertes sensorielles telles que la cécité ou la surdité, l'anosmie a attiré peu d'attention en partie parce qu'il s'agit d'une condition socialement « invisible ». La pandémie de COVID-19 a considérablement augmenté l'incidence de cette maladie et a également sensibilisé le grand public à ce sujet. Toutefois, il n'existe actuellement aucun traitement pour l'anosmie de longue durée, en dehors de l'entraînement olfactif, qui a un bénéfice significatif mais limité, principalement pour les dysfonctions olfactives post-infectieuses. L'implant olfactif représente une approche prometteuse pour traiter l'anosmie, toutefois il est nécessaire d'évaluer un tel dispositif sur des modèles animaux in vivo. Notre objectif est d’induire une anosmie à long terme chez des rats ce qui nous permettra de tester des dispositifs de récupération olfactive. Nous avons choisi le rat, qui a un système olfactif dont l’organisation est proche de celle de l’Humain.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra de tester les paramètres permettant de valider un dispositif de récupération olfactive chez le rat. Cette validation nous permettra de développer de tels dispositifs pour l'homme.

Procédures

Nous réaliserons des chirurgies pour l’implantation chronique d'électrodes de stimulation et d'enregistrement chez le rat éveillé (chirurgie environ 1h30). La stimulation du bulbe olfactif sera ajustée pour ne pas générer d'inconfort chez le rat (objectif de la procédure numéro 3). Pour le test comportemental de discrimination olfactive (environ 1 séances de 20 min par jour pendant 8-10 jours) la quantité de nourriture donnée aux animaux est diminuée dans la cage d'hébergement, diminution contrebalancée par la récompense obtenue dans la cage de comportement, l'eau est donnée ad libitum.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables pourront se produire lors de l'injection de methimazole, lors de la chirurgie cérébrale, lors de la mise en restriction alimentaire pour le test comportemental. La toxicité du composé sera évaluée post-mortem après prélèvement de la muqueuse olfactive et du cerveau, toutefois les données de la littérature indiquent que l'inflammation à court terme est spécifique de l'épithelium olfactif. L’anosmie chez le rat peut perturber la prise alimentaire, celle-ci ainsi que le poids des animaux devront être contrôlée quotidiennement suite au traitement. Les animaux seront hébergés en groupes (au moins 2 animaux) et nous laisserons au moins un animal normosmique en compagnie des rats anosmiques, ce qui pourra atténuer les effets négatifs de la perte d'odorat. Les tests olfactifs seront réalisés en condition de restriction alimentaire en s'assurant au préalable que l'état des animaux le permet. La chirurgie peut entrainer un saignement important au niveau du crâne de l'animal et entrainer douleur et problème de récupération.

Devenir

Mise à mort pour tous les animaux afin de prélever des tissus pour analyses.

Remplacement

Dans le cadre de notre projet , nous devons utiliser des rats in vivo. Tout d'abord, nous ne pouvons pas réaliser ces expériences in vitro ou sur cultures de cellules puisque pour notre étude nous avons besoin d'observer les paramètres comportementaux et de physiologie intégrée.

Réduction

Les groupes expérimentaux ont été créés en considérant la variabilité biologique entre individus et la complexité des procédures envisagées. Le nombre d'animaux utilisé est fortement lié à la puissance statistique afin de s'assurer avec certitude de la validité des résultats obtenus.

Raffinement

Le soin apportés aux animaux par le personnel zootechnique et les expérimentateurs a pour but d'améliorer le bien-être des rats, et de réduire, supprimer ou soulager les douleurs dans les procédures invasives en particulier. Pour chaque source potentielle de stress, des mesures bioéthiques sont prises afin de minimiser toute gêne pour l’animal. Les sources de souffrance et l’angoisse des animaux pourraient provenir des conditions d’hébergement. L’accueil est effectué dans une structure d’animalerie agréée en matériel et en personnel. Le milieu de vie en cages d’hébergement est enrichi par des objets adéquats, comme un nid en coton et des batons de bois. Une visite quotidienne de l’animalerie est organisée pour vérifier l’absence d’anomalie pour les cages, les biberons, les rations alimentaires et le comportement des animaux. Nos protocoles ont été mis au point de façon à veiller au bien-être animal en améliorant leur environnement et en surveillant leur état de santé: notamment nous chercherons à éviter et limiter la douleur et la souffrance, à assurer des soins pré-, per- et postopératoires adéquats, à recourir à l'anesthésie et à l'analgésie, à appliquer les points limites établis préalablement et, enfin, à utiliser les procédures réglementaires et appropriées de mise à mort.

Choix des espèces

La rat a une taille de crâne adaptée à la chirurgie que nous souhaitons mener. Les rats Wistar et Long Evans seront utilisés, ils ont de très bonnes capacités olfactives, ils peuvent apprendre facilement les odeurs. Les animaux sont utilisés à l'age adulte (à partir de 3 mois) afin que les réseaux neuronaux soient bien établis et que les expériences ne soient pas perturbées par une plasticité neuronale accrue.

2 500 animaux non-humains vont être utilisés, moitié souris moitié rats, tous tués, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sans réveil ou modéré. Chaque animal subit une chirurgie unique de trente minutes à une heure et demie sous anesthésie, avec parfois des injections répétées et un hébergement isolé jusqu'à 21 jours, pour entraîner des techniciens à produire des modèles chirurgicaux standardisés. Le porteur présente cette formation comme un moyen de fournir aux chercheurs des modèles prêts à l'emploi et de mieux prendre en charge la douleur des animaux opérés. Il indique commencer l'entraînement sur cadavres et simulateurs quand la technique le permet, mais juge l'apprentissage sur animal vivant nécessaire pour valider la viabilité du modèle dans le temps.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’assurer le développement et le maintien des techniques du personnel dédié à la réalisation de modèles de rongeurs opérés pour répondre aux besoins des chercheurs dans le cadre de leurs études et protocoles de recherche. Ces formations s’adressent à des techniciens habilités et dédiés aux activités de chirurgie. Les techniciens sont considérés comme habilités après avoir participé à la formation réglementaire en chirurgie expérimentale et avoir reçu, en interne, la formation théorique commune à tout modèle chirurgical par le formateur du service ou le vétérinaire désigné: anatomie générale du rongeur, formation à l’anesthésie et l’analgésie et leur gestion per opératoire, formation à l’asepsie.

Bénéfices attendus

La formation de chirurgiens, selon des procédures et des protocoles prédéfinis, permet de proposer à la communauté scientifique, des modèles d’intérêts prêt à l’emploi, leur permettant d’accroître leurs connaissances et leurs compréhensions sur différents domaines (mécanismes physiologique, physiopathologiques, essais thérapeutiques, recherche fondamentale, prévention…) tout en réduisant les nuisances possibles sur l’animal. Elle permet aussi de proposer des modèles standardisés et homogènes dont la communauté scientifique a besoin pour leurs études. La formation initiale du chirurgien à un modèle cible est nécessaire au préalable à toute mise à disposition d’un modèle chirurgical permettant une bonne anticipation de la procédure, une meilleure reproductibilité par la suite du modèle ainsi qu’une meilleure prise en charge per opératoire de l’animal, contribuant à son bien-être et à la minimisation des nuisances subies.

Procédures

Tous les animaux dans le cadre de ce projet analgésiés, anesthésiés et non réveillés ou analgésiés, anesthésiés puis réveillés seront soumis à une procédure chirurgicale unique d’une durée d’une demi-heure à une heure et demi sous anesthésie général. Selon le modèle et en cas de besoin (douleur, récupération post oépratoire difficile), les animaux pourront être soumis à des injections sous cutanées ou intra péritonéales (maximum 10 injections par jour). Un hébergement isolé peut être nécessaire pour les besoins du projet pour une durée maximale de 21 jours.

Impact sur les animaux

Douleur, stress et perte de poids pouvant être provoqué par les contentions, les procédures chirurgicales, la présence du matériel implanté pour les modèles de cathétérisation et d’implantation et la récupération post-opératoire (48-72h). Hébergement individuel jusqu’à 21 jours si besoin selon le modèle (par exemple : cathétérisation vasculaire couplé à un harnais, partie externe pouvant être dégradée par un congénère).

Devenir

Les animaux sont mis à mort.

Remplacement

La formation des chirurgiens a pour objectif d’acquérir des gestes techniques permettant de mettre à disposition des modèles rongeurs opérés reproductibles et standardisés prêts à l’emploi pour les scientifiques. Les animaux opérés sont intégrés dans des programmes de recherche ou d’études précliniques. Avant tout entraînement sur un modèle animal, une formation théorique basée sur l’utilisation de supports papiers et vidéos est effectuée. Lorsque cela est possible, l’entrainement pour certains gestes techniques pourront être réalisés sur des supports inertes (simulateur de suture, mannequin de formation). Pour les différents modèles, la validation du chirurgien sera évaluée sur la technique dans un temps imparti, sur la viabilité et la fonctionnalité du modèle dans le temps : cette partie ne peut être réalisé in vitro.

Réduction

Le nombre d’animaux défini dans notre procédure et utilisé pour la qualification et la requalification de chaque modèle est basé sur la criticité et la technicité du modèle (faible / moyen / forte) ainsi que les expériences précédentes Ce nombre est composé d’un minimum (3 pour la formation, 1 pour la reformation) et d’un maximum (de 25 pour la formation, 10 pour la reformation) afin de pouvoir qualifier le chirurgien lorsque la technique est maîtrisée, dès lors que le nombre minimum est atteint. Cela nous permet également d’avoir un nombre maximum au-delà duquel le technicien n’est pas considéré comme formé. La formation ou reformation s’arrête dès lors qu’un taux de réussite de 100% est atteint pour un lot de 3 ou 1 animaux respectivement, même si le nombre maximum d’animaux n’a pas été effectué. Lors d’une qualification ou requalification sur cadavre ou sur animal analgésié, anesthésié et non réveillé, nous pouvons utiliser un animal pour l’entraînement de plusieurs gestes techniques de plusieurs modèles, ce qui contribue à réduire le nombre d’animaux utilisés. Ces animaux peuvent être les surnuméraires non opérés de commandes ou surplus de stock, ce qui contribue aussi à la réduction.

Raffinement

Les animaux utilisés seront hébergés dans un environnement adapté à l’espèce, au nombre et à l’âge, et dans un milieu enrichi et des points limites en fonction des spécificités du modèle en formation seront appliqués. La première phase de qualification sera effectuée sur des cadavres frais, dès lors que la technique le permet puis sur des animaux analgésiés, anesthésiés et non réveillés. Après les gestes maîtrisés, les chirurgiens effectueront une phase d’entraînement sur animaux analgésiés, anesthésiés et réveillés. Après évaluation de la douleur possible induite par le modèle, le contrôle de la douleur est réalisé par une administration d’analgésique avant la chirurgie et lors du post-opératoire ainsi qu’en cas de besoin (signes d’inconfort ou de douleur, absence de fécès). L’utilisation complémentaire d’anesthésique local peut être effectuée, si nécessaire (ouverture invasive, ouverture de la cavité abdominale, ouverture au niveau de la région crâniale). Une injection systématique sous-cutanée de sérum physiologique de réhydratation est pratiquée pour tous les animaux avant réveil. Pour nos modèles chirurgicaux dont le taux de survie est inférieur ou égal à 80%, une habituation par la manipulation des animaux est effectuée dès la phase d’acclimatation. Une observation quotidienne de l’état clinique général des animaux est réalisée tout au long de la procédure. Des soins spécifiques sont apportés en cas de signes cliniques (traitements médicamenteux, soins locaux, ajout d’enrichissement, mesures de réhydratation ou de réchauffement, ajout d’aliment, de gel hydratant, de litière ou d’eau complémentée ou non directement dans la cage afin d’en améliorer l’accès). En cas de détection d’un point limite, l’animal est immédiatement mis à mort. Des points limites spécifiques sont établis et raffinés au fur et à mesure des observations. Ces observations sont facilitées par l’utilisation d’outils internes de suivi de type grille de score et document qualité d’enregistrement permettant une traçabilité.

Choix des espèces

Le choix de l’espèce et de la souche pour ce projet est directement lié au modèle chirurgical ciblé pour la formation. Ce sont des mammifères dont l’anatomie et la physiologie sont proches de l’homme, la disponibilité de données historiques chez ces espèces permet d’obtenir des informations fiables et pertinentes. Ne sont concernés ici que les animaux sevrés à partir de 3 semaines, dont la taille et le poids sont compatibles avec le modèle d’intérêt en formation, selon les recommandations éthiques en vigueur.