Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Multisystémique
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
- Système respiratoire
- Système urogénital
Impact de l’obésité sur la réponse osseuse à la charge et à la décharge mécanique chez la souris femelle
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
160 souris femelles vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. La moitié suivent un régime gras, puis toutes sont suspendues par la queue pour immobiliser leurs pattes arrière, ou centrifugées à deux fois la gravité, afin de mesurer la réaction de leurs os à l'inactivité ou à la surcharge. Le porteur situe l'intérêt de ces mesures pour la santé osseuse des personnes obèses au long terme. Il décrit la suspension et la centrifugation comme sources possibles de perte de poids, de vertiges et de baisse d'appétit.
Objectifs
Le projet vise à comprendre comment l’obésité modifie la façon dont nos os réagissent à l’activité physique ou à la sédentarité. L’obésité est un problème de santé majeur, associé à de nombreuses maladies, mais son impact sur la solidité et la régénération des os reste mal connu. Nous étudierons ce phénomène chez des souris nourries avec un régime standard ou un régime riche en graisses, soumises à deux conditions extrêmes : l’inactivité forcée (la suspension de la queue simulant la sédentarité ou la microgravité) et la surcharge mécanique (la centrifugation à 2G équivalent d’un effort intensif). Après ces expériences, nous analyserons la structure des os, ainsi que les changements cellulaires, moléculaires et génétiques. Ces travaux permettront de mieux comprendre comment l’obésité perturbe la réponse mécanique du squelette et d’identifier de possibles différences entre mâles et femelles. Les résultats constitueront une base de données pour la recherche sur la santé du squelette, avec des implications pour la prévention et les traitements adaptés à chaque profil métabolique.
Bénéfices attendus
Le projet cherche à comprendre en détail comment les cellules qui contrôlent la santé des os (les ostéocytes) réagissent aux mouvements ou au manque d’activité lorsque l’organisme est en situation d’obésité. Ces cellules jouent un rôle essentiel : elles resentent les pressions et les forces exercées sur les os et ajustent leur solidité en conséquence. En étudiant leur comportement dans un contexte d’obésité, nous espérons découvrir pourquoi les os des personnes obèses ne réagissent pas toujours de la même manière à l’exercice physique ou à l’inactivité. Les résultats de ce travail seront utiles à la communauté scientifique, en apportant de nouvelles données accessibles à tous dans les domaines de la physiologie osseuse et du métabolisme. À plus long terme, ces connaissances aideront les chercheurs et les médecins à mieux comprendre les effets de la sédentarité et de l’exercice sur le squelette des personnes obèses, et à adapter les traitements contre la perte osseuse selon le profil métabolique de chaque patient.
Procédures
Micro-tomographie aux rayons X : On réalise des images des os (tibia et fémur gauches) des souris pour observer leur structure. Les souris sont endormies, puis placées dans un appareil de scanner pendant environ 30 minutes. Ces acquisitions sont faits plusieurs fois (aux semaines 24 et 26, avant et après une contrainte mécanique). Après, les souris sont remises dans leur cage une fois réveillées. La dose de rayons X utilisée est faible et ne présente pas de danger pour leur santé ni pour leurs os. Injection de tétracycline : On injecte un produit (tétracycline) à deux moments précis (jours 7 et 12) pour marquer les zones où l’os est en train de se former. Cela permet ensuite de mieux étudier la croissance osseuse. Mesure de la glycémie : Le taux de sucre dans le sang est mesuré après 4 heures de jeûne. On prélève une petite goutte de sang au niveau de la mâchoire à l’aide d’une lancette, puis on nettoie et on comprime la zone. Ces mesures sont réalisées trois fois (semaines 18, 24 et 26).
Impact sur les animaux
Suspension : Les souris sont placées seules dans leur cage avec un aménagement simple. Cela permet de limiter l’utilisation de leurs pattes arrière pour les besoins de l’étude. On observe parfois une petite perte de poids au début, mais leur état se stabilise ensuite. Le dispositif est conçu pour éviter les blessures, notamment au niveau de la queue. Si une irritation apparaît, elle est soignée. Les souris en suspension peuvent se déplacer en utilisant leurs pattes avant et ont un accès facile à la nourriture et à l’eau. Centrifugation : La centrifugation en 2g (exposition à une force équivalente à 2 fois la gravité) ne provoque pas de stress important, mais peut entraîner des vertiges. Cela peut réduire temporairement leur appétit et leur consommation d’eau pendant 1 à 2 jours, et ralentir légèrement leur prise de poids. Les souris sont surveillées en continu (vidéo), et leur poids ainsi que leur alimentation sont régulièrement contrôlés avant, pendant et après l’expérience.
Devenir
Toutes les analyses complémentaires et les prélèvements d’échantillons sont réalisés à la fin de l’expérience. Les souris sont alors euthanasiées par du personnel qualifié, selon une procédure encadrée visant à éviter toute souffrance. Cette étape permet de prélever différents organes afin de réaliser des analyses approfondies (au niveau des cellules, des tissus et du fonctionnement de l’organisme).
Remplacement
Aujourd’hui, il n’existe pas de modèle en laboratoire (sur cellules) ni de simulation informatique capable de reproduire la complexité du fonctionnement de l’os dans un organisme vivant. L’os est influencé par de nombreuses cellules différentes et par plusieurs systèmes du corps (comme les hormones, le métabolisme ou le système immunitaire), qui interagissent en permanence. Les expériences réalisées sur des cellules permettent d’étudier certains facteurs séparément (comme l’obésité ou les contraintes mécaniques), mais elles ne reflètent pas l’ensemble des interactions qui se produisent dans un organisme entier. Dans notre étude, nous combinons ces facteurs pour observer leurs effets globaux sur l’os. Cela inclut des éléments importants comme les hormones, le métabolisme ou les molécules circulant dans le sang, qui ne peuvent pas être reproduits en laboratoire. La souris est donc utilisée comme modèle, car son fonctionnement osseux et son métabolisme sont proches de ceux de l’être humain et permet d’étudier de manière plus complète comment l’os réagit dans des conditions proches de la réalité. Enfin, les résultats obtenus chez la souris aideront à améliorer les futurs modèles en laboratoire, en apportant des données plus précises pour mieux reproduire le fonctionnement réel du corps.
Réduction
Il n’existe pas d’étude portant sur des souris femelles obèses soumises à des protocoles de suspension ou de centrifugation. Le nombre de souris utilisées a été calculé pour être le minimum nécessaire afin d’obtenir des résultats fiables. Ce calcul s’appuie à la fois sur l’expérience du laboratoire et sur des données scientifiques déjà publiées. Des analyses statistiques ont permis d’estimer le nombre d’animaux requis, en tenant compte des variations entre individus et de la précision des mesures. Ainsi, 20 souris par groupe sont nécessaires pour réaliser l’ensemble des analyses. Enfin, l’étude est organisée de manière rigoureuse (plusieurs groupes, conditions identiques, répartition équilibrée selon le poids) afin de garantir des résultats fiables tout en limitant le nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Pendant toute l’expérience, les souris sont suivies de près par du personnel formé afin d’assurer leur bien-être. Elles reçoivent des soins attentifs tout au long du protocole. Elles sont hébergées dans des cages adaptées aux conditions de l’étude (suspension ou centrifugation). Pour la suspension, les souris sont placées seules dans des cages aménagées de façon à empêcher l’utilisation de leurs pattes arrière. Les souris sont surveillées tous les jours, et même deux fois par jour pendant les phases les plus contraignantes. Les chercheurs vérifient leur état général (poids, pelage, comportement, alimentation, digestion) ainsi que tout signe de stress ou de souffrance. Une légère perte de poids peut apparaître au début, mais elle est temporaire et le poids se stabilise ensuite. Si un animal présente des signes importants de souffrance (par exemple une perte de poids trop importante), il est immédiatement retiré de l’étude. Les manipulations sont réalisées de manière à limiter au maximum le stress : les souris sont endormies pour certaines procédures et se réveillent dans leur cage. Des dispositifs adaptés permettent d’éviter les irritations ou blessures, et tout problème éventuel est pris en charge rapidement. Enfin, leur poids et leur alimentation sont régulièrement contrôlés tout au long de l’étude pour s’assurer que leur état reste satisfaisant.
Choix des espèces
Les modèles invertébrés ne sont pas adaptés à l'étude de la physiologie osseuse car ils possèdent un exosquelette chitineux et non un endosquelette osseux. Pour les vertébrés, les rongeurs, et en particulier la souris, représentent modèles les plus pertinents et les moins exposés aux contraintes éthiques ou logistiques. La souris est un modèle robuste pour l'étude de l’os et des effets de la charge/décharge mécanique. Elle permet l’analyse fine des mécanismes moléculaires, cellulaires et tissulaires spécifiques impliqués dans l’homéostasie osseux. Le modèle murin utilisé ici pour simuler les contraintes mécaniques de décharge et charge mécanique, est particulièrement adapté, en raison de la petite taille et le poids de la souris qui limite l’impact des manipulations expérimentales. Ce modèle permet également le suivi in vivo de la cinétique de la perte osseuse par micro-tomographie aux rayons X ainsi que la récupération post-mortem des tissus et organes nécessaires aux analyses histologiques et moléculaires. Nous utiliserons des souris femelles adultes, nous commenceront le régime riche en graisses à 8 semaine d’âge et les souris auront l’âge de 26 semaines quand protocole se termine (mise à mort et prélèvement de tissus par dissection). Le recours à des souris plus jeunes introduirait un biais de confusion important lié à la croissance active de la souris avec des retombées directes et indirectes sur le squelette. De plus, le choix est également dicté par le besoin d’utiliser des souris matures sur le plan squelettique au moment de la stimulation par charge et décharge mécanique. Concernant l’induction de l’obésité, les souris recevront un régime riche en graisses à partir de 8 semaines correspondant à 16 semaines avant la contrainte mécanique. Cette durée est nécessaire pour induire une obésité stable et reproductible. L’obésité étant un facteur clé de l’étude, ce délai est indispensable pour garantir la validité des comparaisons entre groupes et la robustesse des résultats obtenus.
Rôle de la lipide kinase PIKfyve dans la cardiomyopathie diabétique EU 1/2
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Soumises pendant douze semaines à un régime enrichi en graisse, à des injections quotidiennes et à des échocardiographies hebdomadaires sous anesthésie, 800 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes. Le projet vise à préciser le rôle d'une enzyme, PIKfyve, dans la cardiomyopathie du diabète et à tester des pistes thérapeutiques. Les retombées annoncées pour les patients restent renvoyées au conditionnel et au long terme. Le porteur affirme que seul le recours à un "organisme entier" permet de prévoir la réponse au traitement et conclut que la souris est "indispensable".
Objectifs
L’insuffisance cardiaque (IC) est l’une des premières causes de mortalité/morbidité dans le monde. Le diabète est une complication majeure de l’IC, et l’augmentation épidémique actuelle de l’obésité et du diabète font que la cardiomyopathie de type diabétique devient un problème majeur de santé publique, pour lequel les solutions thérapeutiques sont très limitées. L’objectif de ce projet est de déterminer le rôle d’une enzyme spécifique dans le développement de la cardiomyopathie de type diabétique et également de tester de nouvelles thérapeutiques pour lutter contre cette pathologie. Le projet se déroule dans deux Etablissements Utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de comprendre le rôle d’une enzyme dans la progression de la cardiomyopathie diabétique, problématique majeure de santé publique, et permettra d'améliorer nos connaissances sur la progression de cette pathologie multifactorielle et complexe. A long terme, ce projet pourrait permettre d’améliorer les traitements existants et offrir de nouvelles options thérapeutiques pour les patients souffrant de cette pathologie, réduisant ainsi la morbi-mortalité associée.
Procédures
Les souris suivront plusieurs types d’interventions : alimentation modifiée enrichie en graisse pendant 12 semaines ; des examens hebdomadaires du cœur par échocardiographie (une fois par semaine, environ 10 min, sur animal anesthésié) ; des mesures de la composition corporelle (% masse grasse) réalisées en début et à la fin du protocole (sur animal vigile, 2 min par mesure) ; des injections journalières pendant 12 semaines (durée environ 10 secondes chacune, sur animal vigile) ; des exercices physiques adaptés, en début et en fin de protocole (quelques minutes par séance) ; un test de tolérance à l’insuline et au glucose en début, milieu et fin de protocole (intervention de 2h). L'ensemble des interventions auront lieu dans l'établissement utilisateur 1.
Impact sur les animaux
Certains régimes peuvent entraîner une prise de poids, une fatigue ou une réduction de mobilité. Des traitements peuvent provoquer une tension élevée ou une inflammation. Les signes de douleur ou d’inconfort seront surveillés, et des mesures seront prises pour soulager les animaux ou les retirer de l’étude si nécessaire. Les anesthésies nécessaires aux échocardiographies peuvent entraîner une récupération lente ou une hypothermie passagère.
Devenir
Les animaux seront mis à mort en fin de protocole afin de permettre les prélèvements d’organes et leurs analyses, qui ne peuvent pas être réalisés sans mise à mort.
Remplacement
L’utilisation du modèle murin est indispensable pour étudier l’interaction entre les différents types cellulaires cardiaques, les systèmes vasculaire et immunitaire. Seul le recours à un organisme entier permet de prévoir la réponse thérapeutique à la molécule testée.
Réduction
Le nombre d’animaux a été limité au strict nécessaire pour obtenir des résultats statistiquement interprétables tout en respectant la variabilité biologique et sans compromettre les résultats scientifiques attendus. Chaque animal sera utilisé pour mesurer un maximum de caractéristiques du développement de la pathologie (physiologiques, anatomiques, histologiques, biochimiques et moléculaires). Ceci permettra de limiter au maximum le nombre de souris utilisées au final.
Raffinement
Dans un souci de raffinement, nous mettrons en place plusieurs mesures visant à assurer le bien-être des animaux et à réduire au maximum la douleur et la souffrance associées aux procédures expérimentales : - litière absorbante, renouvelée régulièrement, permettant les comportements naturels (fouille, creusage, nidification). De plus, les animaux obèses seront suivis plus régulièrement (remplissage des biberons, changement de litière plus fréquent si nécessaire). - interaction sociale préservée : les souris seront hébergées en groupes de 5 individus pour éviter l’isolement. - accès libre à l’eau et à la nourriture. Les échocardiographies seront réalisées sous anesthésie légère avec maintien thermique et du gel oculaire sera appliqué pour prévenir la déshydratation. - Les animaux seront surveillés quotidiennement afin de détecter précocement tout signe de souffrance, de détresse ou d’inconfort : poil ébouriffé, posture anormale, signes de déshydratation, détection de signes de douleur (respiration anormale, mouvements réduits, vocalisations inhabituelles), analyse du comportement : isolement, diminution des interactions sociales, réduction de l’activité locomotrice, perte de poids. Toutes les manipulations seront réalisées par du personnel formé et qualifié, afin de réduire la durée et le stress des interventions. Ces mesures permettront de limiter au maximum la souffrance animale tout en assurant la qualité et la fiabilité des résultats obtenus dans cette étude. Le transport des animaux entre les deux établissements utilisateurs sera effectué à pied (moins de 10 minutes), à l’écart du public, dans les cages de transport sécurisées. Les cages seront placées dans des sacs spécifiquement conçus pour garantir l’obscurité et l’isolement des stimuli extérieurs. Cette procédure vise à réduire au maximum le stress des animaux pendant le déplacement.
Choix des espèces
L’espèce souris a été choisie car elle représente le modèle mammifère le plus couramment utilisé pour les études sur l’insuffisance cardiaque et le plus représentatif de la pathologie humaine. Ainsi, les résultats obtenus seront plus facilement transposables à l’homme. Les animaux seront utilisés à l’âge de 2 mois, correspondant à un stade jeune adulte, adapté aux objectifs de l’étude.
Validation moléculaires de modèles génétiquement modifiés
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
1500 souris génétiquement modifiées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Elles reçoivent deux injections quotidiennes de tamoxifène pendant cinq jours pour déclencher une mutation, puis sont tuées pour vérifier au niveau des tissus que la modification a bien eu lieu. Le projet ne produit pas de résultat biologique en soi, il valide des lignées avant des études ultérieures. Le porteur justifie 30 animaux par lignée analysée, sans détailler le nombre de lignées qui aboutit au total de 1500 souris.
Objectifs
Dans le cadre de la recherche de nouvelles pistes thérapeutiques, l'analyse du rôle joué par chaque gène dans l'organisme est l'une des pistes souvent explorées. Parmi les différents moyens pour effectuer ce type d'analyse, l'utilisation de modèles animaux constitue souvent l'étape finale permettant d'étudier des mécanismes complexes (métabolisme, immunité, comportement) qui ne peuvent pour l'instant être modélisés in vitro ou in silico. Pour générer ces modèles animaux, de nombreuses technologies existent visant à modifier le gène dans une partie du génome et dans son ensemble. De plus, il est possible de n’exprime la modification génétique que lorsque certaines molécules sont injectées. Ainsi, le gène s’exprime normalement pendant le développement de l’animal, mais peut être muté sous contrôle d’un traitement à l’âge adulte. Ce type de mutation conditionnelle nécessite des étapes de validation moléculaire qui sont indispensables avant de réaliser des protocoles d’analyses plus complets. Le but de ce projet est justement de réaliser cette étape de validation sur l’ensemble des modèles animaux génétiquement modifiés que nous obtenons. Pour cela, nous injecterons une molécule, le tamoxifène, qui déclenche l’expression de la mutation génétique qui a été mise en place. Les animaux seront ensuite étudiés au niveau des tissus pour valider que les modifications génétiques ont lieu tel qu’attendu.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de progresser dans notre connaissance des gènes étudiés en recherche préclinique. À plus long terme, ces données pourront contribuer au développement de médicaments pour l’Homme.
Procédures
Durant ce projet, les animaux recevront deux injections intrapéritonéales par jour pendant 5 jours. Chaque injection dure moins de une minute.
Impact sur les animaux
Une injection peut induire une légère douleur et un stress lié à la contention. Chaque injection dure moins de une minute et les animaux seront surveillés pendant l'heure qui suit.
Devenir
À l'issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés pour permettre l'examen détaillé de leurs organes, essentiel pour comprendre la fonction du gène supprimé.
Remplacement
Dans ce projet visant à valider des modèles génétiquement modifiés destinés à l’étude de mécanismes physiologiques complexes, le recours à un mammifère est indispensable, aucune approche in vitro ni aucune modélisation informatique ne pouvant, à l’heure actuelle, se substituer à l’analyse du gène cible dans son environnement naturel et dans l’ensemble de ses interactions au sein de l’organisme.
Réduction
Pour réaliser ce type d’analyse, un faible nombre d’animaux requis par groupe. Ainsi, nous utiliserons 5 animaux par condition. Afin de disposer des contrôles adéquats, nous pourrons utiliser jusqu’à 6 groupes expérimentaux selon la mutation utilisée. Ainsi pour une mutation étudiée, nous pourrions employer 30 animaux par lignée analysée. Cet effectif constitue un minimum pour obtenir des résultats qui soient analysables et pouvant permettre de conclure sur la bonne réalisation de l’étude.
Raffinement
Dans le cadre des procédures expérimentales, nous nous efforcerons de réduire autant que possible le stress des animaux. Une surveillance quotidienne de leur état, une pesée hebdomadaire, ainsi qu'un suivi régulier de leur état général seront mis en place pour garantir leur bonne santé. Par ailleurs, nous nous engageons à offrir les meilleures conditions d'hébergement possibles, avec un enrichissement adéquat. Ils disposeront sans limitation de nourriture, boisson et d'un milieu enrichi (nids en quantité suffisante, bâton et balles à ronger). En cas de conflit entre animaux, nous isolerons l'animal dominant et, si nécessaire, procéderons à des soins locaux. Tout au long des procédures, des seuils limites spécifiques seront établis pour assurer que les animaux demeurent dans des conditions éthiquement acceptables et pour réagir de manière appropriée à tout signe de souffrance ou de diminution du bien-être.
Choix des espèces
La souris est l’animal modèle de choix pour une première étude de la fonction d’un gène présent chez les mammifères. Elle permet notamment un accès facile à l’ingénierie génétique. Les animaux de la cohorte seront des animaux jeunes âgés de 6 semaines à réception et injectés au tamoxifène à partir de 8 semaines d'âge, hormis si le gène ciblé a un intérêt scientifique a être étudié durant la croissance, dans ce cas, nous injecterions des animaux agés de 4 semaines minimum.
Etude de la modulation des cellules de l’immunité dans le pancréas de souris
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système immunitaire
4102 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal peut subir une biopsie de la queue, douze semaines de régime gras, jusqu'à dix injections, des jeûnes de six à seize heures, des gavages et cinq à dix prélèvements de sang à la queue. L'obésité provoquée entraîne prise de poids et baisse d'activité, et le pancréas ainsi que d'autres organes sont prélevés après mise à mort. Le projet cherche à comprendre le rôle des cellules immunitaires du pancréas dans le diabète de type 2, une piste thérapeutique annoncée comme lointaine.
Objectifs
Le pancréas régule la glycémie grâce à des cellules spécialisées qui produisent de l’insuline. Il contient aussi des cellules immunitaires qui participeraient à cet équilibre, mais dont le rôle reste encore mal connu. Ce projet cherche à comprendre comment ces cellules influencent le fonctionnement du pancréas, en particulier dans le cas de consommation excessives de graisses, pouvant conduire au développement d’une obésité et d’un diabète.
Bénéfices attendus
Étudier la fonction des cellules immunitaires du pancréas est essentiel pour mieux comprendre comment le pancréas régule le sucre dans le sang et réagit aux déséquilibres métaboliques, comme ceux causés par une alimentation riche en graisses. Ces cellules immunitaires, longtemps considérées comme de simples défenseurs contre les infections, jouent en réalité un rôle plus complexe dans le soutien des cellules productrices d’insuline et dans le maintien de la santé métabolique. En comprenant les mécanismes par lesquels ces cellules influencent le fonctionnement du pancréas, ce projet pourrait révéler de nouvelles pistes thérapeutiques pour prévenir ou traiter des maladies comme le diabète de type 2.
Procédures
1 biopsie de queue (10s), 1 régime riche en gras et en cholestérol (WD - 12 semaines), 1 régime riche en graisse (HFD - 12 semaines), 1 à maximum 10 injections (20s), 1 à 2 jeun (6h ou 16h), 1 à 2 gavages (1min), 5 à 10 prélèvements de sang à la queue (3s).
Impact sur les animaux
Injections : douleur légère due à la piqure. Obésité : prise de poids progressive. Les souris peuvent devenir moins actives. - Mise à jeun : gêne due à la sensation de faim. - Coupure du bout de la queue : douleur modérée au moment de la réalisation de la coupure. -Biopsie de queue : douleur modérée. -Gavage : contention soutenue et introduction de la sonde.
Devenir
L’ensemble des animaux sera mis à mort à l’issue de chaque procédure afin de permettre le prélèvement du pancréas ainsi que d’autres organes d’intérêt. Ces prélèvements sont indispensables à la réalisation d’analyses visant à comprendre les mécanismes étudiés dans ce projet, notamment pour identifier les voies de régulation du métabolisme dans différentes conditions expérimentales et caractériser et localiser les différentes populations cellulaires.
Remplacement
Cette étude a pour but d'étudier le rôle des cellules immunitaires du pancréas en condition normale et de surcharge lipidique. Le pancréas répond à la prise et la perte de poids et au dialogue entre différents organes. Cela implique donc d’étudier différents paramètres dans différents organes. Ainsi les modèles animaux sont nécessaires pour mener à bien ce projet.
Réduction
Le nombre d’animaux, réduit à son minimum, a été déterminé pour permettre l’analyse des résultats selon des tests statistiques adaptés. De nombreux tissus seront collectés après mise à mort, afin d'approfondir les études. Chaque souris génèrera donc de nombreuses informations.
Raffinement
Dans les cages les souris bénéficient de coton et de « maisons » afin d’augmenter la diversité de leurs activités et qu’elles puissent se construire un nid. Les animaux seront hébergés avec leurs congénères. Les souris sont surveillées régulièrement et lors des procédures, les paramètres de santé qui peuvent être affectés sont évalués et notés régulièrement.
Choix des espèces
La souris est le modèle animal de référence dans l'étude de l'obésité. De nombreux outils sont disponibles pour les étudier. Les souris sont utilisées entre l’âge de 10 jours (souriceaux) et 22 semaines (adultes).
Rôle d’une voie de régulation cellulaire dans le contrôle de la croissance ovocytaire et de l’atrésie ovarienne chez la truite arc-en-ciel
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Capturées à l'épuisette, anesthésiées et injectées d'un composé pharmacologique, 36 truites arc-en-ciel femelles subissent des procédures d'un niveau de souffrance léger. La moitié est tuée le lendemain de la première injection, l'autre reçoit une seconde injection au jour 4 puis est tuée au jour 7. Les ovaires sont prélevés pour comprendre pourquoi certains ovocytes cessent de croître, un mécanisme naturel appelé atrésie. Le projet vise la gestion des reproductrices en aquaculture, aucune méthode sans animal n'étant jugée capable de reproduire ce fonctionnement ovarien.
Objectifs
Chez les poissons, le développement des ovocytes représente un investissement énergétique majeur au cours de chaque cycle reproducteur. Tous les ovocytes engagés dans ce processus ne parviennent pas à maturité : selon l’état physiologique et nutritionnel de l’animal, certains poursuivent leur croissance jusqu’à la reproduction, tandis que d’autres sont arrêtés dans leur développement et éliminés par un processus naturel appelé atrésie, permettant à la femelle de réallouer l’énergie mobilisée. La phase de croissance secondaire des ovocytes correspond à une période clé de ce processus. Chez la truite arc-en-ciel adulte, cette phase débute au début de l’été et se caractérise par une croissance rapide des ovocytes, fortement dépendante de la disponibilité et de la mobilisation des nutriments vers les ovaires. Lorsque les conditions sont défavorables, certains ovocytes n’entrent pas en croissance et sont orientés vers l’atrésie. L’objectif de ce projet est de mieux comprendre les mécanismes biologiques qui régulent l’entrée des ovocytes en croissance secondaire et leur orientation éventuelle vers l’atrésie. Une attention particulière sera portée à l’autophagie, un mécanisme cellulaire normal de recyclage des composants cellulaires, impliqué dans l’adaptation des cellules aux variations de disponibilité énergétique. Pour étudier ces mécanismes, un composé pharmacologique connu pour moduler ces voies de régulation cellulaire sera administré par injection à des femelles adultes de truite arc-en-ciel, selon un protocole d’exposition aiguë à deux doses. Les effets du traitement seront évalués au niveau des ovaires par des analyses histologiques, biochimiques et moléculaires, afin de caractériser les processus cellulaires associés à l’arrêt de la croissance ovocytaire et à l’atrésie. Ce projet vise à améliorer la compréhension du contrôle de la reproduction chez la truite arc-en-ciel, dans un contexte pertinent pour la gestion des reproducteurs en aquaculture.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’améliorer la compréhension des mécanismes biologiques impliqués dans l’arrêt du développement des ovocytes chez les poissons, en particulier les processus conduisant à l’atrésie ovarienne et au recyclage cellulaire par autophagie. Ces phénomènes sont des mécanismes naturels qui permettent aux femelles d’adapter leur investissement reproducteur en fonction de leur état physiologique et des conditions environnementales. Les connaissances acquises dans ce cadre pourront contribuer à l’identification de marqueurs biologiques permettant de mieux évaluer l’état reproducteur des femelles en aquaculture. À terme, ces marqueurs pourraient être utilisés pour mieux caractériser la performance reproductive des reproducteurs, optimiser la gestion des stocks de femelles et améliorer les pratiques d’élevage. Ces résultats pourront également présenter un intérêt plus large pour l’évaluation de la fécondité des femelles dans le cadre du suivi des populations de poissons, ainsi que pour des programmes de surveillance de la qualité des milieux aquatiques, en utilisant les poissons comme espèces sentinelles. De manière générale, ce projet vise à produire des connaissances fondamentales utiles à la gestion durable des ressources aquatiques et à l’amélioration des systèmes aquacoles.
Procédures
Les animaux seront soumis à une injection réalisée sous anesthésie générale, ainsi qu’à une euthanasie en vue de prélèvements d’organes. Les poissons seront anesthésiés avant la réalisation de l’injection. L’intervention dure quelques minutes par individu (temps de capture, anesthésie, injection et remise en bassin). La moitié des animaux sera échantillonnée un jour après la première injection. Les animaux restants recevront une seconde injection au jour 4, puis seront échantillonnés au jour 7. Les poissons seront alors anesthésiés puis mis à mort afin de permettre le prélèvement des ovaires pour les analyses histologiques, biochimiques et moléculaires.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues pour les animaux sont limitées et ponctuelles. Elles sont principalement liées aux manipulations nécessaires à l’administration des traitements et aux prélèvements biologiques. Les injections seront réalisées sous anesthésie afin de limiter le stress et la douleur. Les animaux seront ensuite euthanasiés selon les protocoles réglementaires en vigueur. Les doses du composé utilisé dans ce projet sont du même ordre de grandeur que celles déjà testées chez la truite arc-en-ciel juvénile, sans mise en évidence d’effets indésirables marqués, ni de mortalité. Aucun effet aigu majeur sur le comportement ou l’état général des poissons n’est attendu dans le cadre de cette exposition de courte durée (7 jours).
Devenir
La mise à mort de l’ensemble des animaux est justifiée par la nécessité de réaliser des prélèvements d’organes internes, en particulier des ovaires, indispensables à l’atteinte des objectifs scientifiques du projet. Les analyses prévues (histologiques, biochimiques et moléculaires) ne peuvent pas être réalisées sur des animaux maintenus en vie, ni par des méthodes non létales. La réutilisation, le maintien en vie ou le replacement des animaux ne sont donc pas envisageables à l’issue des procédures expérimentales.
Remplacement
L’objectif de ce projet est d’étudier les mécanismes biologiques impliqués dans le contrôle du développement des ovocytes et leur orientation vers l’atrésie chez la truite arc-en-ciel adulte. Ces mécanismes reposent sur des interactions complexes entre l’état physiologique de l’animal, le métabolisme énergétique et le fonctionnement de l’ovaire dans son environnement hormonal et nutritionnel naturel.À ce jour, ces processus ne peuvent pas être reproduits de manière pertinente par des approches alternatives telles que des modèles in vitro (cultures cellulaires ou tissulaires) ou in silico. En particulier, l’étude de la croissance ovocytaire, de l’atrésie et des mécanismes d’autophagie nécessite un organisme entier, dans lequel les régulations endocriniennes et métaboliques sont intactes.Le recours à des animaux vivants est donc indispensable pour répondre aux objectifs scientifiques du projet et obtenir des données biologiquement pertinentes.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet a été défini de manière à être strictement limité au minimum nécessaire, tout en garantissant la validité scientifique des résultats. Au total, 36 femelles adultes de truite arc-en-ciel seront incluses dans l’étude, réparties en trois groupes expérimentaux correspondant aux différents traitements. La définition de ce design expérimental et des effectifs par groupe repose sur des analyses de puissance statistique réalisées à partir de données préexistantes issues d’expérimentations antérieures menées sur la truite arc-en-ciel, ainsi que sur la variabilité biologique observée pour les paramètres reproducteurs et métaboliques étudiés. Ces analyses ont permis de déterminer le nombre minimal d’animaux nécessaire pour détecter des effets biologiquement pertinents, tout en évitant l’utilisation excessive de poissons. Par ailleurs, la durée limitée de l’expérimentation (7 jours) et le nombre restreint de groupes expérimentaux contribuent à réduire le nombre total d’animaux utilisés. De plus, chaque individu fournira un maximum d’informations grâce à la réalisation de plusieurs analyses complémentaires (histologiques, biochimiques et moléculaires) à partir d’un même prélèvement ovarien. L’ensemble du protocole a ainsi été conçu pour optimiser l’utilisation des animaux, réduire leur nombre et respecter les principes de réduction, sans compromettre la qualité et l’interprétation des résultats scientifiques.
Raffinement
Les animaux seront maintenus dans des conditions d’élevage classiques, optimisées et adaptées aux besoins physiologiques de la truite arc-en-ciel. Les bassins utilisés seront de taille et de type adaptés à la taille des poissons ; il s’agira de bassins extérieurs équipés de couvercles et de demi-couvercles occultants, garantissant la protection contre les nuisibles (notamment les oiseaux) et limitant les perturbations liées à l’activité de la pisciculture. Les densités d’élevage seront maintenues à un niveau optimal. Les poissons seront nourris manuellement deux fois par jour, à satiété visuelle. Le bien-être animal sera évalué quotidiennement à l’aide d’une fiche de scoring quantitative basée sur des points limites. Lors des phases d’échantillonnage, les poissons seront capturés avec une épuisette adaptée à la taille des poissons, puis anesthésiés et euthanasiés avant la réalisation des prélèvements tissulaires.
Choix des espèces
La truite arc-en-ciel a été choisie pour ce projet car elle est la principale espèce piscicole produite en France et constitue un modèle largement utilisé pour l’étude des mécanismes métaboliques et reproducteurs chez les poissons d’élevage. Le développement des ovocytes et le cycle reproducteur des femelles élevées sur le site expérimental sont bien connus et suivis. Cela permet d’identifier précisément la période d’entrée en croissance secondaire des ovocytes et de réaliser l’expérimentation au moment le plus pertinent, tout en limitant la variabilité biologique. Cette espèce présente un développement ovocytaire synchronisé avec une seule période de ponte annuelle, ce qui facilite l’étude des mécanismes contrôlant la croissance des ovocytes et leur orientation éventuelle vers l’atrésie. L’expérimentation sera réalisée sur des femelles âgées de 2 ans, d’un poids compris entre 600 et 800 g, au mois de juin, période correspondant à l’entrée des ovaires en phase de croissance secondaire des ovocytes. Ce stade de développement est particulièrement pertinent pour les objectifs du projet, car il correspond à une phase clé de la reproduction, caractérisée par une forte mobilisation des nutriments vers les ovaires et par la mise en place des mécanismes biologiques régulant la poursuite ou l’arrêt du développement ovocytaire.
Rôle d’une protéine de stress dans la maladie du foie gras non alcoolique
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
1012 souris génétiquement modifiées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent un régime gras destiné à provoquer une maladie du foie gras, avec perte de poids et baisse d'activité possibles, et pour 72 d'entre elles une biopsie du bout de la queue. Le projet étudie une protéine de stress exprimée dans le foie malade, comme cible thérapeutique éventuelle. Tous les animaux sont tués pour prélever le foie et en analyser l'inflammation et le métabolisme.
Objectifs
La maladie du foie gras non liée à l’alcool touche de plus en plus de personnes et peut évoluer vers une inflammation et une fibrose du foie, appelée MASH, avec un risque important de carcinome. Ce projet vise à mieux comprendre le rôle d’une protéine fortement exprimée dans le foie des personnes atteintes par cette maladie métabolique grave. Pour cela, nous utiliserons des souris génétiquement modifiées afin de déterminer comment cette protéine influence le foie, dont l’inflammation et le renouvellement des cellules immunitaires. Ces travaux permettront de mieux comprendre la maladie et de déterminer si cette protéine peut être un candidat important comme future cible thérapeutique.
Bénéfices attendus
Ces travaux permettront de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans la progression de la maladie du foie gras sévère. Les résultats vont contribuer au développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour ralentir ou inverser l’évolution de la maladie.
Procédures
Une injection par jour (environ 5 secondes) pendant 3 jours successifs sur 192 animaux. Pour 72 animaux, un prélèvement unique de 2mm de l’extrémité de la queue (environ 5 secondes x 1 par animal), sera réalisé.
Impact sur les animaux
Une légère douleur de courte durée et de faible intensité peut survenir au moment du prélèvement de la biopsie au niveau de la queue. Les régimes alimentaires utilisés pour provoquer la maladie du foie gras chez les souris peuvent entraîner une perte de poids progressive, une baisse d’activité ou des changements dans le comportement alimentaire. Les animaux seront surveillés chaque jour pour détecter ces signes et des seuils d’alerte ont été définis afin d’intervenir rapidement et d’éviter toute souffrance prolongée. Les injections peuvent provoquer une inflammation temporaire ou un fonctionnement hépatique altéré. Les animaux feront l’objet d’un suivi attentif pendant les 72h suivant l’injection pour détecter toute anomalie.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure, et seront ensuite utilisés afin de récupérer prélever le foie pour des analyses biochimiques, immunohistochimiques, transcriptionnelles et protéomiques afin d’évaluer l’inflammation, le métabolisme lipidique, l’expression des gènes et des protéines, ainsi que la composition cellulaire.
Remplacement
Les interactions entre les cellules du foie et le système immunitaire sont très complexes. Pour les étudier correctement, il est nécessaire d’utiliser un modèle animal. La souris est l’espèce la plus adaptée, car son fonctionnement biologique est proche de celui de l’être humain
Réduction
Nous avons calculé le nombre minimum de souris nécessaires pour obtenir des résultats fiables tout en utilisant le moins d’animaux possible. Pour garantir que nos conclusions soient pertinentes pour les deux sexes, chaque expérience sera réalisée à la fois sur des mâles et des femelles. Pour chaque souris, plusieurs analyses seront réalisées (sur le métabolisme, les cellules et les tissus), ce qui permet d’obtenir un maximum d’informations sans utiliser d’animaux supplémentaires.
Raffinement
Les animaux seront observés régulièrement afin de détecter rapidement tout signe de souffrance ou de malaise. Une grille d’évaluation permettra au personnel formé de suivre leur état de santé et d’agir si nécessaire. Toute modification visible de leur apparence ou de leur comportement sera notée. Les animaux concernés seront alors suivis chaque jour et peuvent éventuellement recevoir un traitement contre la douleur. Si certains signes de mal-être persistent plus de 48 heures, l'animal sera mis à mort.
Choix des espèces
La souris est un modèle bien établi pour étudier les maladies du foie, car son organisme fonctionne de manière similaire à celui de l’être humain. De nombreux outils moléculaires et génétiques ont été développés avec les rongeurs, et en particulier chez la souris, qui permettent de mieux comprendre les mécanismes de nombreuses pathologies dont la maladie du foie gras. Les expériences seront réalisées sur des souris adultes, dont le foie et le système immunitaire sont pleinement développés, afin d’obtenir des résultats fiables.
Production et maintien d’une lignée de rat immunodéprimée dite Rat Nude
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Oncologie
1140 rats Nude, dépourvus de lymphocytes T et donc très vulnérables aux infections, vont être élevés dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Leur absence de poils et leur difficulté à réguler leur température imposent un logement stérile maintenu à 24 °C. Cette lignée est entretenue pour accueillir des greffes de cellules humaines, sa taille supérieure à celle de la souris permettant prélèvements répétés et imagerie. Aucun animal n'est tué pour ce projet, tous étant gardés pour la reproduction de la lignée ou dirigés vers d'autres expériences.
Objectifs
Gestion d'une lignée rat nude, immunodéprimée en vue d'une utilisation dans le cadre de projets scientifiques.
Bénéfices attendus
Le rat RNU Nude a été choisi car il ne rejette pas les cellules humaines implantées, grâce à une déficience de son système immunitaire. Sa taille, supérieure à celle de la souris, permet de réaliser des manipulations précises, de prélever des échantillons à plusieurs reprises et d’utiliser des techniques d’imagerie. Ce modèle, bien connu, réduit le nombre d’animaux nécessaires et permet d’améliorer le confort et le bien-être des rats, conformément aux principes de réduction et de raffinement des expérimentations animales. Il constitue également une alternative éthique et efficace à d’autres espèces plus sensibles.
Procédures
Le rat nude est un rat de laboratoire porteur d’une mutation génétique qui empêche le développement normal de certaines cellules du système immunitaire, appelées lymphocytes T. Cela le rend très sensible aux infections, en particulier cutanées et respiratoires. Comme il n’a presque pas de poils, sa peau est fragile et doit être protégée. Pour limiter les risques, ces rats sont élevés dans des conditions sanitaires strictes, avec une hygiène renforcée et un environnement contrôlé. Sans ces précautions, ils peuvent rapidement tomber malades ou montrer des signes de souffrance. En dehors de cette vulnérabilité aux infections, la mutation ne cause pas de douleur directe. Les rats sont surveillés quotidiennement et reçoivent des soins adaptés afin de garantir leur bien-être.
Impact sur les animaux
Les rats RNU nude présentent des caractéristiques liées à leur génétique, telles que l’absence totale de poils, une sensibilité accrue aux infections et des difficultés à réguler leur température. Ces effets sont atténués grâce à un logement dans des conditions sanitaires strictes, au maintien d’une température contrôlée de 24 °C et à un enrichissement adapté visant à leur bien-être.
Devenir
Tous les animaux seront gardés soit pour le maintien de la lignée soit à destination de l'expérimentation.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est nécessaire, car il n’existe pas de méthode alternative fiable permettant d’étudier comment des cellules humaines greffées interagissent avec un organisme vivant. Les expériences en laboratoire, telles que les cultures cellulaires ou les organoïdes, ne permettent pas de reproduire la complexité complète du corps et du système immunitaire. Le choix du rat nude RNU s’explique par sa déficience immunitaire, qui permet d’accueillir des greffes de cellules humaines, par sa taille, qui facilite certaines interventions, et par son utilisation déjà établie dans ce type de recherches. Des recherches ont été menées afin de vérifier qu’aucune méthode alternative n’était adaptée.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés a été minimisé autant que possible, tout en garantissant que les résultats soient fiables. Chaque animal est étudié de manière à obtenir plusieurs types de données (par exemple : analyses, imagerie, prélèvements), et les groupes de contrôle sont mutualisés lorsque cela est possible. L’utilisation d’un rat nude RNU bien caractérisé permet de réduire les différences entre animaux et, par conséquent, le nombre nécessaire. Enfin, les données sont partagées entre projets afin d’éviter de répéter inutilement les expériences.
Raffinement
Les rats RNU Nude sont élevés dans des conditions très strictes afin de les protéger des infections et de prendre soin de leur peau. Les manipulations sont limitées au strict minimum et réalisées par du personnel formé. Les animaux sont surveillés quotidiennement et, en cas de détérioration grave de leur état, ils reçoivent rapidement des soins, voire une euthanasie si nécessaire, afin de garantir leur bien-être..
Choix des espèces
Le rat constitue un modèle expérimental largement utilisé en recherche biomédicale en raison d’homologies anatomiques, physiologiques et génétiques avec l’humain dans plusieurs systèmes biologiques. Sa taille permet de réaliser certaines interventions, analyses et implants complexes, et de nombreux modèles sont disponibles pour répondre aux besoins scientifiques. Les méthodes alternatives, en laboratoire ou sur ordinateur, ne peuvent pas reproduire toute la complexité d’un organisme vivant. C’est pourquoi l’utilisation du rat est nécessaire pour obtenir des résultats fiables et transposables à l’humain. Pour la reproduction, les animaux seront utilisés à partir de 8 semaines minimum.
Etude de nouvelles thérapeutiques innovantes dans différents modèles d’inflammation pulmonaires.
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système respiratoire
Pour tester des molécules dans trois modèles d'inflammation pulmonaire, dont l'asthme et la vascularite, 1460 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. La maladie est provoquée par des inhalations intranasales de molécules bactériennes sous anesthésie et des injections répétées dans l'abdomen, avec inconfort et désorientation au réveil. Tous les animaux sont tués en fin d'étude pour évaluer l'évolution de la maladie et l'effet des molécules. Les bénéfices annoncés, une nouvelle génération de traitements et une baisse des dépenses de santé, sont renvoyés au moyen et au long terme.
Objectifs
Les maladies pulmonaires liées au système immunitaire sont causées par divers mécanismes. Parmi elles, l’asthme allergique résulte d’une réaction excessive de l’immunité face à un allergène (comme les acariens, le pollen, etc.). L’asthme constitue un problème de santé publique majeur, car il touche un nombre croissant de personnes. L’un des éléments clés dans l’apparition de l’asthme est l’activation de cellules appelées lymphocytes B, qui produisent des molécules pathogènes. Ces dernières reconnaissent l’allergène et déclenchent une série de phénomènes responsables des symptômes de l’asthme. Par ailleurs, l’activation du système immunitaire dans les poumons peut parfois conduire à la formation de structures appelées structures lymphoïdes tertiaires. Ces regroupements de cellules immunitaires peuvent être bénéfiques, notamment lors d’infections pulmonaires ou de cancer du poumon, en renforçant les défenses locales. Cependant, lorsqu’elles sont mal régulées, elles peuvent provoquer des lésions et aggraver certaines maladies. Il est donc essentiel de mieux comprendre comment elles se forment et comment les contrôler selon les besoins. Un sous-type particulier de lymphocytes B, appelés lymphocytes B régulateurs, joue un rôle important dans ces deux phénomènes. Ils peuvent atténuer les symptômes de l’asthme et limiter la formation des structures tertiaires, empêchant ainsi les dommages aux tissus pulmonaires. Ce projet a donc pour objectif de tester des molécules capables d’induire l’activation des lymphocytes B régulateurs, à la fois dans un modèle d’asthme allergique et dans un modèle de formation de structures lymphoïdes tertiaires dans les poumons. Enfin, le projet s’intéresse à une autre maladie grave : la vascularite, une maladie auto-immune sévère qui peut toucher les petits vaisseaux sanguins, notamment au niveau des poumons et des reins. Le traitement repose actuellement sur des médicaments immunosuppresseurs, qui doivent être administrés rapidement pour limiter les dommages. Cependant, ces traitements présentent de nombreux effets secondaires, et leur efficacité dépend de la rapidité du diagnostic. L’objectif est donc de développer de nouvelles approches thérapeutiques, à la fois plus ciblées, mieux tolérées, et utilisables plus précocement dans le cours de la maladie. Ce projet vise ainsi à enrichir les options de traitement disponibles pour les patients.
Bénéfices attendus
L’asthme allergique touche de plus en plus de personnes, et les traitements disponibles aujourd’hui ne sont souvent que partiellement efficaces. Avec ce projet, à moyen terme, nous espérons développer de nouvelles approches thérapeutiques capables de rétablir une tolérance du système immunitaire face aux allergènes, afin de mieux contrôler la maladie. À long terme, nous espérons ouvrir la voie à une nouvelle ère thérapeutique fondée sur l’induction de la tolérance immunitaire, plutôt que sur la suppression de l’immunité. Un autre objectif de nos recherches, à moyen terme, est de mieux comprendre la formation de certaines structures immunitaires au niveau des poumons. Ces structures peuvent être utiles ou nuisibles selon les contextes. Une fois ces mécanismes élucidés, à long terme, les bénéfices attendus seraient un meilleur contrôle du système immunitaire, notamment dans des cas tels que le cancer du poumon ou les infections pulmonaires chroniques. Enfin, notre étude s’intéresse également à une maladie auto-immune grave : la vascularite, qui peut affecter les poumons ou les reins. Cette maladie est difficile à traiter et peut entraîner des complications sévères. Notre objectif est de mieux comprendre ses mécanismes, afin de développer des traitements plus spécifiques, plus ciblés, et mieux tolérés, dans le but de soigner plus efficacement les patients et d’améliorer leurs chances de guérison. À moyen terme, cela permettra une meilleure prise en charge des patients. À long terme, cela pourrait réduire drastiquement les dépenses de santé, car les traitements actuellement disponibles ont un coût sociétal important.
Procédures
Les souris seront prélevées pour des analyses sanguines une fois au début de la procédure et une fois à la fin. Afin de minimiser le stress lié à ces prélèvements, les souris seront sous anesthésie générale pendant le prélèvement, qui dure moins de 2 minutes. Selon les mêmes modalités, certaines souris recevront des traitements par voie intraveineuse tous les deux jours (entre 3 et 4 injections). Ce geste dure également moins de 2 minutes. L’induction des pathologies pulmonaires se fera par inhalations intranasales (entre 1 et 8 selon les modèles) de molécules issues de bactéries, effectuées sous anesthésie générale et durant moins de 2 minutes. Ces inhalations pourront, dans certains cas, être associées à une injection intrapéritonéale réalisée sur souris vigile pour induire la pathologie. Ce geste dure également moins de 2 minutes. Certaines souris seront traitées par injection intrapéritonéale sur souris vigile (entre 4 et 8 injections).
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, certaines procédures pourraient entraîner des changements de comportement chez les souris, en lien avec la modulation de leur fonction pulmonaire. Des injections répétées dans la cavité abdominale pourront occasionner un inconfort momentané. Par ailleurs, des prélèvements sanguins seront réalisés sous anesthésie générale afin d’éviter toute douleur. Après leur réveil, les souris pourraient être temporairement désorientées.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés selon des régles stricte à la fin de l'étude afin d'évaluer l'évolution de la maladie et d'analyser l'impact des molécules testées sur cette dernière.
Remplacement
Les études réalisées dans des systèmes simplifiés ont démontré l’efficacité de ces molécules. Cependant,ces systèmes ne parviennent pas à reproduire la complexité des interactions cellulaires dans un organisme entier et ne permettent pas d’évaluer l’efficacité thérapeutique de nos molécules dans un contexte aussi complexe que l’asthme allergique, la formation de structures lymphoïdes tertiaires dans un organe, ou la vascularite.
Réduction
Le nombre de souris nécessaire a été déterminé en fonction du nombre minimum requis pour atteindre une puissance statistique suffisante. Ce calcul prend en compte l’hétérogénéité intrinsèque des modèles de maladies induites. Pour éviter tout biais lié aux cages, les animaux seront aléatoirement répartis entre les différentes cages. De plus, des études préliminaires seront menées sur les souris génétiquement modifiées afin d’évaluer le développement normal de la maladie. En cas de résultats non concluants, cela permettra de réduire le nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Chaque animal bénéficiera d'une période d'acclimatation d'une semaine après sa réception. Chaque cage sera équipée d'enrichissements, tels que des igloos en plastique, pour permettre aux souris de se cacher et d'améliorer leur bien-être. Par ailleurs, le bien-être des animaux sera régulièrement évalué par le personnel de l'animalerie à l'aide d'une grille de score spécifique. Cette grille permet d'évaluer le bien-être animale et, si un seuil critique est atteint, des soins particuliers seront fournis aux animaux. Si les niveaux de souffrance dépassent un seuil prédéfini, les animaux seront euthanasiés conformément à cette grille.
Choix des espèces
Les modèles disponibles d’inflammation pulmonaire sont, le rat et la souris. Les modèles murins ont été privilégiés, car notre équipe ainsi que le personnel de l’animalerie possèdent une meilleure expertise dans ces modèles. Les souris utilisées seront âgées de 8 à 10 semaines.
Caractérisation et recherche d’indicateurs de la santé globale de vaches de race Holstein et Normande durant leurs lactations
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système immunitaire
270 vaches laitières de race Holstein et Normande vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger, sans être tuées pour le projet. Les prises de sang, réalisées trois fois puis à la réforme au cornadis, ainsi que les pesées et la notation d'état peuvent causer un stress ponctuel et une douleur brève. Le projet cherche des indicateurs sanguins de la santé globale des vaches dans deux systèmes d'élevage contrastés, au service de la durabilité et de l'"acceptabilité sociétale" de l'élevage. À l'issue des mesures, les animaux poursuivent une vie de bovin de renouvellement dans le troupeau, leur devenir dépendant du calendrier d'élevage plus que du protocole.
Objectifs
La santé a longtemps été considérée sous la forme d’un caractère binaire : l’animal est sain ou malade au regard d’une affection ou d’une maladie donnée, à un instant donné. Toutefois, l’état de santé général est multifactoriel et évolutif. Il possède un fort impact sur le bien-être de l’animal, de même que sur ses performances et sa longévité. De ce fait, il s’agit d’un caractère clé pour la durabilité tant environnementale qu’économique de l’élevage, ainsi que pour son acceptabilité sociétale. Dans une optique de re-conceptualisation de la santé pour prendre en compte son caractère continu, explorer les mécanismes biologiques qui la caractérisent, et étudier ses liens avec les autres caractères, un collectif de scientifiques a défini ensemble les contours d’une nouvelle expérimentation de long terme en bovins laitiers
Bénéfices attendus
Nous attendons de ce projet des avancées de connaissances scientifiques, avec une meilleure caractérisation des phénotypes mesurés (variabilité individuelle, sensibilité environnementale, évolution au cours du temps), et des relations qui les unissent, aussi bien entre eux qu’avec les évènements de santé et les performances zootechniques, afin d’identifier les synergies et les compromis entre fonctions et leurs impacts sur la longévité des vaches dans deux systèmes d’élevage très contrastés en termes d'objectifs de performance, de conduite et de challenges.
Procédures
Pour la caractérisation fine des animaux, des prélèvements sanguins seront réalisés 3 fois au cours de l’expérimentation sur les vaches laitières, à chaque vêlage, et une dernière le jour de la réforme. Les animaux sont alors maintenus au cornadis. Les mesures de poids (une fois par semaine pour les vaches) se feront sans geste technique autre que le déplacement et la contention des animaux. Pour la mesure de la note d'état, les vaches seront maintenues au cornadis une fois par mois. Voici le temps estimé pour chaque acte : Prise de sang : 2 minutes Mesure du poids : 1 minute Mesure de la note d'état : 5 minutes.
Impact sur les animaux
Les prélèvements prévus (prises de sang) seront réalisés dans le cadre d'une contention adaptée au poids des animaux (animal bloqué dans une cage ou aux cornadis). Cette contention, ainsi que la simple présence humaine et la manipulation associée peuvent générer un stress ponctuel chez l'animal. Le prélèvement en lui-même peut générer sur le moment une douleur limitée et fugace.
Devenir
Les procédures n’entravent pas le devenir de l’animal et n’ont qu’un effet limité et de court terme sur son bien-être. Aussi, l’ensemble des animaux inclus dans cette expérimentation va poursuivre une vie normale d’un animal de renouvellement dans un troupeau de bovins laitiers.
Remplacement
Les mécanismes étudiés mettent en jeu des interactions complexes au sein de l’hôte qu’il est impossible de reproduire dans un modèle cellulaire, de culture d’organe ou in silico.
Réduction
L’objectif de cette expérimentation est d’étudier la génétique de la santé des bovins. Concrètement, nous mesurons dans le projet différents paramètres du sang, et des analyses statistiques visent à déterminer quelle part de la variation observée dans ces paramètres est liée à la génétique des animaux et quelle part est liée au milieu de vie des animaux (effets de l’environnement). Pour avoir des différences significatives entre individus sur chaque paramètre, il faut un effectif important d’animaux élevés dans les mêmes conditions (environnement). L’effectif de 270 animaux du projet doit permettre de repérer les paramètres les plus pertinents à mesurer.
Raffinement
Différentes mesures ont été prises afin de raffiner ce protocole. Tout d’abord, les différentes mesures ont été regroupées sur les mêmes temps, même si ce n’était pas toujours le moment optimal pour chaque paramètre pris séparément, afin de limiter le nombre d’interventions sur les animaux. Ensuite, chaque intervention a été pensée de manière à limiter les nuisances pour les animaux (limitation des volumes de sang prélevés, utilisation de tube sous vide pour minimiser la douleur…) Les procédures impliquées dans le projet sont de sévérité légère et appliquées par des opérateurs expérimentés. Les conditions d'hébergement et d'alimentation répondent aux normes d’élevage. L’état de santé des animaux sera surveillé tout au long de l’expérience. La prophylaxie et le traitement des animaux en cas d’affection ou de blessure ne sont pas modifiés par la mise en œuvre du projet. Tout animal présentant un trouble de santé sera soigné en fonction de la pathologie conformément aux pratiques de l'élevage, et, au besoin, le vétérinaire praticien sera consulté. Chaque prélèvement peut être reporté ou annulé si l'état de santé ou de stress de l'animal est jugé incompatible avec la réalisation dudit prélèvement. Les animaux sont gardés en vie en fin d'expérimentation. De par les interventions d'élevage, une phase d'imprégnation à l'homme est réalisée dès la naissance de chaque veau. Cela réduit grandement le stress généré par la présence de l'homme lors des prélèvements, d'autant que ce sont les mêmes personnes qui interviennent.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est le bovin. Il s’agit de femelles de race Holstein et Normande, grandes races laitières françaises (et internationale pour la Holstein). Ces animaux ne sont pas transgéniques et ont été obtenus par des méthodes de reproduction utilisées en élevage classique. Les animaux seront des femelles bovines laitières suivies depuis 60 jours après vêlage jusqu’à leur tarissement ou réforme, soit du stade vache en lactation au stade vache tarie / vache réformée.
Optimisation de la vaccination à ARNm : efficacité de transfection des nanoparticules lipidiques selon différentes voies d’injection
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système immunitaire
- Système respiratoire
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Jusqu'à douze anesthésies à l'isoflurane et douze injections par animal pour l'imagerie: 3250 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré. Elles reçoivent des injections d'ARN messager encapsulé dans des nanoparticules par différentes voies, puis des séances d'imagerie répétées, avec possible perte de poids et réaction immunitaire. Le projet teste de nouvelles formulations vaccinales à ARN messager avant un éventuel passage chez l'humain. Tous les animaux sont tués pour mesurer l'efficacité de transfection et d'immunisation.
Objectifs
Suite à l’émergence de vaccin à acides nucléiques, l’ARN messager (ARNm) ouvre de nouveaux horizons thérapeutiques dans le développement de vaccins pour diverses pathologies tels que les maladies infectieuses, les cancers, les maladies auto-immunes, les maladies génétiques… Ils sont d’autant plus importants que c’est une technologie rapide à déployer qui pourra nous aider à faire face aux menaces sanitaires émergentes. Le principe repose sur la délivrance de molécules d’acide nucléique (ARNm), codant pour une protéine ou un fragment protéique, dans une cellule cible et d’utiliser la machinerie cellulaire pour produire la protéine d’intérêt. Cet ARNm peut coder pour une protéine fluorescente, une enzyme, un antigène viral ou bactérien dans le cas de maladies infectieuses ou encore une protéine spécifique pour rétablir une voie modifiée lors de maladie génétique. Les avantages de cette technologie sont nombreux incluant une rapidité de développement, la modularité des cibles, l’efficacité immunitaire et la sécurité puisque l’ARNm ne s’intègre pas dans le génome. De plus, il n’y a aucun risque infectieux. En revanche, l’ARNm est une molécule fragile qui se dégrade facilement. S’il est injecté seul dans l’organisme, il sera éliminé par notre propre système avant d’avoir rempli sa mission. Il faut donc le protéger. De nombreux vecteurs peuvent être utilisés pour protéger et délivrer l’ARNm. Ils agissent comme des bulles protectrices pouvant transporter l’ARNm jusqu’à sa cible. Dans ce contexte, notre laboratoire a fait le choix de développer des nanoparticules non virales lipidiques et/ou polymériques. Notre projet s’inscrit dans une démarche globale pour notre unité, qui vise à développer et accélérer des projets d'innovation thérapeutique et fournir une expertise en technologies ARNm. Cela comprend la mise en place et le test de nouveaux vecteurs ainsi que l’évaluation de séquences d’ARNm spécifiques conçus au laboratoire. À cette fin, ces approches doivent être testées dans des modèles complexes ; nous avons donc choisi d’utiliser des modèles murins. Objectif 1 : Evaluer l’efficacité de vecteurs non viraux pour l’encapsulation. Objectif 2 : Evaluer l’immunogénicité des nanoparticules et des séquences d’ARNm dans un organisme complexe. L’enjeu est de maximiser l’efficacité de nos formulations tout en minimisant les effets indésirables possibles dans le but de passer par la suite à des études cliniques chez l’homme.
Bénéfices attendus
Actuellement il existe moins d’une dizaine de formulations d’ARNm thérapeutique acceptées et validées par les instances chargées de la surveillance et de l’autorisation des produits pharmaceutiques. Ce projet vise à concevoir de nouvelles formulations innovantes et souveraines, à la fois sûres et efficaces, évaluées dans des modèles complexes représentatifs de conditions physiologiques réalistes. Le but à court terme est d’identifier des formulations efficaces et non immunogènes qui permettent de produire notre protéine d’intérêt et de perfectionner nos techniques de fabrication. Le but à long terme est de permettre l’émergence de nouvelles techniques de fabrication et des formulations adaptées à différents types de pathologies ou de maladies émergentes. Les demandes en traitement à base d’ARNm sont en pleine expansion, il y a donc un besoin croissant de trouver de nouvelles formulations.
Procédures
Procédure 1 : Chaque animal recevra au maximum : 2 injections d’ARNm avec une voie d’injection choisie (IM, ID, SC, IV, IN) 12 injections de substrat Luc en IP (1/jour pendant 5 jours puis 2x/semaine pendant 3 semaines) 12 Anesthésies générales à l’isoflurane de 15 min (1/jour pendant 5 jours puis 2x/semaine) 1 prélèvement sanguin sur la veine caudale sur animal vigile 1 prélèvement sanguin en rétro-orbital sous anesthésie isoflurane Procédure 2 : Chaque animal recevra au maximum : 2 injections d’ARNm avec une voie d’injection choisie (IM, ID, SC, IV, IN) 2 prélèvements sanguins sur la veine caudale sur animal vigile 1 prélèvement sanguin en rétro-orbital sous anesthésie isoflurane
Impact sur les animaux
Les animaux recevront une formulation par type d’injection choisi (intraveineuse (IV), intramusculaire (IM), intranasale (IN), sous cutanée (SC) ou intra-dermique (ID)). Les séances d’imagerie, d’environ 15 min, seront répétées et limitées à une fois par jour, avec injection de substrat à la luciférase en intrapéritonéale (IP). A la suite des injections, les animaux pourront avoir une perte de poids transitoire dûe au stress que peuvent engendrer les gestes techniques, une légère douleur au point d’injection pendant quelques heures, et une réaction immunitaire pouvant entrainer une baisse d’activité, modification du pelage, perte de poids modérée suivant l’antigène testé.
Devenir
A l’issue des procédures, tous les animaux seront mis à mort pour réaliser les prélèvements nécessaires aux analyses pour évaluer l’efficacité de transfection et d’immunisation post traitement.
Remplacement
Ce projet nécessite l’utilisation d’animaux pour tester l’effet des composés dans un contexte physiologique. Les méthodes d’études in vitro sont limitées par des éléments importants tels que la complexité des différents organes, leur architecture qui organise les relations entre ces populations cellulaires, ou encore la distribution des formulations dans les organes qui peut être différente selon les voies d’injections testées. Il est donc nécessaire d’évaluer la mise en jeu des différents éléments dans un système complexe comme le modèle murin. Aucun modèle alternatif ne peut remplacer un organisme entier pour ce type de projet.
Réduction
Afin de limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés, des études in vitro sont réalisées en amont pour valider l’efficacité et l’innocuité des formulations. Seules les formulations les plus efficaces et biocompatibles sont testées in vivo. Le nombre d’animaux pour chaque procédure est fixé au minimum nécessaire pour obtenir des résultats statistiquement fiables, avec une puissance de 80 %, sur la base d’expériences antérieures. La première injection permet de suivre la cinétique d’expression chez le même animal, et la seconde sert au prélèvement des organes, réduisant ainsi le nombre total d’animaux. Pour l’objectif 2, le nombre de candidats est déjà limité et une seule voie d’injection sera choisie en se basant sur les résultats obtenus lors de la première procédure.
Raffinement
Une grille de score clinique, conçue spécifiquement pour cette procédure avec des points de contrôle spécifiques et pertinents, sera tenue à jour pour les animaux en cours d'expérimentation. Si des animaux présentent des signes de souffrance, un analgésique sera administré. Un analgésique local sera appliqué avant les injections intra-musculaires. De l’isoflurane sera utilisé comme anesthésiant pour limiter la douleur du geste réalisé lors des injections en intramusculaire, et permettre un meilleur contrôle de la respiration de la souris lors des injections intranasales. Lors de l’imagerie par bioluminescence, les animaux seront positionnés sur tapis chauffant pour limiter la perte de température corporelle. A chaque utilisation de l’isoflurane, les animaux seront observés jusqu’au réveil complet. Pour les injections intraveineuses, les souris seront mises en chambre chauffée pour augmenter légèrement leur température corporelle et permettre la dilatation des vaisseaux et limiter leur stress. A la suite des injections d’ARNm, de la nourriture humide sera déposée dans le fond des cages pour permettre un meilleur accès à la nourriture et garder une hydratation optimale.
Choix des espèces
La souris sera utilisée comme modèle d’études pour plusieurs raisons : - La génétique de la souris est bien connue, entièrement séquencée et proche de celle de l’être humain. Nous allons être amenés à tester différentes séquences d’ARNm et la machinerie cellulaire qui prend en charge l’ARNm est très similaire entre l’homme et la souris. - Les études menées sur les vaccins à ARNm sont basées sur des études murines. Nous pourrons donc comparer les résultats obtenus avec ceux de nos confrères. - Nous utiliserons des souris Ai9 capables de produire une protéine fluorescente uniquement dans les cellules qui exprimeront les vecteurs contenant une séquence ARNm codant pour la protéine Cre recombinase, ce qui n’existe pas dans d’autres modèles animaux. - La finalité de cette étude est de passer à un stade clinique. La souris est un mammifère qui présente une physiologie comparable à l’espèce humaine, il nous sera plus facile de comparer les réponses immunitaires obtenues et d’étudier la bio-distribution des vecteurs et séquences utilisées. Pour la procédure 1, Nous utiliserons des souris au stade adulte. Elles seront injectées à partir de 8 semaines et jusqu’à 16 semaines afin de garantir un système immunitaire mature et un processus de développement corporel terminé. Pour la procédure 2, les souris seront réceptionnées à l’âge de 5 à 6 semaines. Les injections se feront sur les souris âgées de 7 semaines. En effet, les procédures de vaccination avec deux doses espacées d’un mois sont longues, ce qui justifie de démarrer à un âge jeune, le vieillissement étant connu pour impacter la réponse immunitaire. Cependant, il est important d’attendre 6 semaines minimum pour avoir un système immunitaire mature.
Recueil de cellules du foie et de la vésicule biliaire pour l’étude de l’homéostasie hépatobiliaire
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Anesthésiées puis perfusées pour prélever le foie, 100 souris sont tuées sans reprise de conscience, dans des procédures classées sans réveil. La perfusion, d'une durée de dix à vingt minutes, sert à isoler les cellules du foie et de la vésicule biliaire chez des souris modifiées pour ne plus produire une protéine appelée EBP50. Le bénéfice avancé se limite à mieux comprendre le rôle de cette protéine. Le porteur indique vouloir comparer les cellules isolées sur animal vivant et sur animal mort, et s'engage à ne procéder qu'après la mort si la qualité s'avère identique.
Objectifs
EBP50 est une protéine très présente dans le foie. À l’échelle des cellules, elle joue un rôle important en contrôlant l’activité de certains transporteurs impliqués dans la sécrétion des substances produites par les cellules épithéliales. Cependant, EBP50 pourrait aussi avoir des fonctions dans d’autres types de cellules du foie qui participent aux défenses immunitaires et à la réparation des tissus. Le rôle d’EBP50 dans ces différents types cellulaires reste encore mal connu. Pour mieux comprendre les fonctions d'EBP50 dans l’ensemble des cellules du foie et de la vésicule biliaire, nous allons isoler les différentes sous-populations cellulaires de ces organes chez des souris génétiquement modifiées pour ne plus exprimer EBP50. Cela nous permettra de mieux cerner la contribution spécifique de cette protéine à la fonction hépatique et biliaire.
Bénéfices attendus
Le bénéfice réside en une meilleure compréhension du rôle de la protéine d’échafaudage EBP50 dans les différents types cellulaires du foie.
Procédures
Les animaux seront anesthésiés et une perfusion du foie afin d’isoler les différents types cellulaires du foie seront réalisés (durée des intervention 10-20 min).
Impact sur les animaux
En condition physiologique, l’absence de la protéine EBP50 n'a pas d'effet délétère sur l'animal, n'induisant pas d'anomalies embryonnaires, les souris à leur naissance sont viables. Les nuisances sont celles liées à l’anesthésie et à la chirurgie: détresse respiratoire, hypothermie profonde et hémorragie.
Devenir
Le prélèvement du foie entier ou pour isolement cellulaire ne permet pas la survie des animaux. Les animaux seront donc tous euthanasiés à la fin de la procédure P1 et P2 pour perfusion ou explantation du foie qui est requis pour répondre aux objectifs scientifiques du projet.
Remplacement
Il existe des lignées de cellules hépatiques murines, mais celles-ci ne sont pas représentatives des populations cellulaires auxquelles nous faisons référence dans ce projet. Aussi ces cellules ne peuvent être étudiées qu'en culture primaire et à partir de plusieurs animaux compte tenu de leur faible proportion dans le foie. La spécificité des cellules en culture primaire est d'être isolé à partir d'un organe entier dans le but de développer des modèles de culture ex vivo représentatif du tissu, réduisant ainsi le nombre d'animaux utilisés.
Réduction
Nous avons calculé le nombre minimal d’animaux par groupe de façon à obtenir des résultats statistiquement fiables. A cause des variabilités entre animaux et entre procédures d’isolement cellulaire, un nombre trop restreint d’animaux engendrerait des résultats trop variables et non valides. Nous nous efforcerons d’isoler plusieurs types cellulaires à partir des mêmes animaux. Le test statistique sera Two-Way ANOVA.
Raffinement
Dans la réalisation de ce projet, l’ensemble des procédures a été optimisé afin de permettre une interprétation fiable dans le respect du bien-être animal, en limitant la douleur et le stress (anesthésie, analgésie). Nous nous efforçons à chaque instant de raffiner nos procédures afin de garantir le bien-être des animaux en cours de procédure grâce à une surveillance attentive (point limite) et des soins adaptés (anesthésie, analgésie). Afin de rafiner d'avantage la procédure, nous réaliserons des isolements cellulaires par perfusion du foie sur animal vigile (ante-mortem) et non vigile (post-mortem), dans le but de comparer la qualité des cellules isolées. Si la qualité des cellules s'avérait identique en ante-et post-mortem, nous nous engageons à procéder par la suite à des isolements exclusivements post-mortem.
Choix des espèces
Les animaux sont indispensables pour mettre en place nos cultures primaires et éviter les tests sur les animaux. Les souris seront utilisées à l'âge adulte: - 2 - 6 mois. Description de l’identification : Pour les animaux transgéniques qui nécessitent une identification individuelle et un génotypage, le choix de la méthode d'identification est le tatouage aux phalanges avec une biopsie de bout de la queue pour le génotypage selon la DAP générique de l'animalerie numéro #54314.
Etude de la réponse thérapeutique aux chimiothérapies dans les cancers du sang chez la souris. MODIFICATION.
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Les souris atteignant un point limite clinique sont mises à mort, les autres tuées au plus tard quatre mois après l'injection. 2228 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. On leur injecte des cellules de leucémie humaine dans la veine de la queue, avec des ponctions de moelle osseuse au fémur sous anesthésie, la maladie provoquant une hypertrophie de la rate qui gêne les déplacements et peut faire souffrir. La rate et la moelle sont prélevées après la mort pour analyse cellulaire, l'objectif affiché restant de comprendre le mécanisme d'action de la chimiothérapie.
Objectifs
Les agents de chimiothérapie utilisés pour soigner les patients atteints de leucémie (cancer du sang) ont des mécanismes d’action variés, mais leur action précise et majoritaire est encore incertaine. Le projet a pour objectif de mieux comprendre les effets de la chimiothérapie classiquement utilisée pour soigner les leucémies. Nous étudierons en particulier l’importance d’un gène qui participe à la mort des cellules cancéreuses lorsque les patients sont traités avec la chimiothérapie. L’objectif est de comprendre par quels mécanismes la protéine issue de ce gène peut entrainer la mort des cellules cancéreuses.
Bénéfices attendus
Chez les patients atteints de leucémies, les rechutes sont très fréquentes après les traitements par chimiothérapie, en particulier chez les personnes âgées de plus de 60 ans. Les progrès à faire passeront par une meilleure compréhension des mécanismes d’action précis des chimiothérapies, qui pourront alors être améliorées. Ce projet permettra d’approfondir les connaissances sur la chimiothérapie et son mode d’action. Comprendre la manière dont la chimiothérapie conduit à la mort des cellules cancéreuses permet de travailler sur l’amélioration des traitements à plus long terme.
Procédures
Pour mettre en place le modèle de leucémie, les animaux seront soumis à une injection des cellules leucémiques par intraveineuse dans la queue. Cette procédure dure environ 20 secondes et se fait sans anesthésie. L’apparition de la maladie sera suivie par ponction de moelle osseuse (qui est le site d’expansion de ces cellules cancéreuses). Ce prélèvement sera fait au niveau du fémur, dans une patte arrière. Il se fait sous anesthésie et dure environ 2 à 3 minutes. Quand les souris commenceront à être malades, elles seront traitées avec une molécule administrée par injection dans l'abdomen (environ 5 à 10 secondes) et une molécule administrée en intra-veineuse dans la queue (environ 20 à 30 secondes). Ces procédures sont faites sans anesthésie. Pour une partie des souris, des séances d'imagerie seront réalisées (suivi des cellules cancéreuses dans l'animal vivant). Après injection d'une solution permettant de visualiser les cellules d'intérêt (injection dans l'abdomen; durée de 20 secondes), les souris sont anesthésiées puis placées dans un équipement d'imagerie avec maintien de l'anesthésie. Des images sont enregistrées sur une durée de 10 minutes maximum, avant l'arrêt de l'anesthésie et le réveil de l'animal.
Impact sur les animaux
La manipulation des souris pour le traitement engendre un stress, le souris pouvant être traitées quotidiennement pendant maximum 5 jours. Quand la leucémie se développe, la rate des souris grossit (splénomégalie). Cela peut gêner leur mobilité normale. On peut aussi penser qu’elle cause des douleurs même si des signes visibles de douleur ne sont que rarement présents en cas de splénomégalie faible ou modérée. Quand les souris sont traitées avec la chimiothérapie, elles peuvent perdre du poids à partir du troisième jour du traitement. Elles ont alors le poil moins régulier et parfois le dos voûté. Ces effets ont une durée de 2 à 3 jours.
Devenir
Tous les animaux seront systématiquement euthanasiés au maximum 4 mois post-injection si pas d’atteinte du point limite. Les organes cibles de la prolifération des cellules cancéreuses (rate, moelle osseuse) seront prélevés en post-mortem pour une analyse au niveau cellulaire.
Remplacement
Nous avons au préalable testé la chimiothérapie sur des modèles de cellules cancéreuses en culture. Le passage dans l’animal est maintenant nécessaire pour reproduire les conditions physiologiques d’un organisme proche de l’homme, pour confirmer et approfondir les hypothèses.
Réduction
Nous utilisons un nombre suffisant et optimal d’animaux par groupe pour avoir des différences statistiquement significatives entre les groupes. Pour réduire le nombre d’animaux utilisés, différents temps de traitement seront testés en même temps afin de comparer les différents groupes testés à un seul et unique groupe contrôle.
Raffinement
Les animaux seront hébergés en groupes pour respecter leur comportement naturel. Ils seront surveillés quotidiennement, et une grille d’évaluation, tenant compte de leur apparence de leur comportement et d’un suivi clinique, sera tenue chaque semaine de façon à définir des points limites de douleur/souffrance suffisamment précoces pour déclencher le recours à l’euthanasie si ces points limites étaient atteints. Ce suivi sera quotidien lors de la phase de traitement. En cas de perte de mobilité, l’accès à la nourriture sera facilité. Les cages seront enrichies pour améliorer le bien-être des animaux. La ponction de moelle osseuse ainsi que l'imagerie seront réalisées sous anesthésie générale avec maintien de la température corporelle (utilisation de support à 37°C).
Choix des espèces
La souris est un petit mammifère suffisamment proche de l’Homme pour les expériences menées dans ce projet. Le gène étudié ainsi que la fonction de la protéine qui en découle sont très proches entre l’homme et la souris. Les molécules testées sont à administrer par différentes voies, toutes disponibles sur l’espèce animale choisie. De plus, le contrôle de leur bien-être au quotidien est facilité car les signes de souffrance/douleur ont été bien caractérisés chez cette espèce. Les leucémies touchent des cellules à un stade précoce de leur développement, ce qui nous conduit à utiliser des souris jeunes adultes de 6 à 8 semaines pour nos expérimentations.