Recherche appliquée

Pour calculer des marges de sécurité avant la première administration de médicaments à des êtres humains, 720 souris, 840 rats et 800 lapins vont être utilisés dans 65 études, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent les composés par voie orale, intramusculaire, sous-cutanée ou intraveineuse, sur des durées allant d'un jour à six mois, avec prélèvements de sang, de tissus, de fèces, d'urine, de salive et de larmes. Des mises à mort intermédiaires sont prévues pour prélever les tissus aux différents temps de l'étude. Le porteur écrit à deux reprises que ce projet est "indispensable" à la première administration chez l'humain, sans que la nature des composés testés soit précisée.

Objectifs

L'objectif de ce projet est de déterminer les propriétés pharmacocinétiques et pharmacodynamiques d'un ou plusieurs composés pharmaceutiques après administration unique ou répétée chez des rongeurs ou des lagomorphes. La réalisation de ce projet est indispensable à la réalisation de la première administration chez l'Homme, conformément aux lignes directrices ICH S3 M2 et ICH S3 (TK).

Bénéfices attendus

L'ensemble des études du projet vise à identifier un profil métabolique, pharmacocinétique, pharmacodynamique de biodistribution permettant le calcul de marge de sécurité chez l'Homme en gardant à l'esprit en permanence le ratio bénéfice/risque du produit concerné pour la santé humaine. La réalisation de ce projet est indispensable à la réalisation de la première administration chez l'Homme.

Procédures

Les animaux sont traités par différentes voies (principalement orale mais aussi intramusculaire, sous- cutanée ou intraveineuse…) de façon journalière (voire plusieurs fois/j) hebdomadaire, ou de manière plus espacée (ex: toutes les 2 semaines, mensuel), avec le(s) produit(s) d’intérêt. La durée de l’administration est généralement rapide (quelques secondes à quelques minutes) et peut atteindre 1 heure dans le cas de perfusion intraveineuse. La durée des études peut être courte (1j) ou longue [1 semaine, 2 semaines, 1, 3, ou 6 mois]. Des prélèvements sanguins, tissulaires, de fèces, urinaires ou/et de fluides corporels (salive, larmes) seront réalisés au cours du temps et analysés afin de déterminer les niveaux du ou des composés administrés, de leurs métabolites ou d’autres marqueurs pharmacologiques pour permettre l’analyse pharmacocinétique, pharmacodynamique et de biodistribution. D’autres prélèvements sanguins ou urinaires sont également possibles pour bilan urinaire, hémato-biochimique ou hormonal par exemple. L’ensemble de ces prélèvements sont réalisés à une fréquence et aux volumes conformes aux recommandations éthiques en vigueur. Tout prélèvement dépassant ces recommandations devra être justifié et fera l'objet d'une réévaluation par le comité d'éthique (balance bénéfice/contrainte pour l'animal). Les animaux seront examinés quotidiennement afin de déceler tout signe clinique. Les consommations alimentaire et/ou hydrique pourront être suivies. Des examens ophtalmologiques, échographiques, radiologiques, comportementaux peuvent être réalisés. Le poids corporel sera mesuré à différents temps au cours du projet. Les animaux seront euthanasiés à la fin du projet et un examen microscopique sera réalisé sur les tissus collectés si nécessaire. La manipulation des animaux durant les interventions est généralement inférieure à 1h/animal/jour (en considérant par ex. 1 journée avec 1 administration + 6 prélèvements sanguins soit environ 30 min). Jusqu’à une vingtaine d’interventions peuvent être réalisées par animal et par semaine (en considérant par exemple 1 administration quotidienne et 12 prélèvements sanguins dans la semaine). Une mise en diurèse n’excédant pas 16h est aussi possible. Une mise à jeun temporaire (en présence d’eau) peut être nécessaire (maximum 16h) pour les rongeurs. Dans certaines situations, les animaux peuvent être soumis à un hébergement individuel dans leur cage (en cas d’agressivité ou de soins individuels par exemple).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus correspondent aux effets pharmacologiques du produit administré (ex : action au niveau du système nerveux central), à l’inconfort, au stress et/ou à la douleur transitoires liés aux procédures [prélèvements, administration répétée, contention, mise à jeun éventuelle (uniquement pour les rongeurs)] et/ou aux effets systémiques (exemples : pertes de poids, baisse de consommation alimentaire) qui peuvent être observés. Un hébergement en individuel (rare), avec contacts olfactifs, visuels et sonores préservés et enrichissements additionnels, peut être requis (ex. pour suivre la consommation alimentaire individuelle ou pour des études par voie dermale).

Devenir

En parallèle des prélèvements sanguins, réalisés au cours de l’étude, l’évaluation de la pharmacocinétique, de la pharmacodynamie et de la biodistribution, peut nécessiter des euthanasies intermédiaires afin d’effectuer des prélèvements tissulaires et/ou une analyse histopathologique selon les différents temps de prélèvements définis dans l’étude. Ceci pour permettre l'évaluation de l'exposition du composé ou des composés dans le tissu cible, et /ou pour évaluer les potentiels effets toxiques sur les organes et tissus, respectivement. A ce titre tous les animaux de ce projet seront euthanasiés en fin d’étude.

Remplacement

L'évaluation pharmacocinétique, pharmacodynamique et de la biodistribution d'un composé ou de plusieurs composés administrés dans un organisme complet ne peut pas être réalisée qu'avec des études in vitro, car il n'existe pas d'alternative complète in vitro pour ce type d'évaluation en raison de la complexité d'un organisme vivant. Seule l’observation sur un organisme vivant dans son ensemble permet d’évaluer les différentes phases d’absorption, de métabolisme, de distribution et d’élimination du/des composé(s), de définir les relations et/ou interactions entre ces différentes phases et de pouvoir déterminer l’exposition du/des composé(s) administré(s) dans l’organisme.

Réduction

Le nombre d'animaux par groupe est très variable en fonction du design de l’étude et du nombre de doses testées. En effet, des animaux des deux sexes seront utilisés uniquement pour permettre l'évaluation de l'effet du sexe sur les paramètres pharmacocinétiques et pharmacodynamiques et sur la biodistribution. Par ailleurs, il peut y avoir une comparaison avec des composés de référence, un criblage de plusieurs produits, etc. Mais le nombre d’animaux par groupe correspondra au minimum permettant une analyse statistique fiable, conformément aux recommandations des lignes directrices. Ce projet permettra de réaliser 65 études, 35 chez le rat; 10 chez la souris et 20 chez le lapin, avec un nombre d'animaux déterminé à minima afin d'obtenir des résultats robustes et fiables permettant d'atteindre tous les objectifs de l'étude en procédant à toutes les analyses nécessaires.

Raffinement

En général, les doses utilisées sont des doses pharmacologiques, faibles et similaires à celles utilisées chez l'Homme. L'état général des animaux est surveillé quotidiennement. Les paramètres suivants peuvent être contrôlés régulièrement afin d’évaluer l’état de santé des animaux : poids corporel et consommation de nourriture et d’eau, température corporelle, signes cliniques, morbidité/mortalité, etc. Toute anomalie est signalée au Directeur d’étude et/ou au vétérinaire selon la sévérité et le degré d’urgence. Si un ou plusieurs points limites sont atteints (perte de poids continue, signes locaux ou généraux ne pouvant être traités/soulagés par des soins (ex : antibiotique/anti- inflammatoire), que la douleur de l’animal ne peut être soulagée ou que l’inconfort ne peut pas être suffisamment limité à son minimum, la décision d'interrompre le traitement ou d'euthanasier l'animal sera prise. Des prélèvements sanguins seront effectués selon les bonnes pratiques vétérinaires de fréquence et de volume. Certains traitements sont réalisés sous anesthésie locale ou générale pour éviter le stress, le douleur ou l’inconfort, par ex : les administrations intramusculaires et intra-articulaires. Les rongeurs et les lapins sont hébergés en groupe dans la majorité des situations. Cependant, soit en raison d'incompatibilités sociales observées parfois chez le lapin ou les souris mâles, soit dans certaines situations expérimentales rares (rongeur uniquement) un hébergement individuel peut être nécessaire. Il devra être dûment argumenté (ex : voie d’administration dermale, bilans d'élimination en collectant les urines et fèces). Le cas échéant, des enrichissements supplémentaires seront proposés et le contact visuel et olfactif sera maintenu.

Choix des espèces

Les espèces rat, souris et lapin sont des espèces de laboratoire très largement utilisée en recherche biomédicale (littérature et connaissance très larges) et sont couramment utilisées pour l'évaluation pharmacocinétique, pharmacodynamique et de la biodistribution et acceptées par les autorités. Le choix de l’espèce/souche est dicté par différents facteurs : résultats déjà existants (essais préliminaires in vitro et in vivo), voie d'administration choisie, métabolisme vitro et/ou pharmacocinétique/pharmacodynamique. De façon standard, les rats, souris et lapins seront âgés de 6 à 10 semaines, 6 à 8 semaines et 3 à 4 mois, respectivement, correspondant à un niveau « jeune adulte » de croissance et de développement nécessaire et suffisant pour conduire les expérimentations. Toutefois, ce projet pourra être effectué avec des animaux juvéniles ou avec des animaux plus âgés (> 1 an) en fonction de l’objectif de l’évaluation et de manière à ce que l’état physiologique de l’animal permette une réponse non équivoque des systèmes analysés après traitement avec le(s) composé(s) et ainsi permettre une évaluation adéquate des paramètres ciblés. Les animaux ne doivent pas être gravides.

Trois lignées de miniporcs Göttingen, dont une humanisée pour certaines immunoglobulines et une déficiente pour le récepteur à l'hormone de croissance, sont caractérisées pour le compte d'un consortium associant laboratoires publics et industriels du médicament. 126 cochons vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, avec administration unique ou répétée de composés à tester sur deux mois au maximum. Ils subissent des prélèvements sanguins, des examens ophtalmologiques, un enregistrement cardiorespiratoire sous gilet et parfois la pose chirurgicale d'un bouton d'accès vasculaire chez le fournisseur. Environ 24 d'entre eux pourront être réutilisés dans d'autres études et un petit nombre adopté, les autres étant tués pour des prélèvements terminaux, le porteur présentant l'ensemble comme un moyen de réduire à terme le recours aux primates non-humains.

Objectifs

Ce projet s’inscrit dans le cadre d’un consortium financé par des fonds européens. Ce consortium international implique des partenaires privés (compagnies pharmaceutiques et sous-traitants) et publics (laboratoires universitaires) et a pour but d’étendre, partager au niveau international et mettre en pratique les connaissances des modèles porcins ; le but ultime étant de renforcer l’usage raisonné des miniporcs en réduisant le recours aux primates non-humains pour les études de sécurité non clinique. Les données générées par ce projet contribueront à : -Caractériser le modèle miniporc Göttingen, le miniporc Göttingen humanisé pour certaines immunoglobulines et le microporc Göttingen (déficient pour le récepteur à l’hormone de croissance), -Ddévelopper, valider et mettre en place des modalités non invasives innovantes pour assurer un meilleur suivi clinique des animaux et permettre une meilleure évaluation des systèmes nerveux et cardiovasculaires, -Enrichir notre compréhension du système immunitaire porcin, -Découvrir et/ou valider des biomarqueurs de toxicité et d’efficacité, -Evaluer l’intérêt des modèles porcins dans le développement des biothérapeutiques, -Contribuer à l’élaboration de modèle in vitro en collaboration avec les autres membres du consortium (ex : toxicité hépatique et rénale) chez le miniporc, -Alimenter une base de données largement accessible compilant les données existantes chez le primate non-humain et l’homme en comparaison avec les données chez le miniporc ou le microporc (données existantes ou générées lors du consortium). Ces données seront exploitées par des biostatisticiens pour évaluer l’intérêt translationnel de ces modèles porcins. A noter également que le consortium comprend des comités consultatifs dédiés aux aspects réglementaires, à l’éthique et au bien-être animal pour assurer le respect des 3R.

Bénéfices attendus

À court et moyen termes, ce projet enrichira nos connaissances scientifiques et notre expertise pratique sur trois modèles porcins. Une meilleure connaissance de ces modèles permettra de les utiliser à bon escient dans l’évaluation de la sécurité des médicaments permettant ainsi : -De générer des informations essentielles avant la première administration chez l’Homme, -D'identifier les candidats médicaments les plus prometteurs, -+D'interrompre plus tôt le développement de molécules ayant un profil non satisfaisant en termes de sécurité, d’efficacité et/ou de pharmacocinétique au regard de l’indication thérapeutique. À plus long terme, ces avancées pourraient offrir une alternative pertinente à l'utilisation de primates non-humains dans l'évaluation préclinique des candidats médicaments. Dans une perspective plus large, les connaissances acquises grâce à ce projet seront partagées au sein d’un consortium européen, regroupant partenaires privés et publics. Cette collaboration favorisera l'identification et la validation de nouveaux biomarqueurs comme indicateurs précoces de toxicité. Les biomarqueurs les plus pertinents pourront être proposés comme outils innovants pour adapter les essais cliniques, ouvrant ainsi de nouvelles perspectives en matière de diagnostic et de médecine personnalisée par exemple.

Procédures

Les animaux seront concernés par l’administration unique ou répétée (quotidienne ou hebdomadaire) d’un composé à tester, possibles par différentes voies (le plus souvent intra-veineuse ou orale), au cours de l’étude sur une durée maximale de 2 mois. Des prélèvements de sang ou autres fluides biologiques, associés à une contrainte légère de quelques minutes, seront nécessaires pour évaluer différents paramètres (par exemple hématologie, biochimie, immunologie) ; leur fréquence et leur volume sont conformes aux recommandations éthiques en vigueur et sont réalisés sous anesthésie/analgésie (entre 15 et 30 minutes) quand ils sont invasifs. Plus rarement, une procédure chirurgicale pourra être pratiquée chez le fournisseur afin de mettre en place un bouton d'accès vasculaire (durée d’intervention sous anesthésie générale-analgésie inférieure à 2 heures). Des mesures comme par exemple, la température corporelle, le poids sont réalisées en fonction de l’objectif de l’étude. En outre, des examens peuvent être réalisés pour évaluer les grandes fonctions physiologiques : - examen ophtalmologique sur animal vigile ou légèrement sédaté (durée maximale : 10 min, 3 fois dans l’étude) - examen cardiorespiratoire et neurocomportementale, sur animal vigile équipé d’un gilet, (enregistrement continu sur 36h, répété 8 fois maximum dans l’étude).

Impact sur les animaux

Les effets attendus chez les animaux seront limités à une contrainte modérée. Ils correspondent aux effets adverses potentiels des produits administrés pouvant se traduire chez l’animal par exemple par une baisse d’activité, une modification du comportement de l’animal, une baisse de la consommation alimentaire, des signes digestifs type diarrhée, une perte de poids et/ou une modification de la température corporelle, et/ou une sensibilité accrue aux infections. Par ailleurs, les prélèvements et examens nécessaires au cours des études pourraient entraîner des nuisances de courte durée.

Devenir

Ces études nécessitent souvent des prélèvements terminaux (analyse anatomo-pathologique ou quantification de l’exposition tissulaire du composé à tester). C’est seulement lorsque les objectifs de l’étude ne nécessitent pas ces analyses que certains animaux pourront être ré-utilisés après approbation du vétérinaire. L’estimation de ce nombre est d’environ 24 animaux. Seul un petit nombre d’animaux non génétiquement modifiés sera possiblement adoptés.

Remplacement

Ce projet s'inscrit dans une démarche globale des 3Rs visant à remplacer et/ou réduire et raffiner l'utilisation d'animaux de laboratoire, en s'appuyant sur les données qui seront générées par le consortium européen et le partage d'informations. Cette approche intègre plusieurs éléments clés : une revue bibliographique approfondie, l'utilisation de biologie moléculaire, le développement de modèles in vitro basés sur le modèle miniporc ainsi que l'analyse de données cliniques recueillies chez les patients. Pour mener à bien ces activités, une équipe pluridisciplinaire d'experts intervient pour optimiser l'utilisation des prélèvements sanguins et tissulaires générés pendant les études et pour développer des alternatives innovantes aux modèles animaux traditionnels. Le recours à l’animal de laboratoire reste cependant nécessaire car il n’existe aujourd’hui aucun modèle in vitro mimant la complexité des interactions (notamment via le système immunitaire) d’un organisme entier et les effets possibles d’un candidat médicament sur celui-ci. De plus, il est nécessaire de pouvoir identifier ou valider des biomarqueurs présents dans les fluides biologiques et/ou certains tissus (accessibles sur animal entier) et de transférer les connaissances scientifiques acquises au cours de ces études aux études cliniques.

Réduction

Le nombre d'animaux par groupe et le nombre de groupes sont définis sur des bases scientifiques (bibliographie et données historiques, lignes directrices internationales et internes) et/ou avec l’apport des biostatistiques afin d'avoir un effectif minimum mais statistiquement exploitable pour pouvoir interpréter les différents effets. Lorsque les objectifs d’étude le permettent et en accord avec le vétérinaire, certains animaux peuvent être réutilisés, ce qui participe à diminuer le nombre total d’animaux utilisés. De plus, le but ultime du consortium européen dans lequel ce projet s’inscrit est d’apporter une alternative pertinente à l’utilisation de primates non-humains en diminuant le recours à l’utilisation de ces animaux pour l’évaluation préclinique des candidats médicaments.

Raffinement

La contrainte des prélèvements et administrations sous contention est minimisée par la mise en place d’habituations et d’entrainement avec distribution systématique de récompenses alimentaires (par exemple, pour certains prélèvements sanguins, mis en hamac après training avec renforcement positif, ou habituation à la position assise pour un entrainement à l’administration par voie orale ou aux prélèvement sanguins). L’état clinique des animaux est surveillé au moins quotidiennement, des pesées ou autres mesures (températures, examens sanguins, etc.) sont réalisées régulièrement afin d’anticiper au maximum l’apparition de toute douleur et de mettre en place des mesures spécifiques (changement de dose, arrêt anticipé de l’étude, mise en place de soins de support ou analgésie) par le responsable d’étude en concertation avec le vétérinaire en application des points limites stricts et spécifiques de la procédure. De plus, des examens non invasifs complémentaires (capteurs intégrés à des gilets, vidéo-surveillance) permettront un meilleur suivi clinique des animaux tout au long des études. En outre, des prélèvements de sang ou de tissus seront effectués pour développer des nouveaux marqueurs sanguins et mettre en place une banque de tissus en collaboration avec les partenaires du consortium européen.

Choix des espèces

Les porcs sont utilisés pour la recherche biomédicale et dans des études visant à évaluer l’efficacité, la pharmacocinétique, le métabolisme et la toxicité des médicaments. D’un point de vue anatomique et/ou physiologique, les systèmes cardiovasculaires, urinaires, tégumentaires et digestifs des porcs ont, en particulier, été considérés comme utiles dans la modélisation chez l’Homme. La taille et le poids important des porcs domestiques (charcutiers) ont été considérés inadaptés à la Recherche. En conséquence, des souches plus petites ont été développées grâce à un processus de sélection (miniporcs), et sont utilisées comme animal de laboratoire car elles sont plus faciles à manipuler et nécessitent également moins de substances actives/formulation. Pour renforcer davantage la pertinence des modèles porcins à des fins scientifiques, plusieurs souches ont été récemment développées : le miniporc humanisé pour IgG1 et IgG4 permettant de limiter les réactions immunogéniques non transposables à l’Homme et le microporc transgénique déficient pour le gène du récepteur à l’hormone de croissance permettant une réduction supplémentaire de la taille des miniporcs. Les animaux utilisés sont des animaux sevrés, juvéniles ou adultes afin d’évaluer de manière satisfaisante les profils PK, PD, et toxicologiques de molécules pharmaceutiques.

Neuf séances d'imagerie sous anesthésie générale, la tête maintenue dans un cadre par les oreilles, précédées chacune d'une mise à jeun la veille, et trois ponctions de liquide céphalorachidien. 15 macaques à longue queue vont subir cela dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, après qu'un syndrome parkinsonien leur a été provoqué par une vingtaine d'injections hebdomadaires d'un neurotoxique. Le RNT qualifie l'imagerie de "non-invasive et indolore" et limite la durée sous anesthésie à deux heures, quand la description des procédures annonce trois heures au maximum. Tous les macaques seront tués à la fin de l'étude pour comparer les mesures non invasives à des dosages dans les tissus, le porteur présentant le don de leurs tissus comme une façon de "valoriser l'animal".

Objectifs

La créatine (Cr) est une molécule qui, dans le cerveau, permet aux cellules de se constituer une réserve d'énergie. Elle circule dans le sang et rentre dans le cerveau via le transporteur de la créatine (CRTR). Le déficit de ce transporteur est responsable d’une maladie neurologique rare : en entrainant une absence de Cr et donc un déficit énergétique au niveau cérébral, il conduit à des retards mentaux sévères, un syndrome autistique et des crises d’épilepsie chez les enfants. A ce jour, aucun traitement n’est disponible. La supplémentation en Cr a été évaluée mais le traitement ne peut pas entrer dans le cerveau . On a développé une Cr modifiée (appelée « molécule test »)) pour le traitement des maladies neurologiques avec un déficit énergétique. Evaluée sur un modèle murin de la maladie liée au déficit de CRTR,, « molécule test » sous forme de microémulsion a permis l’amélioration des fonctions cognitives ainsi qu’une restauration des niveaux de Cr dans le cerveau. Afin d’envisagerun essai clinique de phase 1, il est important de mettre en place au préalable des outils non invasifs de suivi et de poursuivre ces expériences dans des modèles d’étude précliniques plus pertinents. De plus, dans la perspective de généraliser ce traitement à d’autres maladies neurologiques qui présentent des déficits énergétiques, des essais sur des modèles murins de la maladie de Parkinson montrent un effet thérapeutique significatif après un mois d’administration intra-nasale. En effet, la Cr est non seulement une importante source d'énergie pour les cellules, mais possède également des propriétés anti-oxydantes directes. Elle empêche la mort cellulaire en aidant au maintien de l'intégrité des mitochondries, les organites de respiration des cellules. Les déficits de fonctionnement des mitochondries et la génération d’espèces oxydatives sont des causes connues de mort cellulaire dans la maladie de Parkinson. En nous appuyant sur ces premiers résultats, et sur des données déjà acquises chez le modèle primate sain, l’objectif de notre étude est d’évaluer sur un modèle primate de la maladie de Parkinson l’efficacité thérapeutique de la « molécule test »contre cette maladie et de valider les biomarqueurs pertinents qui permettraient de suivre l’efficacité de ce traitement avec des outils non invasifs tels que l’imagerie cérébrale .

Bénéfices attendus

Il existe un besoin de traitement efficace contre les dysfonctionnements mitochondriaux bien établis dans la maladie de Parkinson. Aujourd’hui, aucun traitement n’est disponible, en particulier à cause de la difficulté de pénétrer dans le cerveau en passant la barrière hématoencéphalique. La « molécule test », capable de rentrer dans le cerveau, pourrait relever ce défi. ralentissant ou arrêtant les dysfonctionnements mitochondriaux des neurones afin d’éviter leur mort et ainsi d'entraver la progression de la maladie de Parkinson. Notre approche originale de l’administration de la « molécule test » grâce à un spray intra-nasale vise ainsi à améliorer les symptômes moteurs et la cognition des patients atteints de la maladie avec une approche peu invasive. Au-delà de fournir un nouveau traitement, le développement et la validation des techniques d’imagerie non invasive proposées aura des applications directes en clinique. Ceci permettra de mesurer directement in vivo le taux de la créatine présente, un biomarqueur essentiel dans le suivi des patients qui subiront ce type de traitement.

Procédures

Tous les primates subiront 9 examens d’imagerie non invasive sous anesthésie générale de 3h max. Trois prélèvements de sang et liquide céphalorachidien (LCR) seront faits sur tous les animaux sous anesthésie générale (30min). La maladie de Parkinson sera induite chez tous les animaux par injection intramusculaire chronique hebdomadaire d’une molécule chimique, utilisée depuis 40 ans en milieu scientifique. Le nombre d’injections est animal dépendante et variable mais inférieur à 20 et la durée du geste est de 2 minutes. L’évolution de la maladie chez les animaux sera évaluée à l’aide d’une échelle clinique (observation simple) basée sur la motricité pour ajuster le régime d’injections et atteindre des symptômes parkinsoniens modérés. Les primates seront également filmés une fois par semaine pendant 3 mois au maximum et les vidéos de 30 minutes seront analysés pour quantifier la distance totale parcourue et la vitesse de déplacement.. Une fois le modèle stable, le traitement avec la « molécule test » ou son solvant comme contrôle lui sera administré par spray intranasale une fois par jour, 5 jours par semaine pendant 3 mois.

Impact sur les animaux

La procédure d’imagerie est non-invasive et indolore. Cependant, le caractère répétitif de l’anesthésie et la mise à jeun la veille de chaque séance d’imagerie sont pris en compte à l’égard des point limites. La durée des examens sous anesthésie est limitée à 2h pour minimiser tout inconfort et le risque d’hypothermie est contrôlé par le soutien thermique (couverture chauffante et plaids). L’irritation locale au niveau des oreilles, pour maintenir la tête dans un cadre, est possible. Le temps d’acclimatation et le respect de temps de pause entre séances d’imagerie devraient minimiser les nuisances pour les animaux. La pesée hebdomadaire permettra de dépister toute altération causée par les mises à jeun répétées et de compenser avec un supplément de nourriture avant d’arriver aux points limites si besoin. L’induction du modèle parkinsonien demande des injections intramusculaires qui, selon l’expérience de notre laboratoire, ne sont pas irritantes localement. Une alternance droite-gauche sera quand même mise en place pour réduire l’inconfort. L’induction du syndrome parkinsonien peut donner lieu à un manque d’appétit et de soif transitoire et une prise en charge pour le soutien alimentaire des animaux au quotidien (plusieurs fois par jour) sera faite . L’administration intranasale du produit est rapide et indolore mais demande une contention qui pourrait être stressante pour les animaux. Une accoutumance à la contention et à l’interaction avec les intervenant formés à réaliser ce geste sera effectuée au préalable. Le produit et la voie intranasale ont déjà été testés chez le primate sain et n’ont pas donné lieu à des irritations des muqueuses nasales, mais la dilution du produit et sa fréquence d’administration seront adaptés si besoin. Si nécessaire, les administrations intra-nasales se feront sur l’animal sédaté très légèrement en vue de la proximité de la bouche et du risque pour le manipulateur. L’hébergement individuel lors des mises à jeun ou des intoxications pourrait être une source de stress pour les animaux qui sera réduit au maximum, avec des mises en groupe temporaires et hors repas.

Devenir

A la fin de l’étude, les modèles animaux seront euthanasiés pour valider la sensibilité et la robustesse des mesures non-invasive du métabolisme neuronal versus une mesure invasive dans les tissus, impossibles à pratiquer chez le patient. A l'issue de cette dernière, un don de tissus sera effectué dans une optique de réduction du nombre d'animaux utilisés à des fins scientifiques afin de valoriser l'animal.

Remplacement

Le remplacement de l’animal n’est pas envisageable pour atteindre les objectifs fixés dans ce projet. En effet, aucun milieu de culture ou système synthétique ne permet aujourd’hui d’évaluer l’’utilisation de la voie nasale pour cibler directement le cerveau (voie « nose-to-brain ») via les nerfs olfactifs et trijumeaux. Seul un modèle animal permet de tenir compte des interactions structurelles et fonctionnelles de ces nerfs et cellules, et ainsi de valider une voie d’administration du traitement originale et peu contraignante pour les patients ainsi qu’un biomarqueur d’imagerie in vivo. Les animaux étudiés dans le cadre de ce projet proviendront d’élevages reconnus.

Réduction

Un total de 15 primates est prévu dans ce projet pour tester l’efficacité de la « molécule test » contre les dysfonctionnements métaboliques connus dans un modèle primate de la maladie de Parkinson. Les groupes expérimentaux permettront de comparer 4 animaux modérément parkinsoniens traités avec cette molécule thérapeutique, ou avec son solvant (n=4) et un groupe contrôle (n=4). Le nombre d’animaux par groupe a été déterminé par retour d’expérience de plusieurs projets portant sur ce même modèle animal qui ont démontré une efficacité thérapeutique robuste et donné lieu à des essais cliniques en utilisant les mêmes outils d’imagerie et étude comportementale. Le suivi longitudinal/répété chez le même individu par des méthodes d’évaluation non-invasives, comme le comportement et l’imagerie, permet de réduire le nombre d’animaux nécessaires pour observer des différences significatives dans le temps entre les groupes.

Raffinement

Afin de minimiser le stress et l’angoisse les animaux l arriveront au moins un mois avant le début de l’étude. Le protocole d’anesthésie pour la réalisation d’examens d’imagerie comporte des analgésiques pour minimiser les sensations désagréables lors de l’intubation et l’emplacement dans le cadre d’imagerie. En lien avec ces procédures d’imagerie, certains point limites ont été définis en lien avec une potentielle réaction à l’anesthésie de certains individus très rarement observée dans notre laboratoire. Les paramètres physiologiques (rythme cardiaque, pression artérielle, fréquence respiratoire) sont utilisés pour adapter la profondeur d’anesthésie et comme témoins de la gestion de l’analgésie. Le maintien de la température corporelle est assuré par une couverture chauffante avec rétrocontrôle (sonde rectale). Les primates non-humains seront hébergés en groupes sociaux dans des cages équipées spécifiques de l’espèce. La durée de l’hébergement individuel sera limitée aux mises à jeun pour les séances d’imagerie et l’induction du syndrome parkinsonien, tout en gardant un contact visuel, sonore et olfactif avec les autres primates hébergés dans la même pièce. Des enrichissements adaptés seront mis en place : structurels (balançoire, miroir); alimentaires (fruits, graines dans le fourrage); manipulables (jouets); auditifs (musique). En effet, en préparation à toute manipulation pour le nursing lors de l’induction du parkinsonisme et des administration intra-nasales, un contact quotidien positif sera établi à travers la distribution de friandises à la main et entrainement à boire à la seringue. Les injections intramusculaires pour l’induction du modèle de Parkinson sont réalisées à l’aide de seringues de type « insuline » avec une aiguille très fine pour réduire l’inconfort locale liée à des injections répétées et en alternant les sites d’injection (droite-gauche). Le nombre totale d’injections pour générer un modèle modéré de la maladie de Parkinson ne devrait pas dépasser 30 piqûres sur 7-10 jours consécutifs, puis une injection hebdomadaire. Une échelle d’observation des symptômes sera utilisée au quotidien pendant la période d’induction du modèle pour ajuster le rythme des injections. Les administrations intra-nasales sont rapides et indolores mais une accoutumance à ce mode d’administration du produit sera également mise en place après acclimatation et avant l’initiation de l’étude.

Choix des espèces

Les primates non humains possèdent une architecture cérébrale semblable à celle de l’humain, avec notamment un cortex plissé présentant de nombreux sillons cérébraux et circonvolutions. De plus, leur métabolisme est plus proche du métabolisme humain que ne l’est le métabolisme du rongeur. La maladie de Parkinson et les déficits métaboliques qui entrainent une mort neuronale se produisent chez le patient adulte et les animaux recrutés pour l’étude seront également au stade adulte. Sans compter que la maturation du cerveau peut avoir un impact sur la quantité totale de créatine ainsi que la génération du modèle parkinsonien chez le macaque juvénile est difficile en vue de sa plasticité. Adulte (développement du cerveau achevé) entre 4 et 9 ans. La maturation du cerveau peut avoir un impact sur la quantité totale de créatine et la génération du modèle parkinsonien chez le macaque juvénile est difficile en vue de la plasticité extrême du système nerveux central.

Nourries à un régime riche en graisses pendant toute l'expérimentation pour développer une fibrose du foie, 110 souris reçoivent deux injections par semaine pendant huit semaines, puis un second médicament au même rythme. Elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour que leur foie soit prélevé. Dans la rubrique des effets néfastes attendus, le porteur mentionne une diarrhée rare, du stress à la manipulation et une légère douleur aux points d'injection, puis termine en écrivant que les traitements "vont également améliorer l'état de santé des souris". Le bénéfice annoncé pour les patients reste à venir, le médicament de référence ne réduisant la fibrose que chez 21 % d'entre eux d'après le porteur lui-même.

Objectifs

L'objectif du projet est d'étudier l'efficacité d’une combinaison associant un potentiel traitement pour la fibrose du foie dans la Maladie Hépatique Associée au Syndrome Métabolique (MASH) et un anticorps pour une meilleure prise en charge de la MASH. Cette dernière, également connue sous le nom de maladie du foie gras, est la conséquence d’une alimentation trop riche en sucre et en graisse. Ce type d’alimentation va entrainer le stockage et l’accumulation de graisses dans le foie, ce qui va conduire à une inflammation locale au sein de l’organe. Cette inflammation chronique va entraîner avec le temps le développement d’une fibrose dans 20% des cas. Au stade précoce, la MASH est souvent asymptomatique et est généralement diagnostiquée lorsque la fibrose hépatique se développe, pouvant évoluer vers une cirrhose ou un cancer du foie dans les cas les plus graves. Un potentiel médicament a obtenu des résultats positifs dans un essai clinique de phase II pour le traitement de la fibrose dans la MASH. Cependant, il permet de retarder l’échéance en réduisant la fibrose chez seulement 21% des patients. Il y a donc un besoin urgent d’optimiser ce traitement. Depuis une dizaine d’années nous avons développé un anticorps reconnaissant spécifiquement une protéine localisée sur la membrane des cellules et connue pour participer au développement de différents cancers, notamment celui du foie. Nous avons montré que notre anticorps conduisait à une inhibition partielle de la croissance du cancer du foie et du processus de fibrose hépatique. Cela suggère qu’une combinaison entre notre anticorps et ce traitement prometteur pourrait améliorer l’efficacité du traitement des fibroses hépatiques. L’objectif de notre projet est d’évaluer l’efficacité de la combinaison entre un traitement prometteur et notre anticorps sur la progression de la fibrose hépatique dans la MASH.

Bénéfices attendus

Notre projet vise à étudier l’efficacité d’une combinaison thérapeutique associant, un traitement prometteur pour le traitement de la fibrose hépatique dans la MASH et un anticorps. Les résultats de ce projet permettront d’évaluer l’efficacité de cette combinaison afin d’envisager l’utilisation de cet anticorps en combinaison avec un potentiel traitement qui sera utilisé pour MASH. Cela permettra une meilleure optimisation thérapeutique chez les patients atteints de MASH et de fibrose hépatique et contribuera à améliorer la prise en charge des patients à l’avenir.

Procédures

Afin d’induire une fibrose hépatique les animaux suivront un régime riche en graisses tout au long de l’expérimentation. Les animaux recevront un traitement par un anticorps 2 fois par semaine pendant 8 semaines par injection. Cette injection est réalisée sur animaux vigiles et prend moins d’une minute à être réalisée. Les animaux recevront également un 2ème médicament par injection 2 fois par semaines pendant 8 semaines. Les traitements sont réalisés sur animaux vigiles et prend moins d’une minute à être réalisé. Un prélèvement de sang sera réalisé avant et pendant le traitement afin d’évaluer l’évolution de la fibrose hépatique. Avant d’effectuer ces prélèvements de sang, les souris recevront un anesthésiant local puis ces dernières auront une anesthésie générale. Cette procédure est réalisée en 1 minute environ. Les animaux subiront également un prélèvement de sang terminal. Cette procédure est réalisée sur animaux anesthésiés et est réalisé en environ 1 minute.

Impact sur les animaux

Le médicament étudié peut de rare fois entrainer une diarrhée. Un stress lors de la manipulation des souris pour réaliser les traitements risque également d’être observé. Une légère inflammation ainsi qu’une légère douleur de courte durée suite aux injections risque d’être observées. L’injection des traitements vont également améliorer l’état de santé des souris en diminuant la pathologie (fibrose hépatique par exemple).

Devenir

Tous les animaux de ce projet seront mis à mort afin de collecter les tissues (foies) qui seront utilisées pour des analyses ultérieures. Cela permettra d’étudier en détail l’effet de notre traitement sur la souris et de mieux comprendre le mécanisme d’action qui améliore la pathologie.

Remplacement

Afin de remplacer les études in vivo, nous avons procédé à des études in vitro sur lignées cellulaires et ex vivo sur des tissus de patients afin de démontrer la validité de l’approche. Celle-ci nécessite maintenant une validation dans un modèle physiologique complet sur animal entier avant transposition clinique chez l’humain.

Réduction

Les tailles d’effectifs ont été déterminées grâce à de précédentes études afin d’obtenir des résultats statistiquement fiables et robustes. Les données obtenues grâce aux animaux de ce projet seront analysées avec des tests statistiques classiques.

Raffinement

Afin de raffiner au mieux notre méthodologie, le protocole expérimental est planifié en amont, l’environnement des animaux est enrichi avec des tubes de coton pour la nidification, des briques de tremble à ronger, un tunnel pour se cacher, et des points limites précoces ont été établis afin d’interrompre si nécessaire les procédures permettant de soustraire les animaux à toute douleur ou souffrance. Des méthodes anesthésiques, analgésiques et de confort seront appliquées lors des procédures le nécessitant. Les animaux sont observés quotidiennement. Avant les procédures le nécessitant, au cours de la période d’acclimatations de 14 jours, les souris seront laissées 7 jours sans manipulation puis habituées à la contention afin de diminuer le stress lié aux injections. Des points limites spécifique au projet ont également été établis faisant référence aux injections : apparition d’une induration au niveau des sites d’injection du traitement.

Choix des espèces

Les souris sont de petits mammifères très proches de l’homme. Le modèle proposé dans cette étude a contribué dans le passé à établir le potentiel curatif des approches thérapeutiques actuellement prescrites chez l’homme. Les animaux seront utilisés à un âge adulte de 8 semaines minimum. Ce choix se rapproche de l’âge chez l’humain lors du développement de fibrose hépatique (âge adulte).

Rasées sur le dos puis exposées à un allergène, par patch répété six fois ou par solution appliquée cinq jours d'affilée sur trois cycles, 1 320 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélèvement d'organes. Le porteur décrit une peau qui desquame, rougit, s'épaissit et sèche, des souris qui se grattent, se lèchent et peinent à se toiletter, avec une perte de poids de 5 à 10 % la première semaine. 180 d'entre elles reçoivent en plus un traitement par gavage, et 150 une injection dans le péritoine. Il écrit néanmoins que les applications cutanées "n'engendreront pas de nuisances particulières" puisque les animaux sont anesthésiés au moment de la pose.

Objectifs

Augmenter le portefeuille des approches thérapeutiques est crucial pour répondre aux besoins cliniques et proposer des traitements personnalisés aux patients allergiques tels que les patients atteints de dermatite atopique. La dermatite atopique est l’affection cutanée inflammatoire chronique la plus courante avec une prévalence en forte croissance. Elle se caractérise par un prurit, de l’inflammation et un eczéma et une hypersensibilité à des substances environnementales inoffensives. L'étiologie de la dermatite atopique n’est pas complètement comprise, mais de nombreux facteurs (génétiques, environnementaux, immunitaires ou structurels) contribuent au développement des lésions cutanées. La dermatite atopique est caractérisée par l'infiltration de cellules immunitaires, notamment des lymphocytes T qui par leur présence contribuent à la rupture de la barrière épidermique et à l'épaississement de la peau. Il est donc important de comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires mis en jeu qui induisent le recrutement de ces lymphocytes T au niveau de la peau pour proposer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les patients. Pour ce faire, nous utilisons des modèles expérimentaux de dermatite atopique chez la souris qui miment des situations physiopathologiques des patients.

Bénéfices attendus

Ce projet propose de mieux comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires impliqués dans le développement de la maladie de dermatite atopique, notamment liés aux lymphocytes T. La dermatite atopique est traitée par des médicaments anti-inflammatoires topiques et systémiques sans réel effet curatif sur la maladie de type modérée à sévère. Il apparait donc essentiel de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques et de nouveaux médicaments plus spécifiques et plus efficaces. Ainsi, ce projet permettra d’identifier et de caractériser de nouvelles pistes utilisables pour développer de nouvelles approches thérapeutiques. L’enjeu socio-économique des pathologies allergiques et notamment la dermatite atopique nécessite le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour ce type de pathologies. Nous anticipons que la réalisation de ce projet pourrait donc avoir des répercussions en santé humaine sur le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les patients atteints de dermatite atopique.

Procédures

Pour les souris où la dermatite atopique est induite sur le dos des souris (1080 souris), les animaux seront rasés et l’application de patch (pour 660 souris sur les 1080) ou une solution (pour 420 souris sur les 1080) contenant l’allergène inducteur de la dermatite sera déposé sous anesthésie générale volatile (durée intervention : 5min/animal). L’application de patch sera répétée 6 fois au total (pour 450 sur 660 souris recevant des patchs). Pour les 420 souris recevant une solution d’allergène sur le dos et les 420 souris recevant une solution d’allergène sur les oreilles, il y aura au total 3 cycles de 5 jours consécutifs d’application sous anesthésie volatile (durée intervention : 5min/animal). Pour les modèles de dermatite atopique induite après transfert adoptif de cellules (150 souris), il y aura une seule injection au niveau du péritoine (durée intervention :

Impact sur les animaux

Les protocoles de développements d’inflammations cutanées de dermatite atopique pourraient conduire à une perte de poids de 5 à 10% transitoires des animaux sur la première semaine ainsi qu’une baisse légère d’activité des animaux. Le développement de l’inflammation cutanée attendue au cours du protocole seront responsables de desquamation, de rougeurs, de sécheresse et d’épaississement de la peau. Les souris peuvent également présenter des phénomènes de grattements/léchages sur les zones traitées et être gênées pour leur toilettage. Les applications cutanées n’engendreront pas de nuisances particulières car les animaux seront anesthésiés et surveillés jusqu’à leur réveil.

Devenir

Tous les animaux intégrés dans les procédures expérimentales seront euthanasiés en fin d'étude afin de prélever les organes nécessaires aux analyses.

Remplacement

L'étude des mécanismes physiologiques reliés à l'immunité nécessite des modèles in vivo capables d’intégrer différents processus cellulaires telles que l’activation des cellules immunitaires suite à des stimulation de l’environnement, la migration cellulaire et l'infiltration dans différents tissus, notamment la peau. Il n'existe pas actuellement de méthodes alternatives à cette étude in vivo pour l'obtention de résultats scientifiques exploitables, pertinents pour la pathologie humaine. Le remplacement par substitution n’est actuellement pas envisageable, aucun modèle cellulaire in vitro ne permet de mener les études proposées, puisque ces mécanismes impliquent des micro- et macro-environnements cellulaires, incluant de nombreux types cellulaires ainsi que le système vasculaire de la peau. Cependant, ce projet est basé sur une étude de preuve de concept réalisée in vitro qui justifie cette étude in vivo. D’autre part, ce projet utilise des modèles d’invalidation de gène chez la souris. C’est pourquoi ce projet de recherche ne peut se faire qu’en utilisant la souris comme modèle d’étude afin de comprendre les mécanismes d’activation des cellules immunitaires en condition d’inflammation cutanée. Les résultats de ces travaux devraient contribuer à optimiser les traitements chez les patients.

Réduction

Dans les différentes expérimentations et pour réduire la variabilité expérimentale, la détermination sexuelle étant importante, les souris des 2 sexes seront utilisés, mais indépendamment. Nous privilégierons des lots de souris issues de mêmes portées avec le fond génétique le plus proche possible en vu de diminuer également la variabilité expérimentale. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux. D’autre part, nous optimiserons l’utilisation de chaque animal et maximiserons le nombre de données à partir d’un seul animal. Nous mettrons également en banque des données utilisables a posteriori par d’autres utilisateurs notamment des blocs de tissus, des analyses de large base de données. Les niveaux de significativités permettant la comparaison entre les échantillons seront déterminés par un modèle statistique. Nous utiliserons pour chaque procédure le nombre minimal d’individus permettant la réalisation de ce test statistique, tout en assurant la fiabilité des résultats (reproductibilité et significativité). Nous mettons en place une stratégie longitudinale de mesures répétées de l’épaississement de l’oreille permettant d’appliquer un modèle statistique au cours du temps plus puissant.

Raffinement

Les points limites ont été anticipés mais toute souris ayant atteint un point limite sera euthanasiée. Tout traitement anti-inflammatoire n’est pas compatible avec les études menées (perturbation de la réponse immunitaire et inflammatoire) cependant un traitement visant à réduire ou supprimer la douleur (par exemple, par traitement avec des analgésiques) sera proposé. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités d'amélioration des procédures. Le design expérimental a été établi en vue de limiter au maximum toute gêne ou souffrance de l’animal, comme le nombre d’application cutanée. D’autre part, les conditions d’hébergement permettent l’utilisation de méthodes d’enrichissement adaptées et les animaux seront suivis visuellement quotidiennement en particulier au niveau des zones cutanées traitées et des oreilles.

Choix des espèces

La souris (Mus musculus) est un modèle adapté à la complexité de la physiologie humaine, elle a de grandes similitudes génétiques avec l’homme en particulier concernant le système immunitaire et la peau. La souris offre la possibilité de développer de nombreux modèles mimant de multiples pathologies humaines comme la dermatite atopique. Par ailleurs, cette espèce présente certains intérêts pratiques décisifs justifiant l'utilisation des souris comme modèles dans ce type de projet : faibles coûts, cycles de reproduction courts, croissance rapide, facilité de transport, facilité de manipulation et une bonne adaptabilité aux conditions expérimentales. La souris est aussi le modèle de choix pour réaliser l’invalidation de gènes spécifiques afin d’en étudier la fonction. Il est également important de souligner que nous disposons chez la souris d'outils précieux comme les anticorps qui sont indispensables pour disséquer les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués. Enfin, il est important de mentionner que les modèles expérimentaux proposés miment des situations physiologiques et pathologiques de l’Homme. L’ensemble de ces critères font que la souris est le modèle le mieux adapté à notre activité d’expérimentation animale. Des souris de 8 à 12 semaines seront utilisées pour réaliser les différents traitements proposés dans ces procédures expérimentales correspondant au stade optimal de développement pour étudier les réponses immunitaires en particulier dans la dermatite atopique à l’âge adulte.

Une partie des souris utilisées est de lignée Nude, immunodéficiente, un phénotype que le porteur qualifie lui-même de dommageable. 2 240 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une greffe de cellules tumorales dans le flanc ou dans la graisse du cou, une perfusion de glucose radiomarqué de trois à six heures par pompe implantée sous la peau, trois prélèvements sanguins, puis deux séances d'IRM séparées par trente minutes de trajet en voiture, les tumeurs greffées pouvant comprimer la colonne vertébrale jusqu'à la paraplégie. Toutes sont tuées pour récupérer la tumeur, le porteur indiquant qu'il ne serait pas possible de les maintenir en vie dans de bonnes conditions une fois celle-ci retirée.

Objectifs

Les cancers de la glande surrénale sont des cancers rares qui ont la particularité d’être fréquemment héréditaires. Les patients sont porteurs d’anomalies génétiques qui leur procurent un risque très important de développer une ou plusieurs de ces tumeurs au cours de leur vie. Dans certains cas, ces anomalies génétiques sont par ailleurs la cause de forme plus agressives de la maladie avec le développement de métastases dans les os ou le foie notamment. A l’heure actuelle, les traitements sont peu efficaces pour traiter ces patients et le diagnostic précoce de la présence d’une tumeur, permettant de la retirer par chirurgie reste le traitement le plus efficace. Dans le cas des formes héréditaires, l’identification d’une anomalie génétique permet de proposer un test génétique au membre de la famille pour identifier les individus porteurs de l’anomalie et leur proposer un suivi préventif. Des travaux antérieurs ont montré que l’une des conséquences de ces anomalies génétiques étaient une modification de la façon dont les cellules cancéreuses transforment les sucres, en particulier le glucose. Ces modifications du métabolisme peuvent être utilisées à la fois comme outils diagnostiques (les modifications étant différentes en fonctions du type d’anomalie génétique) et thérapeutique (le ciblage de ces modifications pourrait empêcher les cellules cancéreuses de se nourrir et donc de proliférer). L’objectif de ce projet est d’utiliser des modèles souris chez qui nous grefferons sous la peau des cellules tumorales ayant différentes anomalies génétiques retrouvées chez les patients. Dans ces modèles, nous étudierons comment les cellules cancéreuses utilisent le glucose pour proliférer. Nous développerons également des techniques d’imagerie par IRM qui permettront d’identifier les anomalies du métabolisme du glucose, en lien avec chaque type d’anomalie génétique. Ces travaux devraient permettre à fois d’identifier des voies qui pourraient être la cible de thérapie anti-cancéreuses spécifiques des anomalies génétiques (et donc potentiellement responsables de moins d’effets secondaires des traitements), et de développer des outils facilement utilisables en radiologie pour détecter les patients porteurs de ces anomalies génétiques. Ce projet se déroulera dans 3 établissements utilisateurs ou "EU. La mise en place des modèles de souris est réalisée dans l'EU1 et l'imagerie sera effectuée sur deux appareils d’IRM différents situés sur 2 sites distincts (EU2 et EU3).

Bénéfices attendus

En aidant à la compréhension des différents mécanismes de malignité des tumeurs en fonction de leurs mutations ainsi qu’à la compréhension de leur métabolisme complexe dans un contexte in vivo, le laboratoire pourra proposer de nouvelles cibles thérapeutiques ciblant des métabolites uniquement dans les cellules tumorales de la surrénale. Cette étude pourrait également permettre de développer une méthode innovante de diagnostic précoce ou de réponse thérapeutique pour les tumeurs pouvant, in fine, être transférée chez les patients.

Procédures

Les animaux subiront une chirurgie pour avoir une greffe de cellules tumorales dans le flanc ou dans le coussin graisseux sous anesthésie et analgésie (moins de 10 minutes). Une partie des animaux subira une perfusion intraveineuse de glucose radiomarqué durant 3h, avec 3 prélèvements de sang de 50 µL (30 secondes par prélèvement), sous anesthésie gazeuse et analgésie. Une autre partie des animaux subira une perfusion de glucose radiomarqué durant 6h par pompe osmotique, avec 3 prélèvements de sang de 50 µL (30 secondes par prélèvement), sous anesthésie gazeuse et analgésie. Une troisième partie des animaux subira sous anesthésie gazeuse une première séance d’imagerie IRM de 30 minutes sur le site 2, puis après transport en voiture de 30 minutes, une seconde séance d’imagerie IRM de 30 minutes sur le site 3.

Impact sur les animaux

Les animaux subiront un léger stress lors de la contention, de l’anesthésie et lors du transport vers les différents sites d'expérimentation. L’injection de cellules tumorales peut provoquer de l’inflammation au niveau de la zone d’injection pouvant induire une irritation. L'implantation d’une pompe osmotique sous cutanée ainsi que le développement d’une tumeur dans le coussinet graisseux peuvent causer une légère douleur et potentiellement une réduction temporaire de la mobilité de la souris. Les tumeurs greffées sous le coussinet graisseux des souris peuvent potentiellement se développer en profondeur et adopter un comportement métastatique en fusionnant avec les muscles dorsaux résultant en une compression de la colonne vertébrale. Les animaux peuvent rarement montrer rapidement des signes de difficultés motrices dans les postérieurs, se développant en paraplégie.

Devenir

Les animaux seront élevés pour être utilisés lors d’expérience où ils développeront des tumeurs, suite à une injection de cellules ou une greffe d’un fragment de tumeur dans le flanc ou dans la graisse du cou. À la fin de ces expériences les animaux seront euthanasiés pour récupérer la tumeur car il ne serait pas possible de maintenir les animaux en vie tout en respectant leur bien être après avoir retiré la tumeur.

Remplacement

Les analyses in vitro ne sont pas suffisantes pour l’étude des mécanismes de cancérogenèse, notamment la caractérisation des évènements menant au processus métastatique, qui intègre le microenvironnement tumoral, la néovascularisation, et les régulations endocrines. Il est donc très difficile voire impossible de reproduire fidèlement l'ensemble de ces interactions in vitro, dans des modèles de cellules isolées. De plus, les cellules humaines de ce cancer ne poussent pas en culture in vitro. Il est donc encore nécessaire d’utiliser un modèle murin afin de s’approcher au plus des tumeurs humaines.

Réduction

Les paramètres expérimentaux ont été définis selon des études déjà publiées (temps de traitement, doses et voies d’administration). Nous avons déterminé un nombre restreint d’animaux au maximum de sorte à pallier le problème de variation observable in vivo mais également dû à la différence de taille des tumeurs qui peut considérablement altérer le métabolisme intra tumoral, soit 2240 animaux au total sur 5 ans. Pour chacune des expériences nous avons maximisé les prélèvements et analyses biologiques. Afin de réduire le nombre total d'animaux nécessaires pour atteindre une significativité statistique, nous avons utilisé un logiciel pour calculer le nombre d’animaux suffisant pour obtenir des résultats significatifs d’un point de vue statistique. Des analyses statistiques seront effectuées sur chacune des expériences.

Raffinement

Pour réduire le stress au quotidien, le milieu est enrichi par des cotons compactés, des maisonnettes et morceaux de bois si nécessaire. Les animaux sont hébergés à un maximum de 5 par cage et s'il y a nécessité d'un hébergement individuel dû à une blessure ou une bagarre, il sera placé en cage double séparé d’un congénère par une cloison transparente trouée. Les animaux Nude présentent un phénotype considéré comme dommageable à cause de leur statut immuno-déficient. Ils seront hébergés en zone d’expérimentation dédiée aux animaux immunodéprimés, sur portoirs ventilés et toute manipulation sera faite sous un poste de sécurité microbiologique afin de réduire l'impact de leur phénotype et qu'il ne s’exprime en développant une quelconque maladie. La procédure chirurgicale pour les greffes est pratiquée après administration en sous-cutané d’un analgésique 30 minutes avant la chirurgie. Les animaux sont ensuite endormis et maintenu par anesthésie gazeuse sur un tapis chauffant puis surveillés jusqu’à leur réveil. L’état des animaux est observé, au minimum, deux fois par semaine afin de monitorer leur bien-être et d’observer l’apparition des tumeurs. Les souris sont pesées toutes les semaines pour détecter toute variation de poids anormal, ou stagnation malgré l’augmentation du volume tumoral. Dès l’apparition de tumeurs, celles-ci seront mesurées avec un pied à coulisse deux fois par semaine. Les animaux ayant reçu une greffe de pompe osmotique seront monitorés toutes les heures jusqu’à la fin de l’expérimentation. Le transport des animaux entre les sites d'expérimentation se fera en voiture dans des cages de transport adaptée avec litière, cotons compactés et gelée alimentaire adaptée au besoin des animaux. Des points limites adaptés ont été défini au préalable afin de réduire au maximum la souffrance des animaux.

Choix des espèces

Le choix des souris permet d’augmenter les chances de prise tumorale à partir des greffes de cellules, nos lignées cellulaires étant également d’origine murine. Par ailleurs le modèle murin nous permet d’avoir accès à des animaux immunodéficients qui constituent un modèle préclinique particulièrement adapté à la réalisation de greffes de cellules et/ou tumeurs humaines ou murines. Nos lignées cellulaires sont issues de différentes souris, rendant préférable l’utilisation d’une souris receveuse immunodéficiente afin de minimiser le risque de rejet de greffes. Les animaux seront âgés de 7 à 8 semaines (jeunes adultes ayant atteint la maturité ; cet âge correspond à l’âge médian de développement de la maladie chez l’Homme). C'est cet âge qui est le plus souvent rapporté dans la littérature pour ce type d'étude, ce qui nous permettra de confronter nos résultats avec ceux d'autres équipes.

Tuées y compris guéries, parce que le porteur juge qu'elles pourraient récidiver après avoir reçu des cellules cancéreuses, 374 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune subit une greffe de cellules de cancer colorectal, des injections d'immunothérapie deux fois par semaine pendant trois semaines, trois séances d'irradiation par protons de vingt minutes sous anesthésie, et des prélèvements sanguins toutes les deux semaines sur animal éveillé. Le suivi de la croissance tumorale dure six mois et impose des transports en voiture entre les deux établissements. Le porteur écrit qu'aucun effet secondaire n'est attendu de la protonthérapie, hormis le stress des anesthésies répétées, tout en décrivant des tumeurs qui peuvent développer des zones de tissu mort en surface.

Objectifs

Le projet se déroulera dans deux établissements utilisateurs (EU1 et EU2). L'objectif de cette étude est de comparer l'efficacité de deux approches thérapeutiques pour traiter le cancer du côlon en utilisant la protonthérapie et l'immunothérapie. La protonthérapie est une technique de radiothérapie qui utilise des protons (particules chargées) pour cibler de manière précise les cellules cancéreuses, réduisant ainsi les dommages aux tissus sains voisins de la tumeur. L'immunothérapie, utilisant des anticorps vise à stimuler le système immunitaire pour qu'il reconnaisse et détruise les cellules cancéreuses. Les deux traitements seront administrés de deux manières : simultanément (protonthérapie et immunothérapie en même temps) ou de manière séquentielle (d'abord la protonthérapie, puis l'immunothérapie). Notre étude s'intéresse à l'impact de cette combinaison sur l'environnement immunitaire autour de la tumeur. L’étude utilisera des souris, qui recevront des greffes de cellules de côlon cancéreuses. Après les traitements, la croissance du cancer sera suivie pendant six mois pour déterminer quelle association de traitements est la plus efficace. Le but est d’optimiser cette association de protonthérapie et d’immunothérapies pour améliorer le traitement du cancer du côlon.

Bénéfices attendus

Nous voulons identifier la meilleure façon de donner ces traitements : soit en les administrant ensemble, soit en les donnant l'un après l'autre. Le but final est de trouver un traitement antitumoral beaucoup plus efficace. Les résultats de cette recherche pourraient ensuite servir à développer un essai clinique sur la meilleure des deux approches, ce qui pourrait grandement aider à créer de nouvelles stratégies de traitement contre le cancer.

Procédures

EU1 : Un groupe d'animaux subira une injection de 1 min sous anesthésie générale, puis un prélèvement sanguin de 1 min toutes les deux semaines sur animal vigil. EU1 : Un groupe d'animaux subira une injection de 1 min sous anesthésie générale, puis un prélèvement sanguin de 1 min toutes les deux semaines sur animal vigil, puis 1 injection d'une minute 2 fois par semaine sur animal vigil pendant 3 semaines. EU2 : Un groupe d'animaux subira un prélèvement sanguin de 1 min, puis 3 séances d’irradiation sous anesthésie générale d'une durée de 20 minutes chacune. EU2 : Un groupe d'animaux subira un prélèvement sanguin de 1 min, puis 1 injection d'une minute sur animal vigil, suivie par 3 séances d’irradiation sous anesthésie générale d'une durée de 20 minutes chacune.

Impact sur les animaux

Lorsque des cellules cancéreuses sont implantées chez la souris, cela peut causer des douleurs, des infections, une perte de poids temporaire et parfois de la déshydratation. Les tumeurs issues de ces cellules peuvent parfois développer des zones de tissu mort en surface, ce qui a été observé dans d'autres études. Les immunothérapies que nous utiliserons ont déjà été testées et n'ont pas causé d'effets secondaires. Cependant, les injections répétées peuvent engendrer un peu de stress pour les animaux et une inflammation ou une infection au point d’injection. Le transport des souris entre les deux établissements peut induire du stress, mais il est indispensable pour les amener sur le site où elles seront irradiées avec des protons. Quant à la protonthérapie, aucun effet secondaire n'est attendu, hormis le stress des anesthésies répétées.

Devenir

Toutes les souris seront mises à mort si les points limites sont atteints ou à la fin du projet, car aucune d’entre elles ne peut être maintenue en vie. En effet, ayant toutes reçu des injections de cellules cancéreuses, elles présentent un risque et pourraient récidiver, même si elles sont guéries.

Remplacement

Pour étudier l'efficacité des traitements combinés avec la protonthérapie, il est important d'utiliser des animaux car ils ont des fonctions physiologiques complètes, comme dans un corps humain. De plus, pour tester l'association avec des immunothérapies, il est nécessaire d'utiliser des animaux dont le système immunitaire fonctionne bien. La recherche montre que l'effet de la protonthérapie dépend du niveau d'oxygène dans les tissus, qui peut varier, ainsi que de l'environnement autour de la tumeur. Nos premières études sur ce modèle nous ont aidés à choisir les bonnes immunothérapies à associer à la protonthérapie. À ce stade, seule une étude sur des animaux peut évaluer l'impact de la combinaison de ces traitements sur la réponse du système immunitaire. Les études sur des cultures cellulaires, qui utilisent des cellules en dehors d'un organisme, ne peuvent pas reproduire la complexité d’un corps entier, surtout lorsqu’il s’agit d’étudier comment fonctionne le système immunitaire.

Réduction

Les études préliminaires ont contribué à sélectionner les immunothérapies les plus adaptées, ce qui a permis de réduire le nombre de groupes. Le nombre d'animaux requis a été défini de manière à garantir un échantillon suffisant pour effectuer une analyse statistique fiable.

Raffinement

Chaque protocole expérimental prend en compte un potentiel impact sur la souffrance animale et différents critères ont été établis pour justifier un arrêt de l'expérience en cours. Les animaux seront hébergés à 5-8 souris par cage, avec de la litière, des frisures de papier kraft, des tubes de coton (nidification), des bâtons et des tunnels. Les procédures expérimentales seront réalisées par des manipulateurs qualifiés. Les animaux seront acclimatés à leur hébergement deux semaines avant de démarrer les procédures. Des anesthésies et des analgésies sont appliquées dès que possible pour éviter tout risque de stress et de souffrance. Pendant les phases où les souris seront anesthésiées, elles seront maintenues au chaud et leurs yeux seront protégés. Au réveil, si nécessaire, une réhydratation sera administrée. Les souris seront pesées régulièrement, leur état de santé général sera soigneusement suivi et la taille des tumeurs sera mesurée trois fois par semaine. Si des signes de détérioration sont détectés, une surveillance renforcée pourra être mise en place (jusqu’à deux fois par jour). Si nécessaire, le responsable du projet ou un vétérinaire interviendra pour ajuster les soins ou, en dernier recours, décider de mettre fin à la souffrance de l’animal. Les injections seront effectuées par du personnel qualifié en utilisant des aiguilles adaptées. Les prélèvements sanguins seront réalisés avec soin pour minimiser les risques d’hématome permettant ainsi une bonne cicatrisation. Lors des transports en voiture, les souris seront placées dans des boîtes de transport équipées de filtres pour éviter toute contamination. Ces boîtes contiendront de la litière, de la nourriture, de l’eau en gel et des éléments pour leur confort afin de réduire leur stress. Si la température extérieure est trop froide, des chaufferettes seront placées sous les boîtes pour maintenir une température agréable.

Choix des espèces

Les souris sont couramment utilisées en laboratoire en raison de leur petite taille, de leur reproduction rapide et de leur faible coût d’élevage comparé à d'autres animaux. Ce choix repose principalement sur leur similitude avec l’homme au niveau de l'anatomie, de la physiologie et de la génétique. L’utilisation de souris adultes est justifiée par le fait qu’à ce stade de leur développement, leurs systèmes biologiques, notamment leur système immunitaire, sont pleinement développés et fonctionnels, permettant ainsi d’étudier de manière réaliste la progression du cancer et la réponse immunitaire aux traitements. Contrairement aux cultures cellulaires, qui offrent une vision restreinte des interactions biologiques, les souris adultes permettent d’observer les mécanismes immunitaires et tumoraux dans un organisme vivant et complexe. Cette approche est essentielle pour mieux comprendre comment le système immunitaire combat les tumeurs et pour tester l'efficacité de thérapies innovantes, telles que les traitements immunitaires, dans un contexte proche de la réalité humaine. De plus, le système immunitaire de la souris est bien documenté et les outils d’analyse disponibles sont parfaitement adaptés à ce modèle animal.