Recherche appliquée

Pour tester des outils de thérapie génique contre la dystrophie myotonique de type 1, 2 600 souris issues de deux lignées modifiées pour présenter des signes de la maladie vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une injection unique d'un vecteur viral sous anesthésie, certaines passent un test d'agrippement et un électrocardiogramme, et une partie est opérée pour mesurer la contraction du muscle sous stimulation électrique du nerf, avant d'être tuée sans réveil pour prélever muscles, diaphragme et cœur. Le porteur affirme que ces phénotypes "ne compromettent pas le bien-être des animaux". Il prévoit pourtant de déposer la nourriture au fond de la cage en cas de "faiblesse musculaire importante".

Objectifs

La dystrophie myotonique de type 1 est une maladie fréquente chez l’adulte qui touche principalement les muscles, mais aussi le cœur et certains aspects du fonctionnement du système nerveux. Elle entraîne une faiblesse musculaire, une diminution de la masse musculaire, des difficultés de relâchement des muscles après contraction, ainsi que des troubles cardiaques pouvant être graves. L’importance des symptômes varie fortement d’une personne à l’autre. Cette variabilité dépend notamment de caractéristiques génétiques propres à la maladie, ce qui rend son évolution difficile à prévoir et à prendre en charge. Au cours du temps, la maladie a tendance à s’aggraver progressivement, ce qui contribue à la détérioration de l’état des patients. À l’heure actuelle, il n’existe pas de traitement permettant de guérir cette maladie. Il est donc nécessaire de mieux comprendre ses mécanismes et de développer de nouvelles approches thérapeutiques. Pour cela, l’utilisation de modèles animaux est indispensable. Certains modèles de souris reproduisent une partie des anomalies observées chez les patients, tandis que des modèles plus récents présentent des atteintes plus proches de la maladie humaine, notamment au niveau des muscles et du cœur. Dans ce contexte, ce projet a pour objectif de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques basées sur l’utilisation de vecteurs viraux permettant d’introduire du matériel thérapeutique dans les cellules. Ces approches visent à corriger les dysfonctionnements observés dans les cellules malades. L’objectif est d’améliorer ces outils afin d’identifier les plus efficaces et les plus adaptés à une utilisation future. Le projet comprend plusieurs étapes : (i) tester différentes versions de ces outils chez la souris ; (ii) évaluer des éléments permettant d’en améliorer le fonctionnement ; (iii) comparer plusieurs stratégies issues de cette optimisation ; (iv) analyser les effets à court et à long terme des approches les plus prometteuses après leur administration.

Bénéfices attendus

La dystrophie myotonique de type 1 (DM1) est la maladie musculaire la plus fréquente chez l’adulte (1 personne sur 8000 en moyenne au niveau mondial) et est très invalidante. Il n’y a encore aucun médicament pour cette maladie. L’attente des patients pour un traitement ciblé est donc très forte. L’objectif principal de ce projet est la validation de composés thérapeutiques innovants, développés dans notre laboratoire, qui permettraient une amélioration des symptômes spécifiques à la maladie dans le modèle murin, pour ensuite passer à des essais chez l’homme et avoir un médicament spécifique. Les composés évalués dans ce projet pourraient à terme bénéficier, en théorie, à tous les patients atteints de DM1.

Procédures

Les animaux recevront une injection unique d’un outil thérapeutique transporté par un vecteur viral permettant l’introduction d’un matériel thérapeutique dans les cellules. Cette administration pourra être réalisée soit localement (intramusculaire), soit de manière systémique (dans la circulation sanguine). L’injection est réalisée sous anesthésie générale et dure moins de 2 minutes par animal. Elle n’est pas répétée. Seuls les animaux recevant une injection systémique feront l’objet d’un prélèvement sanguin initial avant administration. Ce prélèvement dure moins de 2 minutes. Les animaux recevant une injection systémique pourront également faire l’objet d’évaluations fonctionnelles non invasives comprenant un test de force musculaire par agrippement (grip test ; durée d’environ 10 minutes par animal) ainsi qu’un électrocardiogramme (ECG ; durée d’environ 5 à 10 minutes par animal sous anesthésie générale légère). Ces examens ne provoquent pas de douleur. Les animaux recevant une injection intramusculaire ou systémique pourront faire l’objet d’une évaluation terminale de la fonction musculaire in situ nécessitant une intervention chirurgicale d’environ 15 à 20 minutes. Cette procédure est réalisée sous anesthésie générale profonde associée à une analgésie adaptée. Elle permet de mesurer les paramètres de contractilité musculaire en réponse à une stimulation électrique du nerf moteur. À l’issue de cette évaluation, les animaux recevant une injection systémique feront l’objet d’un prélèvement sanguin terminal d’une durée inférieure à 2 minutes, réalisé sous anesthésie générale profonde. Les animaux sont ensuite euthanasiés avant leur réveil afin d’éviter toute douleur, souffrance ou gêne post-opératoire.

Impact sur les animaux

Les études précédentes indiquent que l’administration de ces outils thérapeutiques n’entraîne pas de douleur ni d’effets nocifs détectables chez les animaux. Le modèle de souris utilisé dans ce projet présente des caractéristiques proches de la maladie humaine, avec notamment une faiblesse musculaire et des difficultés de relaxation musculaire. Ces manifestations n’ont pas été associées à des signes de douleur, même après plusieurs mois d’évolution. Les effets indésirables attendus sont principalement liés à cet état pathologique ainsi qu’aux différentes manipulations expérimentales. Les manipulations courantes (pesée, injections, anesthésie) peuvent provoquer un stress léger et de courte durée. Les prélèvements sanguins peuvent entraîner une douleur brève, ainsi qu’un faible risque d’hématome ou de saignement au point de prélèvement. Les outils utilisés dans ce projet, ou des approches similaires, ont déjà été testés chez la souris sans effets secondaires notables. Une légère sensibilité locale peut néanmoins apparaître au point d’injection, notamment lors des administrations dans le muscle.

Devenir

Tous les animaux qui entreront dans ce projet (soit un maximum de 2600 souris) seront euthanasiés à la fin de la procédure à laquelle ils seront associés. En effet, dans le cadre de l'évaluation d'approches thérapeutiques comme celles décrites dans ce projet, nous devons vérifier la correction des symptômes moléculaires au niveau des organes atteints. Dans le cas des modèles murins de la maladie que nous étudions (Dystrophie myotonique de type 1), nous devons vérifier l'efficacité de notre traitement au niveau des muscles, du diaphragme et du coeur, ce qui rend strictement nécessaire l’euthanasie en fin de procédure afin de prélever ces organes. Ces marqueurs moléculaires sont très spécifiques à la maladie et corrèlent très bien avec l'état de sévérité et donc également avec l'efficacité du traitement. Ces études d'efficacité seront complétées par l'analyses de marqueurs sanguins pour déceler une éventuelle toxicité.

Remplacement

Dans un objectif de remplacement, les composés thérapeutiques seront d’abord testés sur des cellules en laboratoire, avant toute utilisation chez l’animal. Cependant, ces modèles cellulaires ne reproduisent pas totalement le fonctionnement des muscles adultes. Les fibres musculaires sont des cellules complexes et très spécialisées, difficiles à reproduire en dehors de l’organisme. Il est donc nécessaire d’évaluer ces approches chez l’animal afin de vérifier leur efficacité dans un organisme entier. Pour cela, des modèles de souris reproduisant la maladie humaine seront utilisés. Ces modèles permettent d’étudier les effets des traitements à la fois au niveau biologique et au niveau fonctionnel (muscles, cœur). Seuls les composés ayant montré une bonne efficacité en laboratoire et l’absence d’effets indésirables seront testés chez la souris. Ces composés seront administrés soit localement dans le muscle, soit par voie générale (dans la circulation). Deux modèles de souris seront utilisés, présentant des formes de maladie différentes, afin de mieux refléter la diversité observée chez les patients.

Réduction

Le nombre d’animaux a été limité au strict minimum nécessaire afin de répondre aux objectifs scientifiques du projet. Tous les animaux issus des croisements seront utilisés, sans distinction de sexe. Les animaux ne présentant pas les caractéristiques attendues seront utilisés comme groupes de comparaison, ce qui permet d’éviter d’en utiliser davantage. Le protocole a également été conçu pour tirer le maximum d’informations de chaque animal. Plusieurs types d’analyses seront réalisés sur les mêmes individus et sur différents tissus, afin de limiter le nombre total d’animaux utilisés. Le projet est organisé en plusieurs étapes successives. La poursuite des étapes suivantes dépendra des résultats obtenus aux étapes précédentes. Cette approche permet d’éviter des expérimentations inutiles et de réduire le nombre d’animaux utilisés. Le nombre total d’animaux nécessaires a été déterminé à l’aide d’un calcul préalable, permettant de s’assurer que les résultats obtenus seront fiables tout en utilisant le moins d’animaux possible. Les résultats seront analysés à l’aide de méthodes statistiques adaptées, afin de garantir une interprétation rigoureuse des données. Au total, un maximum de 2600 animaux sera utilisé dans ce projet.

Raffinement

Afin de limiter au maximum le stress et la souffrance animale, toutes les mesures nécessaires seront mises en œuvre tout au long du protocole. Les animaux seront pris en charge par du personnel qualifié. Leur bien‑être sera assuré grâce à un environnement adapté, comprenant des éléments d’enrichissement (matériaux à ronger, abris). Les souris seront hébergées en groupe (jusqu’à six individus), avec un accès libre à l’eau et à la nourriture, et dans des conditions contrôlées de température, d’humidité et de lumière (alternance jour/nuit). L’hébergement individuel sera évité autant que possible. Si cela est nécessaire, des enrichissements supplémentaires seront fournis et une attention particulière sera portée à leurs conditions de vie. Une surveillance quotidienne des animaux sera assurée. Des critères précis permettront de détecter toute altération de l’état général (perte de poids, signes de souffrance). Si nécessaire, les animaux seront euthanasiés afin d’éviter toute souffrance prolongée. Lors des procédures expérimentales, une anesthésie sera utilisée lorsque nécessaire, ainsi qu’un traitement adapté visant à prévenir la douleur. Une surveillance renforcée sera mise en place pendant une à deux heures après chaque intervention. Les manipulations seront réalisées avec précaution afin de limiter le stress et l’inconfort des animaux, notamment lors des manipulations pouvant déclencher des contractions musculaires. En cas de faiblesse musculaire importante, la nourriture sera placée au fond de la cage afin de faciliter l’accès.

Choix des espèces

Différents modèles animaux de cette maladie ont été développés, mais les modèles murins sont les seuls à reproduire de manière fiable les principaux signes observés chez les patients. Dans ce projet, deux modèles de souris présentant des formes différentes de la maladie seront utilisés. Ils reproduisent les principales caractéristiques de la pathologie, notamment des anomalies du fonctionnement musculaire, une faiblesse musculaire ainsi que des atteintes cardiaques. Ces modèles sont donc particulièrement adaptés pour évaluer l’efficacité de nouvelles approches thérapeutiques. Aucun de ces modèles ne présente d’altération majeure de l’état général des animaux. Les animaux seront utilisés au stade adulte (à partir de 8 semaines d’âge), lorsque leur croissance et leur développement sont terminés. Les phénotypes observés dans ces modèles restent compatibles avec un bon état général et ne compromettent pas le bien-être des animaux.

Greffées de cellules tumorales sous la peau, puis soumises à quatre injections d'un virus dans la tumeur, à des irradiations localisées et à quatre injections d'anticorps, 1 152 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour examiner leurs tissus. Il s'agit de mesurer si l'association de la radiothérapie, d'un virus oncolytique et d'une immunothérapie freine la croissance des tumeurs. Le porteur indique que ces tumeurs nécrosent "malgré leur petite taille", avec une douleur modérée possible. Parmi les raisons du choix de l'espèce, il cite l'agrément de son animalerie, qui autorise l'hébergement "des souris seulement".

Objectifs

Ce projet vise à évaluer l’efficacité préclinique du traitement combiné: radiothérapie et virus oncolytique, avec ou sans immunothérapie sur le contrôle tumoral.

Bénéfices attendus

En adoptant cette approche, nous visons à minimiser les limitations des thérapies utilisées seules, à améliorer les résultats thérapeutiques et à augmenter la réponse globale des tumeurs en limitant les toxicités liées aux traitements. Cette stratégie de traitement à multiples facettes non seulement promet d'améliorer les résultats thérapeutiques actuels mais pourrait également nous conduire à développer de nouvelles stratégies de traitement antitumoral plus efficaces et moins toxique en particulier pour la prise en charge des cancers résistants. Ce projet espère fournir une base solide et des nouvelles perspectives pour optimiser les traitements cliniques futurs tout en réduisant les effets secondaires des thérapies en question. L’association d’un virus oncolytique avec la radiothérapie constitue une approche prometteuse pour surmonter les limitations liées à la résistance des tumeurs et améliorer l’efficacité tumoricide.

Procédures

Les animaux seront soumis à des injections en sous cutanée (une fois, durée environ 10-20 secondes) et à des injections en intra-tumoral (quatre fois, durée environ 20 secondes) sous anesthésie générale. Les animaux recevront des irradiations localisées des tumeurs (un cycle d'irradiation dure environ 1-5 minutes en fonction de la dose) sous anesthésie générale. L’anticorps sera injecté quatre fois, durée environ 10-20 secondes, sous anesthésie locale.

Impact sur les animaux

Les animaux peuvent ressentir une légère douleur et inconfort transitoires liés à l’injection des cellules tumorale et aussi à l’injection de l’immunothérapie. Les animaux peuvent également ressentir du stress léger et transitoire lié à leur immobilisation dans les caches de contention pendant le temps d’irradiation. L’injection intra-tumorale du virus peut entrainer la formation d’une très petite croûte à l’endroit de l’injection. Ceci pourra entraîner un léger prurit temporaire. En raison de la croissance des tumeurs ou des effets secondaires des traitements, les animaux peuvent présenter des changements de comportement modérés, tels qu'une diminution de l'appétit et/ou une réduction de l'activité. Les modèles utilisés sont réputés pour produire des tumeurs qui nécrosent, malgré leur petite taille. Cette nécrose peut entraîner une douleur modérée.

Devenir

Les animaux seront tous euthanasiés à l'issue de chaque procédure pour examen post-mortem sur tissus et organes.

Remplacement

Ce projet a pour but d’évaluer l'effet thérapeutique d’un modulateur de l’immunité dans les tumeurs, combinés à la radiothérapie. Ceci exige donc un système biologique dynamique et complet en interaction direct avec le stroma tumoral. Ceci nécessite le recours à un modèle animal vivant entier et ne peut pas être modélisé in vitro ni in silico. Les modèles in vitro et in silico ne peuvent pas fournir ou assurer l’ensemble des voies biologiques ainsi que toutes les interactions physiologiques essentielle dans la réponse des tissus et des cellules aux traitements notamment à l’irradiation. Il est à noter que la réponse d’un tissu ou d’une tumeur à l’irradiation implique l’activation de plusieurs voies de signalisations et de plusieurs systèmes dont le système immunitaire. Ce dernier étant composé de plusieurs populations (lymphocytes, macrophages, monocytes, neutrophiles…) localisées dans des organes différents (rate, ganglions lymphatiques, et autres) et assurant des fonctions différentes, ne peut être reproduit ni in vitro ni in silico.

Réduction

Afin de réduire au minimum le nombre d’animaux à utiliser nous permettant d’atteindre les objectifs du projet, nous avons réalisé une analyse statistique à priori, afin de calculer le nombre d’animaux nécessaires pour détecter des différences significatives pour chaque procédure expérimentale. Le critère de jugement principal pour le calcul de puissance est la taille tumorale.Ces calculs nous ont permis de déterminer la taille des lots à traiter, et les résultats seront étudiés par analyse de variance.

Raffinement

Une anesthésie générale sera faite lors des injections ainsi que lors des irradiations. Les conditions d'hébergement des animaux seront optimisées, en fournissant l'environnement et la nourriture nécessaire. Leur environnement sera enrichi avec du coton ou des maisons en carton afin de diminuer leur angoisse. Le comportement et l'état de santé des animaux seront surveillés quotidiennement, pour identifier et traiter toute anomalie. Les souris seront élevées en groupe pour minimiser le stress de l'isolement. Une pesée sera effectuée régulièrement, au minimum de façon hebdomadaire. Des points limites précoces ont été définis et seront strictement appliqués. Un aliment appétent et énergétique sera proposé en cas de nécessité (diminution de l'appétie, perte de poids).

Choix des espèces

La souris est l’espèce animale de référence pour les études de radiobiologie, des études impliquants des immunomodulateurs (comme les inhibiteurs de PD1/PD-L1/CTLA-4 et les virus oncolytiques) et l'étude de la croissance tumorale. La physiologie et la génétique de la souris sont de mieux en mieux connues et de nombreuses études ont déjà validé des découvertes faites chez la souris en les appliquant pendant des essais cliniques, ce qui facilite le transfert des résultats obtenus chez la souris en clinique. De plus, l’agrément de notre animalerie autorise l’hébergement des souris seulement. Et pour des raisons de taille et de capacité d’hébergement, la souris reste le choix premier. Les souris seront utilisées à l’âge de 7 à 9 semaines, âge auquel elles sont considérées comme adultes. À cet âge, le système immunitaire des animaux a atteint sa maturité, ce qui constitue un point critique pour les études en immunologie.

2 450 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour analyser leurs organes, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles sont castrées par chirurgie, greffées de cellules ou de fragments de tumeurs de prostate humaine, parfois irradiées sur tout le corps, transportées cinq à six heures d'un établissement à l'autre et soumises jusqu'à six séances d'imagerie sous anesthésie. Le bénéfice annoncé se limite à évaluer de "nouveaux composés de radiothérapie interne vectorisée", face à des tumeurs qui peuvent nécroser et provoquer une cachexie. Sur le remplacement, le porteur affirme ne pas pouvoir se passer d'un "organisme entier" et juge les "modèles animaux" "indispensables".

Objectifs

Le cancer est désormais la première cause de mortalité dans les pays développés, devant les pathologies cardiovasculaires. Dans ce contexte, l’objectif de nos projets est le développement de nouvelles thérapies ciblées couplées à des radioéléments. Cette dernière repose sur le principe suivant : « attacher » une molécule radioactive à une molécule biologique qui joue le rôle de transporteur et va reconnaitre spécifiquement une protéine surexprimée par les cellules tumorales prostatiques. Pour la thérapie, on utilise des molécules radioactives puissantes sur une distance très courtes (de l’ordre du millimètre ou micromètre), détruisant ainsi les cellules tumorales à proximité immédiate de l’endroit où elle est transportée, tout en limitant la toxicité sur les tissus sains environnant la tumeur. Dans ce projet, l’objectif principal est d’évaluer l’activité antitumorale de nouveaux traitements ciblés. Dans le cas où aucune donnée de toxicité ne serait disponible, une étude de la toxicité de ces thérapies ciblées pourra être réalisée au préalable dans le cadre de ce projet. Ce projet est un projet multisite entre deux Etablissements Utilisateurs différents (EU1 et EU2).

Bénéfices attendus

Le développement de la radiothérapie interne vectorisée est actuellement en plein essor. En effet, cette thérapie cible de façon spécifique la tumeur de chaque patient, et permet un traitement personnalisé. Notre projet permettra ainsi d’évaluer l’efficacité de nouveaux composés de radiothérapie interne vectorisée.

Procédures

Une induction tumorale : sous anesthésie (

Impact sur les animaux

- Certaines souris seront immunodéficientes et pourraient développer des pathologies du fait de leur manque de défenses immunitaires si elles n’étaient pas hébergées dans des conditions sanitaires protégées. - L’irradiation corps entier chez certains animaux va éliminer les défenses immunitaires sur une courte période et fragiliser l’animal qui pourrait développer des infections s’il n’était pas maintenu dans des conditions sanitaires protégées. - L’implantation sous cutanée de cellules tumorales ou des fragments de tumeurs va mener à une masse sous cutanée qui pourrait, si elle est menée trop loin, gêner l’animal dans ses mouvements et impacter son état général. De plus, des nécroses peuvent apparaitre. Il est aussi possible, selon le modèle tumoral, que la progression tumorale entraîne une cachexie (amaigrissement et fatigue) constatée par une perte de poids. - La contention des souris pour manipulation lors de la mesure de la taille des tumeurs et de la mise sous anesthésie pourrait provoquer un léger stress. - lors de la répartition en groupes homogènes selon les critères de volume tumoral et de poids corporel, les animaux seront potentiellement mis avec de nouveaux congénères. Cette nouvelle organisation sociale pourra engendrer un stress de 1 à 2 jours. - Afin d’observer des effets de composé sur l’évolution de la tumeur, les animaux recevront des traitements de composés intraveineux qui pourront induire un stress léger. - Les produits administrés pour la thérapie peuvent provoquer une perte de poids transitoire.

Devenir

Différentes analyses complémentaires réalisées sur les organes prélevés post-mortem sont nécessaires pour atteindre les objectifs scientifiques de nos études. La totalité des animaux seront donc euthanasiés en fin d’étude.

Remplacement

Pour étudier le devenir d’une molécule dans l’organisme et évaluer l’efficacité d’un traitement anticancéreux, il n’est pas possible de se passer d’un organisme entier avec ses fonctions physiologiques intactes ; les modèles animaux sont ainsi indispensables. Des études préliminaires réalisées in vitro nous permettrons néanmoins de valider que la molécule étudiée atteint bien sa cible.

Réduction

Une sélection des composés avec la meilleure activité sera réalisée in vitro en amont de toute utilisation in vivo et permettra de réduire le nombre d’animaux nécessaire à son strict minimum. Les effectifs d’animaux dans les groupes expérimentaux ont été adaptés pour chaque type d’étude afin de mener à des résultats scientifiquement pertinents tout en réduisant au maximum les effectifs des groupes. Enfin, la bonne connaissance de la pousse tumorale pour chaque modèle permet d’implanter uniquement le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des groupes porteurs de tumeurs de tailles homogènes.

Raffinement

La chirurgie pour la greffe de fragments tumoraux et la castration sont réalisées sous anesthésie générale gazeuse sur lit chauffant afin de réduire l’inconfort potentiel et permettre ainsi le raffinement de l’étude. La chirurgie est réalisée de façon aseptique et les animaux reçoivent une couverture analgésique. Une surveillance post opératoire et des soins post opératoires adaptés sont appliqués si nécessaires.

Choix des espèces

La souris constitue un modèle de choix en pharmacologie car son génome est connu et ses principales fonctions physiologiques (fonction rénale, hépatique) sont comparables à l’Homme. D’autre part, les souris sont compatibles avec nos systèmes d’imagerie utilisés pour la caractérisation des molécules utilisées pour cibler et visualiser les tumeurs chez l’homme. Du point de vue scientifique, la souris porteuse de tumeur reste le modèle de choix dans les études d’évaluation de l’efficacité des nouvelles thérapies contre le cancer. Les animaux pourront être utilisés pour l’induction tumorale à un âge minimum de 5 semaines (jeune adulte), et pourront ensuite être traités à partir de l’âge de 7 semaines (adulte), les modèles de tumeur de prostate humaine nécessitant au moins 2 semaines post implantation pour commencer à pousser. Les molécules étudiées ont pour but d’aider le diagnostic ou le traitement de cancers retrouvés chez les patients adultes. Il est donc justifié de traiter des animaux possédant les fonctions physiologiques correspondant au stade adulte.

Sondés jusqu'au rumen six fois entre 3 et 16 mois, hébergés seuls en cage quatorze jours tous les trois mois, puis infestés volontairement par le ver parasite H. contortus à 16 mois, 240 moutons de race Martinik vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le projet compare des rations enrichies en coproduits de cultures tropicales à du foin, pour mesurer les émissions de méthane et la résistance aux parasites digestifs de moutons "élevés pour la production de viande". Aucun n'est tué dans le projet, tous retournent au troupeau de l'unité expérimentale. Le résumé les suit jusqu'à l'âge de vente habituel des élevages ovins des Antilles, 17 à 18 mois, sans dire ce qu'ils deviennent ensuite.

Objectifs

Dans de nombreux systèmes d’élevage tropicaux, l’alimentation des animaux d’élevage repose en partie sur la valorisation de coproduits de cultures (feuilles, tiges, etc.). Cette pratique présente un intérêt agroécologique notable car il permet une meilleure valorisation des biomasses locales tout en limitant la compétition entre alimentation humaine et animale. Certaines de ces ressources contiennent naturellement des substances, appelées métabolites secondaires, qui peuvent influencer la digestion des ruminants, leur santé et leurs émissions de méthane. Elles pourraient notamment contribuer à réduire les émissions de méthane et à améliorer la résistance des animaux face aux parasites digestifs. Cependant, les effets de ces ressources tropicales sur les émissions de CH₄ restent mal connus, en particulier chez des animaux exposés au parasitisme gastro-intestinal. La présente étude vise donc à évaluer l’intérêt de l’utilisation de ces coproduits de cultures tropicales dans l’alimentation des ruminants, en étudiant leurs effets sur les émissions de méthane, la croissance, la digestion et la santé digestive de moutons tout au long de leur vie productive. Elle cherchera également à comprendre comment l’association entre ces aliments et le parasitisme digestif influence ces différents paramètres.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra tout d’abord de produire des connaissances originales sur le potentiel nutritionnel et environnemental de ressources végétales tropicales naturellement riches en métabolites secondaires (en polyphénols (tanins condensés) et en terpénoïdes (saponines) notamment). Il contribuera à mieux caractériser ces ressources locales afin de favoriser leur valorisation en alimentation des ruminants.). Ce projet permettra également de démontrer la pertinence d'intégrer des coproduits tropicaux naturellement riches en métabolites secondaires dans les régimes alimentaires sur toute la période de production afin de réduire les émissions de gaz à effet de serre du sevrage jusqu’à l’âge de vente. De plus, l'étude apportera des connaissances nouvelles sur les interactions entre nutrition et parasitisme gastro-intestinal, contribuant au développement de stratégies d'alimentation conciliant performances zootechniques, santé animale et durabilité des systèmes d'élevage tropicaux. Enfin, les résultats de ce projet permettront de générer des données de référence sur les émissions de méthane entérique (CH₄) de moutons en croissance élevés en conditions tropicales, ainsi que sur les mécanismes biologiques associés (ingestion, digestibilité et microbiote ruminal. Ces résultats alimenteront les bases de données nécessaires à l'amélioration des modèles de prédiction des valeurs nutritives et environnementales des aliments en contexte tropical.

Procédures

- Prélèvement de jus de rumen sur 240 moutons : 40 ml/animal à 6 reprises (3 mois, 6 mois, 9 mois, 12 mois, 15mois et 16 mois d’âge). Durée d’un prélèvement : ≤ 3 minutes/animal - Prélèvement de sang (veine jugulaire) sur 240 moutons : 6 mL/animal une fois par semaine pendant 6 semaines (du milieu du 15ème mois jusqu'à la fin du 17ème mois d’âge). Durée d’un prélèvement : ≤ 3 minutes/animal - Prélèvement de fèces par fouille rectale sur 240 moutons : ≈ 5 g/animal une fois par semaine pendant 6 semaines (du milieu du 15ème mois jusqu'à la fin du 17ème mois d’âge). Durée d’un prélèvement : ≤ 3 minutes/animal

Impact sur les animaux

Plusieurs nuisances ou effets indésirables, limités et encadrés, sont à prévoir : - Manipulations répétées : Les pesées, les prélèvements de jus de rumen, de sang et de fèces, sont susceptibles d’occasionner du stress et de l’inconfort pour les animaux. - Changements d’environnement : Les alternances entre hébergement en cages individuelles et en parc collectif peuvent occasionner un stress adaptatif. - Isolement temporaire : Les animaux seront hébergés en cages individuelles pendant 14 jours consécutifs tous les 3 mois, entre 3 et 15 mois d'âge, puis pendant 1 mois entre 16 et 17 mois, avec 4 périodes quotidiennes d'une heure d'hébergement en lot durant les mesures des émissions de CH₄. Ils seront également isolés pendant 7 jours consécutifs par mois au cours des deux mois de pause entre deux phases de mesure des émissions de CH₄. Cet hébergement en cages individuelles entraînera une réduction temporaire des possibilités de déplacement ainsi que des interactions sociales entre les animaux. - Infestation parasitaire contrôlée : A 16 mois, les animaux seront volontairement infestés par le parasite H.contortus. Cette infestation peut induire une dégradation transitoire de l’état général (perte d’appétit, anémie, ralentissement de la croissance). - Prélèvement de jus de rumen : Un prélèvement de jus de rumen sera réalisé sur chaque animal à 3, 6, 9, 12, 15 et 16 mois d’âge. Le prélèvement sera réalisé à l’aide d’une sonde œsophagienne adaptée. Les animaux seront maintenus en contention pendant quelques minutes (moins de 3 minutes) afin de permettre l'introduction de la sonde par la cavité buccale jusqu'au rumen. Un volume déterminé de jus ruminal sera ensuite aspiré. Cette manipulation pourra entrainer un stress léger et transitoire lié à la contention ainsi qu'à un inconfort passager lors de l'introduction de la sonde. Une irritation mineure de la cavité buccale ou de l'œsophage peut également survenir de manière exceptionnelle.

Devenir

Les animaux n'auront subi aucune altération physiologique ou physique empêchant leur réintroduction au sein du troupeau de l'unité expérimentale

Remplacement

L’objectif de ce projet est d’évaluer les effets de ressources alimentaires tropicales contenant des métabolites secondaires (polyphénols et terpénoïdes) sur les émissions de méthane entérique, la digestion, le microbiote ruminal et d’étudier les interactions avec le parasitisme gastro-intestinal chez le mouton en croissance. Ce double objectif implique l’étude de fonctions biologiques intégrées (fermentation ruminale, production de CH₄, réponse immuno-parasitaire, dynamique du microbiote) qui résultent de l’interaction complexe entre l’alimentation, l’animal et son microbiote, avec une dimension dynamique puisque l’on s’intéresse aussi ici à l’évolution de ces interactions au cours de la vie productive des animaux. Ainsi, l’étude de ces interactions complexes requiert une approche systémique, permettant d’appréhender, au sein d’un même organisme, l’expression simultanée de mécanismes biologiques interdépendants tels que la fermentation ruminale, la production de méthane et les réponses physiopathologiques induites par le parasitisme. Bien que des approches in vitro et in silico soient disponibles pour étudier certains mécanismes isolés (par exemple la fermentation ruminale ou l'activité de certains métabolites), elles ne permettent pas de reproduire les interactions dynamiques entre l'hôte, son microbiote, le parasite et les réponses immunitaires et métaboliques associées. À ce jour, une telle complexité ne peut être reproduite de manière fiable sans recourir à un modèle animal vivant.

Réduction

Le nombre d’animaux a été défini afin de garantir une puissance statistique suffisante pour détecter les effets des régimes alimentaires sur les principales variables d’intérêt du projet, tout en respectant le principe de réduction du nombre d’animaux utilisés. Une analyse statistique a ainsi permis de déterminer qu’un effectif de 20 animaux par lot était suffisant pour mettre en évidence des différences statistiquement significatives entre les régimes alimentaires, en tenant compte de la variabilité individuelle des animaux et du suivi des mêmes animaux au cours du temps. Au total, 240 moutons, répartis en 6 bandes, seront inclus dans l’étude. Chaque bande sera constituée d’animaux d’un même sexe et comprendra deux lots de 20 animaux homogènes en poids : un lot témoin (R1) recevant une alimentation à base de foin, et un lot expérimental (R2) recevant la même alimentation complétée par la ressource tropicale étudiée. Chaque bande permettra d’évaluer une ressource tropicale différente.

Raffinement

Les animaux seront progressivement habitués aux manipulations et aux dispositifs expérimentaux, afin de limiter le stress lié à la nouveauté. Une phase d’acclimatation d’au moins 3 j sera mise en place avant chaque période de mesures en cages individuelles. Deux visites quotidiennes des animaliers permettront de détecter rapidement tout signe de douleur, de stress ou d’altération de l’état général (apathie, prostration, hyperactivité, diarrhée) et de vérifier la prise alimentaire et d’eau. Les périodes en cages individuelles seront limitées dans le temps et alternées avec des périodes en groupe. Les conditions d’hébergement respecteront les besoins comportementaux des ovins, avec un accès permanent à l’alimentation et à l’eau. Les cages individuelles seront ajourées afin de permettre les contacts visuels, olfactifs et tactiles entre congénères. Chaque cage comportera un tapis de couchage, des chaînes et des brosses suspendues afin d'améliorer le confort et d'enrichir le milieu. Les manipulations seront réalisées par du personnel formé et expérimenté, en limitant la durée de contention et le nombre d’interventions. Les pesées seront réalisées sans manipulation directe. Les sacs de collecte des fèces seront installés 3 j avant la phase de collecte afin de favoriser l’habituation. Les prélèvements sanguins seront réalisés à la veine jugulaire, sous une contention inférieure à 3 min. Les prélèvements de jus ruminal seront réalisés à l'aide d'une sonde adaptée et dureront 5 à 10 min maximum. En cas de difficulté de prélèvement, de détresse respiratoire, de toux ou de signes d'inconfort important, la procédure sera immédiatement interrompue. Les tentatives de ponction sanguine seront limitées à 2 par opérateur. Les mesures des émissions de CH₄ seront mesurées avec le dispositif GreenFeed, méthode non invasive réduisant le stress comparativement aux chambres respiratoires. Après chaque manipulation, une récompense alimentaire sera distribuée. L’infestation parasitaire restera modérée, la race ovin Martinik étant résistante au parasitisme digestif, et sera monitorée grâce à la méthode FAMACHA (couleur des muqueuses), complétée par la mesure de l’hématocrite. Une note FAMACHA ≥ 4 et/ou un hématocrite ≤ 18 constitueront un point limite : les animaux recevront immédiatement un traitement anthelminthique, seront retirés du protocole et recevront les soins vétérinaires nécessaires. En fin d’essai, tous les animaux infestés recevront un traitement anthelminthique.

Choix des espèces

Cette étude vise à mieux comprendre les effets d'une alimentation à base de ressources tropicales, sources de métabolites secondaires, sur les performances zootechniques et les émissions de CH4, en interaction avec le parasitisme gastro-intestinal chez des ruminants élevés pour leur production de viande. Le mouton constitue un modèle pertinent car ses mécanismes de fermentation ruminale, de production de CH4 et de réponse au parasitisme sont comparables à ceux d’autres ruminants. La race Martinik a été choisie car c’est une race à viande adaptée aux conditions tropicales. Son gabarit réduit, sa croissance relativement rapide et sa facilité de manipulation aisée permettent un suivi longitudinal de nombreux animaux, contrairement aux bovins dont les contraintes de coût et d’élevage limitent ce type de protocole. De plus le choix de cette espèce répond à des contraintes techniques liées au dispositif GreenFeed disponible, conçu pour les petits ruminants sans cornes. Les animaux seront utilisés du sevrage (3 mois) jusqu'à l'âge de vente habituel des systèmes ovins viande herbagés extensifs des Antilles (17-18 mois). Ce choix répond aux objectifs scientifiques du projet. La première partie de l'étude vise à évaluer les effets d'une alimentation à base de ressources tropicales riches en métabolites secondaires sur les émissions de CH₄ , les performances zootechniques, la digestion et le microbiote ruminal tout au long de la phase de croissance des animaux. Un suivi dès le sevrage est donc nécessaire pour caractériser les effets de ces régimes sur l'ensemble de la période de production. La seconde partie concerne des animaux adultes (16-17 mois), dont la croissance est achevée, afin d’étudier plus précisément les interactions entre alimentation et infestation expérimentale par H. contortus, en limitant les effets liés au développement et en caractérisant la modulation de la réponse parasitaire.

4 300 rongeurs, 2 150 souris et 2 150 hamsters dorés, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Infectés par le SARS-CoV-2 par le nez sous anesthésie, ils reçoivent ensuite des composés candidats, jusqu'à 84 fois par voie orale en six semaines ou par injection, et peuvent perdre du poids ou présenter des difficultés respiratoires. Une partie des souris est génétiquement modifiée pour porter la protéine humaine ACE2, et tous finissent par une ponction intracardiaque sous anesthésie profonde. Pour écarter les méthodes sans animaux non-humains, le porteur invoque "les exigences réglementaires de tous les pays de destination des produits".

Objectifs

Dans ce projet, nous voulons évaluer l’efficacité de nouveaux composés thérapeutiques contre le virus SARS-CoV-2, responsable de la COVID-19. Ces composés pourraient empêcher le virus d’entrer dans les cellules ou limiter sa multiplication dans l’organisme. Nous souhaitons également étudier la réponse immunitaire de l’organisme face à l’infection et déterminer si ces composés peuvent la moduler afin d’aider à éliminer plus rapidement le virus. La présence du virus sera mesurée grâce à des méthodes permettant de détecter son matériel génétique et sa capacité à infecter des cellules en laboratoire. Les différentes variantes circulantes du virus pourront également être étudiées. Les modèles d’infection utilisés chez le hamster reproduisent plusieurs caractéristiques observées chez l’Homme lors d’une infection par le SARS-CoV-2 et permettent ainsi d’évaluer l’efficacité potentielle des traitements. Les études pourront également être réalisées chez des souris génétiquement modifiées afin de rendre leur sensibilité au virus plus proche de celle de l’Homme. Dans ce projet, le virus SARS-CoV-2 est administré par voie intra-nasale sur animal anesthésié. Après l’infection, le virus se développe principalement dans les voies respiratoires et les poumons, ce qui permet d’étudier l’évolution de la maladie et l’effet des traitements testés. Dans ce projet, il est anticipé un total de de 40 études et 4300 animaux pour les 5 prochains années.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à évaluer l’efficacité de composés candidats dans des modèles animaux d’infection par le SARS-CoV-2. Les études réalisées permettront d’obtenir des données précliniques essentielles sur l’activité antivirale et l’impact des traitements sur la progression de l’infection. Plus largement, ces études permettront de produire des données précliniques d’efficacité dans des modèles pertinents de la maladie, nécessaires à l’évaluation et au développement de candidats thérapeutiques. À terme, ces données pourront contribuer au développement de traitements visant à réduire la sévérité de l’infection et ses complications chez l’humain.

Procédures

Aucune procédure chirurgicale ne sera mis en œuvre sur les animaux. Selon les procédures appliquées : • Infection des souris ou hamsters : Injection intra-nasale : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes • Administration de composés thérapeutiques sur une durée de 24h à 2 semaines. Par voie orale (20mL/kg/dose), vigile, 1 à 2 fois par jour par animal maximum 84 administration pour une étude de 6 semaines avec deux administration par jour, 1 minute OU Par voie sous-cutanée (10mL/kg/dose) : anesthésie générale, 1 fois par jour maximum sur 5 jours maximum, durée 1 minute OU par voie intramusculaire (0.05ML/site): anesthésie générale, administration unique quel que soit la durée de l’étude donc 2 maximum, une pour chaque patte arrière, durée 1 minute OU par voie intrapéritonéale (20mL/kg/dose) : vigile, 1 fois maximum, durée 1minute OU par voie intrathécale (20µl max) : anesthésie générale, 1 fois maximum, durée 1minute OU par voie intraveineuse (5ml/kg) : vigile, 1 fois par jour maximum sur 5 jours maximum),, durée 1minute • Suivi clinique et pondéral : Pesée et bilan clinique tous les jours par animal sur la durée de l’étude, sur animal vigile. La périodicité sera adaptée en fonction des signes cliniques et des recommandations du vétérinaire. • Prélèvement sanguin : À la veine submandibulaire (1×/2 semaines, 1 prélèvement maximum par animal sur 2 semaines) ou à la queue chez la souris (avec une période de récupération adaptée), sur animal vigile, pendant 2 semaines maximum au cours de l’étude. Prélèvement terminal sous anesthésie profonde, par ponction intracardiaque, durée 2 minutes, sur tous les animaux du projet.

Impact sur les animaux

Dans cette étude, les souris et les hamsters sont infectés par le virus responsable de la COVID-19 afin d'évaluer de nouveaux traitements. Au cours de l'infection, certains animaux peuvent présenter des signes de maladie, tels qu'une perte de poids temporaire, une baisse d'activité, un aspect plus fatigué ou des difficultés respiratoires généralement modérées. Les traitements testés dans cette étude ont pour objectif de limiter la multiplication du virus et de diminuer l'inflammation provoquée par l'infection. Ils sont donc susceptibles de réduire l'intensité et la durée des signes de la maladie chez les animaux. Les composés évalués ayant pour objectif de limiter la réplication virale et la réponse inflammatoire, leur administration devrait contribuer à réduire la sévérité et la durée des signes cliniques observés, mais dans la phase de développement de candidat-médicament, des effets secondaires imprévus ne sont jamais totalement exclus. Cependant, par expérience du Projet autorisé précédent, cela est pas/peu attendu avec les molécules testées. Cependant, par expérience du projet autorisé précédent, la survenue d’effets indésirables est peu attendue avec les molécules testées, notamment au regard des données de tolérance et des études PK/PD préalablement réalisées.

Devenir

Les animaux seront mis à mort en fin d’étude pour les nécessités scientifiques des études (prélèvements tissulaires terminaux). Dans le contexte infectieux, les règles de biosécurité ne nous permettent pas de garder ou d’envisager un autre devenir pour les animaux.

Remplacement

Aucune méthode évitant totalement le recours à l’animal selon les exigences réglementaires de tous les pays de destination des produits n’est développée à ce jour pour les procédures expérimentales décrites. A l’heure actuelle, les tests in vitro, effectués préalablement pour valider l’intérêt des cibles identifiées et l’efficacité de nouvelles molécules, ne permettent pas d’appréhender l’intégralité des mécanismes de l’infection et de l’interaction hôtes/pathogènes. C’est pourquoi, le recours à des modèles expérimentaux in vivo s’avère nécessaire pour la compréhension et l’évaluation des mécanismes d’actions des composés candidats. Ces modèles in vivo permettent également d’anticiper l’éventuelle toxicité des molécules thérapeutiques dans ces conditions complexes de relation hôte/pathogène (implication du système immunitaire).

Réduction

Le schéma expérimental des procédures de ce projet s’appuie sur les données bibliographiques actualisées ainsi que sur les résultats préliminaires obtenus au sein du laboratoire. Le nombre d’animaux nécessaires est déterminé au plus juste à l’aide de calculs de puissance statistique réalisés en collaboration avec un biostatisticien, afin de garantir la robustesse scientifique des résultats tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Une stratégie de sélection en amont est systématiquement mise en œuvre. Les candidats sont d’abord évalués au moyen de tests in vitro et d’approches in silico permettant de prioriser les molécules les plus pertinentes. Seuls les composés présentant un profil compatible avec une évaluation in vivo sont retenus, ce qui permet de réduire significativement le nombre d’animaux exposés.

Raffinement

Les animaux sont hébergés en groupe social de 3 à 5 animaux pour les souris et de 2 pour les hamsters compatibles dans des cages conformes aux normes réglementaires en vigueur et bénéficiant d’un enrichissement adapté (matériel de nidification, abris). Les locaux d’hébergement et d’expérimentation sont suivis par un personnel spécifiquement formé et habilité. Les procédures mises en œuvre sont classées de gravité modérée et s’étendent de quelques heures à deux à quatre semaines selon le modèle étudié. Un suivi clinique quotidien est assuré et renforcé durant la phase aiguë post-infection si nécessaire. Lorsque cela est possible, une anesthésie générale ou locale est pratiquée pour les gestes techniques susceptibles d’induire une douleur. Des mesures analgésiques adaptées sont mises en place si la procédure le justifie. Les manipulateurs sont spécifiquement formés et régulièrement évalués dans leurs pratiques, ce qui permet de limiter le stress, la durée des manipulations et les risques de douleur ou de détresse pour les animaux.

Choix des espèces

Les études sont réalisées chez la souris et le hamster syrien, deux espèces couramment utilisées dans la recherche biomédicale. Certaines souris utilisées ont été modifiées afin de posséder une protéine humaine appelée ACE2, qui est le point d'entrée utilisé par le virus responsable de la COVID-19 pour infecter les cellules. Ce modèle permet de mieux comprendre le déroulement de l'infection et d'évaluer l'efficacité de nouveaux traitements. D'autres lignées de souris présentant des caractéristiques génétiques particulières sont également utilisées afin d'étudier le fonctionnement du système immunitaire et la manière dont l'organisme réagit à l'infection. La souris est un modèle de référence en recherche, car de nombreux outils permettent d'analyser précisément les réponses biologiques observées. Le hamster syrien est également largement utilisé pour l'étude de la COVID-19, car il développe une maladie présentant des similitudes avec celle observée chez l'Homme. Il constitue donc un modèle pertinent pour évaluer l'efficacité de futurs traitements antiviraux avant leur utilisation dans des essais cliniques. La maturité du système immunitaire diffère selon l’âge et peut influencer le déroulement de l’infection. Pour les études d’infection par le SARS-CoV-2 réalisées chez le hamster et la souris transgénique K18-hACE2, des animaux adultes seront privilégiés, afin de disposer d’un système immunitaire mature et d’un modèle d’infection reproductible et représentatif. L’âge pourra toutefois être adapté en fonction du modèle utilisé, des données bibliographiques disponibles et des objectifs scientifiques de l’étude.

Porteuses de gènes humains, ces souris développent dès douze semaines une maladie rénale auto-immune, avec du sang et des protéines dans les urines, puis subissent des prises de sang à la joue deux fois par mois, des injections dans la veine de la queue, des gavages et, pour un petit groupe, une biopsie du rein sous anesthésie générale. 492 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour tester des anticorps, des ARN messagers et des nanoparticules, dans des études sollicitées par l'industrie pharmaceutique. Le porteur affirme qu'"Il n'y a pas de nuisances lié à la maladie de Berger", celle-là même qu'il décrit chez ces souris. Toutes sont tuées après chaque traitement pour analyser l'inflammation de leurs reins.

Objectifs

Nous disposons d'un modèle unique dans le monde, le modèle de souris avec des gènes humains exprimant des anticorps spécifiques et un récepteur pour les anticorps spécifiques. Ces souris développent une maladie auto-immune rénale (c'est à dire qui résulte d'un dysfonctionnement du système immunitaire qui conduit ce dernier à s'attaquer à l'organisme) et ainsi cause l'accumulation anormale des anticorps dans les reins avec de la protéinurie (présence de protéines dans les urines) et d'hématurie (présence de sang dans les urines) à partir de 12 semaines. Comme il n'existe pas de traitement curatif pour cette maladie, notre laboratoire cherche à développer des nouveaux traitements. Nous avons généré cinq anticorps anti-inflammatoires et l'industrie pharmaceutique nous a sollicité pour des études sur l'animal basées sur nos recherches précèdentes . En effet, nous avons démontré une belle efficacité d'une enzyme, une protéine capable de couper les anticorps et ainsi réduire l'inflammation liée à la maladie. Le problème était que comme il s'agit d'une protéine d'origine bactérienne, il y a une réponse immunitaire contre cette enzyme , des anticorps anti-enzymes bloquant son activité. L'objectif de notre étude est de traiter les souris exprimant la maladie avec les anticorps anti-inflammatoires, des ARN messagers (molécule capable d'induire la production d'une protéase qui est une enzyme (=protéine) capable de cliver les anticorps responsable de la maladie) ou avec des nanoparticules (particules de petite taille) permettant d'induire une tolérance au traitement avec la protéase recombinante d'origine bactérienne. Ces traitements sont bien tolérés sans aucun dommage chez la souris (résultats obtenus au laboratoire). L'objectif est d'évaluer l'action de ces traitements sur les anticorps circulants, sur les dépôts rénauxd'anticorps, l'inflammation tissulaire rénale et sur la protéinurie.

Bénéfices attendus

La néphropathie (ou maladie de Berger) est l'une des premières causes d'insuffisance rénale en France et dans le monde. Cette maladie est causée par une accumulation anormale d'anticorps dans les reins. Il n'existe actuellement pas de traitement spécifique de cette maladie, les patients n'ont que des traitements de suppléance (dialyse, greffe). Le développement d'un traitement pourrait éliminer la cause de la maladie et ainsi pouvoir proposer un traitement curatif. Les traitements proposés chez les souris qui développent la maladie seront une étape pré-clinique cruciale avant le passage à l'homme pour des essais cliniques.

Procédures

Afin d'évaluer le traitement de la maladie par les anticorps anti-inflammatoires : les souris seront soumises à des prélèvements sanguins au niveau de la veine de la joue (deux fois par mois). Des prélèvements d'urines (2 fois par mois) les prélèvements seront faits sur animaux non anesthésiés, lors de l'immobilisation de la souris, le jet d'urine est en général spontanée . Des injections d'anticorps par voie intraveineuse (une fois par semaine pendant 1 mois) seront faites principalement par la veine caudale qui est située sur la queue de l'animal. Le gavage par une sonde gastrique (1 fois par mois pendant 1 mois). Afin d'évaluer le traitement de la maladie par les ARNmessagers (ARNm) : les souris seront soumises à des injections d'ARNm (une molécule retrouvée dans toutes les cellules qui sera traduite en protéine) principalement par la veine caudale (veine sur la queue) une fois par semaine pendant un mois puis une fois par mois pendant 6 mois. Les prélèvements de sang (au niveau de la veine de la joue) se feront à J0 puis une fois par mois pendant 6 mois, en même temps que les urines. Afin d'évaluer la traitement de la maladie par les nanoparticules : les souris seront soumises à des injections par voie intraveineuse (veine de la queue) 3 fois pendant 1 mois puis à des prélèvements sanguins et d'urines à J0, J1 et J7. De plus, une fois la dose et la voie optimale de traitement déterminée pour les anticorps et l'ARNm, une biopsie rénale sera faite, ce qui consite à prelever un petit fragment de tissu rénal (1mm) sous anesthésie générale avant traitement sur un petit groupe de souris afin de confirmer définitivement l'efficacité du traitement à la dose optimale.

Impact sur les animaux

Les traitements donnés sont très bien tolérés et bénéfiques pour cette maladie de Berger. Les seules nuisances attendues sont celles liées à la biopsie rénale, aux injections intraveineuse des produits, au gavage et aux prélèvements de sanguins et d'urines. Ceux-ci pourraient occasionner un stress et un inconfort pour la souris de courte durée lors de la contention et de l'injection et de quelques jours pour la biopsie. Il n'y a pas de nuisances lié à la maladie de Berger.

Devenir

A l'issue de chaque traitement, les animaux seront euthanasiés et des analyses complementaires post mortem seront réalisées au niveau des reins afin d'évaluer l'inflammation rénale.

Remplacement

A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative pour modéliser la réponse d'un organe en entier dans le cas du developpement de la nephropathie. Le travail à l'échelle de l'organisme en entier est nécessaire, compte tenu de la complexité physiologique de la réponse inflammatoire et de la fonction rénale. Il est indispensable de travailler sur l'organisme entier, vivant et proche de l'homme pour pouvoir ensuite envisager un traitement curatif chez l'homme.

Réduction

Nous avons estimé qu'il faudra 6 animaux par groupe afin obtenir des résultats statistiquement exploitables et mener à bien notre projet. En effet, nos expériences précèdentes nous ont permis de préciser ce nombre d'animaux nécessaire.

Raffinement

Dans le but de répondre à la loi des 3R (Raffiner) et dans un souci de bien-être animal de l'enrichissement (coton, Kraft, tunnels) sera mis en place pour les animaux tout au long de l'expérience pour que les animaux puissent faire des nids. Les souris sont placées sur des portoirs ventilés par groupe de 5 individus. L'environnement , la nourriture et l'eau sont contrôlées tous les jours par le personnel technique. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs ont été définis pour anticiper toute douleur ou angoisse infligée aux animaux. Les gestes experimentaux seront effectués par une personne compétente. Les animaux seront suivis quotidiennement par le personnel de zootechnie et les points limites seront surveillés 1 fois par semaine par l'expérimentateur ( état général, comportement et pesées). Un analgésique sera administré si l'état de l'animal le nécessite et toutes les 12heures et de façon systématique pendant 3 jours après chirurgie. Si l'animal présente des points limites atteints, il sera euthanasié. A la fin des procédures tous les animaux seront euthanasiés.

Choix des espèces

La souris est un excellent modèle pour développer la maladie de Berger car elle n'exprime pas la maladie, ce qui permet après transgénese c'est à dire la fait d'incorporer des gènes humains dans son génome d'induire et d'exprimer cette maladie en question chez ces souris transgéniques. De plus, son comportement et sa génétique sont largement connus ce qui nous permet une meilleure évaluation et prise en charge de son bien-être tout au long du projet. Il est donc indispensable pour nous d'utiliser ce modèle de souris transgéniques exprimant la maladie pour évaluer l'action et l'efficacité des traitements que nous proposons. A 12 semaines d'âge car c'est à cet âge là que les souris développent la maladie rénale.