Troubles immunitaires
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies des plantes
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
Création pour l’étude de pathologies humaines d’un modèle de souris doublement humanisées, par l’introduction d’un système immunitaire humain et d’une xénogreffe de peau humaine
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Multisystémique
- Oncologie
- Système cardiaque
- Système immunitaire
- Système urogénital
Irradiées, puis greffées avec des cellules souches humaines, puis opérées trente minutes pour recevoir un fragment de peau humaine dans le dos, 1 263 souris portent ensuite des bandages pendant sept jours. Elles sont enfin infectées par des méningocoques en injection intraveineuse, ce qui déclenche une septicémie : 960 d'entre elles subissent des procédures d'un niveau de souffrance sévère, les 303 autres un niveau modéré. Profondément immunodéficientes par construction, elles sont décrites par le porteur comme "très sensibles aux infections", et l'irradiation peut provoquer des tumeurs à long terme. Toutes seront tuées, aucune ne pouvant être réutilisée, replacée ni adoptée après avoir reçu des cellules humaines et une infection.
Objectifs
L’étude in-vivo des infections invasives à méningocoques nécessite un modèle murin basé sur la greffe d’un morceau de peau humaine sur le dos de souris du fait de la spécificité de la bactérie pour les vaisseaux humains. Lors de la prise du greffon, les micro-vaisseaux humains contenus dans la peau humaine vont se connecter au réseau vasculaire murin. Ainsi, lorsque l’on injecte des bactéries aux animaux, celles-ci vont se fixer sur la paroi des vaisseaux humains du greffon, se multiplier et induire des lésions vasculaires importantes comme dans la pathologie humaine. Toutefois, une limite majeure de ce modèle est qu’il utilise des souris immunodéficientes, qui sont donc incapable de reproduire la réponse immunitaire complète qui se met en place chez l’Homme. L’objectif de ce projet est donc de développer un modèle hybride combinant l’humanisation du système immunitaire et la présence d’un greffon de peau humaine. Des modèles murins disposant d’un système immunitaire constitué de cellules humaines existent déjà. Leur combinaison avec le modèle de greffe de peau humaine permettrait d’améliorer la compréhension de la pathologie infectieuse et des mécanismes qu’elle implique. De plus, ce modèle pourra être utilisé par la suite pour d’autres applications dans lesquelles la communication entre la peau ou les vaisseaux sanguins humains et le système immunitaire et essentiels. On peut par exemple penser à des maladies auto-immunes cutanées.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à obtenir un nouveau modèle animal, qui permettra de caractériser et comprendre les mécanismes d'infection bactérienne ayant une spécificité d’espèce pour l’humain. Il permettra aussi l’étude du rôle du système immunitaire dans ces pathologies et de manière général au niveau de la peau. En effet, la réponse immunitaire lors d’une infection bactérienne joue un rôle dans le contrôle de la progression de la pathologie. Comprendre ces mécanismes d’action constitue une étape essentielle dans l’amélioration de la prise en charge et le traitement des patients au niveau clinique. De plus la présence du système immunitaire humain permettra le développement et l’évaluation de vaccins dans un contexte très proche de la pathologie humaine. Les modèles animaux reproduisant fidèlement la situation humaine sont rares. Ce nouveau et unique modèle murin permettra également de réduire l’utilisation de modèle primate non humain pour l’étude de ces pathologies humaines.
Procédures
Les procédures expérimentales décrites prévoient les interventions suivantes: - irradiation (durée environ 5min, une fois par vie) - prélèvements sanguins sur souris vigile en contention à la main (durée : quelques secondes, fréquence d’un prélèvement tous les 15 jours au maximum) - Injection de cellules (quelques secondes, une fois par vie) - anesthésie chimique et greffe de peau sur le dos par chirurgie (environ 30min, une fois par vie) - port de bandages en période post opératoire (pendant 7 jours, une fois par vie) - infection par des bactérie par injection intraveineuse sur souris vigile dans un tube de contention (infection de 3, 6 ou 16h, une fois par vie)
Impact sur les animaux
Le degré́ de gravité des procédures est considéré́ comme modéré (injections et chirurgie) ou sévère (infection bactérienne systémique). Ainsi, plusieurs effets indésirables sont attendus lors des procédures expérimentales présentes dans ce projet : • Du fait de leur degré d’immunodéficience, ces animaux sont très sensibles aux infections. • L’irradiation des animaux peut causer de potentiels effets néfastes à long terme tels que le développement de tumeurs. Cependant, cette procédure est appliquée depuis de nombreuses années dans le laboratoire et il n’a été constaté des signes cliniques de ces effets néfastes que dans une minorité (5 mois). • La piqure de l’aiguille lors des injections pourra entrainer une douleur faible et de courte durée (quelques secondes) • L’excision d’une petite partie de la peau du dos pour la remplacer par de la peau humaine entrainera une douleur modérée pendant quelques jours. Cette douleur sera contrôlée par l’utilisation d’analgésiques pendant et après la procédure chirurgicale. • La présence de bandages maintenus pendant 7 jours pour protéger le greffon et favoriser sa prise entraineront une gêne et une mobilité réduite. • Lors des expériences d’infection, les animaux infectés développent une septicémie entrainant progressivement une baisse de leur activité (0-6h post-infection) allant jusqu’à leur prostration (6h-16h post-infection) et la survenue du décès de l’animal (>16h post-infection).
Devenir
A la fin de ces procédures expérimentales, les animaux seront mis à mort pour l’analyse et la caractérisation de la physiopathologie et la réponse immunitaire induite. Tous les animaux seront mis à mort car ils ne peuvent être ni être réutilisés, ni replacés, ni adoptés : ils seront greffés avec des cellules humaines, voire infectés.
Remplacement
Ce projet vise à l’établissement d’un modèle expérimental récapitulant l’ensemble des mécanismes induits par une inflammation (bactérienne, virale, auto-immune) au niveau de la peau ou des vaisseaux sanguins humains. Si des études sur des cellules en culture ou des organes sur puce permettent d’obtenir des informations sur les mécanismes mis en œuvre dans la pathologie, il est encore impossible de reproduire in vitro la complexité de l’organisme et le rôle du système immunitaire. Un modèle murin humanisé peut fournir ce niveau d’information et représente donc un modèle de choix. Par ailleurs, il permet une alternative aux modèles historiques d’études des infections humaines que sont les primates non-humains. En proposant comme alternative la souris humanisée pour le système immunitaire et la peau, nous appliquons de manière relative le principe de remplacement en écartant l’utilisation de primates non-humains.
Réduction
Afin de réduire le nombre de souris nécessaires, notre projet utilisera des mâles et des femelles. La répartition des animaux sera faite grâce à un outil statistique afin de créer des groupes expérimentaux homogènes. Le nombre de souris à utiliser a été calculé pour obéir aux minima nécessaires à des analyses statistiques valides, condition nécessaire pour une interprétation biologique des résultats. Les comparaisons entre les groupes expérimentaux seront réalisées et l’effectif des groupes expérimentaux a été déterminé avec l’aide de biostatisticiens. Cela permettra d’utiliser le nombre d’animaux minimum et adapté. Notre expérience sur les procédures mises en œuvre nous a aidé à établir en amont un plan d’étude adapté aux objectifs du projet. Elle nous permet également une optimisation des expériences et une limitation des variabilités inter-individuelles liées au modèle.
Raffinement
L’utilisation d’analgésiques et d’antalgiques lors de la majorité́ des procédures permet de réduire le stress et la souffrance éventuelle des animaux. De façon générale, les soins post-opératoires tels que des pansements, du gel oculaire, une réhydratation par voie sous-cutanée, une alimentation hydratante et un suivi régulier des animaux sont inclus dans nos protocoles. De manière plus spécifique concernant la procédure de greffe de peau humaine, les animaux sont prémédiqués avec l’injection d’antalgiques. La chirurgie est réalisée sur un tapis chauffant (37°C), sur des animaux anesthésiés. Avant d’être placés en cage de réveil (cage propre placée sous une lampe chauffante), les animaux greffés sont réhydratés. Un gel de réhydratation est placé dans la cage pour favoriser leur récupération. Un traitement antalgique est fourni aux animaux pendant 5 jours après la chirurgie en supplémentant les gels de réhydratation avec une solution buvable. Si des signes de souffrance persistent 3 jours après la chirurgie (poils hérissés, changements d’expressions faciales, abattement, perte d’activité, perte d’embonpoint…), les animaux sont mis à mort. Durant les 3 premiers jours suivant la chirurgie, une évaluation quotidienne des animaux permettra de détecter des signes éventuels de souffrance et de vérifier l’intégrité des bandages protégeant le greffon. Si l’animal a détérioré son bandage sans léser le greffon, le bandage est refait sous anesthésie. Si l’animal a détérioré son bandage et lésé le greffon de peau humaine, l’animal est mis à mort. Dans le cas des animaux infectés, les cages contiennent systématiquement un dôme, du coton, du gel de réhydratation et la cage est chauffé à l’aide de chaufferettes pour aider au maintien de la température corporelle des animaux.
Choix des espèces
Les souris sont des animaux de petite taille permettant une manipulation aisée et leur cout est relativement faible. Leur système vasculaire est proche du système vasculaire humain, ce qui permet l’interconnexion des deux réseaux lors de la greffe de peau. De plus, il est possible d’utiliser l’ingénierie génétique pour permettre la génération de souches profondément immunodéficientes, ce qui est la condition sine qua non à une prise de xénogreffe immunitaire humaine efficace et prolongée. Les souris humanisées pour le système immunitaire sont générées par injection de cellules souches humaines dans des souriceaux nouveau-nés (
Evaluation de nouvelles thérapies immuno-modulatrices via des modèles de transfert de cellules immunitaires humaines ou murines chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
5 975 souris vont être utilisées, toutes tuées pour prélèvement d'organes, chacune pouvant recevoir jusqu'à quatre administrations par semaine pendant huit semaines, trois prises de sang et dix séances d'imagerie sous anesthésie. 2 180 d'entre elles subissent des procédures classées sévères, 3 270 modérées, 525 légères. Elles sont irradiées ou traitées chimiquement, puis greffées de cellules immunitaires humaines qui attaquent leurs propres tissus et provoquent une inflammation de la peau, du foie et du système digestif, une perte de poids et une baisse d'activité environ trois semaines après la transplantation. Le porteur annonce des traitements plus efficaces des maladies auto-immunes et une aide à l'obtention d'autorisations de mise sur le marché, et affirme que les cultures cellulaires ne peuvent pas reproduire la complexité d'un "organisme entier".
Objectifs
Les maladies auto-immunes touchent environ 5 à 8 % de la population mondiale et sont de plus en plus fréquentes. Des exemples de ces maladies incluent le diabète de type 1, la sclérose en plaques, le lupus et la polyarthrite rhumatoïde. Elles sont complexes et les traitements actuels ne fonctionnent pas toujours de la même manière pour tout le monde. Ce projet vise à développer de nouvelles approches pour traiter ces maladies en utilisant des modèles de souris avec des cellules humaines. Les modèles de transfert de cellules immunitaires sont très importants en recherche médicale, surtout pour étudier les maladies auto-immunes. Ils permettent de transférer des cellules immunitaires d'un donneur à une souris, ce qui aide à comprendre comment ces cellules interagissent et réagissent dans un environnement contrôlé. Les modèles de maladie du greffon contre l'hôte sont particulièrement utiles. Ils imitent les situations où les cellules immunitaires du donneur attaquent les tissus de la souris, reproduisant ainsi les mécanismes des maladies auto-immunes. Cela permet de comprendre en détail les processus inflammatoires et auto-immuns, et d'identifier les éléments clés impliqués. En utilisant ces modèles, nous pouvons tester de nouvelles thérapies pour voir si elles sont efficaces et sûres avant de les utiliser chez les humains. De plus, ils nous aident à explorer des stratégies pour rendre le système immunitaire plus tolérant, ce qui est crucial pour traiter les maladies auto-immunes. Ce projet nous aidera à mieux comprendre les mécanismes des maladies auto-immunes et à développer des traitements plus efficaces et personnalisés, offrant ainsi de nouvelles perspectives pour les patients.
Bénéfices attendus
Utiliser des modèles de souris avec des cellules immunitaires humaines est très utile pour la recherche sur les maladies auto-immunes et inflammatoires. Ces modèles recréent un environnement similaire à celui du corps humain, ce qui est essentiel pour étudier comment les cellules interagissent et comment les maladies se développent. Cela aide à créer de nouvelles stratégies de traitement. Ces modèles sont prometteurs pour mieux comprendre le système immunitaire, découvrir des traitements innovants plus rapidement et s'assurer que les thérapies sont sûres et efficaces pour les patients. Les études utilisant des techniques d'imagerie permettent d'observer les traitements en temps réel sans intervention invasive. Les données obtenues grâce à ces modèles augmentent les connaissances scientifiques sur les processus immunitaires et inflammatoires dans diverses maladies humaines. Ces résultats seront publiés et partagés avec la communauté scientifique, contribuant ainsi à l'avancement de la recherche. De plus, ces données soutiennent l'entrée des nouveaux traitements en phase d'essais cliniques et aident à obtenir les autorisations nécessaires pour leur mise sur le marché. L'imagerie pourrait également être utilisée pour le diagnostic ou le suivi des maladies.
Procédures
Administrations réalisées sur animal vigile, environ 10 secondes, réalisée au maximum 4 fois par semaine sur 4-8 semaines Prises de sang sur animal vigile, environ 15 secondes, répétées 3 fois sur 8 semaines maximum. Analyse par imagerie sur animal anesthésié : Durée : Environ 5-15 minutes par session d’imagerie sur 10 temps, au maximum.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus sont : Réaction de greffe contre l'hôte : Ce phénomène se produit lorsque les cellules immunitaires humaines attaquent les tissus de la souris, causant une inflammation et des dommages principalement à la peau, au foie et au système digestif. Cela entraîne une perte de poids et une baisse de l'activité générale environ 3 semaines après la transplantation. Perte de poids temporaire : Cela est dû à la préparation des souris par irradiation ou traitement chimique avant la greffe des cellules humaines.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés pour les prélèvements d’organes nécessaires à l’atteinte des objectifs de l’étude.
Remplacement
Utiliser des modèles de souris avec des cellules immunitaires humaines ou de souris est essentiel pour développer et tester de nouveaux traitements pour les maladies inflammatoires et auto-immunes. Ces modèles recréent un environnement immunitaire dans les souris, ce qui permet d'étudier les interactions cellulaires et les mécanismes des maladies auto-immunes de manière unique. Les souris immunodéficientes utilisées pour ces transferts surmontent les limites des modèles traditionnels, offrant un système plus pertinent pour la recherche. Bien que des méthodes alternatives en laboratoire (in vitro) et par simulation informatique (in silico) soient explorées, elles ont des limites importantes. Les tests en laboratoire, comme les cultures cellulaires, permettent d'étudier les réponses cellulaires dans un environnement contrôlé, mais ne peuvent pas reproduire la complexité d'un organisme entier. Par exemple, les cultures de cellules immunitaires, comme les globules blancs, peuvent fournir des informations sur les réponses immunitaires spécifiques, mais ne peuvent pas simuler les interactions dynamiques dans le corps. Les modèles informatiques, qui utilisent des simulations pour prédire les réponses biologiques, sont également limités par la complexité des systèmes biologiques et la qualité des données disponibles. Bien qu'ils soient utiles pour générer des hypothèses et réduire le nombre d'expériences animales nécessaires, ils ne peuvent pas remplacer les études sur des organismes vivants en raison de leur incapacité à capturer toutes les variables biologiques et environnementales. La complexité des interactions immunitaires dans les maladies inflammatoires et auto-immunes nécessite encore l'utilisation de modèles animaux pour obtenir des données pertinentes et applicables à l'humain. Les modèles de souris permettent de recréer un environnement immunitaire humain, indispensable pour évaluer l'efficacité et la sécurité des nouveaux traitements.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés est basé sur des publications scientifiques et optimisé par un biostatisticien en fonction des objectifs de l’étude. Des méthodes statistiques sont appliquées pour minimiser le nombre d’animaux tout en obtenant des résultats fiables et en réduisant les biais expérimentaux. Seules les molécules ayant montré en amont une activité anti-inflammatoire in vitro sont testées sur les animaux (in vivo). L’utilisation de techniques précises comme la cytométrie en flux, l’analyse de biomarqueurs, l’histologie et l’imagerie permettra d’obtenir des données détaillées à partir de petits échantillons. De plus, on pourra avoir un suivi non invasif et multiparamétrique des animaux pour mesurer la distribution des composés et l’évolution de la réponse inflammatoire, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires. Les modèles décrits dans ce projet sont choisis pour leur pertinence clinique, réduisant ainsi le besoin de tests supplémentaires sur d’autres animaux.
Raffinement
Les souris sont hébergées par groupe de 5 souris maximum par cage. Nous utiliserons également une litière adaptée (douceet un enrichissement qui favorise l’expression des comportements normaux de la souris ( abri, enfouissement, nidification…). Les souris immunodéficientes sont hebergées en conditions stériles dans des rack ventilés afin d’éviter tout risque d’infection. Les techniques de manipulation douce, telles que l’utilisation de tunnels et la préhension dans le creux des mains, sont mises en œuvre pour réduire le stress et l’angoisse des animaux. Un apport nutritif pourra être mis en place 1 semaine avant le début de l’étude pour faciliter l’accès des animaux. Les animaux pourront être hébergés dans des cages spéciales capables de détecter 24h/24 toute anomalie dans l’activité des animaux (hypoactivité ou hyperactivité ou stéréotypies) permettant de mettre en place très rapidement les actions pour la prise en charge vétérinaire. Les études sont encadrées par des recommandations internes et validées par la structure du bien-être animal relatives à l’utilisation des animaux (hébergement, soins, manipulation, expérimentations) et ayant pour objectif de prévenir toute douleur ou détresse chez l’animal. Une grille de score a été mise en place afin de permettre la définition et l’application de points limites, généraux et spécifiques à la procédure, une fréquence accrue des observations et ainsi intervenir de manière anticipée pour éviter toute douleur ou dommages pour les animaux au-delà de la classe de gravité définie pour la procédure. Les protocoles expérimentaux seront continuellement améliorés pour minimiser la douleur et le stress des animaux.
Choix des espèces
La souris est le modèle de choix en pharmacologie. Elles partagent une grande partie de leur génome avec les humains, permettant de modéliser les maladies humaines et d'étudier les effets des médicaments. Leur petite taille et leur cycle de reproduction rapide facilitent les études à long terme et les expériences génétiques. Les souris, étant des mammifères, ont des systèmes biologiques comparables à ceux des humains, rendant les résultats plus pertinents. Les souris adultes (à partir de 8 semaines d’âge) sont utilisées dans ce projet pour mimer la pathologie chez les patients adultes car l’immunité varie fortement en fonction de l’âge. De plus le système immunitaire est complètement mature à partir de 6 semaines d’âge chez la souris.
Etude du rôle de l’hepcidine et de la voie JAK-STAT dans l’arthrite et de leurs implications dans la réponse thérapeutique
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système immunitaire
Pour mesurer le rôle d'une hormone du métabolisme du fer dans l'arthrite, 400 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. 320 d'entre elles reçoivent deux injections dans l'abdomen à 72 heures d'intervalle qui déclenchent une arthrite, 70 sont gavées deux fois par jour pendant dix jours. Le porteur décrit une inflammation et des douleurs articulaires du septième au onzième jour, terme du protocole, puis un prélèvement de sang par ponction dans le cœur sous anesthésie avant la mise à mort. Il indique qu'une perte de poids supérieure à 20 % arrête l'expérimentation et déclenche la mise à mort des souris concernées.
Objectifs
La polyarthrite rhumatoïde (PR) est une maladie auto-immune chronique touchant 0,5 à 1% de la population. Cette pathologie dépend du développement d’auto-anticorps et d’un recrutement de cellules inflammatoires dans les articulations, menant à une destruction des os et du cartilage. Des molécules activées par l'inflammation perturbent le métabolisme du fer en régulant l’expression de l’hepcidine. L’hepcidine est un petit peptide circulant, il réduit le fer sanguin en inhibant son absorption par l’intestin et sa libération des tissus de stockage. L’hepcidine est principalement exprimée par le foie, mais des études ont montré une synthèse extra-hépatique de l’hepcidine dans plusieurs organes périphériques. Dans un contexte inflammatoire, l’hepcidine aurait un rôle délétère dans ces tissus puisque localement, elle peut augmenter la rétention du fer toxique et accentuer l’inflammation. En effet, l’hepcidine est une protéine inflammatoire de phase aigue. Cependant, le rôle de l’hepcidine dans la PR, reste à ce jour non élucidé. L’équipe a montré que l’hepcidine est produite au niveau de l’articulation de manière significativement supérieure chez des patients atteints d’arthrite comparés à ceux atteints d’arthrose (maladie articulaire non inflammatoire). Des inhibiteurs d'une des voies de régulation importante de l’hepcidine représentent une nouvelle classe thérapeutique capable de cibler l’inflammation des patients atteints d’arthrite. Ainsi nos objectifs dans ce projet sont d’évaluer d’une part l’implication de l’hepcidine locale dans l’exacerbation de l’inflammation et dans les mécanismes de destruction ostéo-articulaire, et d’autre part, d’évaluer ses consequences sur le métabolisme du fer et sur le développement de la pathologie dans un modèle murin d’arthrite.
Bénéfices attendus
La polyarthrite rhumatoïde est une maladie inflammatoire touchant les articulations qui affecte actuellement en France 0.5 à 1% de la population, ce qui représente plus de 300 000 personnes. De ce fait, une meilleure compréhension de cette pathologie et le développement de traitements ciblés représentent un enjeu de santé publique majeur. Nos données récentes chez les patients ont montré que l’hepcidine, un peptide qui régule le métabolisme du fer, était présente au niveau de l’articulation en conditions d’arthrite et qu’elle pouvait jouer un rôle important dans la pathologie. Ce projet permettra d’apporter de nombreuses connaissances sur le métabolisme du fer local dans la polyarthrite rhumatoïde, un domaine non étudié à ce jour. Parmi les derniers traitements développés, le filgotinib montre des résultats encourageants chez les patients atteints de polyarthrite rhumatoïde modérée à sévère. Ce projet nous permettra d’apporter plus de connaissances concernant les mécanismes d’action de ce traitement dans la polyarthrite rhumatoïde. De plus nous apporterons des résultats sur l’impact de ce traitement sur le métabolisme du fer qui intervient dans de nombreux processus physiologiques.
Procédures
320 animaux subiront 2 injections intrapéritonéales réalisées à 72h d’intervalle. Ce geste, rapide (quelques millisecondes à quelques secondes) et indolore pour les animaux, sera réalisé sur animaux vigiles. 70 animaux seront soumis à des gavages deux fois par jour pendant 10 jours (de J0 à J9). Cette technique réalisée en quelques secondes sera réalisée par des personnes expérimentées sur animaux vigiles. L’ensemble des souris subiront également un prélèvement sanguin intracardiaque (quelques secondes) réalisé sous anesthésie avant leur mort.
Impact sur les animaux
Les animaux qui développeront une arthrite peuvent subir une inflammation et des douleurs articulaires à partir de la mise en place de la pathologie (J7) jusqu’à la fin du protocole expérimental (J11).
Devenir
Notre projet nécessite la récupération de prélèvements moléculaires, cellulaires et tissulaires, ce qui ne nous permet pas de garder les animaux en vie après prélèvements. De plus le projet ne nécessite pas de faire une cinétique sur nos animaux. De ce fait, tous les animaux seront mis à mort à l’issue de chaque procédure expérimentale.
Remplacement
Notre projet repose sur des études préliminaires réalisées in vitro ayant montré que l’arthrite modulait le métabolisme du fer et que ce dernier avait un impact sur la pathologie. La polyarthrite rhumatoïde étant un système complexe impliquant de nombreux partenaires cellulaires, les études in vitro ne permettent pas de représenter l’ensemble de la pathologie. De ce fait, le modèle in vivo reste le meilleur modèle permettant d’étudier la polyarthrite rhumatoïde dans le cadre de notre projet. Nos résultats in vitro nous permettent de justifier l’intérêt scientifique de notre projet dans un système concret qu’est le système in vivo.
Réduction
Notre projet a été pensé afin de réduire au maximum le nombre d’animaux. Sur un même animal, nous réaliserons des analyses anatomiques (histologie des articulations), cellulaires (analyse des cellules articulaires et circulantes), et moléculaires (dosages). Les techniques utilisées dans notre projet sont des techniques que nous maitrisons et que nous réalisons régulièrement au laboratoire. Les analyses statistiques seront effectuées à l’aide d'un logiciel adapté. Des tests statistiques pertinents seront utilisés.
Raffinement
Notre projet a été conçu afin de limiter le mal-être des animaux. Afin de réduire au maximum les douleurs et l’inconfort des animaux, notre étude sera conduite par un expérimentateur formé à l’expérimentation animale. Afin de limiter le stress des animaux, les souris seront acclimatées pendant une semaine suite à leur arrivée dans la zootechnie et avant de débuter l’expérimentation. De plus, elles seront hébergées avec d’autres souris tout au long du protocole (5 souris par cage) dans des cages d’une superficie de 500 cm2 à 20-24°C et 30-50% d’hygrométrie, en portoirs ventilés, avec une alternance jour/nuit de 12h/12h. La nourriture et l’eau de boisson seront fournies ad libitum. Des objets enrichissants seront disposés dans chaque cage pour limiter le stress des animaux. Notre projet nécessite un suivi quotidien du développement de la maladie chez les animaux. De ce fait, nous observerons attentivement les animaux de manière quotidienne et si ces derniers présentent des altérations physiques, des signes de douleur et/ou des comportements anormaux (flan creusé, dos voûté, poils sales, perte de poids, déshydratation, agressivité, prostration…), un analgésique sera administré si necessaire et si cela n’améliore pas leur état ou si une perte de poids de plus de 20% est observée, l’expérimentation sera immédiatement arrêtée et les animaux concernés seront euthanasiés. A la fin de la procédure, avant l’euthanasie des animaux, un prélèvement intracardiaque sera réalisé. Pour réduire la douleur et le stress des animaux générés par cette procédure, les animaux seront anesthésiés au préalable avec un mélange de kétamine et de xylazine.
Choix des espèces
Les modèles murins de polyarthrite rhumatoïde sont couramment utilisés pour étudier la physiopathologie de cette maladie. De plus, le choix d’utiliser des modèles murins a été conforté par le fait que nous possédons de nombreuses connaissances sur ce modèle, nous permettant un plus grand nombre d’analyses possibles. Les souris utilisées seront âgées de 7 à 8 semaines, ce qui est en conformité avec les études publiées utilisant ce modèle murin d’arthrite.
Optimisation et évaluation de l’efficacité d’une approche de thérapie cellulaire chez la souris.1/2. Amendement 1
- Recherche appliquée
- Cancers
- Troubles immunitaires
Les autorités réglementaires exigent des données pharmacologiques avant tout essai clinique, et c'est ce qui conduit à utiliser 1 048 souris, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une irradiation sur animal vigile, des injections dans le sinus orbital sous anesthésie, dans la veine caudale en tube de contention et dans le péritoine, un gavage quotidien pendant trois semaines, et pour 400 d'entre elles une greffe de cellules tumorales sous la peau suivie de mesures au pied à coulisse trois fois par semaine. La mise à mort sert à prélever les organes. Le porteur affirme que ces études précliniques "ne peuvent pas être substituées ou mimés in vitro", et décrit le système immuno-hématologique de la souris comme "très similaire" à celui de l'humain.
Objectifs
La greffe de cellules souches offre des perspectives de guérison aux patients atteints d’hémopathies malignes (cancer du sang) et à d'autres troubles hématologiques comme les déficits immunitaires. La transplantation avec des cellules souches peut être autologue (provenant des propres cellules du patient) ou allogénique (provenant d’un donneur sain et compatible avec le receveur). La greffe allogénique est limitée par le manque de donneurs compatibles. Lorsqu’un patient est atteint d’un cancer du sang, celui-ci subira des chimiothérapies et/ou irradiation réduisant à néant son système immunitaire avant d’être injecté par des cellules souche. Mais la durée de restauration d’un système immunitaire efficace et fonctionnel après la greffe peut aller jusqu’à deux ans. Durant cette période, le patient n’a pas d’immunité pleinement fonctionnelle et peut contracter de multiples infections représentant une des principales causes de mortalité. Nous proposons de réduire cette période de risque chez les patients en proposant une approche thérapeutique innovante pour accélérer la reconstitution d’un système immunitaire fonctionnel. De cette façon, le délai de reconstitution est réduit à 3 mois (au lieu de deux ans) permettant de réduire les durées d’hospitalisation et les risques d’infections opportunistes. Dans cette perspective, les résultats précliniques doivent être consolidés par des données pharmacologiques dans un modèle murin adulte mimant la condition clinique des patients. La souris représente un modèle pertinent pour l’étude. Ces souris nécessitent un conditionnement par chimiothérapie et/ou irradiation comparable à ceux utilisés chez les patients avant d’être greffés. Ces souris représentent un modèle indispensable afin de tester in vivo les stratégies thérapeutiques proposées dans des conditions similaires à celles utilisées chez les patients. Il s’agit d’une étape indispensable à l’application de nouvelles stratégies innovantes dans les protocoles cliniques. Le projet se déroulera sur deux EU différentes.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet permettront de valider et de justifier la mise en place d'une stratégie thérapeutique utilisant l’injection de cellules immunitaires pour lutter contre les cancers du sang. L’acquisition de ces données est indispensable au développement de cette thérapie innovante, à fort potentiel translationnel. De plus, les études de régénération d’un thymus chez les souris âgées peuvent ouvrir la voie à une nouvelle perspective thérapeutique chez les patients souffrant de complications liées au processus de vieillissement, au SIDA, ou aux radiations dues à une catastrophe nucléaire. En effet, dans tous les cas cités, les personnes sont susceptibles de perdre leurs systèmes immunitaires et l’approche thérapeutique proposée permettrait de régénérer de façon rapide et efficace une défense immunitaire fonctionnelle. AMENDEMENT : Ce projet permettra de mieux comprendre le rôle des progéniteurs lymphoïdes qui pourront avoir un éventuel effet antitumoral.
Procédures
Les interventions se limiteront à : 1. Irradiation : L’irradiation durera moins de 5 minutes sur les animaux vigiles. 48 souris seront irradiées 1 fois (EU1). 2. Une seule injection intraveineuse dans le sinus orbitale gauche et/ou droit sous anesthésie générale. L’injection durera 1 minute / animal sur 128 souris (EU1) 3. Une injection intraveineuse dans la veine caudale de la queue des souris vigiles maintenues dans un tube de contention. L’injection durera
Impact sur les animaux
De façon général, les médicaments de chimiothérapies et/ou irradiation peuvent occasionner chez l'animal des symptômes cliniques de type amaigrissement et anémie. Les injections peuvent provoquer une légère douleur localisée et un stress nécessitant une anesthésie générale au préalable. Le gavage peut provoquer un stress et une douleur au niveau de l’œsophage chez l’animal. AMENDEMENT : L’injection sous-cutanée de tumeurs peut entrainer un stress ou une douleur de courte durée chez les animaux. La croissance tumorale peut occasionner un stress, une gêne ou des douleurs aux animaux. La manipulation des souris pour mesurer les tumeurs à l’aide d’un pied à coulisse peut également induire un stress chez les animaux. Le transport entre les deux animaleries peut également engendrer un stress.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort en fin d'expérience pour le prélèvement et l’analyse des organes nous permettant de conclure sur l'efficacité du traitement.
Remplacement
Des études de différenciation in vitro ont été réalisées afin d’optimiser les conditions de préparation des cellules à injecter et de s’assurer de leur potentiel à donner des cellules fonctionelles. Les expériences chez l’animal interviennent donc au terme d’un long processus expérimental de mises au point. Les études précliniques de pharmacologie (mode d’administration, effet dose-réponse, efficacité de colonisation du thymus âgés) sont demandées par les autorités règlementaires avant les essais cliniques et ne peuvent pas être substituées ou mimés in vitro.
Réduction
La méthode de chimiothérapie et/ou irradiation la plus adaptée sera préalablement choisie avant les études de dose réponse. Ces études permettront de choisir une condition de greffe optimale et ainsi de diminuer les échecs de greffe. Le modèle animal choisi et le plan expérimental sont inspirés de plusieurs études similaires très bien documentées dans la littérature. Cela confirme la pertinence du modèle expérimental et renforce la validité de nos hypothèses évitant des étapes intermédiaires de mise au point chez l’animal. Le nombre d’animaux par groupe dans les différentes procédures a été calculé selon une méthode fiable et très utilisée dans la littérature permettant de fournir des données statistiquement exploitables. Les expérimentations seront regroupées au maximum et dans la mesure de la faisabilité technique, afin de réduire le nombre d'animaux contrôles. Une partie des animaux pourra ne pas être utilisée en fonction des résultats obtenus pour permettre l’ajustement de la dose des traitements (168 souris potentielles). AMENDEMENT : L’utilisation de l’imagerie permet une surveillance non invasive de la croissance tumorale en évitant la mise à mort sequentielle d’animaux.
Raffinement
Tout au long de l’étude, les animaux seront hébergés dans des cages enrichies à l’aide de coton de nidification et de rouleaux en carton pour favoriser les cachettes et le jeu. Le nombre de souris sera limiter à 5 animaux par cage. Afin d'améliorer le bien-être animal au cours de l'étude, les besoins physiologiques des animaux seront respectés. La mise à mort sera précédée par une anesthésie générale pour éviter le stress et la souffrance. Nous n’attendons aucun phénotype dommageable ou souffrance à l’issue de la greffe des cellules immunitaires au sinus retro-orbital chez les animaux greffés. Toute chimiothérapie et/ou irradiation sera suivie rapidement par une greffe de cellules et toute manifestation de signes de douleur sera scrutée selon les critères de définition des points limites de la présente étude. En cas de signe de souffrance et selon les résultats de la grille préétablie, le personnel qualifié et le responsable scientifique de l’étude pourront décider de l'arrêt de l'expérimentation et de la mise à mort de l'animal. AMENDEMENT : Des points limites ont été établis, entrainant la mise à mort anticipée de l’animal si nécessaire. Lors du transfert, les souris seront transférées dans des boites de transport avec de l’enrichissement et de la nourriture, les 2 établissements étant sur le même palier. Des mesures analgésiques adaptées seront mises en œuvre avec le vétérinaire pour limiter la douleur.
Choix des espèces
La souris Mus musculus a été choisie car c’est un excellent modèle pour étudier le développement du systéme immunitaire. En effet, le système immuno-hématologique murin est très similaire au système humain dans sa fonctionnalité et son développement permettant une extrapolation des résultats obtenus. Cette espèce est facile à élever en animalerie et présente une grande homogénéité génotypique. Souris adultes de 6 à 12 semaines (et souris adultes âgées de plus de 9 mois) car il est nécessaire que le système immunitaire soit mature pour étudier son développement.
Comorbidités des rhumatismes inflammatoires chroniques : physiopathologie et traitements.
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
- Système respiratoire
Rats : 1750
1 750 rats et 750 souris vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 1 650 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Une arthrite leur est provoquée, avec érythème et gonflement des pattes, perte de poids, écoulements des yeux et du nez, mobilité réduite et vocalises que le porteur lit comme les signes d'un état de souffrance plus marqué. S'y ajoutent, selon les groupes, une marche rapide de trente minutes par jour sur tapis roulant pendant plusieurs semaines, des séances de rotarod, un spray froid appliqué sur les pattes, des gavages et un cathétérisme de la carotide sous anesthésie suivi de la mise à mort. Le projet porte sur les maladies concomitantes de la polyarthrite rhumatoïde, et le porteur justifie l'usage de deux espèces par le fait que les cultures cellulaires, les organoïdes et les approches in silico ne permettraient pas d'évaluer l'influence du sexe biologique, qu'il juge "indispensable" à la valeur prédictive des résultats.
Objectifs
Notre projet est un projet de recherche fondamentale, préclinique, qui vise à identifier des nouveaux traitements pour les patients atteints de rhumatismes inflammatoires chroniques (RIC). Ces maladies, dont les plus fréquentes sont la polyarthrite rhumatoïde et les spondyloarthrites, sont des maladies inflammatoires causées par un dérèglement du système immunitaire. Les patients souffrent de douleurs et de déformations de leurs articulations qui entraînent un handicap et a des conséquences socio-professionnelles importantes. Il est moins connu que ces patients développent également des pathologies concomitantes à leur maladie rhumatismale (comorbidités), qui réduisent l’espérance de vie, telles les comorbidités cardiovasculaires (infarctus du myocarde, accident vasculaire cérébral, insuffisance cardiaque) ou altèrent encore plus leur qualité de vie, comme les comorbidités cognitives (troubles de la mémoire, dépression) et les comorbidités intestinales (inflammation intestinale). Alors que beaucoup de données scientifiques sont disponibles sur les mécanismes et traitements du problème articulaire de ces patients, très peu d’études ont été consacrées à la prise en charge spécifique de ces comorbidités. Les effets des traitements antirhumatismaux sur ces comorbidités sont inconnus ou controversés, et aucun traitement spécifique de ces comorbidités n’a été pour l’instant identifié. Pour ces raisons, ce projet a pour objectif de comprendre les mécanismes impliqués dans les comorbidités associées aux RIC et d’identifier d’autres options thérapeutiques innovantes. Il mettra en œuvre plusieurs modèles animaux d’arthrite, chez le Rat ou la Souris, qui sont complémentaires les uns des autres vis-à-vis des comorbidités à étudier. Sur la base des données de la littérature, et selon les mécanismes que nous aurons identifiés, différentes approches thérapeutiques seront évaluées chez les animaux souffrant d’arthrite : approches médicamenteuses (voie orale ou voie injectable) et approches non médicamenteuses (cryothérapie appliquée sur les pattes, ou activité physique à un temps de l’arthrite compatible avec cette pratique). Il est attendu que toutes les approches qui seront testées n’aient soit pas d’effet aggravant de l’arthrite, soit réduisent l’intensité de l’inflammation articulaire.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet permettront d’envisager une meilleure prise en charge des patients atteints de rhumatismes inflammatoires chroniques, de réduire la surmortalité associée à leur maladie et d’améliorer leur qualité de vie.
Procédures
Interventions non-invasives. Cette catégorie d’intervention est réalisée soit sur un animal vigile, soit sur un animal anesthésié. Elle n’engendre pas de douleur, mais uniquement une gêne à la nouveauté de l’expérience. La durée varie selon l’intervention, voir le tableau suivant. En cas d’intervention qui demande une contention des animaux, une phase d’habituation est programmée au préalable. Par exemple : - Mesure de pression artérielle à la base de la queue : habituation, en condition vigile, quelques minutes à chaque mesure. - Marche rapide sur tapis roulant : habituation, en condition vigile, 30 minutes /jour, pendant plusieurs semaines - Rotarod (coordination sur tige tournante) : habituation, en condition vigile, 5 à 10 minutes /jour, pendant plusieurs jours - ECG : sous anesthésie gazeuse, pendant quelques minutes, le réveil s’effectue 2 à 3 minutes après l’arrêt de l’exposition à l’anesthésique Application ou administration de traitements Si le traitement est administré par voie parentérale, une douleur similaire à la douleur d’une piqûre d’une aiguille est engendrée. Autrement, les conditions d'applications dépendent du type de traitement. Par exemple : -Cryothérapie par spray froid sur les pattes après contention manuelle en condition vigile pendant quelques minutes. - Injection sous-cutanée, intra-péritonéale, intradermique après contention manuelle vigile en moins d’une minute, - Gavage après contention manuelle en condition vigile en moins d’une minute - Administration orale par eau de boisson : dans la cage, en condition vigile avec accès à volonté au biberon -Administration orale dans la nourriture : dans la cage vigile avec ccès à volonté à la mangeoire. Pour les modèles d’arthrite générant une douleur et une atteinte articulaire, un soin particulier sera apporté aux animaux lors de la manipulation. Un système de points limites définit au préalable le seuil de souffrance à ne pas dépasser. Sa détermination quotidienne permet de suivre le bien-être de l’animal et d’envisager sa mise à mort, le cas échéant. Procédures chirurgicales : cathétérisation carotidienne, mesure de la courbe pression-volume cardiaque. Ces procédures doivent respecter les aspects réglementaires définis : sous anesthésie générale, après analgésie, avec température contrôlée, et respiration vérifiée, par un expérimentateur habilité à la chirurgie expérimentale. L’animal est mis à mort à la fin de la procédure.
Impact sur les animaux
Dans la procédure 1 de gravité sévère, une perte de poids et des écoulements nasaux sont observés au moment du développement d’arthrite et associés à l’apparition d’érythème et de gonflements des pattes antérieures et postérieures. Une douleur est associée à l’arthrite, et la mobilité des animaux est réduite lors de la phase inflammatoire de la maladie. Des écoulements au niveau des yeux et l’expression de vocalises peuvent apparaitre traduisant un état de stress et de souffrance plus marqué. A une phase plus tardive, des croutes cutanées peuvent apparaitre au point d’injection au niveau de la queue. Cette procédure étant considérée « sévère » au cours des phases inflammatoires des modèles d’arthrite, un suivi journalier de points limites est appliqué pendant ces phases inflammatoires. Dans les procédures 2 et 3 de classe légère, les administrations multiples par voie sous-cutanée ou intrapéritonéale peuvent aussi engendrer un inconfort pour les animaux. Ainsi, les injections doivent se faire à différents points afin de ne pas sursolliciter une seule région. L'état des points d'injection doit être vérifié le lendemain de chaque administration.
Devenir
Notre démarche de recherche inclut des explorations fonctionnelles chez l’animal vigile ou anesthésié. Mais elle implique aussi des explorations biomoléculaires sur les tissus d’intérêt. Ainsi, à l’issue de chaque procédure nous avons besoin de collecter les organes/tissus afin de réaliser des analyses. Tous les animaux de ce projet sont donc mis à mort à l’issue des procédures.
Remplacement
L’utilisation du modèle animal est nécessaire car la compréhension de nouveaux mécanismes tissulaires/moléculaires et l’étude de nouvelles approches thérapeutiques ne peuvent pas être d’emblée réalisées chez les patients, et nécessite des explorations à des stades précliniques de la maladie, irréalisables chez le patient. Les méthodes d’analyses in vitro sur cellules ou organoïdes en culture, ou in silico, ne reproduisent pas intégralement les communications complexes inter-organes (nerveuses, endocrines, immunologiques) impliqués dans les RIC et ne permettent pas d’évaluer l’influence du sexe biologique, indispensable pour garantir la valeur prédictive des résultats chez l’humain.
Réduction
Le nombre d’animaux se base sur le nombre de modalités thérapeutiques qui seront testées, avec notamment la notion d’effet-dose pour les études pharmacologiques, le nombre requis d’animaux selon la procédure réalisée (qui tient compte de la variabilité de la technique de mesure et du test statistique utilisé), et la nécessité d’étudier la variabilité liée au sexe pour des paramètres qui n’ont jamais fait l’objet d’études antérieures de l’influence du sexe biologique en cas d’arthrite. Des effectifs plus réduits seront utilisés pour les expériences préliminaires de recherche de doses efficaces des nouveaux médicaments, ou pour l’apprentissage de techniques d’exploration fonctionnelles complexes. Dans la mesure du possible, les techniques non invasives d’évaluation de la comorbidité d’intérêt seront toujours privilégiées aux mesures invasives. Pour chaque expérience, une banque de tissus sera réalisée afin de ne pas répéter ultérieurement des expériences.
Raffinement
Un raffinement sera apporté à chaque procédure afin de limiter le stress des animaux. Les effets de l’arthrite et des traitements sur les différentes comorbidités seront évalués à l’aide de différents tests, dont certains seront réalisés chez l’animal anesthésié et analgésié. Les modèles d’arthrite pouvant générer une douleur, un soin particulier sera apporté aux animaux lors de leur manipulation, un suivi clinique sera effectué, l’accès à la nourriture sera facilité. Quotidiennement, la détermination de points limites est réalisée afin de limiter la souffrance animale, en procédant à la mise à mort de l’animal selon le niveau de souffrance atteint. Cette évaluation sera réalisée conjointement avec la structure du bien-être animal, et éventuellement après sollicitation du Vétérinaire, le cas échéant. Pour les procédures nécessitant une anesthésie de l’animal, un tapis chauffant sera utilisé pour prévenir l’hypothermie.
Choix des espèces
Nos travaux s’intéressent à deux types de maladies inflammatoires chroniques : polyarthrite rhumatoïde et spondylarthropathie. Le Rat et la Souris sont les espèces de référence pour modéliser ces pathologies et ses comorbidités. La Souris offre en plus l’avantage de créer des lignées transgéniques permettant d’étudier l’effet de l’altération ou de rajout partiel ou total d’un gène codant une protéine d’intérêt. Dans tous nos modèles, les animaux sont utilisés à l’âge adulte. Dans tous nos modèles, les animaux sont utilisés à l’âge adulte, entre 6 semaines et 5 mois.
Immunogénicité et innocuité de candidats vaccins chez le macaque
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
400 macaques à longue queue vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour 350 d'entre eux et modéré pour 50. Pendant leurs trois ans de présence sur le site, chaque animal peut recevoir jusqu'à dix vaccinations et subir de 30 à 40 prélèvements de sang ou de muqueuses, soit environ un par mois, avec rougeurs, gonflements et poussées de température au point d'injection. Le porteur affirme qu'aucune méthode in vitro ne reproduit la complexité des réponses immunitaires et conclut que le recours à l'animal de laboratoire est "indispensable", le primate permettant en outre de tester des doses humaines. Aucune mise à mort n'est programmée à l'issue du projet : 300 macaques seront réutilisés dans d'autres études et 100 envoyés vers d'autres centres, internes ou externes au groupe, dès l'âge de cinq ans, pour éviter les bagarres liées à la maturité sexuelle et renouveler la colonie.
Objectifs
Ce projet a pour objectif d’évaluer, chez le macaque, l’immunogénicité et l’innocuité de candidats vaccins développés en traitements préventifs ou thérapeutiques de maladies infectieuses. Ces candidats incluent des protéines recombinantes, des bactéries ou virus vivants atténués ou inactivés, des acides nucléiques (ARN ou ADN), des vaccins sous-unitaires de type polysaccharides, etc…. Les études d'immunogénicité permettent d'évaluer le bénéfice de nos candidats vaccins préventifs ou thérapeutiques, d'identifier les composants nécessaires à leur formulation, d'évaluer les nouvelles voies d'administration ou les nouvelles formes pharmaceutiques qui permettent d'améliorer leur performance et leur innocuité. Ces études permettent également de comprendre le mécanisme d'action des candidats vaccins. L’objectif est d’analyser dans un contexte prophylactique la réponse immune primaire, de rappel ou mémoire, ainsi que certains paramètres d’innocuité (réactogénicité locale et systémique, suivi du poids et éventuellement de la température corporelle, …). Des études de dosage de l’antigène d’intérêt peuvent être aussi nécessaires (contexte thérapeutique ou biodistribution).
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus pour ce projet sont multiples : i) sélection des antigènes ou des adjuvants constituant le candidat vaccin ii) définition de la dose humaine iii) évaluation du mécanisme d’action du candidat vaccin iv) évaluation de la performance du candidat vaccin au niveau préclinique avant les essais cliniques chez l’homme. Ainsi la découverte de nouveaux vaccins permettra de lutter contre des maladies pour lesquelles il n'existe pas de thérapies ou de prophylaxies suffisamment efficaces.
Procédures
Les études d’immunogénicité et d’innocuité chez le macaque consistent à administrer des antigènes vaccinaux, anticorps, sérums, dont la dose peut être unique ou multiple sous différentes voies d’immunisation en vue de générer des réponses immunitaires spécifiques contre un pathogène défini. Cette réponse immunitaire sera suivie grâce aux différents prélèvements réalisés sur les animaux comme des prises de sang ou des prélèvements mucosaux. Les animaux sont soumis, durant leur 3 ans de présence sur notre site à un maximum de 10 vaccinations et à un maximum de 30 à 40 prélèvements (sang ou autres), soit en moyenne un prélèvement par mois. Les injections durent moins d’une minute et les prélèvements sont inférieurs à 5 minutes (contention – prise de sang – hémostase).
Impact sur les animaux
Le degré de gravité des procédures utilisées est évalué en modéré et léger. L’administration des candidats vaccins ou thérapeutiques génère des signes cliniques légers à modéré. Seul des signes de réactogénicité locale au point d’injection avec principalement de l’érythème, voire parfois un gonflement et une induration des tissus, ou une réactogénicité systémique comme une élévation de la température corporelle pourraient être observés. Ces signes sont transitoires et disparaissent quelques jours après l’immunisation.
Devenir
Les macaques font partis de la colonie du site. Ceux-ci sont gardés et utilisés dans plusieurs études. Afin d’éviter les conflits (bagarre, morsures, …) dus à la maturité sexuelle et aussi pour permettre de renouveler la colonie, ils peuvent être envoyés dans d’autres centres internes ou externes au groupe, généralement à partir de l’âge de 5 ans. En dernier recours, en fonction de l’état de santé des animaux et en accord avec le vétérinaire désigné, l’euthanasie pourra être prévue pour les animaux le nécessitant.
Remplacement
Dans le cadre du développement de candidats vaccins, thérapeutiques ou d’anticorps la réponse immunitaire ainsi que la protection induite par de nouveaux antigènes et des candidats vaccins doivent être évaluées sur un organisme entier. A ce jour, il n'existe pas de méthodes alternatives in vitro pour reproduire la complexité des réponses immunes et évaluer les capacités d’un vaccin prophylactique ou thérapeutique à induire une réponse immunitaire. De plus, le primate est un modèle animal qui permet d'évaluer le potentiel des formulations vaccinales ou thérapeutiques à des doses humaines.Le recours à l'animal de laboratoire s'avère donc indispensable.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé est revu par nos équipes de biostatisticiens et correspond au nombre minimal d’animaux permettant d’avoir des résultats scientifiquement fiables et reproductibles. Lorsque le design du test le rend possible, un prélèvement sanguin des animaux avant la première immunisation est réalisé pour éviter l’ajout d'un groupe contrôle non immunisé.
Raffinement
Les animaux sont hébergés en groupes sociaux dans des volières contenant des dispositifs d'enrichissement structurels (tunnels, balançoires, lianes, tiges verticales, barrières visuelles), environnementaux (musique, jouets) et alimentaires (graines, fruits secs, vers de farine) conformes aux standards réglementaires. La présence de litière au sol leur permet d’avoir un comportement exploratoire. Un renforcement positif aux actes techniques courants (passage d’une volière à l’autre, passage dans une cage de transport ou dans une cage de pesée) dès leur arrivée dans nos locaux permet de diminuer le stress des manipulations. Les animaux sont suivis quotidiennement par un personnel spécifiquement formé. L'anesthésie chimique est utilisée seulement si le type de manipulation le nécessite (examen clinique à réception, actes de chirurgie, prélèvements sanguins de plus de 15 ml...)
Choix des espèces
L’immunogénicité induite par un candidat vaccin à visée prophylactique ou thérapeutique nécessite un enchainement d’étapes et implique de multiples organes et tissus. Cette succession d’évènements est difficile à reproduire in vitro, pour cette raison, le recours à l’animal est requis dans la plupart des cas. Des essais sur cellules animales ou humaines reproduisant in vitro certains compartiments du système immunitaire humain, peuvent apporter des données complémentaires mais ne peuvent totalement se substituer aux essais in vivo à ce jour.
Etude pilote sur l’utilisation d’un modèle de souris humanisées diabétiques pour la greffe d’ilots pancréatiques.
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
Vingt-et-une prises de sang par animal, à la queue et à la mâchoire, s'ajoutent à une greffe chirurgicale d'îlots pancréatiques de vingt à trente minutes. 15 souris humanisées vont être utilisées, toutes tuées pour prélever leur foie, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Un diabète leur est provoqué par deux injections avant la greffe, et le porteur retient parmi les risques une mauvaise cicatrisation, un saignement ou une infection du site greffé. Cette étude pilote sur quinze animaux doit poser les bases d'une thérapie cellulaire "virtuellement sans limitation" pour le diabète de type 1, perspective renvoyée à des travaux ultérieurs.
Objectifs
Le diabète de type 1 est une maladie où le système immunitaire attaque par erreur les cellules du pancréas qui produisent l’insuline, une hormone essentielle pour réguler le sucre dans le sang. Cela entraîne un manque d’insuline et une augmentation du taux de sucre dans le sang (hyperglycémie). Pour traiter cette maladie, les patients reçoivent généralement des injections régulières d’insuline, mais cela peut causer des effets secondaires comme des hypoglycémies ou une prise de poids. Des thérapies plus avancées, comme la greffe de cellules pancréatiques provenant de donneurs décédés, ont montré des résultats prometteurs. Cependant, elles sont limitées par la rareté des donneurs et nécessitent des médicaments pour éviter le rejet par le système immunitaire, ce qui peut augmenter les risques d’infections. Une alternative en développement consiste à utiliser des cellules souches modifiées pour produire de l’insuline. Ces cellules peuvent être fabriquées en grande quantité, mais elles nécessitent encore des traitements pour empêcher leur rejet par le corps. L'objective de ce projet vise à poser les bases pour une nouvelle approche, testée sur des souris avec un système immunitaire humain, utilisant des celules ces cellules souches génétiquement modfiées pour qu’elles soient mieux tolérées par le système immunitaire. Cette méthode pourrait offrir une solution innovante pour traiter durablement le diabète de type 1.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet fourniront les bases pour un approche de thérapie cellulaire allogénique pour le diabète de type I virtuellement sans limitation d’îlots disponible à la greffe et avec une meilleure efficacité par rapport au protocoles actuels. En plus, cette nouvelle méthode pourrait être adaptée pour générer cellules thérapeutiques universelles dans de nombreux domaines comme la médecine régénérative ou l'oncologie en utilisant de différents types cellulaires comme les cellules souches, les lymphocytes, les fibroblastes. Grâce à cela, de nombreux patients pourrait recevoir des « cellules-médicaments » bien plus efficaces et plus faciles à produire à grande échelle. La thérapie cellulaire pour bien d’autres maladies pourrait donc également avoir bénéfice de nos résultats
Procédures
Les souris seront soumises aux interventions suivantes: - 2 injections intrapéritonéales à 1 semaine d’intervalle. - 7 prises de sang (queue) pour valider l’induction du diabète. - 1 procédure chirurgicale sous anesthésie (20-30 minutes). - 7 prises de sang (queue) à 4 moments (Semaines 2, 4, 6 et 8), sur une durée de 4 heures (10-15 secondes par prise). - 7 prises de sang submandibulaires aux jours 0, 1, 3, puis aux Semaines 1, 3, 6 et 8 (10-15 secondes par prise). Les prises de sang des points 4 et 5 servent également au suivi hebdomadaire de la glycémie.
Impact sur les animaux
Les principales nuisances possibles sont associé à la procédure chirurgicale, qui est classée comme sévère. Elles incluent des complications inattendues lors de la chirurgie, ainsi qu’une mauvaise cicatrisation post-operatioire, un saignement ou une infection au niveau du site de la greffe. Des nuisances légères pourraient engendrer du stress chez la souris lors des manipulations manuelles, des prélèvements ou des injections.
Devenir
À la fin des la procedure, les souris seront mises a mort pour prélever le foie effectuer les analyses histologiques pour évaluer la taille et la qualité des îlots greffés, ainsi que la récupération métabolique de l’animal (histologie, contenu en triglycérides et en glycogène).
Remplacement
Des études préliminaires sur îlots produits en vitro ont étés menés pour valider la capacité de notre protocole à générer des ilots humaines fonctionnels. Néanmoins, aucune méthode alternative au modèle in vivo n’est disponible pour aller plus loin dans notre étude et évaluer l’efficacité de notre protocole à inhiber le rejet allogénique.
Réduction
Les études d'optimisation in vitro nous ont permis de réduire le nombre de souris nécessaire pour les procédures chirurgicales. Ce projet pilote vise à évaluer sur un petit nombre de souris la faisabilité de la procédure, avant de s’engager dans un nombre plus important d’animaux qui pourrait se révéler non optimale.
Raffinement
Dans le cadre de ce projet, des mesures de raffinement seront mises en œuvre pour minimiser la douleur, la souffrance et le stress des animaux, notamment par l’utilisation systématique d’analgésiques et d’anesthésiques adaptés, la surveillance accrue des animaux avec des points limites spécifiques, ainsi que par l’enrichissement de leur environnement pour favoriser leur bien-être physique et social.
Choix des espèces
Aucune méthode en laboratoire ou modèle alternatif ne peut reproduire la complexité du système immunitaire humain. Pour avancer dans cette étude, un modèle de souris humanisées sont utilisées. Ces souris permettent d’étudier, en conditions réelles (in vivo), les interactions entre le système immunitaire humain et des îlots pancréatiques dérivés de cellules souches humaines. Ce modèle est bien maîtrisé, avec des protocoles établis et des outils d’analyse disponibles. Les souris seront immunisées directement par le fournisseur. Elles seront livrées à l’âge de 16 semaines (intervalle 13-18 semaines), après validation. Elles seront utilisées rapidement après leur arrivée en animalerie.
Prélèvements biologiques en dehors et/ou en amont de protocoles expérimentaux chez les babouins, les macaques et les porcs.
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Troubles immunitaires
Macaques à longue queue : 25
Babouins : 25
Gardés en vie pour être réintroduits plus tard dans d'autres protocoles, 50 porcs, 25 macaques à longue queue et 25 babouins vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les expérimentateurs leur prélèvent sous anesthésie salive, cellules de joue, sang ou moelle osseuse, cette dernière ponction pouvant provoquer une douleur au point de piqûre et imposant au moins quatre semaines de récupération. Aucune question scientifique propre n'est posée ici. Ces prélèvements alimentent des tests in vitro préalables, destinés à décider si telle ou telle espèce sera utilisée ensuite, et le porteur affirme qu'il n'existe "pas de remplacement possible" pour obtenir ces échantillons.
Objectifs
Cette demande correspond à un autorisation de prélèvements d’échantillons biologiques en dehors et/ou en amont de projet autorisés. Effectivement, il est parfois nécessaire de réaliser en dehors et/ou en amont de protocoles autorisés des prélèvements biologiques de petits ou moyens volumes/quantité (sang, moelle osseuse, salive, cellules buccales par exemple …) pour permettre la réalisation de test in vitro préalable à une étude.
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ces prélèvements sont de pouvoir étudier et évaluer in vitro certains paramètres liés à ces espèces. Ces résultats préliminaires établis in vitro en amont des protocoles d’expérimentation animale permettent de définir, de cibler et d’affiner l’intérêt et la rationalité d’utiliser ou non telle ou telle espèce, et potentiellement de réduire le nombre d’animaux utilisés dans une démarche de respect de la règle des 3R.
Procédures
Prélèvements sous anesthésie : salive par aspiration (5 min), prélèvement de cellules de bas-joues par frottement (5 min), de sang (5 min) ou de moelle osseuse (15 min). Prélèvement unitaire suivi d’une période de récupération pour chaque individu.
Impact sur les animaux
Les prélèvements biologiques sont réalisés sous anesthésie de façon à atténuer le stress des animaux. Les prélèvements de salives, cellules buccales et de sang sont des prélèvements peu invasifs qui peuvent induire de l’inconfort. Les prélèvements de sang nécessitent un temps de récupération selon le volume prélevé. Le prélèvement de moelle osseuse peut induire une douleur au point de ponction et sera associée à une analgésie. Il nécessite un temps de récupération d’au moins 4 semaines après le prélèvement.
Devenir
Les animaux seront gardés en vie et pourront être introduits ultérieurement dans un autre projet expérimental dans le cadre d'une procédure légère ou modérée, après décision du vétérinaire.
Remplacement
Il n’existe pas de remplacement possible pour l’obtention d’échantillons biologiques intrinsèques aux animaux pour tests in vitro. Ces prélèvements répondent cependant aux exigences de réduction et de raffinement.
Réduction
Cette autorisation correspond à des besoins ponctuels d’échantillons biologiques chez des animaux en dehors et/ou en amont de protocoles, c’est pourquoi aucune approche statistique n’est envisagée. Cependant les animaux concernés par cette autorisation, en première utilisation ou en réutilisation après un protocole antérieur, seront inclus ultérieurement dans différents projets d’études expérimentales pré-cliniques autorisés, selon décision du vétérinaire, ce qui contribue à une réduction du nombre d’animaux utilisés à moyen terme.
Raffinement
De façon à diminuer le stress et l’inconfort des animaux, les prélèvements seront réalisés sous anesthésie, sur tapis chauffant. Le volume des prélèvements sanguins sera limité à la volémie de chaque individu. Leur fréquence sera limitée au temps de récupération par rapport au volume précédemment prélevé. Cependant, dans la grande majorité des cas, les volumes de sang prélevés seront largement inférieurs aux limites. Le prélèvement de moelle osseuse sera accompagné d’un traitement analgésique. De façon à diminuer les interventions et si les besoins scientifiques de mise au point le nécessitent, plusieurs prélèvements pourront être réalisés en même temps sur un même individu à conditions qu’ils n’altèrent pas la récupération de l’individu. De façon à s'assurer du bien-être des animaux prélevés, les points limites mis en place seront observés et appliqués si besoin. Les primates sont hébergés en volière de façon à respecter leur mode de vie en communauté. Les porcs, selon leur taille, sont hébergés par 2 ou 3 par boxes, au sein d’une même pièce. L’ensemble des animaux sera soumis une surveillance quotidienne.
Choix des espèces
Les prélèvements échantillons biologiques de macaques, babouins et porcs, sont nécessaires à la connaissance de plusieurs paramètres en amont d’évaluation précliniques. Ces animaux présentent des similitudes au niveau anatomique, physiologique, métabolique et immunologique avec l’homme. Il s’agit de jeunes adultes et adultes correspondant aux animaux utilisés dans notre établissement selon l’objectif des projets.
Elaboration d’un modèle murin de dégénérescence cérébelleuse EU1 sur 2
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Troubles nerveux
Génétiquement modifiées pour permettre la manipulation de leur système immunitaire, 92 souris vont être utilisées, dont 12 dans des procédures menées sous anesthésie sans réveil et 80 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une chirurgie de 45 minutes ouvre le crâne sur un millimètre pour injecter un vecteur inflammatoire dans le cervelet, avant l'implantation de cellules tumorales, des injections vaccinales, cinq injections abdominales d'un immunosuppresseur et des tests de motricité deux fois par semaine pendant huit semaines. Toutes sont tuées, la dernière chirurgie servant à prélever le liquide céphalo-rachidien et le cerveau, le porteur précisant qu'aucune ne peut être placée ni relâchée puisqu'il s'agit d'organismes génétiquement modifiés. Des souris surnuméraires, qui n'auront subi aucune manipulation expérimentale, seront tuées pour servir à l'entraînement chirurgical.
Objectifs
Le projet porte sur une maladie neurologique rare, qui touche principalement des femmes âgées souffrant d’un cancer du sein ou gynécologique. Cette maladie résulte d'une attaque du système immunitaire contre les neurones du cervelet, provoquant des pertes de motricité et d’équilibre et conduisant à un handicap sévère en quelques mois. Chez ces patientes, le système immunitaire normalement responsable de la destruction de la tumeur, s’attaque également aux neurones du cervelet et les détruisent. Le diagnostic est confirmé par la détection d’anticorps présents dans le sang et dans le cerveau dont la caractéristique est de reconnaître les neurones du cervelet ainsi que la tumeur des patientes. Actuellement, les mécanismes responsables de cette maladie sont mal compris. Le recours à un modèle animal est indispensable à cause de la rareté des échantillons disponibles auprès des patientes et du stade déjà avancé de la maladie au moment de sa prise en charge à l’hôpital. Ce modèle permettra des analyses approfondies depuis l’apparition de la tumeur jusqu’à la destruction des neurones. L’objectif est donc de développer un modèle de la maladie chez la souris qui soit au plus proche de la maladie humaine afin d’étudier les mécanismes à l’origine de la pathologie. Le projet se déroule dans 2 établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Grâce à la modélisation de la maladie chez la souris, l’identification des mécanismes qui conduisent à l’activation des défenses immunitaires contre les neurones du cervelet permettra à terme de développer une thérapie efficace pour guérir les femmes atteintes par la maladie.
Procédures
Au sein de l’EU1 : -En début de protocole une chirurgie d’environ 45 minutes est réalisée sous anesthésie et analgésie pour l’injection d’un vecteur inflammatoire dans le cervelet, à travers un orifice minime d’un millimètre dans l’os cranien -Une implantation de cellules tumorales et une injection de mélange vaccinal sont effectuées sous anesthésie en sous-cutané (2-3min) une fois par semaine sur une période de 3 et 2 semaines respectivement. -Cinq injections abdominales d’une molécule immunosuppressive sont faites à 3 jours d’intervalle sur une période de 2 semaines. -Des tests de motricité est d’équilibre réalisés 2 fois par semaine pendant 8 semaines Au sein de l’EU2 : -Une chirurgie terminale sous anesthésie et sans réveil pour procéder au prélèvement de liquide céphalo-rachidien (LCR) à la base du cervelet suivi d’un prélèvement de sang retro-orbitaire (environ 20min), puis l’injection par voie cardiaque d’un fixateur du tissu cérébral (environ 15min).
Impact sur les animaux
Les animaux pourraient ressentir un stress modéré dû aux manipulations répétées et à la contention. -Suite aux injections, il est possible que la tumeur se nécrose, que les animaux perdent du poids, ou réduisent leur mobilité. -Des douleurs peuvent survenir après l’intervention chirurgicale sous anesthésie, ainsi que du stress postopératoire lié à la récupération physique, aux besoins nutritionnels ou aux soins de la plaie après suture. -Un état fébrile ou une perte de mobilité pourraient être induits si l’inflammation est trop disséminée dans le cerveau. Elle devrait néanmoins rester localisée car l’injection est faite localement dans le cervelet et pas en intra-veineuse.
Devenir
Les animaux utilisés dans ce projet sont des organismes génétiquement modifiés qui ne peuvent être replacés ou relâchés. Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de chaque procédure expérimentale dans le but de collecter les échantillons de sang, liquide céphalo-rachidien et cerveau nécessaires aux analyses
Remplacement
La Dégénérescence cérébelleuse à anticorps Yo (DCP-Yo) est caractérisée par la perte des neurones du cervelet et son origine reste mal comprise. Les analyses possibles à partir des biopsies des patientes (liquide céphalorachidien, tumeurs) sont réduites de par la rareté de la maladie. L’analyse post-mortem du cerveau n’a fourni que des informations sur la phase terminale de la maladie avec une mort neuronale qui résulte probablement d’une attaque immunitaire. Notre objectif est de pouvoir accéder aux mécanismes initiateurs de la maladie depuis l’apparition de la tumeur jusqu’à la destruction des neurones. Un modèle animal est donc indispensable pour atteindre nos objectifs car aucun modèle cellulaire actuel ne permet de récapituler tous ces éléments in vitro. Aucune méthode alternative ne permet de satisfaire l‘objectif de Remplacement à notre connaissance.
Réduction
Pour évaluer la motricité des animaux et analyser les tissus cérébraux, il est nécessaire d'effectuer une analyse statistique. Le nombre d'animaux requis a été déterminé à l'aide d'un logiciel spécialisé, et c'est l'examen des neurones dans les tissus qui demande le plus d'animaux. Nous avons prévu d'utiliser un total de 20 animaux pour la première expérience de modélisation (10 dans le groupe test et 10 dans le groupe témoin) afin de limiter au maximum le nombre d'animaux utilisés. Si les résultats de cette première phase ne sont pas concluants, nous n'utiliserons pas les 60 souris supplémentaires prévues dans le projet. Cet effort permet de minimiser l'usage des animaux tout en garantissant des résultats scientifiquement fiables.
Raffinement
Pour limiter le stress des animaux, chaque souris est familiarisée avec l'expérimentateur pendant 5 minutes par jour, durant une semaine avant le début des expériences. Une évaluation régulière de leur bien-être sera réalisée à l’aide d’un système de suivi qui prend en compte plusieurs critères, notamment leur poids, leur mobilité, et leur comportement général. Cela permettra d’anticiper d’éventuelles complications et d’adopter rapidement des mesures correctives. Des animaux surnuméraires n’ayant subi aucune manipulation expérimentale, seront mis à mort et utilisés pour l’entraînement aux techniques chirurgicales. Avant les chirurgies les griffes des souris seront raccourcies afin de prévenir les infections liées aux grattages. Une injection d’antidouleur sera administrée avant la chirurgie et les jours suivants avec un suivi rigoureux et si besoin l’application d’un antiseptique local jusqu’à cicatrisation complète. Des anti-inflammatoires seront également prévus en cas de signes d’inflammation. Après l’intervention, des soins post-opératoires spécifiques seront appliqués : -les souris seront placées au chaud en cage individuelle pendant au moins 1 heure pour un réveil optimal. -De la nourriture humidifiée est fournie pendant 2 jours pour optimiser la prise alimentaire et l’hydratation. -Un matériel de nidification neuf sera mis à disposition pour préserver leur comportement naturel. Avant les tests comportementaux, une phase d’habituation de quatre jours sera mise en place. Elle inclura des récompenses alimentaires pour réduire le stress. Les dispositifs utilisés seront nettoyés entre chaque session afin d’éviter la persistance d’odeurs pouvant perturber les animaux. Lors du transport des souris d’un établissement à un autre, leur répartition par cage sera respectée, et le matériel de nidification sera enrichi. À leur arrivée, elles seront hébergées dans des cages ventilées pendant un maximum d’une demi-journée, dans des conditions strictement contrôlées (température, ventilation) et avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Les prélèvements de liquide céphalo-rachidien et de sang seront effectués sous anesthésie après injection d’un antidouleur. Ce protocole d’anesthésie et d’analgésie sera mis au point au préalable et optimisé le cas échéant. Si nécessaire, un relaxant musculaire sera administré pour faciliter l’intervention. Une anesthésie profonde sera maintenue jusqu’à la mise à mort.
Choix des espèces
La souris sera utilisée en raison de l’abondance de littérature sur ce modèle couramment utilisé pour l’étude des pathologies neurologiques. En effet, il s’agit d’une espèce dont l’architecture cérébrale est proche de l’architecture du cerveau humain. La souris est également un bon modèle car il existe un répertoire important de cellules cultivées au laboratoire capables de former une tumeur chez la souris. Il existe aussi de nombreuses lignées de souris génétiquement modifiées, comme celle que nous utilisons pour manipuler le système immunitaire qui nous aidera à comprendre les mécanismes pathologiques responsables de la maladie. Les souris seront utilisées à l’âge de 6 à 8 semaines car elles sont sexuellement matures et ont presque atteint leur taille définitive.
Etudes de l’immunogénicité de candidats vaccins humains à court et à long terme chez la souris humanisée
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
Pour sélectionner des candidats vaccins à ARN messager contre les allergies, une société privée va utiliser 1 120 souris dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Chacune reçoit trois injections dans le muscle de la patte arrière, puis des prélèvements de sang au sinus rétro-orbitaire sous anesthésie, cinq en trois mois pour 700 d'entre elles, quatorze en un an pour 180 autres. Les atteintes annoncées vont de l'œdème au site d'injection à une douleur musculaire que l'animal signale en se mordant, jusqu'aux douleurs oculaires, œil rouge ou opaque et sécrétions lacrymales. Une grille de points limites est prévue, et les souris qui en atteignent un seuil critique sont mises à mort.
Objectifs
Les allergies sont aujourd’hui un problème de santé publique. Ces affections très répandues, particulièrement dans les pays développés, touchent 25 % de la population européenne. Elles sont dues à un dérèglement du système immunitaire qui devient hypersensible à des substances généralement inoffensives. Ceci se traduit par la surexpression ou dérégulation de certaines cytokines et conduit à l’apparition de la pathologie. Les cytokines sont des protéines sécrétées par les cellules, leur permettant de communiquer entre elles, et pouvant stimuler le système immunitaire. Dans notre étude nous travaillons sur les cytokines IL4 et IL13. Ce projet s’inscrit dans le cadre de développement d'immunothérapies contre les allergies. Au sein de notre société, nous avons développé une stratégie d’immunothérapie active (stimulation du système immunitaire du patient) reposant sur la production d’anticorps contre la ou les cytokine(s) surexprimée(s) après administration d’un vaccin. Ce dernier se présente sous forme d’un acide ribonucleique messager (ARNm) encapsulé dans des particules lipidiques leur permettant d'entrer dans les cellules. Il n’existe pas à ce jour de méthodes in vitro permettant d’évaluer la réponse immunologique à un vaccin, ce qui nous contraint à les tester chez la souris. L’efficacité du vaccin est évaluée selon sa capacité à induire une réponse immunitaire capable de neutraliser les effets de la cytokine. Dans nos précédentes études, nous avons démontré que le vaccin murin induit une réponse immunitaire neutralisante contre la ou les cytokine(s) surexprimée(s). Nous avons également démontré que le vaccin humain induit une réponse immunitaire chez des souris humanisées. Ces souris expriment les cytokines humaines IL4 et IL13 ainsi que le récepteur humain IL4Rα. Dans cette nouvelle étude, nous avons 3 objectifs : - Optimiser la réponse immunitaire induite par le vaccin ARN humain en testant différentes doses de vaccins - Evaluer la réponse immunitaire induite par différentes construction de vaccins ARNm humains encapsulées dans différentes particules lipidiques sur du court terme et du long terme. -Evaluer l'effet des vaccins sur les taux de cytokines dans le sang. Pour cela, nous utiliserons les souris exprimant les cytokines humaines IL4 et IL13 ainsi que le récepteur IL4Rα.
Bénéfices attendus
Il permettra de sélectionner les meilleurs candidats vaccins ainsi que la meilleure formulation de particules lipidiques, ainsi que la dose adéquate. Les candidats vaccins sélectionnés seront ensuite évalués pour leur efficacité dans des modèles expérimentaux d’allergies developpés chez la souris.
Procédures
1) Administration du vaccin : L'injection du vaccin est réalisée sur animaux vigiles maintenus par contention pendant 30 secondes. -1060 animaux seront injectés par voie intramusculaire avec du vaccin (50 à 100 μl). Elles recevront 3 injections de vaccin aux jours 0, 7 et 28. Il a déjà été démontré dans la littérature que pour obtenir une réponse immunitaire efficaces 2 ou 3 injections de vaccins ARN étaient nécessaires. De plus, des études préliminaires ont montré que chez les souris exprimant les cytokines et le récepteur humains 3 à 4 injections étaient nécessaires pour obtenir une réponse immunitaire efficace. 2)Prèlévements sanguins : Les animaux sont anésthésiés à l'isoflurane pendant 5min. Ensuite, le prélévement de sang est réalisé en moins de 30 secondes. Parmis ces 1060 souris : - 700 subiront 5 prélèvements de 150uL chacun sur 3 mois (jour -7, jour 26, jour 38, jour 58, jour 99). - 180 souris subiront 14 prélèvements de 150uL sur 1 an ( A jour -7, jour 26, jour 38, jour 58, jour 99 et une fois par mois jusqu'à 12 mois). - 180 souris subiront 9 prélèvements de 70uL de sang sur 3 mois. ( pré-injection, à jour 1, jour 7, jour 8, jour 28, jour 29, jour 38, jour 58, jour 99).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables généralement observés sont principalement dus à l’injection ou au prélèvement au sinus retro orbitaire. Les effets secondaires liées au candidat vaccin ne sont pas attendus. Le principe du vaccin étant de provoquer une réponse immune, des effets indésirables de type inflammatoire peuvent se produire principalement au site d’injection et se manifester par des oedèmes et érythèmes pouvant durer quelques heures à quelques jours. L’injection par voie intramusculaire se faisant dans le muscle de la patte arrière, une douleur musculaire localisée pourra être détectée quand l'animal a tendance à se mordre au niveau de la zone douloureuse. Les prélèvements sanguins se faisant au niveau du sinus rétro-orbitaire, des effets indésirables sur l’oeil peuvent se produire. La survenue de contractions répétées et involontaires des muscles des paupières (blépharospasme), la sécrétion lacrymale éventuellement accompagnée de photophobie, les écoulements, la survenue d'oeil rouge ou opaque seront examinés, puisqu'ils traduisent des douleurs oculaires et l'état des yeux.
Devenir
Nos études nécessitant le prélèvement des organes des souris afin d'approfondir la caractérisation de notre produit, l'ensemble des animaux sera donc mis à mort à la fin de chaque procédure.
Remplacement
La stimulation du système immunitaire par vaccination ne peut s’effectuer que sur animaux vivants. Il n’existe pas à ce jour de méthode in vitro permettant de remplacer le recours à l’expérimentation animale.
Réduction
Ce protocole suit la condition pour laquelle un nombre de 10 animaux par groupe procure une puissance statistique suffisante (tests statistiques classiques).
Raffinement
Les animaux disposent d'une période d'acclimatation conséquente (minimum 7 jours), avant l'initiation de tout protocole, afin de limiter leur angoisse. Ils subissent ensuite des contraintes très modérées. Les injections, réalisées en intramusculaire et en sous-cutanée et les prélèvements sanguins, sous anesthésie gazeuse, ont lieu de façon ponctuelle et n’induisent pas de modification de leur bien-être. Enfin, des points-limites avec l’établissement d’une grille d’évaluation regroupant les critères relatifs au bien-être tout le long de l’étude ont été établis. De plus, des antalgiques sont prévus si l’animal présenté un signe de souffrance. Si un animal présente l'un des points limite à un seuil critique, il est mis à mort afin d'abréger sa souffrance. Une attention particulière sera portée aux conditions d’hébergement des animaux. Le bruit dans les zones d’hébergement ainsi que dans la zone d’expérimentation sera réduit au maximum. Les souris seront hébergées par groupe de 5 souris maximum par cage. Ce milieu sera enrichi (tunnel + coton) et la nourriture et l’eau seront fournis ad libitum afin de s’assurer du bien-être de l’animal.
Choix des espèces
La souris est le modèle le plus approprié du fait de sa physiologie proche de l’Homme (taux d’homologie 90 %) et de la grande quantité de données disponibles dans la littérature et au sein du laboratoire. Souris adulte, c'est à dire de 7 à 9 semaines, soit environ 20-25 g. En effet, nous souhaitons que les souris aient un système immunitaire mature pour tenir compte de la réponse humorale.
Gestion de lignées de rongeurs génétiquement altérés
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Multisystémique
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
- Système respiratoire
- Système urogénital
Rats : 30000
Créées sur place ou reçues d'autres établissements, des lignées de souris et de rats génétiquement modifiés sont élevées, tatouées et biopsiées pour vérifier qu'elles portent bien la mutation commandée. 320 000 souris et 30 000 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance léger à modéré, ceux qui ne partent pas vers un autre projet d'expérimentation étant tués, sans placement possible puisqu'ils appartiennent au scientifique commanditaire. Chaque animal peut subir jusqu'à quatre biopsies de l'oreille ou de la queue et quatre prélèvements sanguins par jour, et exprimer du seul fait de sa mutation un phénotype douloureux tel qu'une arthrite. Le porteur ajoute que la mise à mort peut être programmée à un âge précis pour éviter que l'animal n'exprime ce phénotype, et que les scientifiques "s'engagent par écrit" à ce qu'il n'existe pas de solution de remplacement à leur lignée.
Objectifs
Ce projet a pour premier objectif le maintien de lignée de rongeurs génétiquement modifiées qui développent des modifications/symptômes physiques ou cliniques (appelés phénotypes) dû à la mutation des gènes, et l’évaluation de l’impact de ces caractéristiques sur leur bien être ; comme deuxième objectif la réalisation d'une biopsie (prélévement d’un morceau d’oreille le plus souvent) en plus d’une identification par tatouage des animaux. Les animaux génétiquement modifiés sont utilisés comme modèle expérimental pour la recherche (compréhension de maladies d’origine génétique, par exemple la mucoviscidose, l’hémophilie ou encore la myopathie dans différents domaines : facteurs de risque, mécanismes physiopathologiques, essais thérapeutiques, ...) ou pour le développement de médicaments. A la réception ou à la création de lignées génétiquement modifiées, si nous ne connaissons pas l’impact de la mutation génétique sur l’animal, une caractérisation de la lignée sera réalisée afin d'évaluer le bien-être animal et permettre sa gestion optimale, sa prévention ou son traitement adéquat. Si l’impact de cette mutation est avéré et connu, la gestion de cette lignée y sera adaptée par la définition / surveillance des possibles signes cliniques ainsi que leur prévention et traitement. Pour toute lignée génétiquement modifiées, il est important de savoir si l’animal est porteur ou non de la mutation génétique, pour cela, une biopsie peut être réalisée qui permettra d’extraire l’ADN de l’animal et ensuite de vérifier si l’animal à la mutation dans son ADN. Ce test est important car dans l’élevage de lignée génétiquement modifiées, tous les animaux nés ne sont pas porteurs de la mutation, il est donc primordiale de le vérifier pour pouvoir utiliser les animaux d’interet uniquement et donner des résultats fiables. Enfin, certaines mutations génétiques ne font effet qu’après l’injection d’une hormone ou d’un antibiotique. Pour induire cette mutation d’interet et que l’animal exprime physiologiquement cette mutation, une injection de l’hormone pourra ainsi également être réalisée. Pour ce projet, nous comptons 350 000 animaux (ajout de 15% dû à l’augmentation de l’utilisation de ces modèles) répartis entre 500 et 600 projets différents. Entre 15- 20% de ces projets concerneront des lignées dont une partie des animaux pourront exprimer des phénotypes parfois pathologiques de leur mutation.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à fournir aux scientifiques des animaux génétiquement modifiés (avec une analyse de la présence de la mutation validée) qui leur permettront de réaliser leurs études sur des organismes entiers et vivants. L’altération génétique de ces animaux permet de les rendre plus spécifique à une question scientifique posée, et ainsi réduire le nombre d’animaux qui aurait du être utilisé si on avait utilisé des lignées moins adaptée à la maladie étudiée. Ainsi, le bénéfice de ce projet sera de permettre une évaluation et une prise en charge des nuisances causées par la mutation génétique des lignées génétiquement modifiées et une standardisation et un raffinement des méthodes de prélèvement de tissus pour la cartographie génétique de ces lignées. Le tout permettra d’avoir une meilleure maitrise de la production, de l’élevage et de la qualité des animaux qui doivent être sains, sans agent pouvant induire des biais dans les études et porteur de la mutation génétique voulue afin de fournir aux scientifiques le bon modèle pour leurs expérimentations.
Procédures
Selon les besoins du projet, les animaux pourront être soumis par animal : - A maximum 4 biopsies (à l’oreille préférentiellement ; à la queue sur justification scientifique), acte d’une durée maximale d’une minute - A des prélèvements sanguins au volume et fréquence conformément à la réglementation en vigueur (maximum 4 prélèvements sanguins par jour) d’une durée maximale d’une minute Selon les besoins du projet, les animaux hébergés soumis aux nuisances énoncées pourront exprimer un phénotype ayant un impact négatif sur eux (ex : mutation induisant de l’arthrite). Dans de rare cas, l’administration de ligands peuvent être fait via des injections en intrapéritonéale ou en gavage (durée : moins de 5 minutes, fréquence peut varier d’une expérimentation à une autre, mais n’excédant pas une fois par jour pendant 7 jours, en cas de protocole nécessitant de dépasser ces limites, cela devra au préalable être valider par la SBEA) (durée et fréquences décrites dans la procédure 4, et recommandées par la littérature).
Impact sur les animaux
EExpression d’un phénotype ayant un impact négatif sur les animaux et des signes cliniques associés. Douleur, signes cliniques, mortalité inatendue ou stress exprimé pendant l’évaluation bien etre animal d’une nouvelle lignée. Douleur et stress léger de courte durée associés à une biopsie par méthode invasive (4 biopsies maximum) en plus d’une identification. Douleur et stress léger de courte durée associés à un prélèvement sanguin. Douleur, stress léger de courte durée dûs aux contentions. Douleur, stress léger de courte durée dûs à l'injection d’un produit.
Devenir
A la fin de la procédure, les animaux sont soit en utilisation continue dans des projets d’expérimentation, soit mis à mort (les animaux appartiennent au scientifique et ne peuvent être replacés).
Remplacement
Ce projet vise à fournir aux scientifiques des animaux génétiquement altérés qui leur permettront d’étudier dans des organismes entiers et vivants toutes les conséquences d’une altération génétique définie et/ou l’intérêt de molécules thérapeutiques pour lutter contre ces conséquences. Ceci implique l’étude de divers processus biologiques et systèmes physiologiques complexes et nombreux au fur et à mesure de la vie du modèle et nécessite de disposer d’organismes vivants et entiers afin de pouvoir observer l’impact de l’altération génétique ou d’une molécule thérapeutique dans l’ensemble des organes, tissus et fonctions physiologiques. La complexité des mécanismes mis en jeu ne permet donc pas de réaliser de nos jours de tels projets sur des modèles in vitro. Les scientifiques s’engagent par écrit à ce qu’il n’y ait pas de solution de remplacement à cette lignée.
Réduction
Le nombre d’animaux hébergé et mis en accouplement est calculé en fonction des besoins stricts de chaque scientifique. Les chercheurs sont sensibilisés à la nécessité de limiter le nombre d’animaux utilisés et nous mettons en œuvre des améliorations continues de nos méthodes de reproduction pour réduire le nombre d'animaux nécessaire pour obtenir un niveau d'élevage correspondant aux objectifs du projet. Par exemple : Adaptation du sexe du reproducteur transgénique quand il est accouplé avec des animaux non transgéniques afin de maximiser les chances de fertilités (phénotype impactant la reproduction) ; éviter les mères dont le phénotype réduit les comportements maternels ; fécondation in-vitro pour ne produire qu’une génération d’animaux d’intérêt et éviter le vieillissement ; cryoconservation des lignées non utilisée et arrêt des colonies respirantes si pas de besoin. Nous encourageons les scientifiques à utiliser les petits au génotype sauvage (non d’intérêt) en tant que contrôles. Pour l’évaluation du bien-être d’une nouvelle lignée, ne sont utilisé que le nombre d’animaux minimum requis. Nous ne faisons pas naître d’animaux spécifiquement pour cette évaluation. Pour le génotypage, nous encourageons les scientifiques à choisir des méthodes de prélèvement qui associent identification et génotypag. Nous les encourageons à choisir des schémas d’accouplement ne nécessitant pas de génotypage (homozygotes x homozygotes par exemple). Nous avons aussi réduit le nombre d’animaux utilisés pour l’évaluation du bien-être des nouvelles lignées en adaptant les anciens requis Suisses et Allemands (100 animaux sur 3 générations) aux recommandations européenes (au moins 7 animaux de chaque sexes et génotypes, sur 2 générations).
Raffinement
En cas de signe clinique particulier, un suivi adapté est mis en place par des techniciens qualifiés et compétents au suivi vétérinaire des animaux. Dans le cas de lignées pouvant présenter un phénotype dommageable, si le phénotype le requiére, des observations cliniques plus fréquentes et plus spécifiques avec des points limites et des raffinements précis seront mise en place. Afin de limiter la douleur pour l’animal, une euthanasie pourrait être demandé en automatique à un point limite ou âge précis afin d’éviter que l’animal n’exprime le phénotype. Ces observations sont facilitées par l’utilisation d’outils internes de suivi de type grille de score. En cas de détection d’un point limite terminal, l’animal est mis à mort.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les espèces pour lesquelles les manipulations génétiques sont développées, maitrisées et avec de nombreuses données scientifiques. De plus, ces espèces permettent d’élever rapidement un nombre d’animaux suffisamment important pour pouvoir avoir des données scientifiquement exploitables et permettent ainsi de mener de manière plus fiable des études en recherche et développement. Pour ce projet, nous devons caractériser et élever des animaux génétiquement modifiés qui peuvent développer des caractéristiques cliniques spécifiques à tout âge. Pour vérifier la présence de la modification génétique, une biopsie est réalisée le plus souvent (99% des cas) une semaine avant le sevrage ou au sevrage. Dans environ 1% des cas, une nouvelle biopsie à l’âge adulte peut être demandé pour vérification. Une analyse du sang peut également permettre de vérifier que l’animal présente les caractéristiques attendues, cette dernière se fait après 4 semaines d’âge minimum (adulte) Pour finir, la modification génétique peut être induite par l’injection d’une hormone, cette injection peut se faire à partir de 8.5jours après la fécondation.
Elaboration d’un modèle murin de dégénérescence cérébelleuse EU2 sur 2
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Troubles nerveux
Une chirurgie de quarante-cinq minutes pour injecter un vecteur inflammatoire dans le cervelet à travers un orifice d'un millimètre percé dans le crâne, puis chaque semaine une implantation de cellules tumorales et un mélange vaccinal, cinq injections abdominales d'immunosuppresseur, et des tests de motricité et d'équilibre deux fois par semaine pendant huit semaines. 92 souris vont être utilisées, dont 80 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et 12 opérées sous anesthésie sans reprise de conscience. La dernière intervention prélève le liquide céphalorachidien à la base du cervelet, puis le sang, puis fixe le cerveau par voie cardiaque, sans réveil. Toutes sont tuées, et le porteur prévoit en plus de mettre à mort des souris surnuméraires n'ayant subi aucune manipulation, pour entraîner les chirurgiens.
Objectifs
Le projet porte sur une maladie neurologique rare, qui touche principalement des femmes âgées souffrant d’un cancer du sein ou gynécologique. Cette maladie résulte d'une attaque du système immunitaire contre les neurones du cervelet, provoquant des pertes de motricité et d’équilibre et conduisant à un handicap sévère en quelques mois. Chez ces patientes, le système immunitaire normalement responsable de la destruction de la tumeur, s’attaque également aux neurones du cervelet et les détruisent. Le diagnostic est confirmé par la détection d’anticorps présents dans le sang et dans le cerveau dont la caractéristique est de reconnaître les neurones du cervelet ainsi que la tumeur des patientes. Actuellement, les mécanismes responsables de cette maladie sont mal compris. Le recours à un modèle animal est indispensable à cause de la rareté des échantillons disponibles auprès des patientes et du stade déjà avancé de la maladie au moment de sa prise en charge à l’hôpital. Ce modèle permettra des analyses approfondies depuis l’apparition de la tumeur jusqu’à la destruction des neurones. L’objectif est donc de développer un modèle de la maladie chez la souris qui soit au plus proche de la maladie humaine afin d’étudier les mécanismes à l’origine de la pathologie. Le projet se déroule dans 2 établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Grâce à la modélisation de la maladie chez la souris, l’identification des mécanismes qui conduisent à l’activation des défenses immunitaires contre les neurones du cervelet permettra à terme de développer une thérapie efficace pour guérir les femmes atteintes par la maladie.
Procédures
Au sein de l’EU1 : -En début de protocole une chirurgie d’environ 45 minutes est réalisée sous anesthésie et analgésie pour l’injection d’un vecteur inflammatoire dans le cervelet, à travers un orifice minime d’un millimètre dans l’os cranien -Une implantation de cellules tumorales et une injection de mélange vaccinal sont effectuées sous anesthésie en sous-cutané (2-3min) une fois par semaine sur une période de 3 et 2 semaines respectivement. -Cinq injections abdominales d’une molécule immunosuppressive sont faites à 3 jours d’intervalle sur une période de 2 semaines. -Des tests de motricité est d’équilibre réalisés 2 fois par semaine pendant 8 semaines Au sein de l’EU2 : -Une chirurgie terminale sous anesthésie et sans réveil pour procéder au prélèvement de liquide céphalo-rachidien (LCR) à la base du cervelet suivi d’un prélèvement de sang retro-orbitaire (environ 20min), puis l’injection par voie cardiaque d’un fixateur du tissu cérébral (environ 15min).
Impact sur les animaux
Les animaux pourraient ressentir un stress modéré dû aux manipulations répétées et à la contention. -Suite aux injections, il est possible que la tumeur se nécrose, que les animaux perdent du poids, ou réduisent leur mobilité. -Des douleurs peuvent survenir après l’intervention chirurgicale sous anesthésie, ainsi que du stress postopératoire lié à la récupération physique, aux besoins nutritionnels ou aux soins de la plaie après suture. -Un état fébrile ou une perte de mobilité pourraient être induits si l’inflammation est trop disséminée dans le cerveau. Elle devrait néanmoins rester localisée car l’injection est faite localement dans le cervelet et pas en intra-veineuse.
Devenir
Les animaux utilisés dans ce projet sont des organismes génétiquement modifiés qui ne peuvent être replacés ou relâchés. Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de chaque procédure expérimentale dans le but de collecter les échantillons de sang, liquide céphalo-rachidien et cerveau nécessaires aux analyses
Remplacement
La Dégénérescence cérébelleuse à anticorps Yo (DCP-Yo) est caractérisée par la perte des neurones du cervelet et son origine reste mal comprise. Les analyses possibles à partir des biopsies des patientes (liquide céphalorachidien, tumeurs) sont réduites de par la rareté de la maladie. L’analyse post-mortem du cerveau n’a fourni que des informations sur la phase terminale de la maladie avec une mort neuronale qui résulte probablement d’une attaque immunitaire. Notre objectif est de pouvoir accéder aux mécanismes initiateurs de la maladie depuis l’apparition de la tumeur jusqu’à la destruction des neurones. Un modèle animal est donc indispensable pour atteindre nos objectifs car aucun modèle cellulaire actuel ne permet de récapituler tous ces éléments in vitro. Aucune méthode alternative ne permet de satisfaire l‘objectif de Remplacement à notre connaissance.
Réduction
Pour évaluer la motricité des animaux et analyser les tissus cérébraux, il est nécessaire d'effectuer une analyse statistique. Le nombre d'animaux requis a été déterminé à l'aide d'un logiciel spécialisé, et c'est l'examen des neurones dans les tissus qui demande le plus d'animaux. Nous avons prévu d'utiliser un total de 20 animaux pour la première expérience de modélisation (10 dans le groupe test et 10 dans le groupe témoin) afin de limiter au maximum le nombre d'animaux utilisés. Si les résultats de cette première phase ne sont pas concluants, nous n'utiliserons pas les 60 souris supplémentaires prévues dans le projet. Cet effort permet de minimiser l'usage des animaux tout en garantissant des résultats scientifiquement fiables.
Raffinement
Pour limiter le stress des animaux, chaque souris est familiarisée avec l'expérimentateur pendant 5 minutes par jour, durant une semaine avant le début des expériences. Une évaluation régulière de leur bien-être sera réalisée à l’aide d’un système de suivi qui prend en compte plusieurs critères, notamment leur poids, leur mobilité, et leur comportement général. Cela permettra d’anticiper d’éventuelles complications et d’adopter rapidement des mesures correctives. Des animaux surnuméraires n’ayant subi aucune manipulation expérimentale, seront mis à mort et utilisés pour l’entraînement aux techniques chirurgicales. Avant les chirurgies les griffes des souris seront raccourcies afin de prévenir les infections liées aux grattages. Une injection d’antidouleur sera administrée avant la chirurgie et les jours suivants avec un suivi rigoureux et si besoin l’application d’un antiseptique local jusqu’à cicatrisation complète. Des anti-inflammatoires seront également prévus en cas de signes d’inflammation. Après l’intervention, des soins post-opératoires spécifiques seront appliqués : -les souris seront placées au chaud en cage individuelle pendant au moins 1 heure pour un réveil optimal. -De la nourriture humidifiée est fournie pendant 2 jours pour optimiser la prise alimentaire et l’hydratation. -Un matériel de nidification neuf sera mis à disposition pour préserver leur comportement naturel. Avant les tests comportementaux, une phase d’habituation de quatre jours sera mise en place. Elle inclura des récompenses alimentaires pour réduire le stress. Les dispositifs utilisés seront nettoyés entre chaque session afin d’éviter la persistance d’odeurs pouvant perturber les animaux. Lors du transport des souris d’un établissement à un autre, leur répartition par cage sera respectée, et le matériel de nidification sera enrichi. À leur arrivée, elles seront hébergées dans des cages ventilées pendant un maximum d’une demi-journée, dans des conditions strictement contrôlées (température, ventilation) et avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Les prélèvements de liquide céphalo-rachidien et de sang seront effectués sous anesthésie après injection d’un antidouleur. Ce protocole d’anesthésie et d’analgésie sera mis au point au préalable et optimisé le cas échéant. Si nécessaire, un relaxant musculaire sera administré pour faciliter l’intervention. Une anesthésie profonde sera maintenue jusqu’à la mise à mort.
Choix des espèces
La souris sera utilisée en raison de l’abondance de littérature sur ce modèle couramment utilisé pour l’étude des pathologies neurologiques. En effet, il s’agit d’une espèce dont l’architecture cérébrale est proche de l’architecture du cerveau humain. La souris est également un bon modèle car il existe un répertoire important de cellules cultivées au laboratoire capables de former une tumeur chez la souris. Il existe aussi de nombreuses lignées de souris génétiquement modifiées, comme celle que nous utilisons pour manipuler le système immunitaire qui nous aidera à comprendre les mécanismes pathologiques responsables de la maladie. Les souris seront utilisées à l’âge de 6 à 8 semaines car elles sont sexuellement matures et ont presque atteint leur taille définitive.