Troubles endocriniens

24 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Parmi eux des rats diabétiques, ils reçoivent des injections d'insuline et de glucagon provoquant des hypo- et hyperglycémies transitoires, ainsi que des prélèvements de sang répétés, avant mise à mort par exsanguination sous anesthésie. Le projet met au point une mesure non invasive de la glycémie, présentée comme un progrès face aux dispositifs actuels douloureux pour les patients. Le porteur affirme qu'un substitut de sang a déjà été testé "sans succès" et que le recours à l'animal est "nécessaire".

Objectifs

La mesure de la glycémie au quotidien chez les patients diabétiques est réalisée par prélèvements de sang au bout du doigt, ou par pose d’un capteur sur le bras avec insertion dans le derme d’une fibre de quelques millimètres de long. Ces dispositifs, quoique indispensables pour le suivi quotidien des patients traités par insuline, sont invasifs, perforant la peau et pouvant donner lieu à des réactions inflammatoires, et pour ce qui concerne les prélèvements au bout du doigt, douloureux. Une technologie de mesure de la glycémie non invasive serait un vrai plus pour la prise en charge des patients. Pour développer un tel système, des mesures des paramètres biochimiques seront effectuées sur prélèvements de sang de rat.

Bénéfices attendus

Le diabète est une maladie qui concerne des millions de personnes dans le monde. La mesure de la glycémie plusieurs fois par jour est indispensable à tous les patients traités par injection d’insuline. Les technologies actuelles sont invasives, douloureuses de par leur répétitions quotidiennes (5-10 prélèvement au bout du doigt) ou bimensuel (pose de capteurs), entrainant des inflammations locales et/ou une allergie (colle du capteur).. Le développement de nouvelles technologies non invasives de mesure de la glycémie permettra de réduire la douleur et l’inflammation causée par les systèmes existants.

Procédures

3 prélèvements de sang sous anesthésie, d’une durée de quelques minutes. Injections sous cutanées d’une durée de quelques secondes. Piqures pour recueillir une goutte de sang, d’une durée de moins d’une seconde. Prélèvement intracardiaque et euthanasie par exsanguino-perfusion sous anesthésie, d’une durée de 20 minutes.

Impact sur les animaux

Douleur transitoire de type piqûre d’aiguille pour les injections de glucagon ou d’insuline ou pour les mesures de glycémie (1 goutte). Douleur due au prélèvement sanguin (réalisé sous anesthésie. Hypoglycémie modérée transitoire (30-40 min) après injection d’insuline. Hyperglycémie modérée transitoire (30-40 min) après injection de glucagon .

Devenir

Les animaux seront euthanasiés pour récupérer un volume important de sang pour les réaliser des analyses biochimiques complètes, ainsi que pour récupérer des pièces anatomiques d’intérêt, permettant de compléter précisément le profil des animaux.peuvent être réutilisés pour une action de formation ou pour obtenir des pièces anatomiques, à l’issue de l’étude.

Remplacement

Les paramètres biochimiques mesurés ne peuvent se faire correctement sur du liquide de substitution du sang, qui ne contient pas tous les éléments du sang circulant (cellules, protéines …). Cette possibilité a déjà été testée, sans succès. Le recours à l’animal est donc nécessaire.

Réduction

Les meilleures conditions de prélèvements pour réaliser les mesures biochimiques (avec ou sans anticoagulant) seront évalués sur 3 animaux. Les autres étapes comporteront 6 animaux par lots, nécessaire pour pouvoir réaliser des tests statistiques sur les résultats. Seul un lot de 3 animaux témoins non diabétiques seront utilisés pour comparer avec les rats de la même espèce diabétiques (n=6), car il n’y a pas de raison de penser qu’ils soient différents des rats non diabétiques de l’espèce Fisher.

Raffinement

Les animaux recevront un traitement antalgique 30 minutes avant le prélèvement, puis les animaux seront anesthésiés par une injection intrapéritonéale. Normalement, une hypoglycémie est rapidement résorbée par le métabolisme de l’animal, sous 40-60 min. Une surveillance sera cependant réalisée, après le prélèvement sanguin suivant l’injection d’insuline, pour le cas où l’animal présenterait une hypoglycémie sévère entrainant des symptômes de détresse (animal amorphe, frissonnant). Dans ce cas, il recevra une solution glucosée concentrée en sous cutanée. L’hyperglycémie n’entraîne pas de symptômes de détresse et est rapidement résorbée chez l’animal normal, c’est l’état général normal du rat diabétique.

Choix des espèces

Le rat est plus gros que la souris et permet de prélever plus de volume sanguin à chaque prélèvement. Des animaux adultes, ayant terminés leur croissance, seront utilisés afin de comparer avec les rats diabétiques malades à partir de 14 semaines d’âge minimum. Les rats diabétiques sont nécessaires car présentant une glycémie naturelle plus élevée. Les rats Lund MetS auront plus de 14 semaines, âge où l’hyperglycémie est installée, chez le rat diabétique. Les animaux trop jeunes ne présentent pas un taux de glycémie élevée.

80 souris et 280 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils sont isolés jusqu'à 168 heures dans des cages à métabolisme, sur grille et exposés à la lumière, ce que le porteur décrit lui-même comme un inconfort, après administration de candidats médicaments par diverses voies. Ces études d'excrétion s'inscrivent dans le cadre réglementaire obligatoire pour la mise sur le marché d'un médicament, et les animaux sont tués pour doser ce qui reste dans leur corps. Le porteur indique qu'il n'existe "aucun modèle in vitro" applicable à l'excrétion dans un organisme vivant.

Objectifs

Ce projet a pour but de décrire les études d’excrétion réalisées dans le cadre des études de pharmacocinétique réalisées chez les rat ou les souris. Chaque étude permet d’évaluer le devenir de molécules contenues dans un candidat médicament dans l'organisme. L’objectif est de récolter des données concernant la quantité des molécules excrétées par rapport aux quantités administrés ainsi que de déterminer la durée d’excrétion. Après l'administration, des recueils d’urines, fèces ou de bile pour mesure de la concentration de la molécule seront réalisés. L’objectif de ces tests n’est pas de démontrer une efficacité de la molécule ou de mettre en relief les effets secondaires possibles, mais de démontrer que le produit est bien excrété du corps après une période définie.

Bénéfices attendus

Ce type d'étude permet de comprendre comment et pendant combien de temps des molécules sont excrétées de l'organisme après leur administration et sont nécessaires pour évaluer la sécurité d'un médicament.

Procédures

Les animaux sont placés individuellement dans les cages pendant une certaine durée : Pour les études d’excrétion biliaire (procédure 1), 3 à 4 jours d’acclimatation des rats sur litière + 24h maximum dans les cages à métabolisme. Pour les animaux utilisés pour les études d’excrétion urine et fèces (procédure 2), la durée, seul dans les cages à métabolisme, est au maximum de 168h. Les administrations iv, vaginale, rectale, oculaire, intranasale, intra-auriculaire, topique sont réalisées une seule fois sous anesthésie en moins d'une minute Les administration PO sont réalisées une seule fois sur animaux vigile en moins d'une minute

Impact sur les animaux

Dans le cas des études pour récupérer l'urine et fèces, les animaux sont placés individuellement dans les cages à métabolisme. Les animaux sont seuls dans la cage, sur grille et plus exposé à la lumière que dans les cages classiques, ce qui provoque un inconfort chez l’animal et ne correspond pas à son environnement habituel.

Devenir

Les animaux sont mis à mort à la fin de l'étude, afin d’analyser la quantité retrouvée dans le corps de l’animal et non excrétée.

Remplacement

Il n’existe à ce jour aucun modèle in vitro permettant d’étudier l’excrétion d’une molécule dans un organisme vivant. Un autre modèle n’est pas applicable dans la mesure où ces études rentrent dans un cadre réglementaire obligatoire pour la sécurité d'un médicament.

Réduction

Pour les études réglementaires le nombre minimum utilisé est défini par les guidances. Pour les études précoces dans le développement d’un médicament, un nombre d’animaux inférieur ou égal à celui recommandé par les guidances est utilisé. Dans la mesure du possible un maximum de données est collecté sur un même animal afin de ne pas avoir à reproduire l’expérimentation.

Raffinement

Une procédure de point limite est en place au laboratoire. Dans le cadre de l'utilisation des cages à métabolisme ou le placement seul dans une cage, les cages sont regroupées sur le même portoir afin que les animaux soient proches l’un de l’autre pour favoriser le lien et la communication entre animaux (instinct grégaire). Une plaque métallique finement perforée est ajoutée dans les cages afin de permettre à l’animal de se reposer. Des panneaux opaques sont placés sur un des quatre côtés de la cage pour éviter l’exposition directe à la lumière. Les animaux sont observés tous les jours et les points limites (voir annexe) basés sur l’apparence et le comportement de l’animal sont définis dans une grille afin de décider si l’animal doit être soulagé de son inconfort.

Choix des espèces

Les espèces rat ou souris seront utilisées conformément aux guidances techniques. Le choix de l’espèce pour chaque étude sera en cohérence avec les espèces utilisées pour toutes les études nécessaires pour le dossier d’autorisation de mise sur le marché (AMM) de la molécule. Les animaux utilisés sont âgés au minimum de 6 à 12 semaines conformément aux recommandations de la règlementation.

72 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des injections sous-cutanées puis subissent des prélèvements sanguins répétés par la veine de la queue, jusqu'à treize sur certaines périodes, pour établir le profil pharmacocinétique de formulations à libération prolongée d'un médicament. Le porteur réalise cette étude pour un laboratoire client et affirme que le recours à l'animal entier reste une étape "nécessaire" et obligatoire d'un point de vue réglementaire. Il précise avoir préféré le rat à la souris pour son volume sanguin plus important, afin de limiter les effectifs.

Objectifs

Le laboratoire pharmaceutique client a développé des matrices de type gel qui peuvent être complexées avec des composés thérapeutiques et être administrées par voie sous-cutanée afin d'induire une libération prolongée du composé complexé. Ce type de formulation (ou galénique) permet ainsi, en théorie, de réduire très sensiblement la fréquence d'administration de médicaments dont la voie d'administration est sous-cutanée. Néanmoins, il est nécessaire de tester, pour chaque composé à complexer, sa stabilité à moyen long terme dans la matrice afin que ce dernier conserve son efficacité. Par ailleurs, la durée de libération va également dépendre étroitement de la composition du gel, notamment de son "maillage" moléculaire. Le présent projet vise ainsi à explorer le profil pharmacocinétique de 6 formulations à libération prolongée du médicament X (agoniste des récepteurs nicotiniques) administrées par voie sous-cutanée chez le rat, dans le but d'optimiser son développement. Les données obtenues seront comparées aux profils pharmacocinétiques obtenus après administration d'une galénique classique du composé X par voie intraveineuse et sous-cutanée. La formulation permettant la meilleure stabilité du compose X et de ses paramètres pharmacocinétiques sera conservée pour la suite du développement, notamment dans un cadre clinique.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de catégoriser les formulations à libération prolongées du médicament X de npotre client en fonction de leur paramètres pharmacocinétiques et de prioriser les meilleures formulation piour la suite du développement préclinique et clinique. La formulation à libération prolongéedevrait à terme permettre de réduire considérablement la fréquence d'administration du composé X qui est déjà utilisé en clinique humaine sous sa forme galénique classique.

Procédures

Pesée (1min ; 2 fois ; De D-10 à D-1). Injections sous-cutanée NaCl 0,9% (1min ; quotidien ; De D-5 à D-1). Habituation boîtes de contention (5min ; De D-4 à D-2). Anesthésie gazeuse (5min ; A D-3). Administration sous-cutanée du composé d'intérêt pour 63 animaux (1min ; A D0). Administration intraveineuse [Anesthésie gazeuse ; Injection] (5min ; A D0). Prélèvements sanguins de 200µL pour le composé d'intérêt (5min ; 4 fois ; De 30min à 24h / 13 fois ; une par jour ; A D2, D3, D4, D5, D7, D10, D13, D16, D19, D22, D28, D35 et D42). Prélèvements sanguins de 200µL pour les contrôles (5min ; 4 fois ; De 30min à 24h / 8 fois ; une par jour ; A D2, D3, D4, D5, D7, D10, D13 et D16).

Impact sur les animaux

La répétition des prélèvements sanguins via la veine de la queue est de nature à induire un stress aux animaux. Par ailleurs, ces prélèvements répétés pourraient s'avérer générateurs de lésions problématiques au niveau de la queue. Afin de limiter le stress, les animaux seront manipulés de façon quotidienne par les expérimentateurs et habitués aux systèmes de contention utilisés au cour des prélèvement. Sur les 24h suivants l'injecton, il est nécessaire d'obtenir des points de prélèvements rapprochés dans le temps pour un analyse correcte des paramètres pharmacocinétiques. Afin de limiter le nombre de prélèvements par animal, chaque groupe exprimental sera divisé en deux sous-groupes (4 et 5 animaux respectivement) qui ne subiront que la motié des prélèvements sanguins sur les 24h premières heures post-administration. Afin de se prémunir de lésions potentielles au niveau du site de prélèvement sanguin, ceux-ci seront pratiqués à l'aide de microperfuseurs à ailettes, ces derniers autorisant un prélèvement sanguin en n'insérant que le premier millimetre de l'aiguille dans la veine. Une attention particulière sera portée à la queue des animaux. Si un hématome venait à apparaitre, les prélèvements suivants seraient pratiqués sur le coté opposé de la queue.. Par ailleurs, le volume de sang prélevé pour chaque point (200µL) est limité au volume minimum possible pour la réalisation des analyses pharmacocinétiques (PK) postérieures.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l'issue de l'étude. Après euthanasie, certains organes seront prélevés (coeur, poumons, cerveau...) afin d'étudier une accumulation éventuelle à leur niveau du composé X ou d'éléments constituants de la matrice de libération prolongée.

Remplacement

Le présent projet vise à déterminer les paramètres pharmacocinétiques de formulations à libération prolongée d'un médicament X. Le recours à l’animal entier reste une étape nécessaire et obligatoire d'un point de vue règlementaire pour ce type d'étude. Le choix du modèle rat a été préféré à la souris du fait des capacités accrues de prélèvemlents sanguins sur ce modèle (volémie plus importante).

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre minimum nécessaire pour être en mesure d'obtenir des données significatives sur les paramètres pharmacocinétiques étudiés. Le nombre d'animaux par groupe a été choisis selon les recommandations d'un ouvrage de référence. Le nombre de 9 animaux par groupe a été choisi en tenant compte d'une possibilité de variabilité plus importante de la biodisponibilité des drogues progressivement libérées par la matrice en sous-cutanée par rapport à une administration classique (libération immédiate). Ce nombre a également été adapté à la nécessité de créer deux sous-groupes de 4 ou 5 animaux par groupe expérimental afin de limiter le nombre de prélèvements sanguins sur chaque animal à D0 (chaque sous-groupe ne subira que la moitié des prélèvements sur le premier jour) afin de rester dans des limites de volume de prélèvement cumulé acceptables (voir plan de prélèvements en Annexe).

Raffinement

Le modèle animal qui sera utilisé est parfaitement caractérisé dans la littérature et couramment utilisé dans les études pharmacocinétiques. Le protocole a été planifié de façon à limiter au maximum tout stress et tout inconfort pour les animaux. Notamment, les volumes des prélèvements sanguins en série seront limités au strict nécessaire pour l'élaboration des dosages. Les prélèvements s'avérant relativement fréquents le premier jour de l'étude, l'effectif a été doublé afin de ne réaliser que la moitié des prélèvements sur un même animal pour cette journée. Par ailleurs, les prélèvements seront réalisés par ponction de la veine de la queue à l'aide de microperfuseurs à ailettes, ces derniers autorisant un prélèvement sanguin en n'insérant que le premier millimetre de l'aiguille dans la veine. Les animaux seront hébergés à 4/5 par cage et un enrichissement du milieu de vie sera assuré par l'ajout de petites briquettes en bois et de tubes cartons spécifiques pour rat (SAFE). Enfin, un suivi journalier des animaux permettra une action rapide en cas d'atteinte des points limites établis (administration d'analgésiques; cf annexes). Concernant l'hébergement, les animaux seront hébergés par groupes de 4 ou 5 animaux dans des cages individuellement ventillées, dans notre animalerie EOPS. Ils recevront de la nourriture et de l'eau ad libitum. Le cyclejour/nuit sera de 12h/12h et la température sera régulée à 21°C +/- 1°.

Choix des espèces

Le rat a été préféré à la souris compte tenu du nombre de prélèvements et des volumes sanguins nécessaires à l'étude. La même étude sur la souris aurait nécessité de limiter le nombre de prélèvements à 1 ou 2 par animal, ce qui aurait eu pour conséquence d'augmenter considérablement les effectifs de l'étude. Par ailleurs à ce stade, les études sur animaux non rongeurs n'ont pas été envisagées par soucis de Remplacement (Règle des 3Rs). Il nous apparait que les études sur les mammifères non murins devraient être limitées aux études règlementaires sur des leads (molécules actives) déjà sélectionnés. Or dans le cas présent il s'agit d'une étude de sélection de leads, permettant d'optimiser la R&D du client et de limiter le développement ultèrieur aux leads présentant les meilleurs propriétés pharmacocinétiques. Les animaux utilisés seront des rats adultes (300 g à réception/350g env. au démarrage des expérimentation). Ce stade de développement a été choisi: - en se basant sur le recommendations d'un ouvrage de référence. - en considérant le nombre de prélèvements et les volumes sanguins nécessaires à la bioanalyse.

138 souris âgées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque souris subit une microchirurgie avec clampage de l'artère et de la veine rénale pendant 22 minutes puis trois prélèvements sanguins, pour mettre au point un modèle de vieillissement rénal destiné à tester des candidats médicaments. Le porteur indique que l'anesthésie profonde peut provoquer la mort chez ces animaux de 70 à 72 semaines, et que toutes seront tuées 28 jours après la chirurgie pour prélever les organes. Sur le remplacement, il affirme que les cultures de cellules rénales humaines ne peuvent pas reproduire la complexité physiologique ni les réponses systémiques, et conclut au recours à la souris.

Objectifs

10% de la population mondial est atteinte de maladie rénale chronique (CKD). Cette condition pathologique est caractérisée par de nombreuses atteintes tissulaires au niveau rénale résultant à la perte de fonction de l’organe et des décès prématurés due à des problèmes cardiovasculaires. Ces problèmes rénaux sont particulièrement exacerbés chez les personnes âgées. Il a été démontré que le vieillissement rénal accélère le développement de maladies rénales chroniques à la suite de lésions aigües de l’organe. Cependant, les mécanismes et facteurs impliqués dans l’accélération de la maladie chez les sujets âgés sont encore mal identifiés. A ce jour, il n’existe encore aucune thérapie permettant de soigner ou de limiter l’avancement des maladies rénales chroniques. Malgré une intensification des efforts de recherche dans le développement de nouveaux médicaments, les industriels pharmaceutiques font face un taux très important d’échec dans les phases de tests cliniques sur l’Homme. Une raison avancée à ces taux d’échec clinique élevés est une faible pertinence des modèles expérimentaux utilisés lors des phases précliniques. En effet, les modèles utilisés couramment ne permettent pas de reproduire les conditions observées chez l’Homme et manque de pertinence physiologique. L'objectif de ce projet est de mettre en place un nouveau modèle expérimental de souris afin d'évaluer l'efficacité de médicaments à visés rénale. Le modèle de souris développé dans ce projet permettra d'améliorer la prédiction d'efficacité et de toxicité de nouveaux candidats médicaments afin de limiter la progression des maladies rénales chez l'Homme.

Bénéfices attendus

La mise en place et le succès de ce projet permettra de proposer un nouveau modèle expérimental in vivo qui exprime une série de désordres physiologiques retrouvés chez l’Homme. Ainsi les tests précliniques d’efficacité de nouveaux candidats médicaments pour le traitement des maladies rénales, pourront être réalisés sur un modèle pertinent d’un point de vue physio-pathologique avec le but de réduire le taux d’échec d’efficacité des candidats médicaments pendant les phases cliniques. De plus, le principe de cette procédure repose sur une microchirurgie relativement moins invasive comparée aux procédures existantes qui sont beaucoup plus lourdes pour l’animal (ex : néphrectomie unilatérale et incision des 2/3 du rein controlatéral, obstruction unilatérale de l’uretère…). Enfin, comme le vieillissement accélère l’établissement de maladies rénales chroniques, ce nouveau modèle in vivo permettra de réduire considérablement les délais d’expérimentations et les contraintes associés subit par les animaux.

Procédures

Chaque animal subira : - 1 procédure de microchirurgie : Laparotomie puis clampage de l'artère et de la veine rénale pendant 22 minutes (ischémie). Déclampage puis suture de l'abdomen (muscle et peau). - 3 prélèvements sanguin à d0 (avant chirurgie), à d2 et d6-7 post-chirurgie. Prélèvement d'environ 20 microlitre de sang par légère incision au niveau de la queue

Impact sur les animaux

Les animaux qui interviendront dans ce projet subiront des effets indésirables liés à la procédure de microchirurgie. Ces effets indésirables ont été classés par ordre décroissant de gravité et de probabilité : - Lésions du rein ayant subit la procédure d’ischémie reperfusion. La conséquence est une réduction significative de la fonction de ce rein après quelques semaines. - Douleurs liées à la microchirurgie, notamment à l’incision cutanée et musculaire pour l’accès au rein à clamper - Anesthésie profonde pouvant entraîner la mort chez les animaux âgés - Perte de poids après chirurgie - Lésions vasculaires au niveau du clamp pouvant entraîner une mauvaise reperfusion de l’organe

Devenir

28 jours apès la procédure de microchirurgie, toutes les souris seront euthanasiées et leurs organes collectés pour analyses.

Remplacement

En parallèle des modèles expérimentaux basés sur l'utilisation d'animaux (rongeurs), notre société travaille sur le développement de modèle in vitro basés sur la culture de cellules rénales humaines. Cependant, ces modèles in vitro ne peuvent pas substituer l'importance des observations réalisées par les tests sur animaux. En effet, la complexité physiologique et les réponses systémiques ne peuvent pas être reproduit in vitro.

Réduction

Dans la première phase de mise au point du modèle, un nombre restreint de souris sera utilisé (environ 8) afin de perfectionner la procédure et de maximiser les chances de réussite et de réduire le nombre de pertes potentiels. Plusieurs facteurs clés pourront être alors déterminé tels que le temps idéal de chirurgie, d'ischémie et de suture. Sur la deuxième phase de test de produits pharmaceutiques, un nombre de 13 souris par groupe de composé testé sera utilisé. Ce nombre a été déterminé en fonction du risque de perte lors de la procédure chirurgicale, et de l'efficacité hétérogène de l'ischémie. Celui-ci est estimé à 30% de perte ou absence de réponse à l’ischémie. De ce fait, avec 13 souris par groupe au départ, nous pourrions envisager un nombre de 9 souris par groupe en fin de procédure. Ce nombre sera suffisant pour effectuer des observations scientifiquement et statistiquement pertinentes. La stratégie d'ischémie reperfusion unilatérale permet de réduire considérablement le nombre d'animaux utilisés. En effet, dans les observations comparatives, le "groupe" contrôle sera constitué du rein controlatéral n'ayant pas subi d'ischémie-reperfusion.

Raffinement

Afin de réduire au maximum les douleurs et l'inconfort aux animaux, un manipulateur très expérimenté en microchirurgie sur rongeurs sera responsable de la procédure chirurgicale. De plus, la procédure de microchirurgie sera réalisée sous anesthésie générale (Kétamine 100mg/kg +Xylasine 10mg/kg) en IP. L’animal recevra aussi une dose d’analgésique Buprénorphine (100mg/Kg) pour réduire les douleurs au réveil. La souris sera aussi maintenue sous oxygène lors de la procédure chirurgicale. Un control quotidien avant, pendant et jusqu'au terme de l'experimentation sera effectué par les expérimentateurs afin de garantir la propreté des cages, des quantités suffisantes d'eau et de nourriture. Pendant les périodes de traitement par les candidats médicaments, les expérimentateurs conduiront un suivi quotidien du poids corporel, de la comsommation d'eau et de nourriture ainsi que de l'état général des animaux. Ces observations seront enregistrées et analysées. Les animaux qui auront perdu plus de 20% de leur poids initial ou dont l'état général est dégradé (isolement, baisse d'activité, entretien de la fourrure, perte de poils, respiration anormale) sur 2 jours consécutifs seront retirés de l'expérimentation et euthanasiés. A noter que les candidats médicaments qui seront testés pour leur efficacité auront déjà été évalués pour leur toxicité au préalable, et que le risque d'effet secondaire lié au traitement et minime.

Choix des espèces

La souris est largement utilisé par la communauté scientifique dans le cadre de l’étude de la fonction rénale après une ischémie-reperfusion. L’avantage de ce type d’animal est qu’il répond très bien à la procédure d’ischémie-reperfusion au niveau rénal et constitue un excellent mime pathophysiologique des conditions retrouvées chez l’Homme. De plus, grâce à leur système immunitaire spécifique, les souris ne présentent pas de risque d’infection post-opératoire. Les souris utilisées lors de cette procédure seront très âgées (70-72 semaines). Comme décrit dans la partie introductive, les souris âgées présentent un phénotype rénal qui se rapproche des conditions retrouvées lors des maladies rénales chroniques. Afin d’accélérer le processus et d’exacerber ce phénotype, celles-ci subiront une procédure d’ischémie-reperfusion. Cette microchirurgie sur ce type d’animal permettra d’obtenir un modèle expérimental qui présentent beaucoup de similitudes avec les conditions physio-pathologiques retrouvés chez l’Homme.