Recherche fondamentale
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Exploration de la neuro-inflammation dans le contexte des neuropathies périphériques chimio-induites : caractérisation sur modèles animaux
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système nerveux
Pour reproduire chez le rat la neuropathie douloureuse provoquée par les chimiothérapies anticancéreuses, 192 rats reçoivent huit injections intraveineuses d'anticancéreux sur vingt-cinq jours, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Ils développent au fil des injections une allodynie, une douleur déclenchée par un contact normalement indolore, évaluée chaque semaine par des tests tactiles et thermiques. Le porteur qualifie cette induction de nuisance "indispensable à la conduite de l'étude". Un prélèvement sanguin final précède la mise à mort, destinée à des analyses sanguines et tissulaires.
Objectifs
La neuropathie périphérique chimio-induite est un effet indésirable caractéristique des anticancéreux neurotoxiques utilisés dans le cancer du sein, le cancer colorectal, le cancer du poumon. Cette neuropathie se manifeste par des désordres sensitifs dans les mains et les pieds (fourmillements, picotements et douleur), altérant la qualité de vie des patients et pouvant persister longtemps après la fin des traitements anticancéreux. La prise en charge thérapeutique reste très limitée, avec notamment aucun traitement préventif, et des traitements peu efficaces pour traiter les douleurs associées. Des travaux récents menés au sein de notre équipe de recherche ont mis en évidence l’activation de processus inflammatoires dans nos modèles animaux de neuropathie chimio-induite, et l’identification de potentielles cibles thérapeutiques pour atténuer les douleurs associées à cette neuropathie. Néanmoins, il reste difficile à ce stade d’identifier des anomalies inflammatoires communes à l’ensemble de ces modèles de neuropathie (différents types d’anticancéreux neurotoxiques), ce qui limite l’identification de cibles thérapeutiques robustes. L’objectif général de ce projet sera donc d’approfondir ces résultats préliminaires en explorant la neuroinflammation dans le contexte des neuropathies périphériques chimio-induites, à l’aide de modèles animaux harmonisés (en particulier en termes de durée de traitement) et validés, dans la perspective d’identifier et d’étudier de nouvelles cibles thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Ce projet propose d’étudier la neuroinflammation dans les neuropathies périphériques chimio-induites chez l'animal dans la perspective d’identifier de potentielles cibles thérapeutiques permettant de prévenir oui traiter les neuropathies périphériques chimio-induites. Rappelons qu’à ce jour la prise en charge des neuropathies périphériques chimio-induites est très limitée, avec aucune stratégie préventive recommandée et seule un médicament avec un niveau de recommandation modérée pour le traitement des douleurs neuropathiques associées. Ainsi ce projet pourrait ouvrir de nouvelles perspectives de traitement et de prévention des neuropathies périphériques chimio-induites.
Procédures
Tous les animaux des modèles de neuropathie périphérique chimio-induite recevront des injections intraveineuses (anticancéreux ou véhicule de l’anticancéreux) sous sédation légère. Le nombre total d’injections sera de 8 sur 25 jours, et pour une durée des injections de 10 secondes (max). Tous les animaux seront suivis par des tests comportementaux hebdomadaires et jusqu’à la fin des injections. Les tests comportementaux dureront en moyenne 5 à 10 min par animal. Il n’y aura aucun prélèvement sanguin durant les procédures. Un seul prélèvement sanguin total sera réalisé en fin de procédure sous anesthésie profonde (isoflurane à 4%) et avec analgésie, à la suite de quoi les animaux seront mis à mort.
Impact sur les animaux
L’induction de la neuropathie périphérique chimio-induite chez l’animal sera une nuisance à part entière, mais indispensable à la conduite de l’étude. Les injections intraveineuses d’anticancéreux seront réalisées avec une sédation légère. La neuropathie périphérique chimio-induite sera associée à des désordres nociceptifs qui seront évalués dans le cadre du projet (test mesurant l’allodynie tactile et thermique) et qui se développeront au fur et à mesure des injections d’anticancéreux. L’allodynie est une réponse douloureuse à un stimulus qui ne l’est pas en condition normale. L’allodynie est mesurée grâce à un stimulus non douloureux tactile (von frey électronique) ou thermique (immersion de la patte à 10°C) et qui sera perçu comme douloureux. La mesure de l’allodynie offre un critère de jugement plus éthique que l’hyperalgésie (application d’un stimulus douloureux, ex : pression de la patte ou application de température nociceptive à 0 ou 4°C). De plus, l’allodynie est caractéristique de la douleur neuropathique en clinique chez l’homme. Les administrations répétées d’anticancéreux seront responsables d’une réduction du gain de poids des animaux. Le poids des animaux sera suivi régulièrement dans le cadre des administrations d’anticancéreux (dose en mg/kg et mesure bi-hebdomadaire), et permettra de contrôler la tolérance des animaux aux anticancéreux. Comme la douleur neuropathique est étudiée dans ce projet, il ne sera pas possible de mettre en place une analgésie continue chez l’animal. Les réponses nociceptives sont objectivables chez l’animal lors des tests nociceptifs (ici de l’allodynie), mais les animaux ne présentent habituellement pas de réponses douloureuses spontanées ou lors de la manipulation des animaux. Il est important de rappeler que, pour ce type d’étude avec des tests comportementaux, les animaux doivent conserver un très bon état général (activité spontanée, comportement), car des altérations sévères de l’état général biaiseraient la qualité des résultats obtenues avec les tests comportementaux.
Devenir
Les expérimentations conduiront à la mise à mort des animaux pour permettre des analyses biologiques sanguines et tissulaires afin d'optimiser l'emploi des animaux à des fins de recherche
Remplacement
Ce type d'étude sur modèle animal de neuropathie périphérique chimio-induite n'est pour le moment pas encore remplaçable par des modèles in vitro. Des travaux sont en cours sur cellules souches humaines de neurones ou organoïdes. Mais ces modèles in vitro ne permettent pas encore d'appréhender la complexité de la physiopathologie des neuropathie périphérique chimio-induite, qui n'est-elle-même pas encore complètement élucidée. Enfin, s'agissant d'une étude sur la douleur neuropathique, l'animal vivant est encore nécessaire pour explorer, évaluer et valider les troubles nociceptifs par l’intermédiaire de tests comportementaux.
Réduction
Le nombre d’animaux sera limité à 12 par groupe et par sexe, afin de respecter le principe de réduction tout en garantissant la robustesse scientifique de l’étude. Dans ce type d’étude exploratoire, une diminution plus importante du nombre d’animaux ferait courir un risque élevé de ne pas pouvoir conclure, ce qui entraînerait une perte de valeur scientifique et une utilisation inutile des animaux. Le nombre retenu permet de réaliser des analyses statistiques fiables, fondées sur des tailles d’effet attendues suffisamment larges pour mettre en évidence des différences pertinentes entre les groupes.
Raffinement
Les tests comportementaux ont été choisis car d’une part ils sont les moins douloureux pour les animaux, et d’autre part, ils sont plus proches de la clinique humaine. Ensuite une surveillance renforcée et des points limites précis, ont été établis sur la base d’une solide expérience sur de nos modèles animaux, dans l’objectif de maintenir leur bien-être animal tout au long de l’étude.
Choix des espèces
Le choix du rat plutôt que la souris se justifie d’abord par sa taille, qui permet de prélever une quantité plus importante de matériel biologique par individu et donc de limiter le nombre total d’animaux nécessaires tout en répondant aux objectifs scientifiques. La souche Sprague-Dawley, connue pour son comportement calme et sa bonne maniabilité, est particulièrement adaptée aux tests comportementaux de la douleur, contrairement à des souches plus actives comme Lou ou Wistar qui peuvent introduire davantage de variabilité dans les mesures. L’utilisation de cette souche s’appuie également sur l’expertise existante et des données antérieures au sein du laboratoire, ce qui renforce la robustesse et la comparabilité des résultats. Les animaux seront utilisés à un âge correspondant à de jeunes adultes (environ 9 semaines), ce qui est cohérent avec la plupart des études publiées et facilite la comparaison avec la littérature ainsi qu’avec les données internes. Des mâles et des femelles seront inclus afin de refléter la réalité clinique des traitements par paclitaxel, administrés aussi bien chez les hommes que chez les femmes, et de prendre en compte d’éventuelles différences liées au sexe dans les réponses aux traitements.
Rôle de cellules immunitaires du cerveau dans le maintien de la douleur après une lésion nerveuse
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Soumises à une lésion chirurgicale du nerf sciatique qui provoque une douleur sévère et des troubles anxiodépressifs pendant huit à dix semaines, 192 souris seront toutes tuées, la moitié dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. Chaque animal reçoit aussi une fibre optique implantée dans le cerveau, puis subit des mesures de sensibilité par application de filaments sur la patte et par immersion de la patte dans un bain à 10 °C, répétées jusqu'à sept semaines après la chirurgie. L'objectif déclaré est de comprendre le rôle de certaines cellules immunitaires du cerveau dans le maintien de la douleur. À la fin, le cerveau et d'autres organes sont prélevés, ce qui interdit toute réutilisation des animaux.
Objectifs
La douleur neuropathique touche environ 10 % de la population mondiale et, malgré des années de recherche, les traitements restent limités et souvent associés à de nombreux effets indésirables. Une meilleure compréhension de sa physiopathologie pourrait améliorer sa prise en charge. Il a été suggéré que la dégradation d'un composant de la matrice extracellulaire, les réseaux périneuronaux (PNN) entourant les neurones, par la microglie activée au niveau de la moelle épinière pourrait jouer un rôle crucial dans la douleur neuropathique. Nous avons démontré précédemment que le cortex rétrosplénial (RSC) pourrait jouer un rôle important dans la douleur neuropathique dans un modèle de neuropathie par une approche d’imagerie cérébrale. Cette activation du cortex rétrosplénial était également associé à une activation de la microglie. Cependant, la dégradation des PNN par la microglie ainsi que les conséquences de cette dégradation sur l'activité neuronale et la structure synaptique au sein du cortex rétrosplénial et le comportement douloureux sont inconnus dans un contexte de neuropathie. Notre hypothèse principale est que l'activation de la microglie du RSC en condition neuropathique est responsable de la dégradation des PNN, favorisant une hyperactivité des neurones corticaux et une douleur pathologique. Cette étude sera réalisée sur un modèle de douleur neuropathique chez la souris. Le modèle SNI est un modèle particulièrement reproductible et largement utilisé dans les études précliniques sur la douleur. Dans un premier temps, nous caractériserons la dégradation des réseaux périneuronaux et le type de neurones (inhibiteurs ou excitateurs) affectés ainsi que leur structure synaptique, par la microglie activée dans le RSC au cours du temps par des approches d’immunohistochimie. Nous étudierons ensuite les conséquences de cette dégradation sur l’activité neuronale par d’imagerie calcique in vivo. Enfin, l'effet de l'inhibition locale de l’activation microgliale dans cette structure cérébrale dans la douleur neuropathique sera investiguée. Ce projet permettra d’explorer de nouveaux mécanismes impliqués dans ce type de douleur et de proposer de nouvelles cibles thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à mieux comprendre comment certaines cellules du cerveau, appelées microglies, modifient le fonctionnement des neurones dans une région précise du cerveau, le cortex rétrosplénial, lors de la douleur neuropathique. Ces cellules peuvent dégrader des structures protectrices entourant les neurones, les réseaux périneuronaux, ce qui pourrait perturber l’équilibre des circuits nerveux impliqués dans la douleur. À plus long terme, mieux connaître ces mécanismes pourrait aider à identifier de nouvelles cibles thérapeutiques pour prévenir ou réduire la douleur chronique en agissant sur ces processus de dégradation.
Procédures
Les interventions seront (1) l'administration d'antalgiques, (2) la chirurgie stéréotaxique et (3) la réalisation de tests comportementaux et de photométrie : -(1) chaque injection dure moins d’une minute. -(2) l'induction du modèle de douleur se fera sous anesthésie générale
Impact sur les animaux
(1) L'administration d'antalgique se fait 2 fois par animal le jour de l'implantation de canules, et 24h après. Dans la 2e procédure, les animaux recevront une injection quotidienne de tamoxifen pendant 5 jour afin de faire exprimer la protéine capable de bloquer l'activité de des cellules immunitaires du cerveau, induisant une douleur légère de courte durée. (2) La chirurgie Spared Nerve Injury (SNI) consiste à réaliser une lésion du nerf sciatique qui entraine une douleur sévère et des comorbidités anxiodépressives durant environ 8 à 10 semaines. L'implantation des canules induit une douleur modérée pendant environ 24h. Les injections virales induisent une douleur légère de courte durée. L’induction de l’anesthésie à l’isoflurane précédant la chirurgie stéréotaxique et SNI, et les injections de composés pharmacologiques induisent un stress léger de l’animal. (3) Les tests comportementaux induisent une douleur légère de courte durée et un stress léger de courte durée. La partie externe des canules peuvent entrainer une gêne légère mais n'entrave pas les mouvements et besoins des animaux.
Devenir
Aucune procédure ne permet de réutiliser les animaux. En effet, elle se termine par des études immunohistochimiques qui nécessitent de prélever le cerveau ainsi que d'autres organes pouvant servir à d'autres études : les animaux seront donc mis à mort à la fin de la procédure.
Remplacement
Aucune méthode alternative n'existe pour prévenir l'utilisation d'animaux dans ce protocole : en effet, il est nécessaire de réaliser ces études chez l'animal car l’intégration du toucher et de la douleur implique de nombreux neurones organisés en réseaux complexes et méconnus du système nerveux central et périphérique. Il n’est pas encore possible d’utiliser des méthodes alternatives pour modéliser l’ensemble du cerveau.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au maximum afin obtenir des résultats statistiquement exploitables avec le plus petit nombre d’animaux possible. Le nombre d'animaux est défini à partir de tests statistiques donnant le nombre nécessaire pour la discrimination des effets (seuils de douleur) avec une différence de 50% entre les groupes. Nous utiliserons un nombre équivalent d'animaux mâles et femelles en respect de la règle des trois "R" et des directives sur la Recherche Animale. Une fois les animaux mis à mort, un maximum d'organes sera prélevé et stocké afin d'être utilisé pour ce projet ou pour d'autres études. Cela évitera de mettre à mort de nouveaux animaux pour ces autres études.
Raffinement
Les animaux seront reproduits au sein de notre animalerie selons les conditions d'hébergements règlementaires. De plus, nous utiliserons une pièce réservée pour la stabulation de souris transgéniques avec un cycle de lumière inversé (lumière de 19h à 7h) pour réduire le niveau stress lié à une perturbation du cycle circadien des animaux nocturnes. L'enrichissement pourra être supplémenté par des plateformes ou des roues d'exercice si des comportements agressifs sont observés. Les tests comportementaux à la douleur seront réduits au minimum (fréquence et intensité des tests) et réalisés selon des protocoles expérimentaux établis et acceptés par la communauté scientifique de la Recherche sur la douleur avec une période d'habituation systématique. Les expérimentations seront réalisées au sein du laboratoire ayant une expérience reconnu dans les approches décrites dans ce projet. Aucun des procédures décrites dans ce projet n'induit de déficit locomoteur sévère pouvant influer sur les besoins physiologiques de l'animal. Les animaux seront suivis quotidiennement par les membres utilisateurs du projet.
Choix des espèces
La souris est l'un des modèles les plus utilisés pour les études comportementales dans le domaine de la douleur et a été choisi pour comparer nos résultats avec les données de la littérature. Le choix de réaliser ce projet chez la souris permettra d'utiliser des animaux génétiquement modifiés pour des cibles impliqués dans le projet, ce qui peut être plus difficilement réalisé chez une autre espèce. Les animaux seront âgés de 8-10 semaines afin que les souris soient considérées comme adultes. L'expérience du laboratoire et les données de la littérature montrent que le seuil de sensibilité douloureux chez la souris varie au cours du développement, et atteint un seuil stable à l'âge adulte, permettant ainsi de comparer nos données aux précédentes études réalisées chez l'adulte.
Effet de l’expression d’une protéine chimérique anti vieillissement sur les performances cognitives chez l’animal âgé
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Pour tester une protéine présentée comme "anti-âge" et son "potentiel thérapeutique" contre la maladie d'Alzheimer, 24 prosimiens vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Chaque animal subit une injection de la molécule directement dans le cerveau par chirurgie, puis des tests de mémoire répétés. Le sang et les tissus sont prélevés après la mise à mort, pour des analyses moléculaires. Les bénéfices annoncés visent une "utilisation future chez l'être humain", quand l'atteinte portée à ces petits primates est immédiate.
Objectifs
Le projet vise à étudier le rôle d'un complexe de protéines anti‑âge dans le système nerveux central de petits primates et son potentiel thérapeutique pour le traitement des pathologies associées au vieillissement et à la neurodégénérescence chez l’être humain. Ce complexe protéique additionne les actions anti-sénescentes et neuroprotectrices, anti-inflammatoires et favorise un environnement neurovasculaire plus sain afin de cibler trois aspects essentiels du vieillissement physiologique et de la maladie d’Alzheimer. Nous souhaitons vérifier si l’augmentation de la production de ce complexe protéique dans le cerveau a des effets bénéfiques chez des animaux âgés, afin de confirmer son potentiel thérapeutique en vue d’une utilisation future chez l’être humain. Les animaux seront soumis à plusieurs tests de mémoire qui nous permettront de quantifier l’évolution des performances mnésiques au cours du projet et d’évaluer l’efficacité du traitement au niveau cognitif et cérébral. Les tissus seront prélevés pour analyse moléculaire ultérieure.
Bénéfices attendus
Il est reconnu que les modèles murins présentent des limites importantes lorsqu’il s’agit d’étudier le vieillissement cérébral et les fonctions cognitives. Ainsi, les effets observés sur la protéine d'intérêt chez la souris (un vieillissement plus sain et une augmentation de l’espérance de vie) ne permettent pas, à eux seuls, de procéder à une extrapolation fiable à l'être humain. Conformément aux directives réglementaires, une validation sur un modèle plus proche de l'homme est nécessaire avant toute application clinique. Cette étape est essentielle pour réduire le risque d'échec lors des essais cliniques ultérieurs, pour caractériser plus précisément les effets indésirables potentiels dans un système plus comparable à celui de l'être humain, et pour confirmer la reproductibilité et la robustesse des résultats observés. Cette étude permettra de confirmer le potentiel thérapeutique de la protéine d'intérêt en vue d’une utilisation future chez l’être humain.
Procédures
Les animaux seront soumis à des tests comportementaux qui durent de 25 à 50 minutes maximum. Les tests seront espacés de 2 jours au moins. Les animaux auront 1 injection ( moins d'une minute) pour l'anesthésie et l analgésie suivie d'une chirurgie cérébrale (durée 20 à 30 minutes) pour l'injection de la molécule d'intéret dans le cerveau. En fin de procédure le sang sera prélevé sous anesthésie et analgésie et après mise à mort, les tissus seront prélevés.
Impact sur les animaux
Les tests de comportement peuvent engendrer un stress mais les animaux étant observés en libre circulation dans l'arène et étant habitués à être manipulés, le stress est très faible. Les injections peuvent être responsables d'un stress léger lors de la contention. La chirurgie cérébrale sous anesthésie et analgésie peut engendrer des gènes post-opératoires ou un stress de l'animal.
Devenir
les animaux seront euthanasiés pour récupération de sang et tissus pour analyse moléculaire ultérieure
Remplacement
Aucun modèle in vitro ou in silico ne reproduit la complexité du vieillissement cérébral in vivo. L'effet du traitement sur la mémoire nécessite un suivi comportemental longitudinal chez des animaux vivants. Cette espèce présente une variabilité individuelle proche de celle de l'homme, facilitant la comparaison des effets du vieillissement.
Réduction
Sur la base de l’expérience acquise, une stratégie de réduction a été mise en œuvre en privilégiant un suivi expérimental longitudinal avec mesures répétées. Chaque animal est évalué avant et après administration des deux vecteurs viraux, permettant ainsi à chaque individu de constituer son propre contrôle. Ce choix méthodologique permet de prendre en compte la variabilité interindividuelle, d’augmenter la puissance statistique et de réduire le nombre total d’animaux nécessaires, sans compromettre la validité scientifique du projet. Pour chaque groupe (vecteur vide et vecteur exprimant la protéine d'intérêt), le caractère et le profil cognitif des animaux sont précisément caractérisés avant traitement, puis suivis au cours du temps afin d’évaluer leur évolution. Cette approche maximise l’information obtenue par animal tout en limitant l’effectif utilisé.
Raffinement
Les animaux en élevage évoluent en volière enrichie avec des branches et des nichoirs et des tubes pour se cacher. L’observation des signes cliniques relatifs au bien-être des animaux sera réalisée quotidiennement. Les indicateurs privilégiés sont l’absence de variation anormale du poids corporel et l’état de forme générale (prostration, réactivité, agressivité). Les animaux ont 1 séance d'habituation avant de commencer les tests de comportement et sont récompensés par des friandises après chaque test. Pour la chirurgie cérébrale, les animaux seront sous anesthésie générale et analgésie. Les effets post opératoires seront traités par analgésique. Lors de l’euthanasie, pour éviter toute douleur avant la prise de sang intracardiaque et prélèvement de tissus, une analgésie et anesthésie sont réalisées.
Choix des espèces
Bien que les résultats obtenus chez la souris soient prometteurs, les modèles murins présentent des limites majeures pour l’étude du vieillissement cérébral et des fonctions cognitives complexes. En effet, des différences importantes existent entre rongeurs et primates en termes d’organisation et de complexité cérébrale, de dynamique du vieillissement, et mécanismes impliqués dans les fonctions cognitives supérieures. Le recours à un modèle de primate non humain, plus proche de l’Homme, est indispensable avant toute application clinique. Ce primate de petite taille présente des similarités structurelles et fonctionnelles avec les primates supérieurs. Par ailleurs, son vieillissement relativement rapide permet d’accéder à des individus âgés (5-6 ans, stade adulte avancé) dans des délais compatibles avec les objectifs expérimentaux, ce qui en fait un modèle particulièrement adapté à l’étude du vieillissement cérébral. De plus ce petit primate peut présenter des lésions cérébrales de type Alzheimer. En captivité l'espérance de vie des animaux est de 7-8 ans en moyenne et sa longévité maximale 12 ans.
Modèles expérimentaux de cancer de la prostate pour l’évaluation de nouvelles thérapeutiques par imagerie in vivo
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
2 690 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, la plupart classées sévère. Elles subissent l'induction de tumeurs de la prostate, parfois une castration chirurgicale, puis un suivi par imagerie jusqu'à seize semaines, les modèles à métastases osseuses atteignant le squelette entier. Le porteur décrit un projet mené "à la demande de chercheurs extérieurs" et pour "nos clients" souhaitant des études d'efficacité thérapeutique. Ce travail relève ainsi d'une prestation commerciale facturée, dont dépend la mise à mort des 2 690 souris.
Objectifs
Ce projet a pour but de mettre en œuvre, à la demande de chercheurs extérieurs à notre laboratoire, des modèles de cancer de la prostate et de les étudier par imagerie in vivo, à des fins de compréhension de mécanismes fondamentaux ou d'évaluation de nouveaux médicaments. Il s’agit d’une nouvelle demande faisant suite à la fin de validité de la précédente autorisation. Dans le projet précédent, nous avons réalisé 18 études qui nous ont permis de proposer des modèles tumoraux de cancer de la prostate. Les résultats que nous avons obtenus ont été très pertinents avec une publication scientifique et une autre en cours de rédaction. Nous avons testé le potentiel thérapeutique ou métastatique de certains canaux ioniques dans le cancer de la prostate et nos clients souhaitent poursuivre sur des études d’efficacité thérapeutique. Avec 60 000 nouveaux cas en France tous les ans, le cancer de la prostate représente aujourd’hui la première cause de mortalité chez l’homme après 70 ans. On compte actuellement 9 000 décès par an pour ce cancer qui touche 1 homme sur 8. Actuellement, le Docetaxel est le traitement de référence des cancers de la prostate métastatiques résistants au traitement hormonal (CRPC). Cette chimiothérapie apporte un réel bénéfice au niveau de la survie des malades. Malheureusement, on sait qu’une grande partie des malades traités par ce médicament développent une résistance à la chimiothérapie. C’est pourquoi aujourd’hui, l’enjeu majeur consiste à trouver à la fois des méthodes pour prédire cette résistance et de nouvelles combinaisons de traitements pour surmonter cette résistance et éviter les traitements inutiles et toxiques. Le projet représente un ensemble d’études types qui pourront viser à comprendre des mécanismes impliqués dans la progression tumorale ou à évaluer l'efficacité thérapeutique de nouveaux traitements.
Bénéfices attendus
Il s’agit d’étudier par imagerie in vivo des modèles de cancer de la prostate à des fins de compréhension de mécanismes fondamentaux ou pour l'évaluation de nouveaux médicaments. Dans le projet précédent, les résultats que nous avons obtenus ont été très pertinents, nous avons testé le potentiel thérapeutique ou métastatique de certains canaux ioniques impliqués dans le cancer de la prostate et nos clients souhaitent poursuivre sur des études d’efficacité thérapeutique qui mettent en œuvre ces canaux ioniques. Ces travaux ont fait l’objet d’une publication scientifique et une autre en cours de rédaction.
Procédures
Induction du modèle de cancer : - par chirurgie : 1 acte par animal (15min max d’intervention sous anesthésie générale) - sans chirurgie : injection intracardiaque (quelques secondes sous anesthésie générale) - par injection sous cutanée (quelques secondes sous anesthésie générale) par injection intra tibiale (5min sous anesthésie générale avec radiologie). Castration : 1 acte par animal par chirurgie (15min max d’intervention sous anesthésie générale). Non systématique. Suivi par imagerie : au maximum 2 examens non invasifs par semaine pendant 16 semaines sous anesthésie générale. Traitements : au maximum 5 traitements par semaine pendant 16 semaines par voie orale, intrapéritonéale ou intraveineuse. Prélèvement de sang sur animal vigile au niveau sub mandibulaire ou sur animal anesthésié en rétro-orbitaire : (en 3 fois sur 24h ou en 1fois/jour sur 5 jours) Prélèvement de sang terminal par ponction cardiaque sur souris endormie en fin d’étude.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables potentiels sur les animaux sont: -pour le modèle sous-cutané (SC) : taille de la tumeur importante en fin d'étude entrainant une gêne pour la locomotion, nécrose de la tumeur (Incidence modérée sur le bien-être ou l’état général des animaux). -pour le modèle orthotopique : taille de la tumeur importante en fin d'étude provoquant une gêne dans la mobilité, les fonctions urinaires et digestives. (Incidence modérée sur le bien-être ou l’état général des animaux). -pour le modèle intracardiaque : développement de métastases osseuses ostéolytiques ou ostéoblastiques sur tout le squelette (Incidence sévère sur le bien-être ou l’état général des animaux). -pour le modèle intra tibia : développement d’une tumeur osseuse ostéolytique ou ostéoblastique au niveau du tibia et fémur (Incidence sévère sur le bien-être ou l’état général des animaux). -dans les cas d’administrations répétées de traitements : effets indésirables tels que rougeur au niveau du site d’injection ou une légère perte de poids. Les nuisances décrites ci-dessus (certaines sévères) sont potentielles car il ne sera pas nécessaire d’atteindre ces effets pour les besoins expérimentaux. Lors de notre précédent projet, nous avons pu tester les modèles : - Sous cutané : Nous n’avons pas observé de problème particulier, le suivi permet d’éviter l’atteinte des points limites. - Intraprostatique : Nous avons pu observer sur 50% des souris, une perte de poids comprise d’entre 5 et 10%, 5 jours après la chirurgie. Elles ont repris leur poids à J11 grâce aux mesures de raffinement. - Intracardiaque : Nous avons pu observer sur 11% des souris de ce modèle des difficultés de locomotion associé à une perte de poids supérieure à 10%, sur 21% des souris une perte de poids supérieure à 10% sans autres signes apparents. Ces difficultés apparaissent en fin d’expérimentation, elles ont duré moins de 5 jours pendant lesquelles des mesures de raffinement ont été prises avant mise à mort.
Devenir
Toutes les souris seront mises à mort à l'issue de chaque procédure car des prélèvements d'organes seront effectués par la suite.
Remplacement
Le cancer et la formation des métastases sont des phénomènes complexes qui font intervenir de multiples étapes, tissus et types cellulaires, conduisant en particulier à l’échappement des cellules cancéreuses de la tumeur primaire et leur survie et dissémination dans l’organisme. Ces paramètres ne pouvant être étudiés in vitro, le recours aux animaux est indispensable. Par ailleurs, afin de développer de nouvelles stratégies anti-cancéreuses, des études précliniques sont nécessaires et ne peuvent être réalisées que chez l'animal pour tenir compte de la complexité de la physiologie d'un organisme entier.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet est réduit au maximum sans toutefois compromettre les objectifs. Les groupes témoins seront regroupés lorsque cela sera possible. La mise en œuvre de l'imagerie permettra de suivre le même animal au cours du temps ce qui permet de réduire significativement leur nombre à 10 par lot. Des tests non paramétriques (type Test de Mann-Whitney ou test de Kruskal-Wallis) seront utilisés par nos clients.
Raffinement
Les méthodes d'imagerie mises en œuvre sont non invasives et certains actes sont réalisés sous anesthésie ce qui limite le stress infligé au cours de l’expérimentation. Les animaux seront observés quotidiennement et des points limites prédictifs nous permettront de prendre les mesures nécessaires afin de limiter la souffrance au cours de l’expérimentation. De plus, durant les examens d'imagerie et l'induction du modèle tumoral, les souris seront anesthésiées et chauffées (tapis chauffant pour la chirurgie ou plateau chauffant pour l’imagerie). La douleur liée à la chirurgie sera également prise en charge par l'utilisation d'analgésiques. Par ailleurs, nous donnons du gel nutritif (adapté à la récupération après chirurgie) 7 jours avant la chirurgie pour habituation et une fois la chirurgie réalisée, pour assurer un meilleur rétablissement post-opératoire. Pour garantir le statut sanitaire des souris immunodéficientes, elles seront hébergées en portoir ventilé et des procédures strictes seront respectées durant les différentes séances d’imagerie (désinfection du matériel, entretien des locaux, ordre de passage des souris dans l’imageur…).
Choix des espèces
La souris est une espèce animale classiquement utilisée pour les études de tumorigenèse, de progression tumorale et métastatique de par la relative faible durée des expérimentations (quelques semaines), ainsi que par la possibilité d’utiliser des techniques d’imagerie in vivo. C’est ainsi le modèle animal de choix afin de réaliser des expérimentations permettant d’étudier la croissance de tumeurs primaires et de métastases issues de cellules cancéreuses. Par ailleurs il existe des souris immunodéficientes bien adaptées pour les implantations de cellules d'origine humaine. Modèle de cancer réalisable chez la jeune souris (6 à 8 semaines). A ce stade, la croissance et le développement des tumeurs sont optimaux. Sur des animaux plus âgés, il est possible qu’une légère immunocompétence apparaisse, augmentant ainsi le risque de rejet de greffe tumorale.
Étude de la biologie du parasite responsable du paludisme et développement de vaccins anti-paludéens à l’aide de modèles murins MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
6 570 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, pour étudier le paludisme et développer un vaccin. Chacune peut recevoir des infections par Plasmodium, par injection ou par piqûres de moustiques infectés, des prélèvements sanguins quotidiens sur près de trois semaines, et pour certaines des chirurgies comme l'implantation d'un anneau de titane, une ablation de la rate ou une greffe de peau humaine. Le RNT classe ces manipulations répétées en souffrance légère. Les souris sont mises à mort avant l'apparition des symptômes du paludisme, que le porteur cherche à devancer.
Objectifs
Notre but majeur est la compréhension fonctionnelle des interactions parasite-hôte qui surviennent lors de la phase initiale de l’infection palustre dans le but ultime de développer un vaccin anti-paludique pré-érythrocytaire. A cet effet, nous utilisons une combinaison d’outils de génétique moléculaire, de biologie cellulaire et d’imagerie intra-vitale afin de comprendre comment l’animal est infecté et comment il monte une réponse immunitaire protectrice contre le parasite. Tous ces sujets doivent être abordés in vivo, en utilisant l'expérimentation animale, car la complexité de l'infection et de l'immunité ne peut être reproduite in vitro. Par conséquent, en utilisant principalement P.berghei et P.yoelii dans un modèle murin de paludisme, notre travail se décline selon trois axes majeurs : 1. Imagerie fonctionnelle de la phase pré-érythrocytaire de l’infection. 2. Compréhension de la mise en place de la protection contre la phase pré-érythrocytaire 3. Développement préclinique d'un vaccin pré-érythrocytaire contre le paludisme.
Bénéfices attendus
Dans ce projet nous espérons (i) mieux comprendre les premières étapes de l’infection en utilisant des approches de biologie cellulaire et moléculaire ainsi que la microscopie intra-vitale pour identifier les composants essentiels du parasite susceptibles de constituer des cibles pour de nouveaux médicaments et vaccins, (ii) mieux comprendre comment une immunité protectrice contre le parasite peut se développer et identifier de nouvelles cibles vaccinales, et (iii) développer pré-cliniquement un vaccin plus efficace contre le paludisme.
Procédures
[MODIFICATION] IMMUNISATIONS POUR VOIE INTRANASALE et DUREE DU PROJET Afin d’identifier et d’évaluer l’activité protectrice de nouvelles cibles vaccinales ou plateformes d’administration et d’élucider leur mécanisme d’action, les souris impliquées dans cette procédure expérimentale pourront être soumises à des injections sous-cutanées (15 sec), intrapéritonéales (15 sec), intramusculaires (15 sec) ou intraveineuses (30 sec) ainsi qu’à des prélèvements sanguins et un ou plusieurs challenges infectieux par des parasites de Plasmodium. Bien que susceptibles d’être répétées, ces manipulations sont toutes considérées de sévérité légère et seront, de plus, suffisamment espacées dans le temps pour limiter le stress infligé aux animaux. Pour infecter les souris vigiles avec des sporozoïtes, le parasite sera micro-injecté dans le coussinet plantaire (15 sec) ou par la voie intraveineuse (30 sec). Les souris anesthésiées seront infectées par micro-injection dans la peau du pavillon auriculaire (15 sec) ou par des piqûres de moustiques infectés. Après infection, la parasitémie des animaux est contrôlée par frottis sanguins ou cytométrie en flux, à partir d’une goutte de sang prélevée par ponction de la veine caudale de la queue (30 sec). Pendant la phase de croissance exponentielle du parasite, qui se produit normalement entre le 3ème et le 6ème jour post-infection les prélèvements seront réalisés quotidiennement. Alternativement, l’infection hépatique sera mesurée de manière non invasive par bioluminescence, ou par microscopie/ RT-PCR dans le foie disséqué. Des souris anesthésiées seront soumises à un acte chirurgical sans réveil (20 min) pour réaliser l’imagerie à court terme dans le foie ou la rate. Des souris anesthésiées et analgésiées seront soumises à un acte chirurgical avec réveil pour l’implantation abdominale d’un anneau en titane (imagerie longitudinale – foie, rate) (45 min), pour une splenectomie (45 min), ou pour la greffe de la peau humaine (30 min) (imagerie longitudinale de P. falciparum – peau).
Impact sur les animaux
Le rongeur vigile pourra souffrir de l'inconfort causé par des injections (intrapéritonéale, sous-cutané, intramusculaire, intraveineuse), par la micro-injection dans la peau, ainsi que par le prélèvement d'échantillons de sang à la queue, au menton ou à la joue. Bien que susceptibles d’être répétés, les prélèvements seront suffisamment espacés dans le temps pour limiter le stress infligé aux animaux : les prélèvements d’un volume sanguin de 25 µL à 50 µL au niveau d’un même site (joue, menton, veine caudale) seront espacés au minimum d’une semaine et les prélèvements d’une goutte de sang à l’extrémité de la queue pourront être répétés au plus quotidiennement pendant 20 jours consécutifs mais en aucun cas le volume prélevé n’excèdera 20 µL par période glissante de 7 jours. Les animaux infectés par le parasite seront mis à mort par la dislocation cervicale ou par exposition au CO2, avant l'apparition des symptômes du paludisme expérimental.
Devenir
Toutes les souris utilisées dans les procédures expérimentales seront infectées par des parasites type Plasmodium. Il ne sera donc pas possible de les maintenir en vie ou les réutiliser. Les souris seront mises à mort avant la phase symptomatique du paludisme. Seulement méthodes de mis à mort validées par le comité étique seront utilisées.
Remplacement
Les processus conduisant à l'infection de l'hôte par les différents stades parasitaires ou à la protection de l'hôte contre ces stades par le biais de la vaccination sont extrêmement complexes. Dans la phase initiale de l’infection, ils impliquent des interactions multiples et dynamiques entre le parasite et plusieurs types cellulaires dans la peau, les ganglions, les vaisseaux, le sang, la rate et le foie, qu'il est impossible de répliquer dans leur ensemble dans un système in vitro. L’étude approfondie de cette phase nécessite donc l’utilisation de modèles animaux pour appréhender cette incroyable complexité. Depuis les années 1950, les espèces de Plasmodium qui infectent les rongeurs, P. berghei et P. yoelii, sont devenues les espèces de choix pour étudier cette phase, et ont notamment permis la découverte des candidats vaccins les plus importants contre le paludisme. Pour évaluer les activités cellulaires des sporozoïtes (motilité, traversée cellulaire, infection cellulaire), et les effets neutralisants des effecteurs immunitaires ou antipaludiques, les expériences seront effectuées in vitro. Malheureusement, certains effets observés in vitro ne correspondent pas à ce qui est observé in vivo, nous obligeant à valider les résultats obtenus in vitro dans des modèles expérimentaux animaux.
Réduction
Nous utilisons le nombre minimum possible d’animaux pour nos expériences calculé à l'aide d'un logiciel développé à l'Institut Pasteur (shade.pasteur.fr) qui compare deux moyennes de groupes non jumelés à l'aide d'un test bilatéral paramétrique, en tenant compte des données expérimentales. Pour l’analyse statistique de nos expériences, nous appliquerons un test paramétrique ANOVA non jumelé, si nécessaire, ajusté pour comparaison multiple. Nous normaliserons les tests statistiques sur un effet "répétition/cage" grâce à l'utilisation de modèles mixtes. Également, nous rechercherons toujours à réduire ce nombre en améliorant les procédures, par exemple, en développant des méthodes d'imagerie intravitale non invasive pour diminuer le nombre de souris utilisées dans les études longitudinales.
Raffinement
Nos points limites sont établis de manière à éviter la phase symptomatique du paludisme chez les animaux infectés. Les souris auxquelles sont inoculées les espèces de Plasmodium adaptées aux rongeurs de laboratoire sont suivies quotidiennement durant la phase sanguine de l’infection afin de déterminer leur niveau de parasitémie. Les animaux sont mis à mort avant que n’émergent des symptômes signant des dommages systémiques – prostration, aspect du pelage, perte de poids - et témoignant du développement asexué non contrôlé du parasite dans le sang. Il est important de souligner que la phase de l’infection que nous analysons est asymptomatique, et que lorsque les procédures expérimentales nécessitent d’atteindre la phase érythrocytaire de l’infection, les animaux sont sacrifiés avant la survenue de symptômes ou complications létales- neuropaludisme, anémie prolongée. Nous utiliserons la grille comportementale/clinique de la SBEA pour évaluer l'état de santé des souris. Les souris avec plus de 1% de parasitémie seront observées quotidiennement, les autres seront suivies hebdomadairement. Les animaux obtenant un score de deux points (ex : poil hérissé, prostration) bénéficieront de mesures d'amélioration des conditions d'hébergement (enrichissement, chaufferette), de l'aliment (gel diététique) ou de traitements médicamenteux (analgésie). Les souris présentant un score supérieur à deux seront mises à mort par exposition au CO2.
Choix des espèces
Les hôtes naturels des parasites P. berghei et P. yoelii sont des espèces de rongeurs sauvages (Grammomys, Thamnomys) d’Afrique Centrale. Des isolats de ces parasites ont été transmis et adaptés aux souris et rats de laboratoire depuis de nombreuses années par plusieurs équipes. Il est reconnu dans la communauté scientifique que l’infection des rongeurs avec ces parasites est un modèle biologiquement pertinent pour étudier plusieurs aspects du paludisme chez l’Homme. La preuve de l’intérêt d’une recherche rigoureuse chez le rongeur pour éclairer ou informer la recherche chez l’Homme n’est plus à faire. Nous privilégions l’utilisation de souris dans nos études car la plupart des concepts issus des modèles souris, en particulier dans le domaine de la vaccinologie anti-palustre, se sont révélés exacts chez l’Homme. De plus, la disponibilité de diverses souris transgéniques rend cette espèce adaptée aux études fonctionnelles des voies impliquées dans l'infection et la protection de l'hôte. Les inoculations de parasites aux souris seront réalisées sur de jeunes adultes de 4 semaines car ils ne sont pas immunocompétents, ce qui favorise l’infection par le parasite. Les expériences d’imagerie in vivo seront réalisées sur des souris de 4-12 semaines. Les expériences sur les réponses immunitaires seront réalisées sur des souris adultes immunocompétentes âgées de plus de 6 semaines.
Dynamique et Homéostasie des Zones Germinatives du Cerveau Adulte de Danio rerio
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Une heure d'anesthésie deux fois par semaine pendant six à huit semaines : 320 poissons zèbres vont être utilisés, tous tués, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque poisson est mis à jeun douze heures avant chaque séance d'imagerie du cerveau, destinée à suivre des cellules souches neurales. Le RNT relève un stress lors des premières séances, qu'il estime s'atténuer après trois ou quatre passages. Tous les poissons sont mis à mort pour le prélèvement du cerveau.
Objectifs
Notre projet a pour but de comprendre comment les cellules souches neurales du cerveau adulte chez les vertébrés s’organisent en une hiérarchie qui permet à la fois une augmentation globale du nombre de cellules souches et la production de neurones.
Bénéfices attendus
La population de cellules souches neurales du cerveau antérieur adulte chez les vertébrés est composée de trois sous-populations imbriquées. Ce projet permettra de caractériser de façon différentielle le comportement de ces trois sous-populations de cellules souches neurales, et de déterminer quels paramètres peuvent prédire leurs comportements. Il permettra de comprendre comment la combinaison des trois sous-populations souches et la coordination de leurs dynamiques individuelles assure à la fois le maintien de cellules souches et la production de neurones tout au long de la vie. Comprendre les mécanismes de maintien contrôlé des cellules souches neurales à l’intérieur du cerveau adulte est absolument crucial puisque, chez l’homme et l’animal, la perte de ces cellules corrèle avec des déficits cognitifs ou émotionnels, et à l’inverse leur amplification crée un terrain favorable au développement de tumeurs.
Procédures
Anesthésie pour Imagerie durant 1 heure, 2 fois par semaine, pendant 6 à 8 semaines.
Impact sur les animaux
Nous prévoyons un stress léger lors des premières sessions d’imagerie au moment où les poissons seront prélevés dans leur aquarium pour anesthésie. Ce stress dure quelques dizaines de secondes au maximum jusqu’à ce que l’animal s’endorme. D’expérience, il s’ensuit rapidement une habituation et aucun stress n’est visible chez l’animal au bout de 3-4 sessions d’imagerie. L’anesthésie elle-même, d’une durée d’une heure au maximum, peut être suivie d’effets indésirables légers de courte durée. Enfin, l’animal est mis en jeûne la veille de chaque session d’imagerie, pour une durée de 12 heures, jusqu’à la fin de la session d’imagerie du lendemain. Si un effet indésirable inattendu apparaissait, nous arrêtons cette expérience et mettrons a mort les animaux.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort afin de prélever le cerveau pour analyses ex vivo.
Remplacement
Nous souhaitons comprendre un aspect fondamental de la biologie des cellules souches neurales (CSNs), à savoir comment ces cellules s’organisent en sous-populations coordonnées dans le temps et l’espace. Le travail sur cellules souches neurales en culture, bien que techniquement possible, a révélé que les cellules souches neurales isolées montraient des comportements aberrants jamais observés in vivo, notamment concernant leur mode et leur fréquence de division. Par ailleurs, toute mise en culture détruira l’organisation spatiale entre cellules au sein de leur niche, donc leur coordination spatio-temporelle, et les relations de voisinage sont l’un des paramètres que nous souhaitons mesurer. Il n’est donc pas possible de travailler en culture pour ce projet.
Réduction
Nous limiterons précisément le nombre d’animaux utilisés aux besoins statistiques de nos analyses, et ces besoins ont été calculés précisément avec un biostatisticien. De plus, les poissons seront imagés par groupe de 10, et les films seront analysés avant de passer au groupe suivant. Ceci permettra d’adapter nos besoins : lorsqu’un nombre suffisant de cellules souches d’un groupe d’intérêt aura été filmé pour conduire des analyses statistiques, l’expérience pourra être interrompue. Enfin, notre procédure de suivi direct des cellules souches par imagerie au cours du temps permet également en elle-même de limiter le nombre d’animaux utilisés, puisqu’un seul poisson sert pour analyser les cellules à différents points de temps.
Raffinement
Nous limiterons précisément le nombre d’animaux utilisés aux besoins statistiques de nos analyses, et ces besoins ont été calculés précisément avec un biostatisticien. De plus, les poissons seront imagés par groupe de 10, et les films seront analysés avant de passer au groupe suivant. Ceci permettra d’adapter nos besoins : lorsqu’un nombre suffisant de cellules souches d’un groupe d’intérêt aura été filmé pour conduire des analyses statistiques, l’expérience pourra être interrompue. Enfin, notre procédure de suivi direct des cellules souches par imagerie au cours du temps permet également en elle-même de limiter le nombre d’animaux utilisés, puisqu’un seul poisson sert pour analyser les cellules à différents points de temps.
Choix des espèces
Nous avons choisi le poisson Danio rerio. Le cerveau adulte de Danio rerio, à la différence des modèles « classiques » mammifères, maintient un grand nombre de cellules souches neurales. Utiliser cette espèce permet donc d’avoir accès à un beaucoup plus grand nombre de cellules souches neurales par animal. Ces cellules sont également organisées en une monocouche superficielle au lieu d’être profondes, permettant des approches d’imagerie sans chirurgie. Ces deux points répondent au principe de « réduction ». Par ailleurs, les cellules souches neurales de Danio rerio sont identiques aux cellules souches des mammifères (cellules gliales, quiescentes, capables d’auto-renouvellement et de multipotence, et dont l’état d’activation est contrôlé par les même voies moléculaires). Les résultats obtenus seront donc directement transposables aux mammifères. Tous les animaux seront utilisés à l’âge adulte jeune (3 mois post-fécondation [mpf]), car nous travaillons sur la biologie des cellules souches neurales adultes. Les premiers signes de ralentissement de l’activité des cellules souches neurales sont observés in vivo à environ 5-6 mpf, et il est important également de nous placer avant ce stade.
Rôle du métabolisme des phosphoinositides dans la physiopathologie de la myopathie centronucléaire liée au chromosome X (1/2)
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
1 217 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à sévère. Modifiées pour perdre une protéine musculaire, elles développent une myopathie qui les affaiblit jusqu'à la perte de mobilité et la mort vers treize semaines, et subissent des tests répétés de force, de course sur tapis et de motricité. Le porteur affirme que la maladie ne provoque pas de douleur, tout en décrivant une dégradation musculaire qui mène à la mort. Les bénéfices thérapeutiques restent suspendus à de futurs essais, quand la dissection des muscles après mise à mort, elle, est programmée.
Objectifs
La myopathie centronucléaire liée au chromosome X est une maladie grave, touchant les garçons dès la naissance, qui rend les muscles très faibles et pour laquelle il n’existe malheureusement pas encore de traitement. Elle est causée par des mutations d’un gène codant une protéine qui contrôle le métabolisme de certains types de lipides. Lorsque la protéine ne fonctionne pas bien, les muscles perdent leur force et deviennent plus petits. Afin de mieux comprendre le rôle de cette protéine dans le fonctionnement du muscle et dans le développement de la myopathie centronucléaire, nous avons créé une nouvelle lignée de souris dans laquelle cette protéine a perdu sa fonction. Ces souris commencent à montrer des signes de myopathie vers 6 semaines et vivent moins longtemps que les souris normales. Dans leurs cellules musculaires, deux fonctions semblent particulièrement perturbées : la fonction mitochondriale et la fonction lysosomale. L’objectif du projet est de mieux caractériser l’évolution de la fonction musculaire chez ces souris au cours du développement de la myopathie centronucléaire et de comprendre comment les fonctions mitochondriale et lysosomale sont contrôlées par cette protéine. Nous testerons également plusieurs traitements pour restaurer les fonctions mitochondriale et lysosomale lorsque la protéine ne fonctionne plus afin de proposer de nouvelles pistes thérapeutiques contre cette maladie. Le projet se deroulera dans deux établissements utilisateurs : les tests auront lieu dans l’EU 1 et la mise à mort sera effectuée dans l’EU 2.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux comprendre comment la perte de fonction de la protéine perturbe le fonctionnement normal du muscle et provoque la myopathie centronucléaire liée au chromosome X (XLCNM). Plus précisément, il permettra d’étudier le rôle des fonctions mitochondriale (production d'énergie pour la cellule) et lysosomale (recyclage des déchets cellulaires) dans le développement de la maladie. De plus, il permettra de tester de nouveaux traitements potentiels en vérifiant qu’ils ne sont pas toxiques et qu’ils sont efficaces pour empêcher ou ralentir le développement de la XLCNM. Si les résultats sont positifs, ils pourront être proposés pour de futurs essais chez les patients atteints de myopathie centronucléaire.
Procédures
Sur le 1er groupe d’animaux, 4 fois (semaines 4-7-10-13), sur animal vigile sauf si mention contraire : -mesure de composition corporelle : contention dans l’appareil de mesure de la composition corporelle, 2 minutes -test de force (force d'agrippement des 4 membres à une grille reliée à un dynamomètre): 5 x 1 seconde, avec au moins 1 minute de repos entre 2 essais -test de course sur tapis roulant : 10-45 minutes selon la capacité des animaux -test de motricité (temps mis pour franchir un obstacle de type "échelle horizontale" en marchant): 3 x 30 secondes à 5 minutes selon la capacité des animaux -test de la fonction de la jonction neuromusculaire (animal anesthésié) : stimulation électrique 8 x 0,2 millisecondes Sur le 2ème groupe d’animaux, 1 fois : 1 injection sur animal anesthésié, 10 secondes Sur le 3ème groupe d’animaux : -injection intrapéritonéale : 1 / jour pendant 28 jours consécutifs, 28 x 10 secondes -test de force: 5 x 1 seconde, avec au moins 1 minute de repos entre 2 essais ; toutes les 2 semaines, entre 6 et 10 fois (selon de combien de temps le traitement retarde l’apparition des symptômes sévères) -test de motricité : 3 x 30 secondes à 5 minutes selon la capacité des animaux ; toutes les 2 semaines, entre 6 et 10 fois (selon de combien de temps le traitement retarde l’apparition des symptômes sévères) Sur le 4ème groupe d’animaux : -test de force: 5 x 1 seconde, avec au moins 1 minute de repos entre 2 essais ; toutes les 2 semaines, entre 6 et 10 fois (selon de combien de temps le traitement retarde l’apparition des symptômes sévères) -test de motricité : 3 x 30 secondes à 5 minutes selon la capacité des animaux ; toutes les 2 semaines, entre 6 et 10 fois (selon de combien de temps le traitement retarde l’apparition des symptômes sévères) Toutes ces interventions seront réalisées dans l’établissement EU 1.
Impact sur les animaux
La myopathie centronucléaire chez l’Homme se caractérise par une faiblesse musculaire dès la naissance, sans douleur, due à l’absence d’une protéine. La faiblesse musculaire s’aggrave progressivement jusqu’ à ce qu’ils ne puissent plus respirer et meurent vers l’âge de 2,5 ans. La souris que nous avons créée, dont la protéine n’est plus fonctionnelle, développe les premiers symptômes autour de 6 semaines. D’après nos premiers résultats, ces symptômes deviennent sévères rapidement pour aboutir à une perte de mobilité des membres inférieurs et à la mort des animaux autour de 13 semaines en moyenne. Ponctuellement, les souris seront soumises à des stress et de l’inconfort pour des durées très courtes (contention nécessaire aux injections et injections elles-mêmes, mesures de composition corporelle et de force) ou courtes avec fin immédiate du stress et de l’inconfort à l’arrêt de la manipulation (tests d’endurance). Les traitements viseront tous à améliorer le phénotype musculaire et à prolonger la durée de vie. Deux d’entre eux ont déjà été largement utilisés dans des modèles animaux et testés lors d’études cliniques. Concernant le troisième, son absence de toxicité à haute dose à court et moyen termes (4 mois) a déjà été testée et validée sur des souris. Afin de déterminer les conditions de traitement optimales, la présente demande inclut une expérience préliminaire au cours de laquelle des petits groupes de souris seront traités selon différentes modalités, mais à des doses inférieures ou égales à celle déjà testée. Enfin, l’injection par voie intraveineuse d’un virus spécial (utilisé chez l’Homme en thérapie génique), qui permettra de faire briller une protéine dans certaines parties de la cellule, bien que réalisée sous anesthésie, pourrait entraîner un inconfort léger au réveil. Pour éviter cela, nous utiliserons un gel analgésique localement.
Devenir
A l’issue des procédures, les animaux seront mis à mort et leurs muscles disséqués pour réaliser des analyses histologiques et moléculaires ou pour préparer des cultures de cellules musculaires in vitro.
Remplacement
Le but principal de ce projet est d’étudier un nouveau modèle de la myopathie centronucléaire pour mieux comprendre comment les muscles sont touchés. Ensuite, ce modèle servira à tester plusieurs traitements qui pourraient aider les muscles à mieux fonctionner. Pour cela, nous devons mesurer des paramètres importants du fonctionnement du muscle comme la force, l’endurance, la façon dont les souris bougent mais aussi combien de temps elles vivent. Ces paramètres ne peuvent pas être mesurés avec d’autres méthodes. Les autres méthodes disponibles sont des cellules musculaires qui poussent dans une boîte en plastique au laboratoire, mais ces cellules ne deviennent jamais aussi développées, ni aussi fortes, que de vrais muscles dans un corps vivant. Elles ne peuvent même pas vraiment se contracter comme un vrai muscle. Elles ont quand même été utiles pour comprendre ce qui ne marche plus quand la protéine d’intérêt est absente, et pour trouver quelles parties de la cellule sont perturbées (par exemple, les mitochondries et les lysosomes). Ces cellules seront d’ailleurs à nouveau utilisées plus tard pour comprendre comment elles réagissent aux traitements, mais pour bien étudier l’effet des médicaments sur les muscles, il faut utiliser les souris du modèle de myopathie centronucléaire.
Réduction
Nous avons utilisé des méthodes statistiques pour calculer combien de souris utiliser pour chaque expérience afin d’être sûrs d’obtenir des résultats fiables, tout en utilisant le moins d’animaux possible. Tout d’abord, nous comparerons la force des muscles entre les souris saines et les souris malades au cours de l’évolution de la maladie. D’après nos tests précédents, il faut environ 21 souris par groupe pour voir une vraie différence. Nous incluerons 2 souris de plus dans le groupe malade au cas où certaines souris meurent plus tôt à cause de la myopathie. Des souris seront également nécessaires pour étudier ce qui se passe à l’intérieur des muscles aux différentes étapes du développement de la maladie, c’est-à-dire aux âges de 4, 7, 10 et 13 semaines. Pour ces analyses, nous aurons besoin de 9 souris par groupe. Ensuite, nous ferons un essai pour vérifier une nouvelle technique qui permet de « marquer » certaines parties des cellules musculaires (mitochondries et lysosomes) avec un virus spécial. Pour ça, nous utiliserons seulement 3 souris saines par groupe. Pour comparer les protéines et les petites molécules dans ces mitochondries et ces lysosomes chez les souris saines et les souris malades, nous utiliserons 6 à 12 souris par groupe selon la variabilité des mesures. Les groupes de souris malades auront une souris de plus au cas où l’une meure plus tôt à cause de la myopathie. Puis nous testerons différents traitements (3 médicaments, donnés à différents moments au cours du développement de la maladie) pour essayer d’améliorer la force des muscles et augmenter la durée de vie des souris. Pour cela, nous aurons besoin de plusieurs groupes de souris pour comparer les effets de ces traitements à des souris saines et à des souris malades non traitées. Nous aurons besoin de 19 souris par groupe pour détecter une différence intéressante, et nous ajouterons 2 souris de plus dans les groupes de souris malades au cas où certaines souris meurent plus tôt à cause de la myopathie. Enfin, des souris serviront à préparer des cellules musculaires en laboratoire pour comprendre ce qui se passe à l’intérieur des cellules et comment elles réagissent aux traitements.
Raffinement
La myopathie centronucléaire, chez les souris comme chez les patients, ne provoque pas de douleur au niveau des muscles, ni ailleurs. Nous serons quand-même attentifs à ce que les souris ne souffrent pas durant nos expériences. Pour cela, nous leur permettrons d’avoir un comportement aussi naturel que possible dans leurs cages en leur donnant du matériel leur permettant de ronger et de faire un nid, et elles seront plusieurs par cage afin de ne pas souffrir d’isolement. Lorsque leurs muscles deviendront faibles et qu’elles auront du mal à se déplacer, nous leur fournirons la nourriture et l’eau directement au fond de la cage pour qu’elles n’aient aucun effort à faire pour s’alimenter. Avant de réaliser les tests de la fonction musculaire, nous les habituerons aux systèmes utilisés pour qu’elles ne soient pas stressées au moment de faire les tests. Lorsque des anesthésies seront nécessaires, nous les placerons sur un tapis chauffant pour ne pas qu’elles aient froid durant l’expérience. Suite aux injections intraveineuses de virus, nous utiliserons un analgésique local.
Choix des espèces
La myopathie centronucléaire est une maladie musculaire due à l’absence d’une protéine dans le muscle. Nous avons donc créé une nouvelle lignée de souris chez laquelle cette protéine ne fonctionne pas dans le muscle afin d’étudier comment la protéine provoque la maladie. Ces souris ne présentent initialement pas de symptômes ; à partir de 6 semaines, leur fonction musculaire commence à se dégrader et elles meurent en moyenne vers 13 semaines. Dans les expériences sans traitement, nous utiliserons des souris âgées entre 4 et 13 semaines, c’est-à-dire avant le moment où elles risquent de mourir de la maladie. Dans les expériences avec traitements, ceux-ci auront pour objectif d’améliorer la fonction musculaire, mais également d’augmenter la durée de vie. Si ces traitements fonctionnent, nous serons donc amenés à étudier les souris au-delà de 13 semaines, plus ou moins longtemps en fonction de l’efficacité des traitements pour maintenir la fonction musculaire.
Nouvelle immunothérapie dans le contrôle de l’inflammation responsable du développement tumoral dans le poumon chez la souris
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
- Système respiratoire
Soumises à une inoculation de tumeur par injection ou par chirurgie, 1 864 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, la grande majorité classée sévère. Elles reçoivent ensuite des injections de traitements plusieurs fois par semaine pendant deux à quatre semaines, les tumeurs pouvant provoquer douleurs, perte de poids et gêne respiratoire. Le RNT range tous ces modèles parmi les plus sévères et prévoit une surveillance quotidienne aux moments critiques. À la fin de chaque procédure, les souris sont mises à mort et des organes prélevés.
Objectifs
Ces dernières années, la compréhension des différents acteurs d’une réponse inflammatoire que ce soit dans le cas d’auto-immunité, de rejet d’organes, ou de réponse antitumorale a mis en lumière l’équilibre entre l’activation et l’inhibition de cette réponse. Les traitements de plus en plus ciblés visent des gènes spécifiques de l’immunité sur l’une ou l’autre catégorie des populations immunitaires avec pour effet de moduler la réponse immune. Dans le cas du cancer, les molécules ciblant des points de blocage à la surface des cellules immunitaires ont eu de très bons résultats en essais cliniques. Ces essais ont été rendus possibles grâce à la preuve de concept sur des modèles précliniques chez la souris. Malgré ces avancées, les rechutes sont encore trop nombreuses et il est essentiel de chercher d’autres molécules et d’autres combinaisons. Ce projet s’inscrit ainsi afin d’étudier le potentiel thérapeutique de nouvelles molécules de type protéique dans des modèles de cancer. Nous aimerions donc tester différents traitements de l’immunité capables d’activer un ou plusieurs types cellulaires et analyser les effets engendrés par cette activation dans des modèles de cancer.
Bénéfices attendus
A terme, ce projet pourrait permettre d’identifier un traitement très novateur dans la recherche de nouvelles stratégies thérapeutiques contre le cancer humain afin de répondre à des besoins cliniques importants. Durant toutes ces évaluations précliniques, de nouvelles découvertes pourront être faites, notamment durant l’étude de la mécanistique du produit sur le système immunitaire en mettant en lumière des populations cellulaires antitumorales et des mécanismes d’action particuliers et inhérents aux molécules étudiées.
Procédures
Les animaux seront soumis à une inoculation de tumeur via injection (5min), ou via intervention chirurgicale sous anesthésie et analgésie (10-15min). Pour le suivi de chaque modèle, les animaux seront également soumis à des injections (1min) pour les traitements (environ 3 fois par semaine pendant 2 à 4 semaines selon le type de traitement) sur animaux vigiles et, si besoin, pour l’injection d'une molécule "traceur" de la tumeur lors du suivi de la croissance tumorale par "scanner" (1 à 2 fois par semaine). Les animaux pourront être soumis à des injections (environ 3 fois par semaine pendant 2 à 4 semaines) vigiles ou sous anesthésie (5min). Dans le cadre de l’étape d’identification des mécanismes mis en jeu dans la réponse antitumorale, un prélèvement de sang des animaux pourra être effectué sous anesthésie (intervention sans réveil). Certains animaux seront prélevés en sang en vigile (4 fois par jour le premier jour, puis une fois par jour la première semaine puis une fois par semaine, 20sec).
Impact sur les animaux
Les modèles tumoraux décrits dans cette saisine ont plusieurs effets indésirables en fonction du modèle. Une altération de la respiration peut être observée (point-limite). Tous ces modèles (or les modèles sous-cutanés) peuvent induire de la douleur, une perte de poids chez la souris, une diminution de la mobilité, un stress notamment dû à la chirurgie associée, et un comportement altéré provoqué par ses différents effets indésirables. Tous ces modèles sont considérés comme sévères et une attention particulière sera apportée régulièrement aux souris (quotidiennement aux points les plus critiques). Les modèles tumoraux sous-cutanés peuvent provoquer de la douleur en fonction de la taille, donc la tumeur ne devra pas provoquer de gêne pour la mobilité de l’animal, ni excéder une taille point limite.
Devenir
A la fin de chaque procédure, les animaux seront mis à mort et des organes d’intérêt pourront être récupérés pour compléter les analyses.
Remplacement
A ce jour, aucune méthode ne peut remplacer un système immunitaire complet et donc rend indispensable l’utilisation d’animaux. Des études préliminaires sur des cellules humaines en culture ont permis d’identifier une activité biologique de ces nouveaux traitements et donc, ont orienté les paramètres à évaluer lors de l’étude de la molécule chez l'animal.
Réduction
L’ensemble des animaux prévus ne sera pas utilisé selon les résultats observés sur les trois traitements évalués et sur les modèles précliniques évalués. Seulement le ou les traitements efficaces se verront évalués lors des étapes suivantes, limitant ainsi le nombre d’animaux à utiliser. Par conséquent, dans le cas de l’observation d’un effet, nous réaliserons ensuite des études d’une part pour faire des études de combinaison de traitements avec des traitements standard en oncologie et d’autre part, pour déterminer les mécanismes mis en œuvre, notamment en euthanasiant des souris avant d’atteindre le point limite à différents temps après l’initiation de la pathologie. Dans le but d'utiliser un nombre d'animaux cohérent avec une pertinence statistique, nous avons défini le nombre d'animaux par groupe de 7 animaux selon les étapes pour l’ensemble des groupes. Ce nombre d’animaux par groupe nous permet d’analyser nos données en combinant un test statistique fiable et un nombre d’animaux réduit.
Raffinement
Une étape d’acclimatation de 4 jours minimum sera systématiquement réalisée à l’arrivée des animaux pour éliminer le stress dû au transport et permettre l’habituation aux nouveaux locaux et personnels animaliers avant tout acte sur l’animal. Nous chercherons à obtenir dans un premier temps des différences significatives et reproductibles sur l’efficacité thérapeutique des traitements entre les groupes de souris, puis un effet combinatoire de traitement avec des traitements anti-cancéreux conventionnels, et enfin à décortiquer les mécanismes évoluant dans cette réponse antitumorale. La douleur sera dans la mesure du possible évitée en mettant à mort les animaux selon un score clinique vétérinaire ou par injection d’analgésique dans le cas de morsure par exemple. En outre, les animaux sont maintenus dans un cycle jour/nuit de 12h/12h avec un accès à l’eau et à la nourriture à volonté. Des brindilles de papier sont placées dans la cage pour permettre aux souris de s’enfouir et se cacher. Si un mâle se retrouve dominant et attaque ses congénères malgré la présence d'enrichissements, il sera isolé dans une cage individuelle avec deux enrichissements supplémentaires du fait de son isolement (frisottis et dôme/tunnel). L’analgésie, quant à elle, dépendra de la cause. Pour les animaux en souffrance, l’animal se verra administrer une injection d'analgésique deux fois par jour jusqu’à diminution du score ou exclusion de l’étude. Pour les plaies de surface comme les morsures, après désinfection, les animaux pourront recevoir directement sur la plaie un analgésique local. Enfin, nous utiliserons préférentiellement des mâles car les hormones du sexe féminin peuvent apporter une protection générant de l’hétérogénéité sur le développement tumoral. Toutefois, nous n’excluons pas la possibilité de tester les thérapies sur les deux sexes car cette protection hormonale n’est pas valable pour tous les modèles précliniques de tumeur.
Choix des espèces
Nous travaillerons avec la souris qui est un modèle de référence pour la recherche fondamentale ainsi que pour les examens précliniques. Il s’agit en effet d’un modèle animal pour lequel de nombreux outils génétiques et biologiques sont disponibles. Les modèles d’inflammation dans ces souris autorisent une relevance pathologique satisfaisante en comparaison avec la réalité clinique. Des adultes de 7 à 10 semaines seront utilisés, car la prise tumorale est homogène dans cette tranche d’âge contrairement à des âges précoces ou avancés où les défenses immunitaires sont différentes et peuvent induire une hétérogénéité de réponse antitumorale, et donc un stade tumoral différent.
Radiothérapie interne vectorisée sur deux modèles murins de glioblastome
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Pour tester une radiothérapie interne ciblée sur deux modèles de glioblastome, 660 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit une injection de cellules tumorales cérébrales puis un suivi par IRM jusqu'à six fois, la tumeur pouvant entraîner la mort en une trentaine de jours sans traitement. Le RNT annonce un bénéfice pour l'humain formulé au conditionnel et repoussé "ultérieurement". Toutes les souris sont mises à mort, une issue présentée comme évitant la souffrance liée à la croissance de la tumeur.
Objectifs
Le projet consiste à mettre en place une nouvelle stratégie thérapeutique basée sur une molécule qui a déjà été testé en clinique et qui mérite une attention particulière pour des développements thérapeutiques pertinents. Il s’agit d’une molécule ayant une faible pénétration dans les tissus, ce qui permettrait de proposer une thérapie plus précise dont la toxicité auprès des tissus sains serait moindre. L’objectif sera de tester cette nouvelle stratégie thérapeutique sur 2 souches de souris différentes.
Bénéfices attendus
Le bénéfice attendu est l'innovation thérapeutique par le ciblage de nouvelles cibles thérapeutiques sur une tumeur en place pour une amélioration de la prise en charge de ces tumeurs ultérieurement chez l'homme.
Procédures
Les animaux seront anesthésiés et soumis à des actes expérimentaux modérées (durées d'environ 30 minutes) telles que l'injection de cellules tumorales, de thérapies spécifiques, de suivi par imagerie IRM. En fonction de la procédure concernée un animal peut subir d'un seul acte jusqu'à 3. Le nombre d'IRM maximal réalisé sur un même animal est de 6.
Impact sur les animaux
L’administration des traitements peut entraîner une certaine fatigue et un affaiblissement rapidement réversible (environ deux jours) de l'animal. L'induction d'une tumeur par injection de cellules entraîne en l'absence de traitement une détoriation de l'état général de l'animal pouvant entraîner la mort au bout de 30 jours. Il n'y a pas d'autres nuisances ou d'effet indésirables attendus sur les animaux.
Devenir
Tous les animaux du projet sont mis à mort pour éviter toute souffrance liée à la pousse du glioblastome.
Remplacement
Le projet ici proposé a pour but l’étude de "cibles" et leur ciblage par une thérapeutique innovante sur tumeur en place pour l’éradication de tumeurs cérébrales. Si sa mise en place nécessite l’utilisation d’animaux pour valider les étapes finales de caractérisation des "cibles" (tumorigénicité, radiorésistance des cellules tumorales) et celle d’élimination (traitements sur tumeur en place), alors de nombreuses étapes amont, ont été réalisées in vitro sur des modèles cellulaires pour répondre aux normes de remplacement. Des études protéomiques et la modélisation informatique de ces données ont été faites sur des cellules hors du contexte animal. Par ailleurs justement pour ces dernières validations dans le contexte réel, il n'y a pas d'alternatives ni d'explants, ni d'organoides, ou coupes organotypiques sur lesquelles nous pourrions répondre à nos questions de tumorigénicité et de réponse au traitement dans le contexte global.
Réduction
En amont de ces expériences chez l'animal, divers essais sur ces cellules tumorales ont été réalisés limitant aux seuls prototypes utiles alors implantés chez l'animal la réalisation de cette étude. Le nombre d'animaux utilisés a été défini pour pouvoir générer des données statistiquement interprétables.
Raffinement
Les animaux sont stabulés dans un environnement favorable à leur bien-être, par ailleurs vérifié par le SBEA local. Pour chaque protocole, un suivi quotidien du comportement, de la perte de poids de l'animal et de sa cicatrisation est effectué. Un suivi IRM est également réalisé de manière hebdomadaire pour surveiller la progression du volume tumoral dans le cerveau de l'animal. Les animaux bénéficient d’une surveillance accrue jusqu’à leur réveil afin de détecter précocement toute forme de souffrance. Ils bénéficient de soins post-opératoires, mesures de gestion de la douleur avec analgésique, conditions d'hébergement optimale, enrichissement du milieu. Les animaux seront hébergés dans un environnement dont la température, l’humidité, le renouvellement de l’air ainsi que le cycle d’éclairage sont contrôlés selon les normes légales en vigueur. Un enrichissement du milieu avec des petites maison et tunnel ainsi que des frisotis est mis en place du début à la fin. Toutes les procédures seront réalisées sous anesthésie générale. Une anesthésie gazeuse sera appliquée aux animaux lors du suivi IRM hebdomadaire.
Choix des espèces
La raison pour laquelle il est envisagé d’utiliser deux types de cellules dans deux souches différentes de souris est de pouvoir réaliser les tests sur des cellules humaines de glioblastome dans un cas et dans l'autre cas de pouvoir étudier le rôle de l’immunité.
Diffusion de molécules à l’oreille interne par sonoporation sur modèle ovin – MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
Anesthésiées trois heures pour une première chirurgie de l'oreille interne, puis à nouveau trente minutes pour un prélèvement, 27 brebis vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. L'étude compare deux méthodes de diffusion d'un produit dans l'oreille interne, chaque brebis servant de son propre témoin. Cette version modifiée ajoute quatre animaux pour valider une nouvelle sonde. Les brebis sont mises à mort parce que l'intervention leur laisse une surdité irréversible, des vertiges et une paralysie faciale qui empêche de s'alimenter normalement.
Objectifs
L'objetif principal de notre projet vise à étudier la diffusion de molécules de gadolinium au sein de l'oreille interne en comparant les injections transtympaniques classiques versus l'utilisation d'ultrasons. Les objectifs secondaires sont de vérifier l'absence de retentissement sur la fonction auditive après la réalisation des séances de ces techniques et à distance (J7 de la délivrance), une conservation de l'quilibre et de la symétrie du visage, et l'absence d'altération de la composition des liquides de l'oreille interne suite à ces procédures.
Bénéfices attendus
Si les résultats du projet sont démontrés, c'est-à-dire une amélioration de la diffusion du gadolinium à l'oreille interne par sonoporation (avec ou sans microbulles chargées) avec absence d'effets indésirables à court et long terme, cela permettra de proposer un nouveau mode de diffusion chez l'Homme. Cette méthode permettrait d'obtenir une meilleure diffusion le long de la cochlée et des concentrations plus élevées d'agents thérapeutiques au sein de la cochlée. Par la suite, il sera nécessaire de développer une sonde spécifique pour l'Homme, de réaliser de nouvelles expérimentation avec d'autres molécules. Cependant, cette étape préliminaire reste indispensable à la poursuite du projet. Cette voie de délivrance par sonoporation à l'oreille interne pourrait par la suite avoir un rôle thérapeutique notamment pour traiter certaines atteintes de l'oreille interne comme la surdité brusque, la maladie de Menière où actuellement les injections transtympaniques sont privilégiées. Il pourrait aussi s'agir d'une voie de délivrance dans le cadre de la thérapie génique pour les surdités d'origine génétique.
Procédures
La majorité des actes auront lieu sous anesthésie générale, il s'agit de la mesure des seuils auditifs, de l'abord chirurgical avec la délivrance de molécule, de l'imagerie et du prélèvement de liquide de l'oreille interne. La durée de la première anesthésie générale sera de 3H (1H de chirurgie et 2 H d'imagerie). La seconde anesthésie générale durera 30 minutes, il sera effecué le prélèvement de liquide de l'oreille interne au cours de cette chirurgie.
Impact sur les animaux
Les brebis incluses subiront deux anesthésies générales. Lors de la première, il sera effectué une mastoïdectomie avec délivrance de molécules. Lors de la seconde, il sera effectué un prélèvement de périlymphe. La contention effectuée pour l'induction des 2 anesthésies peut engendrer du stress pour l’animal, et l'injection de produit anesthésiant par voie intraveineuse à la jugulaire peut provoquer un hématome.
Devenir
L'ensemble des brebis seront euthanasiées suites aux procédures compte tenu de la perte de la fonction auditive irréversible, de vertiges incoercibles empêchant une mobilité normale et d'une paralysie faciale empêchant une alimentation normale. Ainsi ces pertes de fonctions auront un retentissement majeur dans la vie quotidienne des brebis.
Remplacement
Des études pré-cliniques chez l'animal sont nécessaires afin de s'assurer de la bonne diffusion des molécules utilisées suite à la sonoporation au sein de l'oreille interne. L'utilisation de modèles animaux autorise aussi la vérification de l'absence d'évènements indésirables, et le prélèvement de liquide de l'oreille interne. Cette étude permettra de s'assurer de la supériorité de la sonoporation pour la diffusion du gadolinium au sein de l'oreille interne et de vérifier l'absence de déficit (auditif, vestibulaire ou de la fonction faciale). Le modèle animal ne peut être substitué par un modèle in-vitro ou in silico à ce jour.
Réduction
Sur la base d'une étude statistique et bibliographique, notre étude nécessite l'inclusion de 27 animaux. Afin de réduire le nombre d'animaux utilisés, chaque brebis sera son propre témoin avec un côté où il sera effectué une délivrance de gadolinium par sonoporation et un autre une délivrance par injection en regard de la fenêtre ronde pour vérifier l'hypothèse d'une meilleure diffusion par sonoporation. L'hypothèse d'une amélioration de la diffusion de 60% +/- 30 % du gadolinium par la sonoporation sera vérifiée par un test statistique approprié, ainsi que l'absence de baisse des seuils auditifs. Le calcul d'effectif indique qu'un groupe de 6 sera suffisant pour confirmer cette hypothèse. En métabolomique (pour l'analyse de la périlymphe), il n'existe pas de recommandation sur le nombre minimum de sujets. Cependant nos précédentes études sur le sujet ont montré que l'inclusion de 6 sujets avait permis de faire ressortir des groupes statistiquement différents en utilisant des analyses statistiques adaptées. Notre expérience, sur le prélèvement de périlymphe, nous a permis de le réaliser systématiquement sur une oreille normale jamais opérée. La principale contrainte était le faible volume prélevé qui a été résolu par validation de la technique d'analyse. Ainsi, nous estimons que 12 brebis incluses au total serait raisonnnable pour ne pas augmentrer le nombre d'animaux tout en ayant des résultats si nos hypothèses se vérifient. 2 animaux supplémentaires seront prévus en cas de problème. 4 ANIMAUX SUPPLEMENTAIRES SONT DEMANDES POUR VALIDER LA NOUVELLE SONDE DEVELOPPEE SPECIFIQUEMENT POUR CE PROTOCOLE, D'UN DIAMETRE INFERIEUR (3 MM VS 15 MM).
Raffinement
Anesthésie : les animaux arriveront la veille de la 1ère anesthésie, et seront mis à jeun 15h avant l’intervention, avec abreuvement adlibitum. Induction intraveineuse, puis maintien au masque avec inhalation d’un mélange gazeux d’oxygène et de gaz anesthésiant pour obtenir un relachement musculaire suffisant avant intubation. Chirurgie et Per-imagerie - Anesthésie : Les brebis seront maintenues sous O2 à la fin de la première anesthésie pour améliorer la qualité et la rapidité du réveil. Dès que l’animal présentera les premiers signes de déglutition ou de clignement des paupières, il sera extubé. Les animaux sont logés en cases collectives sur paille, et manipulés dans le calme. Le monitoring des constantes sera effectué lors de l'anesthésie générale afin de détecter une douleur peropératoire nécessitant une adaptation de l'analgésie et/ou de la profondeur de l'anesthésie. La réalisation d'une anesthésie locale permettra de minimiser la douleur per opératoire. Ces injections seront renouvelées en cas de douleur de l'animal . Une table chauffante sera utilisée pendant la durée de l'anesthésie générale pour éviter tout épisode d'hypothermie. La douleur post-opératoire sera aussi monitorée avec l'échelle visuelle en pièce jointe et l'analgésie revue en cas de douleur.
Choix des espèces
La brebis est l'animal que nous désirons utiliser pour ces recherches sur l'oreille interne car elle présente un spectre auditif comparable à l'Homme et une anatomie de l'oreille interne semblable à l'Homme en terme d'anatomie et de dimensions. La chirurgie de la brebis est comparable à celle de l'homme pour l'accès à l'oreille interne. Le sexe féminin est à privilégier compte tenu des difficulté d'accès à l'oreille interne chez le bélier. En effet, l'épaisseur de la corticale du bélier rend le fraisage difficile et très long. Enfin, le volume de liquide endocochléaire prélevé chez la brebis est comparable au volume qu'il est possible de prélever chez l'Homme rendant possible les études en métabolomique sur ce liquide. Les animaux utilisés seront âgés de plus d'un an car à cet âge, la maturation du système auditif est atteinte. Afin de constituer un groupe homogène, les brebis seront âgées de 2 à 3 ans.
Recherche des paramètres d’exposition sonore et médicamenteuse induisant un déficit auditif léger chez le rat
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
Quatre semaines d'exposition sonore à raison de huit heures par jour cinq jours sur sept, ou des injections répétées de molécules toxiques pour l'oreille : 264 rats vont être utilisés, tous tués, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à sévère. L'objectif est de calibrer des doses de bruit, d'anticancéreux et d'antibiotiques provoquant une perte auditive légère, ces molécules pouvant aussi entraîner une toxicité rénale et digestive. Le RNT reconnaît que la mort d'un petit nombre d'animaux ne peut être exclue. Tous les rats sont mis à mort pour le prélèvement des oreilles et du sang.
Objectifs
Le bruit n’est pas la seule nuisance pouvant endommager le système auditif. Des substances chimiques peuvent également altérer l’audition en détruisant les cellules sensorielles de l’oreille. Parmi elles figurent, entre autres, des substances industrielles (métaux, solvants, …) et des médicaments. Les études révèlent que l’exposition simultanée au bruit et aux médicaments peut entraîner des pertes auditives plus importantes que la simple addition des effets de chaque facteur pris isolément. Le projet actuel s’intéresse à deux familles de médicaments, les anticancéreux et les antibiotiques, qui sont suspectés de persister de longues périodes dans l’oreille, et pourraient donc fragiliser l’oreille vis-à-vis du bruit sur le long terme. L’objectif du projet est de déterminer si des rats préalablement exposés à ce type de médicaments sont plus sensibles au bruit, et si oui, pour combien de temps après la fin des traitements. Avant de mettre en œuvre ces expérimentations, il est nécessaire de déterminer des niveaux de bruit et des doses de médicaments permettant d’obtenir des pertes auditives légères, tout en minimisant la toxicité générale (dans le cas des médicaments). L’objectif est de générer des pertes auditives suffisamment faibles pour ne pas endommager massivement l’oreille, et permettre d’observer une augmentation des pertes lors d’une exposition différée au bruit. C’est l’objet de cette demande d’autorisation de projet.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour objectif de développer des modèles de déficit auditif léger, induits soit par une exposition sonore répétée représentative des conditions rencontrées en milieu professionnel, soit par l’administration de médicaments toxiques pour l’oreille, reproduisant au mieux les protocoles cliniques. Pour chaque nuisance, plusieurs doses ou protocoles d’administration seront testés afin de déterminer celui permettant d’obtenir une perte auditive légère. Ces modèles seront utilisés dans le cadre d’une future étude qui visera à mettre en évidence si des rats traités préalablement avec ces médicaments sont plus vulnérables au bruit après la fin du traitement, et ce pour combien de temps. Ces informations, aujourd’hui absentes de la littérature scientifique, apporteront des informations précieuses sur la vulnérabilité au bruit des personnes ayant été traitées avec ce type de médicaments, et reprenant leur activité professionnelle.
Procédures
Deux groupes de 16 animaux (8 mâles et 8 femelles) seront exposés, dans leur cage d’hébergement, à des bruits industriels conçus pour induire des pertes auditives légères. L’exposition sonore durera 4 semaines (8h/j, 5j/semaine). Un groupe contrôle (6 mâles et 6 femelles) sera exposé au bruit ambiant de l’animalerie sur la même période. Un groupe exposé (n=16) et un groupe contrôle (n=12) seront ajoutés uniquement si les pertes auditives mesurées ne correspondent pas aux pertes attendues. Deux groupes de 24 animaux (12 mâles et 12 femelles) recevront une molécule anticancéreuse toxique pour l’oreille par 4 injections réparties sur 6 semaines. Chaque injection demande une contention de quelques secondes. Les doses seront ajustées pour induire une perte auditive légère. Un groupe contrôle de 12 animaux (6 mâles et 6 femelles) recevra 4 injections de liquide physiologique sur la même période. Un groupe traité (12 mâles et 12 femelles) et un groupe contrôle (6 mâles et 6 femelles) pourront être ajoutés si les doses initiales ne permettent pas d’induire la perte auditive visée. Deux groupes de 24 animaux (12 mâles et 12 femelles) recevront un antibiotique toxique pour l’oreille, à raison de 10 injections consécutives sur 10 jours. Chaque injection demande une contention de quelques secondes. Les doses seront ajustées pour induire une perte auditive légère. Un groupe contrôle (6 mâles et 6 femelles) recevra 10 injections de liquide physiologique sur la même période. Un groupe traité (n=24) et un groupe contrôle (n=12) pourront être ajoutés si les doses initiales ne permettent pas d’induire la perte auditive visée. L’audition des rats sera évaluée par une méthode non invasive réalisée sous anesthésie qui nécessite une injection et une contention de quelques secondes. Ce test dure environ 20s par animal : • Rats exposés au bruit : Les mesures seront effectuées avant l’exposition, toutes les 2 semaines pendant l’exposition, puis 4 semaines plus tard. • Rats traités avec l’anticancéreux : Les mesures auront lieu avant le traitement, toutes les deux semaines pendant la durée du traitement, puis 4 semaines plus tard. • Rats traités avec l’antibiotique : Les mesures seront réalisées avant le traitement, à la fin du traitement, puis 4 semaines plus tard. À l’issue des mesures, les animaux seront mis à mort pour prélèvements de sang (analyses biochimiques) et des oreilles pour évaluer les dommages aux cellules auditives.
Impact sur les animaux
L’exposition des rats à différents bruits, au sein même de leur cage d’hébergement, pourra induire un stress modéré et réversible, sans atteinte majeure de l’état de santé des animaux, mis à part une perte auditive. Le traitement des rats par un anticancéreux ou un antibiotique peut générer une toxicité au niveau du système auditif (effet attendu) mais également générer une toxicité rénale. Ces deux molécules peuvent également entrainer des troubles digestifs et une diminution de la prise alimentaire. La mort d’un petit nombre d’animaux ne peut pas être totalement exclue. Les mesures auditives répétées impliquent des anesthésies successives. Un stress léger lié à la récurrence de cette manipulation peut survenir. C’est également le cas pour les injections répétées de médicaments.
Devenir
Les animaux inclus dans ce projet seront mis à mort afin de prélever les oreilles pour analyse des tissus. Pour les animaux ayant reçu des médicaments, un prélèvement sanguin sera également pratiqué au moment de la mise à mort pour analyse biochimique.
Remplacement
L’utilisation d’un modèle animal est indispensable car l’étude des médicaments toxiques pour l’oreille et de l’exposition au bruit nécessite un système auditif complet ainsi qu’un métabolisme actif. Les réponses physiologiques de l’oreille interne impliquent des mécanismes complexes qui ne peuvent pas être reproduits de manière satisfaisante par des modèles cellulaires ou informatiques. Par exemple, ces modèles ne permettent pas d’étudier l’impact combiné du bruit et des médicaments dans un organisme entier, ni d’évaluer l’évolution temporelle d’un déficit auditif. Le rat constitue un modèle pertinent et reconnu pour l’étude des effets du bruit et des substances toxiques pour l’oreille, ce qui permettra une comparaison avec les données de la littérature.
Réduction
Le protocole a été construit de telle sorte que le nombre d’animaux soit réduit au minimum tout en garantissant d’observer l’effet attendu et en prenant en compte le risque de toxicité. - Grâce à une analyse de la littérature scientifique et de nos données historiques, nous avons pu identifier des gammes de doses suffisamment réduites pour limiter le nombre de doses/niveaux testé(e)s à 3 par type de nuisance. - Certaines doses de médicaments et niveaux de bruit seront testés en plusieurs phases, afin de s’offrir la possibilité de ne pas réaliser certains essais si la dose optimale a été identifiée précocement. - Les effectifs par groupe et par sexe ont été définis comme le nombre minimal d’animaux nécessaire pour qu’une perte auditive légère soit mesurable par rapport au niveau initial, connaissant la dispersion des mesures individuelles, et en faisant l’hypothèse que les effets du bruit multiplient par deux cette dispersion et les médicaments par trois.
Raffinement
Après la période d’acclimatation d’une semaine à l’animalerie, une technique de manipulation positive dite de « tickling » (ou « chatouilles » en français) sera mise en place pendant 5 jours. Cette méthode consiste à reproduire, par des stimulations tactiles douces et répétées, les comportements de jeux sociaux entre jeunes rats et à créer des états émotionnels positifs. Le « tickling » sera ensuite pratiqué avant chaque manipulation de l’animal pendant toute la durée du protocole. Tout au long du protocole, les rats seront régulièrement placés, en groupe, dans une aire de jeu sécurisée comportant des tunnels, abris et différents éléments d’exploration. Cet environnement favorise les interactions sociales, stimule l’activité exploratoire naturelle et contribue à réduire le stress lié à l’hébergement et aux manipulations expérimentales, améliorant ainsi le bien-être général des animaux. Compte tenu des risques d’effets secondaires pour le rein causés par les traitements médicamenteux, les animaux recevront des injections sous-cutanées de solution de réhydratation pendant le traitement. Par ailleurs, pendant la période de traitement, des aliments gélifiés appétents complémentés de friandises seront disposés à l’intérieur des cages. Enfin, toutes les procédures seront réalisées dans l’enceinte de l’animalerie, y compris les expositions au bruit et aux médicaments, ce qui permettra de minimiser le déplacement des rats et le stress associé.
Choix des espèces
Le rat est un mammifère qui a un système auditif qui présente un fort degré de ressemblance biologique avec l’Homme, contrairement aux espèces non mammifères (oiseaux, poissons ou insectes) qui sont pertinentes pour l’étude de la toxicité pour les molécules ou les cellules, mais qui sont peu adaptées à l’étude de la fonction auditive dans son ensemble. Ainsi, le rat est un animal couramment utilisé pour modéliser les anomalies auditives. Son oreille interne présente également un volume suffisant pour permettre une dissection et une analyse des tissus relativement aisées. Les rats choisis sont pigmentés. Ils ont donc un pigment coloré dans l’oreille, contrairement aux rats albinos. Cette caractéristique les rapproche davantage de la physiologie humaine. Ce choix permet ainsi une meilleure validité des résultats pour l’Homme. Les rats utilisés seront des jeunes adultes (16 semaines). Cet âge a été choisi pour que leur cerveau, leur métabolisme et leur oreille interne soient complètement développés et pour modéliser des humains d’âge adulte.
Modélisation et caractérisation de modèles murins précliniques d’infection par les virus Influenza de type A : étude des mécanismes physiopathologiques et évaluation de candidats thérapeutiques
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
3 600 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, infectées par des virus Influenza A avec, pour une partie, une co-infection au SARS-CoV-2. Les animaux peuvent développer perte de poids, détresse respiratoire et fièvre, avant d'être mis à mort pour le prélèvement des organes. Le protocole prévoit de ne leur administrer aucun anti-inflammatoire, pour ne pas altérer la réponse immunitaire étudiée. Le RNT décrit par ailleurs un projet garantissant "le meilleur niveau possible de bien-être animal".
Objectifs
Ce projet a pour objectif de mieux comprendre comment les virus Influenza de type A responsables de la grippe provoquent la maladie, et de tester de nouvelles façons de la prévenir ou de la traiter. Pour cela, nous utiliserons des modèles de souris qui permettent de reproduire certains aspects de la maladie observés chez l’être humain. L’étude s’intéressera d’abord à la manière dont le virus se multiplie et se propage dans le corps, puis à la façon dont l’organisme réagit pour se défendre. Le système immunitaire peut être comparé à une armée de défense : il est constitué de cellules et de molécules qui reconnaissent le virus et essaient de l’éliminer. Cependant, si cette réponse est trop forte ou mal contrôlée, elle peut provoquer une inflammation importante et abîmer certains organes. Comprendre cet équilibre est essentiel pour savoir pourquoi certaines personnes guérissent facilement, alors que d’autres développent des formes plus graves ou durables de la maladie. Différentes stratégies thérapeutiques seront testées notamment des molécules capables de réguler la réponse immunitaire afin de limiter la multiplication du virus, réduire les symptômes et prévenir les complications. Pour anticiper les conséquences d'une potentielle co-circulation saisonnière du virus Influenza de type A et du SARS-CoV-2, nous réaliserons des doubles infections séquentielles chez l'animal. Cette approche déterminera si la primo-infection exerce un effet protecteur ou aggravant sur la pathologie consécutive au second challenge viral. Ce projet respectera strictement le principe des 3R, qui sont au cœur de la recherche animale responsable : - Remplacer : Utiliser des méthodes alternatives chaque fois que cela est possible, telles que la culture cellulaire ou encore la modélisation informatique. - Réduire : Limiter le nombre d’animaux utilisés en ne réalisant que les expériences indispensables. - Raffiner : Adapter les techniques et assurer un suivi attentif des animaux pour réduire au maximum leur douleur, stress et inconfort. L’objectif global est d’améliorer la compréhension de la maladie afin de développer plus rapidement des traitements sûrs et efficaces pour l’être humain, tout en garantisant le meilleur niveau possible de bien-être animal.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de mettre au point de nouveaux modèles de souris pour mieux comprendre comment la grippe causée par les virus Influenza de type A se développe et évolue. Ces modèles permettront aussi de savoir pourquoi certains modèles de souris, et par corrélation certaines personnes tombent plus gravement malades que d’autres. Une fois ces modèles établis, ils serviront à tester de nouvelles stratégies de prévention et de traitement, comme des vaccins, des anticorps ou des médicaments destinés à bloquer le virus ou à aider le corps à mieux se défendre. Les résultats attendus permettront d’améliorer les étapes de recherche avant les essais chez l’humain et de favoriser le développement de traitements plus sûrs et plus efficaces contre la grippe. A terme, ce projet contribuera à mieux protéger la santé humaine tout en respectant le bien-être animal.
Procédures
Les souris recevront différents traitements selon le protocole étudié et la nature des molécules testées. Les produits pourront être administrés par différentes voies : - Par la bouche : Une à deux fois par jour pendant quelques jours - Par injection dans le ventre : Une à plusieurs reprises selon le calendrier prévu - Par injection sous la peau : Une à plusieurs reprises selon le calendrier prévu - Par le muscle : Réalisée avec précaution par du personnel spécialement formé. - Par le nez : Réalisée avec précaution par du personnel spécialement formé. - Par voie intraveineuse : Réalisée avec précaution par du personnel spécialement formé. L’état général des animaux sera observé attentivement avant et après chaque manipulation afin de s’assurer de leur bon rétablissement. Des prélèvements sanguins pourront être effectués à différentes étapes (avant et après infection) afin de suivre la réponse de l’organisme. Les fonctions respiratoires seront mesurées à l’aide d’un appareil permettant d’enregistrer la respiration de la souris sans la contraindre : l’animal reste éveillé et peut bouger à l’intérieur de la chambre. Une observation clinique sera réalisée avant et après chaque mesure pour vérifier qu’il n’y a pas de signe d’inconfort. Certaines procédures nécessiteront une anesthésie, réalisée avec des produits adaptés au poids de l’animal. Dans certains cas, un antidouleur (buprénorphine) sera administré avant l’anesthésie afin d’éviter toute douleur. En fin d’étude, une anesthésie profonde sera pratiquée avant la perfusion terminale, qui consiste à faire circuler une solution dans les organes pour pouvoir ensuite les prélever et les analyser. Cette étape est effectuée uniquement lorsque l’animal est totalement endormi et insensible.
Impact sur les animaux
A la suite de l’infection des animaux par les virus Influenza de type A, plusieurs effets indésirables peuvent être observés. Les principaux signes attendus incluent une perte de poids, des altérations comportementales (ex. baisse d’activité), ainsi que des signes de détresse respiratoire (respiration rapide, irrégulière ou superficielle). Des réactions locales peuvent également survenir au niveau des sites d’injection, se manifestant par une irritation, une légère inflammation ou un saignement transitoire. Les prélèvements sanguins peuvent provoquer une gêne légère et passagère au point de ponction, rapidement résolue après compression locale. Les manipulations répétées, telles que les mesures de fonction respiratoire ou les anesthésies, peuvent induire un stress léger à modéré lié à la restriction de mouvement et à l’isolement temporaire. La récupération post-anesthésie chimique est plutôt lente s’accompagnant d’une baisse d’activité temporaire, de frissions, d’une diminution de l’appétit et plus rarement d’une respiration ralentie. Chez les animaux génétiquement modifiés, les réponses inflammatoires ou les troubles respiratoires peuvent être plus marqués ou durer plus longtemps. Un épisode de fièvre est possible ; en l’absence de mesure directe, un soutien thermique est assuré par l’enrichissement des cages (ajout de coton) au moment de l’anesthésie et de l’infection. L’état des animaux sera évalué quotidiennement à l’aide d’une grille de suivi qui inclue l’état respiratoire, l’apparence générale, des yeux et des poils ainsi que des comportements spontanés. Tout changement significatif sera consigné et les individus présentant des signes d’alerte feront l’objet d’une surveillance accrue assurée conjointement par le personnel animalier et les ingénieurs responsables des protocoles expérimentaux.
Devenir
Pour toutes les procédures prévues dans ce projet, les animaux sélectionnés seront sacrifiés par euthanasie conformément aux recommandations réglementaires, afin de permettre le prélèvement des organes et leur analyse.
Remplacement
À l’heure actuelle, aucune approche in vitro ne permet de reproduire de manière satisfaisante l’ensemble des phénomènes impliqués dans l’initiation des réponses immunitaires lors d’une infection naturelle ou après une vaccination. En effet, les modèles in vitro ne parviennent pas à capturer la complexité des interactions entre les différents types cellulaires, les tissus et les mécanismes systémiques qui se produisent dans un organisme vivant. C’est pourquoi il est indispensable de recourir à des modèles animaux, qui permettent une étude plus fidèle des réponses immunitaires dans un contexte biologique complet et dynamique. Ces modèles animaux offrent une plateforme essentielle pour mieux comprendre les mécanismes de défense de l’organisme et pour tester l’efficacité des traitements et des vaccins avant toute application clinique.
Réduction
Le nombre d'animaux utilisés pour chaque type de procédure sera précisé dans le protocole. Les effectifs sont déterminés sur la base d’expériences antérieures et/ou de calculs de puissance statistique, afin d’obtenir des résultats fiables tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Nous utiliserons des animaux des deux sexes, âgés de 6 à 20 semaines et répartis en groupes homogènes pour garantir des analyses statistiques pertinentes. Lorsque possible un même groupe témoin sera partagé entre plusieurs expériences afin de réduire encore le nombre d’animaux.
Raffinement
Les souris sont élevées dans des conditions optimales, avec un soin ainsi qu’un respect constant, et sont exposées à divers éléments d'enrichissement pour favoriser leur bien-être. Elles seront hébergées en groupes de 2 à 5 souris afin de prévenir le stress lié à l'isolement. Les cages seront systématiquement enrichies par l'ajout d'éléments comme un dôme en carton, offrant aux animaux un abri, et de la nourriture hydratée, qui sera fournie dès que nécessaire pour pallier toute perte de poids ou déshydratation durant leur hébergement. Les souris en expérimentation feront l'objet d'une surveillance quotidienne par du personnel qualifié et formé pour mener ces expérimentations. L'utilisation d'une grille de score spécifique et un suivi pondéral quotidien permettront de détecter rapidement tout signe de souffrance. Des mesures appropriées, y compris la mise à mort lorsque nécessaire, seront mises en œuvre sans délai afin d’éviter toute aggravation de l’état des animaux. Etant donné que notre étude porte sur la réponse immunitaire, il est impératif de ne pas administrer d’anti-inflammatoires aux souris. En effet, ces molécules pourraient interférer avec nos résultats en altérant l’expression de marqueurs d’intérêt ce qui pourrait fausser l’interprétation des réponses immunitaires observées.
Choix des espèces
Nous avons choisi d’utiliser le modèle murin (la souris) car c’est un mammifère dont 99% des gènes sont similaires à ceux de l’Homme. La souris un animal de petite taille, se reproduisant rapidement et facile à élever. De plus, son anatomie, sa physiologie et sa biologie sont aujourd’hui très bien connues, ce qui en fait un modèle de référence pour la recherche scientifique. La souris est particulièrement adaptée à l’étude du système immunitaire grâce aux nombreuses connaissances déjà acquises et aux outils largement disponibles pour ce modèle. Pour nos expérimentations nous utiliserons des souris adultes âgées de 6 à 12 semaines. Ce critère garantit que les animaux possèdent un système immunitaire pleinement développé, ce qui permet de limiter les variations naturelles qui ne seraient pas liées à l’étude elle-même.