Système musculosquelettique

Gavage quotidien, trois injections dans l'abdomen par semaine ou implantation d'une pompe sous la peau, radiographies sous anesthésie, deux heures en cage métabolique et prélèvement de sang par ponction du cœur : 284 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le projet teste trois inhibiteurs déjà développés pour d'autres maladies sur un modèle murin d'ostéopathie striée avec sclérose crânienne, maladie osseuse rare sans traitement. Le porteur écrit n'envisager "aucun autre dommage" que la manipulation et l'isolement, puis conclut avec la structure chargée du bien-être des animaux non-humains que l'accumulation de ces nuisances légères occasionne une souffrance modérée. Toutes les souris sont tuées pour prélever leurs os et leur cæcum, et le porteur affirme qu'aucune alternative ne remplace le traitement d'un "organisme entier".

Objectifs

L’ostéopathie striée avec sclérose crânienne (OSSC) est une maladie osseuse génétique caractérisée par une augmentation de la formation osseuse par suractivation des ostéoblastes, cellules fabriquant le tissu osseux. Cette activation incontrôlée des ostéoblastes est due à une mutation d'un gène particulier. Les patients présentent du fait de la formation osseuse exagérée, des compressions de structures vasculaires et nerveuses, notamment au niveau du crâne, de la mâchoire ou encore du rachis. Il n’existe à l’heure actuelle aucun traitement à proposer aux patients, qui subissent des interventions chirurgicales à répétition pour lever ces compressions. Un modèle murin de la pathologie a été généré. L’objectif de ce projet est de tester dans le traitement de l’OSSC 3 molécules qui ont déjà été développées et utilisées dans le traitement d’autres pathologies. Grâce à nos précédents travaux, nous avons défini la fenêtre thérapeutique à laquelle nous allons tester 3 inhibiteurs pour traiter les conséquences de la mutation dans le modèle murin de l'OSSC. Entre 8 et 11 semaines, les animaux mutés seront traités avec l'un des trois molécules. A l’issue de ces trois semaines de traitement, les conséquences de l'utilisation de ces 3 molécules seront évaluées par l’analyse du phénotype osseux (analyse par radiographie et microtomographie de l'architecture osseuse).

Bénéfices attendus

L’OSSC est une maladie rare caractérisée par une augmentation de la densité osseuse s’accompagnant de compressions vasculaires et nerveuses. Cette pathologie, causée par des mutations dans un gène identifié et impliqué dans une voie de signalisation impliquée dans le développement osseux, ne bénéficie pour le moment d’aucun traitement efficace. L’objectif de ce projet est de tester dans le traitement de l’OSSC 3 inhibiteurs de cette voie de signalisation déjà développés et utilisés dans le traitement d’autres pathologies. Si l’un ou plusieurs de ces inhibiteurs se révèlent efficaces, ces travaux permettront d’entamer les démarches pour le repositionnement de ces inhibiteurs dans le traitement de l’OSSC.

Procédures

L’identification d’un potentiel traitement pour l’OSSC nécessite soit 3 injections intrapéritonéales par semaine, soit l’implantation de pompes osmotiques soit le gavage quotidien des animaux. A l’initiation du traitement, à mi-chemin et à la fin du traitement, le phénotype osseux des souris est exploré par un examen radiographique qui nécessite une anesthésie et qui dure 5 minutes, 2 h maximum d'isolement en cage métabolique pour le recueil d'urines pour l’analyse des marqueurs osseux urinaires, l’injection de 2 molécules pour analyser la formation dynamique de l’os (2 minutes par injection) et enfin, le prélèvement sanguin intracardiaque pour l’analyse des marqueurs osseux sanguins.

Impact sur les animaux

Aucun autre dommage que d’être manipulé pour l’injection (anesthésies et injections de fluorochromes) et isolé pendant 2h maximum n’est envisagé dans le cadre de la caractérisation du phénotype osseux. Les injections, peuvent éventuellement provoquer une gêne très passagère mais qui ne nécessite pas de médication particulière. Cependant, en concertation avec la SBEA locale, nous estimons que l'accumulation de nuisances légères occasionne une souffrance modérée.

Devenir

Les animaux concernés par cette procédure sont mis à mort pour réaliser des prélèvements post-mortem des os et des caecum qui permettront de caractériser le phénotype osseux et de définir une fenêtre de traitement.

Remplacement

L’OSSC est une maladie rare caractérisée par une augmentation de la densité osseuse s’accompagnant de compressions vasculaires et nerveuses. Cette pathologie, causée par des mutations dans un gène identifié et impliqué dans une voie de signalisation impliquée dans le développement osseux. La culture de cellules mutées in vitro a déjà fourni des informations sur les voies de signalisation impliquées dans le développement de cette pathologie mais toutes ces études préalables in vitro sont menées sur des cellules de patients. Or, ces derniers ne peuvent être diagnostiqués que quand l’ostéosclérose est déjà installée, celle-ci n’apparaissant que lorsque le gène est muté. C’est pourquoi un modèle de souris où le gène est invalidé a été généré. Ce modèle nous a permis de définir la fenêtre thérapeutique (entre 8 et 11 semaines) où les animaux vont être traités. Aucune alternative ne peut remplacer le traitement systémique d’un organisme entier, ici le modèle murin de la maladie, par des inhibiteurs de cette voie de signalisation.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés est optimisé pour obtenir des résultats statistiques. Leur nombre (284) a été restreint au minimum indispensable de façon à obtenir des données nécessaires à l’éventuel repositionnement d’inhibiteurs déjà existants pour d'autres applications dans le traitement de l’OSSC. L’analyse initiale du modèle à 6 semaines ainsi que nos travaux précédents permet d’estimer la puissance statistique de nos analyses et l’échantillonnage nécessaire pour caractériser les effets biologiques souhaités.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans les conditions standards de l’animalerie. L’utilisation de pompes osmotiques remplace les injections intra-péritonéales ou sous cutanées quotidiennes et réduit donc le stress que représentent la contention et les injections nécessaires sur des périodes prolongées. Le volume libéré par les pompes est beaucoup plus faible que lors d’une injection, puisqu’il diffuse au cours de la journée, et la pompe contient un volume nécessaire pour un traitement chronique sur 4 semaines. Ainsi cela nous permettra de nous affranchir de la clairance et de la demi-vie de la molécule testée. Ce mode d'administration est un mode que nous souhaiterions développer au sein du laboratoire pour limiter le stress des animaux. Sous anesthésie gazeuse, les pompes seront placées sur le côté de l’animal, sous la peau, après avoir effectué une légère incision, puis suturé à l’aide d’agrafes chirurgicales. Ce mode de suture est préféré aux points de sutures avec un fil chirurgical en raison de sa solidité dans le temps et de sa rapidité à mettre en place de manière à diminuer le temps d'anesthésie de l'animal. Les animaux se verront administrer un analgésique au moyen d’une injection sous cutanée ou en intra-péritonéale toutes les 12h pendant 2 jours. Les mesures de densité minérale osseuse, seront effectuées tous les 15 jours sous anesthésie avec analgésie. Le temps de radiographie sera d’environ 5 minutes par animal et il sera surveillé jusqu’à son réveil. Le personnel de l’animalerie et les expérimentateurs assureront une surveillance quotidienne. Nous ne prévoyons pas de complications pour les animaux aux différents temps de la procédure qui se résument à 6 injections intrapéritonéales (anesthésies et injections de fluorochromes dilués dans du sérum physiologique qui sont nécessaires au suivi de la formation dynamique de l’os), 2h maximum d’isolement en cage métabolique pour un recueil d'urines. Cependant, dans l’éventualité d’apparitions de signes de souffrance, les mesures préalablement définies dans le projet - surveillance plus fréquente, traitement analgésique et apport de nourriture gélifiée - seront appliquées. En cas d'impossibilité à réduire ou stopper la douleur, l'animal sera euthanasié.

Choix des espèces

L’identification de potentiels traitement de l'OSSC, maladie rare osseuse, nécessite l’administration systémique dans un organisme entier, ici le modèle murin de la pathologie. Avant l’initiation du traitement, à 8 semaines, à mi-chemin de la durée du traitement et à la fin du traitement à 11 semaines, le phénotype osseux de toutes les souris traitées sera analysé afin de pouvoir analyser l’effet du traitement sur les animaux.

Des souris porteuses de mutations qui leur causent des douleurs, des difficultés à se déplacer et parfois la mort avant terme sont élevées ici pour d'autres projets. 7 500 d'entre elles sont concernées, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, la seule intervention décrite étant une biopsie de quelques secondes pour le génotypage. Le porteur affirme que l'élevage de ces lignées ne peut pas être remplacé, ces animaux constituant selon lui "le cœur même" des projets des utilisateurs. Celles dont le génotype n'intéresse aucun projet sont transférées vers un autre établissement quand c'est possible, tuées sinon, tandis que les autres partent en expérimentation ailleurs ou servent de reproducteurs.

Objectifs

Dans le cadre de la production de modèles murins génétiquement modifiés, l'objectif du projet est de décrire la prise en charge des pathologies induites par les mutations de ces modèles.

Bénéfices attendus

Ce projet permet de raffiner la production de souris génétiquement modifiées et de gérer l'apparition de pathologies induites par ces modèles en anticipant leur prise en charge et en permettant ainsi une réaction immédiate et adaptée. Il y a également un bénéfice indirect, car les modèles précliniques génétiquement modifiés permettent de reproduire chez l’animal des pathologies humaines.

Procédures

Des mutations chez des souris génétiquement modifiées peuvent entrainer des nuisances (phénotype dommageable) durant l’élevage chez l’animal. La biopsie pour génotypage ne prend que quelques secondes.

Impact sur les animaux

En fonction du modèle de pathologie, les mutations entrainant un phénotype dommageable induisent en général et à des degrés divers des douleurs, de l’inconfort, des difficultés à se déplacer et pour certaines des mortalités selon le génotype. Le génotypage des animaux requiert un prélèvement qui peut occasionner une gêne de très courte durée.

Devenir

Les animaux d'intérêt sont utilisés dans des procédures epxérimentales dans d'autres établissements utilisateurs (utilisation continue) ou peuvent servir en tant que reproducteurs. Les animaux dont le génotype n'a pas d'intérêt pour les projets expérimentaux initiaux peuvent être soit utilisés pour d'autres projets expérimentaux dans d'autres établissements utilisateurs si c'est possible, soit euthanasiés s'l n'y a pas de possibilité de les utiliser dans d'autres procédures.

Remplacement

Différentes stratégies de remplacement peuvent être appliquées par les chercheurs en amont de l'élevage des souris (expériences préparatoires in vitro, modélisations, veille scientifique) ou en aval des expérimentations (modélisation, raffinement des méthodes statistiques). Pour ce projet précis, il n'est pas possible de remplacer l'élevage de lignées de souris car ces animaux correspondent au coeur même des projets des utilisateurs.

Réduction

La réduction en pratique d'élevage nécessite une optimisation de l'âge des animaux géniteurs afin d'obtenir la plus grande descendance avec un minimum de cages d'accouplement. Elle nécessite aussi un choix approprié des génotypes des géniteurs (choix du mâle vs femelle; utilisation hétéro/homozygote, etc). La production sera rationnalisée par l’établissement de programmes d’élevage afin de ne pas produire plus d'animaux que nécessaire pour la production de lots expérimentaux.

Raffinement

Le raffinement concernant l'évaluation et l'entretien de lignées à phénotype dommageable ou potentiellement dommageable est obtenu en appliquant scrupuleusement les consignes des chercheurs concernant l'apparition des points limite attendus ou supposés pour chaque lignée considérée. Le raffinement des conditions d'élevage se traduit par un enrichissement des cages de production et de stabulation des animaux (par exemple : batonnets de coton, maison en carton si besoin, frisottiss si besoin,mise à disposition de l'aliment et/ou de la source hydratée sur la litière si besoin , etc... adaptation du nombre d'animaux / Cage au phénotype). Les conditions environnementales sont très élevées afin de protéger les animaux d'infections.

Choix des espèces

La souris est un animal permettant un grande variété de techniques génétiques permettant d'établir des relations entre gènes, fonctions, comportements et pathologies. Tout âge : animaux jeunes à âgés selon le type de procédures expérimentales dans lesquelles ces animaux sont par la suite utilisés en utilisation continue.

316 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, dont 36 seulement subiront la lésion musculaire et la greffe de cellules satellites qui font l'objet du projet. Les 280 autres sont gavées de tamoxifène et analysées au repos. Le porteur écrit qu'aucun phénotype dommageable n'est attendu, tout en reconnaissant qu'une paralysie ou une nécrose de la patte lésée reste possible. Toutes sont tuées au plus tard 28 jours après la lésion, pour prélever les muscles et comparer la capacité de régénération de deux sous-populations de cellules souches.

Objectifs

Parmi les tissus des organismes vertébrés, le muscle squelettique est l’un des plus remarquables parce qu’il possède de grandes capacités régénératrices, faisant de lui un organe très plastique. À l’origine de cette plasticité musculaire se trouve un réservoir de cellules souches, les cellules satellites qui, comme leur nom l’indique, se localisent en périphérie des fibres musculaires. Il a été démontré qu’une partie d’entre elles a une capacité de se différencier plus rapidement que d’autres, ce qui suggère des mécanismes cellulaires sous-jacents conférant cette disparité. Ceci interroge désormais sur le rôle respectif de ces deux sous-populations quant à la réparation du muscle squelettique. Comme notre projet s’intéresse à des processus biologiques qui reposent sur l’évolution au cours du temps et l’interaction entre de nombreux types cellulaires nous ne pouvons pas mettre en place une méthode alternative au vivant. Avec ce projet nous voulons comparer dans le contexte du vivant les greffes de ces cellules dans un muscle en régénération et identifier s’il y a une sous-population avec une capacité régénérative plus importante. Ces expériences nous permettront d’analyser la capacité des sous-populations des cellules satellites à régénérer un muscle lésé, comme c’est le cas dans un contexte de maladie musculaire. Notre étude nécessitera un total de 316 souris réparties sur 2 procédures expérimentales, dont seulement 36 animaux seront soumis aux lésions et greffes musculaires.

Bénéfices attendus

Il a des études qui ont montré qu’il y a une hétérogénéité des cellules souches musculaires, les cellules satellites, associé à l’expression de certaines protéines. Pendant la régénération musculaire, la présence de d’une protéine importante pendant le développement musculaire chez les cellules satellites est associé avec plus de prolifération et différenciation plus rapide. Avec ce projet nous avons comme objective comprendre si dans le contexte de l’in vivo, les cellules satellites qui expriment cette protéine sont capables de mieux régénérer le tissue. La régénération musculaire est perturbée dans le contexte des dystrophies musculaires. Mieux comprendre les mécanismes de régénération par les cellules souches musculaires, les cellules satellites, va permettre d’approfondir sur la possibilité de la réussite de nos cellules candidates dans les thérapies cellulaires pour les maladies musculaires humaines.

Procédures

Dans cette étude 36 de la totalité des animaux (316) seront anesthésiés et soumises à des injections intramusculaire et greffé avec des cellules satellites dans ces muscles. Les 280 autres animaux seront traités avec de la tamoxifène par gavage et analysés en homéostasie, donc non-soumis à des injections.

Impact sur les animaux

Il n’est pas attendu un phénotype dommageable. L’induction de la régénération musculaire peut entrainer des contraintes au niveau du mouvement de la patte pendant quelques heures. Nous n’attendons pas de complications majeures liés à la régénération musculaire mais nous ne pouvons pas négliger la possibilité qu’une éventuelle paralysie ou nécrose de la patte puisse se manifester.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort au plus tard 28 jours post-lésion intramusculaire pour prélèvement des tissus nécessaires à l’analyse.

Remplacement

Nos projets s’intéressent à des processus biologiques qui reposent sur l’évolution au cours du temps et l’interaction entre de nombreux types cellulaires. De fait, l’étude de ces processus au sein d’un organisme dans son ensemble où toutes les cellules impliquées sont en étroite communication est nécessaire. Cependant, nous faisons tous les tests d’optimisation du protocole in vitro et seulement dans un deuxième temps nous ferons les greffes avec un minimum d’animaux nécessaire aux analyses.

Réduction

Dans un but de suivre le principe des 3R (Remplacer, Réduire, Raffiner) et de réduire l’utilisation d’animaux, le nombre d’animaux a été calculé sur la base de protocoles déjà publiés avec 10 animaux par lot ce qui est le minimum pour obtenir suffisamment de matériel biologique pour réaliser l’ensemble des analyses nécessaires.

Raffinement

Pour essayer de minimiser la souffrance et le stress induit aux animaux, des analgésiques seront administrés avant et après d’induction de la régénération musculaire. De plus, pour l'enrichissement du milieu de la nourriture humidifiée sera ajoutée dans les cages les 3 premiers jours après induction de la régénération musculaire pour améliorer les conditions d’alimentation des animaux. Tout au long du projet, il y aura une surveillance quotidienne du comportement et le poids des souris afin de détecter tout signe de douleur ou d'inconfort. Les animaux qui présenteraient des signes anormaux associés à des points limites seront immédiatement mis à mort.

Choix des espèces

Nous avons choisi la souris pour des raisons multiples. En plus d'être un mammifère, le fait d'avoir des souris transgéniques et immunodéprimées est essentiel pour permettre l'analyse de cellules greffées tardivement sans avoir une réponse immunitaire. Ce modèle murin étant couramment utilisé, nous permettra d’avoir une idée plus approfondie sur la possibilité de la réussite de nos cellules candidates dans les thérapies cellulaires pour les maladies musculaires humaines. Nos expérimentations concernent les jeunes adultes de 8 semaines. Passé 8 semaines, le muscle adulte est complétement formé et il est donc possible de faire la distinction entre le processus de régénération et la croissance musculaire.

Tuées sans réveil à la fin des mesures de contraction musculaire, 200 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un vecteur viral injecté dans le muscle tibial d'une seule patte y fait progressivement disparaître la contraction, ce qui affecte la mobilité de l'animal pendant une durée que le porteur dit ne pouvoir fixer qu'après la première phase du projet. S'ajoutent deux à cinq prélèvements de sang sous anesthésie gazeuse, une injection du peptide testé par voie intraveineuse ou intrapéritonéale, puis une chirurgie pour atteindre le muscle et en mesurer les propriétés contractiles. Le porteur affirme que le recours à l'expérimentation animale est "nécessaire", les modèles cellulaires ne donnant pas selon lui de cellules musculaires assez matures.

Objectifs

La contraction des muscles squelettiques nécessite une augmentation de la concentration intracellulaire de calcium qui est contrôlée par l’interaction de deux protéines, A et B. L’interaction de ces deux protéines permet le déclenchement de la contraction musculaire et le dérèglement de cette interaction entraine des troubles graves de la contraction musculaire. L’objectif de ce projet est de tester la capacité d’un peptide d’intérêt à restaurer la contraction lorsque l’interaction entre ces deux protéines est perturbée par l’absence de l’une d’entre elles. L’absence dans tous les muscles de l’une ou l’autre de ces deux protéines entrainant la mort de l’animal, nous supprimerons l’expression de la protéine A dans un seul muscle de la patte. Une fois constatée une diminution significative de la contraction de ce muscle nous injecterons le peptide d’intérêt dans le muscle et observerons le retour de la contraction. Cette étude permettra d’approfondir la compréhension des mécanismes qui commande le couplage excitation-contraction du muscle squelettique. Différentes myopathies humaines ont pour origine un dérèglement des mécanismes de contrôle du déclenchement de la contraction. La caractérisation de molécules permettant de contrôler les différentes étapes de ce processus revêt donc une importance majeure non seulement au niveau fondamental mais également dans la mise au point de traitement de ces pathologies. Cette étude représente la première preuve de concept de l’utilisation « in vivo » de peptides capables de moduler au niveau intracellulaire les acteurs du déclenchement de la contraction.

Bénéfices attendus

Bénéfices attendus du projet. Ce projet devrait permettre : 1) De démontrer in vivo la capacité du peptide d’intérêt à rétablir le couplage entre l’excitation et la contraction des cellules musculaire squelettiques lorsque la protéine située à la surface de la cellule fait défaut. 2) D’établir la preuve de concept que le peptide d’intérêt est capable in vivo d’interagir avec sa cible et d’en contrôler l’activité. Cette démonstration ouvrirait la possibilité d’utiliser ce peptide dans différentes situations pathologiques causées par une déstabilisation de l’interaction entre les protéines A et B (RYR1 et CACNA1S).

Procédures

Les souris recevront une injection unique dans le muscle tibial crânial avec 30 µl de PBS ou d’un vecteur viral de type AAV (Adeno Associated Virus). La durée totale d’intervention est d’environ 10 mn.Des prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse seront réalisés régulièrement pendant toute la durée du protocole soit de 2 à 5 préléments maximum selon les groupes et leurs durée de suivi. Le temps d’intervention est d’environ 5 mn. Selon les groupes, les souris recevront une injection unique du peptide soit en Intra Veineuse, qui sera réalisée au niveau de la veine caudale sous anesthésie gazeuse (environ 5 mn) soit en IP qui sera réalisée sous contention en moins d’une minute. Pour les mesures de contraction du muscle, les animaux seront anesthésiés. Après une petite chirurgie pour atteindre le muscle squelettique EDL, celui-ci sera soumis à un protocole de contraction musculaire afin d'évaluer les propriétés contractiles de ce muscle d'intérêt. À la fin de ces mesures et afin de réaliser des analyses post mortem, les animaux seront immédiatement mis à mort.

Impact sur les animaux

Pour les injections en intramusculaire (IM) et en intraveineuse (IV) ainsi ques les prélèvements sanguins, les souris seront sous anesthésie gazeuse. Une légère douleur au point de ponction pourrait être ressenti après le réveil. L’injection en intra péritonéale (IP) sera réalisée sur animaux vigiles. Elle engendre une légère douleur au moment de la piqure. Une fois le muscle tibial crânial injecté avec le vecteur, les animaux subiront de façon progressive une diminution puis la disparition de la contraction de ce muscle. La mobilité en sera donc affectée, et cela, dans un temps qui sera défini lors de la Phase 1 du projet. C’est sur la base de cette nuisance que le choix d’injecté qu’un seul membre a été décidé. Pour les mesures contractiles du muscle, les animaux seront anesthésiés puis mis à mort (acte expérimental sans réveil).

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure pour des études post mortem.

Remplacement

La capacité du peptide d’intérêt à rétablir la contraction du muscle a été testé sur des cellules musculaires en culture. Cependant les modèles cellulaires ne permettent pas d’obtenir des cellules musculaires totalement matures et donc d’approcher la complexité des interactions entre protéines en place dans la cellule musculaire adulte. L’utilisation de la souris est donc justifiée pour évaluer ces différents paramètres physiologiques de la contraction musculaire et l’effet du peptide d’intérêt sur ces différents paramètres.

Réduction

Dans le contexte de cette étude, et en se basant sur notre expérience des données d’expression après injection d’un vecteur AAV dans le muscle chez la souris, le nombre d’animaux est réduit au strict minimum. Ainsi, un maximum de 200 souris réparties sur 3 phases sera utilisé afin d’avoir suffisamment de données pour déterminer dans un premier temps, la fenêtre d’injection possible du peptide, dans un second temps la voie d’administration et le temps de pénétration dans le muscle de ce peptide et dans un dernier temps, son efficacité ou non, in vivo. Selon les paramètres analysés, des tests statistiques de type non paramétriques (Mann & Whitney) pourront être utilisés pour comparer les souris traitées et non traitées.

Raffinement

Le bien-être animal et le raffinement des procédures passera par de bonnes conditions d’hébergements, un suivi quotidien des animaux, l’instauration de points limites pertinents et précoces ainsi que la mise en place de mesures adaptées (anesthésie, analgésie etc.) En cas d’observation d’un mal être de la part de l’animal, un examen clinique sera réalisé à l’aide d’une grille de score afin d’évaluer le degré de souffrance de l’animal. Ainsi, sera observé l’aspect physique global (poil, morphologie général, pertes de poids), l’aspect physique du facies (Paupières, Aspect des larmes, colorations des muqueuses/oreilles), l’aspect comportemental (agressivité, comportement, activité) et la respiration. Pour ce projet, l’observation se portera également sur les capacités motrices de l’animal ainsi que sa capacité à pouvoir se nourrir. Cette grille d’évaluation décisionnaire est générique et mis à disposition par notre SBEA. Selon le score enregistré, certaines actions seront mises en place selon le schéma suivant : score de 0, aucune action ; de 1 à 6, signes cliniques légers, réflexion sur l’environnement (milieu, social). Si un animal présente 3 signes associés, utilisation d'AINS ou analgésique faible ou anesthésique local ou opioïdes dose faible; de 7 à 13, signes cliniques modérés, utilisation d’opioïdes dose faible à moyenne, réflexion sur l’environnement (milieu, social…) et observation régulière (min 1f/j) ; de 14-20 signes cliniques sévère, observation (min 2f/j) et utilisation d’opioïde de dose moyenne à forte, s’il n’y a pas d’évolution dans les 24h malgré la prise en charge de la douleur, alors l’animal sera euthanasié ; ≥ 21, euthanasie de l’animal.

Choix des espèces

Afin de répondre aux objectifs de ce projet, le recours à l’expérimentation animale est nécessaire. En effets, les modèles « in vitro » ne peuvent reproduire la complexité du mécanisme qui commande le couplage excitation-contraction du muscle squelettique. Les vecteurs AAV sont fréquemment utilisés avec succès chez la souris. Ainsi nous allons utiliser ce modèle afin de pouvoir mimer grâce au vecteur AAV le dérèglement du couplage excitation-contraction et faire preuve de concept de la capacité d’un peptide à rétablir le déclenchement de la contraction « in vivo ». Afin de pouvoir réaliser notre étude sur des muscles tibiaux et EDL homogènes et de tailles adultes, des souris adultes d’environ 14 semaines seront utilisées.

1 760 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, chacun voyant ses pattes arrière immobilisées par un adhésif seize heures par jour, de la naissance au vingt-huitième jour. Les ratons sont séparés de leur mère cinq heures au douzième jour, certains sont ensuite soumis à une course forcée sur tapis roulant trente minutes par séance, trois jours par semaine pendant quatre semaines, d'autres à des vibrations du corps entier quinze jours de suite. Une injection de marqueur dans le muscle après ouverture de la peau, une étude électrophysiologique d'une heure trente et un prélèvement de sang par section du bout de la queue complètent le protocole, avant la mise à mort pour prélever les tissus. Le porteur annonce des contremesures qui permettraient aux enfants alités ou atteints d'un trouble de la coordination un développement harmonieux, quand ce qui est acquis ici est l'immobilisation quotidienne de rats nouveau-nés.

Objectifs

Les premières années de la vie sont déterminantes pour le développement de l’enfant et de la santé de l’adulte qu’il deviendra, et elles programment sa santé future (cf. concept des « 1000 premiers jours » lancé par l’Unicef). La jeune enfance est donc une période critique du développement au cours de laquelle les individus vont développer les compétences motrices et cognitives essentielles pour leur existence. Or, certains enfants sont contraints à l’hypoactivité parce qu’ils sont alités (maladie, accident, paralysie cérébrale…). D’autres, qui souffrent d’un trouble développemental de la coordination, présentent des atypies sensorimotrices. L’hypoactivité ou les troubles moteurs précoces sont à l'origine d'un développement anormal et durable de l'organisation et des fonctions du système nerveux. Ils conduisent à des troubles cognitifs et à un risque accru d’émergence de maladies civilisationnelles à l’âge adulte (diabète, hypertension...). Les objectifs de ce projet sont 1/ de fournir des preuves d'une altération du dialogue muscle-cerveau dans les déficits neurodéveloppementaux induits par l'hypoactivité et 2/ dans une perspective translationnelle, de développer des stratégies innovantes pour restaurer un dialogue efficace et robuste entre le muscle et le cerveau afin de contrecarrer les déficits. L’étude sera réalisée sur un total de 1760 rats dans le respect du principe des « trois R » (remplacement, réduction, raffinement). L’une de nos priorités majeures sera de minimiser l'inconfort, le stress ou la douleur des animaux et de maintenir le nombre d'animaux utilisés dans les procédures expérimentales au minimum. Les interventions invasives seront menées dans les conditions appropriées d'anesthésie et toutes les mesures nécessaires seront prises pour minimiser la douleur pendant et après les interventions. Dans le cas où la vie d'un animal devra être interrompue, cela sera effectué rapidement pour minimiser la douleur et dans le respect des procédures éthiques.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif d’avancer dans la compréhension des effets de l’hypoactivité au cours du développement (enfance) et de proposer des contremesures efficaces pour permettre un développement sensorimoteur et cognitif harmonieux.

Procédures

- La procédure de restriction sensorimotrice consiste à immobiliser les pattes postérieures pendant 16h chaque jour, de la naissance à P28. La pose de l'adhésif chaque soir dure env 1 min et le retrait chaque matin 1-2 min. - Prise alimentaire : les ratons sont isolés de la mère pendant une durée de 5 heures le 12e jour postnatal. - L'analyse IRM est réalisée une seule fois et dure env. 1 heure, depuis l’anesthésie jusqu’à l’euthanasie finale. - Les animaux du groupe "exercice" seront entrainés à marcher sur la tapis 10 minutes / jour, 5 jours consécutifs, puis seront soumis à une course sur tapis roulant pendant 30 min, 3 jours /semaine, 4 semaines consécutives. - Vibration corps entier : pendant 15 jours consécutifs, avec un maximum de 15 min / jour. - Avant l’euthanasie, une goutte de sang sera recueillie par section de la pointe de la queue pour mesures de paramètres sanguins au moyen de bandelettes. Cette procédure très rapide ne génère pas plus de douleur pour l’animal que, pour les personnes diabétiques, le fait de se piquer le bout du doigt pour obtenir une goutte de sang. En outre, une pommade anesthésique sera appliquée préalablement. - Injection de marqueur rétrograde dans le muscle : cette procédure, réalisée sous anesthésie, nécessite d'ouvrir la peau pour injecter une petite quantité de marqueur dans le muscle au moyen d'une aiguille très fine. L’animal recevra une injection d’analgésique. La durée totale de l’intervention n’excèdera pas 30 min. - Une étude électrophysiologique (réflexe H) et mécanique (propriétés contractiles) : le niveau d’anesthésie sera vérifié tout au long de la procédure, en veillant toujours à ce que l'animal ne présente aucun signe d'inconfort. La durée totale de l’ensemble de cette procédure est de l’ordre de 1h30. À la fin, les animaux seront mis à mort par euthanasiant chimique et différents tissus seront alors prélevés. - tests comportementaux : réalisés chaque semaine pendant 2 mois. Ils sont répartis sur 5 jours consécutifs, l'ensemble des tests réalisés les 3 premiers jours n'excède pas 30 minutes / jour. Le 4e jour, le test de fatigue dure jusqu'à ce que l'animal refuse de courir. La durée est de l'ordre de 30 min à 1h. Le 5e jour, le test dure toute la nuit mais l'animal est laissé dans sa cage d'hébergement.

Impact sur les animaux

Pour les animaux du groupe RSM (soumis à une restriction sensorimotrice), la peau des pattes postérieures peut se trouver sensibilisée par l’application quotidienne d’adhésif médical. En outre, l’immobilisation peut induire des contractures musculaires. Lors du retrait du système d’immobilisation chaque matin, la peau est soigneusement inspectée et les mouvements de flexion et extension des pattes postérieures sont réalisés délicatement. L’ensemble des tests réalisés pour l’évaluation de la fonction motrice peuvent générer un stress modéré dû à la manipulation et au changement d’environnement. La durée de cette étude est estimée à 1h au maximum. En outre, la course forcée sur tapis roulant peut générer un stress et de possibles douleurs musculaires. Les animaux seront habitués à la course sur tapis roulant à faible vitesse pendant au minimum trois séances préalablement à l’exercice proprement dit. L’étude des propriétés musculaires peut générer de la douleur mais cet effet indésirable sera prévenu par l’utilisation d’une anesthésie gazeuse et analgésie chimique.

Devenir

Les animaux des différents groupes expérimentaux seront mis à mort afin de prélever des tissus.

Remplacement

L'analyse comportementale nécessite d'être réalisée in vivo et ne peut être remplacée par des méthodes alternatives. L'analyse des propriétés musculaires pourrait être réalisée ex vivo. Cela nécessite un appareillage particulier, onéreux, et une longue période de tests. Des travaux préliminaires seront intégrés à cette étude, en parallèle de l’approche in vivo. Notre objectif est de privilégier cette alternative dans l'avenir.

Réduction

Le calcul du nombre d’animaux par groupe se base sur la nécessité d’avoir suffisamment d’animaux pour que l’analyse statistique soit possible entre les deux groupes. La plupart des interventions sont non invasives et peuvent être réalisées sur les mêmes animaux. Toutefois, lors de l’euthanasie, deux types de perfusion différentes seront nécessaires pour prélever les tissus, ce qui oblige à prévoir deux lots d’animaux. En outre, pour éviter un effet éventuel de la portée (dû par exemple au comportement maternel), il faut diversifier les portées d’origine au sein d’un même groupe (par exemple, 10 animaux seront obligatoirement issus de 5 portées différentes au minimum).

Raffinement

Les rats seront hébergés en cage collective dans des condition de température et d’hydrométrie contrôlée avec une alimentation et un apport en eau à volonté. Ils bénéficieront d’une surveillance quotidienne et de pesées bi-hebdomadaires. Les expérimentations et les prélèvements seront effectués dans des pièces réservées à cet effet et différentes des locaux d'hébergement. Des anesthésiques et antalgiques adaptés au protocole seront utilisés. Des points limites adaptés seront appliqués. Les animaux présentant au minimum un point limite seront immédiatement retirés de l’étude et euthanasiés.

Choix des espèces

Les rongeurs sont les modèles animaux les plus couramment utilisés en recherche fondamentale ou appliquée chez les mammifères, notamment pour l’étude de pathologies humaines. Le laboratoire dispose du savoir-faire et des dispositifs expérimentaux nécessaires à l'étude de la fonction sensorimotrice chez les rongeurs. Les rats seront utilisés de la naissance jusqu’à l’âge de 3 mois, ce qui permettra d'étudier les conséquences chez le jeune adulte d'une restriction sensorimotrice subie au cours de l'enfance.