Organes sensoriels

1 450 souris vont être utilisées, chacune opérée d'un œil sous anesthésie générale pendant trente minutes, puis soumise jusqu'à neuf séances d'imagerie. Le niveau de souffrance déclaré est modéré et toutes sont tuées à l'issue pour prélèvements. L'opération vise à reproduire une blessure de la cornée, avec pour effet attendu l'opacification de cet œil et une baisse de l'acuité visuelle, le second œil servant de témoin. Le porteur annonce des thérapies pour des pathologies oculaires mal prises en charge, alors que l'étape en jeu ici consiste à vérifier si des vésicules issues de cellules souches modifiées atteignent la cornée et en limitent les cicatrices.

Objectifs

L’objectif central de ce projet est le développement de thérapies pour l’œil. Physiologiquement, les cellules de la cornée assurent le maintien de sa transparence et participent à la préservation de la surface oculaire. Dans certaines maladies de la cornée (qu’elles soient génétiques ou inflammatoires) ou dans les cas de blessures cornéennes, ces cellules ne remplissent pas leur rôle ou peuvent être complètement détruites, ce qui entraine une opacification de la cornée et une perte – partielle ou totale – de la vision. Pour remplacer ces cellules détruites ou pathologiques, nous souhaitons évaluer le potentiel régénératif de cellules souches génétiquement modifiées et de dérivés de ces cellules (qu'on appelle vésicules), que ce soit pour le traitement de cicatrices cornéennes ou la préservation de la surface oculaire pathologique. Plus précisément, nous souhaitons valider la capacité des vésicules issues cellules souches modifiées génétiquement à (i) intégrer la structure de la cornée, (ii) limiter ou traiter les cicatrices cornéennes et (iii) évaluer leur capacité à restaurer un profil génétique normal dans un modèle d’atteinte de la surface oculaire. L’un des avantages d’une thérapie basée sur les vésicules par rapport à la thérapie cellulaire est que les vésicules peuvent être utilisées comme un médicament standard et ne présentent pas de risque de rejet. Afin de mettre à bien ce projet, nous aurons recours au modèle murin. La souris est en effet un modèle particulièrement adapté aux études des pathologies oculaires liées à la cornée. Malgré sa petite taille, la souris est proche de l'homme sur le plan de la physiopathologie des affections cornéennes, de la formation de cicatrices cornéennes ainsi que du renouvellement des cellules de la surface oculaire.

Bénéfices attendus

L’objectif de ce projet de recherche est d’établir la possibilité de stabiliser, voire restaurer la transparence cornéenne dans un contexte pathologique. Le bénéfice de mettre en évidence la potentialité thérapeutique de nos particules génétiquement modifiées est multiple ; il permettra d’améliorer d’une part la description et compréhension des mécanismes biologiques impliqués dans la régénération cornéenne et d’envisager de nouvelles voies thérapeutiques pour des pathologies oculaires non ou mal prises en charge. Il s’agit d’une problématique de grande importance : en effet, on estime que les plaies de cornée représentent environ 7 à 14 pourcents des blessures traumatiques oculaires vues en unité d’urgence ophtalmologique.

Procédures

La chirurgie de l’œil sera réalisée une unique fois sur chacun des animaux sous anesthésie générale. La durée moyenne de l’intervention est d’environ 30 minutes (valable pour l’ensemble des animaux qui seront inclus dans le projet). Outre l’anesthésie générale, une anesthésie locale sous forme de goutte sera appliquée sur l’œil étudié et, en fin de chirurgie, des analgésiques seront administrés à l’animal. Les imageries seront réalisées sur tous les animaux. Le temps moyen d’une imagerie se situe entre 5 et 20 minutes. Les imageries d’une partie des animaux seront réalisées immédiatement après la chirurgie, puis à 24h et 48h, et enfin à 1, 2 et 4 semaines, soit au maximum 6 fois/animal et pour le restant des animaux avec d’autres techniques d’imageries 2 fois par jour les trois premiers jours suivant la chirurgie, puis à 1, 2 et 4 semaines ; soit au maximum 9 fois/animal (valable pour l’ensemble des animaux qui seront inclus dans le projet). Le traitement (à base de cellules ou de vésicules) est applicable localement, typiquement sous forme de gel ou de collyre. En gel, le traitement sera appliqué une unique fois suite à la chirurgie. En collyre, le traitement sera appliqué 2 fois par jours les 3 premiers jours puis une unique fois à 1 semaine puis 2 semaines. Le temps d’une application de collyre est inférieur à 1 minute, celui du gel autour de 5 min (durée typique de polymérisation du gel). (Valable pour l’ensemble des animaux qui seront inclus dans le projet). En fin de procédure, les animaux seront systématiquement euthanasiés par une méthode réglementaire en vue des prélèvements pour analyse.

Impact sur les animaux

Le modèle étant celui d’une blessure cornéenne, il est attendu des nuisances similaires à celles de la pathologie humaine, à savoir une opacification de la cornée, entraînant sur cet œil une baisse de l’acuité visuelle. Les anesthésies générales gazeuses, ou fixes pour les expérimentations le nécessitant, peuvent générer un court stress à l’endormissement. Pour les anesthésies fixes, les animaux recevront une unique injection au niveau de l’abdomen ; cette injection peut générer une légère douleur au moment de l’introduction de l’aiguille. Il existe un risque très léger de péritonite en cas d’injections répétées. De plus, l’anesthésie peut entraîner un risque d’hypothermie ou, dans de très rares cas, un risque de décès. A la suite de la chirurgie, il peut arriver que les animaux ressentent transitoirement de légères démangeaisons au niveau de l’œil.

Devenir

Tous les animaux de la procédure seront euthanasiés immédiatement après la dernière session d’imagerie et des prélèvements seront systématiquement effectués pour des analyses post-mortem complémentaires.

Remplacement

En parallèle, des études in vitro sur des modèles cellulaires cornéens sont actuellement en cours : nous avons déjà mis en évidence que les cellules cornéennes étaient capables de capter correctement les vésicules et leur contenu. Toujours in vitro, nous avons également montré le bénéfice thérapeutique des vésicules (en particulier, leur activité cicatrisante et anti-fibrotique). Cependant, la complexité de la cornée et, a fortiori, sa régénération ne peut être complètement récapitulée in vitro. Il n’existe en effet pas à ce jour de modèles capables de reproduire l’ensemble des structures complexes cornéennes. Ainsi, afin de pouvoir prendre en compte la globalité des mécanismes de régénération (entre autres, les interactions cellules-cellules, la réponse immunitaire, etc.) et d’établir les mécanismes biologiques de cicatrisation impliqués, l’utilisation de l’animal nous est indispensable. De plus, la finalité de cette étude étant le développement de stratégies thérapeutiques, la mise en place des voies d’administration adéquates des composés et leur biodisponibilité ne peuvent être seulement étudiées sur un modèle animal.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre minimum nécessaire afin de pouvoir mettre en évidence une différence statistiquement significative sur les paramètres étudiés et de pouvoir répondre à la question scientifique posée, tout en tenant compte de la volonté de limiter au maximum le nombre requis. Ce projet impliquera au maximum un total de 1450 souris. Le nombre d’animaux a été estimé à l’aide d’un logiciel statistique adapté. Toutes nos expériences seront analysées grâce à des logiciels statistiques dédiés.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des cages avec un enrichissement tel qu’un tunnel en carton, des bâtons en bois, du coton,), avec nourriture et eau à volonté. Le nombre d'animaux par cage est limité à 5. La température et l’hygrométrie sont contrôlées. Un seul œil sera traité durant l’expérimentation. Le second œil sera systématiquement utilisé comme contrôle de référence. Un suivi quotidien des animaux sera réalisé par le personnel qualifié de l’animalerie et/ou les expérimentateurs afin de s’assurer de leur bien-être. Toute modification physique/comportementale anormale ou point limite atteint sera noté dans le logiciel de gestion des animaux. L’application de l’échelle décisionnelle définie par notre Structure Chargée du Bien-Etre des Animaux permettra de modifier la procédure en cours avec l’administration d’un traitement anti-douleur, et/ou de décaler dans le temps les actes prévus par la suite ou enfin d’euthanasier l’animal en dernier recours. De plus, afin de limiter tout stress et toute souffrance, les procédures de chirurgie se feront sous anesthésie générale associée à un protocole analgésique en pré-, per- et post-opératoire.

Choix des espèces

La souris est un modèle particulièrement adapté aux pathologies liées à la cornée. Malgré sa petite taille, la souris est proche de l'homme sur le plan de la physiopathologie et des affections de la cornée mais également sur la formation des cicatrices cornéennes. De plus, il existe déjà un modèle murin de la pathologie ayant montré d’importantes similitudes physiopathologiques avec l’homme lors d’études histologiques préalables de leurs cornées. Au sein de notre équipe, nous possédons une bonne connaissance du comportement des souris et sommes donc aptes à juger de leur bien-être. La structure dans laquelle nous travaillerons est une structure possédant tout l’équipement spécifique pour réaliser l’imagerie de l’œil des souris. Les expérimentations se dérouleront sur des souris adultes (6-8 semaines) car il s’agit d’une période optimale pour la fonction cornéenne et sa régénération. De plus, à partir de 6 semaines, le tissu cornéen est mature et la taille de la cornée maximale.

Génétiquement modifiées pour développer une myopie forte ou syndromique, 480 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune subit l'implantation chirurgicale d'un casque sur le crâne, une heure d'opération, puis jusqu'à dix anesthésies gazeuses en trois semaines pour le nettoyage des lentilles et des yeux, avec le port prolongé d'un cadre à lunettes. Le porteur signale que l'hébergement individuel peut provoquer apathie et agressivité, et que l'enrichissement sera réduit pendant tout le projet. Toutes sont tuées et leurs yeux prélevés, le porteur indiquant qu'en tant qu'animaux OGM elles ne peuvent être ni réutilisées ni mises à l'accouplement.

Objectifs

La myopie est causée par une croissance anormale de l’œil. Ceci implique des questions optiques, génétiques, mais aussi neuronales. La myopie peut exister seule, ou associée à un syndrome oculaire plus vaste, on parle alors de myopie « syndromique ». Différents mécanismes mènent à l’apparition de la myopie, soulignant la nécessité de personnaliser les traitements en fonction des causes de la myopie. Plusieurs solutions thérapeutiques sont déjà proposées, sous forme de collyre (exemple : l’atropine) ou optiques (exemple : thérapie à lumière rouge ou verres de freination). Ces solutions présentent des effets secondaires conséquents (gêne et assèchement oculaire, photophobie, effet rebond) et une efficacité variable liée à divers facteurs. Notamment, de nombreux patients ne répondent pas ou peu à ces traitements. Il est donc nécessaire de proposer de nouvelles cibles thérapeutiques. Au cours de ce projet, nous allons tester différentes voies thérapeutiques : 1) Il existe une molécule, formulable sous forme de collyre qui, d’après nos expériences passées, pourrait être prometteuse. Nous allons donc tester cette hypothèse dans divers modèles animaux de myopie forte et syndromique. 2) Différents verres de lunettes ont un impact sur la croissance de l’œil. Les modes d’action de ces verres sont variables et leur efficacité peuvent varier suivant la génétique et l’âge du patient. Ce projet vise à tester différentes solutions thérapeutiques dans différents modèles animaux de myopie forte et syndromique afin de proposer une preuve de concept et valoriser certaines de ces solutions.

Bénéfices attendus

La myopie présente une prévalence déjà élevée (plus d'un adulte sur 3 actuellement, 1 adulte sur 2 en 2050). La rétinopathie pigmentaire et la cécité nocture congénitale stationnaire sont des maladies génétiques rares (1/ personne sur 3500 et 1 personne sur 400000, respectivement), mais toutes trois peuvent mener à une cécité complète des patients affectés. S’il existe des stratégies de correction de la myopie, peu de réels traitements existent et ceux existant présentent une efficacité limitée et de nombreux effets secondaires. Ce projet permettra de fournir des preuves de concept pour le développement de nouvelles thérapies pour le traitement de la myopie.

Procédures

Pour induire et étudier la myopie ainsi que son traitement, une technique chirurgicale, effectuée sous anesthésie et analgésie, se résumant par l’implantation d’un casque sur le crâne des animaux est nécessaire, 1 fois par animal. La chirurgie dure 1 heure maximum par animal. Pour mesurer le degré de myopie : contention manuelle régulière et répétée de certains animaux : 3 fois par animal, 5 minutes à chaque fois. - Anesthésies gazeuses répétées : 3 anesthésies maximum par semaine pour le nettoyage des lentilles et des yeux des animaux et 1 examen des yeux. Soit 10 anesthésies maximum sur 3 semaines d’une durée de 15 minutes maximum/animal.

Impact sur les animaux

Les animaux seront soumis à des contentions manuelles répétées, entrainant un stress. Les animaux seront soumis à une chirurgie : Les techniques chirurgicales peuvent mener à une perte de sang durant l’opération et à des pertes de poids, infections, douleurs durant la période post-opératoire. Ces mêmes animaux subiront des anesthésies gazeuses répétées pouvant causer un risque léger d’hypothermie, d’insuffisance respiratoire et arrêt cardiaque. Port du cadre à lunette : le port prolongé de l’appareil peut induire une gêne et un assèchement oculaire. Les traitements médicamenteux peuvent aussi engendrer une gêne et un assèchement oculaire. Les animaux seront placés en hébergement individuel, ce qui peut entraîner des détresses sociales caractérisées par de l’apathie et de l’agressivité. L’enrichissement sera réduit pendant ce projet, ce qui peut induire un stress.

Devenir

Les animaux seront tous euthanasiés selon la procédure réglementaire car il s'agit d'animaux OGM ne pouvant être réutilisés pour d'autres projets ou pour l'accouplement. De plus les yeux des animaux seront récupérés pour analyses post-mortem.

Remplacement

L’induction et l’étude de la myopie nécessite un œil complet, en 3D, avec sa rétine et ses tissus environnant (Choroïde, Sclère) ainsi qu’un trajet optique complet (cornée, lentille, crystallin, iris, humeur aqueuse). Aucune méthode alternative ex vivo ne permet d’obtenir un oeil en 3D. L'utilisation de certaines des molécules testées ici est déjà reconnue comme efficace in vitro, dans les modèles animaux et chez les patients, mais n'a jamais été testée sur des modèles animaux avec les modifications génétiques que nous proposons. Afin de valider (ou invalider) l'usage des molécules que nous testons, pour le traitement de la myopie syndromique et non syndromique, la prochaine étape est donc un usage sur modèle in vivo.

Réduction

Afin de générer le moins d’animaux possible, nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour le projet. La myopie n’est pas connue pour impacter un sexe plus que l’autre. Nous testerons donc des mâles et femelles sans distinction. Nous avons optimisé le nombre et nature des accouplements d’animaux pour réduire le nombre d’animaux à générer. Le nombre d’animaux nécessaire a été estimé sur la base d’expériences similaires effectuées dans notre équipe et en tenant compte des contraintes statistiques (nombre d’échantillon par groupe) et des contraintes techniques (taux de réussite estimé des procédures). Les données issues de conditions contrôles sont réutilisées pour réduire le nombre d’animaux à générer. Nous aurons besoin de générer 480 animaux pour ce projet

Raffinement

Les paramètres environnementaux contrôlés des animaleries seront conformes aux normes réglementaires. De l’hydrogel nutritif sera mis à disposition si nécessaire. Seul le personnel qualifié en zootechnie sera habilité à gérer l’hébergement des animaux. Seul le personnel compétent dans la manipulation des animaux sera autorisé à manipuler les animaux. Seul du personnel formé aux techniques chirurgicales du petit animal sera autorisé à procéder aux techniques chirurgicales. Les procédures nécessitant une anesthésie et/ou l’application d’analgésiques seront effectuées par du personnel habilité. Le personnel de zootechnie change les cages chaque semaine et sera en charge de la surveillance de la santé des animaux. Une communication rapide entre les chercheurs et les membres de la zootechnie est assurée par la proximité géographique entre l’animalerie et le laboratoire et permettra une prise de décision rapide en cas de problème de santé des animaux. Les procédures nécessitant une anesthésie et/ou l’application d’analgésiques seront effectuées par du personnel habilité. Un système d’étiquettes et de pastilles assurera le suivi du bien-être des animaux. Les informations concernant les animaux seront mutualisées sur un site web commun. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs permettant de limiter toute douleur inutile aux animaux ont été mis en place.

Choix des espèces

Nous utilisons le modèle souris car nous avons besoin de modèles génétiques particuliers qui n’existent que dans cette espèce. Nos expériences visent à étudier la myopie, qui survient durant la croissance de l’œil. Le développement de l'oeil se mesure par réfractométrie. Les mesures de réfractométrie ne commencent à être fiables qu’à partir de 3 semaines d’âge, lorsque l’animal est sevré. Avant cela, l’oeil est trop petit. Nos expériences nécessitent d'induire la myopie. L’induction de la myopie est plus efficace si elle débute entre 3 et 4 semaines d'âge car l’oeil y est encore en phase de croissance critique.

Jusqu'à six chirurgies d'implants de huit heures chacune et jusqu'à neuf ouvertures de volets osseux dans le crâne: 8 macaques, quatre à longue queue et quatre rhésus, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils travaillent en chaise de contention cinq à sept fois par semaine, lors de séances allant jusqu'à cinq heures, un contrôle de l'eau servant de levier de motivation puisque la récompense hydrique constitue une partie de leur apport journalier. Le porteur veut comprendre comment le cerveau des macaques perçoit les visages, le statut de dominance et les liens sociaux entre congénères. Sept des huit macaques resteront en utilisation continue, un sera tué pour l'étude post-mortem de son cerveau.

Objectifs

Le cerveau des primates, des humains comme des singes, leur permet de vivre en société, ce qui participe à la survie de leur espèce. Notre cerveau de primate est notamment adapté pour la perception des individus et pour l’analyse de leurs comportements. Or la cognition sociale est la première à être touchée dans de nombreux troubles neurologiques et psychiatriques, et nous ne connaissons pas exactement l’origine de ces problèmes, notamment du fait de notre connaissance insuffisante des mécanismes cérébraux qui nous permettent de percevoir et de comprendre les autres. L’objectif de ce projet est de comprendre par quels mécanismes le cerveau des primates non-humains leur permet de percevoir et comprendre leur groupe social. Nous savons par exemple, que les singes, tout comme les humains, possèdent dans leur cerveau des régions spécialisées pour la perception des visages par rapport à d’autres objets visuels. Cependant nous ne savons pas 1/ par quels mécanismes biologiques, les neurones –c’est-à-dire les cellules de ces régions cérébrales– codent les caractéristiques sociales des individus (comme leur genre, leur statut de dominance, leurs liens d’amitié) 2/ comment les neurones associent une même caractéristique sociale perçue par différentes modalités sensorielles 3/ s’il existe des régions cérébrales spécifiques aux odeurs sociales et au toucher social, deux modalités très importantes depuis le plus jeune âge pour percevoir les autres. Par ailleurs, les primates sont des spécialistes pour l’analyse des comportements de leurs congénères et possèdent des régions cérébrales spécifiques pour l’analyse des interactions sociales. Cependant, nous ne savons pas par quels mécanismes les neurones extraient des informations sur les individus à partir d’observation d’actions. Dans ce projet, nous proposons de répondre à ces questions majeures pour les neurosciences, la psychologie sociale ou encore la biologie évolutive en utilisant des techniques d’étude du cerveau à plusieurs niveaux combinant des méthodes exploratoires d’imagerie du cerveau afin d’identifier les régions cérébrales responsables de ces processus sociaux, à des méthodes fines d’enregistrement de l’activité des neurones et de manipulations moléculaires, avec l'objectif à long terme de fournir aux neurosciences cliniques de nouvelles hypothèses pour comprendre comment ces mécanismes peuvent être perturbés dans les maladies psychiatriques ou neurologiques.

Bénéfices attendus

Les bénéfices seront d’abord de mieux comprendre la représentation du réseau social, des interactions sociales et des individus dans le cerveau avec une précision et une compréhension au niveau des mécanismes neuronaux jamais atteintes jusque-là. Les perturbations temporaires des régions du cerveau identifiées par imagerie par résonance magnétique (IRM) pourraient permettre de s’approcher au plus près des tableaux cliniques humains et donc fournir aux neurosciences cliniques de nouvelles hypothèses pour comprendre comment les mécanismes sociaux sont perturbés dans les maladies psychiatriques et neurologiques. Ainsi ce projet pourrait permettre d’établir un modèle animal pour la compréhension des troubles sociaux qui impactent les patients présentant des troubles neurologiques ou psychiatriques. Il s’agira également potentiellement de découvrir de nouvelles régions cérébrales sur la perception des odeurs et du toucher social, et d’obtenir une comparaison du cerveau social des singes et du cerveau social humain et donc de comprendre les mécanismes conservés au cours de l’évolution et ceux qui sont spécifiques à notre espèce et à l’espèce des macaques rhésus.

Procédures

Tous les animaux sont habitués aux différents dispositifs et au personnel pour limiter tout stress. Ils seront entrainés à la réalisation de tâches comportementales (5-7 fois/semaine, 20min-4h/session). Le bon positionnement dans la chaise pourra s’accompagner d’un faible sédatif (sur environ 10séances si nécessaire). Les animaux réaliseront des IRM sous anesthésie (4h, 1-2sessions/mois avant 4ans puis 6fois/an). Ils auront 3 chirurgies d’implants minimum (mise en place d’un implant de maintien de la tête, de chambres d’enregistrement, d’électrodes d’enregistrement) et 6 maximum s’il est nécessaire de réparer, retirer ou remettre un implant (durée: 8h maximum/chirurgie sous anesthésie générale). Ils auront 2 interventions d’ouvertures de volets osseux ciblés minimum et 9 maximum s’il est nécessaire d’ajouter ou d’agrandir les volets existants (durée: 5h maximum/intervention sous anesthésie générale). Les chambres d’enregistrement sont entretenues 2 fois/semaine minimum (durée 60min). Les animaux vigiles participeront à des enregistrements de l’activité cérébrale par IRM et par électrophysiologie pendant qu’ils réaliseront des tâches comportementales (durée 5h maximum, 5-7 fois/semaine). Pour favoriser la motivation des animaux pendant les tâches comportementales, ils seront récompensés à l’aide d’une récompense hydrique qui constituera une partie de leur apport journalier en liquide. Un retour progressif à un apport à volonté est effectué au moins 2 fois une semaine chaque année. Une surveillance quotidienne est réalisée afin de garantir un bon état d’hydratation et une bonne santé, vérifiée par des analyses sanguines 2 fois/an (prise de sang de 4min). Chaque IRM s’accompagnera d’une injection intraveineuse d'un agent de contraste (durée 2min). Cet agent sera ensuite éliminé par deux composés (1 administration intramusculaire/jour de 30s, et 2 administrations orales/jour de 3min). Des analyses sanguines seront réalisées pour suivre le retour aux valeurs de référence (environ 4 prises de sang à la fin des séquences de plusieurs IRM, durée 4min). Des molécules seront administrées pour moduler l’activité cérébrale par inhalation (60 administrations maximum par animal de 20min), ou par la nourriture (60 administrations maximum/animal), ou par injection intraveineuse (60 administrations maximum/animal de 4min), ou dans le cerveau (60 administrations maximum/animal de 50min). Un des animaux sera euthanasié par une méthode réglementaire en fin de procédure.

Impact sur les animaux

L’animal pourrait ressentir une gêne ou des douleurs après les différentes chirurgies (pose de l’implant de tête, des chambres d’enregistrements ou des électrodes à demeure). Il y a également la gêne liée à la présence de ce matériel à demeure. Les risques liés à l’anesthésie (notamment hypothermie, sécheresse oculaire, dépression cardio-respiratoire) peuvent survenir. Il existe des risques d'infection sur les implants de tête, sur les électrodes implantées et lors de l'introduction des électrodes amovibles pour les enregistrements. Les risques de perte d’implant peuvent survenir suite à un rejet du matériel biocompatible provoquant chez certains animaux une réponse inflammatoire chronique et un rejet du matériel chirurgical. L’animal pourrait ressentir un stress/contrainte lors des séances d'électrophysiologie, d’imagerie, de tests ou d’entrainement pendant lesquelles il est positionné en chaise de contention ou maintenu par l’implant de tête. Le stress de l’hébergement en captivité peut être présent. Le contrôle hydrique peut induire un stress pour l’animal, une sensation de soif, de la déshydratation ou une perte de poids. Les risques liés aux agents pharmacologiques existent, lies à la tolérance/réaction individuelle aux molécules utilisées ainsi qu’à la capacité de la récupération propre à chaque animal, pouvant induire par exemple une réaction allergique, une accumulation dans les tissus, un mauvais fonctionnement du foie ou des reins. L’animal pourrait ressentir une gêne ou une douleur de courte durée au point d’injection lors des injections et prélèvements en intraveineuses, ou en intramusculaire.

Devenir

7 des 8 animaux seront en utilisation continue pour poursuivre l’acquisition de données sur ce sujet de recherche afin de privilégier l’utilisation d’un animal déjà entrainé par rapport à un animal naïf (réduction du nombre d’animaux). Cette utilisation continue se fera en accord avec l’équipe vétérinaire et dépendra de l’état de bien-être des animaux. 1 animal sera euthanasié pour l’étude post-mortem de son cerveau.

Remplacement

Avec les technologies actuelles, le présent projet ne peut être abordée qu'avec l’utilisation d’animaux. Nous ne pouvons pas utiliser de lignées cellulaires ou tissus, car ils ne présentent pas de processus perceptifs ou cognitifs. Les modèles informatiques du cerveau, ne permettent pas de comprendre, sans données empiriques préalables, quels algorithmes sont effectivement utilisés dans le cerveau réel en action. D’autre part, les études non invasives chez des sujets humains en bonne santé ne permettent pas d’enregistrer des signaux avec une résolution temporelle et spatiale suffisante pour étudier les mécanismes neuronaux. Le travail chez les patients humains est également limité, car pour des raisons éthiques, les enregistrements électrophysiologiques quand ils ont lieux ne peuvent pas cibler des régions d’intérêt scientifique mais uniquement des régions d’intérêt clinique. Il est donc impossible d’acquérir une compréhension mécanistique de la cognition sociale chez l’humain, les cultures cellulaires ou les cultures de tissus. Contrairement à d’autres animaux (ex. rongeurs/oiseaux), les fonctions cérébrales et l’anatomie des systèmes sensoriels des primates non humains (PNH) sont organisées autour de la modalité visuelle et sont ainsi homologues à l’Homme. Ces homologies concernent les systèmes neuraux et les stratégies cognitives et sociaux-cognitives des PNH, y compris certaines interactions sociales dont seuls les primates sont capables, ce qui n’est pas retrouvé dans d’autres modèles (ex. oiseaux/rongeurs). Comme nous comparerons nos résultats avec ceux observés chez l’humain, ce modèle est déterminant et le plus pertinent pour mener ce projet grâce à cette proximité.

Réduction

Les normes de publication, notre expérience, et les analyses statistiques indiquent que les données doivent être obtenues chez 6-8 animaux pour les expériences comportementales, 4-6 animaux pour l'imagerie, 2-3 animaux pour l’électrophysiologie, les neuromodulations, afin d'obtenir des données robustes et interprétables. L’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf) est sans doute la technique la plus efficace pour réduire le nombre d'animaux en fournissant des connaissances sur les régions cérébrales pertinentes à étudier ensuite par électrophysiologie. Sans cette connaissance, les enregistrements devraient être effectués dans tout le cerveau et pourraient nécessiter jusqu'à 10 fois plus d’animaux pour enregistrer dans toutes les régions possibles. De plus, l’utilisation d’agent de contraste lors des IRM fonctionnelles permet d’augmenter la puissance statistique et de réduire le nombre d’acquisitions. Ainsi nous utiliserons 8 macaques dans notre projet, ces 8 animaux participeront aux tâches comportementales, puis seront répartis par groupe de 4 à l’IRMf et par groupe de 2 à l’électrophysiologie avec/sans perturbations de l'activité cérébrale. Ce point répond également à la nécessité d'obtenir plus d'informations à partir du même nombre d'animaux et donc de réduire le nombre d’animaux utilisés pour cette étude. Nous privilégierons de répéter nos enregistrements sur un même animal afin d’utiliser le plus faible nombre d’animaux possible. Nous utiliserons les tests statistiques adaptés pour analyser les données récoltées.

Raffinement

L’état de bien-être de l’animal est primordial et s’il y a une anomalie des mesures seront prises pour aider à le restaurer. Les animaux sont observés quotidiennement tout au long du projet et des points limites ont été établis pour assurer une prise de décision rapide et efficace pour s’assurer que le bien-être de l’animal est préservé. L’hébergement en groupe social, dans une animalerie aux paramètres surveillés quotidiennement (lumière, température, hygrométrie), ainsi que l’enrichissement et une alimentation adaptée sont mis en place pour stimuler les animaux et leur permettre d’exprimer leurs comportements naturels. L’entraînement régulier par renforcement positif permettra d’instaurer une routine limitant les contentions et le stress lors des manipulations et des tâches demandées. Le contrôle hydrique sera adapté à la demande de chaque animal en ayant intégré les particularités individuelles. Les chirurgies et IRM anesthésiées sont réalisées sous anesthésie générale avec la mise en place d’anti-douleurs adaptés (avant, pendant et après ; une réévaluation avec le vétérinaire est disponible si besoin). Lors des anesthésies, une surveillance des constances physiologiques (rythmes cardiaque et respiratoire, température…) est toujours mise en place et la température est maintenue. Le dispositif implanté sera le plus adapté possible pour le confort de l’animal et limiter la gêne. Il sera posé dans des règles strictes d’asepsie. Le post-opératoire sera surveillé avec une aide à l’alimentation pour faciliter la récupération, des enrichissements et une taille de la cage adaptée pour stimuler l’animal et faciliter les déplacements. La récupération complète est vérifiée avant la poursuite du projet.

Choix des espèces

Les singes Macaca mulatta, Macaca fascicularis (PNH) présentent des similitudes cognitives aux humains. Particulièrement, dans le domaine social : les macaques observent longuement leurs congénères ; sont socialement polyvalents ; leur environnement social, comme les sociétés humaines, comprend de nombreux paramètres qui nécessitent une extraction calculée des informations. Nous étudierons leurs connaissances des comportements sociaux complexes de leurs congénères, y compris d'un éventail d'interactions sociales dont seuls les primates sont capables. Leurs fonctions cérébrales et l’anatomie de leurs systèmes sensoriels sont organisées autour de la modalité visuelle et sont ainsi homologues à l’Homme. Comme nous comparerons nos résultats avec ceux observés chez l’humain, le modèle PNH est déterminant et le plus pertinent pour mener ce projet. Nous utiliserons des animaux adultes ou jeunes adultes (plus de 2ans), déjà sevré, car leur cerveau est à un stade mature nécessaire à nos recherches.

Les rats utilisés portent une mutation qui affaiblit leur système immunitaire pour éviter le rejet du greffon, ce qui leur vaut une perte de poils, des poils qui s'accumulent sous les paupières et une sensibilité accrue aux infections. 180 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Leur rétine est lésée au laser ou par injection d'un composé chimique, puis un fragment de rétine cultivé à partir de cellules souches humaines est greffé sous la rétine au cours d'une opération de quinze à vingt minutes, suivie d'imageries hebdomadaires et d'électrorétinogrammes sous anesthésie générale. Tous sont tués à la fin pour analyser la rétine et le devenir des cellules greffées, et tout signe d'infection de l'œil entraîne une mise à mort anticipée.

Objectifs

Les maladies choroïdiennes héréditaires et la dégénérescence maculaire liée à l'âge (DMLA), sont des pathologies qui entraînent une perte de la vision pouvant conduire jusqu’à la cécité. Elles affectent des millions de personnes dans le monde, et dans la plupart des cas aucun traitement disponible. Ce projet a pour objectif de démontrer que l'on peut rétablir la vue avec la transplantation d’un morceau de rétine fabriqué en laboratoire à partir de cellules souches humaines. Les transplantations seront réalisées dans un modèle de rats porteur d'une mutation qui altère le système immunitaire (pour éviter les mécanismes de rejet du greffon). Afin de mimer les pathologies humaines, la rétine des animaux sera lésée avec le laser ou avec l’injection d’un composé chimique. Le potentiel thérapeutique des greffons sera évalué par des approches comportementales et électrophysiologiques (sensibilité de la rétine à la lumière).

Bénéfices attendus

Il n'existe peu ou pas de traitement pour soigner les dystrophies rétiniennes (prévalence de 1 sur 3000) et la dégénérescence maculaire liée à l'âge (8 pourcent de la population française) ou pour restaurer la vision quand celle-ci est perdue. L 'objectif est de développer des approches de thérapie cellulaire à base de morceaux de rétine obtenus à partir de cellules souches humaines. Cette thérapie aura pour objectif de restaurer la vision dans ces maladies.

Procédures

Pour cette étude une lignée de rats immunodéprimés sera transplantée avec des cellules humaines. Afin de mimer la pathologie humaine, deux techniques seront testées : lésion de la rétine avec le laser (moins d'une minute) ou injections d’un composé chimique (injections d’une durée de quelques secondes) : 1 injection pour les animaux concernés. Chirurgie: Une procédure chirurgicale sous anesthésie générale sera réalisée chez les rats. De plus, la chirurgie sera réalisée sous analgésie en complément de l’anesthésie. La procédure chirurgicale consiste en une transplantation intraoculaire (sous la rétine) d’un tissus rétinien fabriqué en laboratoire. Cette opération dure 15 à 20 minutes et n’est réalisée qu’une seule fois. Tous les animaux feront l’objet de 3 types d’examen : 1/Un examen par imagerie permettant l’observation de l’anatomie et la structure de la rétine (tomographie par cohérence optique); cet examen qui nécessite l’immobilité de l’animal se fera sous anesthésie générale ; Les examens d’imagerie ont une durée de 10 à 15 minutes. Cet examen sera réalisé une fois par semaine pendant 2 mois pour mettre en place le modèle par injection de composé chimique (maximum 8 fois) ou 1 fois par mois (maximum de 3 fois pour les animaux greffés et gardés le plus longtemps). 2/ Un examen électrophysiologique (Electrorétinogramme) qui permettent l’étude de la fonction de ce tissu. Cet examen qui nécessite l’immobilité de l’animal se fera sous anesthésie générale. L’électrorétinogramme a une durée de 30 minutes environ. Cet examen sera réalisé une fois par mois (maximum de 3 fois pour les animaux gardés le plus longtemps). 3/ Un test comportemental à l’état vigil sans contrainte particulière (maximum de 3 fois pour les animaux gardés le plus longtemps). Ces tests de la fonction visuelle sont rapides (5 à 10 minutes environ). Cet examen sera réalisé une fois par mois (maximum de 3 fois). Analgésies et antidote anesthésie (injections d’une durée de quelques secondes): maximum 11 fois par animal au cours de l’étude qui dure jusqu'à 3 mois. Les rats seront euthanasiés à la fin de l'étude par une méthode réglementaire en vue d'une analyse histologique de l'œil.

Impact sur les animaux

Le phénotype immunodéprimé entraine une perte de poils à 3 ou 4 semaines avec une réapparition par touffes au cours de la vie du rongeur. Ces poils peuvent s’accumuler dans l’œil sous les paupières et cela nécessite donc un soin particulier pour éliminer cette accumulation. Les animaux sont plus susceptibles de développer des infections opportunistes du fait de leur statuts immunodéficient. Un léger stress et une brève douleur localisée au moment de l’introduction de l’aiguille peuvent être induits par les injections des différents médicaments en intrapéritonéale ou sous cutané. L’anesthésie peut entrainer un risque cardio-respiratoire et d’hypothermie. La photocoagulation au laser et les greffes sous-rétiniennes peuvent provoquer des lésions temporaires comme des décollements localisés de la rétine et de petites hémorragies oculaires. Une douleur et/ou un risque infectieux peuvent survenir pendant ou après les greffes. Un léger stress peut être engendré lors du changement d’environnement des animaux (mise en chambre noire la veille de l’électrorétinogramme).

Devenir

A la fin de chacune des procédures, les animaux sont euthanasiés par une méthode réglementaire pour permettre des analyses histologiques ou fonctionnelles (électrophysiologies) des tissus (rétine). Ces explorations sont nécessaires pour évaluer le bénéfice de la transplantation au cœur du projet et le devenir des cellules transplantées (intégration aux tissus de l’hôte, etc…).

Remplacement

Le projet consiste à évaluer la capacité d’une greffe de cellules à permettre une préservation de la fonction visuelle. Cette évaluation ne peut donc pas être faite par des approches in vitro. Les approches in vitro ne permettent d’évaluer que des paramètres isolés de culture et non pas des interactions avec une rétine. Il n’est ainsi pas possible de démontrer la fonctionnalité d’un produit de thérapie cellulaire de la rétine autrement que in vivo. Ce projet ne peut être réalisé que chez l’animal.

Réduction

Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux, les transplantations seront réalisées dans un seul œil ; l’œil controlatéral servira de contrôle évitant d’utiliser d’autres animaux dans ce but. Par ailleurs, la majorité des actes peuvent être réalisés sur les mêmes animaux permettant ainsi de réduire le nombre d’animaux utilisés. Nous avons réduit le nombre d’animaux par groupe au minimum requis pour obtenir des résultats statistiquement interprétables en tenant compte de la variabilité plus importantes des mesures effectuées (en raison d’un taux d’échec évalué à 20-30 pour cent (chirurgie, rejet de greffe, opacification du cristallin, etc..). Le nombre a été calculé sur la base des données de la littérature pour des approches similaires et en fonction du devenir post-mortem des animaux. Pour limiter le nombre d’animaux, les résultats seront analysés à l’aide de tests statistiques non-paramétriques adaptes aux petits effectifs. Au final, 180 animaux seront utilisés dans le projet.

Raffinement

Les animaux seront examinés quotidiennement par les expérimentateurs et/ou le personnel qualifié de l’animalerie et seront hébergés avec enrichissement de nourriture et boisson à volonté. Les animaux utilisés dans ce projet ont une perte de poils dans la 3-4 semaines avec une réapparition par touffes au cours de la vie du rongeur. Ces poils peuvent s'accumuler dans l'œil sous les paupières nécessiter un soin particulier pour éliminer cette accumulation. Pour les expérimentations qui le nécessitent, les rats bénéficieront d’une anesthésie générale. Le risque de douleur généré par la transplantation de tissus est géré en pré-opératoire et post-opératoire par l’injection d’analgésiques. Les animaux feront l’objet d’une surveillance plus accrue pendant les 24h suivant les différents actes (réveil post-anesthésie, état de la surface oculaire après les électrorétinogrammes, signe d’inflammation, etc…). Tout signe d’inflammation ou d’infection de l’œil entrainera l’euthanasie de l’animal.

Choix des espèces

Les rats sont couramment utilisés dans les études précliniques. La taille de l’animal rend le geste technique (transplantation sous-rétinienne) moins difficile que chez la souris par exemple, ce qui réduira significativement le risque d’échec de la procédure et donc le nombre d’animaux nécessaire à l’étude. Rats immunodéficients : Ces rats possèdent une modification génétique qui affaibli le système immunitaire (pour prévenir le rejet de greffe). Les différentes analyses seront réalisées chez le rat adulte sur une durée maximum de 3 mois après greffe, le stade le plus tardif prévu per l’étude. Le choix de l'âge adulte est lié au fait que les greffes sont plus aisées à réaliser dans l'oeil adulte (plus grand) de même que les traitements lasers. De plus , la DMLA est une maladie qui touche les adultes.

Jusqu'à cinq séances de trente minutes d'enregistrement des démangeaisons, puis cinq autres séances de trente minutes de stimulation au toucher léger : 480 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Après un rasage sous anesthésie, elles reçoivent des injections locales d'une substance qui déclenche des démangeaisons chez l'humain, et le porteur décrit des démangeaisons spontanées d'intensité faible à modérée réparties sur les vingt à trente minutes qui suivent chaque injection. Le projet cherche à identifier quels nerfs de la peau cette substance active, avec l'espoir de traiter un jour les démangeaisons de l'eczéma ou du psoriasis. La substance n'est jamais nommée, désignée d'un bout à l'autre du résumé comme "la substance étudiée".

Objectifs

Ce projet a pour objectif d'identifier les nerfs de la peau activés par une substance induisant des démangeaisons chez l’homme. Pour cela, il étudiera si la substance étudiée est capable d'augmenter les démangeaisons induites par des substances de référence, qui induisent des démangeaisons en activant des nerfs bien identifiés. Inversement, il étudiera si ces substances augmentent les démangeaisons induites par la substance étudiée.

Bénéfices attendus

Actuellement, il n'existe aucun traitement spécifique des démangeaisons induites chez l’homme par la substance étudiée. Mieux connaître leurs mécanismes permettra à terme de développer des traitements spécifiques pour les soulager. Identifier les nerfs affectés est une première étape d'étude des mécanismes impliqués. Les bénéfices de ce projet en termes d’avancées scientifiques et thérapeutiques pourraient aussi s’étendre aux démangeaisons présentes dans d’autres maladies (eczéma, psoriasis).

Procédures

1) Rasage de la future zone d’injection, réalisé 1 fois sous anesthésie, éventuellement renouvelé 1 fois, durée maximale de 5 minutes. 2) Injection locale des substances de référence (1 ou 2 fois), de la substance étudiée (1 fois) et/ou d’une substance-contrôle (1 fois), durée maximale de 30 secondes.

Impact sur les animaux

1) Stress de faible intensité lors de l’anesthésie générale (durée < 5 min, réalisée 1 fois). 2) Stress et inconfort lors des manipulations et de l’injection (durée < 5 min, réalisées 2 fois ou 4 fois). 3) Stress lors de l’enregistrement des démangeaisons spontanées dans un espace dédié (durée 30 min ; réalisé 3 ou 5 fois). 4) Stress lors des mesures des démangeaisons induites par le toucher léger dans un espace dédié (durée 30 min, réalisées 3 ou 5 fois). 5) Démangeaisons spontanées localisées, d’intensité faible à modérée, intermittentes, d’une durée < 2 secondes chacune, réparties pendant 20-30 minutes suivant l’injection (réalisée 2 ou 4 fois). 6) Démangeaisons localisées induites par à un toucher léger, d’intensité très faible, d’une durée < 1-2 secondes uniquement en réponse au toucher léger appliqué. Épreuve réalisée 3 ou 5 fois, durée 30 min.

Devenir

En fin de procédure, il est prévu la mise à mort de tous les animaux (480) car leur exposition à la substance étudiée interdit leur réutilisation, replacement ou adoption et/ou ils sont destinés à des prélèvements post-mortem de tissus à des fins d'analyses.

Remplacement

Depuis plus de 10 ans, nous étudions les effets de la substance sur des modèles cellulaires. Nous avons montré l’implication de plusieurs mécanismes qui, cependant, peuvent aussi être à l’origine d’autres sensations que les démangeaisons, que nos modèles cellulaires ne permettent pas de distinguer. Nous continuerons à utiliser ces modèles cellulaires pour cette étude mais nous ne pouvons donc pas nous passer de l’expérimentation animale pour étudier les mécanismes des démangeaisons induites. Un 2ème aspect est l’implication de multiples types cellulaires dans les démangeaisons. Ces cellules ne peuvent pas être rassemblées dans un modèle cellulaire. Nous ne pouvons pas nous passer de l’expérimentation animale pour prendre en compte l’ensemble de ces types cellulaires.

Réduction

L’ensemble du projet a été conçu en vue de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés sans compromettre les objectifs ou l’analyse statistique des résultats. Étant donnée la variabilité́ des démangeaisons induites par la substance, nous prévoyons 20 animaux/groupe pour garantir des résultats robustes. Cependant, nous réaliserons toujours une 1ère série d’expériences sur 12 souris (minimum pour que des résultats se dessinent) suivie de son analyse, et ne complèterons que si nécessaire d’après ces 1ers résultats. Le nombre d’animaux prévu est un maximum qui sera réduit autant que possible en pratique.

Raffinement

Les responsables du projet mettront en œuvre des mesures pour assurer et maintenir le bien-être de chacun des animaux : enrichissement des cages (matériel de nidification et igloo), habituation des animaux aux manipulations et aux tests, renforcement positif (coupelle de gel appétant en récompense pendant l'habituation), points limites et stratégie d’analgésie. Des points limites prédictifs et spécifiques au projet seront appliqués.

Choix des espèces

La souris est l’espèce la plus couramment utilisée comme modèle d’étude des démangeaisons. Le développement des nerfs impliqués dans les démangeaisons évolue chez la jeune souris jusqu’à l’âge de 3-4 semaines. Leur état de développement est stable à partir de l’âge de 5 semaines. Les souris âgées ne sont pas appropriées du fait de modifications physiologiques dues à l’âge. Nous utiliserons des animaux adultes âgés de 8 à 16 semaines.