Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies des plantes
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
Évaluation du comportement PICA chez le rat
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
Détecter le potentiel nauséeux d'un candidat médicament avant son premier passage chez des volontaires humains : 1 500 rats vont être utilisés pour cela, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, et tous seront tués à l'issue. Le comportement dit pica, la consommation d'une substance non nutritive, sert d'indicateur des nausées chez une espèce qui ne vomit pas. Chaque rat est hébergé seul sur grille, reçoit jusqu'à trois administrations par jour d'une substance émétisante ou du produit testé, jeûne jusqu'à seize heures en fin de procédure et peut subir jusqu'à douze prélèvements de sang. Le porteur justifie la mise à mort par la sévérité de la procédure et par le stress lié à l'hébergement, et conclut que les tests in vitro déjà réalisés ne reflètent pas la complexité du système digestif humain, ce qui rend selon lui les modèles animaux "indispensables".
Objectifs
Les nausées sont des sensations désagréables souvent accompagnées de vomissements (expulsion orale forcée du contenu du tractus gastro-intestinal supérieur), et sont couramment rencontrées dans la pratique clinique. Ces symptômes sont associés à diverses pathologies, notamment les troubles gastro-intestinaux, les infections virales ou bactériennes, les maladies métaboliques comme le diabète etc. D’autre part, les nausées sont l'un des effets secondaires les plus fréquemment signalés des médicaments prescrits et sont particulièrement redoutés des patients sous chimiothérapie. Ces symptômes sont également les plus rencontrés lorsqu’une nouvelle entité chimique est administrée pour la première fois à des volontaires sains. Une méthode de reconnaissance précoce des nausées et des vomissements est donc nécessaire avant qu'un nouveau médicament potentiel n'entre sur le marché et ne fasse l'objet d'essais chez l'homme. Enfin, l'identification des mécanismes et cibles impliqués nauséeux et émétique donneront également des indications importantes sur les nouvelles approches en matière de potentiel médicaments contre la nausée et les vomissements.
Bénéfices attendus
Ces études ont pour objectifs d’une part d’évaluer l’efficacité d’un traitement contre les nausées et les vomissements induit par une substance de référence ou d’autre part d’identifier les potentiels effets secondaires nauséeux causées par l’administration d’un candidat médicament.
Procédures
Les substances d'essais peuvent être administrées par bolus (durée de quelques secondes) ou par perfusion lente de quelques minutes. Les administrations peuvent être uniques ou répétées pendant plusieurs jours (le plus souvent, 1 administration par jour pendant la durée du test avec au maximum 3 adminsitration par jours), et cela en fonction de l’objectif de l’étude. Les animaux sont acclimatés aux conditions d’hébergement du test pendant 3 jours. Le comportement PICA des animaux est évalué sur en mesurant la consommation individuelle d'une substance non nutritive sur une période de 4 jours au maximum (soit uen durée maximale du test de 7 jours incluant la periode d'habituation). Par ailleurs, les animaux peuvent recevoir au préalable du test une substance réactive (administration unique ou répétée , 2 fois par jours maximum) pour évaluer l’effet l’efficacité anti-émétique des candidats médicament. Enfin, si nécessaire et selon l’objectif de l’étude des prélèvements sanguins (durée de quelques secondes, 6 maximum par jours avec un maxium de 12 prélévements au total) pourront être réalisés.
Impact sur les animaux
Un stress lié à l'hébergement individuel sur grille et à la répétition de cet hébergement tout au long de la procedure ( i.e. acclimatation et sessions test) ainsi qu'a une mise à jeun (n’excédant pas 16 h) en fin de procedure peut être ressenti. Par ailleurs, certaines substances testées peuvent provoquer une gêne ou un inconfort liés à la sensation de nausée.
Devenir
La procédure est sévere, de plus les animaux sont soumis à un stress lié à la modification des condition d'hebergement durant la procédure ils seront donc euthanasiés à l'issue de la procédure.
Remplacement
Dans le cadre du développement des médicaments testés des tests in vitro ont déjà eu lieu avant l'utilisation de l'animal. Ceux-ci constituent un point de départ permettant de générer des données préliminaires et d’effectuer un tri moléculaire pour ne retenir que les molécules présentant une certaine efficacité. Bien que ces tests permettent une réduction significative du nombre de substances à tester (et donc du nombre d’animaux), ils ne reflètent pas la complexité du système gastro-intestinal humain qui est en constante interaction avec le système nerveux central chez l’Homme. Ainsi, les modèles d'animaux restent indispensables pour valider et optimiser de nouvelles thérapies pour leur utilisation en toute sécurité chez l'Homme.
Réduction
Les mesures de réduction s'intégrant à la règle des 3Rs vont consister à utiliser le plus petit nombre d’animaux possible pour chaque étude permettant d'obtenir des données suffisantes pour interpréter les résultats de façon correcte et d’éviter ainsi une répétition inutile des études. Le nombre d’animaux utilisés pour chaque étude sera optimisé de façon à intégrer dans une même expérience la relation dose-effet et la comparaison par rapport à un groupe contrôle négatif et éventuellement à un contrôle positif (substance de référence ou de comparaison) si cela s'avère pertinent. Nos données historiques indiquent qu’un effectif de 8-10 animaux en standard par groupe (nombre d'animaux et groupes variables, selon l’objectif de l’étude) est généralement nécessaire pour atteindre une sensibilité correcte du test.
Raffinement
Les mesures de raffinement s'intégrant à la règle des 3Rs vont consister en un suivi des points limites clairement définis et spécifiques pour chaque procédure, permettant de stopper l'étude et/ou d'euthanasier, de façon précoce, tout animal présentant des signes de douleur, de souffrance ou d'angoisse (incluant une surveillance de l'aspect général, un suivi de poids). De plus, les animaux sont suivis par le vétérinaire et manipulés fréquemment par des techniciens préalablement formés et attentifs, prêts à agir lorsque les critères d'interruption prédéfinis sont atteints. Par ailleurs, et au quotidien, un enrichissement complet est fourni aux animaux, celui-ci inclut dans leur hébergement : litière, objets de nidification, objets à ronger, présence de congénères (sauf cas contraire imposé par la procédure). Lorsque nécessaire, les animaux sont anesthésiés et analgésiés. Le programme d’anesthésie et d’analgésie est défini par un vétérinaire, afin de réduire au maximum toute douleur ou sensation de souffrance.
Choix des espèces
Le comportement pica chez le rat est médié par les même mécanismes de vomissement chez l’Homme. Par ailleurs, le comportement pica est assimilable aux vomissements observables chez d’autres espèces. Tous les animaux seront utilisés après 4 semaines de développement (après sevrage) et jusqu'a 5 mois. En effet, les données de la littérature montrent qu'à partir de 5 mois d'age les animaux deviennent plus anxieux, ce qui peut interférer avce le test.
Impact d’une exposition alimentaire aux pesticides sur un modèle murin génétiquement prédisposé à la MASLD
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Une perte de poids supérieure à 20 % vaut le score maximal sur la grille de suivi et retire la souris de l'expérimentation. 112 souris, dont le récepteur CAR a été rendu non fonctionnel, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et toutes seront tuées après un prélèvement de sang aux veines porte et cave. Elles mangent pendant soixante semaines une nourriture additionnée de glyphosate ou d'un mélange de boscalid et de lambda-cyhalothrine, subissent une glycémie à jeun tous les deux mois, deux prélèvements de sang à la joue, des tests de tolérance au glucose et à l'insuline avec sept mesures sur deux heures chacun, un gavage qui peut irriter l'œsophage et 23 heures seules en cage à métabolisme. Le porteur revendique des données indépendantes sur le pesticide le plus utilisé et le plus controversé au monde, sur des paramètres que les études toxicologiques réglementaires explorent peu.
Objectifs
La maladie du foie associée à un dysfonctionnement métabolique (MASLD) et les maladies chroniques inflammatoires de l’intestin (MICI) sont en constante augmentation. Outre les facteurs génétiques et le mode de vie (sédentarité, alimentation), l’exposition aux pesticides peut être un facteur de risque au développement de ces pathologies. Des études montrent que le microbiote intestinal est aussi impliqué. Le glyphosate est l’herbicide le plus utilisé dans le monde et on le retrouve dans les aliments. Il agit sur une enzyme présente chez les champignons, les végétaux et certaines bactéries du microbiote intestinal avec comme conséquence un blocage de la synthèse des protéines. L’exposition au glyphosate change la composition du microbiote et modifie l’expression de gènes du foie parmi lesquels le récepteur nucléaire CAR (Constitutive Androstane Receptor). Le boscalid (fongicide) et le λ-cyhalothrine (insecticide) sont également retrouvés dans l’alimentation. Des résultats préliminaires obtenus sur une lignée de cellules de foie montrent qu’un mélange de boscalid et de λ-cyhalothrine agit sur le récepteur CAR. Par ailleurs, ce récepteur CAR est impliqué dans le développement des MASLD, associées à des perturbations du microbiote intestinal et à une inflammation intestinale. Dans ce projet nous voulons tester l’hypothèse que ces pesticides seuls ou en mélange, dans un contexte où les capacités de détoxification de l’organisme sont altérées via l’inactivation du récepteur CAR, favorisent le développement de la MASLD et des MICI. Nous étudierons donc l’impact d’une exposition alimentaire chronique au glyphosate et à un mélange boscalid/ lambda-cyhalothrine en utilisant des souris mâles et femelles dont le gène CAR a été inactivé.
Bénéfices attendus
Avec ce projet, nous souhaitons approfondir les connaissances sur l’impact de l’exposition alimentaire au glyphosate et à un mélange de pesticides dans un contexte de prédisposition génétique à la maladie du foie associée à un dysfonctionnement métabolique et à l’inflammation intestinale. Le projet fournira des données indépendantes sur le pesticide le plus utilisé et le plus controversé au monde mais également sur l’effet d’un mélange de pesticides retrouvés dans l’alimentation. Il permettra d’étudier aussi certains paramètres peu explorés dans les études toxicologiques réglementaires, à savoir les effets sur le microbiote intestinal et l'inflammation intestinale.
Procédures
Ces souris seront nourries pendant 60 semaines (14 mois) avec un régime standard, et exposées via l’alimentation au glyphosate ou au mélange du Boscalid/Lambda-Cyhalothrine à des doses toxicologiques de référence (dose journalière admissible ou dose sans effet nocif observable). Tous les 2 mois, la glycémie à jeun sera réalisée par dosage du glucose dans une goutte de sang prélevée à la veine de la queue, ainsi qu’un dosage de lipocaline (marqueur de l’inflammation intestinale) en récupérant les fécès des animaux. Durant les 60 semaines, du sang sera prélevé à la joue (maximum 100 μl/prélèvement), à deux moments, afin de doser des marqueurs de dommages hépatiques. Les souris subiront également : - un test de tolérance au glucose, qui sera administré par gavage (moins d'1 minute par animal) et à la suite duquel la glycémie sera mesurée à intervalle régulier sur 2h (7 fois) comme décrit précédemment. - un test de tolérance à l’insuline par une injection intrapéritonéale avec une seringue adaptée (insuline), suivi d’une mesure de glycémie à intervalle régulier sur 2h (7fois), comme décrit précédemment. - un test de perméabilité intestinale qui nécessitera un gavage oral avec une sonde de gavage adaptée (moins d'1 minute par animal), suivi de deux prélèvement d’1 goutte de sang (10µl) à la queue - enfin, afin de récupérer les urines et fèces, les animaux seront placés en cages à métabolisme 1 fois au cours de l’expérimentation durant 23 h maximum. Selon les résultats obtenus, les animaux recevront un régime enrichi en gras et en sucre (Western Diet) pendant les 8 dernières semaines ou seront exposés au Dextran Sulfate Sodium dans l’eau de boisson destiné à provoquer une inflammation intestinale. A la fin de l’essai, un prélèvement de sang à la veine porte et la veine cave sous analgésie et anesthésie générale sera réalisé.
Impact sur les animaux
Le prélèvement sanguin à la veine maxillaire et le gavage oral de glucose et l’injection intrapéritonéale d’insuline peuvent entraîner un stress des animaux lié à la contention, une douleur possible au point d’injection. De plus, le prélèvement à la joue peut induire un épanchement au niveau de la joue chez les individus et le gavage oral au glucose peut induire une irritation de l’œsophage. L’hébergement isolé (1 animal/cage) lors des récoltes d’urine en cages métaboliques peut entraîner un stress de l’animal. Le challenge au Dextran Sulfate Sodium, visant à provoquer une inflammation intestinale de faible intensité pourrait entraîner une baisse de poids et une colite plus importante chez les animaux exposés aux pesticides comparés aux animaux contrôles. Le régime Western Diet induit une obésité chez les animaux, ainsi que des perturbations métaboliques généralement associées à l'obésité : intolérance au glucose (diabète), accumulation de triglycérides dans le foie, augmentation de la perméabilité intestinale, sans souffrance visible des animaux, ni changement drastique de leur comportement.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de l’expérimentation suite aux prélèvements de sang à la veine porte et cave (entrée et sortie du sang dans le foie), et différents organes seront récupérés pour réaliser les analyses et répondre à la question scientifique.
Remplacement
L'utilisation d'animaux de laboratoire est nécessaire car le projet étudie des phénomènes biologiques (voies métaboliques) qui font intervenir différents tissus (foie, intestin, tissu adipeux) agissant en synergie via un dialogue inter-organe. De plus, afin d'étudier l'interaction entre l'alimentation et le microbiote intestinal, ainsi que les voies métaboliques impliquées dans l'axe intestin-foie, l'utilisation de souris de laboratoire est appropriée avec notamment la possibilité d'utiliser des animaux génétiquement modifiés. Enfin, actuellement, il est impossible de mimer ce dialogue complexe entre les différents compartiments et organes par l'utilisation de méthodes alternatives (modèles cellulaires).
Réduction
Nous avons soigneusement conçu les expériences pour à la fois répondre à nos questions scientifiques et respecter la nécessité de réduire le nombre d'animaux dans la recherche scientifique. Nous utiliserons le plus petit nombre possible d'animaux requis pour cibler nos objectifs en fournissant des résultats statistiquement significatifs. Un nombre suffisant de souris sera utilisé dans toutes les expériences afin d'observer des effets biologiquement pertinents et statistiquement significatifs. Le nombre d'animaux nécessaire a été déterminé par un test statistique et basé sur nos résultats préliminaires. Le nombre idéal d’animaux par lots est donc de 12.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages de 4 animaux dont le milieu d'élevage est enrichi d'un abri en inox permettant aux souris de s'isoler de leurs congénères si besoin. Afin de limiter le stress, les animaux sont manipulés régulièrement et habitués à la contention. Afin d'évaluer la souffrance, la détresse et l'inconfort des animaux, des points limites gradés seront mis en place basés sur l'évaluation de 4 aspects de l'état de l'animal : (i) variation du poids de l'animal (et variations connexes au niveau de l'ingestion d'aliment et d'eau) ; (ii) apparence physique externe ; (iii) changement dans les comportements non provoqués et (iv) réponses comportementales aux stimuli externes. Pour chaque catégorie, un système d'évaluation avec indices de 0 (normal ou léger) à 3 (changements importants par rapport à la normale) sera proposé. L'indice cumulatif obtenu en ajoutant les valeurs de chacun de ces aspects indiquera chez l'animal une déviation croissante par rapport à la normale qui peut être interprétée comme étant une indication de souffrance et/ou de détresse croissante. Ainsi, si un animal présente un score de 3 ou plus après évaluation de ces 5 critères, le critère d'arrêt sera atteint, l'animal sera retiré de l'expérimentation. Par exemple, une perte de poids supérieure à 20% entrainera un score de 3 pour cet aspect de l’état de l’animal, et constituera un critère d’arrêt. Ce score sera calculé sur chaque animal, de façon hebdomadaire. Lors du séjour en cage à métabolisme, les animaux bénéficieront d'un abri inox et les contacst olfactif et visuel avec leurs congénères seront maintenus.
Choix des espèces
Le modèle murin est largement utilisé dans la recherche concernant le métabolisme. De plus, nous souhaitons étudier le rôle du récepteur CAR dans la toxicité des pesticides grâce à un modèle murin dont le gène CAR est non fonctionnel. Ce modèle existe uniquement chez la souris. Nous utiliserons des souris âgées de 4 semaines (au sevrage). En effet, c’est au moment du sevrage que le microbiote intestinal de l’animal se met en place avec le changement d’alimentation. Les animaux recevront donc les régimes expérimentaux dès le sevrage et jusqu’à l’âge de 64 semaines. De plus, nous utiliserons des souris mâles et femelles car il existe chez l'homme des différences entre sexes dans le développement des maladies hépatiques mais également dans l'expression du récepteur CAR.
Circuits neuronaux des biais émotionnels dans un modèle murin de dépression.
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système nerveux
Chirurgie du cerveau sous anesthésie générale jusqu'à deux heures, deux interventions possibles par animal, implants portés jusqu'à deux mois, dix tests comportementaux à raison d'un par jour : 3 520 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Le porteur induit chez elles un phénotype qu'il qualifie de dit-dépressif et annonce une détresse "induite et attendue", tout en écrivant que les procédures du projet sont "relativement bien tolérées par les animaux". Les dix tests comportementaux ne sont pas nommés, alors qu'ils servent à mesurer l'approche et l'évitement de stimuli plaisants ou déplaisants. Toutes seront tuées, le porteur indiquant qu'elles ne peuvent être ni réutilisées ni adoptées parce que des études histologiques sur leurs tissus sont prévues.
Objectifs
La dépression représente une cause majeure d’incapacité à l’échelle mondiale, affectant environ 300 millions de personnes dont 50% davantage de femmes. Or, la physiopathologie des troubles dépressifs est encore assez méconnue, tout comme les mécanismes par lesquels agissent les traitements antidépresseurs existants, dont l’efficacité est d’ailleurs limitée puisqu’environ un tiers des patients ne répondent pas aux thérapies classiques et plusieurs semaines sont nécessaires pour pouvoir observer ces effets. En outre, la dépression est accompagnée d’altérations sensorielles : les patients dépressifs percevraient les stimuli sensoriels comme étant moins plaisants, ou davantage déplaisants que des sujets sains. On parle ainsi d’un biais de valence négatif, qui est cependant peu considéré dans les critères diagnostiques. Or, ces biais émotionnels sont particulièrement intéressants à étudier d’un point de vue translationnel. D’une part, la réponse émotionnelle est assez facilement mesurable chez la souris, notamment à travers le comportement d’approche (stimuli plaisants) ou d’évitement (stimuli déplaisants), contrairement à d’autres symptômes plus classiques de la dépression comme l’humeur dépressive ou les idées suicidaires qui sont difficilement évaluables chez l’animal. D’autre part, ces biais perceptifs seraient rapidement restaurés après l’administration d’un traitement antidépresseur, c’est pourquoi la prise en compte de la réponse émotionnelle en clinique pourrait permettre de déterminer beaucoup plus rapidement si un patient répond efficacement ou non à la thérapie proposée et donc améliorer la prise en charge thérapeutique. Puisque l’amygdale basolatérale est une région du cerveau jouant un rôle majeur dans la régulation émotionnelle et l’attribution de la valence, et que l’activité de certaines voies neuronales de l’amygdale basolatérale serait modifiée dans des modèles de dépression, l’objectif de ce projet est ainsi (1) d’étudier la réponse émotionnelle dans des modèles de dépression de souris mâles et femelles en nous concentrant sur des stimuli olfactifs, (2) de comprendre quels circuits neuronaux sont impliqués dans ces biais émotionnels, et enfin (3) de chercher comment des traitements antidépresseurs à la fois classiques et innovants modulent l’état émotionnel ainsi que la réponse neuronale associée dans notre modèle murin de dépression.
Bénéfices attendus
En cherchant à comprendre quels sont les mécanismes sous-jacents au biais émotionnel négatif associé à un état dit-dépressif à l’échelle des circuits neuronaux, cette étude permettra d’améliorer notre connaissance et notre compréhension de la physiopathologie de la dépression. De plus, les diagnostics en psychiatrie reposent actuellement sur une approche catégorielle qui consiste à classer les patients selon la présence ou l’absence d’un certain nombre de symptômes discrets. Cependant, cette approche fait face à un nombre grandissant de limitations. En réponse à ces critiques, l’approche RDoC (Research Domain Criteria) propose de changer de paradigme diagnostique pour se fonder sur un continuum de symptômes et de biomarqueurs. De façon notable, les systèmes de valence positive et négative constituent deux des six domaines fonctionnels majeurs d’intérêt relevés par cette approche. Ainsi, en s’inscrivant dans cette approche alternative, notre étude des biais émotionnels négatifs dans une perspective translationnelle chez la souris pourrait non seulement permettre d’élucider de façon fondamentale certains mécanismes physiopathologiques de la maladie (bénéfices à court terme du projet), mais également d’ouvrir la voie au développement de nouveaux outils diagnostiques et de détection de réponse aux traitements antidépresseurs (bénéfices à long terme du projet). En particulier, la restauration de la réponse émotionnelle par un antidépresseur serait obtenue de façon très précoce après administration du traitement, bien avant des effets sur l’amélioration de l’humeur, c’est pourquoi ces biais sont particulièrement intéressants à étudier et pourquoi une meilleure connaissance des mécanismes neuronaux sous-jacents serait cruciale d’un point de vue thérapeutique. Enfin, la dépression est une maladie qui touche 50% davantage de femmes que d’hommes. Toutefois, les mécanismes neuronaux à l’origine de cette différence sont encore largement méconnus. Ainsi, en comparant systématiquement des souris mâles et femelles tout au long de notre étude, nous pourrons également mettre en lumière l’existence ou non de mécanismes spécifiques au sexe à la fois dans l’installation du phénotype dit-dépressif et du biais de valence négatif, mais aussi dans l’efficacité de la réponse à un traitement antidépresseur.
Procédures
Dans ce projet, les souris pourront être soumises à différents types d’interventions : - Induction d’un phénotype dit-dépressif. Chaque souris ne pourra subir qu’une seule fois un des modèles de dépression. - Tests de comportement non-invasifs pour tester le phénotype dit-dépressif. Les souris devront réaliser au maximum 10 tests comportementaux différents (1 test/jour). - Administration chronique d’un antidépresseur (3 semaines), par voie orale ou par injection intrapéritonéale (1 injection tous les 3 jours) - Procédures chirurgicales sur le cerveau sous anesthésie générale. Ces interventions ne durent pas plus de deux heures par souris et chaque souris sera soumise à un maximum de deux interventions séparées par un minimum de 30 jours. - Ponction sanguine (environ 1 min par souris). Chaque animal subira un maximum de deux prélèvements sanguins, séparés au minimum de quatre semaines.
Impact sur les animaux
Effets indésirables liés aux procédures : 1) détresse induit et attendu pour les modèles de dépression. Cependant, notre stratégie expérimentale par rapport a des travaux précédents (durée réduite à 4 semaines de traitement, hébergement groupé) est conçue de manière à réduire au maximum le nombre d’animaux et en réduisant la détresse et l’inconfort de l’animal. 2) les chirurgies pourraient générer un stress, une douleur légère et de l’inconfort de courte durée (2-3 jours) liés à la chirurgie. Cependant, tous les moyens seront mis en place pour éviter toute douleur à la suite des chirurgies. Des implants seront introduits par chirurgie sous anesthésie générale chez les souris. 3) La présence de ces implants pourrait générer un stress, une douleur légère et de l’inconfort (durée maximale de l’expérience : deux mois). Cependant, tous les moyens seront mis en place pour éviter toute douleur à la suite des chirurgies.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure car ils ne peuvent être ni réutilisés, ni remplacés, ni adoptés car il est nécessaire de réaliser des études histologiques sur les tissus à l’issue de chaque procédure.
Remplacement
Il n’existe pas de méthode alternative aux techniques in vivo pour étudier les circuits neuronaux impliqués dans le phénotype dit-dépressif et les biais émotionnels. Toutefois, notre stratégie expérimentale est conçue de façon à réduire au maximum le nombre d’animaux tout en évitant au maximum tout stress et inconfort de l’animal non-nécessaire à l’induction du modèle expérimental de dépression.
Réduction
L’étude statistique impose des cohortes comprenant un nombre suffisant d’animaux afin d’avoir une évaluation pertinente de l’effet des différentes conditions expérimentales sur le comportement. Le nombre de souris minimum par groupe a été calculé pour pouvoir utiliser des tests paramétriques, plus puissants que les tests non paramétriques grâce à des expériences similaires déjà réalisées dans notre laboratoire. Nous utiliserons des tests statistiques adaptés pour comparer les groupes. De plus, nous nous attacherons à décrire au mieux le phénotype des animaux utilisés à l’aide d’une grande batterie de mesures comportementales et physiologiques. Cela nous permettra de réduire la variabilité intra-individuelle de chacun des tests, et ainsi de nécessiter d’un moins grand nombre d’individus pour évaluer l’effet de nos modèles et des traitements. Enfin, lorsque cela s’y prête, nous aurons recours à une étude longitudinale de l’état phénotypique et de la réponse neuronale des individus, ce qui nous permettra également d’augmenter notre puissance statistique et d’avoir besoin de moins d’animaux par groupe.
Raffinement
Tous les efforts seront mis en place pour réduire le plus possible toute douleur, souffrance et angoisse de l’animal. Pour cela, des points limites précoces et spécifiques seront bien définis et mis en place. Selon les signes cliniques présentés par les animaux, nous pourrons notamment avec recours à : - un complément alimentaire hautement calorique (gel hydrique) - chauffage des cages - réhydratation sous cutanée - renforcement d’enrichissement des cages De plus, la durée d’acclimatation à l’animalerie sera d’une semaine minimum. Durant la chirurgie, des anesthésiques et antalgiques seront utilisés, ainsi que des antalgiques de nouveau en post-chirurgie. Tout ceci est indispensable pour le bien-être de l’animal ainsi que pour la validité des résultats des tests comportementaux.
Choix des espèces
Le choix de la souris comme modèle animal est justifié par le fait que les circuits impliqués dans l’attribution de valence aux stimuli sensoriels sont très bien conservés entre l’homme et les rongeurs. Par conséquent notre travail permet de délimiter de nouvelles approches pour le diagnostic et les thérapeutiques des troubles de l’humeur chez l’homme tout en travaillant sur une espèce mammifère mais phylogénétiquement éloignée de l’homme. De plus, en dehors de l’induction du phénotype dit-dépressif souhaité pour l’étude, le type de procédures effectuées dans ce projet sont relativement bien tolérées par les animaux et des traitements anesthésiques et antidouleurs très efficaces existent pour cette espèce et seront appliqués pour ce projet. Nous utiliserons tout au long du projet des jeunes souris adultes, âgées de 8 semaines, car nous étudions des modèles de dépression chez le sujet adulte.
Evaluation de nouveaux candidats médicaments sur l’addiction et la pharmacodépendance
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Rats : 1410
Cathéter veineux posé sous anesthésie jusqu'à une heure, deux injections par jour pendant environ un mois, séances de conditionnement de vingt minutes à deux heures par jour pendant jusqu'à quatre mois : 2 510 souris et rats vont être utilisés pour tester des candidats médicaments contre l'addiction. 1 910 relèvent d'un niveau de souffrance modéré, 600 d'un niveau léger, et 120 pourront être réutilisés après accord du vétérinaire, les autres étant tués lors d'un prélèvement terminal de sang ou de cerveau. Les tests comportementaux sont nommés, visites de compartiments et appuis sur leviers, et les animaux non-humains y sont rationnés en nourriture. Le porteur décrit les symptômes de sevrage attendus, hypothermie, tremblements, baisse d'activité, perte d'appétit pendant environ sept jours, et qualifie la restriction alimentaire de légère au motif qu'elle n'empêche pas la croissance pondérale.
Objectifs
La pharmacodépendance (dépendance aux substances psychoactives) représente une préoccupation majeure de santé publique. La plupart du temps, les drogues provoquent dans un premier temps des sensations de plaisir qui induisent un désir de renouveler l’expérience et conduisent certains sujets à ne plus pouvoir contrôler leur consommation. La pharmacodépendance réfère à un comportement pathologique de consommation, ayant des conséquences physiologiques, psychologiques et/ou sociales néfastes pour la personne et son entourage. La pharmacodépendance représente un problème majeur de Santé publique également de par le nombre très élevé de patients atteints ; à titre indicatif, selon les chiffres de 2022 publiés par l'Observatoire français des drogues et des tendances addictives (OFDT), 25,5% des adultes fument tous les jours et 10% boivent quotidiennement de l’alcool. Toujours selon l'OFDT, concernant les médicaments psychotropes (anxiolytiques, antidépresseurs, hypnotiques), 21% de la population de plus de 15 ans a bénéficié d'un remboursement de psychotrope au moins une fois dans l'année en 2017 en France ; or, ces médicaments peuvent être associés à un risque de mésusage ou d'abus. Enfin, les drogues illégales sont également expérimentées ou consommées de manière abusive par des millions de personnes en France. Or, les conduites addictives ont de multiples conséquences sanitaires et sociales (maladies, handicaps, suicides, violence, isolement, précarité...) et entraînent une mortalité évitable. Tout ceci souligne l'importance, outre les campagnes de prévention, de développer des traitements permettant de réduire la dépendance aux drogues (licites, illicites ou médicamenteuses) ainsi que les symptômes liés à l'arrêt de leur consommation (sevrage). L'objectif de ce projet est de tester l'efficacité anti abus/dependance de candidats médicaments dans des modèles mimant l'abus, la dépendance, ou le sevrage de drogues.
Bénéfices attendus
La prise en charge de la pharmacodépendance repose généralement sur l’association d’un traitement médicamenteux, d’un suivi psychologique et d’un accompagnement social, mais il n'existe actuellement pas de traitement efficcae à 100% contre les problématiques liées à l'addiction ou au sevrage de drogues. Les procédures décrites dans ce projet permettent d'évaluer l'efficacité de candidats médicaments dans des modèles mimant l'abus, la dépendance, ou le sevrage de drogues. Ces traitements seront évalués contre la dépendance induite par différentes drogues, en fonction de leurs spécificités et objectifs cliniques (par exemple contre la morphine ou le remifentanyl pour évaluer l'effet d'un traitement potentiel contre l'addiction aux opiacés/opioïdes, ou contre la nicotine pour évaluer l'effet de traitement anti-tabagisme...).
Procédures
Les substances à évaluer, les contrôles positifs et les contrôles négatifs sont administrées par bolus (environ 1 seconde) ou infusion intraveineuse d’une durée de quelques secondes. Les administrations peuvent être uniques ou répétées pendant plusieurs jours ou semaines (minimum 1 injection à maximum 2 injections par jour pendant environ 1 mois), selon le traitement étudié. Les procédures peuvent également nécessiter une ’implantation sur animal vigile ou sous anesthésie (durée de quelques secondes à quelques minutes selon le site d’implantation) et/ou la pose d’un cathéter veineux ou d'un dispositif pour infusion lente sous anesthésie (durée maximum d'1 heure). Par ailleurs, des prélèvements de sang (durée de quelques secondes à 3 minutes) pourront être réalisés selon une fréquence déterminée dans la limite des considérations éthiques (de manière standard, un prélèvement par jour et pas plus de 10% du volume sanguin au cours de l’étude). Les phases de test comportemental surviennent le plus souvent quotidiennement durant toute la durée de la procédure et peuvent consister en une simple observation de l'animal sans manipulation ou en des phases de conditionnement et de tests (visites de compartiments ou appuis sur leviers) dans des dispositifs spécifiques (minimum de 20 minutes par jour pendant 10 jours à maximum 2 heures par jour pendant environ 4 mois, selon la procédure). De plus, pour certaines procédures, les animaux sont rationnés en nourriture pendant toute la durée de l’expérience soit environ 4 mois.
Impact sur les animaux
Les administrations, les phases chirurgicales (implantation sur animal vigile ou sous anesthésie) ou les prélèvements sanguins peuvent entrainer un stress ou une douleur légère. Dans le test de sevrage, l'animal peut ressentir des symptômes associés au sevrage pharmacologique (tels que l’hypothermie, des tremblements, une diminution de l’activité locomotrice, une perte d’appétit, etc…). Ces symptômes apparaissent généralement dans les 24 heures suivants l’arrêt du traitement et peuvent persister pendant toute la durée suivant la phase d'administration (en général 7 jours). Dans les autres tests, les animaux sont placés dans des dispositifs spécifiques (boites de conditionnement) pour une durée de 10-20 minutes à 2 heures, ce qui peut induire un stress lors de la première exposition du fait de la nouveauté de l'environnement (auquel les animaux s'habituent rapidement). Dans les procédures de conditionnement opérant, les animaux sont soumis à une légère restriction alimentaire qui peut augmenter la sensation de faim, mais n'empêche pas leur croissance pondérale.
Devenir
Pour les procédures légères et modérées, les animaux peuvent être réutilisés après l’approbation du vétérinaire. Les animaux soumis à un prélèvement terminal seront ethanasiés car le prélèvement d'une grande quantité de sang ou d'organes vitaux (tel que le cerveau) affecte le maintien en vie dans de bonnes conditions.
Remplacement
Ces tests ne peuvent pas être remplacés par des méthodes alternatives car ils nécessitent l'étude de traitements expérimentaux dans un système complexe (interaction avec et entre les différents organes et systèmes physiologiques, que ce soit dans la phase de consommation ou de sevrage de drogues) et permettent l’étude des potentiels effets secondaires. Cependant, il existe des tests in vitro et in silico permettant de sélectionner en amont des molécules efficaces et dont la toxicité n’est pas avérée.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés pour chaque test sera optimisé de façon à intégrer dans une même expérience la relation dose/effet ou la comparaison par rapport à une substance de référence. Un effectif acceptable sera défini afin d'obtenir une puissance statistique suffisante pour interpréter les résultats de façon correcte, évitant ainsi une répétition des tests. En fonction des paramètres étudiés, les tests paramétriques ou non paramétriques pertinents seront appliqués. Aussi, autant que cela sera possible sans affecter le bien-être des animaux, des prélèvements sanguins en cours d'étude seront envisagés, permettant ainsi de collecter des données biochimiques sur la molécule testée sans utiliser un plus grand nombre d'animaux.
Raffinement
Le raffinement des méthodes expérimentales pour réduire au maximum la souffrance animale est mis en oeuvre grâce à l'utilisation de points limites spécifiques aux procédures et clairement établis, permettant d'euthanasier tout animal présentant des signes de douleur, de souffrance ou d'angoisse dépassant le cadre de l'étude. En cas de doute sur l’état général de l’animal, une évaluation approfondie sera réalisée quotidiennement jusqu'au retour aux paramètres physiologiques normaux (ou attendus) ou jusqu’à atteinte des points limites. Un formulaire interne spécifique à l’espèce sera alors complété. Ce formulaire de suivi des points limites permet de prendre les bonnes décisions en évitant toute souffrance animale. Il est aussi mis en place un enrichissement complet dans l'hébergement des animaux (e.g. objets de nidification, objets à ronger ou mastiquer, présence de congénères...). Pour toute procédure nécessitant une phase chirurgicale, les animaux sont anesthésiés et analgésiés, le programme d’anesthésie et d’analgésie étant défini par un vétérinaire, afin de réduire au maximum toute douleur ou sensation de souffrance. De plus, la phase de chirurgie est raffinée au maximum, par la mise à disposition d’oxygène ou air ambiant à concentration ajustable, de tapis chauffants et/ou de lampes chauffantes et de soins post-opératoires complets. En cas de prélèvements de sang, une anesthésie légère sera appliquée afin de réduire au maximum toute douleur ou sensation de souffrance.
Choix des espèces
Aujourd'hui encore, Les rongeurs (rats et souris) demeurent l'espèce privilégiée pour évaluer l'efficacité des nouveaux candidats médicaments sur l'addiction et la pharmacodépendance. En effet, les rongeurs présentent des mécanismes neurobiologiques similaires à ceux rencontrés chez l'Homme, et il a été démontré leur capacité à s'auto-administrer plusieurs drogues de classes différentes, parfois jusqu'à cumuler les 3 principaux critères diagnostiques du Manuel diagnostique et statistique des troubles mentaux (DSM) symptomatiques d'une recherche compulsive et d'une perte de contrôle sur la prise de drogue. Principalement rongeurs (rats, souris) sevrés, âge variant entre 3 semaines et 2 ans, conformément aux données historique et à la littérature scientifique. Ceci afin d'étudier les traitements potentiels aussi bien chez le jeune que chez l'adulte.
Étude du système immunitaire dans un modèle d’allergie cutanée
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
Le ventre rasé et badigeonné d'un produit allergisant et irritant sur animal vigile, puis les oreilles traitées sous une anesthésie profonde d'environ quarante minutes, 1 470 souris vont être utilisées dans un modèle d'eczéma de contact. 1 380 relèvent d'un niveau de souffrance modéré, 90 d'un niveau léger, et toutes seront tuées pour prélever oreilles, ganglions, rate et sang. S'y ajoutent jusqu'à quinze applications cutanées, des mesures d'oreille cinq fois par semaine sous anesthésie gazeuse, sept injections dans l'abdomen et une injection dans le sinus de l'œil. Le porteur écarte tout anti-inflammatoire, qui perturberait la réponse étudiée, et prévoit de tuer immédiatement les souris qui se grattent trop, sans préciser combien d'entre elles seront gardées jusqu'à six mois après l'induction de l'allergie.
Objectifs
Les eczémas allergiques tels que l’eczéma de contact (colorants, produits chimiques, nickel…) ou l’eczéma atopique (acariens, moisissures, poils de chien/chat…) se caractérisent par des lésions cutanées et sont dues à une réaction allergique. Ces eczémas touchent plus de 15% de la population. La cause des eczémas est complexe et reste mal comprise à ce jour. Ces dernières années, une population de cellules immunitaires (appelées Trm), ayant une fonction de mémoire à long terme et résidant dans les tissus a été mise en évidence. Ces cellules particulières patrouillent dans la peau à l’interface entre l’organisme et l’environnement. Il a été montré que ces cellules sont impliquées dans la récidive et la sévérité de l’eczéma. En effet, une des caractéristiques cliniques de l’eczéma est qu’il se développe sous forme de poussées, entrecoupées de périodes de rémission. Lors des poussées, dont la sévérité augmente généralement au cours du temps, les lésions reviennent préférentiellement sur les sites antérieurement atteints. Cette étude vise à mieux comprendre les mécanismes permettant aux Trm de s’établir et de persister à très long terme dans la peau. Deux stratégies seront utilisées pour moduler ces mécanismes dans un modèle d’eczéma de contact allergique : 1. l’application cutanée de molécules modulant le cycle de vie des Trm, 2. l’utilisation de souris portant des Trm génétiquement modifiés. Cette étude vise également à mieux comprendre le devenir des Trm dans l'organisme grâce à l'utilisation de souris portant des Trm fluorescents permettant de les localiser dans l'organisme. Puisqu’il a été montré que les Trm sont impliqués dans la récidive et la sévérité de l’eczéma, nous espérons que mieux connaitre ces cellules nous permettra à terme de développer de nouvelles solutions thérapeutiques permettant de les éliminer et donc de traiter cette pathologie à sa source. En effet, les traitements actuels préconisés dans ces eczémas (notamment les dermocorticoïdes (anti-inflammatoires)), bien que permettant de soulager les symptômes de l’eczéma, ne permettent pas d’empêcher les récidives de cette maladie.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra une meilleure compréhension de la physiopathologie de l’eczéma et une meilleure compréhension du cycle de vie des Trm. Il pourra servir en outre de preuve de concept de l’intérêt de cibler les Trm pour traiter l'eczéma ou d'autres maladies inflammatoires chroniques. A terme, les résultats de ce projet pourraient permettre de proposer de nouvelles stratégies thérapeutiques innovantes permettant de stopper la récurrence des poussées d’eczémas.
Procédures
Dans la plupart des procédures, les animaux recevront une application cutanée de produit allergisant et irritant sur leur ventre rasé au début des procédures. Cette procédure (rasage + application du produit) sera réalisée sur animal vigile et durera au maximum 1 minute. 5 jours après, les mêmes animaux recevront une application du même produit sur leurs oreilles. Cette intervention sera réalisée sous anesthésie profonde (durée de l'anesthésie : environ 40 minutes), induite après injection d'un produit anesthésiant (durée de la procédure d'injection : 10 secondes). Dans la plupart des procédures, les oreilles des souris seront mesurées 5 fois par semaine, pendant 2 semaines. Ces mesures seront effectuées sous anesthésie gazeuse (durée de l'anesthésie : 2-3 minutes). Dans certaines procédures, les animaux recevront une application cutanée au niveau des oreilles (15 applications maximum - durée de la procédure d'application : 30 secondes), sur une durée maximale de 5 semaines. Ce traitement sera réalisé sous anesthésie gazeuse (durée de l'anesthésie : 2-3 minutes). Dans certaines procédures, les animaux seront pesés 2 fois (durée de la pesée : 30 secondes). Dans la plupart des procédures, les animaux recevront des injections à l'abdomen (7 injections maximum) . Ce traitement sera réalisé sur animal vigile (durée de la procédure d'injection : 10 secondes). Dans l'une des procédures, les animaux recevront une injection dans le sinus de l'oeil (durée de l'injection : 30 secondes). Cette procédure sera réalisée sous anesthésie gazeuse (durée de l'anesthésie : 2-3 minutes), après application d'un anesthésiant local (durée de l'application de l'anesthésiant : 30 secondes). Dans cette procédure, les animaux seront également soumis à un prélèvement sanguin (durée du prélevement : 30 secondes), après application d'un anesthésiant local (durée de l'application de l'anesthésiant : 30 secondes).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables possibles sont : i) une légère douleur au point d’injection lors des injections intra-péritonéales et intraveineuses ; ii) le stress généré par l’anesthésie et/ou l'application d'un produit par voie épicutanée ; iii) une légère douleur et le stress généré par les prélèvements de sang et les injections intraveineuses ; iv) une légère inflammation au niveau de l'oeil suite à l'injection intra-veineuse ; v) une légère inflammation (pouvant induire un grattage léger) au niveau des oreilles ou du ventre, après application du produit allergisant.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort en fin de procédure afin de pouvoir prélever leurs oreilles, leurs ganglions (et éventuellement leur rate et leur sang). Ces différents organes sont ensuite utilisés pour analyser la réponse immunitaire.
Remplacement
Aucun test in vitro ne permet de récapituler de manière satisfaisante la complexité de la réaction immunitaire de la peau et des organes immunitaires associés, dans le cadre de l’allergie. En effet, les cellules que nous étudions dans ce projet sont des cellules initialement circulantes, qui pénètrent dans le tissu suite à la ré-application de l'allergène sur la peau de l'animal et recirculent ensuite progressivement dans l'organisme.
Réduction
L’estimation du nombre d’animaux par groupe est réalisée sur la base de notre expérience ainsi que sur la littérature scientifique et a été réduit au maximum sans mettre en péril une interprétation statistique de nos résultats. Aussi, un minimum de 10 animaux par groupe expérimental et 5 animaux par groupe contrôle est nécessaire afin de réaliser des analyses statistiques pertinentes et robustes. A noter que les expérimentations décrites ici indiquent le nombre maximum d’animaux susceptibles d’être utilisés dans ce projet. Toutefois, le nombre d’animaux nécessaire pourra diminuer en fonction des résultats obtenus. Par exemple, certaines procédures ne seront réalisées qu'en cas de succès d'autres procédures.
Raffinement
Afin d'optimiser le bien-être des souris, nous réaliserons une observation clinique des animaux 5 fois par semaine (durant les 2 premières semaines de chacune des procédures) puis de manière hebdomadaire jusqu'à la mise à mort des animaux. Nous attacherons ainsi une grande importance à l'apparence physique externe et aux changements comportementaux de ceux-ci. Dans le cadre de ce projet, les animaux seront anesthésiés (anesthésie générale ou locale) pour chaque geste entraînant ou pouvant entraîner un stress ou une douleur pour l’animal, geste invasif ou non. L'application d'un produit anti-inflammatoire ou cicatrisant n'est pas envisageable pour les souris présentant des lésions d'eczéma car cela risquerait de perturber le déroulé de la réponse inflammatoire et donc d'impacter les cellules étudiées dans cette étude. Dès lors, les animaux présentant des signes de grattage excessif seront immédiatement mis à mort.
Choix des espèces
La souris est un modèle très utilisé pour étudier les pathologies inflammatoires telle que l’allergie en raison des nombreux outils mis à disposition pour l’analyse des réponses immunes et en raison de l’existence d’une grande variété de lignées transgéniques. De plus, de nombreux produits, spécifiques à l'immunologie ne sont disponibles que chez la souris. Cette espèce est également proche de l’homme en ce qui concerne certains marqueurs de la réponse immunologique comme la production de molécules inflammatoires ou l’induction de différentes populations de cellules mémoires. De plus, les travaux de recherche sur les cellules étudiées dans ce projet sont également réalisés chez la souris. Dès lors, dans l’optique de pouvoir confronter nos résultats à ceux obtenus par d’autres, l’utilisation du modèle murin est indispensable à notre étude. Idéalement, nous utiliserons des animaux adultes de 6 à 12 semaines: le système immunitaire de ces animaux doit être complètement mature au moment de l’induction de la réponse immunitaire. Toutefois, des animaux d’un âge maximum de 1 an au moment du début des procédures pourront être utilisés (en particulier lorsqu’il s’agit des lignées d’animaux transgéniques), afin d’utiliser au mieux les animaux disponibles. En effet, selon nos expériences antérieures, les cellules étudiées dans ce projet ont un comportement similaire chez des souris d’1 an et chez des animaux plus jeunes. Dans certaines procédures, une partie des animaux seront gardés jusqu’à 6 mois après induction de la réponse allergique.
Etude de la diffusion de nouveaux antibiotiques au niveau du système nerveux central (SNC) en présence d’inhibiteurs des transporteurs
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Maladies infectieuses
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Mesurer combien de nouveaux antibiotiques passent dans le liquide cérébro-spinal, en vue d'ouvrir la voie à un essai clinique : 848 souris femelles vont être utilisées pour cela, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et toutes seront tuées pour analyser leur cerveau. Elles reçoivent dans le ventre un lipopolysaccharide destiné à mimer une inflammation infectieuse, puis un inhibiteur de transporteurs, puis l'antibiotique. Le crâne est rasé et la peau incisée sur un centimètre pour ponctionner cinq microlitres de liquide cérébro-spinal, avant un prélèvement de sang à la veine de la queue. Le porteur qualifie le recours aux souris d'"indispensable" et décrit un effectif calculé "au plus juste", qui comprend 10 % de souris supplémentaires prévues en cas de mortalité.
Objectifs
Les infections bactériennes au niveau cérébral sont des pathologies graves, avec un taux de mortalité élevé. Le traitement de ces infections repose sur un traitement antibiotique adapté. Cependant, en cas de résistance des bactéries, les options thérapeutiques peuvent être limitées. A l’heure actuelle, plusieurs molécules sont recommandées dans les infections cérébrales cependant ces antibiotiques peuvent présenter des effets indésirables sévères et générer des résistances bactériennes. De nouveaux antibiotiques, actifs sur les bactéries résistantes, possèdent de plus longues durées d'action et moins d'effets indésirables. Cependant, il n’existe pas de donnée à l’heure actuelle sur leur diffusion au niveau cérébral. L’inflammation, qui peut être présente en situation infectieuse a également une influence sur la diffusion au niveau cérébral. Il est donc primordial d’étudier la diffusion de ces molécules en conditions saine et inflammatoire. Ainsi, l’objectif de notre travail est d’étudier la diffusion dans le système cérébral de ces nouveaux antibiotiques dans un modèle de souris.
Bénéfices attendus
La possibilité d’usage de ces nouveaux antibiotiques pour lutter contre les infections cérébrales par des bactéries résistantes est un chalenge. Les données de diffusion de ces nouvelles molécules dans le système cérébral de la souris pourront ouvrir les portes à un essai clinique chez l’Homme.
Procédures
Nous administrerons aux souris, par voie intra-péritonéale en 10 à 15 secondes : des antibiotiques, du lipo-poly-saccharide (afin de mimer une inflammation liée à une infection), ainsi que des molécules inhibitrices des transporteurs de médicaments afin d’explorer les mécanismes de passage des antibiotiques au niveau cérébral. Nous réaliserons des prélèvements de sang (200µl) et de Liquide Cérébro-Spinal (5µl) sur ces animaux. Un seul prélèvement de chaque liquide biologique sera réalisé par animal. Dans l'ordre et après anesthésies de l'animal, le liquide cérébro-spinal puis le sang seront prélevés. Pour prélever le liquide cérébro-spinal, le crâne de l'animal, placé sur un tapis chauffant (37°C), est rasé et la peau incisée sur 1cm après injection sur le site de prélèvement d'un anesthésiant 10 min avant l'intervention. Le prélèvement lui-même prend environ 5 min. Puis, le sang sera prélevé dans la veine caudale de l'animal. Pour se faire, l'animal aura au préalable reçu une injection d'antalgique 30min avant l'acte et ce afin de diminuer la douleur liée à ce prélèvement. L'inflammation systémique est induite par l'administration de lipo-poly-saccharide par voie injectable en 10 à 15 secondes. L’administration des antibiotiques aura lieu 30 minutes après l’administration de lipo-poly-saccahride et 2 heures après l'administration de la molécule inhibitrice.
Impact sur les animaux
Douleur légère lors de l’injection intraveineuse d’antibiotiques sans effet secondaire. Douleurs légères à modérées suivant l’administration intra-péritonéale de lipo-poly-saccharide.
Devenir
A la fin de chaque procédure, les animaux seront sacrifiés, afin de pouvoir réaliser l’étude histologique et pharmacocinétique au sein des tissus cibles (cerveau).
Remplacement
L'utilisation des animaux est indispensable en raison des nombreux mécanismes impliqués dans la diffusion du médicament. L'approche in vitro qui permet l'analyse de paramètres définis ne peut pas remplacer l'utilisation des animaux car elle ne prend pas en compte le devenir du médicament dans l'organisme ou des effets comme l'inflammation. Pour cette étude seront utilisés des souris. La souris est le plus petit mammifère utilisable en recherche expérimentale. Son élevage aisé en animalerie permet des conditions environnementales contrôlées. La souris est une espèce de choix pour les études sur le système nerveux central des vertébrés. L'organisation du système cérébral de cette espèce est assez proche de celle de l'Homme, ce qui permet une extrapolation des résultats obtenus chez cette espèce à l'espèce humaine.
Réduction
Le nombre d’animaux sera réduit au maximum. Le nombre de souris (n = 24) par groupe de traitement a été calculé pour avoir un nombre minimum de points de dosage des médicaments (8 points) permettant de réaliser une courbe des concentrations du traitement testé en fonction du temps, dans le plasma et dans le liquide cérébro spinal. Afin d'obtenir un résultat statistique cohérent, un minimum de 3 animaux par point de dosage est nécessaire. Des analyses statistiques des résultats sont réalisées. Le nombre de 848 souris nécessaires au total (8 groupes de traitement + 10% de souris supplémentaires en cas de mortalité) a été calculé au plus juste afin de réduire autant que possible le nombre d’animaux.
Raffinement
Les prélèvements du liquide cérébro spinal (5µl) et du sang (200µl) se font sous anesthésie. Dans l'ordre et après anesthésies de l'animal : le liquide cérébro spinal, puis le sang seront prélevés après injection d'un antalgique général 30 min avant le prélèvement sanguin à la veine caudale et d'une anesthésie locale par voie injectable 10min avant prélèvement du liquide cérébro spinal. L'inflammation systémique est induite par l'administration de lipopolysaccharide, et les souris recevront un traitement antidouleur par voie injectable 30 minutes avant l’injection du lipopolysaccharide. La douleur de l’animal sera suivie toutes les heures suivant l’administration du lipopolysaccharide. Réduction de la souffrance, la douleur et l’angoisse : les animaux sont hébergés à raison de 5 souris par cage de type 2L)). Ils seront expérimentés par du personnel formé et qualifié. Ils seront surveillés quotidiennement et auront en permanence accès à l'eau et à la nourriture. Durant les périodes d'expérimentation, ils seront anesthésiés sous isoflurane. Des points limites précis de douleur ressentie par les animaux (cf partie suivante) sont définis et les animaux seront euthanasiés si on ne peut soulager leur douleur. L'estimation de la souffrance est réalisée par le personnel de l’animalerie. Le score limite est de 12. Au-delà l’animal sera euthanasié sans attendre. SURVEILLANCES REALISEES: Une surveillance quotidienne du poids des animaux sera effectuée. L’estimation de la souffrance est réalisée par le personnel de l’animalerie. Les critères prépondérant sont les suivants selon les critères de : - Perte de poids des animaux par rapport au poids initial>20%
Choix des espèces
Pour cette étude seront utilisés des souris. La souris est le plus petit mammifère utilisable en recherche expérimentale. Son élevage aisé en animalerie permet des conditions environnementales contrôlées. La souris est une espèce de choix pour les études sur le système nerveux central des vertèbres. L'organisation du système central de cette espèce est assez proche de celle de l'homme, ce qui permet une extrapolation des résultats obtenus chez cette espèce à l'espèce humaine. Des souris femelles seront utilisées au stade adulte (8 semaines). Le choix d’une souris adulte est nécessaire pour pouvoir étudier les concentrations des médicaments dans le sang et le liquide cérébro spinal.
Etude du microenvironnement immunitaire des tumeurs épithéliales
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système urogénital
Endormies au masque, implantées une fois avec des cellules tumorales sous la peau, dans le péritoine ou dans la bouche, puis attrapées trois fois par semaine pour le suivi, 2 520 souris vont être utilisées dans ce projet sur le microenvironnement immunitaire des tumeurs. Suivent douze injections de substrat pour l'imagerie par bioluminescence, trois injections d'immunothérapie et deux administrations nasales d'un vaccin expérimental. 1 376 souris relèvent d'un niveau de souffrance léger, 1 144 d'un niveau modéré. Toutes seront tuées pour prélever les tumeurs et un grand nombre d'organes associés, le porteur indiquant que 70 % des expériences s'arrêtent au dixième jour, avant les premiers signes de douleur.
Objectifs
Notre projet a pour but de comprendre les mécanismes liés aux cellules immunitaires se trouvant à l’intérieur des tumeurs et en particulier aux lymphocytes qui sont les cellules immunitaires tueuses de tumeurs. A l'intérieur des tumeurs, la capacité tueuse des lymphocytes est inhibée par l'expression de molécules, appelées "checkpoints", à la surface des lymphocytes. Nous cherchons à comprendre les mécanismes menant à l'expression des "checkpoints" sur les lymphocytes. Nous cherchons à tester dans nos modèles précliniques l’efficacité de traitements bloqueurs de chekpoints (dont certains sont déjà utilisés en clinique) ainsi que d’un vaccin anti-cancer et comprendre ce que leur utilisation déclenche dans l’organisme. Nous planifions d’utiliser des modèles précliniques tumoraux permettant d’étudier 1) le développement des tumeurs primaires localisées sous la peau des souris (modèle classique d'oncologie préclinique), 2) le développement des tumeurs primaires localisées en orthotopique (c’est-à-dire dans l’organe duquel les cellules tumorales sont issues, comme par exemple intra-oral pour les tumeurs de cancers oraux).
Bénéfices attendus
En utilisant ces modèles précliniques de cancer, nous pourrons mieux comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires caractéristiques des lymphocytes "tueurs de tumeurs". Nous comprendrons comment les tumeurs contournent leur activité cytotoxique en induisant l'expression des checkpoints. Pour cela, nous avons besoin que les tumeurs évoluent dans leur environnement de prédilection, à savoir dans leur organe d'origine. D'où l'utilisation des modèles d'implantations orhtotopiques, qui nous permettent de positionner les cellules tumorales dans leurs organes d'origine. Ainsi, en ciblant, de façon appropriée à chaque type tumoral, les checkpoints exprimés par les lymphocytes, et en développant des vaccins permettant d'activer ces mêmes lymphocytes, nous pourrons proposer une amélioration des stratégies thérapeutiques déjà en place. Cela pourrait permettre, à terme, de faire évoluer la prise en charge thérapeutique des patients atteints de cancers oraux, du col de l'utérus, des ovaires.
Procédures
Les animaux sont soumis: 1) à des procédures d'implantations de cellules tumorales (implantation sous-cutanée (SC), implantation orthotopique intra-péritonéale (IP), implantation intra-orale (IO), 2) à des procédures d'injection intra-péritonéale de composants de type: anesthésiant, substrat de l'enzyme exprimée par les cellules tumorales, immunothérapies (anticorps inhibiteurs de checkpoints), et 3) à une procédure d'administration intra-nasale de vaccin - Les procédures d’implantation de cellules tumorales ne seront effectuées qu'1 seule fois par animal, chacune dure environ 5 min par animal. - Les procédures d’ injection d'anesthésiant IP seront effectuées 2 fois par animal (1 fois à l'implantation du cancer), elles durent 2 min par animal. L’injection de substrat sera effectuée 12 fois par animal (à chaque mesure lors du suivi par caméra bioluminescente), sur souris déjà anesthésiée et dure 2 min par animal. 2): l'immunothérapie sera injectée 3 fois par animal, elle dure 2 min par animal. – L’administration du vaccin sera effectuée 2 fois par animal, sur animal anesthésié, elle prendra 5 min par animal.
Impact sur les animaux
L’injection des tumeurs requiert une intervention modérée et nécessite une contention (indolore) puis un positionnement sur les masques pour induction d’endormissement. L’injection des lignées tumorales dans les différents organes nécessite de piquer avec une aiguille de très faible diamètre, et n’aura lieu qu’une seule fois, sur des animaux endormis, évitant ainsi douleur ou stress. Pour l’injection des traitements, les animaux recevront maximum 3 doses, au début du développement de leur tumeur avec une préhension des souris à chaque fois (temps limité à moins de 30sec) et une piqûre avec une aiguille de très faible diamètre (douleur légère et de courte durée). Pour les mesures de suivi de développement tumoral, les animaux seront régulièrement attrapés (3x/semaine, induisant un léger stress). Nous veillerons à ce que le même expérimentateur suive et traite les souris, afin de créer au maximum une habituation, limitant le stress lié à la contention et à l’injection.
Devenir
A l'issue de chaque procédure, le développement des tumeurs sera suivi chez les animaux et les animaux seront mis à mort pour prélèvements. Les tumeurs, ainsi qu'un grand nombre d'organes/de compartiments associés aux tumeurs, seront prélevés juste après l'euthanasie.
Remplacement
Notre étude vise à explorer les mécanismes immunitaires dans les tumeurs épithéliales de plusieurs origines afin de développer des immunothérapies (anticorps et vaccin) et de comprendre la résistance des tumeurs aux immunothérapies actuelles. Le modèle d’étude doit nécessairement refléter la complexité multi-cellulaire d'une tumeur avec son microenvironnement. Nous ne pouvons pas in vitro (ni dans des organoïdes, ni dans une flasque de culture in vitro) reconstituer un microenvironnement complet autour des cellules tumorales, qui contiendrait un réseau complexe multicellulaire et reflèterait la réalité d’une tumeur chez un patient.
Réduction
Afin de Réduire le nombre d’animaux en expérimentation, une étude complète de la littérature actuelle concernant notre projet a été effectuée pour de ne pas reproduire des résultats d’expériences déjà effectuées sur des animaux. Par ailleurs, nous utiliserons des tests statistiques afin de valider nos résultats, standardiser et limiter le nombre d’expériences à effectuer à 2, réduisant ainsi le nombre d’animaux. Nous désignons également nos manips afin d'obtenir un maximum d'informations par animal testé, ce qui évite l'utilisation d'animaux supplémentaires. Le groupe témoin sera utilisé pour comparaison avec plusieurs lots d’animaux afin de diminuer l’utilisation inutile d’animaux.
Raffinement
Pour optimiser le raffinement, notre long recul (>18ans) sur ces modèles permettra un suivi et une évaluation au plus juste de l’inconfort et de l’éventuelle apparition de souffrance. En effet, 70% des expériences seront arrêtées à J10, bien avant les 1ers signes de douleur. Dans les 30% d’expériences de suivi longitudinal, aucune nécessité de maintenir les animaux en souffrance, ainsi les animaux seront euthanasiés avant d’atteindre le point limite. Les procédures seront réalisées par des expérimentateurs formés à l’expérimentation animale et au bien-être animal. Ces procédures seront réalisées sous anesthésie, pour éviter le stress et la douleur. La préhension des animaux se fera en dirigeant doucement sur notre main posée en coupelle dans la cage, avant de la poser sur une grille et d’effectuer la contention. Puis une fois endormis, les animaux seront posés sur un tapis chauffant pour éviter l’hypothermie. Du gel oculaire sera déposé sur leurs yeux pour éviter le dessèchement. Une attention particulière sera portée à la récupération post-implantation des tumeurs : les cages ne seront enclenchées sur les portoirs ventilés qu’une fois les animaux bien réveillés afin d’éviter une baisse de température liée à la ventilation dans les cages. Egalement en post-opératoire, les souris recevront une alimentation enrichie dans des contenants déposés au sol afin qu’elles n’aient pas à se redresser pour se nourrir. Les conditions d’hébergement se feront selon les recommandations européennes, dans des cages collectives. Des objets appropriés (tubes cartons, lanières papier kraft, papier absorbant.) seront placés dans les cages afin d’améliorer le bien-être des animaux, de diminuer leur stress, de faciliter leur thermorégulation et de leur donner la possibilité de satisfaire leur instinct de nidification. L’angoisse et la souffrance seront évaluées par des observations quotidiennes comportementales et physiologiques des souris. Même si les points limites ne devraient pas être atteints pour nos procédures, nous veillerons à éviter toute souffrance ou détresse chez les animaux. Dès les 1ers signes anticipant l’apparition du point limite, la décision d’euthanasier l’animal sera prise et aucun animal ne sera maintenu en souffrance.
Choix des espèces
Les souris ont été choisies comme modèle d’étude selon plusieurs critères : -La litérature scientifique, définissant le système immunitaire murin comme pertinent pour étudier et comprendre le système immunitaire humain. -leur petite taille qui facilite la manipulation en particulier pour le suivi de croissance tumorale avec l’imagerie in vivo (où plusieurs souris peuvent être placées en même temps dans l’appareil d’imagerie). -la biodisponibilité des souris transgéniques permettant d’étudier des mécanismes immunitaires en détail. Les souris adultes peuvent être utilisées pour le projet (à partir de 6 à 8 semaines). En effet, nous nous intéressons à la pathologie du cancer épithélial humain chez l’adulte.
Evaluation pré-clinique d’anticorps à domaine unique synthétiques pour la détection et le traitement de tumeurs cancéreuses
- Recherche appliquée
- Cancers
- Diagnostic des maladies
Transportées de l'élevage à l'animalerie entre 5 et 8 semaines, âge auquel le porteur indique qu'elles supportent mieux le voyage, 3 593 souris vont être utilisées pour tester des anticorps à domaine unique. 2 720 d'entre elles relèvent d'un niveau de souffrance sévère, 873 d'un niveau modéré, et toutes seront tuées pour prélever tumeurs et organes. Elles reçoivent des greffes de cellules tumorales sous la peau, dans le muscle ou par voie intraveineuse, jusqu'à deux injections par jour de traitement ou de produit de diagnostic, un prélèvement de sang toutes les deux semaines et des séances d'imagerie sous anesthésie. Le porteur décrit les tumeurs intramusculaires comme pouvant empêcher la souris de se déplacer, et affirme que seuls les anticorps déjà efficaces en culture cellulaire passeront à l'animal, la réglementation exigeant de toute façon deux modèles animaux avant tout essai humain.
Objectifs
Le cancer reste une des principales causes de mortalité dans le monde, malgré des avancées médicales notables. Les traitements conventionnels rencontrent des limitations, notamment face à des tumeurs résistantes, nécessitant l'émergence de nouvelles approches thérapeutiques. L'immunothérapie se présente comme une révolution, mobilisant notre système immunitaire contre les cancers. Depuis vingt ans, les immunothérapies ont connu un développement rapide avec de nouvelles stratégies utilisant des anticorps (Ab). Ces Ab peuvent reconnaître une cible précise sur une cellule cancéreuse et induire une réponse spécifique. Ils peuvent aussi être exprimés à la surface des cellules immunitaires, redirigeant ces cellules spécifiquement vers leur cible tumorale (thérapie cellulaire). Une autre stratégie dans la lutte contre le cancer consiste à perfectionner les méthodes diagnostiques. En identifiant les cellules cancéreuses tôt, nous pouvons réagir rapidement. À un stade avancé, les métastases résultent de la migration de cellules cancéreuses vers d'autres parties du corps, générant de nouvelles tumeurs. Ainsi, les micro-métastases, bien que non détectables traditionnellement, indiquent le début de la propagation. La détection précoce des cellules cancéreuses est cruciale. Les Ab peuvent être liés à des molécules radioactives, et grâce à leur spécificité ils peuvent améliorer la détection radiologique des cancers. Cependant, les Ab classiques ont des limites en termes de taille. De nouveaux formats d'anticorps, ne possédant que la partie active des Ab, appelés anticorps à domaine unique (sdAb), ont été développés. Ils ont l'avantage d'être dix fois plus petits, ce qui leur permet de mieux pénétrer les tumeurs et d’améliorer à la fois les traitements et les diagnostics. Ces sdAb peuvent remplacer les anticorps classiques et augmenter les chances de survie des patients. Des lignées cellulaires dérivées des tumeurs, représentant la diversité de la maladie chez l'homme, seront utilisées pour tester le rôle diagnostique ou thérapeutique de nos sdAb. L'objectif de ce projet est de développer et tester des sdAb synthétiques afin d'offrir une meilleure solution diagnostique et thérapeutique en clinique.
Bénéfices attendus
Le cancer est l'une des principales causes de décès dans le monde et, malgré les traitements classiques et le développement des nouvelles thérapies ciblées, cette maladie dans ses formes métastatiques reste majoritairement incurable. Le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques est nécessaire et représente un réel défi pour la médecine. En développant et testant de nouveaux anticorps thérapeutiques, plus efficaces et/ou plus spécifiques que les anticorps déjà utilisés en clinique, nous pouvons améliorer le pronostic de certains cancers. Il est également important d’augmenter la connaissance et d'améliorer les différentes immunothérapies déjà utilisées en clinique. Une autre manière d'améliorer le pronostic des patients atteints de cancer est d'améliorer la spécificité et la détection précoce des cellules cancéreuses, par exemple lors de l’apparition des métastases. L'utilisation des anticorps comme outil de diagnostic, en les liant par exemple à des marqueurs radioactifs ou fluorescents, permettra la détection de micro-métastases et surmontera les limites des méthodes de diagnostics classiques. Cela signifie qu'il sera possible d'intervenir à des stades plus précoces du développement du cancer, ce qui contribuera à améliorer le pronostic des personnes atteintes de la maladie.
Procédures
Les interventions réalisées sur les animaux seront réparties en deux lots. Pour le premier : Des cellules tumorales seront injectées aux souris vigiles ou anesthésiées (1 fois par expérience). Lorsque les animaux sont anesthésiés, l'anesthésie durera entre 30 et 40 minutes. Si l'injection est faite sans anesthésie, le geste durera également 10 à 30 secondes. Le deuxième lot d'animaux suivra une procédure similaire avec des injections et des traitements supplémentaires pour les traitements. Les injections supplémentaires seront effectuées sans anesthésie et prendront environ 10 à 30 secondes. Les injections peuvent être faites une seule fois ou plusieurs fois, par exemple 1 fois par semaine ou 1 ou 2 fois par jour pour certains diagnostiques ou traitements. Un prélèvement sanguin est effectué une fois toutes les 2 semaines sur les animaux anesthésiés (durée de l’anesthésie inferieure à 5 min). Par la suite, les animaux seront suivis régulièrement. Le suivi des tumeurs sera fait 1 ou 2 fois par semaine. Il sera fait par le pied à coulisse ou par imagerie sous anesthésie générale (durée 20minutes maximum). 10 minutes avant l’imagerie un produit spécifique pour visualiser les tumeurs est injecté aux souris (injection 10 sec). Le suivi par imagerie peut se faire une fois toutes les 2 semaines pour les tumeurs qui poussent lentement.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues lors des injections de cellules selon différentes voies seront celles liées à la piqûre elle-même (gêne de courte durée). A plus long terme, les souris greffées avec des cellules tumorales sous la peau (par voie sous-cutanée ou intradermique), vont développer des tumeurs primaires in situ mais peuvent selon les pathologies développer des métastases dans le foie, le péritoine ou bien dans les poumons. Les cellules injectées par voie intraveineuse vont notamment développer des métastases au niveau des poumons. Les cellules injectées dans le muscle (voie intramusculaire) conduiront au développement de tumeur in situ (= dans le muscle) pouvant empêcher la souris de se déplacer.
Devenir
les animaux sont mises à mort, les organes et les tissus tumoraux sont prélevés pour des analyses post-mortem ultérieures
Remplacement
L’efficacité antitumorale de tous les formats d’anticorps, sera préalablement évaluée sur des cultures cellulaires (système in vitro). Seuls les anticorps ayant montré une efficacité in vitro seront ensuite testés in vivo. En effet il est nécessaire de valider l’effet observé dans un système intégré et tenant compte de la complexité d’un organisme vivant avec les multiples interactions, la durée de l’efficacité du traitement, les doses et la toxicité possible ou encore la difficulté de la molécule à atteindre sa cible. Pour sélectionner les meilleurs composés antitumoraux, l'évaluation préclinique est une étape importante dans le développement d'un médicament avant son utilisation en clinique. Cette évaluation conduit à optimiser les modalités thérapeutiques, prédire les effets des anticorps et identifier des marqueurs de réponse ou de résistance.
Réduction
Le nombre de souris utilisées est basé sur notre expérience avec des sdAb et également sur des études bibliographiques. Ce nombre tient compte du taux de la prise tumorale, de l’hétérogénéité d’efficacité des cellules thérapeutiques et de l’hétérogénéité des réponses animales. Le nombre d'animaux par expérience est déterminé à l'aide d'outils statistiques. Pour les mises au point des expériences le nombre de souris est réduit au minimum en fonction des résultats obtenus in vitro. Afin de réduire le nombre de souris pour un modèle donné: - Les souris utilisées pour étudier la croissance des tumeurs peuvent aussi servir pour la mise au point des sdAb diagnostiques. - Plusieurs thérapies pourront être testées en parallèle et par conséquent les mêmes souris "contrôles" seront alors utilisées. - Si au cours des expériences nous constatons que le sexe n'affecte pas la progression de la tumeur ni le traitement, nous pourrons réduire le nombre de souris initialement prévu.
Raffinement
Les injections peu invasives et seront faites sans anesthésie alors que les injections intramusculaires seront faites sous anesthésie avec traitement antalgique associé. Le suivi tumoral d'une tumeur palpable sera fait par le pied à coulisse sans nécessité d’anesthésie. Le suivi tumoral de tous types d'injections sera effectué par imagerie et sera réalisé sous anesthésie gazeuse. Evaluation de l’état général de la souris : une grille de score déterminera les points limites. Un suivi clinique approfondi sera réalisé au minimum une fois par semaine et les animaux seront mis à mort dès atteinte des points-limite selon la grille de score. Les points de limite comprennent la taille des tumeurs, lorsqu'elle est mesurable au pied à coulisse, ainsi que la perte de poids liée à la maladie du greffon contre l'hôte. Si l’animal montre des signes de douleur des antalgiques lui seront administrés.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce a été fait pour plusieurs raisons : - La souris est un mammifère comme l’Homme et c’est un modèle de choix en immunologie du fait de la forte similitude des systèmes immunitaires humains et murins. - La réglementation demande que tout développement de médicaments soit testé chez deux modèles animaux différents avant toute administration chez l’humain. La souris est le modèle le plus utilisé en première instance et il permet d’acquérir un grand nombre d’informations pour un investissement contrôlé. - L’existence de souches immunodéficientes chez la souris permet la greffe de cellules humaines sans risque de rejet. Les souris seront utilisées à l'âge adulte, entre 5 à 8 semaines, les animaux à cet âge supportent mieux le transport depuis l’élevage jusqu’à l’animalerie ainsi que les traitements. Par ailleurs, les résultats ne seront pas affectés par des modifications dues à un âge trop avancé des animaux.
Modèles in vitro et ex vivo en neurologie
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Rats : 525
Des femelles gestantes de 15 à 20 jours et des souriceaux ou ratons âgés de 1 à 10 jours vont être tués pour prélever leurs neurones. 1 050 souris et rats vont être utilisés au total, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance légers à modérés, dont 450 menées sous anesthésie sans réveil, et tous seront tués pour prélever des structures du système nerveux central. Le projet, intitulé modèles in vitro et ex vivo, consiste à fournir des cellules et des tranches de cerveau pour trier des candidats médicaments avant les expériences sur animaux non-humains vivants, une étape que le porteur présente comme un moyen de réduire le nombre d'animaux non-humains utilisés. Le choix entre souris et rat dépend, selon lui, des expériences déjà faites ou à venir plutôt que d'une propriété biologique, et l'âge retenu va de 1 jour à 2 ans selon la maturité neuronale recherchée.
Objectifs
Les tests réalisés sur des cultures primaires (modèle in-vitro) ou sur des tranches de cerveau de rongeur (modèles ex-vivo) permettent d'obtenir des données préliminaires quant à la sécurité et l'efficacité de candidats médicaments, avant de devoir réaliser des études plus poussées dans des modèles de pathologies in vivo. Plus précisément, les modèles de cultures primaires permettent d’évaluer la réponse physiologique de cellules du système nerveux central (cellules provenant du cerveau ou de la moelle épinière) suite à l’ajout d’une substance toxique (exemple d’agents neurotoxiques ou chimiothérapies). Les modèles ex-vivo sont utilisés pour mimer la transmission synaptique ou la présence de décharges épileptiques induites par des substances chimiques. Ces différents tests permettent d'étudier les effets de substances pharmacologiques pour lutter contre des maladies neurologiques telles que la maladie d'Alzheimer, l'épilepsie ou la sclérose en plaques ou tester leur innocuité. Ces modèles sont utilisés pour évaluer les nouveaux traitements à un stade très précoce et sélectionner les substances les plus efficaces pour les tester sur des modèles plus complexes (modèles in-vivo).
Bénéfices attendus
La recherche de nouvelles thérapies est indispensable pour améliorer les conditions de vie ainsi que l’espérance de vie des patients atteints de cancers ou de maladies neurologiques. A l'heure actuelle, les traitements chimiothérapeutiques induisent des effets secondaires sur le Système Nerveux Central, l'évaluation de ces effets adverses sur des modèles in-vitro est donc nécessaire. D'autres modèles permettent d'évaluer l'efficacité de traitements anti-épileptiques, les traitements actuels sur le marché n'étant pas efficaces chez tous les patients. Enfin, il n'existe pas de traitements curatifs pour lutter contre la sclérose en plaque ou la maladie d'Alzheimer ; la recherche de nouvelles substances reste donc une priorité. Les modèles in vitro et ex vivo sur cultures primaires ou sur tranche permettent également de raffiner les procédures, sélectionner les meilleurs candidats médicaments et réduire le nombre d'animaux en recherche
Procédures
Les animaux seront soumis à une euthanasie (sous anesthésie) pour prélevement de structures du système nerveux central. Dans certains cas, ils peuvent préalablement être soumis à une administration de substances (bolus rapide, durée de quelques secondes) Cette administration, dans certains cas précis, peut nécessiter une chirurgie préalable (durée de 10 à 60 minutes).
Impact sur les animaux
Pour ces modèles, les animaux sont anesthésiés puis euthanasiés avant le prélèvement des structures/organes nécessaires. L'anesthésie induit un léger stress chez l'animal. L'administration de candidat médicament par voie orale ou systémique est également légèremment stressant chez l'animal même si la procédure est de courte durée. Dans certains cas, les candidats médicaments seront administrés par voie intrathécale ou intracérébrale. L'injection du candidat médicament (trou dans le crâne et canule insérée dans le tissu cérébral ou aiguille insérée au niveau des lombaires) peut induire une douleur post-opératoire chez l'animal. Des problèmes de cicatrisation peuvent également être observés, notamment si l'animal se gratte. Les animaux transgéniques utilisés dans ce projet peuvent présenter un phénotype dommageable (des déficits moteurs, difficultés à s'alimenter, symptômes épileptiques) même s'ils sont censés être testés avant l'apparition de ces symptômes.
Devenir
Les animaux seront mis à mort. Chaque procédure nécessite la mise à mort des animaux afin de prélever les structures cérébrales nécessaires pour les tests in vitro ou ex vivo.
Remplacement
Ces modèles constituent des méthodes alternatives permettant de tester un grand nombre de molécules sur des cultures primaires de neurones ou des tranches cérébrales afin de limiter le nombre d'animaux utilisés et de sélectionner les meilleurs candidats médicaments. Les modèles in-vitro ont l'avantage d'être translationnels mais ne peuvent être utilisés que pour évaluer des molécules sur des modèles simples (cellules).
Réduction
Dans ce projet, des modèles cellulaires ou sur tranches sont utilisés pour pouvoir sélectionner les meilleurs candidats médicaments et pouvoir limiter le nombre d'animaux à tester. L'utilisation de cellules issues d'animaux permet d'obtenir des données d'efficacité et de sécurité d'un nombre très important de composés et/ou de doses, permettant une réduction importante du nombre d'animaux utilisés. Le nombre d’animaux est prévu pour réaliser entre 10 et 25 études en fonction de la procédure et pour chacune des espèce (souris et rat).
Raffinement
Dans le cadre du projet, les mesures de raffinement qui s'intègrent dans la règle des 3Rs, vont consister en un suivi des points limites permettant de mettre à mort précocement tout animal présentant des signes de douleur, de souffrance ou d'angoisse (incluant une surveillance de l'aspect général). Les animaliers et les techniciens sont formés au suivi des animaux et attentifs. Il est également mis en place un enrichissement complet dans leur hébergement, sous la forme de litière, objet de nidification, objet à ronger ou à mastiquer, présence de congénères (sauf cas des femelles gestantes, pour éviter les agressions). Les animaux sont anesthésiés avant d'être mis à mort. Les procédures décrites ont été optimisées pour limiter la douleur chez l'animal. Si une chirurgie est nécessaire, une anesthésie est associée à un protocole d'analgésie avant le début de la chirurgie et pendant 48 heures après l'opération. Un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux pour éviter le dessèchement oculaire. L’animal est placé sur une couverture chauffante au début de l’anesthésie jusqu'à reprise de la marche pour maintenir sa température corporelle. Un suivi des animaux est assuré suite à la chirurgie avec des soins adaptés (prise pondérale, désinfection le cas échéant).
Choix des espèces
Les études sont effectuées sur des cellules ou organes de rongeur car ces modèles sreproduisent en partie certaines pathologies observées en clinique et permettent de prédire l'efficacité de futurs candidats médicaments de manière fiable. Le choix de l'espèce (souris ou rat) est souvent lié aux études à venir (modèles pathologiques reproduits chez la souris ou chez le rat). Pour mieux comprendre les mécanismes physio-pathologiques, ces modèles peuvent être également utilisés à posteriori. Le choix de l'espèce est dans ce cas lié aux études précédentes. Pour les cultures primaires réalisées à partir d'embryons, des mères gestantes seront utilisés (mères ayant 15 à 20 jours de gestation en fonction de la structure à prélever, pour des cultures de neurones embryonnaires). Pour les cultures primaires réalisées sur des animaux nés, des rongeurs âgés entre 1 et 10 jours seront utilisés. Le stade de développement choisi dépend du stade de maturation souhaité (les neurones post-nataux étant plus différenciés, et permettant d'étudier un réseau neuronal plus mature). Pour les modèles sur tranches, les rongeurs (souris, rats) sont testés une fois sevrés, l'âge peut varier entre 3 semaines et 2 ans conformément aux données historiques et à la bibliographie scientifique. Les procédures décrites dans ce projet peuvent être utilisées de façon longitudinale sur des rongeurs depuis la période de post-sevrage jusqu'à l'âge adulte.
Programme d’immunisation de lapins pour la génération d’anticorps polyclonaux
- Production de routine
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies des plantes
- Maladies infectieuses
- Troubles cardiaques
- Troubles immunitaires
- Troubles nerveux
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système immunitaire
- Système nerveux
- Système respiratoire
- Système urogénital
- Tests réglementaires
Mis en quarantaine vingt et un jours puis engagés dans le protocole dès l'âge de trois mois, des lapins New Zealand White sont immunisés par paires, deux par commande d'anticorps. 3 615 lapins vont être utilisés au total, tous tués à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chacun reçoit dix injections d'antigène mêlé à un adjuvant, qui peuvent ulcérer les points d'injection et provoquer fièvre et baisse de mobilité, puis subit cinq prélèvements de sang de vingt-cinq à quarante minutes, jusqu'à un dixième de son volume sanguin. Le porteur affirme qu'il n'existe pas de méthode substitutive aussi efficace, les banques d'anticorps produites hors animal ne donnant pas, selon lui, une gamme comparable en temps, en budget et en matériel.
Objectifs
Les anticorps sont produits par le système immunitaire d'un animal comme moyen de défense contre un immunogène spécifique. Ces anticorps constituent des ressources largement utilisées dans des applications diagnostiques et thérapeutiques. Les anticorps polyclonaux sont notamment utilisés pour l’évaluation, la détection et la purification de protéines d’intérêts. Ces anticorps polyclonaux trouvent des applications en biologie et en biochimie, tel que des tests de grossesses ou plus récemment pour détecter la présence du virus SARS-CoV-2. Notre société assure la production d’anticorps polyclonaux pour le compte de différentes équipes de recherche publiques ou privées. L'objectif de la présente demande est d'obtenir des anticorps polyclonaux de lapin. Il a été observé que les anticorps produits par les lapins présentent généralement de hautes affinités pour l’antigène cible, grâce notamment à la mise en place de mécanismes propres à l’espèce. Les anticorps seront produits par injection à un animal de l'immunogène (antigène) cible, combiné à un adjuvant qui accroît la réponse immunitaire.
Bénéfices attendus
Les anticorps polyclonaux seront des auxiliaires et des réactifs employés non seulement dans des procédés relatifs à la biochimie, à la biologie moléculaire et à l’immunohistochimie, mais aussi à des fins diagnostiques voir thérapeutiques. En effet, les anticorps polyclonaux de lapins développés interviendront notamment dans la caractérisation d’une substance médicamenteuse. Les anticorps développés dans le cadre de projets de recherche, permettront de localiser, d’identifier ou de purifier des protéines synthétisées au sein des cellules, d’un tissu ou d’un organe.
Procédures
10 injections en intradermique, en sous-cutanée ou en intramusculaire de l’antigène associé à un adjuvant (8 minutes) 5 prélèvements (durée 25 à 40 minutes par prélèvement).
Impact sur les animaux
Les immunisations peuvent notamment conduire à l'apparition d'ulcérations aux points d'injection. L'injection en intramusculaire couplée à un adjuvant (hors adjuvant complet de Freund) peut provoquer l’apparition de fièvre et d’inconfort modéré, pouvant se traduire par une légère diminution de la mobilité pendant les premières heures suivant l’injection (apparition de petites boules correspondant au dépôt de l’émulsion antigène-adjuvant). Les prélèvements de sang et les injections avec de l’adjuvant incomplet de Freund, n’entrainent pas de gêne particulière (inconfort mineur). Le volume de sang étant en effet adapté au poids de l’animal et correspondra au maximum à 10% du volume en accord avec les recommandations relatives aux volumes sanguins maximaux prélevés du guide Gircor.
Devenir
Tous les animaux sont concernés par l'euthanasie. Les projets étant spécifiques d’un antigène, nous ne pouvons pas réutiliser les animaux pour d’autres protocoles, les animaux sont donc tous euthanasiés en fin de protocole.
Remplacement
La méthode usuelle pour produire des Anticorps Polyclonaux (AcP) reste l’immunisation de l’animal avec des préparations antigéniques pures ou partiellement purifiées, souvent combinées à un adjuvant qui accroît la réponse immunitaire. Les AcP sont produits chez les animaux vivants, puisqu’il n’existe pas de méthode substitutive aussi efficace pour cette production. L’immunité humorale correspond à un processus complexe impliquant différents acteurs du système immunitaire in vivo. Ce processus se traduit par la production d’un répertoire diversifié d’immunoglobulines répondant à un grand nombre d’antigènes. In vivo, l’adaptation accrue du système immunitaire vis à vis de l’antigène au fur et à mesure des immunisations est indispensable pour obtenir des anticorps notablement plus spécifiques et pertinents que ceux obtenus avec des systèmes de développement in vitro. En effet, les techniques partant de banque naïve ne permettent généralement pas une obtention aisée (en termes de temps, budget et matériels) d’une large gamme d’anticorps de hautes affinités ciblant différents épitopes.
Réduction
Le nombre d’animaux (2 lapins par protocole) pour l’obtention de réactifs intervenant dans la caractérisation d’une molécule thérapeutique. Ce nombre a été adapté au plus juste par rapport au besoin de sérum pour les investigations et les recherches au regard de notre recul sur ce protocole. La quantité d’anticorps générés sera suffisante pour des investigations poussées sans avoir à réimmuniser des animaux.
Raffinement
Les animaux sont prélevés et euthanasiés en dehors de la pièce de stabulation pour éviter toute transmission de stress. La pièce de stabulation est à l'abri de toute nuisance sonore. L'observation quotidienne des animaux par le personnel compétent permet une détection précoce de tout risque d'atteinte d'un point limite et ainsi une intervention adaptée au plus tôt. Des tableaux de points limites ont été mis en place avec notre vétérinaire. L’établissement des points limites mis en oeuvre se base sur 3 critères principaux : comportementaux (éveil, posture, comportement exploratoire, locomotion, agressivité, vocalisation…), signes cliniques (apparence générale, aspect du pelage, ouverture des paupières, éventuelles lésions…) et zootechniques (abreuvement, poids, …). L’observation de l’un de ces paramètres, permet de définir un score clinique, avec différents niveaux : normal, observer attentivement avec mise en oeuvre potentielle d’antalgies, souffrance sévère : arrêt immédiat du protocole et remise en cause de la procédure expérimentale. Ces mesures en accord avec le principe d’amélioration (raffinement), constitue un outil permettant d’atteindre les objectifs scientifiques tout en minimisant autant que possible la souffrance animale. Les points limites mis en place au sein de notre structure pour ce protocole permettent d’atteindre l’objectif de l’étude avant même l’installation d’une souffrance. Les prélèvements seront réalisés après injection d'une molécule, qui possède un effet tranquillisant, permettant une réalisation du prélèvement moins stressante pour l'animal.
Choix des espèces
L'espèce utilisée est choisie avec soin. Nous prenons en compte les facteurs suivants : 1) la quantité nécessaire d'anticorps ou d'antisérum (choix d’animaux de plus grandes tailles lorsqu'on a besoin de grandes quantités d'anticorps); 2) la relation phylogénétique entre l'espèce d'où provient l'antigène protéique et l'espèce utilisée pour produire l'anticorps; 3) la fonction effectrice des AcP provenant de l'espèce productrice d'anticorps; 4) l'utilisation prévue des anticorps. Dans le cadre de cette procédure expérimentale, les lapins New Zealand White ont été retenus, car ils permettront de fournir une quantité suffisante d'anticorps, via la mise en protocole d'un nombre restreint d'individus, avec un risque d'échec du projet très faible. De plus, ces lapins sont communément utilisés pour la production d'AcP, ils sont faciles à manipuler et produisent des antisérums à titre élevé et à forte affinité. La meilleure production d’anticorps est obtenue chez les jeunes adultes. Les lapins entreront en protocole dès l’âge de 3 mois. Auparavant ils auront subi une période de quarantaine de 21 jours, en absence d’incident durant ce temps, ils seront alors aptes à rentrer en protocole.
Induction de tumeurs de cancer du pancréas pour des études de compréhension ou d’évaluation de l’efficacité thérapeutique par imagerie in vivo.
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Des tumeurs du pancréas sont induites à la demande de chercheurs extérieurs et de clients, par une chirurgie de vingt minutes ou par une injection sous la peau. 1 740 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, certaines immunodéficientes, d'autres transgéniques développant spontanément la tumeur. Pendant quinze semaines, elles subissent jusqu'à deux examens d'imagerie par semaine sous anesthésie, jusqu'à vingt administrations de composés, des mesures au pied à coulisse et des prélèvements de sang sous la mâchoire, avec un risque de métastases hépatiques ou pulmonaires. 480 souris sont tuées à l'issue de la première procédure et 960 à l'issue de la seconde, 30 sont utilisées pour prélever les fragments tumoraux greffés aux suivantes, et 300 souris porteuses de tumeurs sont livrées à des clients qui poursuivent les travaux dans leurs propres locaux.
Objectifs
Ce projet a pour but de mettre en oeuvre, à la demande de chercheur extérieurs à notre laboratoire, des modèles de cancer du pancréas sur modèles souris et de les étudier par imagerie in vivo, à des fins de compréhension de mécanismes fondamentaux ou pour l'évaluation de nouveaux médicaments. Ces types de modèles suscitent un intérêt grandissant pour l'étude et la prise en charge du cancer du pancréas. En 2018, le cancer du pancréas était responsable de plus de 95 000 décès chaque année dans l’UE. La maladie est à présent la troisième cause de décès par cancer dans l’UE, derrière le cancer du poumon et le cancer colorectal. Seuls 3 % des patients diagnostiqués d’un cancer du pancréas survivent cinq années. Il s’agit du seul cancer pour lequel aucune amélioration n’a été constatée concernant la survie en 40 ans.
Bénéfices attendus
Le projet représente un ensemble d’études types qui pourront viser à comprendre des mécanismes impliqués dans la progression tumorale ou à évaluer l'efficacité thérapeutique de nouveaux traitements.
Procédures
Induction de cancer pancréatique : 1 acte par animal soit par chirurgie (20 minutes max d’intervention sous anesthésie gazeuse) soit sans chirurgie : injection sous cutanée (quelques secondes sous anesthésie gazeuse). Suivi des animaux : Pesée 1 fois/semaine minimum (30 seconde /animal vigile) pendant 15 semaines maximum. Mesure au pied à coulisse pour le modèle sous-cutanée : 3 fois/semaine maximum (30 seconde /animal) pendant 15 semaines maximum sur souris anesthésiée (anesthésie gazeuse). Suivi par imagerie : au maximum 2 examens non invasifs par semaine pendant 15 semaines sous anesthésie gazeuse. Injection d’antalgique et d’anti inflammatoire en sous cutané : 4 injections sur souris vigile en 24h max. Pour un traitement : au maximum 5 administrations par semaine ou 20 administrations sur 15 semaines sur souris vigile par voie orale ou, intrapéritonéale ou voie sous cutanée ou voie intraveineuse. Prélèvement de sang sur animal vigile au niveau sub mandibulaire en 3 fois sur 24h ou en 1fois/jour sur 5 jours.
Impact sur les animaux
Les dommages attendus sont liés en premier lieu à l‘induction des tumeurs soit en sous-cutanée (nuisance légère) soit en orthotopique par chirurgie (nuisance modérée). Puis ils sont dus au développement d'une tumeur cancéreuse soit en sous cutanée (Nuisance légère) soit au niveau du pancréas (nuisance modérée avec éventuellement à l'apparition de foyers tumoraux secondaires (métastases hépatiques ou pulmonaires)). La douleur lors de l’administration des réactifs pour l'imagerie et les traitements, correspond à celle d’une piqûre d’aiguille (nuisance légère). Les potentiels effets indésirables d’une nouvelle molécule seront connus car elle doit être testée pour sa tolérance ou doit déjà être utilisée dans la littérature. Dans certains cas il sera nécessaire d'utiliser des souris immunodéficientes qui sont à phénotype dommageable. Si elles sont contaminées par des bactéries et/ou virus, cela entraineraient leur décès. Nous pourrons également être amené à utiliser des souris transgéniques à phénotype dommageable. (Nuisance légère car tumeur très petite au niveau du pancréas.
Devenir
Procédure 1 : 480 souris seront mise à mort à l'issue de cette procédure et 30 souris serviront de souris donneuses de tumeur pour la procédure 2: greffe de fragment. Les autres souris ne peuvent pas être réutilisées car les tumeurs et organes pourront être prélevés pour des analyses histologiques. Procédure 2 : 960 animaux seront mis à mort à la fin de cette procédure, car elles ne peuvent pas être réutilisées pour une autre étude car les tumeurs et organes pourront être prélevés pour des analyses histologiques et 300 seront en utilisation continue car elles seront uniquement induites pour obtenir des tumeurs pancréatiques et hébergés dans nos locaux pendant 1 semaine minimum, le temps de leur récupération complète. Il n’y aura aucun acte d’imagerie pour ces 300 souris dans nos locaux. Elles seront ensuite être fournies à des clients demandeurs de ce modèle pour des travaux expérimentaux réalisés dans leurs locaux.
Remplacement
Aucun modèle in vitro n'est à même de remplacer l'animal entier étant donné la complexité des processus mis en jeu, notamment les interactions avec le microenvironnement tumoral. Il n'existe à l'heure actuelle aucun modèle in vitro permettant d’étudier la biodistribution d'un composé dans tous les organes d'un individu. Le recours à l'animal entier, vivant, est indispensable. Avant de débuter les études chez l’animal, des tests d’efficacité in vitro seront effectués par nos clients sur des cellules de cancer pancréatique en culture. Ainsi, les molécules qui ne présentent pas d’effet in vitro ne seront pas testées in vivo.
Réduction
Afin de réduire le nombre d’animaux utilisés, nous mettons en oeuvre des techniques d’imagerie (bioluminescence, échographie, scanner, photoacoustique, imagerie radioisotopique, imagerie par résonnance magnétique, imagerie de fluorescence) qui permettent de réaliser un suivi longitudinal des animaux et ainsi de réduire le nombre d'animaux nécessaires pour obtenir des résultats statistiquement pertinents et reproductibles, évitant ainsi de refaire plusieurs fois les mêmes expérimentations. Cette approche permet de réduire de façon notable le nombre d’animaux nécessaires à 10 par groupe pour réaliser des tests statistiques pertinents.
Raffinement
Les animaux seront observés quotidiennement et des points limites prédictifs (perte de poids, détérioration de l'aspect général, de la physiologie clinique ou de la locomotion) nous permettrons de prendre les mesures nécessaires afin de limiter la souffrance au maximum au cours de l’expérimentation. Durant l'induction des modèles tumoraux et durant les examens d'imagerie, les souris seront anesthésiées. La douleur liée à la chirurgie sera également prise en charge par l'utilisation d'analgésiques locaux et généraux avant la chirurgie, au réveil puis 24h après l'intervention. Les symptômes potentiels liés aux traitements sont principalement une légère perte de poids. Si une douleur apparaissait, elle serait prise en charge par l'administration d’antalgique pendant 72h et si, passé ce délai, aucune amélioration n’était visible, l’animal serait mis à mort. Enfin, les souris auront 1 semaine minimum d’acclimatation avant le début de l’expérimentation. Les cages seront en portoir ventilé, ce qui empêchera l’expression du phénotype dommageable des souris immunodéficientes. Les souris immunocompétentes seront également hébergées en portoir ventilé. Les cages sont enrichies avec du matériel pour la fabrication d’un nid et des granulés pour ronger et jouer avec ses congénères. Elles auront un accès à l’eau et la nourriture pendant toute la durée de l’expérimentation.
Choix des espèces
La souris est une espèce animale classiquement utilisée pour les études de tumorigenèse, de progression tumorale et métastatique de par la relative faible durée des expérimentations (quelques semaines), ainsi que par la possibilité d’utiliser des techniques d’imageries in vivo. C’est ainsi le modèle animal de choix afin de réaliser des expérimentations permettant d’étudier la croissance de tumeurs primaires et de métastases issues de cellules cancéreuses. Par ailleurs il existe des souris immunodéficientes bien adaptées pour les implantations de cellules d'origine humaine. Les animaux « receveurs » seront utilisés à l’age de 6 – 8 semaines sur la base de nos précédents travaux et publications. Sur des animaux plus âgés, de par notre expérience, nous avons observé une prise de greffe moindre. Les souris transgéniques développant spontanément un cancer du pancréas seront âgées de 6 à 16 semaines environs afin qu’elles aient une tumeur du pancréas suffisamment développée pour faire 10 fragments de 1mm3 qui seront utilisés dans le modèle orthotopique par greffe de tumeur.
Etude de la composition lipidique membranaire et de son impact sur la diffusion et l’accumulation de la production de protéines amyloïdes
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Une canule est enfoncée dans le cerveau pour y injecter des fibrilles de protéines, au cours d'une intervention de trente minutes sous anesthésie, suivie d'injections répétées pendant soixante-douze heures. 1 152 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées pour des analyses histologiques et biochimiques. Le porteur en attend le rôle des lipides membranaires dans l'accumulation des protéines amyloïdes des maladies d'Alzheimer et de Parkinson, et décrit une activité locomotrice modifiée et un état d'anxiété altéré dont il affirme qu'ils n'ont aucun impact sur la santé des souris. Sept tests comportementaux sont annoncés, de trois à six minutes chacun, sans qu'aucun soit nommé.
Objectifs
Les maladies d'Alzheimer et de Parkinson se caractérisent par l'accumulation d'agrégats protéiques dans le cerveau. Dans des conditions normales, les protéines qui composent les agrégats sont fortement associées à la membrane cellulaire pour remplir leurs fonctions. Nous visons ici à comprendre le rôle des lipides – principaux composants membranaires – dans le traitement, la propagation et l’accumulation des protéines amyloïdes dans le cerveau. Nous émettons l'hypothèse qu'une composition altérée de la membrane lipidique pourrait favoriser ou arrêter la génération et la propagation des protéines amyloïdes.
Bénéfices attendus
La recherche dans le domaine neurodégénératif s'est concentrée sur la biologie des protéines au cours des 30 dernières années, et pourtant de nombreuses informations manquent. Récemment, les lipides et les enzymes impliqués dans le métabolisme lipidique ont été mis à l'honneur dans la recherche sur la maladie de Parkinson et la maladie d'Alzheimer. Ainsi, avec ce projet, nous créerons de nouvelles connaissances dans ce domaine encore peu étudié, améliorant ainsi notre compréhension de la pathogenèse de la maladie de Parkinson et la maladie d'Alzheimer.
Procédures
Les animaux ne subiront qu'une seule intervention chirurgicale. L'intervention chirurgicale unique dure au maximum 30 minutes sous anesthésie et analgésie précédée et suivie d'injections intrapéritonéales et sous-cutanées répétées sur 72 heures. Durant l'intervention chirurgicale l'injection intracérébrale durera 5 minutes (3 minutes d'injection et 2 minutes en laissant la canule en place pour permettre la pénétration de la solution injectée). Sept tests comportementaux seront réalisés (durée de 3-6 minutes pour chaque test).
Impact sur les animaux
Au cours de nos expériences les animaux pourront subir quelques effets indésirables suite à la chirurgie sous anesthésie générale et analgésie. Les chirurgies pourraient générer un stress, une douleur modérée et de l’inconfort. Cependant, tous les moyens seront mis en place pour éviter toute douleur à la suite des chirurgies. Les animaux peuvent présenter également des changements subtils dans leur comportement, tels qu'une activité locomotrice différente et un état d'anxiété modifié. Ces changements n’ont aucun impact sur leur santé.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure afin de réaliser des analyses histologiques et biochimiques.
Remplacement
Pour étudier les maladies neurodégénératives nous avons encore besoin d’utiliser un modèle vivant assez proche de l’être humain et utilisable facilement en laboratoire. Les meilleurs modèles de maladies neurodégénératives qui ont été caractérisés restent des lignées transgéniques de souris. Pour étudier le métabolisme des lipides, les modèles génétiques ont également été établis chez la souris. La combinaison de ces 2 conditions représente le modèle idéal pour étudier ces maladies neurodégénératives.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés pour ce projet a été défini au plus juste pour nous permettre d’atteindre nos objectifs scientifiques. En effet, une recherche antérieure sur la maladie de Parkinson utilisant certaines souris nous a permis d'effectuer une analyse et d'estimer la taille minimale des cohortes à analyser. La même recherche nous a permis de détecter un taux d'échec maximum de 10 % suite à des interventions chirurgicales. Pour les collectes de tissus, sur la base d'une comparaison de 2 groupes indépendants, et en prenant en compte cette perte potentielle de 10% ainsi que des effets techniques pouvant représenter jusqu'à 10% de la variabilité, nous avons déterminé qu'un effet différentiel pourra être détecté avec un effectif de 16 animaux par groupe (8 mâles et 8 femelles). Après les tests comportementaux, les individus seront considérés pour la collecte de tissus, pour détecter aussi un effet.
Raffinement
Tous les efforts seront mis en place pour réduire le plus possible toute douleur, souffrance et angoisse de l’animal. Pour cela, des points limites précoces et spécifiques seront bien définis et mis en place. Selon les signes cliniques présentés par les animaux, nous pourrons notamment avoir recours à : un complément alimentaire hautement calorique, chauffage des cages, réhydratation sous cutanée renforcement d’enrichissement des cages. Les animaux seront observés tous les jours et leur comportement sera suivi afin de déceler tout signe d’inconfort ou de stress. Si le point limites sont atteint les animaux sont mis a mort. Durant la chirurgie, des anesthésiques et antalgiques seront utilisés, ainsi que des antalgiques de nouveau en post-chirurgie. Tout ceci est indispensable pour le bien-être de l’animal ainsi que pour la validité des résultats.
Choix des espèces
Nos questions biologiques nécessitent d’induire des modifications génétiques. De nombreux outils de manipulation génétique sont disponibles chez la souris, ce qui en fait un modèle animal de choix pour notre projet. De plus, l’organisation du cerveau de souris présente des similarités avec le cerveau humain, ce qui en fait un bon modèle pour étudier les maladies neurodégénératives. Des travaux ont notamment démontré que la souris est un modèle d’étude valide pour étudier les maladies neurodégénératives. Dans ce projet, nous utiliserons des souris non modifiées et des souris transgéniques permettant de vérifier le rôle des lipides dans la biogenèse, l’accumulation et la propagation des protéines à l’origine de maladies neurodégénératives. Étant donné que les maladies neurodégénératives affectent le cerveau adulte, nous utiliserons des souris adultes tout au long de l’étude. Le groupe expérimental de souris sera donc composé de compagnons de portée âgés de 8 à 12 semaines. Cet âge permettra le double objectif d'analyser le cerveau adulte, mais permettra en même temps l'analyse des stades avancés de la pathologie (3 mois post-opératoires) sans aucun effet secondaire lié à l'âge, qui pourrait perturber les résultats obtenus. En effet, même si certains groupes seront évalués des mois après l'administration des fibrilles, les analyses seront réalisées à un stade où les souris ne sont pas encore trop âgées. Celui-ci vise à prévenir les décès naturels liés au vieillissement avant la conclusion de leur suivi expérimental.