Recherche appliquée

Tatouées et biopsiées de la queue avant huit jours, puis injectées quatre jours de suite dans la cavité abdominale, 688 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour analyses post-mortem. Le tamoxifène injecté peut provoquer chez les mâles un œdème testiculaire, voire une hernie inguinale. Deux à cinq prises de sang et jusqu'à deux ponctions de moelle osseuse au genou suivent l'apparition d'une leucémie lymphoblastique aiguë, dont le porteur écrit ignorer le délai, et qui dégrade l'état des souris en quelques jours: perte de poids, détresse respiratoire, anémie, masses sous la peau, prostration. Il présente ces prélèvements comme respectant "les délais réglementaires permettant une récupération complète des animaux", tout en indiquant que la ponction du genou peut léser le cartilage et perturber les déplacements.

Objectifs

Sur la base de données scientifiques obtenues au laboratoire à partir de patients atteints de leucémies aiguës lymphoblastiques B d’un sous-type particulier de mauvais pronostic, les objectifs de notre projet de recherche sont de déterminer l’implication, dans le processus leucémogène de cette hémopathie, de deux protéines retrouvées dans les cellules leucémiques de ces patients. Pour cela, nous développerons un modèle murin dans lequel ces deux protéines sont exprimées dans les cellules lymphoïdes pour voir si elles sont à l’origine de la maladie. Ce modèle, s’il mime cette hémopathie humaine, nous permettra de mieux comprendre les mécanismes responsable de l’émergence de ce type de leucémie chez l’Homme. Notre projet a pour but : (1) de caractériser les anomalies morphologiques, cellulaires et moléculaires dans le système hématopoïétique des souris qui expriment les deux protéines dans leurs cellules lymphoïdes, (2) de comparer ces anomalies aux anomalies décrites pour ce type de leucémies chez l’Homme, (3) d’étudier expérimentalement la pathogénicité de ces deux protéines. Ces connaissances nous ouvriront de nouvelles pistes pour développer des thérapies adaptées à ce sous-type particulier de leucémie lymphoblastique qui échappe aux thérapies conventionnelles.

Bénéfices attendus

Ce projet s’intégre dans une projet de recherche translationnelle, à partir d’observations cliniques, qui ont permis de mettre en évidence un sous-type particulier de patients atteints de leucémies lymphoblastique B de mauvais pronostic. Une meilleure compréhension des mécanismes de leucémogenèse de ce type particulier de leucémies permettra d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques. Le projet décrit ici est intégré dans un projet plus vaste qui inclut plusieurs groupes de recherche et, entre autre, le criblage de molécules sur des lignées cellulaires de patients de ce sous-groupe de leucémie pour identifier de nouveaux médicaments qui permettraient de cibler ces cellules leucémiques particulières, et de guérir les patients.

Procédures

Les souris transgéniques seront tatouées et une biopsie de queue sera réalisée avant 8j. Les animaux au génotype d'intérêt seront soumis à quatre injections dans la cavité abdominale de produits chimiques (1 injection par jour pendant 4 jours sur animal vigile) au cours de la procédure. Pour suivre l’évolution de la leucémie attendue, 2 à 5 prises de sang, à raison d’une prise par ou au maximum deux prélèvements de moelle osseuse réalisés sur animal anesthésié), avec au minimum 2 mois entre les deux prélèvements, pourront être réalisés sur ces souris. Les souris immunodéprimées seront soumises à une injection de cellules de moelle osseuse murine (sur animal vigile en contention). Deux à quatre prises de sang, à raison d’une prise par mois (sur animal anesthésié ou vigile selon la voie de prélèvement choisie pourront être réalisées pour suivre l’évolution de la leucémie.

Impact sur les animaux

Le tatouage et la biopsie de queue induiront une douleur légère de courte durée. Les animaux transgéniques recevront une dose définie de tamoxifène par injection intra-péritonéale. Ceci peut s’accompagner d’une inflammation au site d’injection et de douleur abdominale au moment de l’injection. Chez les mâles, un œdème testiculaire peut apparaître secondairement, voire une hernie inguinale. De même, l’injection intra-veineuse de cellules de moelle osseuse murines dans les souris immunodéprimées peut s’accompagner d’inflammation au site d’injection. Etant donné l’immunodépression des souris , il ne devrait pas y avoir de réaction de rejet. Sur le plus long terme, notre hypothèse de travail est que les souris développeront des leucémies aiguës lymphoblastiques. Nous ne connaissons pas le délai d’apparition des symptômes. Lorsque la maladie se déclare, l’état de santé des souris se dégrade rapidement (quelques jours). Les cellules leucémiques se propagent, se multiplient et envahissent la moelle osseuse. Ceci entraine une forte perturbation de la production de cellules sanguines. Les souris perdent généralement du poids et, dans les stades avancés, présentent des signes de détresse respiratoire, d’anémie, parfois des masses sous la peau, deviennent inactives et prostrées, et leur pelage n’est plus bien entretenu. La ponction de moelle osseuse étant réalisée au niveau du genou, la souris peut avoir des lésions au niveau du cartilage qui perturbent ses déplacements. Enfin, il existe toujours un risque d’infection au niveau du point de ponction.

Devenir

Les animaux seront mis à mort pour prélèvements et analyses post-mortem.

Remplacement

La fonction des deux protéines dans la cancérogénèse sera étudiée sur les modèles animaux, en les exprimant dans leur environnement médullaire complexe difficilement modélisable in vitro ou ex vivo. Les études mécanistiques seront réalisées à partir de modèles de cultures ex vivo de cellules de moelle osseuse issues de ces souris et/ou de lignées cellulaires humaines exprimant ou non les deux protéines en culture. Nos collaborateurs disposent également de lignées de B-LAL du sous-type CDX2/UBTF. Mais ces lignées ne permettent pas répondre aux questions concernant l’émergence des leucémies dans une moelle saine.

Réduction

Les chiffres indiqués dans le dossier correspondent au nombre estimé maximal d’animaux utilisés pour les expériences envisagées. Comme il s’agit d’études exploratoires, il est difficile de prévoir exactement l’impact des de l’expression des deux protéines étudiées sur la leucémogenèse. Sur la base de notre expérience et de la littérature, et en tenant compte de la variabilité observée dans les études précédentes entre les animaux eux-mêmes, un nombre d’animaux minimum et suffisant pour obtenir des résultats statistiquement significatifs a été estimé à n=4 à 20 animaux par groupe expérimental en fonction de l’étude. Le nombre d'animaux nécessaire par expérience a été déterminé par fonction mathématique à 10 animaux par groupe pour obtenir des résultats robustes et fiables statistiquement. De plus, la possibilité d’analyser la numération sanguine des animaux par prise de sang et d’immunophénotyper les cellules de moelle osseuse ponctionnées au niveau du genou permet une étude longitudinale et ainsi, de diminuer le nombre des animaux utilisés. Dire seulement qu’une partie du projet repose sur une étude longitudinale avec réalisation de prélèvements répétés sur les mêmes animaux en respectant les délais réglementaires permettant une récupération complète des animaux entre chaque prélèvement.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupes dans des conditions sanitaires contrôlées et permettant un bien-être optimal dans des portoirs ventilés (baton, coton et frisure pour faire un nid). Ils seront acclimatés au moins deux semaines après leur arrivée à l’animalerie et avant le début de toute procédure. Les procédures ont été établies afin de réduire au maximum le stress et la souffrance des animaux soumis aux expérimentations. Une anesthésie sera pratiquée pour certain protocole pour limiter le stress et la douleur. Les animaux seront surveillés quotidiennement durant les procédures. En cas de signes d’infection, la plaie sera traitée avec un antiseptique local. En cas de signes de douleur, les animaux recevront un traitement analgésique. Des points limites précoces ont été définis afin d’interrompre les procédures et garantir le bien-être animal en évitant des souffrances inutiles.

Choix des espèces

L'espèce utilisée est la souris (Mus musculus) qui représente l’espèce animal la plus propice pour ce type d’étude pour les raisons suivantes : •nombreux protocoles bien établis pour cette espèce •possibilité d'avoir accès à des animaux génétiquement modifiés •modèles mimant très bien les cancers hématologiques et qui ont déjà fait l’objet de nombreuses applications dans le domaine. Ce seront des animaux adultes de 8 semaines minimum qui seront utilisés car les potentielles applications thérapeutiques s'adresseront à une population humaine adulte.

Une anesthésie tous les deux jours pendant deux semaines, chacune précédée d'une injection intrapéritonéale: 936 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour analyse des organes. Elles reçoivent des cellules tumorales par voie intraveineuse ou intrapéritonéale, développent des tumeurs pulmonaires ou péritonéales, et certaines déclarent une réaction du greffon contre l'hôte avec perte de poids et perte de poils. L'objet est de tester deux modifications génétiques de cellules immunitaires humaines, censées mieux attaquer les tumeurs solides. Le porteur décrit les cocultures en deux et trois dimensions déjà menées au laboratoire, puis conclut que le modèle animal reste "indispensable" avant toute application clinique.

Objectifs

Le développement des récepteurs antigéniques chimériques (CAR) a révolutionné l'immunothérapie du cancer pour certains types de cancer. Ce nouveau type de traitement par immunothérapie consiste à prélever les cellules immunitaires du patient, de les modifier génétiquement en laboratoire pour qu’elles expriment le CAR, puis elles sont réinjectées au patient afin qu’elles reconnaissent et combattent les cellules cancéreuses. Cependant, des améliorations des thérapies CAR restent nécessaires afin de cibler d'autres types de tumeurs et d'assurer une fonction antitumorale durable des cellules modifiées. Nous proposons ici deux nouvelles stratégies de modification génique ciblant chacune des cellules immunitaires différentes, les lymphocytes T et les macrophages, dans le but d'amplifier leurs fonctions antitumorales. Ces cellules sont des leucocytes (globules blancs) qui ont pour but de détruire d’autres cellules : les lymphocytes T détruisent les cellules reconnues comme étrangères (immunité cellulaire) ; et les macrophages phagocytes « mangent » les cellules étrangères ou leurs débris et participent à la présentation des antigènes et à la libération de cytokines. Dans la première stratégie, nous augmenterons la fonction antitumorale des cellules CAR issues de lymphocytes T, augmentant leur production d'interféron (cytokine/protéine produite par les cellules immunitaires afin d’activer la réponse immunitaire chez d’autres cellules impliquées dans la réponse inflammatoire) grâce à de nouveaux mécanismes que nous avons récemment découverts. Dans la deuxième stratégie, nous améliorerons la survie des CAR issus de macrophages, en les dotant d'une protection anti-apoptotique (=mécanisme de mort cellulaire). Nos résultats in vitro dans des modèles de tumeurs en 3D sont très encourageants, il nous faut les confirmer in vivo au sein d’un organisme entier permettant les interactions avec tous les types cellulaires. Nous utiliserons des approches expérimentales similaires dans les deux stratégies, pour établir la preuve de concept d'une activité antitumorale accrue in vivo. De plus, ce projet ayant une visée clinique, il est essentiel d’évaluer certains critères tels que les toxicités, le dosage et l’efficacité grâce à un modèle in vivo. Nous voulons également comprendre davantage les mécanismes liés au contrôle tumoral et les interactions entre les différentes populations immunitaires permettant d’éliminer les cellules tumorales.

Bénéfices attendus

L’immunothérapie cellulaire par récepteurs antigéniques chimériques (CAR) permet de cibler et de tuer les cellules tumorales. Néanmoins, elle représente deux limites i) elle n’a pas permis de cibler les tumeurs solides, ii) elle rencontre des rechutes et des résistances chez près de 50% des patients répondeurs à deux ans. Nous proposons donc deux stratégies pour contrer ces limites et améliorer les capacités à cibler les cellules tumorales, le tout en s'accompagnant de moins d'effets secondaires. La première stratégie permet l’amélioration de la fonction antitumorale des CAR-T (lymphocytes T modifier génétiquement). Cela est assuré par le contrôle de la production d’interféron par les cellules T. La forte production d’interféron induite par ces manipulations a permis l’augmentation de la capacité de destruction des cellules tumorales. La deuxième stratégie tend à améliorer la persistance et la survie des CAR-MAC (macrophages modifier génétiquement). Ces cellules sont prometteuses pour la thérapie cellulaire contre les tumeurs solides par leur capacité à se diriger vers la tumeur et leur capacité de phagocytose des cellules tumorales. La solution apportée pour améliorer leur survie a permis d’obtenir des effets thérapeutiques plus importants. De plus, elle a l’avantage de reposer sur une ingénierie génétique stable. Les monocytes ont non seulement la capacité de tuer directement les cellules tumorales via la phagocytose, mais aussi de sécréter des facteurs solubles qui peuvent à leur tour attirer d'autres cellules immunitaires. Celles-ci peuvent à leur tour rendre l'environnement de la tumeur plus accessible aux cellules « Natural Killer » du système immunitaire (sous-catégorie de lymphocytes, proches des lymphocytes T, qui ont un rôle cytotoxique). Une meilleure compréhension du mécanisme peut également contribuer à l'avenir au développement de méthodes thérapeutiques encore plus efficaces.

Procédures

Dans les trois procédures, nous visons à évaluer l’effet d’un traitement cellulaire sur la progression tumorale, par différentes étapes : A. Plusieurs lots (un par lignée tumorale) d’animaux vigiles recevront une injection de cellules tumorales par voie intraveineuse ou par voie intra-péritonéale (durée du geste inférieure à 30 sec, 1 fois au cours de l’expérience), puis 4 jours après cette injection, les animaux seront anesthésiés pour être imagés. Ces imageries seront renouvelées tous les 2 jours pendant 2 semaines (durée de l’anesthésie : 15 min). 15 minutes avant chaque session d’imagerie, les animaux recevront une injection intrapéritonéale (durée du geste inférieure à 10 sec). Cela afin de comparer la cinétique de progression des différentes lignées tumorales. B. D’autres lots d’animaux vigiles recevront les cellules thérapeutiques par voie intraveineuse (durée du geste inférieure à 30 sec). 3 heures après cette injection, les animaux seront anesthésiés pour être imagés. Ces imageries seront renouvelées tous les 2 jours pendant 2 semaines (durée de l’anesthésie : 15 min). 15 minutes avant chaque session d’imagerie, les animaux recevront une injection intrapéritonéale (durée du geste inférieure à 10 sec). Cela afin de déterminer la localisation et la persistance des cellules. C. D’autres lots d’animaux vigiles recevront une injection de cellules tumorales par voie intraveineuse ou par voie intra-péritonéale (durée du geste inférieure à 30 sec, 1 fois au cours de l’expérience), puis 4 jours après les animaux vigiles recevront un traitement par voie intraveineuse (durée du geste inférieure à 30 sec). 3 heures après cette injection, les animaux seront anesthésiés pour être imagés. Ces imageries seront renouvelées tous les 2 jours pendant 2 semaines (durée de l’anesthésie : 15min). 15 minutes avant chaque session d’imagerie, les animaux recevront une injection intrapéritonéale (durée du geste inférieure à 10 sec). Cela afin de déterminer l’efficacité de notre traitement sur la croissance tumorale.

Impact sur les animaux

Nous nous attendons à un stress et à une douleur minimale au moment des injections, mais nous nous efforçons de les maintenir à un niveau aussi bas que possible grâce à une manipulation professionnelle. L'un des effets attendus de ces essais est l'apparition de GvHD au cours de certains protocoles. La "Graft versus Host Disease" est une maladie dans laquelle les cellules immunitaires humaines transplantées attaquent le corps de l'hôte, ce qui entraîne des symptômes tels que la perte de poids et la perte de poils. Dans le cas des greffes de tumeurs, les animaux développeront des tumeurs pulmonaires ou dans le péritoine, en fonction de la voie d’injection. Ces effets se manifesteront de façon croissante au cours de l’expérience. Les nuisances attendues lors de l’administration de cellules tumorales par voie intraveineuse ou intrapéritonéale seront celles liées à l’injection elle-même (gêne de courte durée).

Devenir

A la fin de chaque procédure, les animaux seront mis à mort pour des analyses post mortem sur des organes ex vivo.

Remplacement

Les approches thérapeutiques décrites dans ce projet, avec des lymphocytes T et monocytes modifiés, ont déjà été évaluées in vitro à l’aide de méthodes alternatives telles que la coculture en 2D et la coculture 3D formant des sphéroïdes qui nous ont permis de sélectionner les meilleurs candidats prometteurs pour une efficacité contre les cellules tumorales. De plus, ces techniques in vitro nous ont également permis de mieux comprendre certains mécanismes d’action des monocytes modifiés. Néanmoins, malgré le développement de méthodes alternatives in vitro auxquelles le laboratoire a eu recours (coculture en 2D, coculture en 3D) l’utilisation du modèle animal reste indispensable pour la suite du projet avant d'envisager une application clinique chez l'homme en thérapie cellulaire. Une étape passant par un système plus physiologique représentant un organisme vivant intégré est nécessaire. Cette étape est indispensable pour tester les mécanismes de régulation et d’action, ainsi que la toxicité éventuelle de cette thérapie cellulaire.

Réduction

En nous basant sur notre expérience dans le domaine de l'immunothérapie, nous pouvons déjà nous appuyer sur quelques résultats. Les expériences de croissance des lignées de cellules tumorales in vivo, en particulier, ont été récemment établies dans notre institut et nous utilisons ces connaissances pour planifier nos expériences. Nous savons également que nous pouvons nous attendre à une croissance homogène des lignées de cellules tumorales in vivo, ce qui nous permet de limiter à 6 ou 8 le nombre de souris par groupe d'expériences selon l’objectif des expériences. Nous observons la croissance des tumeurs dans l'abdomen à l'aide d'un système d'imagerie in vivo, ce qui nous permet de garder les animaux sous surveillance pendant toute la durée de l'expérience. Néanmoins, nous allons travailler avec des cellules sanguines humaines primaires, ce qui entraîne souvent une grande variabilité. C'est pourquoi il est indispensable de répéter les expériences au moins trois fois avec des donneurs différents afin de pouvoir prouver les résultats de manière statistique. Le nombre de souris par groupe est ajusté au minimum selon que ce sont des expériences de mise au point ou des expériences de test d'efficacité de traitements afin que les résultats obtenus puissent présenter une puissance statistique suffisante.

Raffinement

Afin d’assurer le bien-être des animaux, ils auront une période d’acclimatation d’une semaine afin de s’habituer à leur nouvel environnement. Nous surveillerons régulièrement leur état général. Les lignées cellulaires tumorales qu’on utilisera expriment la luciférase, ce qui permet de suivre la croissance tumorale par bioluminescence qui sera faite deux fois par semaine. Une corrélation entre le niveau de bioluminescence pour chaque lignée cellulaire utilisée et l’état général des souris (évalués à l’aide de la grille de score jointe) sera faite, afin de s’assurer que les tumeurs ne dépassent pas un niveau maximal de bioluminescence et éviter le mal-être des animaux. Nous pèserons également les souris pour s’assurer qu’il n’y ait pas de perte de poids ou prise de poids anormale traduisant un mal-être. Nous travaillons avec des personnes ayant une grande expérience avec les souris et reconnaissant rapidement les comportements et signes de douleur et d’inconfort. Nous agirons en fonction de la grille de score jointe au document. Des soins complémentaires seront apportés si nécessaire tels que des compléments alimentaires.

Choix des espèces

La souris est une espèce de choix pour les expériences menées en recherche de thérapeutique du cancer et elle a depuis longtemps servi à l'étude de thérapies antitumorales, notamment parce que la physiologie de la souris est proche de celle de l'Homme. La souris est aussi le modèle de choix en immunologie du fait de la forte similitude des systèmes immunitaires humains et murins, et de la disponibilité de souches murines parfaitement définies. La connaissance complète du génome murin permet d'utiliser de nombreux outils bien caractérisés, dont les souris génétiquement modifiées pour des protéines spécifiques permettant d'identifier des cibles précises pour la thérapie. Les souris seront utilisées à l'âge adulte (entre 6 et 10 semaines) afin que les souris aient fini leur croissance, et que les résultats ne soient pas affectés à cause de modifications dues à un âge trop avancé des animaux. De plus, cet âge est adapté pour générer des modèles de tumeurs par la greffe de lignées de cellules tumorales. Pour chaque protocole expérimental on utilisera des groupes d’animaux d’âge identique.

Anesthésiés cinq minutes, amputés d'un morceau de nageoire caudale, puis isolés jusqu'à trois jours pour le génotypage, 910 poissons zèbres subissent des procédures d'un niveau de souffrance modéré. D'autres reçoivent une injection de cellules cancéreuses sous anesthésie, au stade larvaire, et sont tués au plus tard huit jours après la fécondation. Le porteur écrit avoir réduit à dix le nombre de poissons reproducteurs, tout en prévoyant qu'un grand nombre d'œufs sera produit puis trié avant cinq jours. Les poissons retenus pour perpétuer les lignées sont gardés en vie jusqu'à un an et demi, puis mis à mort.

Objectifs

La communication intercellulaire est indispensable pour réguler les grandes fonctions de l’organisme. Récemment, une nouvelle voie de communication prend une place croissante dans la plupart des processus physiopathologiques : les vésicules extracellulaires. Ces vésicules de 100nm à 1µm sont relarguées par tous les types cellules dans tous les organismes. Leurs propriétés ouvrent de nouvelles perspectives, aussi bien du point de vue fondamentale que thérapeutique, notamment dans leur utilisation comme marqueurs ou véhicules thérapeutiques. Ces vésicules sont impliquées dans la progression des cancers mais leur étude se fait principalement in vitro, du fait que leur taille limite leur étude et utilisation in vivo. Pour répondre à ce besoin, nous avons développé un modèle de poisson zèbre qui permet de suivre ces vésicules en temps réel, à l’échelle de la vésicule unique par imagerie. L’utilisation du poisson zèbre apparait maintenant comme une solution incontournable pour étudier les vésicules dans la communication entre la tumeur et son micro-environnement, dans une situation la plus physiologique possible que ne permet pas les études in vitro. Notre projet aura pour but de générer différentes lignées transgéniques pour suivre ces vésicules et manipuler leur production et leur ciblage, en exprimant de façon stable des constructions d’ADN modifié. Nous pourrons alors étudier la communication médiée par ces vésicules entre différents types cellulaires et entre ces types cellulaires, des cellules cancéreuses greffées dans les larves obtenues à partir de ces lignées. L’évolution et le maintien de ces lignées seront suivis afin de parer à l’éventuelle apparition de phénotypes dommageables. Pour cela, une observation macroscopique quotidienne sera réalisée dès la microinjection, puis une vérification du génotype sera réalisée à partir du deuxième mois. Par la suite, pour perpétuer ces lignées, une sélection d’animaux reproducteurs sera réalisée après maturité sexuelle qui apparait vers 3 mois. Ces lignées permettront ensuite de caractériser les propriétés biologiques et fonctionnelles des vésicules in vivo en temps réel, dans des protocoles expérimentaux effectués dans des embryons de moins de cinq jours post fertilisation. Ce projet permettra alors une meilleure compréhension de la biologie des vésicules, notamment sur leur rôle dans la propagation des cancers et plus particulièrement dans le cancer de la prostate ou le cancer cérébral (glioblastome).

Bénéfices attendus

La création de ces nouvelles lignées contribuera à une meilleure compréhension de la biologie des vésicules extracellulaires chez l’animal et fournira des données cruciales sur leur rôle dans la progression tumorale in vivo dans un contexte physiologique (flux sanguin, barrière biologique). Nos études sur les embryons de poisson zèbre permettront également d’établir cet organisme modèle comme un modèle préclinique pour tester in vivo le potentiel thérapeutique notamment en tant que véhicules thérapeutiques dans le cadre des cancers.

Procédures

Prélèvement de morceau de nageoire caudale, en une fois, sous anesthésie pendant 5 minutes. Isolement pour génotypage, en une fois, pendant 3 jours maximum. Injection de cellules, en une fois, sous anesthésie pendant 5 minutes.

Impact sur les animaux

D’après la littérature, aucun phénotype dommageable n’est attendue par l’expression de nos constructions. Bien que peu probable, le ou les phénotypes dommageables pourront se traduire par : l’apparition de malformations de l’animal au cours de son développement (tératogenèse), la formation d’œdème, ou une altération du comportement. Les seules nuisances attendues seront le stress de l’anesthésie, la douleur liée au prélèvement pour le génotypage.

Devenir

A la fin de la procédure 1, les animaux seront toujours utilisés notamment pour maintenir leur lignée et donc perpétuer les futures générations. Cependant, les animaux seront gardés en vie jusqu’à leur un an et demi, après cela, ils seront mis à mort. En ce qui concerne la deuxième procédure, les animaux seront mis à mort après observation de la propagation ou progression des cellules injectées (maximum 8 jours post-fécondation).

Remplacement

Ce projet repose sur la création de nouvelles lignées transgéniques de poissons zèbres pour l’étude du comportement des vésicules extracellulaire en temps réel chez un organisme vivant. En ce sens, aucune méthode de remplacement in vitro n’est possible pour cette question.

Réduction

Dans le but de réduire et selon des calculs de puissance ainsi que des différentes observations concernant le taux d’intégration d’ADN modifié et le pourcentage de survie de nouveaux descendants en général, nous estimons et avons réduit le nombre de poissons à 10, de manière à toujours avoir 90% de chance d’obtenir des différences significatives, bien que la morbidité et viabilité de ces nouvelles lignées transgéniques restent encore inconnues. Dans le but d’obtenir ces 10 poissons, il faut prendre en compte ces différents paramètres de viabilité et morbidité, ainsi théoriquement, un grand nombre d’œufs seront générés, mais seront triés avant les 5 jours post-fertilisation, pour leur expression de l’ADN injecté, de manière à réduire le nombre de poissons nécessaires. Dès l’obtention des 10 poissons avec autant de mâles que de femelles, le génotypage sera stoppé. Dans le cadre des greffes, nos études utilisent des approches de microscopie qui limitent le nombre de poissons à une dizaine de larves de 6 à 8 jours post-fertilisation par expérience.

Raffinement

Afin d’améliorer la qualité de vie des animaux, nous porterons une attention toute particulière à l’apparition très peu plausible de phénotypes dommageables. Nous effectuerons un enrichissement de milieu, notamment par l’utilisation d’un fond imagé lors des accouplements, mais également par l’approvisionnement en plancton une fois par jour, en fonction de la production de plancton au sein de l’animalerie. De la même manière, afin de limiter la souffrance et/ou stress de l’animal lors du prélèvement de nageoire pour le génotypage, un analgésique et un anesthésique seront utilisés. Nous veillerons également à réduire au minimum la quantité du prélèvement, pour cela nous prélèverons un morceau de 1mm au niveau de la nageoire caudale. Un système d’hébergement spécifique au génotypage sera également mis en place et relié au système aquatique, de manière, à ce que les poissons soient séparés les uns des autres mais qu’ils puissent se voir au travers de parois transparentes et bénéficie des mêmes conditions (alimentation en eau donc en oxygène continue) que les poissons hébergés dans le système aquatique. De plus, le temps d’isolement sera le plus court possible, c’est-à-dire le temps de la réalisation des techniques de génotypage, soit maximum 3 jours.

Choix des espèces

Le poisson zèbre est un modèle animal où son développement rapide et en dehors de leur mère permet de réaliser facilement des manipulations génétiques pour l’obtention de lignées dont le génome a été modifié. Du fait de la transparence des embryons, l’observation des organes internes à l’échelle de l’organisme entier est facilitée. Cette caractéristique ainsi que la taille de ce modèle sont un grand avantage pour la visualisation des vésicules extracellulaires (notamment dans les fluides biologiques) et de leur interaction avec des tissus récepteurs. Les poissons seront utilisés jusqu’à leur un an et demi de manière à pouvoir vérifier le génotype de ces poissons, à partir de leur deuxième mois, lorsqu’ils auront une taille suffisamment grande ; mais également pour perpétuer les lignées dont le génome a été modifié, par reproduction sexuée.

Pour tester si la perte d'action de l'insuline dans l'intestin fragilise la barrière intestinale, 816 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Selon les groupes, chaque souris subit un jeûne de quatorze heures, de deux à neuf contentions de trente secondes pour jusqu'à sept gavages, un prélèvement de sang et une ou deux injections, le prélèvement final se faisant sous anesthésie. Le porteur envisage, dans les modèles d'inflammation ou d'infection intestinale, des poils hérissés, une léthargie, une ataxie, des tremblements, des diarrhées et des saignements rectaux. Le bénéfice annoncé, concevoir des stratégies préventives et thérapeutiques, reste une hypothèse, là où les jeûnes et les gavages sont déjà planifiés.

Objectifs

L’intestin exerce trois fonctions principales, qui sont cruciales pour le maintien de l’homéostasie : i) la digestion et l’absorption des nutriments ii) la production de messages circulants et iii) un rôle de barrière contre l'entrée de substances toxiques ou de micro-organismes dans le corps. Bien que la perte d'étanchéité intestinale et le passage consécutif de produits bactériens dans le sang aient été proposées comme un des facteurs participant à l'inflammation chronique qui accompagne l'obésité et le diabète, les mécanismes à l’origine des défauts d’intégrité intestinale lors de ces pathologies demeurent mal compris. Dans ce contexte, l’objectif de ce projet est d’évaluer si la perte d'action de l’insuline, une caractéristique du diabète, conduit à une altération de la fonction barrière de l'intestin et une susceptibilité accrue à l'inflammation intestinale.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu de ce projet est la mise en évidence que la perte d'action intestinale de l'insuline contribue à l'hyperperméabilité et au risque accru d'inflammation ou d'infection intestinales au cours du diabète. Ce projet identifiera à la fois les cellules cibles impliquées et les mécanismes intracellulaires permettant l'action de l'insuline dans l'épithélium intestinal, ce qui est essentiel pour la conception de stratégies préventives et thérapeutiques.

Procédures

Sur animaux vigiles : 240 animaux (1 mise a jeun de 14h, 2 à 7 contentions de 30 secondes pour 0 à 5 gavages de produit, 1 prélèvement de sang et 1 injection de produit), 216 animaux (1 mise a jeun de 14h, 3 à 8 contentions de 30 secondes pour 0 à 5 gavages de produit, 1 prélèvement de sang et 2 injections de produit), 144 animaux (2 mises à jeun de 4h, 1 mise a jeun de 14h, 4 à 9 contentions de 30 secondes pour 2 à 7 gavages de produit, 1 prélèvement de sang et 1 injection de produit), 216 animaux (1 mise à jeun de 4h, 1 mise a jeun de 14h, 3 à 8 contentions de 30 secondes pour 1 à 6 gavages de produit, 1 prélèvement de sang et 1 injection de produit). Sur animaux anesthésiés : 816 animaux (un prélèvement sanguin, 30 secondes par souris).

Impact sur les animaux

Aucune des lignées d'animaux génétiquement modifiés ne présente de caractère dommageable. Il y a un stress lors de l’anesthésie, de la contention et des injections. Concernant les modèles d'inflammation intestinale ou d’infection par un pathogène intestinal, l’apparition de signes généraux de souffrances (tels que poils ébouriffés ou hérissés, perte de poids, écoulement des yeux, léthargie, dos courbé, ataxie, tremblement, diarrhées et saignements rectaux) est envisageable.

Devenir

Les animaux seront mis à mort en vu de prélevements de sang et d'organes pour des analyses ultérieures.

Remplacement

Les modèles animaux seront développés dans le but d'obtenir des modèles de pathologies métaboliques (diabète) et inflammatoires (inflammation intestinale, infections entériques), qui reposent sur des phénomènes complexes et faisant intervenir de nombreux dialogues inter-organes. Ces modèles seront utilisés quand les questions soulevées par le projet ne pourront pas être résolues par des systèmes de culture in vitro car ils permettent d'obtenir une représentation de systèmes biologiques impossibles à étudier directement chez l'Homme. Cependant, dans des études préliminaires, nous avons utilisé des systèmes de culture à partir de fragments intestinaux pour démontrer que la perte d'action de l'insuline altère certaines fonctions propres à l'épithélium intestinal.

Réduction

L'étude statistique permettant de calculer au plus juste le nombre d'animaux sera réalisée avec un logiciel approprié. La "significativité" des résultats sera évaluée par des tests adaptés à la comparaison de deux groupes ou plus. De plus, pour caractériser la réponse de l’intestin à l’insuline, nous avons utilisé une technique qui nécessitant pas de traitement sur animaux vigiles et permettant d’étudier plusieurs parties de l’intestin et l'effet de plusieurs traitements à partir d’une seule souris, réduisant ainsi considérablement le nombre de souris.

Raffinement

La durée et dose des traitements seront réalisées selon les protocoles préétablis. Les animaux disposent de nourriture et d’eau ad libitum. Le milieu est enrichi à l’aide de coton de nidification et de petite maison. Nous nous efforçons à chaque instant de raffiner nos procédures (analgésiques, anesthésiques) afin de garantir le bien-être des animaux en cours de procédure grâce à une surveillance attentive et des soins adaptés. L’application des points limites établis (apparence, mobilité, comportement, changement de poids, suivi post- opératoire) pour chaque procédure de ce projet sera effectué.

Choix des espèces

La souris est un modèle de choix pour les études ayant attrait à la caractérisation de pathologies métaboliques et inflammatoires. Seule cette espèce possède des modèles présentant une délétion spécifique du récepteur de l'insuline dans des tissus d’intérêt, permettant ainsi la caractérisation de l'action de l'insuline au cours de ces pathologies. Les souris utilisées seront âgées de 8 semaines. Nous avons choisi de travailler sur des souris adultes afin qu’elles aient un tractus intestinal totalement mature.

Les souris utilisées portent une mutation du gène Stim1 qui abîme progressivement leurs muscles et y fait apparaître des agrégats tubulaires. 160 d'entre elles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Identifiées par biopsie de l'oreille à 21 jours, elles passent ensuite six mois séparées de leurs congénères, une partie avec une roue d'exercice, un isolement que le porteur présente comme compensé par l'enrichissement de la cage. À huit ou douze mois selon le protocole, elles sont tuées pour prélever leurs muscles.

Objectifs

Les myopathies sont des maladies touchant les muscles squelettiques. Certaines d’entre elles sont d’origine génétique. Chez l’Homme, certaines mutations du gène Stim1 conduisent au développement d'atrophie musculaire des muscles proximaux chez l'Homme avec la présence d'agrégats tubulaires dans les fibres musculaires. Les souris porteuses de mutations sur Stim1 à l’état hétérozygote présentent une atteinte musculaire très progressive. Au fil du temps, la présence d’agrégats tubulaires est détectée dans les muscules des souris mutantes. Plusieurs publications récentes ont démontré l'intérêt de faire pratiquer une activité physique volontaire chez les souris myopathes pour diminuer les atteintes musculaires. Nous voulons donc tester l'activité motrice volontaire et voir son effet pour améliorer le phénotype histologique de ces souris. Les souris seront analysées à la fin de leur entrainement pour voir si l'histologie musculaire est préservée et si les paramètres métaboliques sont restaurés à la normale.

Bénéfices attendus

Les bénéfices de ce travail seront principalement pour les patients atteints de ce type de myopathie. En effet si notre hypothèse s’avère valide l'activité physique même modérée va pouvoir éviter la dégénérescence des fibres musculaires observée chez les patients et offrir une thérapie potentielle chez les patients.

Procédures

Les animaux âgés de 21 jours seront identifiés par biopsie à l'oreille. Par la suite, ils seront uniquement soumis à un isolement tactile de leurs congénères durant une durée de 6 mois. Certains animaux âgés de 12 mois pourraient présenter des faiblesses musculaires modérées sans impact sur la qualité de vie.

Impact sur les animaux

Les animaux seront soumis à un protocole volontaire pour l'exercice physique le traitement ne devrait pas entrainer d'effet indésirable. Les souris n’ayant pas accès à la roue d’exercice développeront elles les atteintes musculaires histologiques progressives qui ne devraient pas entrainer de phénotype clinique délétère. L’isolement que nous devrons mettre en place pour l’activité locomotrice, qui pourra être considéré comme une nuisance sera compensé par un environnement enrichi. La présence dans les cages de la roue est un enrichissement important.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de l'étude afin de prélever les tissus musculaires et faire des analyses histologiques et moléculaires.

Remplacement

Les premières étapes de notre projet ont consisté à étudier un modèle in vitro de formation des aggrégats tubulaires dans des cellules musculaires. Malheureusement, l’approche thérapeutique envisagée passe par une activité musculaire cette activité locomotrice ne peut se faire que sur un modèle in vivo. Les souris génétiquement altérées mimant la mutation retrouvée chez les patients est un bon modèle pour développer les approches thérapeutiques.

Réduction

Afin de réduire au strict minimum le nombre d’animaux utilisés dans notre projet, nous utiliserons une approche statistique nous permettant de définir qu'il nous faut au moins 17 souris par groupe. Afin de faire face à d’éventuelles pertes d’animaux ou incidents techniques, nous avons augmenté ce nombre de 15%, nous arrivons à un total de 20 souris par groupe maximum.

Raffinement

Dès la naissance des animaux dans notre établissement utilisateur, nous porterons une attention au bien-être animal. Avant d'entrer en procédure, les animaux seront hébérgés par groupe de 5. L’environnement sera enrichi en fonction des préférences des animaux à l’aide de bandelettes de kraft ou de dômes en carton.Afin de limiter les manipulations et le stress des animaux, le prélèvement de tissus pour la réalisation du génotypage sera couplé au geste d’identification (biopsie à l’oreille). Les animaux seront hébergés seul lors de la procédure mais avec un double enrichissement (dome et/ou kraft + roue) et maintiendront un contact olfactif, visuel et auditif avec leurs congénères.La manipulation des animaux sera faite par des personnes compétentes et sensibilisées à la contention à faible stress (mains en coupelles et tunnels). Le modèle que nous allons utiliser a été caractérisé d’un point de vue phénotypique. Nous connaissons l’âge d’apparition de signe de souffrance ou de détresse qui est très tardif. Nous allons étudier les animaux avant l’apparition des signes cliniques, impactant le bien être des animaux. Les points limites nous permettront de limiter au strict miminum l’apparition de souffrance.

Choix des espèces

L’anatomie et la fonction des muscle squelettiques sont proches des muscles humains. Les souris génétiquement modifiées sont de bons modèles d’étude des atteintes du système neuromusculaire, de leurs physiopathologies et de leurs causes génétiques. Les animaux seront suivis de la naissance jusqu'à leur mise à mort à la fin du projet (8 mois ou 12 mois selon le protocole)

Infectées sous anesthésie par Mycobacterium abscessus, puis soumises pour certaines à une ou deux injections quotidiennes d'antibiotiques pendant dix jours, 2 320 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Toutes sont tuées, au plus tard trente jours après l'infection, pour mesurer la charge bactérienne dans leurs organes. Le porteur écrit que la bactérie persiste plusieurs semaines "sans donner de signes de maladie", et décrit par ailleurs des injections répétées susceptibles de provoquer un grattage, une inflammation locale ou une plaie. Il ajoute que l'impact de ces injections sur le bien-être des souris sera évalué au cours de deux expériences préliminaires, menées sur des souris elles aussi injectées.

Objectifs

Mycobacterium abscessus est une bactérie responsable d'infections chroniques et de la détérioration des poumons chez les patients atteints de mucoviscidose ou d’autres affections pulmonaires. L'éradication de cette bactérie est extrêmement difficile car elle est résistante à un large éventail d'antibiotiques. Le traitement de la maladie pulmonaire causée par cette bactérie nécessite l'administration à long terme de plusieurs antibiotiques, ce qui entraîne des effets indésirables graves. Cependant, même les antibiotiques cliniquement pertinents ne sont pas très efficaces et l'infection à Mycobacterium abscessus est toujours considérée comme une maladie chronique incurable pour la plupart des patients, ce qui souligne le besoin urgent de développer des stratégies thérapeutiques alternatives. Au-delà de la résistance, nous émettons l'hypothèse que la tolérance aux antibiotiques, c’est-à-dire la capacité à survivre aux antibiotiques pendant une période de temps plus ou moins longue, contribue également aux mauvais résultats du traitement des infections à Mycobacterium abscessus. La tolérance est un phénomène adaptatif en réponse à des conditions de stress environnemental. Plusieurs études chez différents pathogènes bactériens ont établi que la tolérance aux antibiotiques a des implications cliniques importantes dans la gestion des infections chroniques, car elle contribue à allonger la durée du traitement antibiotique, à l'échec du traitement et à la rechute des infections chroniques, et à l'émergence de mutations conférant la résistance aux médicaments. Cependant les fonctions et adaptations qui contribuent à la tolérance aux antibiotiques chez Mycobacterium abscessus restent largement méconnues. Ce projet s’inscrit dans ce contexte et vise 1) à identifier les fonctions et adaptations bactériennes qui favorisent la tolérance aux antibiotiques chez cette bactérie lors de l’infection, 2) à tester si les traitements antibiotiques in vitro et chez les patients sélectionnent des bactéries qui survivent mieux aux antibiotiques et si ces bactéries ont un comportement différent chez l’hôte, et 3) à évaluer si bloquer les fonctions contribuant à la tolérance augmentent l’efficacité des traitements in vivo.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d'acquérir de nouvelles connaissances scientifiques sur la tolérance aux médicaments chez Mycobacterium abscessus et le lien entre la tolérance et la persistance chez l’hôte traité ou non-traité. Les résultats attendus devraient également fournir des informations sur l'effet synergique de la réponse immunitaire et des antibiotiques sur des souches recombinantes de Mycobacterium abscessus altérées pour la tolérance aux médicaments. Ces résultats pourraient ouvrir de nouvelles perspectives thérapeutiques intéressantes contre les infections mycobactériennes dans le but de réduire leur durée.

Procédures

Tous les animaux seront anesthésiés avant d’être infectés (durée 2 à 3 minutes). Les bactéries utilisées persistent dans les organes pendant quelques semaines sans donner de signes de maladie chez les animaux infectés. La durée de l'expérience n’excèdera pas 30 jours. Certains groupes d'animaux recevront quotidiennement une ou deux doses d’antibiotiques administrée(s) par injection sur des animaux vigiles (durée 1 minute) pendant une durée maximale de 10 jours.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables sur les animaux sont attendus à deux niveaux dans nos expériences: 1) lors de l’anesthésie et de l’infection des animaux, et 2) lors des traitements antibiotiques (effets secondaires). Pour le 1er niveau, il s’agit de nuisances modérées (piqûre et contention) d’une durée d’environ 1 min/injection. Enfin, concernant les antibiotiques, les animaux subiront une ou deux injections quotidiennes (1min/injection) pendant 10 jours. Si plusieurs antibiotiques sont utilisés, ils seront injectés en même temps dans 1 injection. L’impact de ces injections sur le bien-être des animaux sera évalué lors d’expériences préliminaires mais les injections répétées pourraient conduire à un grattage, une inflammation locale ou une plaie. Le niveau attendue de ces nuisances est modéré.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort pour évaluer la charge bactérienne dans différents organes.

Remplacement

Les modèles cellulaires ne permettent pas à l’heure actuelle de rendre compte de la totalité des étapes de l’infection d’un hôte par les mycobactéries pathogènes, tel que Mycobacterium abscessus. Ainsi il n’existe aucun modèle cellulaire pertinent pour l’étude des phases tardives de l’infection telles que la persistance ou la transmission et pour l'étude de la réponse bactérienne aux stress rencontrés dans celles-ci. Le modèle animal est donc incontournable à l’heure actuelle. Dans ce contexte, le modèle animal le plus couramment utilisé est le modèle souris. Ce modèle reproduit notamment au niveau immunologique bon nombre des observations faites chez l’homme.

Réduction

Les différentes phases du projet seront suivies de décisions de poursuite ou d’arrêt de l’étude en fonction des résultats. Nos expériences antérieures nous ont fourni des indications sur la taille des lots d’animaux à respecter pour obtenir en première intention des résultats statistiquement significatifs. Toutes les expériences impliquant des animaux font l’objet d’un protocole expérimental écrit et validé par le responsable de l’animalerie. Nous utilisons des lots d’animaux homogènes pour réduire la variabilité.

Raffinement

Des mesures seront prises pour réduire au minimum les nuisances: anesthésie et analgésie lors de l’infection, limitation au minimum des temps de contention lors de l'infection et des injections d’antibiotiques, surveillance accrue après chaque geste, mise en place d'une grille de scoring et de points limites précoces. Pour l’expérience impliquant une injection quotidienne d’antibiotique, nous réaliserons deux expériences préliminaires pour évaluer le stress et la contrainte sur les animaux. Au cours de ces expériences préliminaires, nous déterminerons le temps le plus précoce auquel un effet des antibiotiques est détecté. Un suivi particulier des animaux sera réalisé pour évaluer les nuisances associées à ces injections et d’éventuelles réactions secondaires : inflammation locale, grattage, plaie. Les injections seront réalisées en alternance sur 4 sites des flancs avec des seringues à insuline. En première intention, les injections seront réalisées sur animaux vigiles (rapidité et absence d’hypothermie). En cas de stress important des animaux, nous pourrons utiliser un anesthésique.

Choix des espèces

Pour notre projet visant à étudier la persistance en présence ou absence d’antibiotiques, la souris constitue le modèle de choix en raison i) de l'existence et de l'excellente caractérisation des fonds génétiques de résistances variables à la pathologie, ii) du fort degré de convergence avec les paramètres de l'immunité protectrice chez l'homme, iii) de la prédominance des outils d'analyse (réactifs immunologiques disponibles) par rapport aux autres espèces envisageables. Pour ces raisons, le modèle souris est généralement le modèle utilisé en première intention dans les études précliniques. Dans cette étude, notre laboratoire utilisera une lignée de souris qui présente une bonne résistance à l’infection par Mabs mais dans laquelle le pathogène peut persister pendant plusieurs semaines. Nous n’utiliserons pour ce projet que des souris adultes et, si possible, par soucis d’homogénéité, âgées entre 6 et 10 semaines. L’objectif est que les souris aient un système immunitaire mature et que les groupes soient homogènes en âge.

L'objet déclaré est d'immuniser des souris pour en tirer des anticorps monoclonaux à usage recherche ou thérapeutique, à raison de cinquante études sur cinq ans. 1 250 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent jusqu'à cinq administrations d'antigène et quatre d'ARNm, plus des microprélèvements de sang jusqu'à deux fois par jour, avec pour effets annoncés des poils hérissés, une perte de poids transitoire et une modification du comportement. Celles dont la réponse immunitaire est jugée "satisfaisante" sont tuées pour prélever leurs organes lymphoïdes, les autres sont tuées aussi.

Objectifs

L’objectif de ce projet consiste à immuniser des souris avec un antigène (peptide/protéine, plasmide, cellule ou vésicule) et/ou de l’ARNm transcrit in vitro (IVT) afin d’obtenir, in fine, des anticorps monoclonaux à usage recherche ou thérapeutique. Ces anticorps pourront devenir des candidats médicaments pour de la thérapie humaine ou des outils pour développer des méthodes analytiques nécessaires pour les études en oncologie.

Bénéfices attendus

Ces dernières années, les anticorps monoclonaux sont devenus de plus en plus importants dans de nombreux domaines et particulièrement dans celui de la thérapie humaine. Ces molécules émergent de plus en plus dans le domaine de l’immuno-oncologie afin de traiter les patients atteints de nombreux types de cancer différents. Les bénéfices susceptibles de découler de ce projet sont la génération de potentiels candidats médicaments pour de l’immunothérapie ainsi que d’outils de développement de méthodes analytiques, nécessaires à un projet scientifique.

Procédures

• Sur animal vigile : Administration de l’antigène (5 fois maximum hebdomadairement ou quinzomadairement, 15 s) ; Administration de l’ARNm (4 fois maximum hebdomadairement, 15 s) ; Microprélèvement de sang (maximum 2 fois /jour, 30 s). • Sur animal anesthésié (anesthésie gazeuse) : Prélèvement de sang (4 fois maximum, 30 s) ; Administration de l’antigène (1 injection, 15 s) ; Administration de l’ARNm (4 fois maximum hebdomadairement, 15 s).

Impact sur les animaux

Stress et douleur légère lors de l’administration de l’antigène. Stress et douleur légère lors de l’administration de l’ARNm. Possibilité d’effets indésirables légers et/ou modérés liés à l’injection de l’antigène ou de l’ARNm : Poils hérissés, modification temporaire du comportement, perte de poids transitoire.

Devenir

Les animaux présentant une réponse immunitaire « satisfaisante », contre l’antigène d’intérêt, seront mis à mort pour la collecte des organes lymphoïdes. Ces derniers permettront, par la suite, la production in vitro des anticorps monoclonaux. Les animaux non-prélevés seront, quant à eux, euthanasiés afin de limiter les nuisances sur leur bien-être et éviter tout effet indésirable à long-terme. En cas d’atteinte de point limite justifiant l’euthanasie en cours d’étude, les animaux seront également mis à mort.

Remplacement

La génération d’anticorps est un mécanisme complexe issus d’une réponse immunitaire spécifique et adaptative à un antigène. Il nécessite l’interaction entre plusieurs types de cellules immunitaires et permet ainsi d’aboutir à un anticorps de qualité dont la spécificité et la sélectivité sont généralement supérieures à un anticorps généré à partir de banques synthétiques. En effet, ce dernier nécessite une étape secondaire in vitro qui ralentit le développement des candidats médicaments de plusieurs mois et donc l’offre thérapeutique aux patients. Bien que ne garantissant pas la développabilité future d’anticorps, la génération d’un anticorps in vivo augmente les probabilités de réussite et permet de générer des candidats dont la séquence ne serait pas présente avec une banque synthétique, par définition plus restreinte. Par ailleurs, dans le cas où la production d’anticorps nécessite le développement d’hybridomes murins ou l’utilisation de protéine purifiée, il n’est pas possible d’utiliser de méthode alternative. C’est pourquoi, l’utilisation d’animaux reste, à ce jour, indispensable à la production de nos anticorps.

Réduction

En se basant sur les données de la littérature et notre expérience, 5 souris maximum par stratégie d’immunisation seront utilisées. Plusieurs stratégies d’immunisation pourront être menées pour une même cible. Les volumes de prélèvement de sang sont limités pour obtenir la quantité minimale strictement nécessaire pour la réalisation des analyses. Ceci permet de prélever plusieurs fois un même animal, dans la limite des règles d’éthique et limiter ainsi le nombre d’animaux par étude. Un maximum de 50 études sera mené sur 5 ans. Le projet n’implique pas d'analyse statistique, et repose uniquement sur la présence ou non d’anticorps chez les animaux. Une fois l’étape de génération de l’anticorps in vivo chez l’animal effectuée, les organes d’intérêt seront prélevés et la production d'anticorps sera entièrement réalisée dans des systèmes de production cellulaire in vitro.

Raffinement

Les souris seront hébergées en groupes sociaux, avec un minimum de 2 enrichissements de milieu. Dans le cas où une souris doit être maintenue seule (agressivité, euthanasie de ses congénères) un enrichissement supplémentaire sera ajouté dans la cage. Les souris seront hébergées dans des « zones protégées » dont les conditions d’environnement et d’hygiène sont contrôlées (barrière aseptique) pour éviter toute contamination et assurer ainsi le maintien de leur statut sanitaire. Le volume et la fréquence des prélèvements de sang suivront strictement les recommandations émises par la Structure chargée du Bien Être des Animaux (SBEA). En fonction du site de prélèvement, ils seront réalisés sous anesthésie gazeuse associée à un analgésique local. Certaines injections pourront être réalisées sous anesthésie gazeuse et la taille des aiguilles utilisées lors des injections sera la plus petite possible afin de limiter la douleur. Des points limites précoces relatifs à l’apparence/comportement de l’animal ainsi qu’à la perte de poids seront suivis et évalués de manière précise, tout au long de l’étude, grâce à un tableau de scoring. Ils pourront justifier la mise en place d’enrichissement supplémentaire, d’une surveillance accrue ou l’euthanasie de l’animal. Le poids des animaux sera suivi au minimum 1 fois/semaine. L‘antigène ou l’ARNm injecté pourront induire une perte de poids de l’animal, plusieurs jours post-injection. Pour limiter l’impact de l’injection et faciliter la récupération des animaux, un gel aqueux enrichi en nutriments sera mis en place en pré et post-injection. Dans ce cas, la fréquence des pesées sera augmentée et de la nourriture humidifiée pourra être ajoutée au fond de la cage, afin de faciliter son accessibilité. Cette surveillance renforcée sera maintenue jusqu'à ce que leur poids ne diminue plus sur 2 pesées successives. Après cette période, la fréquence d’observation et de pesée des animaux sera de nouveau réduite à 1 fois/semaine. Elle pourra être augmentée en cas de nouvelle dégradation de l’état de l’animal. L’aspect général de l’animal (apparence, comportement) sera suivi lors des mesures de poids (minimum 1 fois/semaine). Si un animal présente une lésion cutanée mineure, une pulvérisation de spray cicatrisant et antiseptique (minimum 2 fois/jour jusqu’à guérison complète) pourra être réalisée.

Choix des espèces

Le choix de la souris comme animal est basé sur la bonne connaissance de son système immunitaire et sa capacité à générer des réponses antigéniques efficaces permettant d’obtenir des cellules B exprimant des anticorps spécifiques de haute affinité. De plus, sa petite taille, sa grande fécondité et son coût de production et d’entretien relativement peu élevés en font un animal de choix. La disponibilité de lignées de souris génétiquement altérées spécifiques permet, également, la génération d’anticorps humains sans passer par l’étape d’humanisation des anticorps générés. Dans le cas d’utilisation de myélome pour la production d’hybridomes, celui-ci est compatible avec la souche consanguine BALB/c, très largement utilisée pour la production d’anticorps monoclonaux à visée recherche ou thérapeutique. Les souris utilisées auront un âge compris entre 7 et 12 semaines lors de leur entrée dans l’étude, âge auquel le système immunitaire de l’animal est décrit comme mature. En effet, il a été décrit que la souris développait une réponse immunitaire plus forte contre les antigènes externes à cet âge.

Les 24 rats de ce projet arrivent déjà opérés, vingt avec un cathéter dans la veine fémorale, quatre avec une double pose dans le canal cholédoque et le duodénum. Tous vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et tués à l'issue, les uns après un prélèvement de sang terminal, les autres parce que le porteur indique qu'une fois opérés ils ne peuvent plus entrer dans un autre projet ni rester longtemps en vie. Les quatre rats doublement cathétérisés restent trois jours seuls en cage à métabolisme, le temps de collecter bile et urine. Il s'agit de mesurer la pharmacocinétique d'un principe actif non nommé, et le porteur précise qu'aucune approche statistique n'a été réalisée.

Objectifs

Les objectifs de ce projet sont de déterminer les paramètres pharmacocinétiques du principe actif testé et d'identifier un profil métabolique via l'analyse d'échantillons de bile et d'urine.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif de déterminer les paramètres pharmacocinétiques du principe actif et de pourvoir également identifier des métabolites s'il y en a .

Procédures

Les animaux seront commandés déja opérés. 20 animaux reçus auront un cathéter au niveau de la veine fémorale. Cela est necessaire pour adminsitrer la formulation à tester ( administration intraveineuse perfusion de 1h). Durée de l'administration intraveineuse 1h. Puis les animaux seront anesthésiés (anesthésie gazeuse ) et un prélèvement de sang terminal sera réalisé à T1h , T2h et T 4h aprés le début de la perfusion. Temps du prélèvement de l'ordre de la minute. Volume : au moins 2 mL. Les animaux seront euthanasiés à la suite du prélèvement sanguin conformément à la réglementation en vigueur. 4 autres animaux reçus auront une double cathétérisation au niveau du canal choledoque et au niveau du duodénum. La formulation a tester sera administrée par voie intraveineuse en bolus lent sous anesthésie gazeuse. Durée de l'administration de l'ordre de la minute. Puis les rats seront placés individuellement en cage à métabolisme pendant trois jours pour recueillir la bile et les urines. Recueil de bile et d'urine aux intervalles suivants: 0-2h, 2-6h, 6-12h, 12-24h, 24-48h et 48-72h. Durée des recueils environ 2 minutes.

Impact sur les animaux

Dans ce projet il est necessaire de commander des animaux opérés. Les animaux auront donc subit une chirurgie en amont. La présence de cathéters et la suite post opératoire des animaux peuvent engendrer une gêne , une douleur pour l'animal. Dans ce projet, les animaux seront hébergés de manière individuelle pour chacune des procédures. Cela peut générer du stress, de l'inconfort , une gêne. ,

Devenir

Les 24 animaux prévus dans ce projet seront euthanasiés. Certains animaux auront un prélèvement de sang terminal. D'autres animaux auront subit une procédure chirurgicale. Ces animaux opérés ne pourront pas être inclus dans un autre projet et pour leur bien être ils ne peuvent pas être gardés en vie trop longtemps aprés cette chirurgie.

Remplacement

Pour déterminer les paramètres pharmacocinétiques et identifier d'éventuels métabolites du principe actif administré il est indispensable de recourir à l'animal. Les méthodes ex vivo sur organes isolés et cultures cellulaires ne peuvent pas suffire. Seul l'animal dans son ensemble pourra présenter un profl métabolique et pharmacocinétique complet.

Réduction

D'un point de vue pharmacocinétique et pour avoir des résultats fiables et interprétables il est nécéssaire d'avoir un nombre d'animaux minimal de trois. Dans le premier cas: 3 animaux par temps pour chaque sexe sont prévu soit 6 animaux par temps ( 1h (fin de perfusion), 2h et 4h aprés le début de la perfusion). Soit un total de 18 animaux. Deux animaux supplémentaires sont prévus au cas ou d'un dysfonctionnement du dispositif chirurgical ( exemple cathéter bouché ou débranché). Dans le second cas: 3 animaux sont prévus pour déterminer les profils métaboliques. 1 animal de réserve est prévu dans le cas d'un dysfonctionnement du dispositif chiruirgical (cathéter duodénal ou choledoque débranché ou bouché). Soit 4 animaux au total. Dans le projet global, un nombre de 24 animaux est un nombre minimal. L'effectif de 3 animaux par groupe pour le premier cas ou 3 au total pour le second cas est le nombre minimal pour pouvoir avoir des resultats représentatifs qui prennent en compte les varaibilités intra et inter individuelles. 1 animal supplémentaire par type de chirurgie et le nombre minimal pour pallier aux problèmes post opératoires. Pas d'approche statistique réalisée.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des conditions individuelles dans des cages à métabolismes le temps de la perfusion pour une durée d'une heure dans le premier cas. Le reste du temps pendant les 3 jours d'acclimatation et jusqu'a 4 heure après le début de l'infusion les animaux seront placés dans des cages makrolons classique conformes à la réglementattion. Pour les animaux du second cas, ils seront hébergés de manière individuelle également mais resteront en cage à métabolisme 3 jours consécutifs pour la récolte de la bile et de l'urine. Pour la réalisation de l'administration intraveineuse en bolus lent, les animaux seront sous anesthesie gazeuse, le temps de l'injection. Pour le bien être des animaux, et maintenir une digestion normale, des sels biliaires seront administrés via le cathéter allant au duodénum. Débit en sels biliaires 1.2 mL/h, concentration 0.025% dans du NaCl. dans le premier cas, les points limites sont - Comportement de l'animal durant la perfusion (convulsion, tremblement, prostration) dans ce cas l'animal sera exclu de l'étude est euthanasié - Problème au niveau du dispositif (cathéter bouché ou débranché au niveau interne de l'animal). Dans ce cas l'animal sera exclu de l'étude est euthanasié. Problème d'infection post chirurgicale, écoulement au niveau des cathéters. Dans le second cas , les points limites sont: - Un problème du dispositif: Cathéter débranché au niveau interne de l'animal, cathéter bouché. Si le cathétéer est bouché un petit volume de NaCl sera administré pour débouché le cathéter ( environ 0.1 mL) - Problème d'infection post chirurgicale: écoulement au niveau des cathéters, douluers abdominale, abdoment gonflé, vocalise de l'animal à la palpation.

Choix des espèces

Le rat est une espèce majoritairement utilisée pour ce type d'étude. Ces espèces sont bien décrites et caractérisées dans la littérature et leur utilisation est conseillée (OCDE) pour les essais de produits pharmaceutiques Jeune adulte . il est necessaire d'avoir un système métabolique stable et mature

Une injection dans le cerveau sous anesthésie de trente à quarante-cinq minutes, un jeûne de vingt-quatre heures, un isolement de quarante-huit heures : 360 souris porteuses de la mutation responsable de la maladie de Huntington vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent aussi une injection intraveineuse du composé testé et deux injections quotidiennes de traceur cellulaire pendant trois jours, avant des tests comportementaux. Le porteur qualifie ces nuisances de "mineures" et n'attend ni point limite ni mort prématurée. Il écrit que les résultats obtenus sur cellules "nécessitent désormais une validation sur animal en vue de proposer la thérapie aux patients", pour une maladie qui touche cinq personnes sur 100 000 et reste sans traitement curatif.

Objectifs

La maladie de Huntington est une maladie neurodégénérative rare d’origine génétique (5 cas pour 100 000 individus) pour laquelle il n’existe à ce jour aucun traitement curatif. Elle se caractérise par l’apparition de troubles moteurs et intellectuels conduisant à une altération de l’état général des patients (perte de poids, fonte musculaire, fatigue, douleurs et déformations articulaires puis inexorablement à leur décès). La maladie de Huntington est dûe à une mutation sur le gène de la protéine nommée huntingtine, lui conférant une structure anormale. Cela entraîne un gain de fonctions toxiques mais aussi une perte des fonctions physiologiques de la huntingtine. La protéine ainsi mutée ne peut plus assurer son rôle dans le transport de molécules essentielles à la survie neuronale provoquant la mort des neurones. La mutation induit également le déclin des capacités des précurseurs neuronaux et donc la production de nouveaux neurones. En reproduisant des réseaux neuronaux en laboratoire, nous avons pu démontrer que l’expression d’une molécule thérapeutique couplée à l’utilisation d’un composé chimique destiné à réduire les niveaux de protéine mutée était capable de restaurer certaines fonctions de la huntingtine dans un modèle de la maladie de Huntington. Ce projet a donc pour but de tester cette approche thérapeutique, validée sur cellules, afin de restaurer les capacités des précurseurs neuronaux pour rétablir la production de neurones ainsi que les défauts dans les neurones qui conduisent à leur dégénérescence en présence de la mutation. L’objectif final est donc de soutenir la génération de neurones et de limiter la dégénérescence neuronale pour limiter voire abolir les symptômes de la maladie de Huntington.

Bénéfices attendus

Aucun traitement n’existe à ce jour pour soigner les patients atteints de la maladie de Huntington. Nous proposons donc d’évaluer l’efficacité d’une nouvelle approche thérapeutique permettant de retarder la progression de la maladie, ou d’empêcher l’apparition des symptômes. Les résultats prometteurs obtenus sur cellules nécessitent désormais une validation sur animal en vue de proposer la thérapie aux patients.

Procédures

4 actes expérimentaux impliqueront d’éventuelles nuisances mineures à l’animal: 1/ Lors de l’injection dans le système sanguin de la molécule d’intérêt (anesthésie de 5 minutes) 2/ Lors de l’injection dans le cerveau de la molécule thérapeutique complémentaire (anesthésie de 30-45 minutes) 3/ Lors de l’injection dans le système sanguin de molécules permettant de marquer les cellules (2 fois par jour pendant 3 jours). 4/ Lors des tests comportementaux.

Impact sur les animaux

1) Nous ne nous attendons pas à observer de points limites ni de mort prématurée chez ces animaux dus à la mutation car chez la souris, la pathologie ne se développe pas de manière aussi sévère que chez l'Homme. En effet, chez la souris, les symptômes de la maladie de Huntington ne sont observés qu’au cours de stimulations comportementales bien précises. 2) Un léger stress peut être induit lors des tests de comportements impliquant une mise à jeun de 24h ou un isolement de 48h. 3) Une légère douleur peut survenir lors des injections dans le système sanguin et dans le cerveau. 4) Un stress modéré peut également survenir lors de la contention des souris pour la réalisation des injections du traceur cellulaire.

Devenir

L’approche thérapeutique proposée consiste en l’injection dans le système sanguin d’un premier composé suivi d’une injection d’une molécule complémentaire dans le cerveau dans le but d’empêcher les effets toxiques de la protéine mutée dans la maladie de Huntington. Pour attester de l’efficacité de ce protocole , ces souris seront ensuite soumises à des tests comportementaux dont les résultats seront confirmés à l’issue de leur euthanasie, nécessaire pour prélever le cerveau à étudier et réaliser divers marquages.

Remplacement

Notre projet correspond à un travail de phase préclinique visant à tester l'effet thérapeutique de notre protocole pour traiter les symptômes de la maladie de Huntington et d’évaluer son mécanisme d’action dans le cerveau. C'est donc un passage obligé vers la clinique et l'Homme. Il n'existe pas actuellement de modèle in vitro permettant de mimer les modèles comportementaux et de reproduire la complexité d’un organisme vivant.

Réduction

Le nombre d’animaux a été déterminé à l’aide d’un test statistique d’estimation de la taille d’échantillon optimale grâce aux variances déterminées dans des études préliminaires de manière à réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés tout en gardant suffisamment pour ne pas compromettre la validité des expériences qui seront menées. Nous prévoyons une analyse du comportement des animaux, suivi d’analyses post-mortem des cerveaux. Puisque nous avons observé que les résultats comportementaux pouvaient varier en fonction du sexe dans le modèle souris, tous les groupes seront composés de 50% d‘animaux mâles et 50% d’animaux femelles afin de pallier de potentielles disparités dans les résultats. Dans l’éventualité où aucune différence significative n’est observée entre mâles et femelles, les animaux des deux sexes seront regroupés au sein d’un même groupe de traitement afin d’augmenter la puissance des tests statistiques.

Raffinement

Ce projet vise à concilier une interprétation fiable des résultats et le respect du bien-être animal. Comme expliqué plus haut, aucun effet indésirable majeur n’est attendu chez l’animal. Les animaux seront hébergés dans des cages équipées d’une litière stérile et de matériaux permettant aux animaux de fabriquer leurs nids. Tous deux seront changés toutes les semaines. Les cages seront équipées d’un accès illimité à l’eau et à la nourriture standard, changés également toutes les semaines. Les groupes sociaux initialement formés dans les cages seront conservés lors du passage d’une animalerie à l’autre. L’état de santé des animaux sera surveillé régulièrement par des mesures de poids jusqu'a leur mise à mort. Les animaux seront élevés dans des conditions répondant aux critères relatifs aux soins et à l’hébergement des animaux, limitant ainsi les angoisses qui pourraient être induites par l’environnement.

Choix des espèces

Compte tenu de la similarité de l'anatomie de son cerveau avec celle de l’Homme, la souris est un modèle de choix pour l’étude in vivo de la maladie de Huntington. Pour cela, nous utilisons des souris transgéniques (knock-in). Le modèle souris choisi permet de comprendre le rôle de la protéine et de ses interactions au niveau d’un organisme entier. Les symptomes de la maladie de Huntington apparaissant à l'âge adulte, nous souhaitons tester notre approche thérapeutique à un stade pré-symptomatique et à un stade symptomatique. Les souris modèles de la maladie de Huntington développent des troubles moteurs et cognifits observables en étude de comportement à 6 mois. Ainsi, en étudiant des souris âgées de 1 et 6 mois, nous pourrons voir l'efficacité du protocole thérapeutique sur l'apparition des symptomes. Le but de ce projet est donc de voir le ralentissement de la progression de la maladie voire d'empêcher l'apparition des symptomes.