Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
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- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
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- Troubles gastrointestinaux
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- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
Etude longitudinale de l’administration chronique d’un activateur d’ANO1 dans Un modèle murin
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
- Système respiratoire
176 souris vont être utilisé·es, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère pour 32 d'entre elles. Le modèle repose sur des souris atteintes de mucoviscidose qui naissent en sous-poids et dont environ 30 % meurent au sevrage d'occlusions intestinales, part que le porteur intègre au protocole, les autres recevant jusqu'à vingt-cinq injections sous-cutanées sur douze mois. L'objectif est de tester une approche par ARN pour les patients sans traitement, le bénéfice restant à démontrer. Le porteur affirme qu'il faut passer par un organisme vivant entier portant la même mutation et qualifie le modèle murin d'incontournable.
Objectifs
L’objectif de ce projet a pour but de valider une approche thérapeutique basée sur les ARN dans le but de trouver un nouveau médicament pour les patients atteints de mucoviscidose qui ne peuvent bénéficier des traitements actuels.
Bénéfices attendus
Dans le cadre de cette étude, nous voulons montrer le bénéfice que pourrait apporter notre approche thérapeutique sur la survie des souris qui normalement meurent au moment du sevrage. D’autres paramètres importants seront étudiés comme la prise de poids. Ces données seront importantes pour, à terme, proposer cette nouvelle stratégie à des patients atteints de mucoviscidose qui ne peuvent bénéficier des traitements actuels.
Procédures
Les souris homozygotes ont un caractère dommageable et naissent avec un poids plus faible que des souris hétérozygotes ou sauvages avec une mortalité de l’ordre de 30 pour cent qui fait partie intégrante du modèle. Les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire à la fin de la période de maintien prévu (12 mois) ou avant en cas de point limite. Les interventions effectuées sur les souris seront : - Prélèvement d'un échantillon caudal de 2mm pour le génotypage sur animal vigile avant J11 (moins de 1 minute par souris), - Prises de poids régulières (moins de 1 minute par souris), - Injections sous-cutanées sur animaux vigiles à J11 et J18 après la naissance puis tous les 15 jours jusqu’à l’euthanasie de l’animal soient 25 injections maximum pour 12 mois (moins de 1 minute par souris).
Impact sur les animaux
Les souris utilisées ont à la naissance un poids inférieur et la prise de poids peut être réduite par rapport aux souris hétérozygotes ou sauvages ce qui les rend particulièrement fragiles. Les animaux seront susceptibles de ressentir une douleur de courte durée à la suite du prélèvement d’un petit bout de tissus caudal en vue du génotypage nécessaire. Les animaux homozygotes avec un phénotype dommageable ont une mortalité qui apparaît au moment du sevrage provoquée par des occlusions intestinales. Une fois que ces souris ont passé le sevrage, elles demeurent fragiles et la prise de poids est un élément déterminant dans la survie de ce modèle. Les nuisances que l'on peut attendre dans ce projet sont liées à la manipulation des souris lors de l'injection en sous-cutanée. La contention et la piqûre vont induire un stress à l'animal. L'utilisation des oligonucléotides en sous-cutanée de manière répétée peut provoquer une inflammation locale qui peut être palliée en changeant le site de l’injection. Dans d’autres études avec des oligonucléotides, il a été observé une toxicité hépatique que nous n’avons pas retrouvée dans nos études précédentes sur un autre modèle murin en utilisant la même approche.
Devenir
A la fin de l’étude, les animaux seront euthanasiés afin d’effectuer une analyse des principaux organes (poumon, foie, reins, intestins, cœur, pancréas, testicules, ovaires).
Remplacement
Dans la pathologie de la mucoviscidose, les modèles les plus utilisés sont des cellules issues de patients. Ces cellules peuvent être cultivées de différentes façons mais ne permettent pas de rendre compte des effets des molécules sur la toxicité et l’efficacité des molécules testées. De plus ces modèles ne miment pas les effets dans un organe ou dans un animal vivant. Les souris atteintes de mucoviscidose possèdent des caractéristiques physiologiques similaires à celles des humains, en particulier en ce qui concerne les atteintes respiratoires et intestinales. Avant de commencer ce projet, nous avons montré que notre molécule était active et n’était pas toxique sur des lignées cellulaires, mais également sur des cellules issues de patients. Afin de valider une approche thérapeutique potentielle pour les patients atteints de mucoviscidose, nous devons passer par un organisme vivant entier et qui possède la même mutation que les patients. Le modèle murin est le modèle le plus souvent utilisé dans les recherches sur la maladie de la mucoviscidose. En utilisant le modèle murin, nous pouvons étudier la mucoviscidose à différents niveaux, allant de la biologie moléculaire à la physiologie des organes. Cela permet aux chercheurs de mieux comprendre la maladie et de développer de nouveaux traitements. Ce modèle se révèle incontournable pour étudier les effets d’une molécule pouvant traiter la maladie.
Réduction
Nous utiliserons le minimum de souris qui nous permettra d’obtenir des données statistiques fiables et de valider ou non nos résultats obtenus sur des cellules isolées. Pour la détermination du nombre minimal de souris requis, nous nous appuierons sur les standards utilisés pour ce genre d'études. En tenant compte de la mortalité lié au modèle, nous avons prévu de produire 32 souris homozygotes (24 seront traitées et nous estimons à 8 souris qui décéderont avant le traitement) et nous arrêterons le projet dès ce nombre atteint. Pour produire ces 32 souris homozygotes nous devrons produire 96 souris hétérozygotes et sauvages à l'aide de 8 fondateurs. Une étude de fertilité sera également effectuée, ce qui implique la production supplémentaire de 40 animaux. Au total ce projet implique donc 176 souris.
Raffinement
Les animaux sont élevés en portoirs ventilés avec un système d'abreuvement automatique et un accès permanent à la nourriture. Les conditions de température et d'hygrométrie sont contrôlées et monitorées. Le cycle d'éclairage est de 12h par jour (6h-18h). Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (6 par cage maximum) et l'isolement est évité au maximum. Le milieu est enrichi avec au choix : lanières de papier Kraft, maisons en carton, tunnel en carton ou carré de coton compacté. Une prise de poids régulière, mesurée 3 fois par semaine les deux premières semaines puis toutes les deux semaines et une grille d’évaluation comportementale seront effectuées avant le début de la procédure expérimentale. Des croquettes humides ou l’utilisation d’un gel enrichi seront ajoutées dans les premières semaines, car les souris atteintes de mucoviscidose présentent une taille et un poids inférieur aux souris normales ce qui peut limiter l’accès à la nourriture et à l’eau. Une perte de 15 pour cent du poids des souris atteintes de mucoviscidoses entraînant l’euthanasie de l’animal. Une absence ou une perte de prise de poids des souriceaux entrainera l’euthanasie de l’animal.
Choix des espèces
Le modèle murin proposé pour cette étude est le modèle de référence dans le cadre de la pathologie de la mucoviscidose pour mimer au mieux ce qui est observé chez l’homme. Ce modèle murin est intéressant pour cette pathologie, car il reproduit les atteintes que l’on retrouve chez les patients qui ne sont pas traités. Nous retrouvons une atteinte qui va toucher de nombreux organes comme le système gastro-intestinal, les os, les organes reproducteurs ainsi que les dents. L’objectif de ce projet est de tester les effets d’une molécule sur le modèle murin sur ces différentes atteintes et de voir l’amélioration de la survie induite. Les souris seront traitées précocement à J11 et J18 avant le sevrage qui est une étape critique des souris atteintes de mucoviscidose. Ensuite les souris seront traitées tous les 15 jours.
Etude préliminaire des effets systémiques d’une administration de Denosumab chez une femelle babouin olive
- Recherche appliquée
- Troubles urogénitaux
1 femelle babouin va être utilisée dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, puis maintenue en vie. Elle reçoit une injection sous-cutanée de Denosumab et trois prélèvements de sang sous anesthésie, à un mois d'intervalle, pour une étude pilote des effets de ce médicament de l'ostéoporose sur la fonction reproductrice femelle. Le porteur justifie le recours au primate par le fait que le modèle souris ne refléterait pas la signalisation en cause chez l'humain, et retient le babouin parce que son cycle est visible extérieurement. Il présente ce seul animal comme suffisant pour orienter des recherches ultérieures, sans test statistique.
Objectifs
Dans le squelette, certaine cellules osseuses expriment une protéine RANKL qui se lie et active un récepteur spécifique RANK. L’intéraction RANKL-RANK est contrôlée par un récepteur qui inhibe l’activation de RANK. Le système de signalisation RANKL est un régulateur reconnu de la santé osseuse, mais sa présence a été démontrée dans les gonades de souris et d'humains, et les données montrent que c'est un puissant régulateur de l'apoptose et de la prolifération des cellules germinales, de la production de spermatozoïdes et de leur motilité. Récemment, des études ont montré que ce système est également présent et actif dans la fonction reproductrice féminine (souris et humains). Chez les femmes suivant un traitement de fertilité, le RANKL était présent dans le liquide folliculaire et les niveaux de RANKL étaient liés au nombre de follicules matures et à la concentration des niveaux d’hormone anti-müllerienne (AMH). Les effets possibles du RANKL sur la fonction de reproduction peuvent avoir une importance clinique immédiate, étant donné que le Denosumab, un inhibiteur du RANKL, est un médicament existant et actuellement utilisé pour le traitement de l'ostéoporose. Cependant, les résultats des études chez la souris contrastent avec les données chez l'homme et le schéma d'expression du système de signalisation RANKL chez la souris ne reflète pas celui de l'homme. Cela limite l'utilisation de modèles murins pour étudier les effets du traitement par le denosumab sur les résultats reproductifs chez les femmes, d'où la nécessité d'étudier les effets de ce traitement chez les primates non humains. L'analyse de la séquence protéique du site cible du denosumab indique qu’il devrait être actif chez les babouins. En outre, en raison de leur similarité anatomique et physiologique avec l'homme, les babouins constituent un excellent modèle pour les études sur la reproduction et ont été largement utilisés pour étudier la fonction de reproduction chez la femme. Ainsi, les babouins peuvent constituer un modèle pour étudier les effets du traitement au Denosumab sur la fonction de reproduction afin d'essayer d'extrapoler ces effets à l'homme. Ce projet est une étude pilote permettant de valider l’espèce babouin (papio anubis) en tant que modèe pour étudier les effets du traitement Denosumab sur la reproduction féminine.
Bénéfices attendus
L'infertilité est un problème courant, qui touche jusqu'à 15 % des couples dans le monde. Actuellement, la plupart des couples infertiles sont traités par des techniques de reproduction assistée (TRA). Ce traitement est couronné de succès dans 70 % des cas, mais il est coûteux, invasif et associé à de ptoentiels effets secondaires chez la mère. De nouveaux traitements sont donc nécessaires pour lutter contre l'infertilité. Nos résultats préliminaires indiquent que le système de signalisation RANKL est présent et actif dans la fonction reproductive féminine, constituant ainsi une nouvelle cible pour le traitement de l'infertilité. Le denosumab, un inhibiteur du RANKL, est actuellement utilisé pour traiter l'ostéoporose, et la régulation du RANKL peut donc avoir une importance clinique immédiate. Cependant, les modèles murins ne sont que peu transposables à la condition humaine en ce qui concerne le rôle de RANKL dans la fonction de reproduction, d'où la nécessité d'un nouveau modèle. Le projet décrit fournira à court terme des informations précieuses sur l'applicabilité des babouins en tant qu'organismes modèles pour étudier les effets du traitement au Denosumab sur la fonction reproductrice féminine. Cela guidera par la suite le cadre et la structure des recherches à venir.
Procédures
La femelle babouin olive sera soumise à une injection sous-cutanée et 3 prélèvements sanguins sous anesthésie. Il y aura donc 3 anesthésies à 1 mois d'intervalle environ. Chaque anesthésie devrait durer entre 20 minutes et 30 minutes maximum, le prélèvement devrait durer moins de 5 minutes (volume collecté de 12 mL).
Impact sur les animaux
Stress lors de la capture. Anesthésie. Prélèvement sanguin (risque hématome). Effets secondaires du denosumab : douleurs ostéo articulaires ou musculosquelettiques rapportées fréquemment chez la femme ménopausée sous traitement chronique, de manière moins fréquente infection du tractus urinaire ou respiratoire, constipation, gêne abdominale ou éruption cutanée (aucun effet secondaire rapporté chez le macaque cynomolgus à 5 fois la dose administrée).
Devenir
L'animal sera maintenu en vie car les prélèvements ne sont pas invasifs ni douloureux.
Remplacement
Le denosumab est un médicament qui agit sur différents organes par des effets systémiques, une étude in vivo est donc nécessaire pour étudier ses effets sur la résorption osseuse et la reproduction féminine. Dans ce contexte, il est impossible de remplacer l’utilisation d’animaux vivants par des méthodes alternatives.
Réduction
Le médicament utilisé dans l'étude, le Denosumab, est un anticorps monoclonal humain qui se lie à la protéine humaine RANKL, et son efficacité n'a pas encore été testée chez les babouins. Tout d'abord, afin d'examiner la probabilité de la liaison Denosumab-RANKL, l'homologie de la séquence RANKL entre humains et babouins a été évaluée par une analyse d'alignement de la séquence protéique. Le site cible du Denosumab est homologue entre les deux espèces, ce qui suggère que le Denosumab peut inhiber l'activité du RANKL chez les babouins. La présente étude est une étude pilote, dans laquelle un seul babouin sera injecté. L'étude pilote fournira des connaissances précieuses sur l'effet du Denosumab chez les babouins et guidera la mise en place et la conception d'études futures, minimisant ainsi l'utilisation d'animaux. En outre, pour réduire le nombre d'animaux, le babouin injecté servira de contrôle. L'effet du Denosumab sera examiné en comparant les échantillons sanguins de base avec ceux prélevés après l'injection. On s'attend à ce que les marqueurs osseux soient fortement affectés par le traitement au Denosumab. Par conséquent, l'analyse d'un seul animal devrait être suffisante pour confirmer un effet clinique du denosumab chez les babouins. Aucun test statistique ne sera effectué. En outre, les échantillons de sang pourront être utilisés pour mesurer d'autres hormones d'intérêt telles que l'hormone anti-mullerienne et l'inhibine B, et donner ainsi une indication du nombre d'animaux nécessaires pour les études futures.
Raffinement
Les animaleries font l’objet d’un planning de mise à disposition d’enrichissements adaptés à chaque espèce. Les enrichissements sont soit structurels (divers perchoirs, balançoires...), périodiques (jeux de manipulations proposés selon un rythme hebdomadaire) ou alimentaires (graines dans la litière pour fourragement, glaçons surprises, friandises...). Ce programme est supervisé par le responsable du bien-être animal et validé par la structure en charge du bien-être animal. Concernant la capture, elle est toujours réalisée en privilégiant une méthode sans contention (ni chimique, ni physique). Elle consiste d’abord à isoler l’animal lors de son passage dans le tunnel de son hébergement. Une fois isolé dans le tunnel, l’animal est transféré dans une boite de transport accolée au tunnel puis transféré dans une zone d’isolement temporaire avec une cage à fond amovible. En cas d’échec de cette méthode, l’animal sera capturé par télé-anesthésie (fléchage). Les prélèvements de lait seront réalisés sous anesthésie chimique : les animaux seront sédatés par injection intramusculaire. Pendant toute l’anesthésie les individus seront surveillés et monitorés par les vétérinaires (i.e. ECG, Fréquence Cardiaque, Fréquence Respiratoire, Température rectale). Suite aux anesthésies, la femelle sera réveillée dans sa loge d’origine et réintroduite dans son groupe dès qu’elle est suffisament réveillée, selon la procédure validée par la structure du bien-être animal.
Choix des espèces
Les résultats des études chez la souris contrastent avec les données chez l'homme et le schéma d'expression du système de signalisation RANKL chez la souris ne reflète pas celui de l'homme. Cela limite l'utilisation de modèles murins pour étudier les effets du traitement par le denosumab sur les résultats reproductifs chez les femmes, d'où la nécessité d'étudier les effets de ce traitement chez les primates non humains. On sait que les marqueurs osseux sont affectés chez le macaque cynomolgus après injection de denosumab. Cependant cette espèce ne constitue pas forcément le modèle de choix dans le cadre de ce projet. En effet, ce protocole nécessite l'identification précise des stades du cycle reproductif afin d'effectuer l'injection et les prélèvements à des temps précis. Le suivi des cycles n'est possible chez le cynomolgus que par suivi hormonal (dosage sanguin) ou par frottis, ce qui nécessiterait des manipulations invasives et fréquentes. En revanche, le stade du cycle œstral peut être distingué visuellement chez les babouins femelles par des modifications anatomiques de la région périnéale. En outre, en raison de leur taille et leur similarité anatomique et physiologique avec l'Homme, les babouins constituent un excellent modèle pour les études sur la reproduction et ont été largement utilisés pour étudier la fonction de reproduction chez la femme. L'analyse de la séquence protéique du site cible du denosumab indique que le denosumab devrait être actif chez les babouins. . Ainsi, les babouins peuvent constituer un modèle pour étudier les effets du traitement au Denosumab sur la fonction de reproduction afin d'essayer d'extrapoler ces effets à l'homme. Le but de ce projet est d’étudier le rôle du RANKL dans la fonction reproductive féminine. L’animal sélectionné doit donc être une femelle mâture sexuellement et dans l’âge fertile/reproductif soit approximativement entre 6 ans et 25 ans.
ONCO-MMTV-PyMT : Évaluation des composés diagnostiques ou thérapeutiques sur des souris transgéniques MMTV-PyMT (FVB/N-Tg(MMTV-PyVT)634Mul/J)
- Recherche appliquée
- Cancers
1 000 souris vont être utilisé·es, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Génétiquement modifiées pour développer des tumeurs mammaires spontanées, elles reçoivent des traitements par voies multiples, subissent palpations, mesures de tumeurs et prélèvements répétés, le développement tumoral pouvant gêner la mobilité et la respiration, pour évaluer des composés anticancéreux commandés par des clients. Le porteur, prestataire de recherche préclinique, présente ce modèle comme le plus prédictif pour transposer les molécules à l'homme. Il affirme que les méthodes alternatives ne permettent pas de prévoir l'efficacité in vivo et que les reconstructions de tumeurs en 3D restent marginales.
Objectifs
Au niveau mondial, il a été constaté une forte augmentation de l’incidence du cancer du fait du vieillissement de la population et de facteurs environnementaux qui se dégradent. En 2020, quelque 19,3 millions de nouveaux cas de cancers ont été diagnostiqués et 10 millions de décès sont à déplorer des suites de cette maladie, selon des données publiées par le Centre international de recherche contre le cancer. Selon l’OMS, une personne sur cinq souffrira d’un cancer dans sa vie. Un homme sur huit et une femme sur onze en décèderont. Le cancer se caractérise par une dégradation pathologique des processus contrôlant la prolifération cellulaire, la différenciation et la mort programmée de certaines cellules. Tous les tissus ou organes peuvent être atteints. Bien que possédant des caractéristiques communes, différents types de cancers ont des causes très éloignées et répondent de façon extrêmement différente à un traitement. L’objectif de ce projet est de d’utiliser un modèle spontané de cancers comme approche prédictive en oncologie. Ce modèle permet une approche pertinente pour investiguer les premiers stades de la maladie et notamment l’initiation spontanée de tumeurs. Le modèle de souris MMTV-PyMT est le modèle de souris génétiquement modifiées le plus couramment utilisé pour la recherche sur le cancer. Les lésions mammaires apparaissant chez les souris MMTV-PyMT suivent une évolution moléculaire et histologique similaire à celle des tumeurs mammaires humaines, ce qui en fait un outil de choix pour les chercheurs en cancérologie. Il est aussi intéressant de pouvoir évaluer des composés thérapeutiques dans un modèle animal particulièrement représentatif de la pathologie humaine et d’arriver, avant les essais cliniques, à établir une réelle évaluation de l’efficacité de nouveaux médicaments destinés à traiter les tissus cancéreux localisés chez l’homme. Une fois le modèle mis en place dans nos laboratoires, une évaluation de la toxicité, de la pharmacocinétique et de la biodistribution des traitements pourra aussi être réalisée en plus de l’évaluation de l’efficacité antitumorale.
Bénéfices attendus
Notre société, prestataire de services en recherche préclinique propose un large panel de modèles in vivo nécessaires à l’évaluation de nouveau composés thérapeutiques pour la recherche contre le cancer. Ce projet a pour finalité de sélectionner des molécules thérapeutiques grâce à des modèles précliniques les plus prédictifs possibles afin de pouvoir transposer l’utilisation de ces molécules chez l’homme lors d’essais dans différentes phases cliniques. Pour cela, les expériences chez l’animal, qui représente un système d’essai physiologiquement proche de l’homme, permettent d’évaluer l’efficacité, la toxicité, la pharmacocinétique et la pharmacodynamique de nouveaux composés afin d’éviter ces essais directement chez l’homme. Au cours des expériences réalisées, il sera possible d’étudier les mécanismes de croissance d’une tumeur dans un environnement mimant la pathologie humaine, d’étudier les mécanismes de résistance après des traitements avec de nouvelles molécules ou des molécules déjà utilisées en clinique, et les mécanismes de progression tels que la formation de métastases. Grâce à ces études dans un environnement adapté, il sera aussi par exemple possible de suivre la réaction du système immunitaire de l’hôte face à la progression de la maladie, de moduler et/ou orienter le système immunitaire afin de donner à l’organisme les moyens de se défendre contre le cancer.
Procédures
L’implantation de transpondeur pour identifier l’animal est réalisée sous anesthésie générale 0-3 (inférieur à15min). Avant les traitements, les animaux sont sélectionnés pour former des groupes homogènes en poids et/ou volume tumoral. Des méthodes d’imagerie non invasives peuvent être réalisée sous anesthésie générale (inférieur à 1h). Les animaux sont traités par voie : - intra-veineuse, intrapéritonéale, sous cutanée avec (inférieur à 15min) ou sans anesthésie générale (3min) - intra-musculaire ou intra-dermique sous anesthésie générale avec analgésie (
Impact sur les animaux
L’identification des animaux pourra induire une douleur légère (moins de 1 journée). Les animaux recevront des traitements par voie intramusculaire, intradermique, sous cutanée, intraveineuse, orale, intra-tumorale, intrapéritonéale. Ces traitements pourront entrainer un stress léger et une douleur légère (de quelques minutes). L’imagerie induira un stress léger. Le jour de la constitution des nouveaux groupes, les animaux seront potentiellement mis avec de nouveaux congénères. Cela pourra engendrer un stress léger de 1-2j. Au cours d’une étude, les animaux seront manipulés. Les mesures de poids et de volume tumoral ainsi que les palpations entraînent un stress que l’on peut considérer comme faible, et qui diminue avec l’habituation. Le développement spontané des tumeurs pourra avoir un impact sur la mobilité (point limite). Le développement de lésions localisées dans les poumons pourra induire une gêne respiratoire et une perte de poids (point limite).
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de chaque procédure (la méthode utilisée étant l’une de celles autorisées par la Directive 2010/63). Au cours de leur vie les animaux vont développer des tumeur spontanées, ayant fait l’objet de gestes techniques et ayant reçu des traitements, aucune autre utilisation ne peut être envisagée.
Remplacement
Les méthodes alternatives ne permettent pas, à ce jour, de prévoir l’efficacité in vivo de potentiels candidats-médicaments, car les étapes nécessaires au développement d’un médicament pour lesquelles il est nécessaire d’étudier les interactions du médicament dans un contexte global ne peuvent pas être étudiées dans un système alternatif (in vitro par exemple). Des méthodes alternatives de reconstruction d’organes ou de tumeurs en 3D sont utilisées mais sont toutefois marginales et les résultats obtenus restent à ce jour difficilement transposables à l’homme.
Réduction
Dans chaque étude, les animaux seront répartis en groupes expérimentaux selon le(s) critère(s) défini(s) (volume tumoral et/ou poids). Le nombre de groupes contrôles sera ajusté à la question scientifique posée et des paramètres étudiés. Les variations de ces paramètres et de la mortalité entre les groupes contrôles et traités seront comparées pour évaluer les composés testés. La validité scientifique nécessite d’utiliser un nombre minimum d’animaux par groupe pour que les tests statistiques soient valides et représentatifs d’éventuelles variations inter-individus. Une étude peut être composée de 2 à 10 groupes (au minimum un groupe non traité et un groupe a traité; plusieurs groupes traités possibles pour évaluer différents traitements, doses etc). Le nombre d’animaux par groupe variera généralement entre 3 (biodistribution) à 15 (dans le cas de multiples paramètres d’efficacité à évaluer) par dose de produit. Jusqu’à 20% d’animaux excédentaires pourront être inclus initialement (avant sélection) afin de plus facilement constituer des groupes homogènes. Si possible, ce nombre sera réduit à l’issue de la procédure 1. Pour réduire le nombre d’animaux utilisés dans ces procédures, il sera toujours proposé d’utiliser des biomarqueurs et des techniques faiblement invasives d’imagerie chez le petit animal.
Raffinement
Les administrations des produits/prélèvements seront effectués suivant les recommandations vétérinaires (anesthésie, de volume, fréquence et antalgie). Ces actes seront réalisés sous anesthésie (sauf per-os) avec l’analgésie appropriée pour les injections en intramusculaire/intradermique (opiacés). Les expérimentateurs sont formés pour reconnaître les signes de souffrances et les points limites. Les personnes en charge du bien-être et du soin des animaux veillent au respect des points limites. Pour raffiner, il sera toujours proposé d’utiliser des biomarqueurs et de l’imagerie faiblement invasives permettant d’atteindre l’objectif plus tôt et de sortir l’animal de la procédure. De l’enrichissement est utilisé. Des animaux adultes seront utilisés.. Lorsque la mobilité des animaux sera réduite, un gel nutritif et de l’eau gélifiée seront rajoutés, la quantité de nourriture en fond de cage sera augmentée.. L’exsanguination intracardiaque ou par l’aorte abdominale, se fera sous anesthésie profonde et avec administration préalable d’un opiacé.
Choix des espèces
Les petits rongeurs, outre l’avantage lié à leurs caractéristiques physiologiques, sont les seules espèces animales disponibles pour l’expérimentation présentant un statut immunodéprimé (avec des mutations spontanées ou génétiquement modifiées) indispensable à l’implantation de cellules tumorales humaines dans le cadre de la recherche en oncologie. De plus, diverses souches de souris et rats immunocompétents sont également disponibles pour l’établissement de modèles tumoraux syngéniques. De plus, les rats et les souris autorisent une variété de techniques d’administration, de prélèvement et de chirurgie présentant des analogies avec ce qui peut être réalisé en recherche clinique sur l’homme.
Validation de matrices d’encapsulation d’îlots pancréatiques de rats et humains implantées en intrapéritonéale ches le Rat diabétique.
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
948 rats vont être utilisé·es, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère pour une partie et sans réveil pour une autre. Un diabète leur est provoqué par injection, avant deux chirurgies pour prélever puis implanter des îlots pancréatiques encapsulés dans l'abdomen, avec jusqu'à 70 mesures de glycémie, 90 injections d'insuline et des sections répétées de la queue pouvant entraîner nécrose et hémorragie. Le porteur teste des hydrogels censés protéger la greffe d'îlots contre le rejet, bénéfice pour les patients diabétiques renvoyé au conditionnel. Il affirme que la régulation glycémique met en jeu de nombreux organes et conclut que le recours à l'animal vivant est indispensable.
Objectifs
Le diabète de type 1 (DT1) est une maladie auto-immune induisant une destruction des cellules sécrétant l’insuline et une hyperglycémie. L'une des thérapeutiques proposées pour les patients ayant un DT1 est l'injection dans le foie d'îlots pancréatiques. En effet, la greffe d'îlots est une approche prometteuse permettant une quasi normalisation du contrôle glycémique, qui prévient des évènements hypoglycémiques sévères et qui améliore significativement la qualité de vie du patient DT1. Cependant, cette approche thérapeutique comporte encore de nombreux verrous limitant son application clinique à grande échelle. En effet, un des verrous majeurs est la réaction inflammatoire massive générée au moment de la transplantation qui est à l’origine de la perte de près de 40% de la masse d’îlots implantée. Il s’agit d’une réaction inflammatoire médié par le sang mettant en jeux les mécanismes de la coagulation appelée « Instand Blood Mediated Inflamatory Reaction » (IBMIR). Un second verrou majeur est la réaction immunologique de rejet qui nécessite la mise en place d’un traitement immunosuppresseur connu pour être délétère pour la survie et la fonction de la greffe à plus ou moins long terme. Depuis les années 80, de nombreuses équipes ont tentées de mettre en place un pancréas bioartificiel basé sur l’encapsulation des îlots pancréatiques. Néanmoins, à ce jour, aucun système n’a réellement montré d’efficacité à long terme sur la survie et la fonction des îlots. Ainsi, cette approche de protection des îlots doit être encore améliorée et c’est dans ce contexte que nous situons notre projet de recherche. Ainsi, dans le but de promouvoir cette thérapie en levant ces verrous, nous souhaitons tester différentes méthodes d’encapsulation des îlots à l’aide d’hydrogels. Nous souhaitons donc tester in vivo l’impact de l’encapsulation d’îlots de rats dans le cadre d’une allogreffe (Donneurs et receveurs sont des individus distincts mais d’une même espèce) et humains dans le cadre d’une xénogreffe (le donneur est d'une espèce biologique différente de celle du receveur) dans la cavité abdominale de rats rendu diabétique. Cette étude permettra d’évaluer l’effet protecteur de notre encapsulation sur les réactions de rejet et les réactions.
Bénéfices attendus
La transplantation d’îlots pancréatiques comporte de nombreux verrous limitant son application clinique à grande échelle. En effet, un des verrous majeurs est la réaction inflammatoire massive générée au moment de la transplantation qui est à l’origine de la perte de près de 40% de la masse d’îlots implantée. Un second verrou majeur est la réaction immunologique de rejet qui nécessite la mise en place d’un traitement immunosuppresseur connu pour être délétère pour la survie et la fonction de la greffe à plus ou moins long terme. Ainsi, l’encapsulation d’îlots pancréatiques permettrait de protéger leur destruction par les réactions inflammatoires et de rejet. De plus, au vu de la pénurie d’organe inhérent à toute greffe d’organe, l’encapsulation permettrait d’utiliser des îlots pancréatiques d’espèces différentes. Par ailleurs, l’implantation de d’îlots encapsulés dans la cavité abdominale permet de se soustraire de ces réactions inflammatoires médiées par le sang à l’origine d’une destruction massive des îlots post transplantation. Ainsi, notre stratégie permettrait de maintenir à long terme la survie et la fonction des îlots et d’appliquer la stratégie de transplantation d’îlots pancréatiques à un plus grand nombre de patients diabétiques.
Procédures
Le diabète sera induit par injection pharmacologique réalisée sur animal vigile (1 injection/animal, durée quelques secondes). Sur 3 à 4 semaines après induction pharmacologique du diabète, une sélection des animaux sera faite selon des critères de glycémie (1 mesure après 4h de jeûne et 1 mesure non à jeun, 1 fois par semaine), de consommation alimentaire et hydrique (mesure sur 24h une fois par semaine sur animal isolé précédée de 24h d’habituation) et de sensibilité à l’insuline (un test de 120 min précédée de 4h de jeûne réalisée à 3 semaine de suivi où la glycémie sera mesurée 8 fois par animal et un prélèvement sanguin sera effectué). Les cellules pancréatiques seront prélevées par approche chirurgicale sous anesthésie/analgésie profonde sans réveil (durée 5 minutes). Ceux-ci seront ensuite encapsulés et implantés 24h plus tard dans le péritoine des rats diabétiques par approche chirurgicale sous anesthésie et analgésie profonde (durée 10 minutes par animal). Tout au long du suivi métabolique, la glycémie sera mesurée sur animal vigile à l’aide d’un glucomètre (durée de quelques secondes) afin d’évaluer l’efficacité des dispositifs (au maximum 70 fois/animal). Une partie de l’évaluation de l’efficacité de la greffe nécessitera de réaliser une injection de glucose aux animaux (au maximum 8 injections/animal sur 3 mois, durée 1 minute). De plus, les animaux recevront au maximum 90 injections d’insulines (Correspondant à la durée maximale de suivi de 3 mois) si la glycémie reste élevée après implantation des dispositifs contenant les îlots pancréatiques (durée quelques secondes par injection). Par ailleurs, afin d’évaluer l’efficacité de notre encapsulation d’îlots, au maximum 22 prélèvements sanguins seront réalisées par animal sur l’ensemble du suivi métabolique si celui-ci dure 3 mois (sous anesthésie locale, 2 minutes par prélèvement). Enfin, l’évaluation de la consommation alimentaire et hydrique des animaux post implantation engendrera au maximum 1 isolement de 48h (24h habituation + 24h de mesure) par semaine soit 12 (si suivi sur 3 mois).
Impact sur les animaux
Les principaux effets indésirables attendus sont : - perte de poids en lien avec l’induction du diabète - douleurs post-opératoires à la suite des chirurgies réalisées pour la mise en place des hydrogels et l’injection des îlots dans le foie - risque hémorragique lors de l’injection des îlots dans le foie pour les rats contrôles - risque d’infection suite aux implantations (hydrogels, îlots nus) - stress en lien avec la répétition des injections d’insuline (si nécessaires) ou les mesures de glycémies et prises de sang au cours du suivi - stress lié à l’isolement lors des tests de consommation alimentaire et hydrique - hyperglycémie lié au développement du diabète au cours de l’étude et durant les tests de tolérance au glucose - hypoglycémie lié au test de sensibilité à l’insuline - Détérioration (infection, nécrose) de l’extrémité de la queue suite aux prises de sang et aux mesures glycémiques répétées. -Hémorragie post section de la queue.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort pour la collecte de sang/organes et analyses.
Remplacement
Nous souhaitons valider de nouveaux hydrogels sur la fonction du greffon chez un sujet diabétique. Or la régulation glycémique est un mécanisme complexe faisant intervenir de nombreux organes tous interconnectés entre eux. Ainsi, afin d’étudier si un pancréas bio artificiel est efficace, il ne suffit pas de s’intéresser uniquement à la cellule à insuline isolé mais il est impératif de l’évaluer dans un environnement complexe où tous les acteurs impliqués dans l’homéostasie du glucose sont présent. Le recours à une étude in vivo est alors indispensable.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au minimum tout en permettant, grâce à des tests statistiques adaptés, de mettre en évidence des différences significatives au niveau des paramètres étudiés. Le nombre d’animaux nécessaire pour la réalisation des groupes que nous avons indiqué correspond au nombre nécessaire d’animaux à utiliser afin d’obtenir des résultats statistiques. De plus, ce nombre est basé sur les différences interindividuelles des animaux et des préparations d’îlots humains que nous isolerons mais aussi sur notre longue expérience obtenue au cours des nombreuses études métaboliques réalisées sur des rats rendus diabétiques dans le cadre de transplantation d’îlots pancréatiques.Cette étude nécessitera 948 rats.
Raffinement
Le raffinement a principalement lieu au niveau de l’hébergement avec un enrichissement des cages à l’aide de cylindres en PVC rouge, qui servent de refuge aux animaux et permet ainsi de diminuer leur stress, ainsi qu’à l’aide de bâtons en bois qui leur permettent de reproduire leur comportement naturel de rongeurs. Le raffinement est aussi présent dans le suivi des animaux réalisé quotidiennement durant toute la durée de l’étude, avec l’utilisation d’une grille d’évaluation adaptée aux procédures, qui permet de détecter rapidement la souffrance, la douleur chez les animaux et de mettre en place les traitements adaptés. En accord avec cette grille, des points limites prédictifs ont été déterminé afin de soustraire les animaux aux procédures expérimentales en cours d’étude. Les animaux en hyperglycémie recevront une insulinothérapie. Le cas échant la cétonémie sera mesurée afin d’ajuster les doses d’insuline à injecter. Enfin, les actes chirurgicaux et les prélèvements terminaux seront réalisés sous anesthésie analgésie profonde. De plus, la chirurgie et les tests d’évaluation d’efficacité de notre traitement, ne seront effectués que 2h après avoir placé les animaux dans la salle où aura lieu l’expérimentation, afin de diminuer le stress. Enfin, tout acte sur l’animal sera réalisé par du personnel expérimenté afin de réduire au maximum la durée des interventions et le stress des animaux.
Choix des espèces
Le Rat est la principale espèce utilisée dans de nombreuses études sur le diabète et la transplantation d’îlots pancréatiques. En effet, les rats diabétiques partagent des caractéristiques similaires à la physiopathologie du diabète chez l’Homme. De plus, les rats ont été préférés aux souris à cause de leur taille permettant une aisance de manipulations et facilite les interventions chirurgicales. Les rats pour cette étude seront âgés de 8 semaines, coïncidant avec un poids d'environ 200g. Poids idéal pour le prélèvement des pancréas, la réalisation des chirurgies et de nos tests d’évaluation d’efficacité de notre traitement.
Effet d’un probiotique et d’un postbiotique sur la santé, le microbiote, l’immunocompétence, le métabolisme et la croissance chez le poulet de chair.
- Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
320 poulets de chair vont être utilisé·es dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, 88 tués pour prélèvements d'organes et 232 relâchés avec leurs congénères. Les poulets subissent des prises de sang à la veine de l'aile à vingt et un puis trente-cinq jours, pour évaluer l'effet d'un probiotique et d'un postbiotique sur leur croissance et leur microbiote en élevage conventionnel. Le porteur relie ces travaux à une réduction des intrants pharmaceutiques et à une amélioration du bien-être des animaux non-humains, bénéfices renvoyés au court et au long terme. Il affirme que l'espèce aviaire ne peut être remplacée par un modèle in vitro ou in silico pour rester représentatif des conditions d'élevage.
Objectifs
En élevage de poulet de chair, la santé intestinale est un élément clé du bien-être et des performances des animaux, et notamment de leur capacité à valoriser au mieux les nutriments. Les produits issus de fermentation comme les probiotiques (bactéries bénéfiques vivantes) et les postbiotiques (bactéries bénéfiques non viables et/ou leurs métabolites) ont montré des potentiels intéressants afin d’améliorer la santé intestinale et la valorisation alimentaire. Leurs modes d’action reposent beaucoup en théorie sur leurs interactions avec le microbiote et l’épithélium intestinal, mais ils restent en réalité mal documentés. Par ailleurs, l’évaluation en condition terrain est très peu documentée, or il a été montré une forte différence entre les microbiotes intestinaux de volailles élevées en fermes de celles élevées en station expérimentales. L’objectif du projet est d’évaluer les effets et d’investiguer les modes d’actions de probiotiques et de postbiotiques issus de lactobacilles chez le poulet de chair en condition d’élevage conventionnel. L’utilisation de ces derniers ayant montré la capacité à promouvoir la croissance de poulets de chair.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour enjeu l’amélioration de la santé des poulets en élevage par l’utilisations de solutions naturelles (probiotiques, postbiotiques), avec à la clé une réduction des intrants pharmaceutiques et une amélioration du bien-être des animaux. A l’issue du projet et à relativement court terme, l’identification des modes d’action des pro- et postbiotiques permettra de les utiliser de façon optimisée. D’un point de vue théorique, nous comprendrons mieux comment interagissent les probiotiques et postbiotiques avec le microbiote et le métabolisme de l’hôte dans l’élaboration des phénotypes exprimés par l’hôte (santé intestinale, croissance, immunocompétence). Après le projet, à plus long terme, l’identification de liens entre utilisation de probiotiques/postbiotiques, nutrition, santé, microbiote et immunocompétence permettra d’élaborer des stratégies d’études visant à promouvoir la santé, le bien-être et la croissance des poulets de chair.
Procédures
Une prise de sang à la veine alaire sera effectuée sur animaux vigiles, à raison de 32 animaux par groupe à 2 stades de croissance (J21 et j35). Les animaux prélevés ne seront pas les mêmes à chaque date. Un total de 320 poulets subira la procédure au cours de l’essai. Chaque prise de sang dure 10 secondes.
Impact sur les animaux
Les prises de sang alaires pourront être une source de stress, en raison de la contention nécessaire et de la piqûre. Les prises de sang peuvent éventuellement engendrer des hématomes.
Devenir
A j35, 3 des 4 poulets par case des groupes T1, T2 et T3 échantillonnés pour les prises de sang seront euthanasiés afin de prélever des échantillons divers, les animaux non prélevés au cours de l’essai seront relâchés avec leurs congénères.
Remplacement
Compte-tenu de l’objectif du projet qui doit être représentatif des conditions d’élevage de poulets de chair standard, l’espèce aviaire ne peut être substituée par un modèle d’étude in vitro ou in silico.
Réduction
Concernant les mesures sanguines, l’unité statistique sera l’animal. Un nombre de 32 animaux par traitement doit permettre de mettre en évidence des différences. Ce nombre est nécessaire et suffisant pour pouvoir tirer des conclusions significatives et biologiquement pertinentes en tenant compte d’expériences précédentes dans un contexte similaire (essais terrain induisant une plus grande variabilité) et de la variabilité inter-individuelle attendue pour ces observations.
Raffinement
Les poussins sont élevés en groupe suivant les caractéristiques réglementaires d’un élevage conventionnel. En-sus, le bâtiment est équipé de fenêtres transparentes permettant l’entrée d’une luminosité naturelle. Les animaux auront la possibilité d’explorer et de gratter la litière (sol en terre battue). Ils auront également à disposition des perchoirs en carton qui seront disposés dans les parquets (1 module par parquet). Ils permettront aux animaux de se percher et de picorer le carton du module. De plus, les animaux soumis à la procédure prise de sang seront surveillés le jour même et le lendemain. Toute manifestation de symptômes persistants définis par un point limite (animal prostré pendant plus de 24h et ayant cessé de s’alimenter et de s’abreuver) entrainera le retrait de l’animal. Les animaux seront manipulés par des personnes qualifiées, notamment pour les prises de sang et euthanasies.
Choix des espèces
Notre étude vise, à terme, à promouvoir l’utilisation de solutions naturelles préventives non chimiques telles que pro- et postbiotiques chez le poulet d’élevage pour prévenir des désordres digestifs causés par les constituants des matières premières utilisées pour leur alimentation. Il est donc nécessaire d’effectuer nos expérimentations chez le poulet domestique , qui a des réponses spécifiques que nous devons prendre en compte. Les animaux seront élevés de 1 à 37j, âge classique d’abattage des poulets standards.
Etude de marqueurs dans l’évaluation des hémorragies pulmonaires chez le Trotteur Français.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
9 chevaux Trotteurs Français vont être utilisé·es dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, puis rendus à leur propriétaire et revendus. Chaque cheval subit un test d'effort sur tapis roulant, huit prises de sang, huit endoscopies avec lavage broncho-alvéolaire sous sédation et cinq biopsies pulmonaires transcutanées, pour chercher un marqueur sanguin des hémorragies pulmonaires induites à l'exercice chez le cheval de course. Le porteur décrit une fatigue, des boiteries après le tapis, une toux pendant les prélèvements et une douleur locale après biopsie, avec un risque de pneumothorax. Il affirme qu'aucun modèle in vitro, ex vivo ou numérique ne reproduit cette pathologie et conclut que le remplacement n'est pas réalisable.
Objectifs
Les hémorragies pulmonaires induites à l'exercice touchent de 40 % à 80 % des chevaux de course selon les études, et peuvent être responsables d’intolérance à l’effort (fatigue anormale, temps de récupération allongée, etc). A l'heure actuelle aucun traitement n'est disponible en France et la prise est charge comprend surtout une période de repos qui est difficile à déterminer et à mettre en place (persistance d’une inflammation dans les poumons, temps de cicatrisation des vaisseaux sanguins nécessaire inconnu, etc.). Le diagnostic se fait en pratique par une endoscopie de la trachée après un exercice, et une note de saignement est attribuée (de 0 à 4). Cette méthode présente plusieurs défauts : mauvaise évaluation de la sévérité réelle du saignement, fenêtre pour la réalisation uniquement après un exercice (le sang disparaissant quelques heures après), etc. En complément, des lavages broncho-alvéolaires peuvent être utilisés pour le diagnostic, ils sont plus précis mais nécessitent une sédation pour être réalisés. La mise en évidence d’un biomarqueur sanguin corrélé à la sévérité de l’Hémorragie Pulmonaire Induite à l’Exercice et permettant d’évaluer la cicatrisation pulmonaire suite à un épisode de saignement serait un outil très utile dans la prise en charge de cette affection pour les vétérinaires et diminuer les risques de récidives. L’objectif de cette étude est donc d’identifier des biomarqueurs permettant d’évaluer finement la sévérité du saignement et le temps de cicatrisation des Hémorragies Pulmonaires Induites à l’Exercice chez le Trotteur Français.
Bénéfices attendus
Ces travaux pourraient donc permettre d'identifier des biomarqueurs associés à la sévérité des Hémorragies Pulmonaires Induites à l’Exercice et d'évaluer des biomarqueurs associés au temps de cicatrisation suite à une hémorragie pulmonaire. La finalité clinique est de développer un outil diagnostique permettant d'améliorer l'évaluation de la sévérité d'une hémorragie. Actuellement c'est le scoring du saignement trachéal qui fait office de "gold standard” avec une fiabilité relative, et non pertinente si l’examen est réalisé le lendemain d’une course contre-performante. Peu d’endoscopies de contrôle sont réalisées en pratique laissant l’entraîneur sans information quand à l’évolution du système respiratoire suite à un épisode de saignement ce qui entraîne de nombreuses récidives chez le cheval si la reprise de l’entraînement est trop rapide. Le développement d’un biomarqueur sanguin lié à la cicatrisation pulmonaire permettrait d’adapter le temps de repos nécessaire et de diminuer le risque de récidive lors de la course suivante.
Procédures
Chaque cheval sera soumis vigil à : - des prises de sang (8, durée 1 min), - un test à l'effort sur tapis roulant (1, durée 25 min) - la mise en place d'un cathéter intraveineux et la perfusion intraveineuse de Ringer-lactate à 20 mL/kg (durée 10 min) Chaque cheval sera soumis sous sédation à : - des endoscopies avec lavage broncho-alvéolaire (8 au total répartis sur 8 semaines, durée 10 min) - des biopsies pulmonaires stériles transcutanées : 5 total réparties sur 8 semaines (durée 15 min)
Impact sur les animaux
Fatigue/raideur/boiterie suite aux séances sur tapis roulant. Stress lié à la pose d'un cathéter et aux prises de sang. Endoscopie/lavage broncho-alvéolaire : toux pendant le prélèvement. Biopsie pulmonaire transcutanée : douleur locale transitoire.
Devenir
Les chevaux une fois le projet fini sont retournés au fournisseur (et propriétaire). Ils sont ensuite revendus à des particuliers.
Remplacement
Il n’existe pas de modèle in vitro, ex vivo, ou de modélisation numérique permettant de reproduire une Hémorragie Pulmonaire Induite à l’Exercice du cheval. La pathophysiologie est encore incertaine mais tent vers une augmentation de la pression sanguine dans les capillaires pulmonaires pendant un effort intense dépassant les capacités de résistance de la barrière entre les alvéoles et les capillaires sanguins et causant une fuite des globules rouges dans les alvéoles. Il est également rapporté une importante composante chronique récidivante probablement lié à une fibrose tissulaire causée par les multiples saignements et l’inflammation qui en découle. Le remplacement par un autre modèle n’est donc pas réalisable.
Réduction
Nous estimons avec les données de la littérature disponible sur la recherche de biomarqueurs avec des analyses de métabolomique chez le cheval que l'utilisation de 9 chevaux devrait être suffisante. L'utilisation d'un test à l'effort standardisé permettra de diminuer la variabilité des hémorragies pulmonaires et d'utiliser moins de chevaux pour les mêmes résultats.
Raffinement
Pour la phase d’habituation du tapis roulant pour cheval, les chevaux seront entraînés un jour sur deux pendant 2 semaines pour être prêts à réaliser un test à l’effort. Pour minimiser les risques de chute les chevaux sont tenus par une personne de chaque côté avec une longe et une personne est derrière avec une chambrière pour ne pas que le cheval mette un pied dehors. Une fois le test fini (d’une durée de 20 min), les chevaux sont marchés et douchés pour se détendre puis remis au box. Les prélèvements respiratoires (lavage broncho-alvéolaires) sont réalisés, sous sédation et anesthésie locale avec l’utilisation d’un gastroscope pour cheval. L’utilisation d’un endoscope permet également d’être plus rapide grâce au contrôle visuel (comparativement à la méthode à l’aveugle). Les biopsies pulmonaires sont réalisées stérilement avec anesthésie cutanée locale. Pour prévenir le risque de pneumothorax, le site d’entrée de la pince est biopsie est suturée et recouvert d’un pansement collant. L’analgésie sera réalisée avec l’administration d’une dose d’anti-inflammatoires. La surveillance sera réalisée par des examens cliniques complets deux fois par jour en surveillant particulièrement la respiration et la température rectale. Le site de ponction sera également surveillé pour détecter une infection locale. Les conditions d'hébergement pendant le protocle sont adaptées aux standards exigés pour les chevaux (taille des boxs 12 m2, foin à volonté, eau propre à dispostion, enrichissement de l'environnement avec des jouets et grattoirs, etc). Les chevaux sont également sortis deux fois par jour avec accès à un paddock en sable en liberté.
Choix des espèces
Hormis le cheval, les hémorragies pulmonaires induites à l’exercice sont rapportées chez les chiens de course. De par sa taille, les prélèvements respiratoires sont facilement réalisables sous sédation chez le cheval et l’utilisation du cheval nous paraît donc le modèle le plus pertinent. Les chevaux utilisés seront adultes, en capacité de réaliser un test à l'effort sur tapis roulant. La limite d'âge supérieure est fixée à 15 ans, la limite inférieure à 3 ans.
Mise au point d’un dispositif expérimental externe et non-invasif pour la mesure de paramètres physiologiques chez la souris
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
72 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes réutilisées à l'issue. Rasées et anesthésiées à plusieurs reprises, elles sont équipées d'un textile connecté porté jusqu'à vingt-quatre heures, parfois isolées, pour mettre au point un dispositif de mesure cardiorespiratoire présenté comme une alternative aux capteurs implantés par chirurgie. Le porteur reconnaît que les souris peuvent chercher à retirer le dispositif et se blesser en se grattant, que l'isolement les stresse et que le rasage provoque hypothermie et inflammation. Il affirme que des modèles 3D précèdent la phase animale mais que le recours à la souris reste un "passage obligé" pour évaluer le comportement et la tolérance.
Objectifs
Lors d’études scientifiques, le bien-être des animaux peut être altéré par l’utilisation de dispositifs de mesure (électrocardiogramme, volume respiratoire), essentiel à la compréhension des fonctions physiologiques. Malgré leurs performances de mesure, ils nécessitent d’être implantés dans l’animal (par chirurgie) ou l’isolement des animaux. Outre les contraintes liées à leurs utilisations, (soins pré et post chirurgicaux,…) la chirurgie et l’isolement induisent des stress physiologiques pouvant altérer la qualité des résultats des études menées. Des dispositifs externes, développés chez les grands mammifères (singe, chien, porc…), permettent le recueil de données, sans chirurgie, sur des animaux éveillés et libres de leurs mouvements. Ces dispositifs ont permis l’amélioration du bien-être des animaux et contribuent à leur réutilisation et leur réduction dans les études. Grâce aux progrès de miniaturisation de la technologie, ces dispositifs ont été dernièrement adaptés aux petits mammifères de laboratoire (rat ou cochon d’inde), mais aucun dispositif de la sorte n’a été développé chez la souris notamment dû au challenge qu’elle représente (taille, comportement, manipulation…). Ce projet est initié pour aider les acteurs de la recherche à pallier cette situation dans les études nécessitant de mesurer des paramètres physiologiques chez la souris que ce soit pour évaluer les effets (bénéfiques ou néfastes) d’une molécule avant les premiers essais chez l’Homme ou comprendre les mécanismes de maladies et identifier de nouvelles pistes de traitements. L’objectif est de mettre au point un système chez la souris à partir d’un dispositif externe permettant la mesure de paramètres cardiorespiratoires dans le milieu d’hébergement habituel et avec ses congénères, sans chirurgie préalable. Un tel dispositif ayant pour seule contrainte le port d’un textile connecté, rend possible un suivi totalement indolore et plus respectueux des animaux. Ce dispositif participera à l’amélioration du bien-être des animaux et la qualité des résultats obtenus en permettant l’enregistrement de données plus pertinentes. Le projet se déroule comme suit : ● Des mesures morphométriques seront relevées afin de confectionner des prototypes du dispositif ● Des tests préliminaires des différentes formes de prototypes seront effectués sur des modèles 3D de souris Les prototypes seront évalués sur des animaux vivants, en conditions individuelles puis collectives et sur des durées progressives.
Bénéfices attendus
L’adaptation d’un dispositif de mesure externe à la souris, permettra de proposer aux acteurs de la recherche biomédicale (recherche fondamentale, appliquée, translationnelle…) un outil innovant d’investigation des paramètres physiologiques. Les bénéfices de ce projet sont donc : ● De remplacer les méthodes impliquant des actes de chirurgie (capteurs implantables) pour mesurer les paramètres physiologiques de l’espèce cible : la souris. Une alternative à ces méthodes permettra d’éviter le stress et la douleur ainsi qu’un suivi accru avant et après l’opération nécessitant des soins médicamenteux systématiques. Il permettra également le suivis de constantes physiologiques chez des animaux fragiles (génétiquement modifiés, modèle de maladie cardiaque et/ou respiratoire) ne supportant pas la chirurgie. ● D’améliorer les conditions d’hébergement lors du suivi, en rendant possible la mesure des paramètres physiologiques de l’animal directement dans sa cage d’hébergement, réduisant drastiquement le stress induit par l’isolement et permettant donc un suivi de ces paramètres sur une période longue. ● De collecter des données plus pertinentes ; le lien entre résultats et bien-être animal étant lié, l’amélioration des conditions de mesures physiologiques permettra des résultats plus précis et la diminution du nombre d’animaux utilisés dans les études.
Procédures
Les souris subiront une anesthésie de maximum 10 minutes pour effectuer différents gestes : ● Raccourcissement des griffes ● Tonte ou rasage ● Équipement ● Dé-équipement Spécifiquement pour la procédure d’évaluation des prototypes, les animaux seront maintenus jusqu’à 30 minutes sous anesthésie, afin de réaliser des mesures morphométriques pour alimenter la base de données, préalablement à l’équipement estimé, lui, à 10 minutes. Le temps total estimé est donc de 40 minutes. Les animaux pourront être amenés à être équipés plusieurs fois lors de chaque procédure selon leur comportement face aux différents prototypes. Par ailleurs l'anesthésie ne sera pratiquée que pour l’équipement et le dé-équipement des animaux soit 2 fois par jour et par individus. Lors de la procédure d’évaluation, les animaux seront équipés du dispositif pendant 90 minutes maximum. Avant la procédure de validation, les animaux seront équipés pendant 90 minutes le premier jour, et 150 minutes le deuxième jour, afin d’être habitués au dispositif. Lors de la procédure de validation, les animaux seront équipés pendant 3 heures maximum, en hébergement par 2 et par 4 individus. Puis ils seront équipés pendant 24 heures maximum (par 1, 2 ou 4 individus, en fonction des résultats de l’étape précédente) Au-delà de 2 jours sans équipement, les animaux seront ré-habitués au port du dispositif par un équipement de 150 minutes.
Impact sur les animaux
Une fois équipé du dispositif, il est possible que l’animal cherche à retirer son prototype. Ce phénomène qui a été décrit avec d’autres dispositifs externes et pour d'autres espèces, peut conduire à une irritation et des lésions dues à des grattages excessifs. Les animaux seront hébergés individuellement pour une durée limitée à 150 minutes. Si l’hébergement collectif est impossible lors de la phase de validation de 24h maximum, les individus subiront également un hébergement individuel. L’isolement d’individus peut provoquer un stress mais aucune donnée bibliographique ne présente la possibilité d’utiliser un dispositif externe chez la souris, en hébergement collectif. Afin de permettre la pose optimale de capteurs et d’assurer le maintien du dispositif sur l’animal, en amont de l’expérience, les souris seront soit rasées soit tondues. Le rasage de l’animal peut entraîner une légère hypothermie et une inflammation locale.
Devenir
À l’issue de ces procédures légères, à condition que leur santé et leur bien-être ne soient pas compromis, tous les animaux pourront être réutilisés dans d’autres projets, contribuant à réduire le nombre d’animaux requis à des fins scientifiques.
Remplacement
Afin de s’approcher au plus de la morphologie des souris, des modèles de souris 3D permettront, en amont de la phase sur animaux vivants, de tester les différents modèles de prototypes conçus, pour vérifier la bonne adaptation à la morphologie de la souris (forme du dos, périmètre du cou, diamètres des pattes etc…). Cette démarche permettra d’effectuer une première sélection des prototypes, et la mise en place des dispositions nécessaires pour équiper l’animal. Cependant, le recours au modèle animal reste, dans ce projet, un passage obligé étant donné que certains critères d’évaluations, tels que le comportement ou la tolérance de l’animal ne peuvent être déportés sur un modèle alternatif.
Réduction
Des calculs statistiques ont permis de déterminer le nombre d’animaux nécessaires par lot pour la réalisation de cette étude, à partir des courbes de croissances des fournisseurs et du premier jeu de mesures morphométriques obtenu sur des souris mortes issus d'autres études. Ces calculs tiennent aussi compte de la marge d’erreur de fabrication, d’un éventuel retrait des animaux de l’étude, et du schéma expérimental (équipement par 2 ou par 4 etc…). Des groupes de taille similaire ont été utilisés dans différentes publications rapportant l’utilisation de dispositif externe chez la souris (entre 5 et 9 animaux par groupe). Ce nombre d’animaux suffisait pour observer les avantages et inconvénients des dispositifs lorsque les animaux étaient équipés. Lors de la procédure d’évaluation, si plusieurs itérations doivent être réalisées, le même lot d’animaux sera équipé plusieurs fois afin de limiter au maximum l’utilisation de nouveaux lots d’animaux. Lors de la procédure de validation, le lot d’animaux sera équipé des plusieurs formes de prototypes ayant atteint cette phase. Cette méthode permettra de limiter le nombre total d’animaux requis afin de limiter au maximum l’utilisation de nouveaux lots d’animaux.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans la même salle où auront lieu les procédures. Ils effectueront une semaine d’acclimatation avant le début de l’étude. Seul un déplacement de cage sera opéré afin de réaliser l’anesthésie dans une autre salle, prévue à cet effet. Les animaux seront hébergés dans des cages standards, avec de la nourriture (standard) et de la boisson en accès libre. De l’enrichissement compatible avec le port d’un dispositif sera utilisé (litière, matériel de nidification). Les souris seront manipulées avec toutes les précautions requises et des interactions fréquentes sont prévues avec l’expérimentateur, afin de réduire le niveau de stress lié à la manipulation au cours des procédures. 24 heures avant la pose du prototype sur l’animal, une familiarisation au textile composant le prototype, similaire au protocole existant chez d’autres espèces, sera réalisée, diminuant le stress et maximisant les chances de succès de l’hébergement collectif. Une anesthésie légère sera effectuée facilitant l’équipement et le dé-équipement des souris minimisant le stress et éviter une contention des animaux éveillés. Sous anesthésie, l’hypothermie sera limitée par un tapis chauffant. Les griffes seront raccourcies. Si malgré ces précautions, des lésions ou des irritations apparaissent, des soins adaptés seront réalisés et une observation accrue de l’animal sera effectuée préalablement à sa réintégration au protocole. Les souris seront habituées progressivement à porter ce dispositif en se basant sur les protocoles d’habituation existants pour d’autres espèces. Un renforcement positif après les anesthésies sera mis en place en donnant quelques gouttes de lait concentré aux souris. Lors de la procédure d’évaluation, un test de prototype par jour par animal aura lieu pour limiter le mal être et les biais sur les résultats. Pour la procédure de validation, afin de limiter un biais éventuel dû à la présence du manipulateur dans la salle d’expérimentation, le manipulateur surveillera le comportement des souris via un suivi par vidéo, depuis une salle adjacente. Des points de contrôle seront réalisés à des temps réguliers. Chaque étape constituant la procédure de validation sera séparée par un temps de repos d’au moins une nuit. Si un des points limites prédéfinis est atteint (perte de poids importante, déshydratation, isolation dans un coin, automutilation, altération de la respiration etc…), la procédure sera arrêtée pour cet animal.
Choix des espèces
La souris représente environ 60% des modèles animaux utilisés à des fins scientifiques en France en 2021. Ce modèle est utilisé de manière importante dans des domaines nécessitant d’avoir accès aux constantes physiologiques des animaux pour répondre aux différentes thématiques de recherche ou pour suivre l’état des animaux au cours des expérimentations. Les souris seront utilisées à 10 semaines d’âge, le premier jour de l’expérience. Les animaux, à cet âge, sont les plus utilisés en recherche, et sont considérés comme adultes. Ceci permettra donc de toucher la plus grande gamme de souris utilisée dans le domaine de la recherche.
Détermination de la toxicocinétique d’un candidat médicament en vue de son utilisation clinique dans la lutte contre la maladie de Huntington
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
52 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à sévère, 36 en gravité sévère. Elles reçoivent chaque matin pendant onze jours, par voie orale, un candidat médicament contre la maladie de Huntington à doses croissantes, avec des prélèvements de sang à la queue, avant d'être tuées pour examiner leurs organes et l'atteinte du cerveau, pour mesurer la toxicité du composé. Le porteur reconnaît qu'aux fortes doses la molécule peut provoquer une toxicité et des signes d'inconfort. Il affirme que les études de toxicité sont "obligatoirement" réalisées chez l'animal et constituent une "étape indispensable" avant tout médicament.
Objectifs
La maladie de Huntington (MH) est une maladie neurodégénérative rare d’origine génétique (18000 personnes atteintes en France et environ 300 000 personnes dans le monde) pour laquelle il n’existe à ce jour aucun traitement curatif. Un candidat médicament capable de réparer l’activité des neurones humains et de souris a été identifié. Il a été montré qu’un traitement sous cutané avec cette molécule permettait d’améliorer les troubles du mouvements et psychiatriques de la souris atteinte de la maladie de Huntington. Afin de développer un médicament pour les patients atteints de la maladie de Huntington à partir de cette molécule, nous allons dans ce projet : 1/ identifier les éventuels effets toxiques d’une prise répétée à différentes doses de la molécule et 2/ évaluer les effets de plusieurs doses d’administration. Cette molécule est un traitement potentiel pour la maladie de Huntington qui n’a jamais été utilisée auparavant et qui mérite d’être étudiée.
Bénéfices attendus
Il a été démontré que l'administration d’une seule dose de cette molécule avait un effet thérapeutique chez les souris atteintes de maladie de Huntington sans induire de toxicité. Afin de développer un traitement pour les malades, nous allons ici étudier l’effet de cette molécule administrée en dose répétée et voir quelles sont les meilleures doses répétées pour avoir un effet thérapeutique sans toxicité.
Procédures
Le traitement sera réalisé par voie orale tous les matins pendant 11 jours. Ce geste, d’une durée inférieure à 10 secondes, est bien toléré par l’animal. Un prélèvement sanguin sera réalisé à l'extrémité de la queue de l'animal à trois temps différents après gavage, le premier et le dernier jour du traitement. 30 secondes seront nécessaires au prélèvement sanguin et n’engendrera qu’un léger stress à l’animal.
Impact sur les animaux
Les animaux utilisés dans cette étude sont des souris d’âge adulte. Le traitement sera administré oralement, voie d’administration obligatoire car c’est celle qui sera utilisée chez l’homme. La contention et l’administration orale peuvent engendrer un léger stress chez l’animal. Une toxicité induite par le traitement est possible aux fortes doses, se traduisant par des signes d’inconfort chez l’animal.
Devenir
La mise à mort de l'ensemble des animaux se justifie par le besoin d'observer l'aspect des différents organes après administration du traitement ainsi que de mesurer l’atteinte du cerveau par cette molécule.
Remplacement
Les études de toxicité sont obligatoirement réalisées chez l’animal. Elles sont une étape indispensable à la validation d’une molécule avant d’en envisager son utilisation comme médicament chez le patient. Notre étude permettra de documenter les éventuels effets toxiques de cette molécule et aidera à définir les doses répétées à utiliser.
Réduction
Pour cette procédure, nous limitons le nombre d’animaux au minimum afin de pouvoir réaliser des analyses quantifiables et reproductibles. Au final, les animaux seront répartis dans 13 groupes de 4 animaux. Ces effectifs seront suffisants pour calculer les valeurs de concentrations de la molécule dans le sang et pour doser les différents paramètres de toxicité. Également, cet effectif sera suffisant pour nous permettre d’écarter le risque de conclure à une toxicité macro ou micro qui serait due au hasard par des analyses statistiques.
Raffinement
Ce projet vise à concilier une interprétation fiable des résultats et le respect du bien-être animal. Les animaux seront hébergés dans des cages en respectant les normes en vigueur. Les cages sont équipées de litière (avec possibilité de faire un nid) et d’un accès illimité à l’eau et à la nourriture standard, le tout changé toutes les semaines. Les animaux seront surveillés pendant toute la durée de l’étude, de façon à prévenir toute survenue de points limites (poils hérissés, prostration, isolement dans la cage), et leur poids sera évalué de façon quotidienne. Le traitement par gavage sera réalisé par le personnel compétent, permettant ainsi de limiter au maximum le stress associé à ce geste.
Choix des espèces
Les études précédemment réalisées avec cette molécule ont été faites chez la souris. Dans un souci de cohérence et afin de pouvoir compléter nos données, la présente étude sera également réalisée chez la souris. Puisque l’étude vise à préparer les études de toxicité réglementaires qui seront réalisées sur animaux adultes, notre étude sera également réalisée sur des animaux adultes.
Etude de pharmacocinétique et évaluation de la tolérance locale chez le chat aprés une administration sous cutanée
- Recherche appliquée
- Maladies animales
16 chats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous gardés vivants et réutilisés à l'issue. Chaque animal reçoit une injection sous-cutanée d'un produit puis quinze prélèvements sanguins étalés sur cinq jours, avec une évaluation répétée du site d'injection, pour mesurer la pharmacocinétique et la tolérance locale d'un futur médicament vétérinaire anti-vomitif. Le porteur signale un inconfort lié à la contention, une douleur aux prélèvements et de possibles gonflements, indurations et érythèmes au point d'injection. Il affirme qu'aucune méthode ne reproduit la diffusion d'un produit dans le sang et qu'il est "indispensable" de recourir à l'animal entier.
Objectifs
Les objectifs de ce projet sont de déterminer les paramètres pharmacocinétiques de deux produits tests différents aprés une simple administration sous cutanée et d'évaluer la tolérance locale au site d'injection.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont de pouvoir démontrer que les paramètres pharmacocinétiques de la molécule testée dans les deux formulations tests différentes sont similaires et que ces formulations tests sont bien tolérées par l'animal. Dans ce projet, le chat est l'espèce cible. Le bénéfice est de générer un nouveau médicament aux propriétés anti vomitives.
Procédures
Les animaux auront une seule administration en sous cutanée volume administré d'environ 0.1 mL/kg. Temps estimé pour une administration : environ une trentaine de secondes. Pendant l'administration et les 5 minutes suivantes, les mouvements de tête, le grattage, les vocalisations, le comportement et la notion d'inconfort seront particulièrement observés chez tous les animaux. Des prélèvements sanguins seront réalisés. Les prélèvements de sang se feront avant administration (jour -3), et 15min, 30min, 1h, 2h, 4h, 6h, 9h, 12h, 24h, 36h, 48h, 72h, 96h et 120h aprés administration pour les deux groupes. Temps estimé pour un prélèvement de sang : environ une trentaine de secondes. Une évaluation de la tolérance locale sera effectuée à 1h, 4h, 9h aprés l'injection au jour 1 puis une fois par jour jusqu'au jour 5. Le gonflement, la douleur, la chaleur, l'induration, l'érythème, le grattage seront particulièrement observés et évalués via un système de scoring. Une contention trés légère pour faciliter l'observation du site sera faite à l'animal. Temps des observations de l'ordre de la minute, peut être plus longue en fontion des réactions aux sites d'injections. Les observations et les manipulations des animaux seront faites par un personnel formé pour éviter tout stress à l'animal.
Impact sur les animaux
Dans ce projet, les animaux seront soumis à des administrations souscutanées. Cela peut générer de l'inconfort par rapport à la contention. Des prélèvements de sang sont également prévus. Cela peut générer de la douleur au site de prélèvement , du stress, de l'inconfort liée à la contention au moment du prélèvement sanguin. Il est possible d'observer des gonflements, de la douleur à la palpation, de l'induration, de la chaleur , de l'érythème, du grattage au niveau du site d'injection.
Devenir
Dans ce projet, les animaux seront soumis à des prélèvements sanguins et à une observations des sites où les éléments tests seront administrés. Il n'y a pas d'effet secondaire particulièrement attendu. Cela justifie le fait que tous les animaux seront gardés en vie à la fin de cette procédure.
Remplacement
Aucune méthode alternative ne permettant actuellement de reproduire la diffusion d’un produit dans le sang des animaux, ni de mimer la tolérance locale des produits administrés, il est indispensable de recourir à l’animal entier. Les essais in vitro sont des tests de cinétique de dissolution et de désagrégation d'un produit. Les essais ex vivo sont des tests qui s'effectuent directement sur des organes ou tissus isolés. Ces techniques de remplacement ne peuvent pas être appliquées dans ce projet.
Réduction
Ce projet fait suite a un précédent projet où les groupes expérimentaux étaient de 8 animaux. Il est donc prévu d'inclure un total de 16 animaux dans ce projet. C'est le nombre d'animaux minimal pour avoir des résultats interprétables entre ces deux projets. Pas d'approche statistique prévue.
Raffinement
Les chats seront hébergés par groupe de 2 (2 males et 2 femelles si possible par groupe pendant la periode d'acclimatation de 7 jours). De l'enrichissement (exemple: griffoir, coussin) sera présent dans chaque box autant que possible conformement aux procédures internes. Pour réduire au maximum les nuisances sur les animaux, les animaux seront manipulés par un personnel formé. Les animaux ont été sensibilisé aupréalable à la contention pour l'administration sous cutanée et pour le prélèvement sanguin. Un suivi quotidien (voir plusieurs fois par jour) sera mis en place pour l'observation générale des animaux et la détection précoce de signe clinique pour une prise en charge rapide d'éventuels effets secondaires (par exemple: hypersalivation, vomis, comportement anormal, anorexie ...). Si besoin un traitement adapté (anti vomitif, analgésie par exemple) pourra être prescris par le vétérinaire responsable et selon l'intensité des signes observés l'animal pourra être exclu du projet. Dans ce projet les points limites sont: - Gonflements trop importants au niveau du site d'injection (supérieure ou égale à 10 cm de diamètre). Le vétérinaire responsable pourra prendre la decision d'exclure l'animal du projet et d'administrer un anti inflammatoire si cela est nécéssaire. - Forte douleur à la palpation au niveau du site d'injection entrainant une réaction défensive de l'animal. Le vétérinaire responsable pourra prendre la decision d'exclure l'animal du projet et d'administrer un analgésique si cela est nécéssaire. - Grattage important du site entrainant des saignements au niveau de la zone d'injection. Le vétérinaire responsable pourra prendre la decision d'exclure l'animal du projet et d'administrer un anti inflammatoire si cela est nécéssaire. - Site de prélèvements sanguins douloureux et abîmés. Les sites de prélèvements sanguins seront alternés autant que possible. De la glace pourra être appliquée si necessaire pour réduire les hématomes s'il y en a ou des crèmes analgésiques pourront êtres utilisées si cela est décidé par le vétérinaire responsable.
Choix des espèces
Espèce cible pour ce produit vétérinaire Adulte, age supérieur à 1 an. Animaux de poids supérieur à 2.5 Kg. Nécessaire pour avoir des doses homogènes entre les groupes
Evaluation du potentiel thérapeutique de la modulation de deux gènes pour traiter les dysferlinopathies 2/2
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
163 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Porteuses d'une mutation reproduisant une maladie musculaire rare, elles subissent des tests de force et de coordination, une course forcée jusqu'à l'abandon entretenue par de petits chocs électriques, un isolement de douze heures et des prélèvements allant jusqu'à 15 % de leur volume sanguin, avant un test terminal sous anesthésie et la mise à mort pour prélever les muscles. Le porteur signale une faiblesse musculaire dès quatre mois, une angoisse modérée et des douleurs musculaires liées à la course forcée. Il affirme qu'un modèle cellulaire ne suffit pas à évaluer une thérapie et qu'il faut mesurer les effets sur l'ensemble de l'organisme.
Objectifs
Les dysferlinopathies font partie des maladies rares du muscle et regroupent notamment la myopathie distale de Miyoshi et la myopathie des ceintures 2B. Les principaux signes cliniques sont la faiblesse musculaire et une atrophie prononcée des muscles, pouvant mener à des déficiences fonctionnelles sévères. A ce jour, il n'existe aucun traitement pour ces maladies, et aucune preuve de concept thérapeutique permettant de restaurer les fonctions motrices de souris modélisant cette myopathie. L'objectif de ce projet est ainsi d'étudier le potentiel thérapeutique de la modulation de deux gènes jouant un rôle important dans le muscle et s'étant déjà montrée efficace pour d'autres types de myopathies présentant des dérégulations similaires.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but d'évaluer deux potentielles thérapies et pourrait permettre de fournir une première preuve de concept thérapeutique en vue de traiter des patients atteints de dysferlinopathie. En outre, cette étude apportera de nouvelles clés de compréhension sur les mécanismes associés à cette maladie et sur les acteurs impliqués.
Procédures
Des tests de force et de coordination non invasifs réalisés sur un temps court (une minute environ et 5 mins respectivement) seront réalisés trois fois durant la période d'étude des souris (de 4 à 6 mois d'âge). Chaque test sera réalisé trois fois avec un temps de repos de 10 minutes. Un autre test de fonction motrice consistant à faire courir la souris jusqu'à abandon sera réalisé 1 à 3 fois durant la vie de l'animal et durera au maximum 1h40. Les mouvements spontanées de l'animal seront également quantifiés durant 12h en laissant l'animal seul dans une cage. Des prélèvements de sang de 15% du volume total de l'animal seront réalisés toutes les deux semaines au maximum. Un dernier test sous anesthésie précédant l'euthanasie des animaux permettra de mesurer la force musculaire des souris. Ce test durera au maximum une heure, et l'animal sera surveillé.
Impact sur les animaux
Les premiers signes cliniques apparaîssent à 4 mois chez les souris et se limitent à de la faiblesse musculaire au niveau des membres, pouvant induire une angoisse modérée chez l'animal. Les animaux seront euthanasiés à 6 mois afin d'éviter la progression de la maladie et pour réaliser par la suite des analyses moléculaires. Les nuisances causées par les différents tests sont la chute de l'animal dans une cage remplie de litière entraînant une légère peur chez l'animal, l'extension de l'animal par tirement progressif de la queue par l'expérimentateur, l'isolement de l'animal pendant 12 h, la contrainte à la course par délivrance de petits chocs électriques pouvant entraîner des douleurs musculaires sur le court terme et l'anesthésie générale de l'animal.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés à l'issue des deux procédures afin de récolter les muscles nécessaires aux analyses moléculaires et histologiques. Les animaux issus des accouplements ayant pour but le maintien de la lignée durant la durée du projet seront euthanasiés avant l'apparition des signes cliniques.
Remplacement
Le projet consiste à évaluer l'effet bénéfique de thérapies sur les fonctions locomotrices et la fatigue musculaire. Malheureusement, l'utilisation d'un modèle cellulaire ne suffit pas pour évaluer le potentiel d'une thérapie dans le cas d'une maladie musculaire. En effet, il est nécessaire de pouvoir évaluer les effets sur la contractilité du muscle ainsi que sur l'ensemble de l'organisme. Le modèle murin, étant suffisamment proche de l'homme physiologiquement et structurellement, permet de pouvoir étudier la physiopathologie ainsi que les effets d'une thérapie.
Réduction
Les tests phénotypiques prévus sont faiblement invasifs et permettent donc un suivi longitudinal des souris, ce qui réduit fortement le nombre de souris nécessaires. Les analyses histologiques et moléculaires seront effectuées sur les mêmes animaux après euthanasie. Le nombre d'animaux a été choisi à partir des données présentes dans une étude traitant des déficits moteurs du même modèle de souris et permettant d'observer des différences de démarche, d'activité locomotrice et de poids de muscles entre les souris myopathes et les souris saines dès 15 semaines d'âge.
Raffinement
Les nouveau-nés seront hébergés avec leurs parents jusqu'au sevrage avant d'être hébergés en groupe. Chaque cage sera enrichie avec des nids de chanvre. En cas de difficultés locomotrices des animaux, la nourriture sera placée dans la cage. Lors des mesures in situ, le stress et la douleur liés à la procédure seront éliminés par injection intrapéritonéale d'un mélange d'anesthésiants et d'analgésiques. Durant toute l'expérience, la température corporelle de l'animal sera maintenue à sa valeur basale au moyen d'une plaque et d'une lampe chauffante. Un contrôle visuel de sa respiration sera effectué. Les animaux seront pesés deux fois par semaine et observé quotidiennement pour vérifier que leur état ne se dégrade pas. Dès lors qu'une perte de poids est observée, les animaux seront alors pesés quotidiennement. L'animal sera sorti de sa cage par les mains du manipulateur disposées en coupe. Avant chaque test phénotypique, l'animal sera familiarisé avec le matériel pour minimiser son stress.
Choix des espèces
Les souris sont suffisamment semblables à l'homme physiologiquement pour être un bon modèle d'étude des maladies musculaires. Dans notre projet, par exemple, la mutation présente chez les souris provient d'une mutation spontanée d'une lignée murine récapitulant les principaux signes cliniques observés chez l'homme. Les souris seront utilisées entre 4 mois et 6 mois d'âge, i.e. adultes. Cet âge correspond à l'apparition des signes cliniques moteurs chez les souris déficientes en dysferline. Le phénotype dégénère progressivement tout au long de la vie de la souris, il est donc préférable de réaliser les tests phénotypiques le plus tôt possible afin de limiter l'angoisse animale.
Etude de l’effet de différentes molécules ciblant les récepteurs à peptide RFamide sur la modulation de la nociception chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
3 020 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, réparties entre deux établissements. Selon les protocoles, elles reçoivent des injections répétées et subissent des tests de douleur par immersion de la queue dans l'eau chaude, pression sur la queue, filaments de Von Frey ou plaque froide, certaines après une chirurgie de constriction d'un nerf, pour tester des molécules ciblant des récepteurs de l'hypersensibilité à la douleur. Le porteur décrit un abaissement du seuil douloureux, des inflammations aux points d'injection et de suture et des troubles de la locomotion et de l'alimentation. Il affirme que l'évaluation de la douleur n'est "réalisable que sur l'animal entier" et présente la souris comme "incontournable" en neurosciences.
Objectifs
La douleur chronique est un problème de santé publique majeur. Elle diminue la qualité de vie des patients et son traitement a un impact économique considérable. Bien que des progrès importants aient été réalisés dans la compréhension des mécanismes de la douleur, peu de progrès ont été faits dans le développement de nouveaux analgésiques. Dans le cadre d’une douleur modérée à sévère, les opiacés restent à ce jour le moyen le plus efficace de traiter ces douleurs. Par contre, leurs effets indésirables sont nombreux, dont notamment la tolérance analgésique caractérisée par une diminution au cours du temps de l’effet du traitement nécessitant une augmentation des doses pour soulager le patient. La prise chronique d’opiacés entraîne également le développement d’une hypersensibilité à la douleur. Il y a donc des points communs entre l’hypersensibilité induite par les opiacés et le développement de l’hypersensibilité induite par les douleurs chroniques. Nos résultats récents indiquent que les récepteurs à neuropeptides RFamide sont impliqués dans ces phénomènes. Ce projet est un projet de recherche préclinique qui vise à développer de nouvelles voies thérapeutiques analgésiques peu ou pas caractérisées jusqu'à présent. Pour ce faire, nous avons récemment identifié des composés capables de bloquer sélectivement ces récepteurs à neuropeptides RFamide impliqués dans l’hypersensibilité. L’évaluation de l’activité de ces molécules dans différents modèles de douleur chez la souris nous permettra de mieux comprendre le rôle de chaque récepteur dans la modulation de la perception de la douleur et le développement de l’hyperalgésie. Ainsi il nous sera possible d’envisager le développement de nouveaux traitements de la douleur plus sûrs et présentant moins d’effets secondaires que les traitements existants. Le même projet est déposé dans deux établissements utilisateurs pour des raisons de disponibilités d’équipements scientifiques dont le planning des utilisations n’est pas connu à ce jour. Toutefois, le nombre d’animaux annoncé : 3020, sera utilisé sur l’ensemble des deux établissements.
Bénéfices attendus
Dans l’ensemble, les résultats de ce projet, combinés aux résultats obtenus par l’approche génétique, permettront d’affiner le rôle de chacun de ces récepteurs à neuropeptides RFamide et de leurs ligands endogènes (molécules naturellement synthétisées par les neurones pouvant s’y fixer) dans la modulation de la nociception, c’est-à-dire de la perception de stimulus douloureux et dans le développement de l’hyperalgésie induite par les opiacés et les douleurs persistantes. Ils pourraient permettre à terme d’établir de nouvelles stratégies thérapeutiques pour le traitement de la douleur.
Procédures
Gestes techniques subit par animal selon la procédure et le groupe auquel il appartient : PE1 : Injection composé x5 (10 secondes) / 10 tests Tail Immersion Test (TIT) d’une durée de 30 secondes / 10 tests Tail Pressure test (TPT) d’une durée de 30 secondes PE2 : Injection é x20 (10 secondes) / 15 tests TIT d’une durée de 30 secondes / 15 tests TPT d’une durée de 30 secondes PE3 : Injection x5 (10 secondes) / 10 tests TIT d’une durée de 30 secondes / 10 tests TPT d’une durée de 30 secondes PE4 : Groupe 1 : Injection x6 (10 secondes) / 10 tests TIT d’une durée de 30 secondes / 10 tests TPT d’une durée de 30 secondes Groupe 2 : Injection x9 (10 secondes) / 14 tests TIT d’une durée de 30 secondes / 14 tests TPT d’une durée de 30 secondes PE5 : Groupe 1 : Chirurgie CCI (20 minutes) / Injection x10 (10 secondes) / 15 tests du Von Frey d’une durée de 20 minutes / 15 tests de la plaque froide d’une durée de 5 minutes Groupe 2 : Chirurgie CCI (20 minutes) / Injection x10 (10 secondes)/ 15 tests du Von Frey d’une durée de 20 minutes / 15 tests de la plaque froide d’une durée de 5 minutes PE6 : Chirurgie incisionnelle (5 minutes) / Injection (10 secondes) x7 / 10 tests du Von Frey d’une durée de 20 minutes / 10 tests du plantar d’une durée de 15 minutes PE7 : Groupe 1 : Injection ITH sous anesthésie générale gazeuse (10 minutes anesthésie comprise) / 11 tests TIT d’une durée de 30 secondes Groupe 2 : Injection ICV sous anesthésie générale gazeuse (10 minutes anesthésie comprise) / 11 tests TIT d’une durée de 30 secondes PE8 : Injection composé (10 secondes) x1 / Injection anesthésie générale x1 (10 secondes) / injection analgésie locale x1 (10 secondes) / Ouverture thoracique (30 secondes) / Prélèvement de sang (30 secondes) / Perfusion / Prélèvement du cerveau PE9 : Injection composé (10 secondes) x1 / Prélèvement sanguin sur animal vigile (30 secondes)
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pouvant apparaitre après application de nos procédures, sont l’abaissement du seuil douloureux, l’apparition d’inflammation / œdème / infection au niveau des points d’injection ou des sutures chirurgicales, comportements anormaux, problème de locomotion, d’alimentation. Nous pouvons aussi nous attendre à une amélioration du niveau de douleur pour les molécules qui s’avéreront efficaces.
Devenir
Les animaux sont mis à mort à l'issue de chaque procédure. Aucune réutilisation d'animaux n'est possible du fait de l'administration de substances pharmacologique et des modèles de douleur subit par les animaux qui mettraient en cause les résultats d'une nouvelle procédure si elle était réalisée.
Remplacement
Les molécules testées in vivo sont au préalable sélectionnées sur la base d’évaluations in vitro afin de déterminer leur affinité et leur activité sur le récepteur d'intérêt ainsi que leurs caractéristiques physicochimiques. Ces expériences permettent de limiter fortement le nombre de molécules à tester sur l'animal. Cependant l'évaluation de leurs effets sur la nociception n’est réalisable que sur l’animal entier ; il n’existe, à ce jour, pas de modèles in vitro permettant de réaliser ce travail. Nous avons choisi la souris pour pouvoir comparer les résultats obtenus avec le phénotype des souris knockout pour les différents récepteurs RFamide disponibles au laboratoire dans les mêmes modèles de douleur.
Réduction
En raison de la variabilité dans les différentes expériences prévues et de nos résultats antérieurs, le nombre d’animaux est limité à 10 par groupe afin d’obtenir des résultats statistiquement exploitables. L’évaluation préalable in vitro de nos molécules permet de réduire grandement le nombre de molécules à évaluer in vivo et par conséquent réduit également fortement le nombre d’animaux nécessaires pour leur évaluation. Les expériences seront menées sur les mâles et étendues aux femelles dans les modèles de douleur les plus pertinents.
Raffinement
Les animaux sont hébergés en cohorte, dans un milieu enrichi, et observés quotidiennement par l’expérimentateur, ou une personne compétente dans un établissement agréé de façon à maximiser leur confort et limiter une quelconque souffrance. Les souris sont habituées à l’expérimentateur et à l’expérimentation afin de limiter leur angoisse et le stress. Pour chacune des procédures, des points limites adaptés ont été définis selon les directives éthiques indiquées par l’association internationale pour l’étude de la douleur et après concertation auprès de la structure chargée du bien-être animal. Dès que cela est possible, les gestes douloureux sont réalisés sous anesthésie générale, accompagnées d’une analgésie locale et sur tapis chauffant afin d’améliorer le confort de l’animal. Le réveil se fait individuellement en cage propre sous lampe chauffante.
Choix des espèces
Les objectifs du projet consistent à étudier les effets de ligands des récepteurs RFamide sur l’hyperalgésie induite par les opiacées ou associée aux douleurs persistantes. Pour ce faire, il nous est indispensable de travailler sur un modèle entier et complexe prenant en compte les cascades de réactions, les voies de signalisation, la communication entre les organes afin d’être dans des conditions au plus proche de la complexité humaine. Le modèle murin présente une forte homologie structurale du cerveau avec l’Homme le rendant incontournable dans la recherche en neurosciences et notamment dans la compréhension des mécanismes de la douleur. En plus de sa proximité physiologique avec l’Homme, la souris possède également une forte homologie génétique faisant d’elle un bon modèle d’étude de la douleur. L’ensemble de nos expérimentations animales est réalisé sur des souris dont le fond génétique permet de visualiser au mieux le développement de l’hyperalgésie. Par ailleurs, c'est également ce fond génétique que nous avons utilisé pour générer des souris génétiquement modifiées pour les différents récepteurs RFamide, ce qui nous permettra de comparer les conséquences du blocage pharmacologique et génétique de ces différents récepteurs. A leur arrivée au laboratoire, les souris sont âgées de 6 semaines avec un poids allant de 25 à 30 grammes. Les animaux sont soumis aux procédures expérimentales à partir de 8 semaines, ce qui correspond à l’âge de la maturité sexuelle et à un développement complet du système nociceptif.
Evaluation de l’efficacité de l’injection de vecteurs thérapeutiques et de l’utilisation des ultrasons focalisés dans un modèle d’épilepsie néonatale liée au gène Kcnq2.
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
660 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Porteuses d'une mutation du gène Kcnq2 responsable d'une épilepsie, elles reçoivent dès un à cinq jours de vie des injections de vecteurs dans le cerveau, sous anesthésie par le froid pour les nouveau-nés, puis des ultrasons focalisés déclenchent des crises et des tests de comportement évaluent leur développement, avant la mise à mort pour prélever le cerveau. Le porteur indique que les crises spontanées peuvent conduire à la mort de l'animal et décrit la séparation précoce d'avec la mère. Il affirme que les cellules isolées ne reproduisent pas un "cerveau entier" et présente cette lignée comme le seul modèle disponible de la maladie.
Objectifs
Des variants pathogènes dans le gène KCNQ2 provoquent une épilepsie chez l'Homme. Cette épilepsie se manifeste par de fréquentes crises durant les tous premiers mois de vie (avant 3 mois) et est accompagnée d'une détérioration des fonctions cognitives et motrices. Actuellement, il n'existe pas de traitement et les anti-épileptiques classiques sont inefficaces. Nous étudions une souris modèle porteuse d'un variant récurrent du gène KCNQ2 qui reproduit les caractéristiques principales de la maladie humaine. Nous parlerons d'une souris mutée hétérozygote pour Kcnq2. Ce modèle est le premier (et le seul pour le moment) qui puisse permettre de mieux comprendre la pathophysiologie de la maladie et de tester des approches thérapeutiques. Le projet comporte la stabulation d'animaux à phénotype dommageable, leur traitement par injection de vecteurs thérapeutiques et l'évaluation de leur phénotype sur le plan des crises d'épilepsie et du comportement. Les vecteurs thérapeutiques seront délivrés dans le cerveau de souris mutées hétérozygotes pour Kcnq2 par des injections intracerébrales entre 1 et 5 jours post natal ou par voie veineuse dès 15 jours post-natal. L’injection des vecteurs thérapeutiques dès P15 sera couplée à l’utilisation de la technique de FUS (ultrasons) permettant de faciliter l'entrée des vecteurs dans le cerveau. Nous avons pour objectif d'identifier un traitement qui apportera un bénéfice en terme de neurodéveloppement. Si le traitement est efficace, nos souris modèles devront présenter moins de crise mais aussi avoir un neurodéveloppement le plus normal possible. Nous réaliserons des tests de comportement afin d'évaluer le neurodéveloppement de nos souris.
Bénéfices attendus
Ce projet devrait permettre d'évaluer l'efficacité de nouvelles thérapies dans un modèle unique d'encéphalopathie épileptique. Si un vecteur thérapeutique s'avère efficace pour diminuer les crises d'épilepsie et pour améliorer les déficits cognitifs dans le modèle, les résultats serviront de base à une demande d'essai clinique dans l'espèce humaine avec les neuropédiatres collaborateurs de notre équipe.
Procédures
Dans ce modèle de souris, les interventions sont : - biopsie auriculaire pour identification et génotypage (maximum 5 minutes)- anesthésie pour réalisation des injections thérapeutiques (maxiumum 20 minutes) - anesthésie pour pose de puce RFID (maximum 20 minutes) - induction des crises d'épilepsie par ultrasons (une seule sois, habituation de 30 minutes et soumission aux ultrasons de maximum 40 s) - des tests de comportement : apprentissage, mémorisation et préférence sociale (selon les tests de comportement, la durée varie entre 1h et plusieurs blocks sur une semaine) - anesthésie profonde terminale (l’injection dure moins de 2 minutes)
Impact sur les animaux
Dans ce modèle de souris, les effets indésirables sont: - crises épileptiques spontanées conduisant à la mort de l'animal - séparation de la mère pour les nouveau-nés et les animaux de 15 jours pour l'injection et l'implantation de la puce pour les P15 - anesthésie sur glace pour les nouveau-nés avant injection et tatouage de la patte et à l'isoflurane chez les animaux de 15 jours avant injection ou implantation de la puce d'identification et avant perfusion terminale - biopsie auriculaire à l’aide d’un biopsy punch pour les animaux de 13 jours - injections thérapeutiques réalisées sous anesthésie- déclenchement des crises d'épilepsie par ultrasons - stress lié aux tests comportementaux - stress lié à la contention pour les injections avant perfusion et euthanasie des animaux de 15 jours
Devenir
Les animaux sont conservés pendant la durée de l'expérimentation (traitement, évaluation des améliorations phénotypiques) puis mis à mort afin de prélever le cerveau pour réaliser des analyses immunohistologiques et biochimiques (transcriptomiques et protéomiques). D'autres organes tels que le foie seront également prélevés afin de réaliser des contrôles supplémentaires de notre expérimentation et dans le but de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Remplacement
Les épilepsies sont provoquées par des décharges inadaptées de cellules excitables en réseau. Les crises ainsi générées se traduisent, le plus souvent, par des mouvements anormaux. Pour étudier la pathologie dans toutes ses dimensions et espérer pouvoir produire des résultats qui seront transférables à l'espèce humaine, il est nécessaire d'avoir recours à un modèle animal car les cellules isolées ne récapitulent pas ce qui se passe dans un cerveau entier. Le gène Kcnq2 est très conservé entre la souris et l'Homme. Les tests phénotypiques sont bien développés dans cette espèce. Le modèle que nous utilisons est le premier et le seul disponible pour le moment pour cette pathologie. Avant que le modèle vivant ne soit utilisé, les vecteurs thérapeutiques candidats ont été testés sur des modèles cellulaires in vitro et dans des neurones dérivés de cellules souches pluripotentes induites. L'étude de l’impact d’un traitement par injection de vecteurs thérapeutiques sur les capacités d'apprentissage et de mémorisation ne peut être effectuée que sur l'animal vivant.
Réduction
Dans le but de permettre l’obtention de résultats significatifs à partir de nos recherches, chaque groupe de souris (traité ou placebo) doit être composé de 12 animaux. Avant que le modèle vivant ne soit utilisé, les vecteurs thérapeutiques candidats ont été testés sur des modèles cellulaires in vitro et dans des neurones dérivés de cellules souches pluripotentes induites. Par ailleurs nous prélevons le maximum d'organes (cerveau, foie, sang) sur la même souris afin de réduire le nombre d'animaux utilisé.
Raffinement
L'hébergement est adapté aux besoins physiques et physiologiques des animaux. Ils sont hébergés, au maximum par 5, dans des cages avec enrichissements (dôme et bandelettes de carton), eau et nourriture ad libitum. La température, la luminosité, l'environnement sonore et l'hygrométrie sont contrôlés. Les animaux sont hébergés dans une pièce avec peu de passage. Une affiche sera positionnée sur la porte indiquant le caractère sensible des souris, en particulier pour l'exposition sonore. Le personnel animalier et les utilisateurs seront formés et s’assureront de ne pas faire de bruit aux alentours des cages. La pièce de stabulation est directement située en face de la pièce d’expérimentation. Le change et le suivi seront réalisés par des personnes sensibilisées à la spécificité de cette lignée. La méthode d'administration du traitement la moins contraignante sera utilisée dans le cadre du respect de la douleur éventuelle et du stress de l’animal. Les crises d'épilepsie spontanées ou induites par les ultrasons durent quelques secondes et induisent généralement le décès de l'animal. Si la crise intervient en présence d'un expérimentateur, une stimulation des pattes et un massage du corps de l'animal permet de le sauver. La mère des nouveau-nés sera conditionnée aux manipulations et exposée aux odeurs qu’elle risque de rencontrer pendant 7 à 10 jours avant la procédure. Nous réalisons une anesthésie profonde des animaux avant les injections ou l'implantation de la puce. Pour les animaux nouveau-nés, nous profitons de l'anesthésie pour les identifier avec de l’encre sous une des pattes pour les différencier. Nous ferons le génotypage a posteriori sur prélèvement post-mortem afin de moins perturber les nouveau-nés et la mère. Les animaux de 15 jours injectés seront génotypés par prélèvement d’un morceau d’oreille à 13 jours qui permet de les marquer. Les animaux injectés à un stade ultérieur seront génotypés lors du sevrage. Nous instillerons un anesthésique local sur l'œil injecté et un gel oculaire sur l'autre cornée. La profondeur de l’anesthésie sera attestée par une respiration profonde et régulière, une absence de réflexe de retrait et palpébral chez les souris de 15 jours. Les tests de comportement présentent une phase d’habituation. Nous réalisons une anesthésie profonde ou euthanasie avant tout prélèvement de tissu
Choix des espèces
Les souris génétiquement modifiées sont un modèle qui permet de modéliser une pathologie humaine car il s'agit de mammifères disposant d'un répertoire génétique très similaire à celui de l'espèce humaine. La technologie de recombinaison homologue utilisée pour générer le modèle utilisé est parfaitement au point dans cette espèce et a permis de générer des centaines de modèles pertinents pour étudier les maladies humaines et pour développer des traitements spécifiques. Les injections de vecteurs thérapeutiques seront réalisées à différents stades : 2 groupes entre 1 et 15 jours post natal, deux groupes entre le sevrage et l'âge adulte - 1 à 5 jours post natal: pour un traitement en préventif - 15 jours post natal c’est-à-dire deux semaines avant l’apparition des premières crises - 30 jours post natal au moment des crises spontanées -90 jours post natal afin de voir si une injection tardive permet d’améliorer les capacités cognitives des souris